Взаимодействие синтетического поликатиона поли-(N-этил-4-винилпиридиний бромида) с модельными белково-липидными мембранами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.06, кандидат химических наук Козлова, Наталия Олеговна

• Козлова, Наталия Олеговна
• кандидат химических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат химических наук Козлова, Наталия Олеговна

1.ВВЕДЕНИЕ

2.ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

2.1. Структура и состав биологических мембран.

2.1.1. Состав биологических мембран.

2.1.2. Мембранные липиды.

2.1.3. Структурная организация липидов в смесях с водой

2.1.4. Мембранные белки.

2.1.5. Структура биологических мембран.

2.1.6. Латеральная диффузия липидов и белков в мембранах

2.1.7. Трансбислойная миграция липидов (флип-флоп).

2.1.8. Проницаемость липидных бислойных мембран.

2.1.9. Модельные мембранные системы.

2.1.10. Встраивание белков в липосомы.

2.2. Взаимодействие поликатионов с биологическими мембранами.

2.2.1. Биологические эфффекты поликатионов.

2.2.2.Влияние поликатионов на структуру отрицательно заряженных 29 липидных бислоев.

2.2.3. Изучение влияния поликатионов на структуру белок-содержащих 32 мембран.

2.2.4. Какие отрицательно заряженные компоненты клеточной 34 мембраны являются мишенью действия поликатиона?

2.3. Интерполиэлектролитные компексы.

2.3.1.Интерполиэлектролитные комплексы, образуемые 36 водорастворимыми белками и линейными полиэлектролитами

2.3.2. Комплексы, образованные полиэлектролитами и противоположно 39 заряженными липидными мембранами

2.4. Постановка задачи

3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

3.1. Материалы

3.2. Методы

3.2.1 Объекты исследования

3.2.1.1. Получение гидрофобизованного а-химотрипсина.

3.2.1.2 Липосомы. 49 3.2.2. Методы исследования

3.2.2.1. Изучение ферментативной активности модифицированного 54 белка в водном растворе и при встраивании в бислой липосом.

3.2.2.2. Равновесная гель-проникающая хроматография.

3.2.2.3 Флуоресцентные методы исследования

3.2.2.4.Изучение транспорта доксорубициначерез липосомальную 57 мембрану

3.2.2.5. Изучение транспорта малых ионов через мембрану липосом

3.2.2.6. Изучение латеральной сегрегации молекул белка на поверхности 59 протеолипосом при адсорбции поликатиона.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ 61 4.1.Получение белково-липидных везикул.

4.1.1. Модификация а-химотрипсина Ы-гидроксисукцинимидным эфиром стеариновой кислоты.

4.1.2. Влияние модификации а-химотрипсина стеароилъными 63 остатками на его свойства в водном растворе.

4.1.3. Получение белково-липидных везикул методом обработки 68 ультразвуком.

4.1.4. Локализация белка в протеолипосомах.

4.1.5. Влияние степени гидрофобизации белка на его встраивание в 71 мембрану липосом.

4.1. б. Модуляция каталитической активности модифицированного а- 72 химотрипсина при его встраивании в липидный бислой.

4.2. Взаимодействие липосом, содержащих модифицированный ОС- 76 химотрипсин, с синтетическим поликатионом поли-]Ч-этил-4-винилпиридиний бромидом (ПЭВП).

4.2.1. Связывание ПЭВП с белковыми молекулами, встроенными в 76 липидную бислойную мембрану.

4.2.2. Взаимодействие поликатиона со встроенным в липосомалъную 79 мембрану белком носит электростатический характер.

4.2.3. Влияние ПЭВП на каталитическую активность 80 гидрофобизованного а-химотрипсина, встроенного в липидную бислойную мембрану.

4.2.4. Встраивание стеароилированного а-химотрипсина в 81 отрицательно заряженные липосомы под действием ПЭВП.

4.2.5. Латеральная агрегация молекул белка на поверхности липосом 83 при адсорбции ПЭВП

4.2.6. Обратимость взаимодействия.

4.2.7. Конкуренция встроенного в липосомы белка и отрицательно 88 заряженных липидов за связывание с поликатионом.

4.3. Влияние поликатиона на проницаемость мембраны КЛ-липосом и 92 ротеолипосом.

4.3.1. Влияние синтетических поликатионов на транспорт 92 противоракового антибиотика доксорубицина через бислои, состоящие из ФХ и КЛ.

4.3.2. Влияние поли-(Ы-этил-4-винилпиридиний бромида) на транспорт 97 низкомолекулярных электролитов и доксорубицина через белково-липидную мембрану.

5.0БСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

5.1 .Факторы, определяющие эффективность взаимодействия модифицированного белка с мембраной липосом.

5.2. Модуляция каталитической активности модифицированного а- ЮЗ химотрипсина при его встраивании в липидный бислой.

5.3. Влияние поликатиона на функциональные свойства модифицированного а- Ю5 химотрипсина в водном растворе и после встраивания в мембрану липосом.

5.4. Конкуренция отрицательно заряженых белковых и липидных молекул, 107 встроенных в липосомалъную мембрану, за связывание с ПЭВП.

5.5. Влияние поликатионов на проницаемость отрицательно заряженных ц 0 липидных мембран.

6. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Взаимодействие синтетического поликатиона поли-(N-этил-4-винилпиридиний бромида) с модельными белково-липидными мембранами»

Изучение взаимодействия синтетических и природных полиэлектролитов с биологическими объектами привлекает большое внимание исследователей на протяжении уже 30 лет.

В первой половине 70-х годов был обнаружен эффект иммуномодулирующего действия синтетических полиэлектролитов. Совместное введение антигенов и макромолекул, способных к многоточечным кооперативным взаимодействиям с компонентами клеточной мембраны, приводило к усилению иммунного ответа клеток [1,2]. В связи с этим, был предложен принцип создания нового класса высокоэффективных искусственных иммуногенов и вакцин, представляющих собой конъюгаты белковых антигенов, гаптенов и полисахаридов с синтетическими линейными полиэлектролитами [2,3,4].

В последнее десятилетие повышенный интерес к биоактивности поликатионов вызван возможностью их использования для доставки генетического материала в клетки. В целом ряде работ было показано, что интерполиэлектролитные комплексы, образованные поликатионами и плазмидной ДНК (или олигонуклеотидами) эффективно проникают в клетки путем эндоцитоза как in vivo, так и in vitro [5-26]. При этом были использованы природные поликатионы, например, протамин [6]; и синтетические поликатионы различной природы: линейные гидрофильные (полилизин [6-9], полиэтиленимин [10-12], поли-М-этил-4-винилпиридиний бромид [13,14]), и имеющие боковые гидрофобные остатки (в частности, статистический сополимер поли-1Ч-этил-4-винилпиридиний бромида и поли-М-цетил-4-винилпиридиний бромида [13] и липополиамины [10,11]). Высокая трансфецирующая активность была обнаружена для дендримеров [15,16].

Одним из важных аспектов, исследуемых при изучении взаимодействия синтетических молекул с биологическими объектами, является цитотоксичность. В работе [12] изучали воздействие комплекса гена люциферазы с полиэтиленимином на клетки нескольких линий. Было показано, что заметная цитотоксичность таких комплексов проявлялась только при концентрациях, много превышающих концентрации, необходимые для оптимальной трансфекции.

С целью направленной доставки генетического материала в клетки, к поликатионам ковалентно присоединяют лиганд рецептора, расположенного на поверхности мембраны и специфического для данного типа клеток. В качестве таких лигандов могут выступать трансферрин, иммуноглобулины, лектины [6,7,17-21]. Так, конъюгат полилизина и инсулина был успешно использован для рецептор-опосредованного транспорта плазмид в эпителиальные клетки молочной железы овцы [21], на поверхности которых присутствуют инсулиновые рецепторы. При этом присутствие продукта экспрессии репортерного гена - люциферазы - регистрировали в молоке подопытных животных.

Существенно повышать эффективность трансфекции может конъюгирование поликатионов с вирусами и белковыми токсинами [22, 23].

В ряде случаев серьезной проблемой, возникающей при доставке олигонуклеотидов в клетки с помощью поликатионов, является невысокая растворимость образующихся интерполиэлектролитных комплексов в водных растворах. В качестве одного из способов решения этой проблемы было предложено использовать блок-сополимеры поликатионов с неионными водорастворимыми полимерами - полиэтиленоксидом (или блок сополимерами полиэтиленоксида и полипропиленоксида), обеспечивающими растворимость комплекса [24-26].

Активность поликатионов в качестве агентов для трансфекции клеток различается в зависимости от природы поликатионов. Причины этой зависимости в настоящее время дискутируются в литературе, однако пока не найдено убедительных доказательств гипотез, предлагаемых разными авторами [14, 27 ].

Таким образом, изучение поведения поликатионов при их контакте с биологическими объектами, в частности, с клеточными мембранами, представляется актуальной задачей. Адсорбция поликатионов на поверхности клеточных мембран приводит в ряде случаев к сильным физиологическим 5 эффектам. В связи с этим, не ослабевает интерес к исследованию закономерностей взаимодействия синтетических и природных полиэлектролитов с модельными мембранами. Моделирование различных аспектов взаимодействия полиэлектролитов с клетками при помощи простых систем может прояснить некоторые основные принципы взаимодействия поликатионов и полианионов с мембранами реальных клеток.

Заключение диссертации по теме «Высокомолекулярные соединения», Козлова, Наталия Олеговна

6. выводы.

1. Ацилирование а-химотрипсина остатками стеариновой кислоты придает ферменту способность прочно связываться с липидным бислоем. Эффективность связывания белка с липосомами определяется средним количеством остатков стеариновой кислоты, введенных на молекулу белка, и их взаимным расположением на поверхности белковой глобулы.

2. Модификация а-химотрипсина остатками стеариновой кислоты приводит к значительному увеличению константы Михаэлиса гидролиза низкомолекулярного специфического субстрата АТЕЕ в водном растворе. Встраивание гидрофобизованного фермента в липосомальную мембрану, построенную из электронейтрального липида приводит к повышению константы Михаэлиса вплоть до уровня, характерного для нативного белка в водном окружении.

3. Поли-(ТМ-этил-4-винилпиридиний бромид) способен адсорбироваться на поверхности белково-липидных везикул за счет электростатического взаимодействия с отрицательно заряженными группами белка. Взаимодействие поликатиона с модифицированным а-химотрипсином, встроенным в липидный бислой вызывает агрегацию белковых молекул на поверхности мембраны. Снижение содержания белка приводит к исчезновению этого эффекта. Адсорбция поликатиона не оказывает влияния на функциональные свойства белка.

4. Взаимодействие ПЭВП с отрицательно заряженными липидами на поверхности липосом существенно более эффективно, чем его взаимодействие с молекулами а-химотрипсина, встроенными в состав липосомальной мембраны.

5. Адсорбция поликатионов - поли-(Ы-этил-4-винилпиридиний бромида) и поли-Ь-лизина на поверхности двухкомпонентных липосом из нейтрального фосфатидилхолина и отрицательно заряженного кардиолипина, а также на поверхности протеолипосом, приводит к увеличению пассивной проницаемости мембраны по отношению к нейтральной форме доксорубицина за счет структурных изменений липидного бислоя. Этот эффект увеличивается с увеличением концентрации отрицательных зарядов на поверхности липидного бислоя.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Козлова, Наталия Олеговна, 2000 год

1. Kabanov V.A., Petrov R.V., and Khaitov R.M. / Artificial antigenes and vaccines based on non-natural polyelectrolytes // Sov. Sci. Rev. D, Physicochemical Biology, 1984, v.5, p. 277-322.

2. Петров P.B., Хаитов P.M. / Исскуствениые антигены и вакцины // М., Медицина, 1988.

3. Kabanov V.A. / Synthetic membrane active polyelectrolytes in design of artificial immunogenes and vaccines // Makromol. Chem., Macromol Symp. 1986, v.l, p.101-124.

4. Кабанов B.A., Петров P.В., Хаитов P.M. / Новый принцип создания искусственных иммуногенов // Журн. Всесоюз. Хим. об-ва им. Д.И.Менделеева, 1982, т. 27, №4, с. 417-424.

5. Thurnher М., Wagner Е., Clausen Н., Mechtler К., Rusconi S., Dinter А., Birnstiel M.L., Berger E.G., and Cotten M. / Carbohydrate receptor-mediated gene transfer to human T leukaemic cells // Glycobiology, 1994, v. 4, p. 429-435.

6. Wagner E., Zenke M., Cotten M., Beug H., Birnstiel M.L. / Transferrin-polycation conjugates as carriers for DNA uptake into cells // Proc. Natl. Acad. Sci., 1990, v. 89, p. 3410-3414.

7. Wu G.Y. and Wu C.H. / Receptor-mediated in vitro gene transformation by a soluble DNA carrier system // J. Biol. Chem., 1987, v. 262, p. 4429-4432.

8. Wu G.Y. and Wu C.H. / Receptor-mediated gene delivery and expression in vivo //J. Biol. Chem. 1988, v.263, p. 14621-14624.

9. Behr J.P. / Gene transfer with amino lipids and aminopolymers // С R Seances Soc. Biol. Fil., 1996, v. 190, p. 33-38.

10. Behr J.P., Demenix В., Loeffer J.-P., and J.Perez-Mutul / Efficient gene transfer into mammalian primary endocrine cells with lipopolyamine-coated DNA // Proc. Natl. Acad. Sci USA, 1989, v. 86, p. 6982-6986.

11. Kabanov A. V. / Taking polycation gene delivery systems from in vitro to in vivo // PSTT, 1999, v. 2, p.365-372.

12. Haensler J., Szoka F.C. Jr. / Polyamidoamine cascade polymers mediate efficient -transfection of cells in culture // Bioconjug. Chem., 1993, v. 4, p. 372-379.

13. Wagner E., Cotten M., Foisner R., and Birstein M.L. / Transferrin-polycation-DNA complexes: the effect of polycation on the structure of the complex and DNA delivery to cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, v. 88, p.4255-4259.

14. Perales J.C., Ferkol T., Molas M., and Hanson R.W. / An evaluation of receptor-mediated gene transfer using synthetic DNA-ligand complexes // Eur. J. Biochem., 1994, v. 226, p. 255-266.

15. Midoux P., Mendes C., Legrand A., Raimond J., Mayer R., Monsigny M., and Roche A.C. / Specific gene transfer mediated by lactosylated poly-L-lysine into hepatoma cells // Nucleic Acids Res., 1993, v.21, p. 871-878.

16. Rosenkranz A.A., Yachmenev S.V., Jans D.A., Serebryakova N.V., Muravev V.I., Peters R., Sobolev A.S. / Receptor-mediated endocytosis and nuclear transport of a transfecting DNA construct // Exp. Cell. Res., 1992, v. 199, p. 323-329.

17. Sobolev A.S., Rosenkranz A.A., Smirnova O.A., Nikitin V.A., Neugodova V.A., Naroditsky B.S., Shilov I.N., Shatski I.N., Ernst L.K. / Receptor-mediated transfection of murine and ovine mammary glands in vivo // J. Biol. Chem., 1998, v. 273, p.7928-7933.

18. Ivanova M.M., Rosenkranz A.A., Smirnova OA., Nikitin V.A., Sobolev A.S., Landa V., Naroditsky B.S., Ernst L.K. / Receptor-mediated transport of foreign DNA into preimplantation mammalian embrios // Mol. Reprod. Dev., 1999, v. 54, p. 112-120.

19. Zauner W., Blaas D., Kuechler E., Wagner E. / Rhinovirus-mediated endosomal release of transfection complexes // J. Virol., 1995, v. 69, p. 1085-1092.

20. Nguyen H.-K., Lemieux P., Vinogradov S., Gebhart C.L., Guerin N., Paradis G., Bronich T.K., Alakhov V., and Kabanov A. / Evaluation of polyether-polyethyleneimine graft copolymers as gene transfer agents // Gene Therapy, 1999, v.6, p. 1-13.

21. Choi Y.H., Liu F., Kim J.S., Choi Y.K. / Polyethylene glycol-grafted poly-l-lysine as polymeric gene carrier // J. Control. Release, 1998, v. 54, p. 39-48.

22. Ogris M., Steinlein P., Kursa M., Mechtler K., Kircheis R., and Wagner E. / The size of DNA/transferrin-PEI complexes is an important factor for gene expression in cultured cells // Gene Ther., 1998, v. 5, p. 1425-1433.

23. Gennis R.B. Biomembranes: Molecular Structure and Functions. New York, Springer-Verlag, 1989.

24. Marsh D. / General features of phospholipid phase transitions // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:2-3, p. 109-120.

25. Laggner P. and Kriechbaum M. / Phospholipid phase transitions: kinetics and structural mechanisms // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:2-3, p. 121-146.

26. Cevc G. / Isothermal lipid phase transitions // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:23, p. 293-308.

27. Knoll W., Schmidt G„ Rotzer H„ Henkel T., Pfeiffer W„ Sackmann E., MittlerNeher S., and Spinke J. / Lateral order in binary lipid alloys and its coupling to membrane functions. // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:2-3, p. 363-374.

28. New R.R. Liposomes: a practical approach. New-York, Oxford University Press, 1990.

29. Buldt G., Wohlgemuth R. / The headgroup conformation of phospholipids in membranes // J. Mernbr. Biol., 1981, v. 58, p. 81-100.

30. Marsh D. / Studies of membrane dynamics using nitroxide spin labels // Pure Appl. Chem., 1990, v. 62, p. 265-270.

31. Флори П. Статистическая механика цепных молекул. М., Мир, 1971, с. 25

32. Ferrarini A., Nordio P.L., Moro G.J., Crepeau R.H., Freed J.H. / A theoretical model of phospholipid dynamics in membranes // J. Chem. Phys., 1989, v. 91, p. 5707-5721.

33. Jariiak M.J., Small D.M., Shipley G.G. / Nature of the thermal pretransition of synthetic phospholipids: dimyristolyl- and dipalmitoyllecithin // Biochemistry, 1976, v. 15, p. 4575-4580.

34. Berde C.B., Andersen H.C., and Hudson B.S. / A theory of the effects of head-group structure and chain unsaturation on the chain melting transition of phospholipid dispersions // Biochemistry, 1980, v. 19, p. 4279-4293.

35. Dluhy R., Chowdhry В., Cannron. D. / Infrared characterization of conformational differences in the lamellar phases of l,3-dipalmitoyl-sn-glycero-2-phosphocholine. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v. 821, p. 437-444.

36. Hoppe J., Sebald W. / The proton conducting F0-part of bacterial ATP synthases // Biochim. Biophys. Acta, 1984, v. 768, p. 1-27.

37. Hall T.G., Bennet V. / Regulatory domains of erythrocyte ankyrin // J. Biol. Chem., 1987, v.262, p. 10537-10545.

38. Anderson R.A., Lovrien R.E. / Glycophorin is linked by band 4.1 protein to the human erythrocyte membrane skeleton // Nature, 1984, v.307, p.655-658.

39. Cheifetz S., Boggs J.M. Moskarello M.A. / Increase in vesicle permeability mediated by myelin basic protein: effect of phosphorylation of basic protein // Biochemistry, 1985, v.24, p. 5170-5175.

40. Takagaki Y., Radhakrishnam R., Wirtz K.W.A., and Khorana H.G. / The membrane-embedded segment of cytochrome b5 as studied by cross-linking with photoactivatable phospholipids. II. The nontransferable form. // J. Biol. Chem., 1983,258, p. 9136-9142.

41. Segrest J.P., Kahane T., Jackson R.L., and Marchesi V.T. / Major glycoprotein of the human erythrocyte membrane: evidence for an amphipathic molecular structure//Arch. Biochem. Biophys., 1973, v. 155, p. 167-183.

42. Fluhrer E., Burnham V.G., and Loew L.M. / Spectra, membrane binding, and potentiometric responses of new charge shift probes. // Biochemistry, 1985, v. 24:21, p. 5749-5755.

43. Henderson R., Unwin P.N.T. / Three-dimensional model of purple membrane obtained by electron microscopy // Nature, 1975, v. 257, p. 28-32.

44. Hantke K., and Braun V. / Covalent binding of lipid to protein: diglyceride and amide-linked fatty acid at the N-terminal end of the murein-lipoprotein of the E.coli outer membrane // Eur. J. Bioch., 1973, v.34, p.284-296.

45. Ferguson M.A.J., Low M.G., Cross G.A.M. / Glycosyl-sn-1,2-dimyristylphosphatidylinositol is covalently linked to Trypanosoma bracei variant surface glycoprotein. // J. Biol. Chem., 1985, v. 260, p. 1457414555.

46. Wieslander A., Rilfors L., Lindblom G. / Metabolic changes of membrane lipid composition in Acholeplasma laidlawii by hydrocarbons, alcohols, and detergents: arguments for effects on lipid packing// Biochemistry, 1986, 25, p. 7511-7517.

47. Caras I.W., Weddell G.N., Davitz M.A., Nussenzweig V., Martin D.W. / Signal for attachment of a phospholipid membrane anchor in decay accelerating factor // Science, 1987, v. 238, p. 1280-1283.

48. Epand R.M. / Biophysical studies of lipopeptide-membrane interactions // Biopolymers, 1997, v. 43, p. 15-24.

49. Sefton B.M., Buss J.E. / The covalent modification of eukaryotic proteins with lipid // J. Cell. Biol., 1987, v. 104, p. 1449-1453.

50. Masamoto K. / Dependence on surface pH and surface concentration of activity of microsime-bound arylsulfatase С and the surface charge density in the vicinity of the enzyme // J. Biochem., 1984, v.95, p.715-719.

51. Nelecz M.J., Zborowski J., Famulski K.S., Wojtczak L. / Effect of phospholipid composition of the surface potential of liposomes and the activity of enzymes incorporated into liposomes // Eur. J. Bioch., 1980, v. 112, p. 75-80.

52. Clancy R.M., Wissenberg A.R., Glasser M. / Use of phospholipase D to alter the surface charge of membranes and its effect on the enzymatic activity of D-{3-hydroxybutyrate dehydrogenase // Biochemistry, 1981, v.20, p.6060-6065.

53. Clancy R.M., McPherson L.H., Glasser M. / Effect of change in the phospholipid composition on the enzyme activity of D-P-hydroxybutyrate dehydrogenase in rat hepatocytes // Biochemistry, 1983, v.22, p.2358-2364.

54. Singer S.J. and Nicolson G.L. / The fluid mosaic model of the structure of cell membranes // Science, 1972, v. 175, p. 720-731.

55. Jacobson K. / Lateral diffusion in membranes // Cell motility, 1983, v.3, p.367-373.

56. Марголис Л.Б., Бергельсон Л.Д. Липосомы и их взаимодействие с клетками. М., Наука, 1981, с. 8-40.

57. Edidin M. Molecular motions and membrane organization as function of membrane structure. (J.B.Finean and R.H.Mishell, Eds.). New-York, Elsevier, 1981, p.37-82.

58. Saffman P.G. and Delbruk M. / Brownian motion in biological membranes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1975, v. 72, p. 3111-3113.

59. Jacobson К., Ishihara A., and Inman R. / Lateral diffusion of proteins in membranes // Annu. Rev. Physiol., 1987, v. 49, p. 163-175.

60. Saxton M.J. and Jaeobson K. / Single particle tracking application to membrane dinamics //Annu. Rev. Biophys. Biomolec. Struc., 1997, v. 26, p.373-99.

61. Sako Y. and Kusumi A. / Barriers for lateral diffusion of transferrin receptor in the plasma membrane as characterized by receptor dragging by laser tweezers: fence virus tether // J. Cell. Biol., 1995, v. 129, p. 1559-1574.

62. Kucik D.F., Elson E.L., and Sheetz M.P. / Weak Dependence of mobility of membrane proteins aggregates on aggregate size supports a viscous model of retardation of diffusion // Biophysical J., 1999, v. 76, p. 314-322.

63. Komberg R.D., McConnel H.M. / Inside-outside transitions of phospholipids in vesicle membranes//Biochemistry, 1971, 10, p. 1111-1120.

64. Ganong B.R., Bell R.M. / Transmembrane movement of phosphatidylglycerol and diacylglycerol sulfhydryl analogues // Biochemistry, 1984, v. 23, p. 4977-4983.

65. Barsukov L.I., Kulikov V.I., Bachmanova G.I. / Cytochrome P-450 facilitates phosphatidylcholine flip-flop in proteoliposomes // FEBS Lett., 1982, v. 144, p. 337-340.

66. Op den Kamp J.A. / Lipid asymmetry in membranes // Aim. Rev. Biochem., 1979, v. 48, p. 47-71.

67. Rothman J.E., Kennedy E.P. / Rapid transmembrane movement of newly synthesized phospholipids during membrane assembly // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, v. 74, p. 1820-1825.

68. Cullis P.R., de Kruijff B. / The polymorphic phase behaviour of phosphatidylethanolamines of natural and synthetic origin. A 31P NMR study. // Biochim. Biophys. Acta, 1978, v. 513, p. 31-42.

69. Котык А., ЯначекК. Мембранный транспорт. M., Мир, 1980, с. 188-197.

70. Miller D.M. / Evidence that interfacial transport is rate-limiting during passive cell membrane permeation. // Biochim. Biophys. Acta, 1991, v. 1065, p.75-81.

71. Diamond J.M., Katz Y. / Interpretation of nonelectrolyte partition coefficients between dimyristoyl lecithin and water // J. Membrane Biol., 1974, v. 17, p. 121154.

72. McDonald R.C. / Energetics of permeation of thin lipid membranes by ions // Biochim. Biophys. Acta, 1976, v. 448, p. 193-98.

73. Wilson M.A. and Pohorille A. / Mechanism of unassisted ion transport across membrane bilayers // J. Am. Chem. Soc., 1996, v. 118, p.6580-6587.

74. Hauser H., Oldany D., Phillips M.C. / Mechanisms of ion escape from phosphatidylcholine and phosphatidylserine single bilayer vesicles // Biochemistry, 1973, v. 12, p. 4507-4517.

75. Gutknecht J. / Proton/hydroxide conductance through lipid bilayer membranes // J. Membrane Biol., 1984, v.82, p. 105-112.

76. Perkins W.R., Cafiso D.S. / Characterization of H+/OH- currents in phospholipid vesicles // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v. 19, p.443-455.

77. Nagle J.F. / Theory of passive proton conductance in lipid bilayers // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v. 19, p.413-426.

78. Deamer D.W. / Proton permeation of lipid bilayers // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v,19,p.457-479.

79. Gutknecht J. Proton conductance through phospholipid bilayers: water wires or weak acids? // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v. 19, p.427-442

80. M.J.Jackson. Weak electrolyte transport across Biological membranes, General principles. In: Membrane physiology (ed.by Thomas Andreoli), New York and London, Plenum Medical Book, 1987, p.235-236.

81. Paola S., Volkov A.G., Van Hoek A.N., Haines T.H., and Deamer D.W. / Permeation of protones, Potassium Ions and small polar molecules through phospholipid bilayers as a function of membrane thickness // Biophys J., 1996, v. 70, p. 339-348.

82. Berclaz T., McConnel H.M. / Phase Equilibria in binary mixtures of dimyristoylphosphatidylcholine and cardiolipin // Biochemistry, 1981, v. 20, p. 6635-6640.

83. Marassi F., Djukic S., and Macdonald P. / Influence of lipid lateral distribution on the surface charge response of the phosphatidylcholine headgroup as detected using 2H nuclear magnetic resonance. // Biochim. Biophys. Acta, 1993, v. 1146, p. 219-228.

84. Huang C.-H. / Studies of phosphatidylcholine vesicles. Formation and physical characteristics // Biochemistry, 1969, v.8, p.344-351.

85. Takagaki Y., Radhakrishnan R., Cupta C.M., Wirtz K.W.A., and Khorana H.G. / The membrane-embedded segment of cytochrome b5 as studied by cross-linking with photoactivatable phospholipids // J. Biol. Chem., 1983, v.258, p.9128-9142.

86. Scotto A.W., Zakim D. / Reconstitution of membrane proteins: catalysis by cholesterol of insertion of integral membrane proteins into preformed lipid bilayers // Biochemistry, 1986, v.25, p. 1555-1561.

87. Dencher N.A. / Spontaneous transmembrane insertion of membrane proteins into lipid vesicles facilitated by short-chain lecithins // Biochemistry, 1986, v.25, p. 1195-1200.

88. Scotto A.W., Zakim D. / Reconstitution of membrane proteins. Spontaneous association of integral membrane proteins with preformed unilamellar lipid bilayers // Biochemistry, 1985, v.24, p.4066-4075.

89. Eytan G.D. / Use of liposomes for reconstitution of biological functions // Biochim. Biophys. Acta, 1982, v. 694, p. 185-202.

90. Casey R.P. / Membrane reconstitution of the energy-conserving enzymes of oxidative phosphorylation // Biochim. Biophys. Acta, 1984, v.768, p.319-347.

91. Sweet L.J., Wildren P.A., Spector A. A., and Pessin J.E. / Incorporation of the purified human placental insulin receptor into phospholipid vesicles. // Biochemistry, 1985, 24, p. 6571-6580.

92. Almog S., Kushnir T., Nir S., and Lichtenberg D. / Kinetic and structural aspects of reconstitution of phosphatidylcholine vesicles by dilution of phosphatidylcholine-sodium cholate mixed micelles // Biochemistry, 1986, v.25, p.2597-2605.

93. Ueno M., Tanford C., and Reynolds J.A. / Phospholipid vesicle formation using nonionic detergents with low monomer solubility. Kinetic factors determine vesicle size and permeability // Biochemistry, 1984, v.23, p.3070-3076.

94. Enoch H.G. and Stritmatter P. / Formation and properties of 1000-A-diameter, single-bilayer phospholipid vesicles // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979, v. 76, p. 145-149.

95. Allen T.M., Romans A.Y., Kercret H., and Segrest J.P. / Detergent removal during membrane reconstitution // Biochim. Biophys. Acta, 1980, v. 601, p. 328342.

96. Aimer B.M. / Interaction of (Na+ + K+)-ATPase with artificial membranes. I. Formation and structure of (Na+ + K+)-ATPase-liposomes. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v. 822, p. 319-334.

97. Carroll R.C. and Racker E. / Preparation and characterization of cytochrome c oxidase vesicles with high respiratory control // J. Biol. Chem., 1977, v. 252, p. 6981-6990.

98. Grover A.K., Slotboom A.J., de Haas G.H., and Hammes G.G. / Lipid specificity of beta-hydroxybutyrate dehydrogenase activation // J. Biol. Chem., 1975, v. 250, p. 31-38.

99. Coakley W.T., Heweison L.A., and Tilley D. / Interfacial instability and the agglutination of erythrocytes by polylysine // Eur. Biophys. J., 1985, 13, p. 123130. •

100. Hewison L.A., Coakley W.T., and Meyer H.W. / Spatially periodic discrete contact regions in polylysine-induced erythrocyte-yeast adhesion. // Cell Biophys., 1988, v. 13, p. 151-157.

101. Dwyer D.M. / Cell surface saccharides of Trypanosoma lewisi. I. Polycation-induced cell agglutination and fine-structure cytochemistry. // J. Cell Sci., 1975, 19, p. 621-644.

102. Yaroslavov A.A., Koulkov V.Ye., Yaroslavova E.G., Ignatiev M.O., Kabanov V.A., and Menger F.M. / Competitive interactions in negatively charged liposome-polycation-polyanion ternary system // Langmuir, 1998, 14, p. 59996004.

103. Kabanov V.A., Yaroslavov A.A., Sukhishvili S.A. // J. Controlled Release, 1996, v. 39, p. 173-182.

104. Yaroslavov A.A., Koulkov V.Ye., Polynsky A.S., Baibakov B.A., and Kabanov V.A. / A polycation causes migration of negatively charged phospholipids from the inner to outer leaflet of the liposomal membrane. // FEBS Lett., 1994, v. 340, p. 121-126.

105. Hancock R.E. / The bacterial outer membrane as a drug barrier. // Trends Microbiol., 1997, v. 5, p. 37-42.

106. Santini M.T., Cametti £., Indovina P.L., Morelli G., and Donelli G. / Polylysine induces changes in membrane electrical properties of K562 cells. // J. Biomed. Mater. Res., 1997, v. 35, p. 165-174.

107. Schneeman R., Krogmann D.W. / Polycation interactions with spinach ferredoxin-nicotinamide adenine dinucleotide phosphate reductase // J. Biol. Chem., 1975, v. 250, p. 4965-4971.

108. Rink T., Bartel H., Jung G., Bannwarth W., and Boheim G. / Effects of polycations on ion channels formed by neutral and negatively charged alamethicins. // Eur. Biophys. J., 1994, v. 23, p. 155-165.

109. Sachs J.R. / Soluble polycations and cationic amphiphiles inhibit volumesensitive K-Cl cotransport in human red cell ghosts // Am. J. Physiol., 1994, v.266, p. C997-C1005.

110. McEwan G.T.A., Jepson M.A., Hirst B.H., Simmons N.L. / Polycation-induced enhancement of epithelial paracellular permeability is independent of toghtjunctional characteristics// Biochim. Biophys. Acta, 1993, v. 1148, p.51-60.

111. Peterson M.W., Gruenhaupt D. / Protamine increases the permeability of cultured epithelial monolayers // J. Appl. Physiol., 1990, v.68, p.220-227.

112. Peterson M.W., Gruenhaupt D. / Protamine interaction with the epithelial cell surface //J.Appl. Physiol., 1992, v.72, p.236-241.

113. Uchida D.A., Irvin C.G., Ballowe C., Larsen G., Cott G.R. / Cationic proteins increase the permeability of cultured rabbit tracheal epithelial cells: modification by heparin and extracellular calcium // Exp. Lung. Res., 1996, v.22, p.85-99.

114. Elferink J.G., Deierkauf M. / Permeabilization and calcium-dependent activation of rabbit polymorphonuclear leukocytes by poly-L-arginine. // Inflammation, 1989, v. 13, p. 285-294

115. Katsu T., Yoshimura S., and Fujita Y. / Increases in permeability of Escherichia coli outer membrane induced by polycations // FEBS Lett., 1984, v. 166, p. 175-178.

116. Vaara M. / Agents that increase the permeability of the outer membrane // Microbiol. Rev., 1992, v. 56:3, pp.395-411.

117. Hammes M., Singh A. / Effect of polycations on permeability of glomerular epithelial cell monolayers to albumin // J. Lab. Clin. Med., 1994, v. 123, p. 437446.

118. Vehaskari V.M., Root E.R, Germuth F.G. Jr., and Robson A.M. / Glomerular charge and urinary protein excretion: effects of systemic and intrarenal polycation infusion in the rat // Kidney Int., 1982, v. 22, p. 127-135.

119. Hunsicker L.G., Bertolatus J. A. / Charged compounds of the glomerular filter and their role in normal and disordered permselectivity. // Artif. Organs, 1987, v. 11, p. 468-477.

120. Hunsicker L.G., Shearer T.P., Shaffer S.J. / Acute reversible proteinuria induced by infusion of the polycation hexadimethrine // Kidney Int., 1981, v. 20, p. 7-17.

121. Andrews P.M., Bates S.B. / Dose-dependent movement of cationic molecules across the glomerular wall. // Anat. Rec., 1985, v.212, p. 223-231.

122. Bertolatus J.A., Abuyousef M., Hunsicker L.G. / Glomerular sieving of high molecular weight proteins in proteinuric rats. // Kidney Int., 1987, v. 31, p. 12571266.

123. Wang Z., Liu Z., Zhang X., Tan J. / Changes in glomerular polyanions and ultrastructure induced by protamine in rats // Hua Hsi I Ko Ta Hsueh Hsueh Pao, 1992, v. 23, p. 272-275.

124. Ярославов А.А., Кученкова О.Е., Ярославова Е.Г., Кабанов В.А./ О кардинальном различии во взаимодействии отрицательно заряженных липосом с полилизином и поли-Ы-этил-4-винилпиридиний бромидом // Доклады Акад.Наук, 1997, 354, с. 350-352

125. Ikeda Т., Yamaguchi Н., Tazuke S. / Phase separation in phospholipid bilayers induced by biologically active polycations // Biochim. Biophys. Acta, 1990, v. 1026, p. 105-112.

126. Yaroslavov A.A., Efimova A.A., Lobyshev Y.I., Ermakov Y.A., and Kabanov V.A. / Reversibility of structural rearrangements in lipid membranes induced by adsorption-desorption of a polycation // Membr. Cell. Biol., 1997, v. 10, p. 683688.

127. Galla H.-J., Sackmann E. / Chemically induced lipid phase separation in model membranes containing charged lipids: a spin label study. // Biochim. Biophys. Acta, 1975, v. 401, p. 509-529.

128. Carrier D., Dufourcq J., Faucon J.-F., Pezolet M. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v. 820, p. 131-139.

129. Carrier D., Pezolet M. / Investigation of polylysine-dipalmitoylphosphatidylglycerol interactions in model membranes. // Biochemistry, 1986, v. 25, p. 4167-4174.

130. V.A.Kabanov, A.A.Yaroslavov, S.A.Sukhishvili / Interaction of polyions with cell-mimetic species: physico-chemical and biomedical aspects // .Controlled Release, 1996, 39, p. 173-189.

131. Clague M.J., Cherry R.J. / A comparative study of band 3 aggregation in erythrocyte membranes by melittin and other cationic agents. // Biochim. Biophys. Acta, 1989, v. 980, p. 93-99.

132. Schindler M., Koppel D.E., Sheetz M.P. / Modulation of membrane protein lateral mobility by polyphosphates and polyamines // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1980, v.77, p. 1457-1461.

133. Elgsaeter A., Shotton D.M., Branton D. / Intramembrane particle aggregation in erythrocyte ghosts. II. The influence of spectrin aggregation // Biochim. Biophys. Acta, 1976, v. 426, p. 101-122.

134. Ohno H., Shimidzu N., Tsuchida E., Sasakawa S., Honda K. / Fluorescence polarization study of membrane fluidity of human erithrocyte ghosts indused by synthetic water-soluble polymers // Biochim. Biophys. Acta, 1981, v. 649, p. 221-228.

135. Morgan D.M., LarvinV.L., Pearson J.D. / Biochemical characterisation of polycation-induced cytotoxicity to human vascular endothelial cells // J. Cell. Sei., 1989, v. 94, p. 553-559.

136. Needham L„ Hellewell P.G., Williams T.J., Gordon J.L. / Endothelial functional responses and increased vascular permeability induced by polycations. // Lab. Invest., 1988, v. 59, p. 538-548.

137. Mislick K.A., Baldeschwieler J.D. / Evidence for the role of proteoglicanes in cation-mediated gene transfer// Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1996, v. 93, p. 1234912354.

138. Philipp B., Dautzenberg H., Linow K.-J., Kotz J., Dawidoff W. / Polyectrolyte Complexes Recent Developments and Open Problems // Prog. Polym. Sei., 1989, v. 14, p. 91-172.

139. Кабанов В.А. / Фнзикохимические основы и перспективы использования растворимых интерполиэлектролитных комплексов // Высокомолек. Соед., 1994, т. 36, с. 183-197.

140. Koetz J., Koepke Н., Schmidt-Naake G., Zarras P., and Vogl O. / Polyanion-polycation complex formation as a function of the position of the functional groups // Polymer, 1996, v.37, p.2775-2781.

141. Schubert.M, Franklin E.G. / Interaction in Solution of Lysozyme with Chondrotin Sulfate and its Parent Proteinpolysaccharide // J. Am. Chem. Soc., 1961, v. 83, p. 2920.

142. Dubin P.L., Ross T.D., Sharma I., Yegerlehner B.E. // ASC symposium, 1987, v. 342, c. 162-169.

143. Кабанов B.A., Мустафев М.И., Гончаров В.В. / Растворимые комплексы бычьего сывороточного альбумина с поли-4-винилпиридиниевыми поликатионами, содержащими N-цетильные боковые радикалы // Высокомолек. Соед., 1981, т. А23, с. 255-260.

144. Изумрудов В.А., Зезин А.Б., Кабанов В.А. / Кинетика макромолекулярного обмена в растворах комплексов белков с полиэлектролитами//ДАН СССР, 1986, т.291, с. 1150-1154.

145. Изумрудов В.А., Бакеев К.Н., Зезин А.Б., Кабанов В.А. / О влиянии плотности заряда полигона на скорость интерполиэлектролитных реакций.// ДАН СССР, 1986, т. 286, с. 1442-1445.

146. Стрельцова 3.А. Дисс. канд. хим. наук, М., 1975, с. 143.

147. Мустафев М.И., Царева А.Е., Евдаков В.П. / Взаимодействие поли-4-винилпиридина с сывороточным альбумином в кислых средах // Высокомолек. Соед., 1975, т. А17, с. 2226-2230.

148. Сухишвили С.А., Николайчик Д.В., Полинский А.С., Ярославов А.А., Чечик О.С., Кабанов В.А. //Иммунология, 1989, №2, с.82-84.

149. Кабанов В.А., Евдаков В.П., Мустафаев М.И., Антипина А.Д. / Кооперативное связывание сывороточного альбумина с кватернизованными поли-4-винилпиридинами и структура образующихся комплексов.// Молек. биол., 1977, т. 11, с. 582-597

150. Kabanov V.A., Zezin A.B., Rogacheva V.B., Grishina N.V., and Goethals E.J / Properties of polyelectrolyte complexes containing poly(N-tret-butylaziridine). // Macromol. Chem., 1986, v. 187, p. 1151-1158.

151. Tsang Y., Thompson Т.Е. / The use of Combined Schlieren and Adsorption Optics in an Electrophoretic Study of the Reversibly Interacting System Dextran Sulfate Carboxyhemoglobin // J. Phys. Chem., 1965, v. 69, p. 4242-4249.

152. Hofstee B.H. / Solubility and Composition of Protein-Deoxiribonucleic Acid Complexes // Biochim. Biophys. Acta, 1964, v.91, p. 340-343.

153. Изумрудов B.A., Зезин А.Б., Кабанов B.A. / Макромолекулярный обмен в растворах комплексов глобулярных белков с неприродными полиэлектролитами // ДАН СССР (физ. химия), 1984, т.275, с. 1120-1123.

154. Гладилин А.К., Левашов А.В. / Катализ надмолекулярными фермент-полимерными комплексами (ассоциатами) в органических средах // Успехи биологической химии, 1996, т.36, с. 141-161.

155. Margolin A.L., Izumrudov V.A., Svedas V.K., Zezin A.B., Kabanov V.A., Berezin I.V. / Preparation and properties of penicillin amidase immobilized in polyelectrolyte complexes. // Biochim. Biophys. Acta, 1981, v. 660, p. 359-365.

156. Изумрудов B.A., Марголин А.Л., Шерстюк С.Ф., Швядас В.К., Зезин А.Б., Кабанов В.А. / Свойства нестехиометричных полиэлектролитных комплексов, содержащих ферменты // ДАН СССР СССР (физ. химия), 1983, т.269, с. 631-634.

157. Margolin A.L., Sherstjuk S.F., Izuimudov V.A., Svedas V.K., Zezin A.B., Kabanov V.A. / Enzymes in polyelectrolyte complexes. The effect of phase transition on thermal stability // Eur. J. Biochem., 1985, v. 146, p. 625-632.

158. Кабанов B.A., Зезин А.Б., Изумрудов B.A. / Синтетические полиэлектролиты как регуляторы ферментативных реакций // Итоги науки и техники, сер. Биотехнология, 1987, т. 4, с. 159-198.

159. Zezin А.В., Izumrudov V.A., Kabanov V.A. / Interpolyelectrolyte Complexes as a New Family of Enzyme Carriers // Makromol. Chem. Makromol. Symp., 1989, v. 26, p. 249-264.

160. Linse P. / Adsorption of weakly charged polyelectrolytes at oppositely charged surfaces // Macromolecules, 1996, v.29, p.326-336.

161. Borukhov 1., Andelman D., and Orland H. / Scaling laws of polyelectrolyte adsorption // Macromolecules, 1998, v.31, p. 1665-1671.

162. Vermeer A.W.P., Leermakers F.A.M., Koopal L.K. / Adsorption of weak polyelectrolytes on surfaces with a variable charge. Self-consistent-field calculations // Langmuir, 1997, v. 13, p.4413-4421.

163. Talingting M.R., Ma Y., Simmons C., and Webber S.E./ Adsorption of cationic polymer micelles on polyelectrolyte-modified surfaces // Langmuir, 2000, v. 16, p.862-865.

164. Yaroslavov A.A., Koulkov V.Ye., Yaroslavova E.G., Ignatiev M.O., Kabanov V.A. / Competitive interactions in negatively charged liposomes polycation - polyanion ternary systems // Langmuir, 1998, 14, p.5999-6004.

165. V.Vigneaud, C.E.Meyer / The racemization of aminoacids in aqueous solution by acetic anhydride // J. Biol. Chem., 1932, v. 98, p. 305.

166. Торчшшн В.П., Клибанов А.Л. / Способ улучшения связывания гидрофильного белка с липосомами // Биоорган. Химия, 1980, т.6, с.791-793.

167. Huang A., Tsao Y.-S., Kennel S.J., and Huang L. / Characterization of antibody covalently coupled to liposomes // Biochim. Biophys. Acta, 1982, v. 716, p. 140-150.

168. Birktoft J.J. and Blow D.M. / Structure of crystalline -chymotrypsin. V. The atomic structure of tosyl-chymotrypsin at 2 A resolution // J. Mol. Biol., 1972, v. 68, p. 187-240.

169. Fields R. / The measurement of amino groups in proteins and peptides. // Biochem. J., 1971, v. 124, p. 581-590.

170. Schombaum G.R., Zerner В., Bender M. / The Spectrophotometric Determination of the Operational Normality of an a-Chymotrypsin Solution // J. Biol. Chem., 1961, v. 236, p. 2930-2938.

171. Levilliers, N., Peron-Renner, M. and Pudles, J. (1974) In: Bayer-Symposium V «Proteinase Inhibitors», Springer-Verlag, p. 432-444.

172. Hummel J.P., Dreyer W.J. / Measurement of Protein-binding Phenomena by Gel Filtration // Biochim Biophys. Acta, 1962, v. 63, p. 530.

173. Lehrer S.S. / Solute perturbation of protein fluorescence. The quenching of the tryptophyl fluorescence of model compounds and of lysozyme by iodide ion. // Biochemistry, 1971, v. 10, p. 3254-3262.

174. Aiyer R.A. / Structural characterization of insulin receptors. II. Subunit composition of receptors from turkey erythrocytes // J. Biol. Chem., 1983, v. 25, p. 15000-15003.

175. Damerval C. // Electrophoresis, 1987, v. 8, p. 158-159.

176. Torchilin, V.P., OmePyanenko, V.G., Klibanov, A.L., Mikhailov, A.I., Gol'danskii, V.I. and Smirnov, V.N. / Incorporation of hydrophilic protein modified with hydrophobic agent into liposome membrane // Biochim. Biophys. Acta, 1980, v. 602, p. 511-521.

177. Ando Y., Inoue M., Utsumi T., Morino Y., and Araki S. / Synthesis of acylated SOD derivatives which bind to the biomembrane lipid surface and dismutate extracellular superoxide radicals // FEBS Lett., 1988, v. 240, p. 216220.

178. Means G. E. and Feeney R.E. Chemical Modification of Proteins. San Francisco, Holden-Day, 1971.

179. Kabanov A.V., Levashov, A.V. and Martinek, K. (1986) Vestnik MGU, Ser. Chimiya (in Russian) v. 27, 591-594.

180. Pshezhetsky, A.V., Kabanov, A.V., Klyachko , N.L., Berezin , I.V , Martinek, K. and Levashov, A.V. // Doklady Biochemistry (English edition), 1988, v. 328, p. 44-46.

181. Lakowicz J.R. Principles of fluorescence spectroscopy. New-York, Plenum Press, 1983.

182. Kabanov A.V., Nametkin S.N., Levashov A.V. and Martinek K. // Biol. Membr. (in Russian), 1985, v. 2, c. 985-995.

183. Peitzsch R.M., McLaughlin S. / Binding of acylated peptides and fatty acids to phospholipid vesicles: pertinence to myristoylated proteins // Biochemistry, 1993, v. 32, p. 10436-10443.

184. Shahinian S., Silvius J.R. / Doubly-lipid-modified protein sequence motifs exhibit long-lived anchorage to lipid bilayer membranes // Biochemistry, 1995, v. 34, p. 3813-3822.

185. Takahashi D., Kubota Yu., Kokai K., Izumi T., Hirata M., Kokufuta E. / Effects of surface charge distribution of proteins in their complexation with polyelectrolytes in an aqueous salt-free system // Langmuir, 2000, v. 16, p.3133-3140.