Комплексы катионных полимеров с липидными везикулами: получение, динамические свойства и применение тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.06, кандидат химических наук Давыдов, Дмитрий Александрович

• Давыдов, Дмитрий Александрович
• кандидат химических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат химических наук Давыдов, Дмитрий Александрович

СОДЕРЖАНИЕ.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРА ТУРЫ.

1. Липиды.

1.1. Надмолекулярные липидные структуры.

1.2. Условия образования липидного бислоя.

2. Способы получения линосом.

3. Структура бислоя.

3.1. Упаковка ацильных хвостов в линидном бислое.

3.2. Термодинамические свойства фазовых переходов.

3.3. Структурные особенности липидов, влияющие на Тт.

3.4. Перемещения липидных молекул в пределах бислоя.

3.5. Двухкомпонентные липосомы. Фазовое распределение липидов.

3.6. Влияние двухзарядных ионов на доменообразование в двухкомпонентных липосомах.

3.7. Влияние поликатионов на доменообразование в двухкомпонентных липосомах.'.

4. Поверхностные свойства липосом.

4.1. Общие принципы коллоидной стабильности.

4.2. Структура модифицированного липидного бислоя.

4.3. Взаимодействие полиэлектролитов с противоположно заряженными липосомами.

5. Проницаемость липидных мембран.

5.1. Факторы, влияющие на проницаемость мембран.

5.2. Влияние адсорбции полиэлектролитов на скорость вытекания содержимого липосом.

5.3. Проницаемость мембран модифицированных липосом.

6. Применение липосом.

6.1. Пассивный транспорт.

6.2. Активный транспорт.

6.3. Множественная лекарственная устойчивость опухолевых клеток и способы се преодоления.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

1. Используемые реагенты.

1.1. Фосфолипиды и ПАВ.

1.2. Полимеры.

1.3. Низкомолекулярные реагенты.

1.4. Вода.

1.5. Структурные формулы используемых соединений.

2. Объекты исследования.

2.1. Получение липосом.

3. Методы исследования.

3.1. Динамическое светорассеяние.

3.2. Электрофоретическая подвижность.

3.3. Флуориметрия.

3.4. УФ-спектроскопия.

3.5. Препаративное центрифугирование.

3.6. Потенциометрия.

3.7. Дифференциальная сканирующая калориметрия.

3.8. Прижизненное окрашивание клеток метилтетразолевым синим.

3.9. Биологические объекты.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬ ТА ТОВ.:.

1. Адсорбция макромолекул П2 на поверхность липосом.

1.1. Полнота связывания ФХ/КЛ " липосом с П2.

1.2. Полнота связывания ФХ/КЛ2"/Бридж липосом с П2.

1.3. Нейтральные трехкомпонентные липосомы.

2. Устойчивость комплексов липосома-П2 в водно-солевых средах.

3. Структурные перестройки в липосомальных мембранах под действием адсорбированного поликатиона.

3.1. Структура ФХ/КЛ2" липосом и их комплексов с поликатионом.

3.2. Структура гидрофилизованных липосом и их комплексов с поликатионом.

3.3. Структура трехкомпонентных нейтральных (цвиттер-ионных) липосом и их комплексов с поликатионом.

4. Межлипосомальная миграция поликатиона.

4.1. Миграция П2 в суспензиях ФХ/КЛ2" липосом.

4.2. Миграция П2 в суспензиях ФХ/КЛ2"/ЦМАБ+ липосом.

4.3. Миграция П2 в суспензиях ФХ/КЛ2"/Бридж липосом.

5. Токсичность комплексов поликатион-липосома по отношению к клеткам и экспериментальным животным.

5.1. Взаимодействие ФХ/ЮГ/ДОФЭА-ПЭГ липосом с ноликатионами.

5.2. Адсорбция поликатионов на липосомы.

5.3. Определение цитотоксичности комплексов ФХ/КЛ "/ДОФЭА-ПЭГ - П2,

5.4. Загрузка липосом и комплексов липосома-П2,16 антраценовым антибиотиком.

5.5. Доставка ДОКС внутрь клеток HeLa и MCF7/R.

5.6. Токсическое действие нанокапсул на мышей.

ВЫВОДЫ.

СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРА ТУРЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Комплексы катионных полимеров с липидными везикулами: получение, динамические свойства и применение»

Сферические бислойные липидные везикулы (липосомы) известны в течение более 40 лет. Устойчивый интерес исследователей и практиков к липосомам объясняется рядом соображений: хорошей биосовместимостью липидов [1-4], большим разнообразием методов их получения [4-9], простотой контроля липидного состава и размера липосом [10-12], а также возможностью приготовления смешанных липид/белковых везикул [13,14].

В настоящее время липосомы активно используются по двум основным направлениям. Первое и наиболее обширное - это липосомы как контейнер для инкапсулирования и контролируемого высвобождения лекарственных веществ [13-19]. Применение липосомальных композиций разного состава на основе синтетических и природных липидов позволяет изменять структуру бислоя, что значительно влияет на свойства контейнера, такие как проницаемость к низкомолекулярным соединениям [4,5,20-38], длительная циркуляция в биологических жидкостях без разрушений [7,13-15]. Наибольший прогресс достигнут в области лечения онкологических и инфекционных заболеваний [4,5,8,13-15].

Другое значимое направление - это применение липосом в качестве удобной модели, позволяющей анализировать строение и поведение мембран клеток как в невозмущенном состоянии [30,33,39,40-44], так при взаимодействии с различными полимерами [45-51] и белками [17,23,24,41,51]. Известно, что адсорбция низкомолекулярных ионов может приводить к микрофазовому разделению липидов в пределах бислоя [52-65]. Адсорбция же поликатионов на отрицательно заряженной липидной мембране сопровождаться возрастанием скорости миграции липидов между внешним и внутренним стронами бислоя [45,51,52,65], возникновением трансмембраннной асимметрии в распределении липидов [51-53,65-69], формированием сквозных пор (каналов) в мембране [5255,66,68-70], образованием доменов одного из компонентов в пределах липидного бислоя [51,55-59,65,68-71] и других дефектов. В итоге возмущение клеточной стенки приводит к повышению проницаемости мембраны, и как следствие, к увеличению эффективности доставки препаратов в ткани живых организмов [3,4,13-15,73].

В обоих направлениях был достигнут существенный прогресс. Тем не менее, ряд вопросов остался без ответа. Один из них касается способности полимеров мигрировать между липидными бислоями. Ответ на него важен по двум причинам. Во-первых, предоставление более современной модели, позволяющей описать поиск полиэлектролитами и биоактивными коньюгатами на их основе клеток-мишеней в биологической жидкости, позволит изменять состав и архитектуру полиэлетролитов, и тем самым повысить эффективность целевой доставки лекарств в пораженные ткани. Имеющиеся представления базируются на исследованиях миграции макромолекул между частицами суспензии, в микрогелях или вдоль поверхностей различной природы. Такие модельные представления не учитывают целого ряда факторов, такие как подвижность липидов и возможность образования дополнительных гидрофобных связей [45,66,74-80]

Во-вторых, для создания наноконтейнеров из уже имеющихся липосомальных препаратов за счет простого смешение растворов полиэлектролитов и суспензии липосом. Это позволит придать контейнерам повышенную аффинность по отношению к поверхности клеток, и возможно повысить эффективность доставки препаратов. Для этого необходимо соблюдение равномерного распределения полиэлектролита между везикулами и обеспечение постоянства состава комплексов полимер-липосома. В настоящее время увеличение сродства липосом к поверхности клеток обеспечивается за счет ковалентной модификации векторами, такими как антитела, факторы роста клеток, лектины, аптамеры (РНК) и др. [7,13-15,73,76]. Другой более простой и значительно более дешевый подход связан с модификацией липосом различными полиэлектролитами [66,69].

Поэтому данная работа посвящена изучению межлипосомальной миграции катионных полимеров, установлению структурно-химических характеристик липосомальных мембран в контакте с поликатионами и определению токсичности комплексов поликатион-липосома.

ОБЗОР ЛИТЕРА ТУРЫ

1. Липиды.

Овертон в середине прошлого столетия обратил внимание на то, что вещества на границе фаз масло-вода распределяются со скоростью близкой к скорости проникновения соединений через биологические мембраны. Это наблюдение и ряд экспериментов, проведенных Ленгмюром, заложили основы для рассмотрения основополагающей роли жироподобных веществ как структурной единицы клеточной мембраны.

В дальнейшем, эксперименты по детергентному анализу биологических мембран позволили расширить представления о таком классе соединений как липиды. В основном эти соединения получают экстракцией органическими растворителями из водного раствора, после разрушения клеточных мембран.

Итак, мембранными липидами называют жирные кислоты и их фосфоро- и азотсодержащие производные [1]. Огромное разнообразие их подклассов обусловлено большим количеством функций, выполняемых липидами в биологических объектах. Тем не менее, наиболее распространенным вляются глицерофосфолипиды (рис. 1).

Фосфолипид

Лизофосфолипид

Гликозилдиа цил-глицерол

Плазмалоген

Рисунок 1. Структурные формулы некоторых классов липидов. Эти липиды содержат два остатка жирной кислоты, соединенной через сложноэфирную связь с двумя гидроксилами глицерина. К третьему гидроксилу можгут быть присоединены через остаток фосфорной кислоты алкильные производные аминов.

Заключение диссертации по теме «Высокомолекулярные соединения», Давыдов, Дмитрий Александрович

выводы.

1. Показано, что катионный полимер (кватернизованный поли-4-винилпиридин) количественно связывается с тремя типами липосом: 1 Традиционными, сформированными из цвиттер-ионного ФХ и анионного KJI 2) гидрофилизованными ФХ/КЛ2" липосомами со встроенными в бислой ПЭГилированными липидами и 3) трехкомпонентными электронейтральными липосомами, состоявшими из ФХ и взятых в равных количествах КЛ2" и катионного ЦМАБ|+. Комплексообразование поликатиона с традиционными ФХ/КЛ2" липосомами сопровождается их агрегацией, в то время как гидрофилизованные и трехкомпонентные электронейтральные липосомы не образуют агрегатов при связывании с поликатионом.

2. Установлено, что адсорбция поликатиона на поверхности анионных (традиционных и ПЭГилированных) липосом вызывает микрофазовое разделение компонентов в мембране с образованием доменов, обогащенных КЛ " . В отличие от этого, взаимодействие того же поликатиона с трехкомпонентными электронейтральными липосомами развивается как адсорбция на поверхности с фиксированным положением отрицательных и положительных зарядов и не сопровождается латеральной сегрегацией липидов.

3. Обнаружено, что внутри агрегатов, сформированных ФХ/КЛ2" липосомами и молекулами поликатиона, происходит частичное перераспределение звеньев (сегментов) макромолекул между липосомами.

Адсорбированные макромолекулы способны мигрировать между

2 +1 индивидуальными (неагрегированными) ФХ/КЛ "/ЦМАБ липосомами. В системе с участием ПЭГилированных липосом молекулы поликатиона перемещаются между липосомами, будучи связанными электростатическими связями в комплекс с анионными компонентами мембраны.

4. Показано, что уровень цитотоксичности комплексов поликатион-ПЭГилированная липосома близок к таковой для исходных липосом. Поученные комплексы характеризуются низким уровнем токсичности по отношению к экспериментальным животным (мышам). t

5. Комплексы поликатион-ПЭГилированная липосома с суммарным положительным поверхностным зарядом обеспечивают эффективное проникновение в клетки противоопухолевого антибиотика доксорубицина. I

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Давыдов, Дмитрий Александрович, 2010 год

1. Геннис Р. Биомембраны Молекулярные Структуры и Функции. М. Мир, 1997.

2. Марголис Л.Б., Бергельсон Л.Д. Липосомы и их взаимодействие с клетками. Наука. 1981.

3. Holmberg К., Jonsson В., Kronberg В., Lindman В. Surfactants and Polymers in Aqueous Solution. John Wiley & Sons, Ltd. 2002.

4. R. Lipowsky, E. Sackmann. Handbook of Biological Physics Vol. I Physical Basis of Self-Organization and Function of Membranes:Physics of Vesicles. Elsevier Science B.V.1995.

5. Huang C. Studies on phosphatidylcholine vesicles. Formation and physical characterization// Biochemistry 1969. Vol.8. P. 344-351.

6. Deamer D.W., Uster P.S. Liposomes preparation: Methods and Mechanisms, liposomes. Marcell Dekker. New York 1983.

7. Knight C. G. Research monographs in cell and tissue physiology Vol. 7. Elsevier/North-Holland Biomedical Press. Amsterdam 1981.

8. Talsma H.; Cormmelin D. J. A. Liposomes as Drug Delivery Systems, Part I: Preparation. Pharmaceut Tech. 1992. Vol. 16. p. 96-106.

9. Lasic D.D. Spontaneous Vesiculation and Spontaneous Liposomes.// J Liposome Res. Vol.9 I. 1. 1999. p. 43-52

10. Marsh D. Studies of membrane dynamics using nitroxide spin labels // Pure & Appl.Chem. 1990. Vol.62.1. 2. p. 265-270.

11. Lamy-Freund Т., Riske K. A. The peculiar thermo-structural behavior of the anionic lipid DMPG// Chem. Phys. Lipids. 2003. Vol. 122. p. 19-32

12. Kornberg R., McConnell H. M. Lateral Diffusion of Phospholipids in a Vesicle Membrane (spin-labeled phosphatidylcholine/nuclear resonance).// Proc. Nat. Acad. Sci. 1971. Vol. 68.1. 10. p. 2564-2568

13. Drummond, D. C.; Meyer, O.; Hong, K. L.; Kirpotin, D. В.; Papahandjopoulos, D. Optimizing Liposomes for Delivery of Chemotherapeutic Agents to Solid Tumors. //Pharmacol. Rev. 1999. Vol. 51.1. 4. p. 691.

14. Lasic, D. D.; Papahadjopoulos, D. Medical Applications of Liposomes', Elsevier: Amsterdam, 1998.

15. Metselaar, J. M .Liposomal targeting of glucocorticoids. A novel treatment approach for inflammatory disorders', PrintPartners Ipskamp B.V.: Amsterdam 2003

16. Christophe J.C., Muller B.K., Lamb D.C., Nolde F., Mullen K„ Brauchle C.A. New Photostable Terrylene Diimide Dye for Applications in Single Molecule Studies and Membrane Labeling. //J. Am. Chem. Soc. 2006. Vol. 128. p. 52835291.

17. Xiang T.-X., Anderson B.D. Liposomal drug transport: A molecular perspective from molecular dynamics simulations in lipid bilayers // Adv. Drug. Deliv. Rev. 2006. Vol. 58. p. 1357-1378.

18. Wiener M. C., White S. H. Structure of a fluid dioleoylphosphatidylcholine bilayer determined by joint refinement of X-ray and neutron diffraction data //Biophys. J. 1992 Vol. 61. p. 434-447

19. Grant L. M., Tiberg F. Normal and Lateral Forces between Lipid Covered Solids in Solution: Correlation with Layer Packing and Structure //Biophys J. 2002. Vol. 82. p.1373-1385

20. Ganchev D. N., Hasper H. E., Breukink E., de Kruijff B. Size and Orientation of the Lipid II Headgroup as revealed by AFM Imaging // Biochemistry 2006. Vol. 45. p. 6195-6202

21. Egberts E., Marrink S-J.,Berendsen H.J.C. Molecular dynamics simulation of a phospholipid membrane //Eur. Biophys. J. 1994 Vol. 22. p.423-437

22. Guler S.D., Ghosh D. D., Pan J., Mathai J.C, Zeidel M.L., Nagle J. F., Tristram-Nagle S. Effects of ether vs. ester linkage on lipid bilayer structure and water permeability // Chem Phys Lip 2009 Vol. 160.1. 1. p.33-44

23. Sun W-J, Suter R.M., Knewtson M.A., Worthington C.R., Tristram-Nagle S, Zhang R, Nagle J.F. Order and disorder in fully hydrated unoriented bilayers of gel-phase dipalmitoylphosphatidylcholine// Phys. Rev. E. 1994. Vol. 49. 1.5. p.4665—4676

24. Sun W-J., Tristram-Nagle S., Nagle J.F. Suter R.M. Structure of Gel Phase Saturated Lecithin Bilayers:. Temperature and Chain Length Dependence// Biophys. J. 1996 Vol. 71 p. 885-891

25. Nagle J.F. Theory of lipid monolayer and bilayer phase transitions: effect of headgroup interactions. // J. Membr. Biol. 1976. Vol. 27. p. 233-250. PubMed: 940146.

26. McIntosh T.J. Differences in hydrocarbon chain tilt between hydrated phosphatidylethanolamine and phosphatidylcholine bilayers. A molecular packing model.// Biophys. J. 1980. Vol.29, p.237-246. PubMed: 6894871.

27. Nagle J.F, Tristram-Nagle S Structure of lipid bilayers //Biochim Biophys Acta. 2000 Vol. 1469.1. 3. p. 159-195

28. Sum A.K., Faller R., de Pablo J.J. Molecular Simulation Study of Phospholipid Bilayers and Insights of the Interactions with Disaccharides //Biophys J. 2003. Vol. 85p. 2830-2844

29. Pan J., Tristram-Nagle S., Kucverka N., Nagle J.F. Temperature Dependence of Structure, Bending Rigidity, and Bilayer Interactions of Dioleoylphosphatidylcholine Bilayers //Biophys J. 2008 Vol. 94 p. 117-124

30. Nagle J.F, Tristram-Nagle S. Structure of lipid bilayers. Part II //Biochim Biophys Acta. 2001 Vol. 1479. p. 189-211

31. Sun W-J., Tristram-Nagle S., Nagle J.F. Suter R.M. Biophysics Structure of the ripple phase in lecithin bilayers //Proc. Nat. Acad. Sci. USA (PNAS) 1996 Vol. 93, p. 7008-7012

32. Janiak M.J., Small D.M., Shipley G.G. Temperature and Compositional dependence of the structure of Hydrated Dimyristoyl Lecithin //J Biol Chem 1979 Vol. 254, No. 13, p. 6068-6078, 1979

33. Katsaras J., Tristram-Nagle S., Liu Y, Headrick R.L., Fontes E., Mason P.C., Nagle J.F. Clarification of the ripple phase of lecithin bilayers using fully hydrated, aligned samples. //Phys. Rev. E. 2000. Vol. 61. p.5668-5677

34. Matuoka S, Yao H, Kato S, Hatta I. Condition for the appearance of the metastable P,6, phase in fully hydrated phosphatidylcholines as studied by small-angle x-ray diffraction //Biophys. J. 1993. Vol. 64. p. 1456-1460

35. Woodward J.T., Zasadzinski J.A. High-Resolution Scanning Tunneling

36. Microscopy of Fully Hydrated Ripple-Phase Bilayers //Biophys. J. 1997 Vol 72. p.964-976

37. DeVido D., Dorsey J., Chan H.S., Dill K.A. Oil/water partitioning has a different thermodynamic signature when the oil solvent chains are alighned thanwhen they are amorphous// J. Phys.Chem. 1998 Vol. 102 p.7272-7279.

38. Mantsch, H.H., McElhaney R.N., Phospholipid phase transitions in model and biological membranes as studied by infrared spectroscopy //Chem. Phys. Lipids 1991. Vol. 57. p.213-226.

39. Haris, P.I. Chapman D. Does Fourier-transform infrared-spectroscopy provide useful information on protein structure//Trends Biochem Sci 1992 Vol.17, p.328-333.

40. Malukutka S., Shipley G.G. Structure and thermotropic properties of phosphatidylethanolamine and its N-methyl derivates// Biochemistry 1984. Vol.23. p. 2514-2519

41. Repakova J., Holopainen J.M., Morrow M.R., McDonald M.C., C" apkova P., Vattulaineny I. Influence of DPH on the Structure and Dynamics of a DPPC Bilayer//Biophys J. 2005. Vol. 88 p.3398-3410

42. Yaroslavov A.A., Rakhnyanskaya A.A., Yaroslavova E.G., Efimova A.A.,. Menger F.M. Polyelectrolyte-coated liposomes: Stabilization of the interfacial complexes //Adv Col Inter Sci 2008. Vol. 142 p.43-52

43. ICenworthy A. K., Simon S. A., Mcintosh T. J. Structure and Phase Behavior of Lipid Suspensions Containing Phospholipids with Covalently Attached Polyethylene glycol) //Biophys J 1995. Vol. 68. p. 1903-1920

44. Hashizaki K., Taguchi H., Saito Y., Ogawa N. Calorimetry and Cryo-Transmission Electron Microscopic Studies of PEG2000-Grafted Liposomes //Chem. Pharm. Bull. 2006. Vol. 54. p. 561—563

45. Berde C.B., Andersen H.C., Hudson B.S. A theory of the effects of head-group structure and chain unsaturation on the chain melting transition of phospholipid dispersions.// Biochemistry. 1980 Vol. 19. p.4279-93

46. John R. Silvius, Thermotropic Phase Transitions of Pure Lipids in Model Membranes and Their Modifications by Membrane Proteins, John Wiley & Sons, Inc., New York, 1982

47. Anglin T.C., Conbo J.C. Lateral Pressure Dependence of the Phospholipid Transmembrane Diffusion Rate in Planar-Supported Lipid Bilayers //Biophys J 2008 Vol. 95 p. 186-193

48. Allende D., Simon S. A., Mcintosh T.J. Melittin-Induced Bilayer Leakage Depends on Lipid Material Properties: Evidence for Toroidal Pores //Biophys J. 2005 Vol. 88. p. 1828-1837

49. Sparr E., Wennerstrom H. Responding Phospholipid Membranes—Interplay between Hydration and Permeability //Biophys J. 2001 Vol.81 p. 1014-1028

50. London E. How principles of domain formation in model membranes may explain ambiguities concerning lipid raft formation in cells //Biochim Biophys Acta 2005 Vol. 1746. p. 203-220

51. Manosroi A., Wongtrakul P., Manosroi J., Sakai H., Sugawara F., Yuasa M., Abe M. Characterization of vesicles prepared with various non-ionic surfactants mixed with cholesterol //Col Surf B: Biointerfaces 2003 Vol.30, p. 129-138

52. Goni F.M., Alonso A., Bagatolli L.A.,. Brown R.E., Marsh D., Prieto M., Thewalt J.L. Phase diagrams of lipid mixtures relevant to the study of membrane rafts //Biochim Biophys Acta 2008. Vol. 1781. p. 665-684

53. Volodkin D.M., Ball V., Voegel J-C., Mohwald H., Dimova R., Marchi-Artzner V. Control of the interaction between membranes or vesicles: Adhesion, fusion and release of dyes //Col Sur A: Physicochem. Eng. Aspects 2007. Vol. 303. p.89-96

54. Pokorny A., Almeida P.F.F., Melo E.C.C, Vaz W.L.C. Kinetics of Amphiphile Association with Two-Phase Lipid Bilayer Vesicles //Biophys J 2000. Vol. 78. p. 267-280

55. Leventis R., Gagne J., Fuller N., Rand R.P., Silvius J.R. Divalent cation induced fusion and lipid lateral segregation in phosphatidylcholine-phosphatidic acid vesicles.// Biochemistry 1986. Vol. 25. p. 6978-87.

56. Silvius J.R. Calcium-induced lipid phase separations and interactions ofphosphatidylcholine/anionic phospholipid vesicles. Fluorescence studies using carbazole-labeled and brominated phospholipids. //Biochemistry. 1990. Vol. 29. p.2930-8.

57. Di Giovanni J., Iborra C., Maulet Y., Leveque C., El Far O., Seagar M. Calcium-dependent regulation of SNARE-mediated membrane fusion by calmodulin. //J Biol Chem. 2010 Vol. 285. p. 23665-23675

58. Tae-Young Y., Xiaobind L., Jiajie D., Lee S-M.,Taekjip H., Shin Y-K. Complexin and Ca2+ stimulate SNARE-mediated membrane fusion //Nat Struct Mol Biol. 2008 Vol. 15.1. 7. p.707-713.

59. Connell E., Giniatullina A., Lai-Kee-Him J., Brisson A.B., Davletov B. Cross-linking of Phospholipid Membranes is a Conserved Property of Calcium-sensitive Synaptotagmins //J Mol Biol. 2008. Vol. 380.1. 1. p. 42-50.

60. Antunes F.E., Marques A.F., Miguel M.G., Lindman B. Polymer-vesicle association //Adv Col Inter Sci 2009. Vol. 147-148. p. 18-35

61. Antunes F.E., Brito R.O.,Marques E.F., Lindman B.,Miguel.M. Mechanisms behind the faceting of catanionic vesicles by polycations: chain crystallization and segregation. // J Phys Chem В 2007. Vol. 111. p.l 16.

62. Yaroslavov A.A., Kiseliova E.A., Udalykh O.Yu., Kabanov V.A. Conventional and Gemini Surfactants Embedded within Bilayer Membranes: Contrasting Behavior //Langmuir 1998. Vol. 14. p.5160.

63. Pedersen T.b., Kaasgaard Т., Jensen M., Frokjaer S., Mouritsen O., Jorgense K. Phase Behavior and Nanoscale Structure of Phospholipid Membranes Incorporated with Acylated C14-Peptides //Biophys J. 2005 Vol. 89 1.4. p. 2494-2503

64. Derjaguin В. V., Muller V. M., Toporov Y. P. Effect of contact deformations on the adhesion of particles //J. Col Inter Sci. 1975. Vol.53, p. 314-325

65. Verwey E. J. W., Overbeek J. Th. J. Theory of stability ofliophobic colloids. Elsevier, Amsterdam- New York 1948.

66. Lasic D.D. Sterically stabilized liposomes: a hypothesis on the molecular origin of the extended circulation times //Biochim Biophys Acta. 1991 Vol. 1070. p. 187192.

67. Bordi F., Cametti C. Salt-induced aggregation in cationic liposome aqueous suspensions resulting in multi-step self-assembling complexes//Coll. Surf. B: Biointerfaces, 2002. Vol. 26. p.341-350rd

68. Hiemenz P. C., Rajagopalan R. Principles of colloid and surface chemistry, 3 Ed., Marcel Dekker, New York 1997

69. I Ieurtault В., Saulnier P., Pech B. Interfacial stability of lipid nanocapsules // Coll. Surf. B: Biointerfaces. 2003 Vol. 30. p. 225-235

70. Needham D, Mcintosh T.J., Lasic D.D. Repulsive interactions and mechanical stability of polymer-grafted lipid membranes. //Biochim Biophys Acta. 1992 Vol. 1108. p.40-48

71. Tirosh O., Barenholz Y., Katzhendler J., Priev A. Hydration of Polyethylene Glycol-Grafted Liposomes. //Biophys J. 1998. Vol. 74. p. 1371-1379

72. Dipalmitoylphosphatidylcholine Studied by Spectrophotometry and Spin-Label Electron Spin Resonance. //Biophys J. 2000. Vol. 78 p. 1420-1430

73. Sybachin, A.V.; Efimova, A. A.; Litmanovich, E. A.; Menger, F. M.; Yaroslavov, A. A. Complexationof polycations to anionic liposomes: Composition and structure of interfacial complexes. //Langmuir. 2007. Vol: 23. p. 10034.

74. Sriwongsitanont S., Ueno M. pH-Dependent Coordination of Metal-Lisinopril Complex Investigated by Attenuated Total Reflection/Fourier Transform Infrared Spectroscopy // Chem Pharmaceut Bull. 2002. Vol. 50. p. 1238-1244.

75. Tirosh O. Barenholz Y., Katzhendler J., Priev A. Hydration of Polyethylene Glycol-Grafted Liposomes // Biophys J. 1998. Vol. 74. p. 1371.

76. Kenworthy A. K., Simon S. A., Mcintosh T. J. Structure and Phase Behavior of Lipid Suspensions Containing Phospholipids with Covalently Attached Polyethylene glycol) // Biophys J. 1995. Vol. 68. p. 1903.

77. Ceh В., Winterhalter M., Frederik P. M., Stealth® liposomes: from theory to product // Adv. Drug Deliv Rev. 1997. Vol. 24. p. 165.

78. Tribet С, Vial OF. Complexation of integral membrane proteins by phosphorylcholine-based amphipols //Soft Matter 2008. Vol. 4. p.68

79. Kabanov V.A., Yaroslavov A.A. What happens to negatively charged lipid vesicles upon interacting with polycation species? //J Control Release 2002. Vol. 78. p.267

80. Mizusaki M, Morishima Y, Winnik F.M. An assessment by fluorescencespectroscopy of the stability of polyanions/positively charged liposome systems in the presence of polycations//Polymer 2001. Vol. 42. p. 5615.

81. Polozova A, Winnik FM. Mechanism of the interaction of hydrophobically-modified poly-(N-isopropylacrylamides) with liposomes. //Biochim Biophys Acta 1997. Vol. 1326. p. 213.

82. Boon J.M., Smith B.D. Facilitated phosphatidylcholine flip-flop across erythrocyte membranes using low molecular weight synthetic translocases. // J Am Chem Soc 2001. Vol. 123. p. 6221.

83. Bordi F., Cametti C., Sennato S., Diociaiuti M. Direct Evidence of Multicompartment Aggregates in Polyelectrolyte-Charged Liposome Complexes // Biophys J. 2006 Vol. 91. p. 1513-1520.

84. Bordi F, Cametti C, Sennato S, Truzzolillo D. Strong repulsive interactions in polyelectrolyte-liposome clusters close to the isoelectric point: a sign of an arrested state.//Phys Rev E Stat Nonlin Soft Matter Phys. 2007. Vol. 76 p. 2026.

85. Yaroslavov A.A., Kiseliova E.A., Udalykh O.Yu., Kabanov V.A., Ermakov Yu. A., Azov V.A., Menger F.M. Conventional and Gemini Surfactants Embeddedwithin Bilayer Membranes: Contrasting Behavior//Chem. Eur. J. 2001. Vol. 7. p. 4835.

86. Leontiadou H., Mark A.E., Marrink S.J. Molecular dynamics simulations of hydrophilic pores in lipid bilayers// Biophys. J. 2004. Vol. 86. p.2156-2164.

87. Vries A.H., Mark A.E., Marrink S.J., Molecular dynamics simulation of the spontaneous formation of a small DPPC vesicle in water in atomistic detail//J. Am. Chem. Soc. 2004. Vol. 126. p. 4488-4489

88. Wimley W.C., Thompson Т.Е., Exchange and flip-flop of dimyristoylphosphatidylcholine in liquid- crystalline, gel, and two-component, two-phase large unilamellar vesicles //Biochemistry 1990 Vol. 29. p. 1296-1303

89. Deamer D.W, Bramhall J. Permeability of lipid bilayers to water and ionic solutes // Chem. Phys. Lipids 1986. Vol. 40. p. 167-188

90. Chakrabarti A.C., Deamer D.W., Permeability of lipid bilayers to amino acids and phosphate // Biochim. Biophys. Acta 1992. Vol. 1111. p. 171-177

91. Xiang T-X, Anderson B.D. Liposomal drug transport: A molecular perspective from molecular dynamics simulations in lipid bilayers //Adv Drug Del Rev 2006 Vol. 58 p. 1357-1378

92. Kouichi Y., Masayoshi N., Ken-Ichiro G., Takeshi K. A model for self-sustained potential oscillation of lipid bilayers membranes induced by the gel-liquid crystal phase transitions //Biophys J 1993 Vol 64 1461-1475

93. Bordi F., Cametti C., A. Naglieri Responding Phospholipid Membranes— Interplay between Hydration and Permeability //Biophys J 2001 Vol. 81. p. 1014— 1028

94. Betz G., Aeppli A., Menshutina N., Leuenberger H. In vivo comparison of various liposome formulations for cosmetic application // Int J Pharm 2005 Vol. 296. p. 44-54

95. Cevc G. Lipid vesicles and other colloids as drug carriers on the skin //Adv Drug Del Rev 2004 Vol. 56. p. 675- 711

96. Elsayed M.A., Abdallah O.Y., Naggar V.F., Khalafallah N.M. Lipid vesicles for skin delivery of drugs: Reviewing three decades of research //Int J Pharm 2007 Vol. 332. p. 1-16

97. Deryckel A.S.L., de Witte P.A.M. Liposomes for photodynamic therapy //Adv Drug Del Rev 2004 Vol. 56. p. 17- 30

98. Drummond D.C., Meyer O., Hong K.L., Kirpotin D.B., Papahandjopoulos D. Liposomes for Delivery of DOX to Solid Tumors // J Pharmacol Exp Therapeut. 1999. Vol. 51. p. 691.

99. Kitaeva M.V., Melik-Nubarov N.S., Menger F.M., Yaroslavov A.A. Membrane transport of a polyacid-tied doxorubicin //Langmuir. 2004 Vol. 20. p. 6796.

100. Taguchi H., Sakai H., Abe M., Saito Y. Carboxyfluorescein Leakage from Poly(ethylene glycol)-Grafted Liposomes Induced by the Interaction with Serum // Chem. Pharm. Bull. 2006 Vol. 54 p. 80

101. Hashizaki K., Itoh C., Sakai H., Ogawa N. Effects of Poly(ethylene glycol) (PEG) Chain Length of PEG-Lipid on the Permeability of Liposomal Bilayer Membranes //Chem. Pharm. Bull. 2003. Vol. 51. p. 815-820

102. Tirosh O., Barenholz Y., Katzhendler J., Priev A. Hydration of Polyethylene Glycol-Grafted Liposomes. //Biophys J. 1998. Vol. 74. p. 1371-137

103. Silvander M., Bergstrand N., Edwards K. Linkage identity is a major factor in determining the effect of PEG-ylated surfactants on permeability of phosphatidylcholine liposomes // Chem Phys Lipids 2003 Vol. 126. p.77-83

104. Zhang X., The study of methotrexate thermal-sensitive liposomes preparedfrom nature lipid, Shenyang. 2000.

105. Storm, G.; Crommelin, D.J.A. Liposomes: quo vadis? //PSTT 1998. Vol. 1. p. 19-31.

106. Gregoriadis, G.; Florence, A.T. Liposomes in Drug Delivery: Clinical, Diagnostic and Ophthalmic Potential //Drugs. 1993 Vol. 45. p. 15-28

107. Janknegt R. Liposomal formulations of cytotoxic drugs. //Support. Care Cancer 1996. Vol. 4. p. 298-304

108. Boswell G.W., Buell D., Bekersky, I. AmBisome (liposomal amphotericin В): a comparative review. // J. Clin. Pharmacol. 1998. Vol. 38. p. 583-592.

109. Ayyagari A.L., Zhang X., Ghaghada K.B., Annapragada А., Ни X., Bellamkonda R.V. Long-Circulating Liposomal Contrast Agents for Magnetic Resonance Imaging //Magn Reson Med. 2006 Vol. 55. p. 1023-1029.

110. Woodle M.C., Engbers C.M., Zalipsky S. New amphipatic polymer-lipid conjugates forming long-circulating reticuloendothelial system-evading liposomes. //Bioconjug. Chem., 1994. Vol. 5. p. 493-496

111. Harrington K.J. Effective targeting of solid tumors in patients with locally advanced cancers by radiolabeled pegylated liposomes. //Clin Cancer Res. 2001. Vol.7, p. 243-254.

112. Northfelt D.W. Doxorubicin encapsulated in liposomes containing surface-bound polyethylene glycol: pharmacokinetics, tumor localization, and safety in patients with AIDS-related Kaposi's sarcoma. //J Clin Pharmacol. 1996. Vol. 36. p. 55-63.

113. Vermehren C., Jorgensen K., Schiffelers R., Frokjaer S. Activity of mammalian secreted phospholipase A(2) from inflammatory peritoneal fluid towards PEG-liposomes. Early indications. //Int. J. Pharm. 2001. Vol. 214. p. 93-98.

114. Vermehren C., Jorgensen K., Frokjaer S. Influence of lipopolymer concentration on liposome degradation and blood clearance. // Int. J. Pharm. 1999 Vol. 183. p. 13-16.

115. Buiting A.M., Van Rooijen N. Liposome mediated depletion of macrophages: an approach for fundamental studies. //J. Drug Target. 1994. Vol. 2. p. 357-362.

116. Schmidt-Weber C.B.; Rittig, M.; Buchner E.; Hauser I.; Schmidt I.; Palombo-Kinne E.; Emmrich F.; Kinne R.W. Apoptotic cell death in activated monocytesfollowing incorporation of clodronate-liposomes. // J. Leukoc. Biol. 1996 Vol. 60. p.230-244.

117. Yuan F.; Leunig M.; Huang S.K.; Berk D.A.; Papahadjopoulos D.; Jain R.K. Microvascular Permeability and Interstitial Penetration of Sterically Stabilized (Stealth) Liposomes in a Human Tumor Xenograft //Cancer Res. 1994 Vol. 54. p.3352-3356

118. Wu N.Z.; Da D.; Rudoll T.L.; Needham D.; Whorton A.R.; Dewhirst M.W. Increased Microvascular Permeability Contributes to Preferential Accumulation of Stealth 1 Liposomes in Tumor Tissue// Cancer Res. 1993. Vol. 53. p. 3765-3770.

119. Wu N.Z.; Braun, R.D.; Gaber, M.H.; Lin, G.M.; Ong, E.T.; Shan, S.; Papahadjopoulos, D.; Dewhirst, M.W. Simultaneous measurement of liposome extravasation and content release in tumors.// Microcirculation 1997. Vol. 4. p. 83101

120. Baru, M.; Nahum, O.; Jaaro, H.; Sha'anani, J.; Nur, I. Lysosome-disrupting peptide increases the efficiency of in-vivo gene transfer.by liposome-encapsulated DNA.//J. Drug Target. 1998 Vol. 6. p. 191-199.

121. Mizuguchi H.; Nakagawa Т.; Nakanishi M.; Imazu S.; Nakagawa S.; Efficient gene transfer into mammalian cells using fusogenic liposome. //T. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1996. Vol. 218. p.402-407

122. Torchillin V.P. Affinity liposomes in vivo: factors influencing target accumulation.//J. Mol. Recognition 1996. Vol. 9. p.335-346.

123. Laverman P.; Boerman O.C.; Oyen W.J.; Dams E.T.; Storm G.; Corstens F.H. Liposomes for scintigraphic detection of infection and inflammation // Adv. Drug. Deliv. Rev. 1999 Vol. 37. p.225-235.

124. Schwarze S.R.; Dowdy S.F. In vivo protein transduction: intracellular delivery of biologically active proteins, compounds and DNA. //Trends Pharmacol. Sci. 2000. Vol. 21. p. 45-48.

125. Luqmani Y.A. Mechanisms of drug resistance in cancer chemotherapy. //Med Princ Pract 2005. Vol. 14. p. 35-48.

126. Stavrovskaya A.A. Cellular mechanisms of multidrug resistance of tumor cells. //Biochemistry 2000. Vol. 65. p. 95-106.

127. Dean M., Hamon Y., Chimini G. The human ATP-binding cassette (ABC) transporter superfamily. //J Lipid Res 2001. Vol. 42. p. 1007-1017.

128. Gottesman M.M., Fojo Т., Bates S.E. Multidrug resistance in cancer: role of ATP-dependent transporters. //Nat Rev Cancer 2002. Vol. 2. p. 48-58.

129. Ambudkar S.V., Dey S., Hrycyna C.A., Ramachandra M., Pastan I., Gottesman M.M. Biochemical, cellular, and pharmacological aspects of the multidrug transporter. //Annu Rev Pharmacol Toxicol 1999. Vol. 39. p. 361-398.

130. Germann U.A., Pastan I., Gottesman M.M. P-glycoproteins: mediators of multidrug resistance. //Semin Cell Biol 1993. Vol. 4. p.63-76.

131. Priebe W., Van N.T., Burke T.G., Perez-Soler R. Removal of the basic center from doxorubicin partially overcomes multidrug resistance and decreases cardiotoxicity. //Anticancer Drugs 1993 Vol. 4. p.37-48.

132. Garnier-Suillerot A., Marbeuf-Gueye C., Salerno M., Loetchutinat C., Fokt I., Krawczyk M. Analysis of drug transport kinetics in multidrug-resistant cells: implications for drug action. //Curr Med Chem 2001. Vol. 8. p.51-64.

133. Leonard G.D., Polgar O., Bates S.E. ABC transporters and inhibitors: new targets, new agents. //Curr Opin Investig Drugs 2002 Vol. 3. p.l652-1659.

134. Thomas H., Coley H.M. Overcoming multidrug resistance in cancer: an update on the clinical strategy of inhibiting p-glycoprotein. //Cancer Control 2003 Vol. 10. p. 159-165

135. Yaroslavov A.A., Kul'kov V.E., Polinsky A.S., Baibakov B.A.,. Kabanov V.A A polycation causes migration of negatively charged phospholipids from the inner to outer leaflet of the liposomal membrane //FEBS Letters 1994 Vol. 340. p. 121123

136. Izumrudov V.A., Savitskii A.P., Bakeev K.N., Zezin A.B., Kabanov V.A A fluorescence quenching study of interpolyelectrolyte reactions .// Makromol. Chem., Rapid Commun. 1984. Vol. 5. p. 709-714.

137. Pardakhty A., Varshosaz J., Rouholamini A. In vitro study of polyoxyethylene alkyl ether niosomes for delivery of insulin. // Int J Pharm. 2007. Vol. 328. p. 130— 141

138. Feitosa E., Jansson J., Lindman B. The effect of chain length on the melting temperature and size of dialkyldimethylammonium bromide vesicles. // Chem Phys Lipids. 2006. Vol. 142. p. 128-132

139. Sobral C. N., Soto M.A., Carmona-Ribeiro A.M. Characterization of DODAB/DPPC vesicles. // Chem Phys Lipids. 2008 Vol. 152. p. 38

140. Brito R.O., Marques E.F. Neat DODAB vesicles: Effect of sonication time on the phase transition thermodynamic parameters and its relation with incomplete chain freezing.// Chem Phys Lipids. 2005. Vol. 137. p.l 8

141. Mayer L.D., Bally M.B., Cullis P.R., Wilson S.L. Emerman J.T. Comparison of free and liposome encapsulated doxorubicin tumor drug uptake and antitumorefficacy in the SCI 15 murine mammary tumor// Cancer lett 1990 Vol. 53. p. 18390

142. Horic Т., Ono K., Nishi H., Kimura T. Acute doxorubicin cardiotoxicity is associated with miR-146a-induced inhibition of the neuregulin-ErbB pathway. // Cardiovasc Res 2010. Vol. 87. p. 656