Влажность как экологический фактор формирования почвенного гидролитического микробного комплекса тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат биологических наук Ярославцев, Алексей Михайлович

• Ярославцев, Алексей Михайлович
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ярославцев, Алексей Михайлович

Содержание.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИ!1 ЕРАТУРЫ.

1.1 Отношение микроорганизмов к влажности субстратов.

1.1.1 Характеристика влажности субстратов.

1.1.2 Причины устойчивости микроорганизмов к низкой влажности среды.

1.2 Влияние свойств почвенной влаги на развитие микроорганизмов.

1.3 Гидролитические сообщества почв развивающиеся при внесении пектина или хитина.

1.3.1 Разложение хитина.

1.3.2. Разложение пектина.

1.4 Влияние физико-химических характеристик почв гидролитические сообщества.

1.5 Особенности анаэробного разложения хитина в почвах и связанного с ним метано генеза.

1.6. Роль рассматриваемых полисахаридов и их производных в природе.

1.6.1 Роль хитина и его производных в природных экосистемах.

1.6.2 Роль пектина и его производных в природных экосистемах.

ГЛАВА II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1 Объекты исследования.

2.2 Методы исследования.

2.2.1 Методы обнаружения матричного давления почвенной влаги в исследуемых образцах.

2.2.2 Изучение эмиссии диоксида углерода из образцов исследуемых почв газовохроматографическим методом.!.

2.2.3 Определение численности разных групп микроорганизмов люминесцентномикроскопическим методом.

2.2.4 Определение структуры прокариотного хитинолитического и пектинолитического микробных комплексов в почвах методом Fluorescence in situ hybridization.

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Сравнительное исследование динамики эмиссии диоксида углерода из образцов чернозема и серой лесной почвы с в несением полисахаридов в зависимости от давления почвенной влаги.

3.2 Разложение хитина в микроаэробных условиях.

3.2.1 Активность(трансформации хитина микробным комплексом почв в микроаэробных условиях при различных уровнях влажности.

3.2.2 Динамика эмиссии СН4 из образцов глее-слабоподзолистой, дерново-подзолистой, серой лесной, каштановой почвы и чернозёма в ходе сукцессии, инициированной увлажнением и внесением хитина.

3.3.2 Определение динамики численности и биомассы хитин разлагающих микроорганизмов при инкубации в микроаэробных условиях.

3.4 Анализ структурных и функциональных показателей при деструкции полисахаридов в почвах.

3.5 Исследование прокариотного гидролитического сообщества почв с помощью флуоресцентной гибридизации in situ.

3.6 Разделяюйщий градиентный гель электрофорез.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влажность как экологический фактор формирования почвенного гидролитического микробного комплекса»

Такие полисахариды как хитин и пектин входят в состав матрикса клеточных стенок как эукариотических, так и прокариотичесКих организмов и постоянно присутствуют в почве. Поступающие в почву полисахариды относительно быстро утилизируются микроорганизмами и активно участвуют в почвенно-химических реакциях. Они образуют комплексные соединения с ионами металлов, вступают в химические или адсорбционные взаимодействия с глинистыми минералами, способствуя созданию почвенной структуры. Содержание полисахаридов в почве, в зависимости от метода экстракции и типа почвы, колеблется в пределах от 0,06% до 3,0% от массы почвы и от 1% до 14% от массы органического вещества почв. Из литературы известно, что в почвы с растительными остатками ежегодно поступает от 2 до 14 т/га углеводов, значительная часть которых минерализуется или участвует, как структурные элементы, в формировании гуминовых кислот.

С ростом использования биополимеров в промышленности, сельском хозяйстве и медицине становится важным вопрос не только о синтезе, но и о деструкции больших количеств этих соединений. Поэтому представляется актуальным вопрос об активности и субстратной специфичности ' внеклеточных ферментов в природных системах, и таким образом об их участии в микробной реминерализации органического углерода.

Исследование деструкции полимеров в почве обычно проводились при усредненных значениях влажности и зачастую не отражали объективной картины происходящего в связи с активной динамикой влажности в почвах. В связи с этим эксперимент предлагается провести на широком диапазоне влажности вплоть до переувлажнения почвы и создания анаэробных условий.

Целью диссертационной работы было исследование структурных и функциональных особенностей комплекса микроорганизмов, осуществляющих деструкцию полисахаридов (хитина и пектина) в почвах Европейской части России при широком диапазоне влажностей.

В задачи исследования входит:

1) Сравнительное исследование динамики эмиссии диоксида углерода из образцов почв с хитином и пектином.

2) Изучение динамики численности и биомассы эукариотных и прокариотных микроорганизмов, развивающихся в исследуемых микрокосмах в ходе сукцессии, инициированной увлажнением и внесением

- полисахаридов.

3) Определение активности разложения хитина и пектина в условиях различных влажностей исследуемых почв.

4) Оценка филогенетического разнообразия и численности отдельных групп доменов Bacteria в природном и гидролитическом (пектинолитическом и хитинолитическом) прокариотном комплексе микрокосмов.

Научная новизна. Установлено, что, влажность имеет более значимое влияние на деятельность хитинолитического комплекса по сравнению с пектинолитическим. При деструкции полисахаридов с увеличением влажности почвы в микробном комплексе заметно возрастает роль прокариотных микроорганизмов, особенно - актиномицетов. Впервые с использованием метода FISH оценена численность' и выявлен филогенетический состав метаболически активного гидролитического комплекса гумусовых горизонтов серой лесной, глее-слабоподзолистой почв и чернозема в зависимости от влажности. При оптимальной влажности в хитинолитическом и пектинолитическом прокариотном микробном комплексе ' преобладали представители филогенетических групп Actinobacteria и Fiipnicutes. С увеличением влажности отмечается возрастание ¡ • доли протеобактерий. С понижением влажности до влажности, близкой к I i ! влаги завядания, в гидролитическом комплексе возрастает роль гамма, альфа-протеобактерий и актинобактерий.

Практическая значимость. Дана количественная оценка скорости деструкции хитина в разных типах почв при различных уровнях увлажнения. Выявлен филогенетический состав метаболически активного гидролитического комплекса гумусовых горизонтов серой лесной, глее-слабоподзолистой почв и чернозема в зависимости от влажности. Полученные данные могут быть использованы для подбора оптимальных условий при поиске и выделении активных организмов хитино- и пектинолитиков.

Апробация работы. Основные результаты диссертационной работы доложены на ХЩ Международной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых Ломоносов-2007 и заседании кафедры биологии почв факультета почвоведения МГУ.

Публикации. По результатам исследований опубликовано 5 статей, 6 тезисов докладов.

Объем работы. Диссертация включает введение, обзор литературы, экспериментальную часть, выводы. Материалы диссертации изложены на 120 страницах машинописного текста, содержат 39 рисунков, 7 таблиц.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Ярославцев, Алексей Михайлович

выводы

1. Установлено, что, уровень влажности почвы в заданном диапазоне для некоторых структурных показателей может оказаться более значимым фактором по сравнению с такими существенными для микробного сообщества факторами как внесение ресурсов и время. Влажность имеет более значимое влияние на деятельность хитинолитического комплекса по сравнению с пектинолитич'еским.

2. Дыхание на широком спектре условий (влажность, поступление органического вещества, сукцессионное время) может существенно контролироваться актиномицетами, роль которых, по всей видимости, определяется вкладом в регуляцию функционирования микробного сообщества. При деструкции полисахаридов с увеличением влажности почвы в микробном комплексе заметно возрастает роль прокариотных микроорганизмов, особенно i актиномицетов.

3. Впервые с использованием метода FISH оценена численность физиологически активного гидролитического прокариотного комплекса в черноземе, серой лесной и глее-слабоподзолистой почвах при различных уровнях влажности. Численность метаболически активных представителей отдельных филогенетических групп доменов Bacteria о составила 10 клеток в грамме почвы. Доля метаболически активных от всех выделяемых клеток прокариот достигала 80% и определялась типом почвы.

4. Выявлен филогенетический состав метаболически активного гидролитического комплекса гумусовых горизонтов всех исследуемых почв в зависимости от влажности. Отличительной чертой активного хитинолитического и пектинолитического прокариотного микробного комплекса было преобладание групп АсИпоЬааепа и РштсШеБ в почвах с оптимальным значением влажности. С увеличением влажности отмечается возрастание доли протеобактерий. С понижением матричного давления до влажности, близкой к влаги завядания, в гидролитическом комплексе возрастает роль гамма, альфа-протеобактерий и актинобактерий. г

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

С ростом использования биополимеров в промышленности, сельском хозяйстве и медицине становится важным вопрос не только о синтезе, но и о деструкции больших количеств этих соединений.

Поэтому представляется актуальным вопрос об активности и субстратной специфичности внеклеточных ферментов в природных системах, и таким образом об их участии в микробной реминерализации органического углерода. Выявлен филогенетический состав метаболически активного гидролитического комплекса гумусовых горизонтов серой лесной, глее-слабоподзолистой почв и чернозема в зависимости от влажности. Полученные данные могут быть использованы для подбора оптимальных условий при поиске и выделении активных организмов хитино- и пектинолитиков. Исследование численности и биомассы микроорганизмов изучаемых почв показала возрастающую роль прокариотных микроорганизмов, особенно — актиномицетов при деструкции полисахаридов с увеличением влажности почвы в микробном комплексе. С использованием метода FISH выявлен филогенетический состав метаболически активного гидролитического комплекса гумусовых горизонтов серой лесной, глее-слабоподзолистой почв и чернозема в зависимости от влажности. Отличительной чертой активного хитинолитического и пектинолитического прокариотного микробного комплекса было преобладание группы актинобактерий и фирмикут в почвах с оптимальным значением влажности. С увеличением влажности отмечается возрастание доли про-теобактерий. С понижением матричного давления до влажности, близкой к влаги завядания, в гидролитическом комплексе возрастает роль гамма, альфа-протеобактерий и актинобактерий i I

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ярославцев, Алексей Михайлович, 2010 год

1. Балабуха B.C., Разбитная J1.M., Разумовский М.О. и. др. Проблема выведения из организма долгоживущих радиоактивных изотопов // М.: Госатомиздат, 1962 167с.

2. Березин П.Н., Гудима ИИ. Физическая деградация почвы: пара метры состояния // Почвоведение 1994 №11

3. Генджиев М.Г. Характеристика состава грибов-микромицетов пустынных областей Туркмении и развитие их при различной активности воды // Автореф. дисс. Канд. Биол. Наук. М.: МГУ, 1978.

4. Грачева И.М., Кривова А.Ю. Технология ферментных препаратов

5. М.: Изд-во Эвалар, 2000. 512 с.i

6. Дорошенко Е.А., Зенова Г.М., Звягинцев Д.Г., Судницын И.И. Спорообразование и мицелиальный рост стрептомицетов при различных уровнях влажности // Микробиология Т. 74, № 6. 2005. С. 795-799

7. Звягинцев Д.Г.Развитие микроорганизмов в тонких капиллярах и пленках // Микробиология. 1970а.Т 39. Вып.1

8. Звягинцев Д.Г., Питрюк А.П. Развитие микроорганизмов в проточных и непроточных капиллярах разной толщины // Микробиология. 1973. Т 42. Вып.1.

9. Звягинцев Д.Г., Бабьева И.П., Зенова Г.М. Биология почв // М.:МГУ, 2005

10. Зенова Г.М. Актиномицеты в наземных экосистемах. // Автореферат докт. дис.М.:МГУ,1998.

11. Качалай и др. Методические указания по использованию в лечебно-профилактических целях пектинов и пектин с о держащих продуктов // Киев: Урожай, 1990 №504989- 15 с.

12. Кожевин П.А. Микробные популяции в природе // М.: МГУ, 1989. -175 с.

13. Кравченко И.К., Кизилова А.К., Быкова С.А., Менько Е.В., Гальченко В.Ф. Молекулярный анализ накопительных культур с высоким сродством к метану, выделенных из почв лесного биоценоза и агроценозов // Микробиология. 2009.I

14. Моисеева В.Г., Зайко Г.М. Влияние чистоты пектинового препарата на физико-химические и комплексообразующие свойства пектина // Пищевая технология, 1976 №3, стр.27-30.

15. Орлов, Бирюкова, Суханова Органическое вещество почв Российской Федерации // М. Наука, 1996

16. Панкратов Т. А., Белова С.Э., Дедыш С.Н. Оценка филогенетического разнообразия прокариотных микроорганизмов в сфагновых болотах с использованием метода FISH,// Микробиология, 2005. Т. 74, №6, С. 831-837.

17. Панкратов Т.А. Бактериальные сообщества сфагновых болот и их участие в деструкции природных полимеров// Диссер.к.б.н. ИнМи РАН, М., 2007

18. Полянская JI.M. Микробная сукцессия в почве // Автореф. дис.докт. Биол. Наук. М.: МГУ, 1996. 96 с.

19. Смагин A.B., Садовникова Н.В., Мизури Маауиа Бен Али Определение основной гидрофизической характеристики почв методом центрифугирования // Почвоведение. 1998. №11. С. 1362-1370.

20. Смагин A.B., Садовникова Н.Б., Хайдапова Д.Д., Шевченко Е.М. Экологическая оценка биофизического состояния почв. Методическая разработка к курсу "Биогеофизика" // Москва. МГУ ф-т Почвоведения. 1999. 48 с.

21. Хенглейн Н.Ф. Пектины // Биохимические методы анализы растений. М.Ин.лит, 1960. с.280-323I

22. Шелухина Н.П., Ашубаева З.Д., Аймухамедова Г.Б. Пектиновые вещества их некоторые свойства и производные // Фрунзе:Илим, 1970. 73с.t

23. Aber N.J., Mellilo J. D. & J. M., Terrestrial Ecosystems // Saunders College Publishing, PA. 1991.

24. Amann R.I., Krunholz L., Stahl D.A. Fluorescent-oligonucleotide probing of * whole cells for determinative, phylogenetic, and environmental studies in microbiology // Bacterid., 1990. V. 172. P. 762-770. '

25. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.-H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiol. Rev. 1995. V. 59. P. 143-169.

26. Amann R.I., Ludwig W. Ribosomal RNA-targeted nucleic acid probes for studies in microbial ecology //FEMS Microbiol. Reviews, 2000. V. 24. P. 555-56^.

27. Arotupin D. J., Akinyosoye F. A. and Onifade A. K. Purification and characterization of pectinmethylesterase from Aspergillus repens isolated from cultivated soil // African Journal of Biotechnology Vol. 7 (12), pp. 1991-1998, 17 June, 2008

28. Baker, G.C., and D.A. Cowan. 16S rDNA primers and the unbiased assessment of thermophile diversity // Biochem. Soc. Trans. 2004. 32:218-221.

29. Black Sharon A., Smit C J.B. The grading of low ester pectin for use in dessert gels // J.Food Sci., 1972. vol. 37,5 p.726-729

30. Bouvier, T., and P.A. del Giorgio. Factors influencing the detection of bacterial cells using fl uorescence in situ hybridization (FISH): A quantitative review of published reports // FEMS Microbiol. Ecol. 44:3-15.2003.i

31. Boyer J.N. Aerobic and Anaerobic Degradation and Mineralization of 14C-Chitin by Water Column and Sediment Inocula of the York River Estuary, Virginia // APPLIED AND ENVIRONMENTAL MICROBIOLOGY, Jan. 1994, p. 174-179

32. Brock, T. D. M. T. Madigan. Biology of Microorganisms 5th edn //Prentice Hall Incorporation. 1988.

33. Casida L.E. Jr. Industrial Microbiology. Enzymes as Fermentation Products 4th edition // Wiley Eastern Limited New Delhi, 1991. pp. 390-401.

34. Chandler, D.P., J.K. Fredrickson, and FJ. Brockman. Effect of PCR template concentration on the composition and distribution of total community 16S rDNA clone libraries // Mol. Ecol. 6: 1997.475^18?. .

35. Conrad R., Bak F., Seitz H.B., Thebrath B., Mayer H.P., Schutz H. Hydrogen turnover by psychrotrophic homoacetogenic and mesophilic methanogenic bacteria in anoxic paddy soil and lake sediments //FEMS Microbiol. Ecol. 1989. V. 62. P. 285-294.

36. Culbreath AK, Rodriguez-Cabana R, Morgan-Jones G. Chi'tin and Paecilomyces lilacinus for control of Meloidogyne arenaria II Nematropica 16: 1986. p. 153-166.

37. Daims, H., K. Stoecker, and M. Wagner. Fluorescence in situ hybridization for the detection of prokaryotes. // In A.M.Osborn and C.J. Smith (ed.) 2005. p. 213-239

38. De Boer W, Klein Gunnewiek PJA, Lafeber P, Janse JD, Spit BE, Woldendorp JW Antifungal properties of chitinolytic dune soil bacteria // Soil Biol Biochem 30 :p. 193-203. 1998 •

39. Dedysh, S. N*., Panikov N. S., Liesack W., Grobkopf R., Zhou J., and Tiedje J. M. Isolation of acidophilic methane-oxidizing bacteria from northern peat wetlands // Science, 1998. V. 282. P. 281-284.

40. Dedysh S. N., Pankratov T.A., Belova S.E., Kulichevskaya I.S. and Liesack W. Phylogenetic analysis and in situ identification of

41. Bacteria community composition in an acidic Sphagnum peat bog // Appl. Envir Microbiol., 2006

42. Edwards U., Rogall T., Bloeker H., Ende M.D., Boeettge E.C. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes, characterization of gene coding for 16S ribosomal RNA // Nucl. Acids Res. 1989. V. 17. P.7843-7853.t

43. Frankenberger, W. T. Jr. & W. A. Dick. Relationships between enzyme activities and microbial growth and activity indices in soil // Soil Science Society of America Journal 47: 1983. p. 945-951.

44. Friedrick J., < Cinerman A., Steiner W. Production of pectolytotic enzymes by Aspergillus niger. Effect of inoculum size and Potassium Hexacyanoferrate II Trihydrate. // Appl. Microbiol. Biotechnol, 1990. 33:377.

45. Freeman, C., G. Liska, N. Ostle, S. E. Jones & M. A. Lock. The use of fluorogenic substrates for measuring enzyme activity in peatlands //Plant and Soil 175: p. 147-152. 1995.52.

46. Garcia J.L., Patel B.K.C., Ollivier B. Taxonomic, phylogenetic, and ecological diyersity of methanogenic Archae // Anaerobe. 2000. V. 6. P. 205-226.

47. Gelsomino, A., A.C. Keijzer-Wolters, G. Cacco, and J.D. van Elsas. Assessmentof bacterial community structure in soil by polymerase chain reaction and denaturing gradient gel electrophoresis // J. Microbiol. Methods 38:1-15. 1999.

48. Gemma Reguera 1, Susan B. Leschine Chitin degradation by cellulolytic anaerobes and facultative aerobes from soils and sediments // FEMS Microbiology Letters 204. 2001. pp 367-374.

49. Ginige, M.P., P. Hugenholtz, H. Daims, M. Wagner, J. Keller, and

50. L. Blackall. Use of stable-isotope probing, full-cycle rRNA ?analysis, and fluorescence in situ hybridization-microautoradiography to study a methanol-fed denitrifying microbial community // Appl. Environ. Microbiol. 2004. 70:588596

51. Gomes, R. C., Semedo, L. T., Soares, R. M., Alviano, C. S., Linhares, L. F., and Coelho, R. R.: Chitinolytic activity of actinomycetes from a cerrado soil and their potential in biocontrol //1.tt. Appl. Microbiol., 30, 146-150 (2000) <

52. Gould WD, Bryant RJ, Trofymow JA, Anderson RV, Elliott ET,Coleman DC 1981. Chitin decomposition in a model soil system // Soil Biol Biochem 13 : p. 487-49

53. Gray TRG, Baxby P. Chitin decomposition in soil. II. The ecology of chitinoclastic micro-organisms in forest soil // Trans Br Mycol Soc 51 : p. 293-309. 1968

54. Griffin DM. 11985. A comparison of the roles of bacteria and fungi. In: Leadbetter ER, Poindexter JS (eds) Bacteria in nature. I. Bacterial activities in perspective // Plenum, New York, pp 221255

55. Gummadi S.N., Kumar D.S. Microbial pectic transeliminäses // Biotechnology Letters, 2005. V. 27. P. 451-458.

56. Jeffries P. Mycoparasitism within the zygomycetes // Bot J Linn Soc 91: p. 135-150. 1985

57. Kapoor M., Kuhad R.C. Improved polygalacturonase production from Bacillus sp. Mg Cp - 2 under submerged (SMF) and solid state (SSF) fermentation.// Lett. Appl. Microbiol. 2002. 34: 317-322.

58. Klappenbach, J.A., P.R. Saxman, J.R. Cole, and T.M. Schmidt. rrndb:The ribpsomal RNA operon copy number database // Nucleic Acids Res.29:181-184. 2001.

59. Kobabe, S., D. Wagner, and E.-M.- Pfeiffer. 2004. Characterization of microbial community composition of a Siberian tundra soil by fl uorescence in situ hybridization // FEMS Microbiol. Ecol. 50:1323.

60. Kox E. Der durh Pilze und aerobe Bacterien veranlasste Pectin -und Cellulose Abbau im Hochmoor unter besonerer Berücksichtigung des Sphagum - Abbaus // Archiv für microbiologic. 1954. V. 20. P. 111-140.

61. Kropf, S., H. Heuer, M. Gruning, and K. Smalla. Signifi cance test forcomparing complex microbial community fi ngerprints using pairwise similarity measures // J. Microbiol. Methods 57:187-195. 2004.

62. Krsek M &Wellington EMH. Comparison of different methods for the isolation and purification of total community DNA from soil // J. Microbiol. Methods 39: p. 1-16. 1999

63. Krsek Martin? & Elizabeth M.H. Wellington. Assessment of chitin decomposer diversity within an upland grassland // Antonie van Leeuwenhoek 79: p. 261-267. 2001.

64. Le Mer J., Roger P. Production, oxidation, emission and consumption of methane by soils: A revew // Eur. J. Soil Biology. 2001. V. 37. P.25-50.

65. Maloy O.C. Plant disease control: principles and practice // Wiley, Chichester. 1993i

66. Mann, K. H. Production and use of detritus in various freshwater, estuarine, and coastal ecosystems // Limnology and Oceanography 33: 910-930. 1988.

67. Manz W., Amann R., Ludwig W., Wagner M., Schleifer K.-H. Phylogenetic oligonucleotide; probes for the major subclasses of Proteobacteria: problems and solutions// Syst. Appl. Microbiol., 1992. V. 15. P. 593-600.

68. Meier H., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.-H. Specific oligonucleotide probes for in situ detection of a major group of grampositive bacteria with low DNA G+C content// Syst. Appl. Microbiol, 1999. V. 22. P. 186-196.

69. Mitchell R, Alexander M. Microbiological processes associated with the use of chitin for biological control // Soil Sci Soc Proc 26 : p. 556558. 1962.

70. Mitsch, W. J! Global Wetlands: Old World and New // Elsevier, NY. 1994.

71. Morgan, C.A., A. Hudson, A. Konopka, and C.H. Nakatsu. Analyses of microbial activity in biomass-recycle reactors using denaturing gradient gel electrophoresis of 16S rDNA and 16S rRNAPCR products // Can. J. Microbiol. 48:333-341. 2002.

72. Nakatsu, C.H., Y. Torsvik, and L. 0vreas. Soil community analysis using DGGE of 16S rDNA polymerase chain reaction products // Soil Sci. Soc.'Am. J. 64:1382-1388. 2000.

73. Neef A., Amann R., Schlesner H., Schleifer K.-H. Monitoring a widespread bacterial group: in situ detection of Planctomycetes with 16S rRNA-targeted probes // Microbiology, 1998. V. 144. P. 3257-3266.

74. Neufeld, J.D., and W.W.; Mohn. Fluorophore-labeled primers improve the sensitivity, versatility, and normalization of denaturing gradient gel electrophoresis. Appl. Environ // Microbiol. 71:48934896. 2005. f

75. Newman S. & K. R. Reddy. Alkaline-phosphatase activity in the sediment-water column of a hypereutrophic lake // Journal of Environmental Quality 22: p. 832-838.1993

76. Ward. Microscopic examination of distribution and phenotypic properties ofi phylogenetically. diverse Chlorofl exaceae-related bacteria in hot spring microbial mats // Appl. Environ. Microbiol. 68:4593-4603. 2002.

77. Odutola O.O., Ikenebomeh M.J. Polygalacturonase and pectinmethylestherase produced by Erwinia carotovora and Fusarium oxysporum isolated from stared tomatoes (Lycopersicum esulentum)fruits.//Niger. J.Microbiol., 1997, 11: 108-111.

78. Okafor N. Ecology of micro-organisms on chitin buried in soil // J Gen Microbial 44 : p. 311-327. .1966

79. Potgieter HJ, Alexander M. Susceptibility and resistance of several fungi to microbial lysis // J Bacteriol 91 : p. 1526-1532. 1966.

80. Raskin L., Stromley J.M., Rittmann B.E., Stahl D.A. Group-specific 16S rRNA hybridization probes to describe naturalcommunities of methanogens // Appl. Environ. Microbiol., 1994.- V. 60. P. 1232-1240.

81. Roller C., Wagner M., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.- H. In situ probing of Gram-positive bacteria with high DNA G+C content using 23S rRNA- targeted oligonucleotides // Microbiology, 1994. V.140. P. 2849-2858

82. Satokari, R.M., E.E. Vaughan, A.D.L. Akkermans, M. Saarela, and W.M. de VoSj. Bifi dobacterial diversity in human feces detected by genusspecifi c PCR and denaturing gradient gel electrophoresis // Appl. Environ. Microbiol. 67:504-513. 2001

83. Schippers B, Palm LC Ammonia, a fungistatic volatile in chitin-amended soil // Neth J Plant Pathol. 1973. 79 : p. 279-281.

84. Seymour G.B., Knox J.P. Pectin's and their manipulation // USA: Blackwell, 2002 250p.

85. Smucker, R. A. & R. Dawson. Products of photosynthesis by marine phytoplankton: chitin in.TCA 'protein' precipitates // Journal of Experimental Marine Biology and Ecology 104: p. 143— 152. 1986.

86. Sokal, R., and P.H.A. Sneath. Principles of numerical taxonomy // Freeman, San Francisco. 1963.

87. Stahl D.A., Amann R. Development and application of nucleic acidiprobes // In E. Stackebrandt and M. Goodfellow (ed.) Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics. 1991. Wiley, New York, N.Y. P. 205-248.

88. Torsvik, V.,R. Sorheim, and J. Goksoyr. Total bacterial diversityin soil and sediment communities—a review // J. Indus. Microbiol. 1996. 17:170-178.

89. Uffen R.L. Xylan degradation: a glimpse at microbial diversity // J. of1.dustr. Microb. Biochem., 1997. v. 19. p. 1-6 t

90. Veldkamp H. A study of the aerobic decomposition of chitin by microorganisms // Meded Landbouwhogesch Wageningen 55 : p. 127-174. 1955.

91. W. De Boer & S. Gerards 7 P.J.A. Klein Gunnewiek R. Modderman. Response of the chitinolytic microbial community to chitin amendments of dune soils // Biol Fertil Soils 29 : p. 170177.2001.

92. Watt, M., P. Hugenholtz, R. White, and K. Vinal. Numbers and locations of native bacteria on field grown wheat roots quantifi ed by fluorescence in situ hybridization // Environ. Microbiol. 8:871884. 2006.

93. Wilbur, J.D., J.K. Ghosh, C.H. Nakatsu, S.M. Brouder, and R.W. Doerge. Variable selection in high-dimensional multivariate binary data with application to the analysis of microbial community DNA fingerprints // Biometrics 58:378-386. 2002.

94. Williamson, N., Brian, P., and -Wellington, E. M.: Molecular detection of bacterial and streptomycete chitinase in the environment // Antonie Van Leeuwenhoek, 78,315-321. 2000

95. Woese C.R., Magrum L J., Fox G.E. Archaebacteria // J. Mol. Evol. 1978. V. 11. P. 245-252.

96. Yang, C.H., and D.E. Crowley. Rhizosphere microbial communityfstructure in relation to root location and plant iron nutritional status // Appl. Environ. Microbiol. 66:345-351. 2000.