Влияние поли-L-лизина на функционирование грамицидиновых ионных каналов в липидных мембранах тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.06, кандидат химических наук Крылов, Андрей Владимирович

• Крылов, Андрей Владимирович
• кандидат химических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат химических наук Крылов, Андрей Владимирович

ВВЕДЕНИЕ.

1. Взаимодействие полимеров с модельными и клеточными мембранами.

1.1. Адсорбция полипептидов на БЛМ.

1.2. Фазовое разделение в БЛМ, индуцированное адсорбцией полиэлектролитов.

1.3. Взаимодействие поликатионов с ионными каналами в БЛМ.

2. Ионный канал грамицидина А в бислойных липидных мембранах. Факторы, влияющие на его функционирование.

2.1. Структура канала грамицидина А.

2.2. Факторы, влияющие на функционирование канала грамицидина.

2.3. Роль триптофановых остатков молекулы грамицидина в ориентации и функционировании канала.

3. Фотодинамическое воздействие на природные и искусственные мембраны.

3.1. Повреждение ионных каналов при ФДВ.

3.2. Изучение повреждения канала грамицидина А, вызванного ультрафиолетовым и ионизирующим излучением, а также фотодинамическим воздействием.

3.3. Изучение кинетики формирования-распада канала грамицидина методом сенсибилизированной фотоинактивации.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Используемые материалы.

1.1. Фосфолипиды.

1.2. Полимеры.

1.3. Каналоформеры.

1.4. Фотосенсибилизаторы.

1.5. Буферные растворы.

2. Ячейки и электроды.

3. Формирование мембран.

4. Источники света.

5. Измерение проводимости мембраны при постоянном потенциале.

6. Измерение граничных потенциалов методом компенсации внутримембранного поля.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

1. Взаимодействие полилизина с плоскими липидными мембранами.

2. Влияние полилизина на проводимость мембран, содержащих грамицидин.

3. Изучение свойств ионных каналов грамицидина и его производных методом сенсибилизированной фотоинактивации.

4. Образование обогащенных О-пиромеллитилграмицидином доменов при адсорбции полилизина на БЛМ.

5. Взаимодействие полилизинов разной молекулярной массы с О-пиромеллитилграмицидином, встроенным в БЛМ.

6. Конкурентные взаимодействия в системе БЛМ - каналоформер -поликатион.

7. Биэкспоненциальный характер кинетики фото инактивации. 88 ВЫВОДЫ. 93 СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние поли-L-лизина на функционирование грамицидиновых ионных каналов в липидных мембранах»

В последнее время синтетические полиэлектролиты находят все большее применение в различных областях медицины и биологии. Это заставляет обратиться к исследованию их поведения в биологическом окружении и, в первую очередь, к изучению механизмов их взаимодействия с клетками и модельными системами, среди которых широкое распространение получили бислойные липидные мембраны (БЛМ). Известно, что клетки несут суммарный отрицательный поверхностный заряд. Поэтому наибольший интерес вызывает исследование взаимодействия отрицательно заряженных БЛМ с поликатионами.

Показано [1-3], что адсорбция синтетических поликатионов на отрицательно заряженных БЛМ может сопровождаться увеличением температуры фазового перехода липидного бислоя, латеральной сегрегацией и трансбислойной миграцией липидов, а также увеличением проницаемости мембраны по отношению к неорганическим ионам. Полученные результаты представляют интерес с точки зрения прогнозирования возможных последствий контакта поликатионов с клеточной поверхностью.

Вместе с тем известно, что клеточная мембрана наряду с липидами содержит большое количество (до 60 вес.%) разнообразных по составу и свойствам белков. Адсорбция поликатионов на поверхности клеток может влиять на функционирование мембранных белков и, в частности, тех, которые ответственны за ионный транспорт. Ионные каналы играют существенную роль в жизнедеятельности клеток. Функционирование ионных каналов лежит в основе выполнения клетками важнейших биологических функций, таких как проведение нервного возбуждения, мышечное сокращение, зрительная рецепция, гормональная регуляция. Несмотря на очевидную важность этого вопроса, к настоящему времени известно ограниченное число работ, посвященных исследованию влияния поликатионов на свойства ионных каналов. Имеющаяся 4 информация носит описательный и отрывочный характер, что не позволяет сделать выводы о механизме воздействия поликатионов на функционирование ионных каналов.

Цель настоящей работы состояла в изучении влияния катионного полипептида поли-1-лизина на функционирование встроенных в БЛМ природных каналообразующих пептидов грамицидинового ряда. В работе исследованы: влияние полилизина на интегральную проводимость БЛМ, индуцированную нейтральным грамицидином Р и отрицательно заряженным О-пиромеллитил грамицидином; влияние полилизина на кинетику фотоинактивации пиромеллитилграмицидиновых каналов в БЛМ; реакции конкурентного взаимодействия, протекающие в тройной системе полилизин — грамицидин — БЛМ.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Заключение диссертации по теме «Высокомолекулярные соединения», Крылов, Андрей Владимирович

ВЫВОДЫ.

1. Исследовано взаимодействие катионного полипептида поли-1-лизина с бислойными липидными мембранами (БЛМ), содержащими встроенные молекулы нейтрального грамицидина й или отрицательно заряженного О-пиромеллитилграмицидина (Пгр). Показано, что полилизин не взаимодействует с нейтральной БЛМ. Добавление полилизина к отрицательно заряженной БЛМ приводит к его адсорбции на мембране.

2. Показано, что полилизин не влияет на кинетику фотоинактивации ионных каналов, сформированных нейтральным грамицидином О. В то же время полилизин оказывает существенное влияние на кинетику фотоинактивации каналов, сформированных отрицательно заряженным Пгр: добавление возрастающих концентраций полилизина приводит вначале к росту, а потом уменьшению характерного времени фотоинактивации (ХВФ) Пгр.

3. Увеличение ионной силы раствора, введение дополнительных отрицательно заряженных липидов в мембрану и снижение молекулярной массы полилизина снижают эффективность взаимодействия полилизина с молекулами Пгр и понижают влияние полилизина на кинетику фотоинактивации Пгр каналов. Полианионы полностью вытесняют адсорбированный полилизин с поверхности БЛМ и восстанавливают кинетические свойства Пгр каналов.

4. Предложен механизм взаимодействия полилизина с БЛМ, содержащей молекулы Пгр. Адсорбция полилизина на БЛМ, обусловленная электростатическим взаимодействием звеньев поликатиона и карбоксильных групп Пгр, сопровождается фазовым разделением в мембране и образованием доменов, обогащенных Пгр, в которых латеральная и вращательная подвижность молекул Пгр резко ограничена. Это является причиной стабилизации проводящего состояния Пгр при низких и промежуточных концентрациях полилизина. Дальнейшая адсорбция полилизина приводит к увеличению доли

94 звеньев, сосредоточенных в петлях и хвостах адсорбированных макромолекул. Это сопровождается изменением состава доменов (их разрыхлением) и уменьшением ХВФ.

5. При низких и высоких концентрациях полилизина кинетика фотоинактивации Пгр адекватно описывается моноэкспоненциальной зависимостью, что соответствует присутствию в мембране Пгр в виде одиночных каналов и формы, включенной в образование доменов, соответственно. При промежуточных концентрациях полилизина кинетика фотоинактивации описывается суммой двух экспонент. Быстрая мода с низким ХВФ соответствует диссоциации одиночных каналов Пгр, медленная мода с высоким ХВФ — распаду каналов Пгр, включенных в доменную фазу.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Крылов, Андрей Владимирович, 2000 год

1. Galla H.J., Sackmann Е. (1975) Chemically induced lipid phase separation in model membranes containing charged lipids: a spin label study. Biochim BiophysActa, 401(3), 509-529.

2. Hartmann W., Galla H.J. (1978) Binding of polylysine to charged bilayer membranes: molecular organization of a lipid-peptide complex. Biochim Biophys Acta, 509(3), 474-490.

3. Carrier D., Dufourcq J., Faucon J.F., Pezolet M. (1985) A fluorescence investigation of the effects of polylysine on dipalmitoylphosphatidylglycerol bilayers. Biochim Biophys Acta, 820, 131-139.

4. Hammes G.G., Schullery S.E. (1970) Structure of macromolecular aggregates. II. Construction of model membranes from phospholipids and polypeptides . Biochemistry, 9( 13), 2555-2563.

5. Jozefonvicz J., Jozefowicz M. (1990) Interactions of biospecific functional polymers with blood proteins and cells. J Biomater Sci Poiym Ed, 1(3), 147165.

6. Mcintosh T.J., Waldbillig R.C., Robertson J.D. (1977) The molecular organization of asymmetric lipid bilayers and lipid- peptide complexes. Biochim Biophys Acta, 466(2), 209-230.

7. King Т.Е., Steinrauf L.K. (1972) Stabilization of a lipid bilayer membrane by polylysine. Biochem Biophys Res Commun, 49(6), 1433-1437.

8. Carrier D., Pezolet M. (1986) Investigation of polylysine-dipalmitoylphosphatidylglycerol interactions in model membranes. Biochemistry, 25(14), 4167-4174.

9. Brown L.R., Wuthrich K. (1977) NMR and ESR studies of the interactions of cytochrome c with mixed cardiolipin-phosphatidylcholine vesicles. Biochim BiophysActa, 468(3), 389-410.

10. Haverstick D.M., Glaser M. (1989) Influence of proteins on the reorganization of phospholipid bilayers into large domains. Biophys J, 55(4), 677-682.

11. Boggs J.M., Rangaraj G., Moscarello M.A., Koshy K.M. (1985) Interaction of myelin basic protein and polylysine with synthetic species of cerebroside sulfate. Biochim BiophysActa, 816(2), 208-220.

12. Orr J.W., Newton A.C. (1992) Interaction of protein kinase C with phosphatidylserine. 1. Cooperativity in lipid binding. Biochemistry, 31(19), 4661-4667.

13. Goldberg E.M., Borchardt D.B., Zidovetzki R. (1998) Effects of histone and diolein on the structure of phosphatidylcholine/phosphatidylserine or phosphatidylcholine/phosphatidylglycerol bilayers. Eur J Biochem, 258(2), 722-728.

14. Carrier D., Pezolet M. (1984) Raman spectroscopic study of the interaction of poly-L-lysine with dipalmitoylphosphatidylglycerol bilayers. Biophys J, 46(4), 497-506.

15. Kim J., Mosior M., Chung L.A., Wu H., McLaughlin S. (1991) Binding of peptides with basic residues to membranes containing acidic phospholipids. Biophys J, 60(1), 135-148.

16. Montich G., Scarlata S., McLaughlin S., Lehrmann R., Seelig J. (1993) Thermodynamic characterization of the association of small basic peptides with membranes containing acidic lipids. Biochim Biophys Acta, 1146(1), 1724.

17. Gad A.E., Elyashiv G., Rosenberg N. (1986) The induction of large unilamellar vesicle fusion by cationic polypeptides: the effect of mannitol, size, charge density and hydrophobicity of the cationic polypeptides. Biochim Biophys Acta, 860, 314-324.

18. Gad A.E., Bental M., Elyashiv G„ Weinberg H. (1985) Promotion and inhibition of vesicle fusion by polylylsine. Biochemistry, 84, 6277-6282.

19. Gad A.E. (1983) Cationic polypeptide-induced fusion of acidic liposomes. Biochim Biophys Acta, 728(3), 377-382.

20. Oku N., Yamaguchi N., Yamaguchi N., Shibamoto S., Ito F., Nango M. (1986) The fusogenic effect of synthetic polycations on negatively charged lipid bilayers. Journal of Biochemistry, 100(4), 935-944.

21. Gad A.E., Silver B.L., Eytan G.D. (1982) Polycation-induced fusion of negatively-charged vesicles. Biochim Biophys Acta, 690(1), 124-132.

22. Walter A., Steer C.J., Blumenthal R. (1986) Polylysine induces pH-dependent fusion of acidic phospholipid vesicles: a model for polycation-induced fusion. Biochim Biophys Acta , 861(2), 319-330.

23. Uster P.S., Deamer D.W. (1985) pH-dependent fusion of liposomes using titratable polycations. Biochemistry, 24(1), 1-8.

24. Yaroslavov A.A., Kul'kovV.E., Polinsky A.S., Baibakov B.A., Kabanov V.A. (1994) A polycation causes migration of negatively charged phospholipids from the inner to outer leaflet of the liposomal membrane. FEBS Lett, 340(1-2), 121-123.

25. Oku N., Shibamoto S., Ito F., Gondo H., Nango M. (1987) Low pH induced membrane fusion of lipid vesicles containing proton- sensitive polymer. Biochemistry, 26(25), 8145-8150.

26. Ito T., Ohnishi S. (1974) Ca2+-induced lateral phase separations in phosphatidic acid- phosphatidylcholine membranes. Biochim Biophys Acta, 352(1), 29-37.

27. Eklund K.K., Vuorinen J., Mikkola J., Virtanen J.A., Kinnunen P.K. (1988) Ca2+-induced lateral phase separation in phosphatidic acid / phosphatidylcholine monolayers as revealed by fluorescence microscopy. Biochemistry, 27(9), 3433-3437.

28. Hoekstra D. (1982) Fluorescence method for measuring the kinetics of Ca2+-induced phase separations in phosphatidylserine-containing lipid vesicles. Biochemistry, 21(5), 1055-1061.

29. Haverstick D.M., Glaser M. (1987) Visualization of Ca2+-induced phospholipid domains. Proc Natl Acad Sci USA, 84(13), 4475-4479.

30. Haverstick D.M., Glaser M. (1988) Visualization of domain formation in the inner and outer leaflets of a phospholipid bilayer. J Cell Biol, 106(6), 18851892.

31. Birrell G.B., Griffith O.H. (1976) Cytochrome c induced lateral phase separation in a diphosphatidylglycerol-steroid spin-label model membrane. Biochemistry, 15(13), 2925-2929.

32. Subramanian M., Jutila A., Kinnunen P.K. (1998) Binding and dissociation of cytochrome c to and from membranes containing acidic phospholipids. Biochemistry, 37(5), 1394-1402.

33. Boggs J.M., Rangaraj G., Koshy K.M. (1988) Photolabeling of myelin basic protein in lipid vesicles with the hydrophobic reagent 3-(trifluoromethyl)-3-(m-125l.-iodophenyl)diazirine. Biochim Biophys Acta, 937(1), 1-9.

34. Sankaram M.B., Brophy P.J., Marsh D. (1989) Selectivity of interaction of phospholipids with bovine spinal cord myelin basic protein studied by spinlabel electron spin resonance. Biochemistry, 28(25), 9699-9707.

35. Bazzi M.D., Nelsestuen G.L. (1991) Extensive segregation of acidic phospholipids in membranes induced by protein kinase C and related proteins. Biochemistry, 30(32), 7961-7969.

36. Yang L., Glaser M. (1995) Membrane domains containing phosphatidylserine and substrate can be important for the activation of protein kinase C. Biochemistry, 34(5), 1500-1506.

37. Bazzi M.D., Nelsestuen G.L. (1992) Interaction of annexin VI with membranes: highly restricted dissipation of clustered phospholipids in membranes containing phosphatidylethanolamine. Biochemistry, 31(42), 10406-10413.

38. Junker M., Creutz C.E. (1993) Endonexin (annexin IV)-mediated lateral segregation of phosphatidylglycerol in phosphatidylglycerol/phosphatidylcholine membranes. Biochemistry, 32(38), 9968-9974.

39. Buser C.A., Kim J., McLaughlin S., Peitzsch R.M. (1995) Does the binding of clusters of basic residues to acidic lipids induce domain formation in membranes? Review. [57 refs]. Molecular Membrane Biology, 12(1), 69-75.

40. Epand R.M., Stevenson C., Bruins R., Schram V., Glaser M. (1998) The chirality of phosphatidylserine and the activation of protein kinase C. Biochemistry, 37(35), 12068-12073.

41. Yang L., Glaser M. (1996) Formation of membrane domains during the activation of protein kinase C. Biochemistry, 35(44), 13966-13974.

42. Mosior M., McLaughlin S. (1992) Electrostatics and reduction of dimensionality produce apparent cooperativity when basic peptides bind to acidic lipids in membranes. Biochim Biophys Acta, 1105(1), 185-187.

43. Mltrakos P., Macdonald P.M. (1997) Domains in cationic lipid plus polyelectrolyte bilayer membranes: detection and characterization via 2H nuclear magnetic resonance. Biochemistry, 36(44), 13646-13656.

44. Hartmann W., Galla H.J., Sackmann E. (1978) Polymyxin binding to charged lipid membranes. An example of cooperative lipid-protein interaction. Biochim Biophys Acta, 510(1), 124-139.

45. Theretz A., Ranck J.L., Tocanne J.F. (1983) Polymyxin B induced phase separation and acyl chain interdigitation inphosphatidylcholine / phosphatidylglycerol mixtures. Biochim Biophys Acta, 732(3), 499-508.

46. Kubesch P., Boggs J., Luciano L., Maass G., Tummler B. (1987) Interaction of polymyxin B nonapeptide with anionic phospholipids. Biochemistry, 26(8), 2139-2149.

47. Sixl F., Galla H.J. (1981) Polymyxin interaction with negatively charged lipid bilayer membranes and the competitive effect of Ca2+. Biochim Biophys Acta, 643(3), 626-635.

48. Laroche G., Dufourc E.J., Pezolet M., Dufourcq J. (1990) Coupled changes between lipid order and polypeptide conformation at the membrane surface. A 2H NMR and Raman study of polylysine-phosphatidic acid systems. Biochemistry, 29(27), 6460-6465.

49. Laroche G., Carrier D., Pezolet M. (1988) Study of the effect of poly(L-lysine) on phosphatide acid and phosphatidylcholine / phosphatide acid bilayers by Raman spectroscopy. Biochemistry, 27(17), 6220-6228.

50. Ben Tal N., Honig B., Peitzsch R.M., Denisov G., McLaughlin S. (1996) Binding of small basic peptides to membranes containing acidic lipids: theoretical models and experimental results. Biophys J, 71(2), 561-575.

51. Macdonald P.M., Crowell K.J., Franzin C.M., Mitrakos P., Semchyschyn D.J. (1998) Polyelectrolyte-induced domains in lipid bilayer membranes: the deuterium NMR perspective. Biochem Cell Biol, 76(2-3), 452-464.

52. Bradley A.J., Maurer-Spurej E., Brooks D.E., Devine D.V. (1999) Unusual electrostatic effects on binding of C1q to anionic liposomes: role of anionic phospholipid domains and their line tension. Biochemistry, 38(25), 8112-8123.

53. Lipowsky R. (1993) Domain-induced budding of fluid membranes. Biophys J, 64, 1133-1138.

54. Darnell J, Lodish HF, Baltimor D. Molecular Cell Biology. Freeman ed. New York: 1990.

55. Гелетюк В.И., Казаченко В.Н. Кластерная организация ионных каналов. "Наука", Москва: 1990.

56. Erb Е.-М., Tangemann К., Bohrmann В., Mueller В., Engel J. (1997) Integrin all/33 reconstitututed into lipid bilayers is nonclustered in its activated state but clusters after fibrinogen binding. Biochemistry, 36, 7395-7402.

57. Kim E., Niethammer M., Rothschild A., Jan Y.N., Sheng M. (1995) Clustering of Shaker-type K+ channels by interaction with a family of membrane-associated guanylate kinases. Nature, 378(6552), 85-88.

58. Williams К. (1997) Interaction of polyamines with ion channels. Biochem J, 325, 289-297.

59. Tabor C.W., Tabor H. (1984) Polyamines. Annu Rev Biochem, 53, 749790.

60. Rock D.M., Macdonald R.M. (1995) Polyamine regulation of N-methyl-D-aspartate receptor channels. Annu Rev Pharmacol Toxicol, 35, 463-482.

61. Scott R., Sutton K., Dolphin A. (1993) Interaction of polyamines with neuronal ion channels. Trends in Neurosciences, 16(4), 153-169.

62. Rink Т., Bartel H„ Jung G., Bannwarth W„ Boheim G. (1994) Effects of polycations on ion channels formed by neutral and negatively charged alamethicins. EurBiophysJ, 23(3), 155-165.

63. Tosteson D.C., Andreoli Т.Е., Tieffenberg M„ Cook P. (1968) The effects of macrocyclic compounds on cation transport in sheep red cells and thin and thick lipid membranes. J Gen Physiol, 51(5), Suppl.

64. Andersen O.S. (1984) Gramicidin channels. Annu Rev Physiol, 46, 531548.

65. Арсеньев A.C., Овчинников Ю.А., Барсуков И.Л., Быстрое В.Ф. (1986) Трансмембранный канал грамицидина А. Реконстукция простанственной структуы по данным ЯМР спектроскопии и оптимизация конформационной энергии. Биологические Мембраны, 3, 1077-1103.

66. Sarges R., Witkop В. (1965) Gramicidin А. V. The structure of valine- and isoleucine-gramicidin A. J Am Chem Soc, 87, 2011-2020.

67. Hladky S.B., Haydon D.A. (1970) Discreteness of conductance change in bimolecular lipid membranes in the presence of certain antibiotics. Nature, 5231(231), 451-453.

68. Urry D.W. (1971) The gramicidin A transmembrane channel: a proposed tt(L,D) helix. Proc Natl Acad Sci USA, 68(3), 672-676.

69. Veatch W.R., Fossel E.T., Blout E.R. (1974) The conformation of gramicidin A. Biochemistry, 13(26), 5249-5256.

70. Apell H.J., Bamberg E., Alpes H., Lauger P. (1977) Formation of ion channels by a negatively charged analog of gramicidin A. J Membrane Biol, 31(1-2), 171-188.

71. Urry D.W., Trapane T.L., Prasad K.U. (1983) Is the gramicidin A transmembrane channel single stranded or double stranded helix? A simple unequivocal determination. Science, 221, 1064-1067.

72. Weinstein S., Durkin J.T., Veatch W.R., Blout E.R. (1985) Conformation of the gramicidin a channel in phospholipid vesicles: a fluorine-19 nuclear magnetic resonance study. Biochemistry, 24(16), 4374-4382.

73. Venkatachalam C.M., Urry D.W. (1983) Theoretical conformational analysis of the gramicidin A transmembrane channel. I. Helix sense and energetics of head-to-head dimerization. J Comput Chem, 4, 461-469.

74. Арсеньев A.C., Барсуков И.Л., Быстрое В.Ф., Овчинников Ю.А. (1986) Пространственное строение трансмембранного ионного канала грамицидина А. ЯМР-анализ в мицеллах. Биологические Мембраны, 3, 437-462.

75. Weiler-Felchenfeld Н„ Pullman A., Berthod Н. (1970) J Mol Structure, 6, 296-304.

76. Cotten М., Tian С., Busath D.D., Shirts R.B., Cross T.A. (1999) Modulating dipoles for structure-function correlations in the gramicidin A channel. Biochemistry, 38(29), 9185-9197.

77. Hladky S.B., Haydon D.A. (1984) Ion Movements in Gramicidin Channels. Curr Topics in Membr Transport, 21, 327-372.

78. Ring A. (1996) Gramicidin channel-induced lipid membrane deformation energy: influence of chain length and boundary conditions. Biochim Biophys Acta, 1278(2), 147-159.

79. Hladky S.B., Haydon D.A. (1972) Ion transfer across lipid membranes in the presence of gramicidin A. I. Studies of the unit conductance channel. Biochim Biophys Acta, 274(2), 294-312.

80. Bamberg E., Noda K., Gross E., Lauger P. (1976) Single-channel parameters of gramicidin A, B, and C. Biochim Biophys Acta, 419(2), 223-228.

81. Sung S.S., Jordan P.C. (1987) Why is gramicidin valence selective? A theoretical study. Biophys J, 51(4), 661-672.

82. Andersen O.S. (1983) Ion movement through gramicidin a channels, single-channel measurements at very high potentials. Biophys J, 41(2), 119133.

83. Rosenberg P.A., Finkelstein A. (1978) Interaction of ions and water in gramicidin A channels: streaming potentials across lipid bilayer membranes . Journal Of General Physiology, 72(3), 327-340.

84. Etchebest C., Pullman A. (1986) The gramicidin A channel: energetics and structural characteristics of the progression of a sodium ion in the presence of water. Journal of Biomolecular Structure & Dynamics, 3(4), 805-825.

85. Bamberg E., Läuger P. (1973) Channel formation kinetics of gramicidin A in lipid bilayer membranes. J Membrane Biol, 11(2), 177-194.

86. Bamberg E., Läuger P. (1974) Temperature-dependent properties of gramicidin A channels. Biochim Biophys Acta, 367(2), 127-133.

87. Fröhlich O. (1979) Asymmetry of the gramicidin channel in bilayers of asymmetric lipid composition: II. Voltage dependence of dimerization. J Membrane Biol, 48(4), 385-401.

88. Fröhlich O. (1979) Asymmetry of the gramicidin channel In bilayers of asymmetric lipid composition: I. Single channel conductance. J Membrane Biol, 48(4), 365-383.

89. Kolb H.A., Bamberg E. (1977) Influence of membrane thickness and Ion concentration on the properties of the gramicidin a channel. Autocorrelation, spectral power density, relaxation and single-channel studies. Biochim Biophys Acta, 464(1), 127-141.

90. Neher E., Eibl H. (1977) The influence of phospholipid polar groups on gramicidin channels. Biochim Biophys Acta, 464(1), 37-44.

91. Rudnev V.S., Ermishkin L.N., Fonina L.A., Rovin Yu.G. (1981) The dependence of the conductance and lifetime of gramicidin channels on the thickness and tension of lipid bilayers. Biochim Biophys Acta, 642(1), 196-202.

92. Elliott J.R., Needham D., Dilger J.P., Haydon D.A. (1983) The effects of bilayer thickness and tension on gramicidin single-channel lifetime. Biochim Biophys Acta, 735(1), 95-103.

93. Lundbask J.A., Birn P., Girshman J., Hansen A.J., Andersen O.S. (1996) Membrane stiffness and channel function. Biochemistry, 35, 3825-3830.

94. Lundbask J.A., Maer A.M., Andersen O.S. (1997) Lipid bilayer electrostatic energy, curvature stress, and assembly of gramicidin channels. Biochemistry, 36(19), 5695-5701.

95. Ростовцева Т.К., Осипов В.В., Лев А.А. (1987) Зависимость проводимости одиночных грамицидиновых каналов от потенциала, задаваемого адсорбцией анионов 1-анилинонафталин-8-сульфоната на липидных мембранах. Биологические Мембраны, 4, 955-964.

96. Симонова М., Черный В.В., Донат Е., Соколов B.C., Маркин B.C. (1986) Граничные потенциалы бислойных мембран в присутствии ремантадина: анализ трех методов измерений. Биологические Мембраны, 3, 846-857.

97. Ни W., Lee К.С., Cross Т.А. (1993) Tryptophans in membrane proteins: indole ring orientations and functional implications in the gramicidin channel. Biochemistry, 32(27), 7035-7047.

98. Ни W., Cross T.A. (1995) Tryptophan hydrogen bonding and electric dipole moments: functional roles in the gramicidin channel and implications for membrane proteins. Biochemistry, 34(43), 14147-14155.

99. Mukherjee S., Chattopadhyay A. (1994) Motionally restricted tryptophan environments at the peptide-lipid interface of gramicidin channels. Biochemistry, 33(17), 5089-5097.

100. Busath D. (1993) The use of physical methods in determining gramicidin channel structure and function. Annu Rev Physiol, 55, 473-501.

101. Seoh S.A., Busath D. (1995) Gramicidin tryptophans mediate formamidinium-induced channel stabilization. BiophysJ, 68(6), 2271-2279.

102. Schiffer M., Chang C.H., Stevens F.J. (1992) The functions of tryptophan residues in membrane proteins. Protein Eng, 5(3), 213-214.

103. Красновский A.A. (1990) Синглетный молекуляный кислород и первичные механизмы фотодинамического действия оптического излучения. Итоги Науки и Техники, Серия Современные Проблемы Лазерной Физики, 3, 63-135.

104. Duprat F., Guillemare Е., Romey G., Fink M., Lesage F., Lazdunski M., Honore E. (1995) Susceptibility of cloned K+ channels to reactive oxygen species. Proc Natl Acad Sci USA, 92(25), 11796-11800.

105. Straple M., Stark G., Wilhelm M. (1987) Effects of ionizing radiation on artificial (planar) lipid membranes. I. Radiation inactivation of the ion channel gramicidin A. Int J Radiat Biol Relat Stud Phys Chem Med, 51 (2), 265-286.

106. Stuhmer W., Aimers W. (1982) Photobleaching through glass micropipettes: sodium channels without lateral mobility in the sarcolemma of frog skeletal muscle. Proc Natl Acad Sci USA, 79(3), 946-950.

107. Kuo S.S., Saad A.H., Koong A.C., Hahn G.M., Giaccia A.J. (1993) Potassium-channel activation in response to low doses of gamma- irradiation involves reactive oxygen intermediates in nonexcitatory cells. Proc Natl Acad Sci US A, 90(3), 908-912.

108. Pooler J.P. (1968) Light-induced changes in dye-treated lobster giant axons. BiophysJ, 8, 1009-1026.

109. Pooler J.P., Valenzeno D.P. (1979) The role of singlet oxygen in photooxidation of excitable cell membranes. Photochem Photobiol, 30(5), 581584.

110. Starkus J.G., Rayner M.D., Fleig A., Ruben P.C. (1993) Fast and slow inactivation of sodium channels: effects of photodynamic modification by methylene blue. Biophys J, 65(2), 715-726.

111. Tarr M., Arriaga E., Valenzeno D.P. (1995) Progression of cardiac potassium current modification after brief exposure to reactive oxygen. J Mol Cell Cardiol, 27(5), 1099-1109.

112. Kunz L., Stark G. (1997) Photodynamic membrane damage at the level of single ion channels. Biochim Biophys Acta, 1327(1), 1-4.

113. Dubbelman Т.М., Van Steveninck J. (1984) Photodynamic effects of hematoporphyrin-derivative on transmembrane transport systems of murine L929 fibroblasts. Biochim Biophys Acta, 771(2), 201-207.

114. Pooler J.P. (1985) The kinetics of colloid osmotic hemolysis. I. Nystatin-induced lysis. Biochim Biophys Acta, 812(1), 193-198.

115. Watson B.D., Haynes D.H. (1982) Structural and functional degradation of Ca2+:Mg2+-ATPase rich sarcoplasmic reticulum vesicles photosensitized by erythrosin B. Chem Biol Interact, 41(3), 313-325.

116. Busath D., Waldbillig R.C. (1983) Photolysis of gramicidin A channels in lipid bilayers. Biochim Biophys Acta, 736, 28-38.

117. Straple M., Stark G. (1992) Photodynamic inactivation of an ion channel: gramicidin A. Photochem Photobiol, 55(3), 461-463.

118. Jones D., Hayon E., Busath D. (1986) Tryptophan photolysis is responsible for gramicidin-channel inactivation by ultraviolet light. Biochim BiophysActa, 861(1), 62-66.

119. Busath D., Hayon E. (1988) Ultraviolet flash photolysis of gramicidin-doped lipid bilayers. Biochim Biophys Acta, 944(1), 73-78.

120. Straple M„ Stark G., Wilhelm M., Daumas P., Heitz F., Lazaro R. (1989) Radiolysis and photolysis of ion channels formed by analogues of gramicidin a with a varying number of tryptophan residues. Biochim Biophys Acta, 980(3), 305-314.

121. Barth C., Stark G. (1991) Radiation inactivation of ion channels formed by gramicidin A. Protection by lipid double bonds and by alpha-tocopherol. Biochim BiophysActa, 1066(1), 54-58.

122. Stark G., Straple M., Wilhelm M. (1984) Pulse radiolysis at planar lipid membranes doped with ion carriers or pore formers. Biochim, 755, 265-268.

123. Kunz L., Zeidler U., Haegele K„ Przybylski M., Stark G. (1995) Photodynamic and radiolytic inactivation of ion channels formed by gramicidin a: oxidation and fragmentation. Biochemistry, 34, 11895-11903.

124. Kolb H.A., Lauger P., Bamberg E. (1975) Correlation analysis of electrical noise in lipid bilayer membranes: kinetics of gramicidin A channels. J Membrane Biol, 20(1-2), 133-154.

125. Zingsheim H.P., Neher E. (1974) The equivalence of fluctuation analysis and chemical relaxation measurements: a kinetic study of ion pore formation in thin lipid membranes. Biophys Chem, 2(3), 197-207.

126. Hickok N.J., Kustin К., Veatch W. (1986) Relaxation spectra of gramicidin dimerization in a lipid bilayer membrane. Biochim Biophys Acta, 858(1), 99-106.

127. Stark G., Straple M., Takacz Z. (1986) Temperature-jump and voltage-jump experiments at planar lipid membranes support an aggregational (micellar) model of the gramicidin A ion channel. J Membr Biol, 89(1 ), 23-37.

128. Rokitskaya T.I., Antonenko Y.N., Kotova E.A. (1993) The interaction of phthalocyanine with planar lipid bilayers photodynamic inactivation of gramicidin channels. FEBS Lett, 329, 332-335.

129. Rokitskaya T.I., Antonenko Y.N., Kotova E.A. (1996) Photodynamic inactivation of gramicidin channels:a flash- photolysis study. Biochim Biophys Acta, 1275, 221-226.

130. Красновский A.A. (1994) Синглетный молекулярный кислород: механизмы образования и пути дезактивации в фотосинтетических системах. Биофизика, 39, 236-250.

131. Girotti A.W. (1990) Photodynamic lipid peroxidation in biological systems. Photochem Photobiol, 51(4), 497-509.

132. Mueller P., Rudin D.O., Tien H.T., Wescott W.C. (1963) Methods for the formation of single bimolecular lipid membranes in aqueous solution. J Phys Chem, 67, 534-535.

133. Соколов B.C., Кузьмин В.Г. (1980) Измерение разности поверхностных потенциалов бислойных мембран по второй гармонике емкостного тока. Биофизика, 25, 170-172.

134. Carious W. (1976) Voltage dependence of bilayer membrane capacitance. Harmonic response to AC exitation with DC-bias. J Coll Interface Sci, 57, 301-307.

135. Galla H.J., Sackmann E. (1975) Chemically induced phase separation in mixed vesicles containing phosphatidic acid. An optical study. Journal of the American Chemical Society, 97(14), 4114-4120.

136. Ярославов A.A., Ефимова A.A., Лобышев В.И., Ермаков Ю.А., Кабанов В.А. (1996) Обратимость структурных изменений липидных мембран в процессе адсорбции/десорбции поликатиона. Биологические Мембраны, 13, 628-633.

137. Соколов B.C., Черный В.В., Маркин B.C. (1984) Измерение потенциалов, индуцированных адсорбцией флоретина и флорицина на БЛМ, методом компенсации внутримембранного поля. Биофизика, 29, 424-429.

138. Ермаков Ю.А., Февралева И.С., Атауллаханов Р.И. (1985) Влияние поликатионов на граничный потенциал бимлойных липидных мембран. Биологические Мембраны, 2(11), 1094-1100.

139. Гуляева Ж.Г., Полетаева O.A., Калачев A.A., Касаикин В.А., Зезин А. Б. (1976) Исследование водорастворимых полиэлектролитных комплексов на основе полиакрилата натрия и 5,6-ионенбромида. Высокомолекулярные Соединения Серия А, 18(12), 2800-2805.

140. Yaroslavov A.A., Efimova A.A., Lobyshev V.l., Ermakov Y.A., Kabanov V.A. (1997) Reversibility of structural rearrangements in lipid membranes induced by adsorption-desorption of a polycation. Membrane & Cell Biology, 10(6), 683-688.

141. Valenzeno D.P., Tarr M. Membrane Photomodification and its Use to Study Reactive Oxygen Effects. In: Rabek J.F., editor, Photochemistry and Photophysics. Boca Raton, Ann Arbor, Boston: CRC Press, 1991, 137-191.

142. Antonenko Y.N., Rokitskaya T.I., Kotova E.A., Koeppe R.E.JI, Andersen O.S. (1997) A study of channel kinetics of gramicidin analogues in planar bilayer membranes by sensitized photoinactivation. Biophys J, 72, 396a.

143. Shapovalov V.L., Kotova E.A., Rokitskaya T.I., Antonenko Y.N. (1999) Effect of gramicidin A on the dipole potential of phospholipid membranes. Biophys J, 77(1), 299-305.

144. Rokitskaya T.I., Antonenko Y.N., Kotova E.A. (1997) Effect of the dipole potential of a bilayer lipid membrane on gramicidin channel dissociation kinetics. Biophys J, 73, 850-854.

145. Mittler-Neher SM Knoll W. (1989) Phase separation in bimolecular mixed lipid membranes induced by polylysine. Biochem Biophys Res Commun, 162(1), 124-129.

146. Raudino A., Castelli F. (1997) Polyelectrolyte-Multicomponent Lipid Bilayer Interactions. Unusual effects on going from the dilute to the semidilute regime. Macromolecules, 30(8), 2495-2502.

147. Barber J., Mills J., Love A. (1977) Electrical diffuse layers and their influence on photosynthetic processes. FEBS Lett, 74(2), 174-181.