Транзиторные нейроны трохофорных животных и их роль в регуляции развития тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.30, доктор биологических наук Воронежская, Елена Евгеньевна

• Воронежская, Елена Евгеньевна
• доктор биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации доктор биологических наук Воронежская, Елена Евгеньевна

1. ВВЕДЕНИЕ.

1.1. Ранний нейрогенез моллюсков.

1.2. Ранний нейрогенез аннелид.

1.3. Двигательные реакции личинок трохофорных животных и участие в них нейронов развивающейся нервной системы.

1.4. Функции нейронов апикального органа в развитии.

1.5. Цели и задачи исследования.

2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

2.1. Объекты исследования.

2.2. Иммунохимическое маркирование.

2.3. Глиоксилатная гистохимическая реакция.

2.4. Формальдегид-глутаральдегидная реакция.

2.5. Внутриклеточное окрашивание.

2.6. Объемная реконструкция серийных срезов.

2.7. Электрофизиологические эксперименты,.

2.8. Хроматография под высоким давлением (HPLC),.

2.9. Радиоферментный анализ.

2.10. Фармакологическая модуляция пищевого поведения.

2.11. Фармакологическая модуляция развития.

2.12. Регистрация поведения.

2.13. Приготовление кондиционированной воды.

2.14. Измерение размеров и статистическая обработка.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Нейрогенез пресноводных легочных моллюсков(Са81горо(1а, Pulmonata).^

3.1.1. Нормальное развитие.

3.1.2. РМКРамид-иммунореактивные элементы у Lymnaea stagnalis, Biomphalaria glabrata и Helisoma trivolvis.

3.1.3. Экспрессия пептидов семейства FMRFамида в развитии Lymnaea stagnalis.

3.1.4. Обсуждение.J.

3.1.5. Серотонин-содержащи? Ьейроны у улиток семейств Lymnaeida и Planorbidae.

3.1.6. Обсуждение.^.

3.1.7. Катехоламин-содержащие нейроны и катехоламин-зависимое поведение в развитии L. stagnalis.

3.1.7.1. Эмбриональное развитие.

3.1.7.2. Постэмбриональное развитие.

3.1.8. Обсуждение.

3.1.9. Октопамин в эмбриональном и постэмбриональном развитии L. stagnalis.

3.1.10. Октопамин как регулятор пищевого поведения у L. stagnalis,.

3.2. FMRFaiviiw-, серотонин- и катехоламин-содержащие нейроны в развитии Aplysia californica (Gastropoda, Opisthobranchea).

3.2.1. Обсуждение.

3.3. Локализация серотонина и его роль у ранних зародышей Т. diomedea.

3.4. Нейрогенез хитона Ischnochiton hakodadensis (Polyplacophora),.

3.4.1. Нормальное личиночное развитие.

3.4.2. РМЯРамид-содержащие нейроны.

3.4.3. Серотонин-содержащие нейроны.

3.4.4. Колокализация иммунореактивности к FMRFa и серотонину.

3.4.5. Колокализация иммунореактивности к FMRFa и тубулину,.

3.4.6. Обсуждение.

3.5. Нейрогенез полихеты Phyllodoce maculata (Phyllodocidae).

3.5.1. Нормальное развитие.

3.5.2. Серотонин-содержащие нейроны,.

3.5.3. РМЯРамид-содержащие нейроны.

3.5.4. Каудальный сенсорный орган,.

3.5.4. Обсуждение.

3.6. Сенсорная природа ранних нейронов.

3.7. Роль нейронов задней полусферы в развитии.

3.8. Роль нейронов апикального органа в развитии.

3.8.1. Внутривидовая химическая сигнализация в эмбриональном развитии пресноводных пульмонат: роль ранних апикальных сенсорных нейронов.

3.8.2. Обсуждение.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Транзиторные нейроны трохофорных животных и их роль в регуляции развития»

При решении фундаментальных задач нейробиологии развития исследователи традиционно обращались к относительно просто устроенным модельным беспозвоночным. Данные последних лет, полученные нейробиологами развития с применением современных генетических и молекулярно-биологических методов при изучении эмбрионов модельных позвоночных и беспозвоночных, таких как мыши (Mus musculis), рыбы (Danio rerio), насекомые (Drosophila melanogaster) и нематоды (Caenorgabditis elegans) показали, что гены, регулирующие развитие, чаще всего являются консервативными у представителей даже далеко отстоящих таксономических групп (обзор Moody, 1999; Arendt et al., 2001, 2004). Эти открытия еще раз показали важность сравнительных исследований и подтвердили существовавшее и раньше представление о том, что фундаментальные механизмы развития едины во всем животном царстве.

Группа трохофорных животных, выделяемая по присутствию в их жизненном цикле трохофоры или трохофороподобной личинки, является одной из самых многочисленных среди Spiralia. Ее представители использовались в качестве экспериментальных моделей в различных областях биологии, и, в частности, нейробиологии. Так, доказательство роли серотонина (5НТ) как передатчика нервных импульсов было получено на садовой улитке Helix (Gershenfeld and Steni, 1965), а интегративная функция этого медиатора в поведении была продемонстрирована на медицинской пиявке Herudo (Lent, 1986) и морском моллюске Clione limacina (Сахаров, Каботянский, 1986). Пептид Phe-Met-Arg-Phe-NH2 (FMRFamide) был изначально идентифицирован как возбуждающий сердечные сокращения у моллюсков (Price and Greenberg, 1977). На морских слизнях Tritonia и Aplysia была установлена и плодотворно изучается нейрональная основа поведения, памяти и обучения (Willows, 1967; Kandel, 1979, 2001). Множество работ посвящено изучению различных аспектов функционирования дефинитивной нервной системы моллюсков и аннелид. С другой стороны, их развитие давно и успешно изучается классическими эмбриологическими методами (напр., Raven, 1966; Cumin, 1972; Anderson, 1966; Мещеряков, 1975), которые затрагивают в числе прочих и развитие нервной системы. Тем не менее данные о нейрогенезе, и особенно о самых ранних его этапах, немногочисленны и порой противоречивы, а функции ларвальных нейронов все еще остаются на уровне предположений, и в большинстве случаев не имеют экспериментального подтверждения.

В последнее время все большее признание получает концептуальная модель функциональной значимости множественности нейротрансмиттеров (Сахаров, 1990).

Накапливаются факты, доказывающие, что поведение является трансмиттер-зависимым, то есть определенный трансмиттер может индуцировать комплексную интегрированную программу поведения целого организма (Livingstone et al., 1980; Rravitz, 1983; Sakharov, 1990). Однако вопрос о том, являются ли морфогенетические программы также трансмиттер-зависимыми, остается открытым. Было показано, что трансмиттеры присутствуют и являются функционально значимыми на ранних «донервных» стадиях развития (Бузников, 1987; Buznikov et al., 2001). Для более поздних стадий развития известно участие серотонина в метаморфозе и регуляции биения ресничек личинок (см. ссылки в главах 1.3 и 1.4). Период начальных этапов формирования нервной системы никогда не изучался с точки зрения участия нервных передатчиков в нейро- и онтогенезе.

Личинки трохофорных животных представляют удобную модель для решения подобных задач, так как обладают нервной системой, в которой представлено большинство медиаторов, характерных для дефинитивной ЦНС, и котороя, в то же время, состоит из небольшого числа нейронов (десятки), каждый из которых может быть идентифицирован.

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Воронежская, Елена Евгеньевна

5. ВЫВОДЫ

1. Развитие нервной системы трохофорных животных начинается с дифференциров-ки периферических нейронов. На стадии трохофоры формируются два, изначально не связанные между собой морфологически нервных центра: в передней и задней полуферах зародыша. Все ранние нейроны являются сенсорными.

2. Ранние нейроны экспрессируют пептиды семейства РМИРамида и/или серотонин.

3. Эти клетки являются транзиторными, то есть в определенный момент развития перестают синтезировать характерные для них трансмиттеры, и, вероятнее всего, подвергаются запрограммированной клеточной гибели

4. Нейроны задней полусферы разнообразны по своей морфологии, составу нейро-трансмиттеров и локализации относительно прототроха, поэтому, вероятнее всего, не являются гомологичными, а выполняют единую морфогенетическую функцию у личинок разных видов трохофорных животных.

5. Волокна нейронов задней полусферы являются пионерными и маркируют места, где в дальнейшем будут сформированы центральные ганглии дефинитивной нервной системы и пути, по которым пройдут связывающие ганглии комиссуры и коннективы.

6. В раннем развитии пульмонат преобладает экспрессия пенпапептидов, в частности EFLRIaMnaa. Группа EFLRIa, по-видимому, участвует в ранних процессах морфо- и эмбриогенеза. Гептапептиды семейства FMRFaMHaa начинают экспрессироваться позже нейронами дефинитивной нервной системы.

7. В развивающихся эмбрионах пульмонат биохимически выявляются такие моноамины как серотонин, дофамин и октопамин. Их содержание возрастает в процессе развития. Серотонин выявляется в развитии трохофорных, начиная со стадии зиготы и присутствует в определенном пуле бластомеров до стадии поздней бластулы. Затем экспрессия серотонина прекращается, и возникает вновь уже в дифференцированных нервных клетках.

8. Октопамин-содержащие нейроны буккального ганглия входят в состав центрального генератора пищевого ритма у пульмонат. Выделяемый ими октопамин оказывает модуляторное влияние на активность генератора.

9. Секретируемый ранними нейронами задней полусферы серотонин оказывает ингибирующее действие на рост собственных отростков и тормозит дифференцировку других нейронов.

10. Нейроны передней полусферы входят в состав апикального органа и являются гомологичными у личинок разных групп. Секретируемые ими амины (серотонин и дофамин) оказывают тоническое тормозное влияние на развитие личинок.

11. Обнаружен механизм химической сигнализации, посредством которого моллюски регулируют скорость развития эмбрионов своего вида. Природный химический сигнал (сигналы) испускаются вылупившимися моллюсками всех возрастов в условиях скученности и отсутствия пищи и детектируются апикальными нейронами инкапсулированных эмбрионов.

12. Апикальные нейроны активируются этим природным сигналом и, в свою очередь, усиливают секрецию и выброс моноамина, который усиливает торможение развития, действуя через эргометрин-чувствительные рецепторы.

Автор выражает глубокую благодарность заведующему лабораторией сравнительной физиологии ИБР РАН Д.А.Сахарову за многолетнее научное руководство, Л.П.Незлину за помощь в подготовке диссертации, Н.И.Незлиной за редакторскую работу, а также своим соавторам: Г.А.Бузникову, Л.А.Никитиной и Е.Б.Цитрину (ИБР РАН), М.Ю.Хабаровой (Тульский Педагогический Университет), С.А.Тюрину (ИБМ ДВО РАН), Г.А.Павловой (МГУ), Р.П.Кроллу, М.Бэкеру и А.Дикинсон (Университет Дальхаузи, Канада), К.Элекешу, Л.Хирипи и А.Веховски (Балатонский Лимнологический институт, Венгрия).

4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Согласно нашим данным, первые элементы нервной системы пресноводных пульмонат большого прудовика, Lymnaea stagnalis, и аквариумной катушки, Helisoma trivolvis, появляются на стадии трохофоры - раннего велигера, то есть, намного раньше, чем какие бы то ни было нейроны, описанные ранее. Первые три клетки у эмбрионов прудовика и катушки иммунореактивны к антителам против нейропептида РМИРамида и тубулина. Их тела расположены в задней области зародыша, а не в передней, как должно было бы быть в соответствии с существующими представлениями о нейрогенезе моллюсков. Отростки, которые эти клетки посылают вперед, образуют контур или «скелет», вдоль которого позже развиваются центральные ганглии и соединяющие их комиссуры и коннективы. Первые серотонин-, дофамин-, и FMRFaMHfl- иммунореактивиые клетки появляются на стадии позднего велигера в местах будущей закладки ганглиев центральной нервной системы только после того, как ее основная схема будет сформирована отростками ранних нейронов. Один из трех каудальных нейронов (c-EFAP) проявляет иммунореактивность как минимум к четырем антителам: против РМИРамида, ЕРЫНамида, 22-аминокислотного не-FMRFaMHUHoro пептида "SEEPLY", и миомодулин-подобного CARP. И у прудовика, и у катушки только этот нейрон имеет выходящий на поверхность отросток с щеточкой коротких ресничек, то есть, является сенсорным. Два других нейрона (r-EFAP и /-EFAP) имеют характерную амебо-подобную форму, иммунореактивны только к антителам против FMRFaMHfla и не имеют ресничек. Такие морфологические различия позволяют предположить разную функцию этих клеток в процессе развития.

Два апикальных нейрона дифференцируются в передней области у зародышей пресноводных пульмонат несколько позже, чем описанные ранее каудальные нейроны. Они экспрессируют дофамин, серотонин и пептид семейства FMИРамида у прудовика, и исключительно серотонин у катушки. Эти нейроны имеют короткий отросток, который идет к поверхности тела и несет пучок ресничек; несколько коротких отростков, не выходящих на поверхность и не несущих реснички; а также длинный базальный отросток, который многократно ветвится под ресничной апикальной пластинкой, создавая сеть отростков с варикозными расширениями. Апикальные клетки не входят в состав ганглиев и перестают иммуноцитохимически выявляться после выхода эмбриона из яйца. Время появления, расположение, характерная морфология, состав трансмиттеров и последующая судьба апикальных клеток позволяют нам считать их частью личиночного апикального органа.

Таким образом, ни один из ранних нейронов не входит в состав формирующихся ганглиев дефинитивной нервной системы. Иммунореактивность в них пропадает перед выходом эмбриона из яйца, а отростки дегенерируют. Мы считаем эти клетки транзи-торными, подразумевая под этим временную экспрессию нейротрансмиттера только на определенном отрезке эмбриогенеза. Морфологические данные позволяют предположить, что ранние клетки дегенерируют полностью, возможно подвергаясь запрограммированной клеточной гибели, после того, как выполнят свою морфогенетическую функцию.

В формирующихся ганглиях прудовика 30 нейронов экспрессируют пентапептиды и три — гептапептиды семейства FMRFaMHfla. Интересно, что два из них экспрессируют иммунореактивность к ЕБЫНамиду и acidic peptide, но не маркируются антителами к SEEPLY или CARP. Вероятно, два транскрипта гена FMRFaMUfla - один, кодирующий первично тетрапептиды, а другой гептапептиды - коэкспрессируются в этих нейронах на инкапсулированных стадиях развития. После вылупления эти клетки сохраняют иммунореактивность только к антителам против acidic peptide. В результате, у молоди и взрослых улиток нейроны взаимоисключающе экспрессируют транскрипт или типа 1, или типа 2, как это было ранее показано для взрослых прудовиков. После вылупления число иммунореактивных нейронов в ЦНС резко возрастает (до 223), с доминированием пентапептид-содержащих клеток (91%). Следует отметить, что три группы клеток в висцеральном и париетальных ганглиях, которые определенно можно идентифицировать как клетки групп Egp, Fgp и Bgp, и известные своим участием в регуляции многих физиологических функций, начинают экспрессировать характерные для них пептиды только на первой ювенильной стадии, в то время как соответстующие функции проявляются уже у инкапсулированных зародышей. Многочисленные клетки и группы РМИЕамид иммунореактивных клеток появляются на первых ювенильных стадиях, и новые нейроны непрерывно добавляются в ЦНС в процессе дальнейшего развития. Интересно отметить, что две группы FMRFaMHfl иммунореактивных нейронов (одна в церебральных и другая в педальных ганглиях) перестают экспресировать пептид непосредственно перед половым созреванием. Мы предполагаем вовлеченность этих клеток в формирование полового поведения прудовиков.

Ни у эмбрионов, ни у ювенильных прудовиков не было обнаружено периферических клеток, иммунореактивных к гептапептидам, в то время как множество нейронов, по всей видимости, сенсорных, в губах, мантии и ноге экспрессировали пентапептиды. В процессе развития формируется интенсивная FMRFaмид-epгичecкaя иннервация периферических тканей, включая ногу, мантию, слюнные железы, пищеварительный тракт и сердце.

Серотонин выявляется у пресноводных пульмонат в паре апикальных нейронов на стадии раннего велигера. Следует отметить, что в то время, как у зародышей катушки интенсивная иммунореактивность характерна для апикальных нейронов во время всех стадий инкапсулированного развития, у зародышей прудовика слабая иммунореактивность появляется в апикальных клетках только в случае неблагоприятных условий внешней среды (см. ниже) или же может быть вызвана фармакологически, путем инкубации яиц в предшественнике серотонина. Время появления и паттерн серотонин-иммунореактивных клеток в центральных ганглиях прудовика и катушки был сходным. Клетки выявляются на стадии велигера сначала в церебральных, а затем в педальных ганглиях. Отростки этих нейронов иннервируют ресничный эпителий подошвы и вентральной поверхности губных щупалец, а также проецируются в коллумелярный нерв. В процессе развития увеличивалось как число групп серотонин-содержащих клеток, так и количество клеток внутри уже существующих групп.

Хроматографический анализ показал, что сновными моноаминами, обнаруженными в эмбриогенезе прудовика, являются дофамин и серотонин, в то время как ни адреналин, ни норадреналин обнаружены не были. Отметим, что впервые дофамин выявляется хроматографически несколько раньше, чем иммуноцитохимически выявляются первые дофамин-содержащие клетки (пара апикальных нейронов). На всех постэмбриональных стадиях развития, от вылупления до полового созревания, дофамин и серотонин присутствуют в высокой концентрации в ганглиях центральной нервной системы. Норадреналин обнаруживается в низкой концентрации (приблизительно 20% от уровня дофамина) только у молодых неполовозрелых улиток. Перед наступлением полового созревания его содержание в ганглиях значительно снижается. Дофамин является доминирующим моноамином, присутствующим в ноге и пищеводе прудовиков во время всего постэмбрионального развития. Его общее содержание в тканях постепенно увеличивается по мере развития, при этом концентрация в пересчете на массу соответствующей ткани практически не изменяется.

Все обнаруженные нами у эмбрионов прудовика катехоламин-содержащие нейроны, выявленные методом глиоксилат- и альдегид-индуцированной флуоресценции, также были иммунореактивны к антителам против фермента синтеза катехоламинов - тирозин гидроксилазе. У половозрелых прудовиков небольшое количество клеток в педальных, левом и правом париетальном ганглиях содержали дофамин, но при этом не содержали тирозин гидроксилазу.

В эмбриогенезе прудовика большинство дофамин-содержащих клеток появляется на периферии. Самой первой дифференцируется пара сенсорных апикальных клеток (см. детальное описание выше), которые у прудовика содержат также один из пептидов семейства FMRFaMima и, при определенных условиях, серотонин. Затем множество сенсорных клеток появляются в ноге, щупальцах и губах. Аксоны этих клеток проецируются в ЦНС и входят в состав нейропиля церебральных и педальных ганглиев. Эти клетки появляются раньше любых центральных катехоламинергических нейронов и служат единственным источником дофамина в развивающейся ЦНС в течение значительной части эмбриогенеза. Первые центральные дофаминергические нейроны появляются в церебральных и педальных ганглиях уже после завершения метаморфоза. Последующее увеличение числа групп центральных нейронов происходит в течение 23 дней непосредственно перед вылуплением. Во время всего последующего развития новые (немногочисленные) клетки добавляются только внутри уже существующих групп, за исключением нескольких областей, связанных с формированием половых органов во время полового созревания.

Все центральные дофаминергические нейроны и группы нейронов прослеживаются у прудовиков от вылупления до половозрелости. Таким образом, постэмбриональное развитие центральных дофаминергических нейронов у прудовика разительно отличается от развития систем, содержащих серотонин и РМБРамид. В двух последних случаях значительно увеличивается как число групп, так и количество нейронов внутри групп на всех постэмбриональных стадиях, а также появляется много нейронов, которые быстро растут и становятся гигантскими. Что касается катехоламинергической системы, то почти все группы клеток появляются на последних стадиях эмбриогенеза, число нейронов в группах существенно не увеличивается, a RPeDI - это единственная гигантская дофамин-содержащая клетка.

В противоположность относительно небольшому увеличению числа центральных нейронов, несколько сотен катехоламин-содержащих клеток появляются в различных периферических тканях на постэмбриональных стадиях развития. Эти мелкие нейроны с аксонами, идущими в ЦНС, концентрируются в губах, пищеводе, переднем крае ноги и различных областях мужской и женской половой системы. Их общее количество многократно увеличивается вместе с ростом органов, в которых они находятся, и половозрелые прудовики имеют несколько тысяч дофамин-содержащих клеток, разбросанных по всему телу. Эти клетки несомненно являются сенсорными, и хотя их модальность остается неясной, несомненно их важное участие в восприятии внешних стимулов и модуляторное влияние на активность нейронов центральных генераторов.

Первые октопамин-иммунореактивные нейроны появляются на относительно поздней эмбриональной стадии развития, только после прохождения метаморфоза. Их расположение и проекции отростков одинаковы у эмбрионов и половозрелых улиток. В процессе вылупления и на ювенильных стадиях развития количество октопамин-иммунореактивных нейронов увеличивается только в вентромедиальных группах церебральных ганглиев. Постепенно увеличивается количество и протяженность иммунопозитивных отростков с варикозами в ЦНС. Периферических проекций октопамин-иммунореактивных нейронов не обнаружено. Увеличение числа октопамин-иммунореактивных нейронов и ветвления аксонов на постэмбриональных стадиях развития сопровождается быстрым экспоненциальным увеличением содержания октопамина в ЦНС прудовика. Мы предположили возможную роль октопамин-ергических нейронов в регуляции определенных физиологических функций, которые активны только начиная с поздних стадий эмбрионального развития. Так, было выявлено, что октопамин-содержащие нейроны буккальных ганглиев участвуют в модуляции пищевого ритма.

Таким образом, последовательность появления РМИРамид-, серотонин-, дофамин-, и октопамин-содержащих клеток в центральных ганглиях пресноводных гастропод была различной. Так, РМИРамид- иммунореактивные нейроны появляются сначала в висцеральном и париетальных ганглиях, затем в педальных и церебральных; серото-нин-иммунореактивные - в церебральных, а затем в педальных ганглиях; дофамин-иммунореактивные - сначала в педальных и церебральных, а затем в буккальных ганглиях; октопамин-иммунореактивные — одновременно в буккальных, церебральных и педальных ганглиях. То есть, классическая схема дифференцировки ганглиев гастропод в ростро-каудальном направлении верна только в случае серотонин-содержащих клеток.

Первыми в развитии морской гастроподы, Aplysia californica, на стадии трохофоры появляются две РМИТамид/ЕРЬГиамид-иммунореактивные клетки, расположенные на каудальном конце зародыша. Отростки этих клеток направляются вперед, поворачивают под апикальной областью и заканчиваются в ноге. Затем, на стадии велигера, появляются серотонин-иммунореактивные клетки в апикальном органе. РМКРамид- и серотонин-иммунореактивные, нейроны в ганглиях начинают появлятья на стадии позднего велигера, в местах, которые были маркированы отростками ранних периферических клеток. . Дофамин-содержащие клетки обнаруживаются на периферии - в области рта и в ноге. На момент выхода велигера из яйца ранние каудальные и апикальные клетки сохряняют иммунореактивность. С уверенностью можно сказать, что они не входят в состав формирующихся центральных ганглиев. Обнаруженные нами каудальные пептид-содержащие нервные клетки и их отростки, появляются в развитии аплизии до начала торзионного процесса. Первоначально расположенные симметрично, клетки постепенно сдвигаются на правую сторону, а их отростки, хотя и не перекрещиваются, но образуют перекрученную восьмеркообразную петлю. То есть, миграция ранних клеток показывает что в развитии морских гастропод присутствует, хотя и в нерезко выраженной форме и торзион, и деторзион, ранее только предположенные для Opisthobranchea на основании филогенетических исследований.

Серотонин (5-НТ) иммуноцитохимически выявляется на самых ранних стадиях развития морской гастроподы Tritonia diomedea. На стадииях от одного до восьми бластомеров серотонин обнаруживается в цитоплазме вблизи анимального полюса. На стадиях морулы и бластулы он концентрируется в группе микромеров на анимальном полюсе. Начиная со стадии гаструлы иммунореактивность к серотнину перестает проявляться и возникает опять на стадии раннего велигера уже к нейронах апикального органа. Антагонисты 5-НТг рецепторов (ритансерин и ципрогептадин), а также липофильные дериваты дофамина блокировали деления дробления и нарушали их нормальный паттерн. Эти эффекты снимались серотонином, его высоколипофильными дериватами и серотонинамидами полиенольных жирных кислот, но не гидрофильными (четвертичными) аналогами 5-НТ и 5-HTQ. Полученные результаты подтверждают предположение о том, что у голожаберных моллюсков эндогенный серотонин в эмбрионах на донервных стадиях действует как регулятор делений дробления.

Представители класса Polyplacophora - хитоны — являются наиболее примитивными моллюсками и поэтому представляют большой интерес для понимания основных закономерностей развития и филогении трохофорных животных. Самые ранние нервные элементы в развитии хитона, Ischnochiton hakodadensis — это периферические сенсорные РМИРамид- и серотонин-содержащие нейроны, появляющиеся в передней полусфере у только что вылупившихся трохофор, и посылающие отростки в апикальный орган. Среди них имеются две пары особых крупных латерально расположенных клеток (коэкспрессирующих БМИРамид и серотонин), которые, по-видимому, прокладывают пионерные пути для последующего развития дефинитивной нервной системы. Апикальный орган хитона содержит самое большое число нейронов, по сравнению с апикальными органами всех других изученных до настоящего времени личинок моллюсков. Кроме того, множество претрохально расположенных нейронов окружают апикальный орган. Эти нейроны экспрессируют или РМИРамид, или серотонин. Прототрох не иннервируется ларвальными нейронами. Первые РМИРамиди серотонин-иммунореактивные нейроны в развивающейся взрослой ЦНС появляются значительно позже в церебральном ганглии и педальных стволах. Ни один нейрон из личиночной нервной системы не сохраняется во взрослой ЦНС, и все они прекращают синтез нейромедиатора и дегенерируют после оседания. Таким образом, несмотря на то, что строение центральной нервной системы взрослых хитонов больше напоминает таковое полихет, чем гастропод, генеральный сценарий развития их нервной системы повторяет схему развития нервной системы гастропод, а не полихет.

Существующие представления о нейрогенезе полихет, как начинающемся в зачатках центральных ганглиев и только потом распространяющемся на периферию, были опровергнуты нашими исследованиями. В личиночном развитии морской полихеты, Phyllodoce maculate, первый нейрон дифференцируется задолго до вылупления, на стадии ранней трохофоры. Это одиночная серотонин-иммунореактивная периферическая сенсорная клетка, которая находится на дорзальной стороне заднего конца тела зародыша. Этот нейрон посылает вперед базальные отростки, которые маркируют район формирования будущих вентральных нервных стволов и кольцевого нерва прототроха. Вскоре после этого появляется еще две серотонин-иммунореактивные дорзальные сенсорные клетки и три РМКРамид-иммунореактивные периферические сенсорные клетки. Базальные отростки этих клеток маркируют контур будущей дефинитивной нервной системы (церебральный ганглий, вентральные стволы, кольцевой нерв прототроха и окологлоточное нервное кольцо) уже на стадии ранней трохофоры до ее вылупления из яйца. Затем, непосредственно перед вылуплением развивается личиночная нервная система, включающая в себя апикальный орган, меридианальные нервы в эписфере и посттрохальные нервы, иннервирующие стоматогастрический комплекс.

Формируется сенсорный орган, расположенный на дорзальной стороне и состоящий из двух серотонин-содержащих нейронов и трех нейронов неидентифицированной ергичности (но не РМЯРамид-иммунореактивных), имеющих каждый по одной ресничке. Одиночное нервное волокно идет в дорзальный сенсорный орган из апикального органа.

После вылупления зачатки дефинитивной нервной системы начинают развиваться вдоль путей, проложенных первыми периферическими сенсорными нейронами. Таким образом, генеральная стратегия нейрогенеза у изученного нами типичного представителя полихет повторяет стратегию моллюсков. Первый дифференцирующийся нейрон — это также периферическая сенсорная клетка, расположенная в задней части зародыша.

Подробное морфологическое исследование ранних клеток всех изученных групп трохофорных животных показало, что они или несут пучок ресничек, выходящий на поверхность (прудовик, катушка, тритония, филлодоце), или являются ампуллятор-ными и содержат реснички в специальной полости (хитон), то есть, практически всегда являются сенсорными.

Обобщая полученные данные, можно заключить, что у всех исследованных видов моллюсков и полихет самые ранние нервные элементы выявленные в развитии обладают рядом общих свойств. Они начинают экспрессировать серотонин и/или пептид семейства РМИРамида на стадии трохофоры, то есть значительно раньше, чем нейроны в формирующихся центральных ганглиях. Маркирование антителами против а-тубулина доказало, что обнаруженные нами ранние клетки являются единственными нервными элементами, присутствующими у личинок на стадии трохофоры - раннего велигера. Тела ранних нейронов расположены на периферии, при этом все клетки являются сенсорными. Ход отростков ранних клеток маркирует контур дефинитивной нервной системы, характерный для каждого вида, и лишь после того, как такой «остов» будет создан, вдоль него начинают формироваться центральные ганглии и связывающие их коннективы и комиссуры. Ранние клетки не входят в состав ни одного из дефинитивных ганглиев и перестают экспрессировать свойственные им трансмиттеры после определенного периода рзвития, то есть являются транзиторными. Исходя из этого, можно заключить, что стратегия раннего нейрогенеза сходна в разных группах трохофорных животных. Это позволяет по новому взглянуть на цепь событий, происходящих в раннем нейрогенезе трохофорных. То, что первые нейроны расположены, в большинстве случаев, в задней полусфере личинки и посылают отростки вперед, опровергает общепринятые представления о происхождении эмбриональных нейронов и о формировании нервной системы в ростро-каудальном направлении, а также изменяет взгляд на вероятные механизмы аксональной навигации, важные для развития нервной системы. В частности, то, что «остов» нервной системы сначала обозначается отростками ранних периферических клеток, позволяет предположить, что аксоны дифференцирующихся позже в центральных ганглиях нейронов только следуют вдоль уже существующих путей, но не прокладывают новые траектории между ганглиями. То-есть, механизмы, лежащие в основе навигации отростков ранних клеток, в свою очередь, определяют всю структуру нервной системы соответствующего вида трохофорных.

С другой стороны, ранние нейроны различаются по числу, медиаторной специфичности и по их расположению относительно прототроха. У большинства моллюсков они расположены исключительно позади прототроха и экспрессируют FMRFaMHfl. У хитона, однако, они все расположены претрохально и экспрессируют и серотонин, и FMRFaMRfl. А у филлодоце часть клеток расположена позади прототроха, часть на уровне прототроха, а одна впереди него. При этом некоторые из ранних клеток являются серотонинергическими, в то время, как другие экспрессируют исключительно FMRFaMHfl. Таким образом, гомология ранних нейронов у трохофор аннелид и моллюсков находится под вопросом. Более вероятно, что у всех трохофорных животных эти негомологичные нейроны выполняют аналогичную морфогенетическую функцию и играют схожую роль в регуляции развития.

Фармакологические эксперименты на личинках полихет показали, что активация синтеза серотонина в ранних нейронах приводит к общему торможению развития, а также блокирует рост отростков и дифференцировку нервных клеток. Экспериментально показано, что развитие пресноводных пульмонат находится под постоянным слабым тормозным влиянием апикальных моноаминергических сенсорных нейронов, которые являются частью апикального сенсорного органа. Моноамины, синтезируемые и выбрасываемые этими нейронами, связываются с эргометрин-чувствительными рецепторами внутри тела зародыша и вызывают торможение развития. В случае неблагоприятных условий внешней среды (скученность и отсутствие пищи), апикальные клетки активируются химическим сигналом (сигналами), испускаемым ювенильными улитками. В ответ на активацию клетки усиливают секрецию и выброс моноамина, который, в свою очередь, усиливает торможение развития. Таким образом, был обнаружен новый механизм, регулирующий личиночное развитие трохофорных животных, и доказана роль моноаминергических апикальных нейронов как опосредующих действие сигналов из внешней среды на развитие личинки.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Воронежская, Елена Евгеньевна, 2005 год

1. Беклемишев В.Н. 1964. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных. Т 1-2. М., Наука.

2. Бузников Г.А. 1987. Нейротрансмиттеры в эмбриогенезе. М. Наука.

3. Бузников Г.А. Низкомолекулярные регуляторы эмбрионального развития. М. Наука.

4. Бузников Г.А., Маркова Л.Н., Милошевич И., Ракич Л., Турпаев Т.М. 1986. Локализация серотонин-подобного вещества в эмбрионах с мозаичным типом развития. Доклады Академии Наук СССР. 287, 1506-1508.

5. Волохов А.А. 1951. Закономерности онтогенеза нервной деятельности в свете эволюционного учения. Москва-Ленинград. Изд-во АН СССР.

6. Воронежская Е.Е. 1990. Нейрональные катехоламины в эмбриогенезе прудовика Lymnaea stagnalis. Онтогенез. 21, 593-597.

7. Воронежская Е.Е., Павлова Г.А., Сахаров Д.А. 1992. Возможное влияние нейрональных катехоламинов на эмбриогенез моллюска. Онтогенез 23, 295.

8. Воронежская Е.Е., Хабарова М.Ю. 2003. Функция апикального органа в развитии беспозвоночных. Доклады Академии Наук. 390, 231-234.

9. Иванова-Казас О.М. 1977. Сравнительная эмбриология беспозвоночных животных. Трохофорные, щупальцевые, щетинкочелюстные, погонофоры. М. Наука.

10. Иванова-Казас ОМ. 1995. Эволюционная эмбриология животных. Ст-Петербург. Наука.

11. Каботянский Е.А., Сахаров Д. А. 1989. Катехоламинергические нейроны крылоного молюска Clione limacina. Журн. Эвол. Биохим. Физиол., 25, 295-304.

12. Малахов В.В, Медведева Л.А. 1985. Эмбриональное и раннее личиночное развитие двустворчатого моллюска Mylilus edulis (Mytilida, Mytilidae) Зоол. Журн. 64, 1808-1815.

13. Мещеряков В.Н. 1975. Прудовик Lymnaea stagnalis L. В книге: Объекты биологии развитияю М. Наука, С53-92.

14. Сахаров Д.А. 1990 Множественность нейротрансмиттеров: функциональное значение. Журн. Эвол. Биохим. Физиол. 26, 733-740.

15. Сахаров Д.А., Каботянский Е.А. 1986. Интеграция поведения крылоного моллюска дофомином и серотонином. Журн. Общ. Биол. 47, 161-166

16. Сотников О.С., Богута К.К., Голубев А.И., Миничев Ю.С. 1994. Механизмы структурной пластичности нейронов и филогенез нервной системы. Ст-Петербург. Наука.

17. Шеперд Г.М. 1987. Нейробиология. Т. 1-2. Москва. Мир.

18. Akesson В. 1967. On the nervous system of the Lopadorhynchus larva (Polychaeta). Arkiv For Zoologi 20, 55-78.

19. Anderson DT. 1966. The comparative embryology of the Polychaeta. Acta Zoologica 47, 1-42.

20. Arkett, SA, Chia F-S, Goldberg JI, Koss R. 1989. Identified settlement receptor cells in a nudibranch veliger respond to specific cue. Biol Bull 176, 155-160.

21. Audesirk G, McCaman RE, Willows AOD. 1979. The role of serotonin in the control of pedal ciliary activity by identified neurons in Tritonia diomedea. Comp Biochem Physiol 62, 87-91.

22. Bahls, F. H. 1990 Analysis of a long-duration hyperpolarization produced by octopamine in an identified ejector neuron of Helisoma. Neurosci. Lett. 120, 131.

23. Baker, M. W., Vohra, M. M. and Croll, R. P. (1993). Serotonin depletors, 5,7-dihydroxytryptamine and p-chlorophenylalanine, cause sprouting in the CNS of the adult snail. Brain Research 623, 311-315.

24. Baldessarini RJ. 1996. Drugs and the treatment of psychiatric disorders. In: Hardman JG, Limbird LE, editors. Goodman and Gilman's Pharmacological Basis of Therapeutics, 9th ed. New York. McGraw-Hill. P399-430.

25. Baldwin NS, Newell RIE. 1995. Feeding rate responses of oyster larvae (Crassostrea virginica) to seston quantity and composition. J Exp Mar Biol Ecol 189, 77-91.

26. Bargmann CI, Horvitz HR. 1991. Control of larval development by chemosensory neurons in Caenorhabditis elegans. Science 251, 1243-1246.

27. Barlow LA, Truman JW. 1992. Patterns of serotonin and SCP immunoreactivity during metamorphosis of the nervous system of the red abalone, Haliotis rufescens. J Neurobiol 23, 829-844.

28. Bartolomaeus T. 1989. Larvae nierenorgane bei Lepidochiton cinereus (Polyplacophora) und Aeolidiapapillosa (Gastropoda). Zoomorphology 108, 297-307.

29. Bate, С. M. 1976. Pioneer neurons in an insect embryo. Nature 260: 54-55.

30. Batta S, Walker RJ, Woodruj GN. 1979. Pharmacological studies on Helix neuron octopamine receptors. Comp Biochem Physiol 64C, 43-51.

31. Baxter GT, Morse DE. 1992. Cilia from abalone larvae contain a receptor-dependent G protein transduction system similar to that in mammals. Biol Bull 183, 147-154.

32. Bayne BL. 1971. Some morphological changes that occur at the metamorphosis of the larvae of Mytilus edulis. In: Fourth European Marine Biology Symposium,. Crisp DS, editor. London. Cambridge University Press. P259-280

33. Beiras R, Widdows J. 1995. Effects of the neurotransmitters dopamine, serotonin, and norepinephrine on the ciliary activity of mussel (Mytilis edulis) larvae. Mar Biol 122, 597-603.

34. Benjamin PR, Burke JF. 1994. Alternative mRNA splicing of the FMRFamide gene and its role in neuropeptidergic signalling in a defined neural network. BioAssays 16, 335342.

35. Benjamin PR, Elliott CJH. 1989. Snail feeding oscillator: the central pattern generator and its control by modulatory interneurons. In: Jacklet JW, editor. Neural and cellular oscillators. New York, Basel. Marcel Dekker. PI 73-214.

36. Benjamin PR, Elliott CJH. 1989. Snail feeding oscillator: the central pattern generator and its control by modulatory interneurons. In: Jacklet J, editor. Cellular and Neuronal Oscillators. New York. Marcel Dekker. p 173-214.

37. Benjamin PR, Ings C. 1972. Golgi-Cox studies on the central nervous system of a gastropod mollusc. Z Zellforsch 128, 564-582.

38. Benjamin PR, Rose RM, Slade CT, Lacy MG. 1979. Morphology of identified neurones in the buccal ganglia of Lymnaea stagnalis. J Exp Biol 80, 119-135.

39. Benjamin PR, Rose RM, Slade CT, Lacy MG. 1979. Morphology of identifed neurones in the buccal ganglia of Lymnaea stagnalis. J Exp Biol 80, 119-135.

40. Benjamin PR, Rose RM. 1979. Central generation of bursting in the feeding system of the snail, Lymnaea stagnalis. J Exp Biol 80, 93-118.

41. Benjamin PR, Winlow W. 1981. The distribution of three wide-acting synaptic inputs to identified neurons in the isolated brain of Lymnaea stagnalis (L.). Comp Biochem Physiol 70A, 293-37.

42. Benjamin PR. 1983. Gastropod feeding: behavioural and neural analysis of a complex multicomponent system. In: Roberts A, Roberts B, editors. Neural origin of rhythmic movements. Cambridge. Cambridge University Press. PI59-193.

43. Bhup R, Marsden JR. 1982. The development of the central nervous system in Capitella capitata (Polychaeta, Annelida). Can J Zool 60, 2284-2295.

44. Blake JA. 1975. The larval development of Polychaeta from the Nortern California Coast. III. Eighteen species of errantia. Ophelia 14, 23-84.

45. Boettcher AA, Targett NM. 1998. Role of chemical inducers in larval metamorphosis of queen conch, Strombus gigas Linnaeus: relationship to other marine invertebrate systems. Biol Bull 194, 132-142.

46. Bonar DB, Coon SL, Walch M, Weiner M, Fitt W. 1990. Control of oyster settlement and metamorphosis by exogenous chemical cues. Bull Mar Sci 46, 484-498.

47. Bonar DB. 1978. Ultrastructure of a cephalic sensory organ in larva of the gastropod Phestilla sibogae (Aeolidacea, Nudibranchia). Tissue Cell 10, 153-165.

48. Bright K, Kellett E, Saunders SE, Brierley M, Burke JF, Benjamin PR. 1993. Mutually exclusive expression of alternatively spliced FMRFamide transcripts in identified neuronal systems of the snail Lymnaea. JNeurosci 13, 2719-2729.

49. Bullock TH, Horridge GA. 1965. Structure and function in the nervous systems of invertebrates. Vol. 1-2. San Francisco, London. Freeman and Co.

50. Bustamante J, Krasne FB. 1991. Effects of octopamine on transmission at the first synapse of the crayfish lateral giant escape reaction pathway. J Comp Physiol 169A, 369-377.

51. Butschli O. 1912. Vorlesungen iiber vergleichende Anatomie. 2 Lief. Leipzig. W. Engelmann.

52. Buznikov GA, Bezuglov VV. 2000. 5-Hydroxytryptamides and 3-hydroxytyramides of polyenoic fatty acids as a tool for studying the pre-nervous biogenic monoamines functions. Russ J Physiol 86, 1093-1108.

53. Buznikov GA, Lambert HW, Lauder JM. 2001. Serotonin and serotonin-like substances as regulators of early embryogenesis and morphogenesis. Cell Tissue Res 305, 177-186.

54. Buznikov GA. 1990. Neurotransmitters in embryogenesis., Chur, Switzerland. Harwood Academic Press.

55. Buznikov GA., Shmukler YB, Lauder JM. 1996. From oocyte to neurone: do neurotransmitters function in the same way throughout development? Cell Mol Neurobiol 16, 533-559.

56. Candiani S, Augello A, Oliveri D, Passalacqua M, Pennati R, De Bernardi F, Pestarino M. 2001. Immunocytochemical localization of serotonin in embryos, larvae and adults of the lancelet, Branchiostoma floridae. Histochem J 33, 413-420.

57. Carlberg M, Jegril B, Lindbladh C, Rosengren E. 1984. Enzymatic 5-hydroxylation of L-DOPA by a tyrosinase isolated from the sea anemone Metridium senile. Gen Pharmacol 15,301-307.

58. Carpenter DO, Gaubatz GL. 1974. Octopamine receptors on Aplysia neurones mediate hyperpolarisation by increasing membrane conductance. Nature 252, 483-485.

59. Carus CY. 1828. Das Drehen des Embrio im Ei der Schnecken. Ztschr f organ Physic, Eisenach, 2, 470. Цит. no Preyer, 1885.

60. Caudy M, Bentley D. 1986. Pioneer growth cone steering along a series of neuronal and non-neuronal cues of different affinities. J Neurosci 6, 1781-1795.

61. Cazaux C. 1969. Etude morphologique du dёveloppement larvaire d'anndlides polychetes II. Phyllodocidae, Syllidae, Nereidae. Arch Zool Exp Gen 110, 145-202.

62. Cazaux C. 1975. Reproduction et developpement larvaire de Phyllodoce laminosa. Cah Biol Mar 26, 541-549.

63. Chia FS, Koss R. 1984. Fine structure of the cephalic sensory organ in the larva of the nudibranch Rostanga pulchra (Mollusca, Opisthobranchia, Nudibranchia). Zoomorphology 104,131-139.

64. Chia FS, Rice ME, editors. 1978. Settlement and Metamorphosis of Marine Invertabrate Larvae. New York. Elsevier.

65. Christiansen M. 1954. Life history of Lepidopleurus asellus. Nytt Mag Zoologi 2, 5272.

66. Colas JF, Launay JM, Maroteaux L. 1999a. Maternal and zygotic control of serotonin biosynthesis are both necessary for Drosophila germband extension. Mech Dev 87:6776

67. Colas JF, Launay JM, Vonesch JM, Hickel P, Maroteaux L. 1999b. Serotonin synchronises convergent extension of ectoderm with morphogenetic gastrulation movements in Drosophila. Mech Dev 87, 77-91.

68. Conklin EG. 1897. The embiyology of Crepidula. J Morphol 13,1 -230.

69. Coon SL, Bonar DB. 1986. Norepinephrine and dopamine content of larvae and spat of the Pacific oyster, Crassostrea gigas. Biol Bull 171, 632-639.

70. Cooper JR, Bloom FE, Roth RH. 1996. The Biochemical Basis of Neuropharmacology, 7th ed. New York, Oxford University Press.

71. Cooper JM, Leise EM. 1996. Serotonin injections induce metamorphosis in larvae of the gastropod mollusc Ilyanassa obsoleta. Biol Bull 191, 178-186.

72. Cornea-Hebert V, Riad M, Wu C, Singh SK, Descarries L. 1999. Cellular and subcellular distribution of the serotonin 5-НТгА receptor in the central nervous system of adult rat. J Comp Neurol 409, 187-209.

73. Cragg SM, Crisp DC. 1991. The biology of scallop larvae. In: Shumway SE, editor. Scallops: Biology, Ecology and Aquaculture. Amsterdam. Elsevier Science Publishers. P75-132.

74. Croll RP, Baker MW, Khabarova MY, Voronezhskaya EE, Sakharov DA. 1997. Serotonin depletion after prolonged chlorpromazine treatment in a simpler model system. Gen Pharmacol 29, 91-96.

75. Croll RP, Chiasson BJ. 1989. Postembryonic development of serotoninlike immunoreactivity in the central nervous system of the snail, Lymcmea slagnaJis. J Comp Neurol 280, 122-142.

76. Croll RP, Chiasson BJ. 1990. Distribution of catecholamines and of immunoreactivity to substances like vertebrate enzymes for the synthesis of catecholamines within the central nervous system of the snail, Lymnaea stagnalis. Brain Res 525, 101-114.

77. Croll RP, Jackson DL, Voronezhskaya EE. 1997. Catecholaminecontaining cells in larval and post-larval bivalve molluscs. Biol Bull 193, 116-124.

78. Croll RP, Van Minnen J, Smit AB, Kits KS. 1991. APGWamide: Molecular, histological and physiological examination of a novel neuropeptide. In: Kits KS, Boer HH, Joose J, editors. Molluscan Neurobiology. Amsterdam: North-Holland. P248-254.

79. Croll RP, Voronezhskaya EE, Hiripi L, Elekes K. 1999. Development of catecholaminergic neurons in the pond snail, Lymnaea stagnalis: II. Postembryonic development of central and peripheral cells. J Comp Neurol 404, 297-307.

80. Croll RP, Voronezhskaya EE. 1995. Early FMRFamide-like immunoreactive cells in gastropod neurogenesis. Acta Biol Hung 46, 295-303.

81. Croll RP, Voronezhskaya EE. 1996a. Early elements in gastropod neurogenesis. Dev Biol 173, 344-347.

82. Croll RP, Voronezhskaya EE. 1996b. Early neurodevelopment in Aplysia, Lymnaea and Helisoma. Soc Neurosci Abstr 22, 1948.

83. Croll RP. 1983. Gastropod chemoreception. Biol Rev 58, 293-319.

84. Croll RP. 1987. Distribution of monoamines in the central nervous system of the nudibranch gastropod Hermissenda crassicornis. Brain Res 405, 337-347.

85. Croll RP. 1988. Distribution of monoamines within the central nervous system of the pulmonate snail Achatina fulica. Brain Res 460, 29-49.

86. Croll, R. P. 2000. Insights into early molluscan neuronal development through studies of transmitter phenotypes in embryonic pond snails. Microsc Res Techniq 49, 570-578.

87. Culliney JL. 1974. Larval development of the giant scallop Placopecten magellanicus (Gmelin). Biol Bull 147, 321-332.

88. Cumin R. 1972. Normantafel zur Organogenese von Limnaea stagnalis (Gastropoda, Pulmonata) mit besonderer Beriicksichtigung der Mittekdarmdriise. Rev Suisse Zool 79, 709-774.

89. D'Asaro CN. 1969. The comparative embryogenesis and early organogenesis of Bursa corrugata Perry and Distorsio clathrata (Gastropoda: Prosobranchia). Malacologia 9, 349-389.

90. Daniels SA, Ailion M, Thomas JH, Sengupta P. 2000. egl-4 acts through a transforming grows factor-p/SMAD pathway in Caenorhabditis elegans to regulate multiple neuronal circuits in response to sensory cues. Genetics 156, 123-141.

91. David J-C, Coulon J-F. 1985. Octopamine in invertebrates and vertebrates. A review. Progr Neurobiol 24, 141-185.

92. De Boer PACM, Jansen RF, Ter Maat A. 1996. Copulation in the hermaphroditic snail Lymnaea stagnalis: A review. Invert Reprod Dev 30, 166-176.

93. De la Torre JC. 1980. An improved approach to histofluorescence using the SPG method for tissue monoamones. J Neurosci Methods 3, 1-5.

94. Del Rio MJ, Velez-Pardo C, Ebinger G, Vauquelin G. 1995. Serotonin binding proteins "SBP": target proteins and tool for in vitro neurotoxicity studies. Gen Pharmacol 26, 1633-1641.

95. Delaney K, Gelperin A. 1990. Cerebral interneurons controlling fictive feeding in Limax maximus. III. Integration of sensory inputs. J Comp Physiol 166A, 311-326.

96. Desai C, Garriga G, Mclntire SL, Horvitz HR. 1988. A genetic pathway for the development of the Coenorhabditis elegans HSN motor neurons. Nature 336, 638-646.

97. Dickinson AJG, Croll RP, Voronezhskaya EE. 2000. Development of embryonic cells containing serotonin, catecholamines and FMRFamide-related peptides in Aplysia californica. Biol Bull 199, 305-315.

98. Dickinson AJG, Croll RP. 2001. Neurocalcin-like immunoreactivity in embryonic stages of the gastropod molluscs Aplysia californica and Lymnaea stagnalis. Invert Biol 120, 206-216.

99. Dickinson AJG, Nason J, Croll RP. 1999. Histochemical localization of FMRFamide, serotonin and catecholamines in embryonic Crepidula fornicata (Gastropoda, Prosobranchia). Zoomorphology 119, 49-62.

100. Diefenbach TJ, Koehncke NK, Goldberg JI. 1991. Characterization and development of rotational behavior in Helisoma embryos: role of endogenous serotonin. J Neurobiol 22, 922-934.

101. Diefenbach TJ, Koss R, Goldberg JI. 1998. Early development of an identified serotonergic neuron in Helisoma trivolvis embryos: serotonin expression, de-expression, and uptake. J Neurobiol 34, 361-376.

102. Diefenbach TJ, Sloley BD, Goldberg JI. 1995. Neurite branch development of an identified serotonergic neuron from embryonic Helisoma: evidence for autoregulation by serotonin. Dev Biol 167, 282-293.

103. Doe CQ, Goodman CS. 1985. Early events in insect neurogenesis. I. Development and segmental differences in the pattern of neuronal precursor cells. Dev Biol 111, 193-205.

104. Doherty MD, Pickel VM. 2000. Ultrastructural localization of the serotonin 2A receptor in dopaminergic neurons in the ventral tegmental area. Brain Res 864, 176-185.

105. Eernisse DJ, Reynolds PD. 1994. Polyplacophora. In: Harrison FW, Kohn AJ, editors. Microscopic anatomy of invertebrates. Vol. 5. Mollusca I. New York. Wiley-Liss.

106. Ekstrom P, Honkanen T, Borg B. 1991. Development of tyrosine hydroxylase- and dopamine b-hydroxylase-immunoreactive neurons in a teleost, the three-spined stickleback. J Chem Neuroanat 5,481-501.

107. Elekes K, Eckert M, Rapus J. 1993. Small sets of putative interneurons are octopamine-immunoreactive in the central nervous system of the pond snail, Lymnaea stagnalis. Brain Res 608, 191-197.

108. Elekes K, Eckert M, Rapus J. 1993. Small sets of putative interneurons are octopamine-immunoreactive in the central nervous system of the pond snail, Lymnaea stagnalis. Brain Res 608, 191-197.

109. Elekes K, Kemenes G, Hiripi L, Geffard M, Benjamin PR. 1991. Dopamineimmunoreactive neurons in the central nervous system of the pond snail Lymnaea stagnalis. J Comp Neurol 307, 214-224.

110. Elekes K, Voronezhskaya EE, Hiripi L, Eckert M, Rapus J. 1996. Octopamine in the developing nervous system of the pond snail, Lymnaea stagnalis. Acta Biol Hung 47, 73-87.

111. Elekes K,Voronezhskaya EE, Hiripi L, Eckert M, Rapus J. 1996. Octopamine in the developing nervous system of the pond snail, Lymnaea stagnalis L. Acta Biol Hung 47, 73-87.

112. Elliott CJH, Benjamin PR. 1985a. Interactions of pattern-generating interneurons controlling feeding in Lymnaea stagnalis. J Neurophysiol 54, 1396-1411.

113. Elliott CJH, Benjamin PR. 1985b. Interactions of the slow oscillator interneuron with feeding pattern-generating interneurons in Lymnaea stagnalis. J Neurophysiol 54, 14121421.

114. Elliott CJH, Stow RA, Hastwell C. 1992 Cholinergic interneurons in the feeding system of the pond snail Lymnaea stagnalis. I. Cholinergic receptors on feeding neurons. Phil Trans R Soc bond В 336, 157-166.

115. Elphick MR., Kemenes G, Staras K, Oshea M. 1995 Behavioral role for nitric-oxide in chemosensory activation of feeding in a mollusc. J Neurosci 15, 7653-7664.

116. Emanuelsson H. 1974. Localization of serotonin in cleavage embryos of Ophryotrocha labronica La Greca and Bacci. Roux Arch Entwickl Mech 175, 253-271.

117. Emanuelsson H. 1992. Autoradiographic localization in polychaete embryos of tritiated mesulergine, a selective antagonist of serotonin receptors that inhibits early polychaete development. Int J Dev Biol 36, 293-302.

118. Evans PD. 1985. Octopamine. In: Kerkut GA, Gilbert L, editors.Comprehensive insect physiology. VI1. Oxford. Pergamon. P499-529.

119. Fickbohm DJ, Katz PS. 2000. Paradoxical actions of the serotonin precursor 5-hydroxytryptophan on the activity of identified serotonergic neurons in a simple motor circuit. J Neurosci 20, 1622-1634.

120. Flyachinskaya LP. 2000. Localization of serotonin and FMRFamide in the bivalve mollusc Mytilus edulis at early stages of its development. J Evol Biochem Physiol 36, 66-70.

121. Fujiwara-Sakata M, Muneoka Y, Kobayashi M. 1991. Action and immunoreactivity of neuropeptides in the buccal neuromuscular system of a prosobranch mollusc, Rapana thomasiana. Cell Tissue Res 264, 57-62.

122. Furness JB, Costa M,Wilson AJ. 1977.Water-stable fluorophores, produced by reaction with aldehyde solutions, for the histochemical localization of catechol- and indolethylamines. Histochemistry 52, 159-170.

123. Gardner CR, Walker RJ. 1982. The roles of putative neurotransmitters and neuromodulators in annelids and related invertebrates. Progr Neurobiol 18, 81-120.

124. Gerhardt CC, Van Heerikhuizen H. 1997. Functional characteristics of heterologously expressed 5-HT receptors. Eur J Pharmacol 311, 1-23.

125. Gerschenfeld HM, Stefani E. 1965. 5-Hydroxytryptamine receptors and synaptic transmission in molluscan neurones. Nature 205(4977), 1216-1218.

126. Goldberg JI, Kater SB. 1989. Expression and function of the neurotransmitter serotonin during development of the Helisoma nervous system. Dev Biol 131,483-495.

127. Goldberg JI, Koehncke NK, Christopher KJ, Neumann C, Diefenbach TJ. 1994. Pharmacological characterization of a serotonin receptor involved in an early embryonic behavior of Helisoma trivolvis. J Neurobiol 25, 1545-1557.

128. Goodman CS, Shatz CJ. 1993. Developmental mechanisms that generate precise patterns of neuronal connectivity. Cell 72, 77-98.

129. Grant RE. 1827. Die Wimpem junger Gastropoden und die Ursache der Spiralform einschaliger Schaltiere. Ztschr f organ Physic. Цит. no Preyer, 1885.

130. Grave B. 1932. Embryology and life history of Chaetopleura apiculata. J Morphol 54, 153-160.

131. Greenberg MJ, Price DA. 1992. Relationships among the FMRFamide-like peptides. In: Joosse J, Buis RM, Tilders FJH editors. The peptidergic neuron. Progress in Brain Research 92. Cambridge. Elsevier. P25-37.

132. Guthrie PB, Neuhoff V, Osborne NN. 1975. Dopamine, norepinephrine, octopamine and tyrosine-hydroxylase in the gastropod Helixpomatia. Comp Biochem Physiol 52C, 109111.

133. Hadfield MG. 1978. Metamorphosis in marine molluscan larvae: an analysis of stimulus and response. In: Chia FS, Rice M, editors. Settlement and metamorphosis of marine invertebrate larvae. North-Holland, New York. Elsevier. PI65-175.

134. Hadfield, M. G., Meleshkevitch, E. A.and Boudko, D. Y.(2000). The apical sensory organ of a gastropod veliger is a receptor for settlement cues. Biol. Bull. 198, 67-76.

135. Haszprunar G, Friedrich S, Wanninger A, Ruthensteiner B. 2002. Fine structure and immunochemistry of a new chemosensory system in the chiton larva (Mollusca: Polyplacophora). J. Morphol. 251,210-218.

136. Haszprunar G, Salvini-Plawen L, Rieger RM. 1995. Larval planktotrophy: a primitive trait in the Bilateria? Acta Zool (Stockh) 76, 141-154.

137. Haydon PG, WinlowW. 1981. Morphology of the giant dopamine-containing neurone R.Pe.D.l in Lymnaea stagnalis revealed by Lucifer Yellow CN. J Exp Biol 94, 149-158.

138. Hay-Schmidt A. 1995. The larval nervous system of Polygordius lacteus Schneider, 1968 (Polygordiae, Polychaeta): Immunocytochemical data. Acta Zool (Stockh) 76, 121-140.

139. Hemadi L, Juhos S, Elekes K. 1993. Distribution of tyrosine-hydroxylaseimmunoreactive and dopamine-immunoreactive neurons in the central nervous system of the snail, Helix pomatia. Cell Tissue Res 274, 503- 513.

140. Hernadi L, Terano Y, Muneoka Y, Kiss T. 1995. Distribution of catch-relaxing peptide (CARP)-like immunoreactive neurons in the central and peripheral nervous system of Helixpomatia. Cell Tissue Res 280, 335-348.

141. Hessling R, Westheide W. 1999. CLSM analysis of development and structure of the central nervous system of Enchytraeus crypticus ("Oligochaeta", Enchytraeidae). Zoomorphology 119,37-47.

142. Hessling R, Westheide W. 2002. Are echiura derived from a segmented ancestor? Immunohistochemical analysis of the nervous system in developmental stages of Bonellia viridis. J Morphol 252, 100-113.

143. Hickmott PW, Carew TJ. 1991. An autoradiographic analysis of neurogenesis in juvenille Aplysia californica. J Neurobiol 22, 313-326.

144. Hiripi L, Juhos S, Downer RGH. 1994. Characterization of tyramine and octopamine receptors in the insect (Locusta migratoria migratorioides) brain. Brain Res 663, 119126.

145. Hiripi L,Vehovszky A, Juhos S, Elekes K. 1998. An octopaminergic system in the CNS of gastropod snails, Lymnaea stagnalis and Helix pomatia. Phil Trans R Soc Lond В 353, 1621-1629.

146. Hyman LH. 1967. The Ivertebrates. Vol. VI. Mollusca I. New York, London, Sydney. McGraw-Hill Book Company.

147. Inoue T, Thomas JH. 2000. Targets of TGF-P signalling in Caenorhabditis elegans dauer formation. Dev. Biol. 217, 192-204.

148. Jackson AR, MacRae TH, Croll RP. 1995. Unusual distribution of tubulin isoforms in the snail Lymnaea stagnalis. Cell Tissue Res 281, 507-515.

149. Jacob MH. 1984, Neurogenesis in Aplysia californica resembles nervous system formation in vertebrates. J Neurosci 5, 388-407.

150. Jelsing J. 2002. Ultrastructural investigations on the cephalic and metameric nuchal organs of Spio cf.filicornis (Polychaeta, Spionidae). Zoomorphology 121, 213-220.

151. Juel C. 1983. Pre- and postsynaptic effects of dopamine antagonists on dopamine synaptic transmisson in Helix pomatia. Comp Biochem Physiol 76C, 203-208.

152. Juhos Sz, Hiripi L, Elekes K. 1996. An octopamine system in the sentral nervous system of gastropods: a biochemical and immunocytochemical study. Neurochem. Int -смотреть том и старницы в WWW

153. Kandel ER, Kriegstein A, Schacher S. 1981. Development of the central nervous system of Aplysia in terms of the differentiation of its specific identifiable cells. Neuroscience 5, 2033-2063.

154. Kandel ER. 1979. Behavioral Biology of Aplysia. Freeman. San Francisco.

155. Kandel ER. 2001. The molecular biology of memory storage: A dialog between genes and synapses. Nobel Lecture, 8 December, 2000. Bioscience Reports 21, 565-611.

156. Kellett E, Saunders SE, Li KW, Staddon JW, Benjamin PR, Burke JF. 1994. Genomic organization of the FMRFamide gene in Lymnaea• multiple exons encoding novel neuropeptides. J Neurosci 14, 6564-6570.

157. Kemenes G, Elliott CJH, Benjamin PR. 1986 Chemical and tactile inputs to the Lymnaea feeding system effects on behavior and neural circuitry. J Exp Biol 122, 113137.

158. Kemenes G, Hiripi L, Benjamin PR. 1990. Behavioural and biochemical changes in the feeding system of Lymnaea induced by the dopamine and serotonin neurotoxins 6-hydroxydopamine and 5,6-dixydroxytryptamine. Phil Trans R Soc Lond В 329, 243255.

159. Kemenes G, Staras K, Benjamin PR. 1997. In vitro appetitive classical conditioning of the feeding response in the pond snail Lymnaea stagnalis. J Neurophysiol 78, 23512362.

160. Kempf SC, Chun GV, Hadfield MG. 1992. An immunocytochemical search for potential neurotransmitters in larvae of Phestilla sibogae (Gastropoda, Opistobranchia). Comp Biochem Physiol 101C, 299-305.

161. Kempf SC, Mashinovsky B, Willows AOD. 1987. A simple neuronal system characterized by a monoclonal antibody to SCP neuropeptides in embryos and larvae of Tritonia diomedea. J Neurobiol 18, 217-236.

162. Kempf SC, Page LR, Pires A. 1997. Development of serotonin-like immunoreactivity in the embryos and larvae of nudibranch mollusks with emphasis on the structure and possible function of the apical sensory organ. J Comp Neurol 386, 507-528.

163. Kleinenberg N. 1886. Die Entstehung des Annelids aus der Larve von Lopadorhynchus. Z WissZool 44, 1-227.

164. Koshtoyants KS, Buznikov GA, Manukhin BN. 1961. The possible role of 5-hydroxy-tryptamine in the motor activity of embryos of some marine gastropods. Comp Biochem Physiol 3, 20-26.

165. Koss R, Diefenbach TJ, Kuang S, Doran SA, Goldberg J I. 2003. Coordinated development of identified serotonergic neurons and their target ciliary cells in Helisoma trivolvis embryos. J Comp Neurol 457, 313-325.

166. Kowalevski AO. 1879. Uber die Entwicklung der Chitonen. Zool Anz 37, 469-473.

167. Kravitz EA. 1983. The well-modulated lobster.Trends Neurosci 6, 346-349.

168. Kriegstein AR. 1977. Development of the nervous system of Aplysia californica. Proc Natl Acad Sci USA 74, 375-378.

169. Kuang S, Doran SA, Wilson RJA, Goss GG, Goldberg JI. 2002. Serotonergic sensory-motor neurons mediate a behavioral response to hypoxia in pond snail embryos. J Neurobiol 52, 73-83.

170. Kuang S, Goldberg JI. 2001. Laser ablation reveals regulation of ciliary activity by serotonergic neurons in molluscan embryos. J Neurobiol 47, 1-15.

171. Kyriakides MA, McCrohan CR. 1989. Effect of putative neuromodulators on rhythmic buccal motor output in Lymnaea stagnalis. J Neurobiol 20, 635-650.

172. Labas YA, Belousov LV, Badenko LA, Letunov VN. 1982. The method of registration of cell mass growth and movements in multicellular animals and plants. Cytology 24, 973-979.

173. Lacalli ТС, Gilmour THJ. 2001. Locomotory and feeding effectors of the tornaria larva of Balanoglossus biminiensis. Acta Zool (Stockh) 82, 117-126.

174. Lacalli TC, Marsden JR. 1977. A reticulum of nerve-like cells from trochophores of Phyllodoce mucosa (Polychaeta). Experientia 33, 952-954.

175. Lacalli TC. 1981. Structure and development of the apical organ in trochophores of Spirobranchus polycerus, Phyllodoce maculata, and Phyllodoce mucosa. Proc R Soc Lond В 212, 381-402.

176. Lacalli TC. 1984. Structure and organization of the nervous system in the trochophore larva of Spirobranchus. Philos Trans R Soc Lond В 306, 79-135.

177. Lacalli TC. 1986. Prototroch structure and innervation in the trochophore larva of Phyllodoce (Polychaeta). Canad J Zool 64, 176-184.

178. Lacalli TC. 1988. The larval reticulum in Phyllodoce (Polychaeta, Phyllodocida). Zoomorphology 108, 61-68.

179. Lacalli TC. 1994. Apical organs, epithelial domains and origin of the chordate central nervous system. Am Zool 34, 533-541.

180. Leise EM, Thavaradhara K, Durham NR, Turner BE. 2001. Serotonin and nitric oxide regulate metamorphosis in the marine snail llyanassa obsoleta. Amer Zool 41, 258-267.

181. Lent C. 1986. New medical and scientific uses of the leech. Nature 323(6088), 494.

182. Lewenhock. 1722. Opera omnia senarcana naturae. Lugd Vatav. Цит. no Preyer, 1885.

183. Lin MF, Lease EM. 1996. Gangliogenesis in the prosobranch gastropod llyanassa obsoleta. J Comp Neurol 374, 194-203.

184. Linard B, Bennani S, Jego P, Saligaut C. 1996. Tyrosine hydroxylase activity and dopamine turnover of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) brain: The special status of the hypothalamus. Fish Physiol Biochem 15, 41-48.

185. Livingstone MS, Harris-Warrick RM, Kravitz EA. 1980. Serotonin and octopamine produce opposite postures in lobsters. Science 208, 76-79.

186. Marois R, Carew TJ. 1989. Pre-metamorphic development of serotonin immunoreactivity in Aplysia. Soc Neurosci Abstr 15, 1121.

187. Marois R, Carew TJ. 1990. The gastropod nervous system in metamorphosis. J Neurobiol 7, 1053-1071.

188. Marois R, Carew TJ. 1997a. Ontogeny of serotonergic neurons in Aplysia californica. J Comp Neurol 386,477-490.

189. Marois R, Carew TJ. 1997b. Fine structure of the apical ganglion and its serotonergic cells in the larva of Aplysia californica. Biol Bull 192, 388- 398.

190. Marois R, Carew TJ. 1997c. Projection patterns and target tissues of serotonergic cells in larval Aplysia californica. J Comp Neurol 386, 491- 506.

191. Marois R, Croll RP. 1991. Hatching asynchrony within the egg mass of the pond snail, Lymnaea stagnalis. Invertebr Reprod Developm 19, 139-146.

192. Marois R, Croll RP. 1992. Development of serotonergic cells within the embryonic central nervous system of the pond snail, Lymnaea stagnalis. J Comp Neurol 322, 255265.

193. Mayerhofer A, Smith GD, Danilchik M, Levine JE, Wolf DP, Dissen GA, Ojeda SR. 1998. Oocytes are a source of catecholamines in the primate ovary: evidence for a cell-cell regulatory loop. Proc Natl Acad Sci USA 95, 10990-10995.

194. McAllister LB, Scheller R, Kandel ER, Axel R. 1983. In situ hybridization to study the origin and fate of identified neurons. Science 222, 800-808.

195. McCaman MW, McCaman RE, Lees GJ. 1972. Liquid cation exchange a basis for sensitive radiometric assays for aromatic amino acid decarboxylases. Anal Biochem 45, 242-252.

196. McCaman MW, McCaman RE. 1978. Octopamine and phenylethanolamine in Aplysia ganglia and in individual neurones. Brain Res 141, 347-352.

197. McCaman MW, Ono JK, McCaman RE. 1984. 5-Hydroxytryptamine measurements in molluscan ganglia and neurons using a modified radioenzymatic assay. J Neurochem 43, 91-98.

198. McCaman MW, Weinreich D, McCaman RE. 1973. The determination of picolmole level of 5-hydroxytyptamine and dopamine in Aplysia, Tritonia and leech nervous tissues. Brain Res 53, 129-137.

199. Mescheriakov VN. 1990. The common pond snail Lymnaea stagnalis L. In: Dettlaff DA, Vassetzky SG, editors. Animal species for developmental studies. New York, London. Plenum Press. P69-132.

200. Meyer A. 1901. Studien tiber den Korperbau der Anneliden. Mitt Zool Stat Neapel 14, 247-585.

201. Meyer A. 1939. Der Rogen (Spawn) und die Entwicklung der Trochophora von Eulalia viridis (Phyllodocidae). Biologia Generalis 14, 334-389.

202. Moody SA, editor. 1999. Cell lineage and fate determination. San Diego. Academic Press.

203. Moroz LL, Park JH, Winlow W. 1993. Nitric oxide activates buccal motor patterns in Lymnaea stagnalis. Neuroreport 4, 643-646.

204. Morrill JB. 1982. Development of the pulmonate gastropod, Lymnaea. In: Harrison FW, Cowden RR, editors. Developmental Biology of the Freshwater Invertebrates. New York. Alan Liss. P399-483.

205. Mtiller MC, Westheide W. 2002. Comparative analysis of the nervous systems in presumptive progenetic dinophilid and dorvilleid polychaetes (Annelida) by immunohistochemistry and cLSM. Acta Zoologica 83, 33-48.

206. Nagy T, Elekes K. 2002. Ultrastructure of neuromuscular contacts in the embryonic pond snail, Lymnaea stagnalis L. Acta Biol Hung 53, 125-139.

207. Nagy T, Ude J, Voronezhskaya EE, Elekes K. 1998. Ultrastructural and immunogold (FMRFamide) characterization of Lymnaea CNS in two specific developmental stages. Neurobiology 6, 58-61.

208. Newlin SA, Schlapfer WT, Barondes SH. 1980. Separate serotonin and dopamine receptors modulate the duration of post-tetanic potentiation at an Aplysia synapse without effecting other aspects of synaptic transmission. Brain Res 181, 89-106.

209. Nezlin LP, Elofsson R, Sakharov DA. 1994. Transmitter-specific subsets of sensory elements in the prosobranch osphradium. Biol Bull 187, 174-184.

210. Nezlin LP, Voronezhskaya EE. 1997. GABA-immunoreactive neurones and interactions of GABA with serotonin and FMRFamide in a peripheral sensory ganglion of the pond snail Lymnaea stagnalis. Brain Res 772, 217-225.

211. Nezlin LP, Voronezhskaya EE. 2003. Novel, posterior sensory organ in the trochophore larvae of Phyllodoce maculata (Polychaeta) Proc R Soc Lond В (Suppl) 270, S159-162.

212. Nielsen C. 1994. Larval and adult characters in animal phylogeny. Am Zool 34, 492501.

213. Nielsen C. 1995. Animal evolution: interrelations of living phyla. Oxford. Oxford University Press.

214. Nielsen C. 1998. Origin and evolution of animal life cycles. Biol Rev Cambridge Philos Soc 73, 125-155.

215. Nielsen C. 2001. Animal evolution: Interrelationships of the living phyla, 2nd ed. Oxford. Oxford University Press.

216. Oppenheim RW. 1999. Programmed cell death. In: Zigmond MJ, Bloom FE, Landis SC, Roberts JL, Squire LR, editors. Fundamental neuroscience. San Diego. Academic Press, P581-610.

217. Orrhage L, Eibye-Jacobsen D. 1998. On the anatomy of the central nervous system of Phyllodocidae (Polychaeta) and the phylogeny of phyllodocid genera: a new alternative. Acta Zool (Stockh) 79, 215-234.

218. Osada M, Nomura T. 1989. Seasonal variations of catecholamine levels in the tissues of the Japanese oyster, Crassostrea gigas. Comp Biochem Physiol 93C, 171-173.

219. Osborne NN, Priggmeier E, Neuhoff V. 1975. Dopamine metabolism in characterized neurones of Planorbis corneus. Brain Res 90, 261-271.

220. Osborne NN. 1984. Phenylethanolamine-N-transferase and dopamine-bhydroxylase immunoreactivity and the occurrence of noradrenaline and adrenaline in the nervous system of the snail, Helix aspersa. Cell Tissue Res 237, 605-608.

221. Page LR, Parries SC. 2000. Comparative study of the apical ganglion in planktrotrophic caenogastropod larvae: ultrastructure and immunoreactivity to serotonin. J Comp Neurol 418,383-401.

222. Page LR, Parries SC. 2000. Comparative study of the apical ganglion in planktotrophic caenogastropod larvae: ultrastructure and immunoreactivity to serotonin. J Comp Neurol 418,383-401.

223. Page LR. 1992. New interpretation of a nudibranch central nervous system based of ultrastructural analysis of neurodevelopment in Melibe leonina. I. Cerebral and visceral loop ganglia. Biol Bull 182, 348-365.

224. Page LR. 1993. Developmental analysis reveals labial and subradular ganglis and the primary framework of the nervous system in nudibranch gastropods. J Neurobiol 24, 1443-1459.

225. Page LR. 2002a. Comparative structure of the larval apical sensory organ in gastropods and hypotheses about function and developmental evolution. Inv Repr Dev 41, 193-200.

226. Page LR. 2002b. Apical sensory organ in larvae of the patellogastropod Tectura scutum. Biol Bull 202, 6-22.

227. Pani AK, Croll RP. 1995. Distribution of catecholamines, indolamines, and their precursors and metabolites within the scallop Placopecten megellanicus. (Bivalvia, Pectinidae). Cell Mol Neurobiol 15, 371-386.

228. Pani AK, Croll RP. 1998. Pharmacological analysis of monoamine synthesis and catabolism in the scallop, Placopecten magellanicus. General Pharmacology 31, 67-73.

229. Pavlova GA. 2001. Effects of serotonin, dopamine and ergometrine on locomotion in the pulmonate mollusc Helix lucorum. J Exper Biol 204, 1625-1633.

230. Pechenik JA, Marsden ID, Pechenik O. 2003. Effects of temperature, salinity, and air exposure on development of the estuarine pulmonate gastropod Amphibola crenata. J Exp Mar Biol Ecol 292, 159-176.

231. Pires A, Coon SL, Hadfield MG. 1997. Catecholamines and dihydroxyphenylalanine in metamorphosing larvae of the nudibranch Phestilla sibogae Bergh (Gastropoda: Opisthobranchia). J Comp Physiol 181 A, 187-194.

232. Pires A, Croll RP, Hadfield MG. 2000a. Catecholamines modulate metamorphosis in the opisthobranch gastropod Phestilla sibogae. Biol Bull 198, 319-331.

233. Pires A, Guilbault TR, Mitten JV, Skiendzielewski JA. 2000b. Catecholamines in larvae and juveniles of the prosobranch gastropod, Crepidula fornicata. Comp Biochem Physiol С 127, 37-47.

234. Preyer W. 1885. Specielle Physiologie des Embryo. Untersuchungen uber die Lebenserscheinungen vor der Geburt. Leipzig.

235. Price DA, Greenberg MJ. 1977. Structure of a molluscan cardioexcitatory neuropeptide. Science 197(4304), 670-671.

236. Purschke G. 1997. Ultrastructure of nuchal organs in polychaetes (Annelida) new results and review. Acta Zool (Stockh) 78, 123-143.

237. Quinlan EM, Arnett ВС, Murphy AD. 1997. Feeding stimulants activate an identified dopaminergic intemeuron that induces the feeding motor program in Helisoma. J Neurophysiol 78, 812-824.

238. Raven CP. 1966. Morphogenesis: the analysis of molluscan development. Oxford. Pergamon Press.

239. Renaud F, Parisi E, Capasso A, De Prisco P. 1983. On the role of serotonin and 5-methoxy-tryptamine in the regulation of cell division in sea urchin eggs. Dev Biol 98, 37-46.

240. Rodriguez JJ, Doherty MD, Pickel VM. 2000. N-Methyl-d-aspartate (NMDA) receptors in the ventral tegmental area: subcellular distribution and colocalization 5-hydroxytryptamine2A receptors. J Neurosci Res 60, 202-211.

241. Roeder T, Gewecke M. 1990. Octopamine receptors in locust nervous tissue. Biochem Pharmacol 39, 1793-1797.

242. Roeder T. 1995. Pharmacology of the octopamine receptor from locust central nervous tissue (OAR3). Br J Pharmacol 114, 210-216.

243. Rowe SJ, Messenger NJ, Warner AE. 1993. The role of noradrenaline in the differentiation of amphibian embryonic neurons. Development 19, 1343-1357.

244. Ruppert EE, Barnes RD. 1994. Invertebrate zoology. 6th ed. New York, London, Sydney. Saunders College Publishing.

245. Sakharov DA, Salanki J. 1982. Effects of dopamine antagonists on snail locomotion. Experientia 38, 1090-1091.

246. Sakharov DA, Voronezhskaya EE, Nezlin L, BakerMW, Elekes K, Croll RP. 1996. Tyrosine hydroxylase-negative, dopaminergic neurons are targets for transmitter-depleting action of haloperidol in the snail brain. Cell Mol Neurobiol 16, 449-459.

247. Sakharov DA. 1990. Integrative function of serotonin common to distantly related invertebrate animals. In: Gustafsson M, Reuter M, editors. Early Brain. Abo. Abo Akademi Press. P73-88.

248. Sakharov DA. 1991. Use of transmitter precursors in gastropod neuroethology. In: Kits KS, Boer HH, Joose J, editors. Molluscan neurobiology. Proc 3rd Symp Mollusc Neurobiol. Amsterdam. North-Holland. P236-242.

249. Salimova NB, Sakharov DA, Milosevic I, Turpaev TM, Rakic L. 1987. Monoamine-containing neurons in the Aplysia brain. Brain Res 400, 285- 299.

250. Santama N, Benjamin PR, Burke JF. 1995a. Alternative RNA splicing generates diversity of neuropeptide expression in the brain of the snail Lymanea: In situ analysis of mutually exclusive transcripts of the FMRFamide gene. Eur J Neurosci 7, 65-76.

251. Santama N, Li KW, Geraerts WPM, Benjamin PR, Burke JF. 1996. Post-translational processing of the alternative neuropeptide precursor encoded by the FMRFamide gene in the pulmonate snail Lymnaea stagnalis. Eur J Neurosci 8, 968-977.

252. Sawada M, Maeno T. 1987. Forskolin mimics the dopamine-induced K+ conductance increase in identified neurons of Aplysias kurodai. Jap J Physiol 37, 459-478.

253. Schacher S, Kandel ER, Woolley R. 1979. Development of neurons in the abdominal ganglion of Aplysia californica. I. Axosomatic contacts. Dev Biol 71, 163-175.

254. Schackwitz WS, Inoue T, Thomas JH. 1996. Chemosensory neurons function in parallel to mediate a pheromone response in C. elegans. Neuron 17, 719-728.

255. Schaefer K, Ruthensteiner B. 2001. The cephalic sensory organ in pelagic and intracapsular larvae of the primitive opisthobranch genus Haminoea (Mollusca: Gastropoda). Zool Anz 240, 67-80.

256. Schwartz LM, Oppenheim RW, Shatz CJ, editors. 1992. Neuronal cell death (Special Issue). J Neurobiol 23, 1111-1352.

257. Sedden CB.Walker RJ, Kerkut GA. 1968. The localization of dopamine and 5-hydroxy-tryptamine in neurons of Helix aspersa. Symp Zool Soc Lond 22, 19-32.264265266267268269.270271.272,273.274,275.276.277.278.279.280.281.

258. Serafeim A, Grafton G, Chamba A, Gregory CD, Blakely LD, Bowery NG, Barnes NM, Gordon J. 2002. 5-Hydroxytryptamine drives apoptosis in biopsylike Burkitt lymphoma cells: reversal by selective serotonin reuptake inhibitors. Neoplasia 99, 2545-2553

259. Shozushima M, Matsumoto M, Sasaki K, Sato M. 1987. Blocking action of serotonin on three types of dopamine receptors in Aplysia ganglion cells. In: Boer HH, editor. Neurobiology, molluscan models. Amsterdam. North-Holland. PI69-171.

260. Shozushima M. 1984. Blocking effect of serotonin on inhibitory dopamine receptor activity of Aplysia ganglion cells. Jap J Physiol 34, 225-243.

261. Slade CT, Mills J, Winlow W. 1981. The neuronal organization of the paired ganglia of Lymnaea stagnalis (1). Comp Biochem Physiol 69a, 789-803.

262. Sloley BD, Orikasa S. 1988. Selective depletion of dopamine, and 5-hydroxytryptamine in the nervous tissue of the cockroach (Periplaneta americana). J Neurochem 51, 535541.

263. Stefano GB, Hiripi L, Catapane EJ. 1978. The effects of short and long term temperature stress on serotonin, dopamine and norepinephrine concentrations in molluscan ganglia. J Therm Biol 3,79-83.

264. Stiebel S. 1815. Uber die Entwicklung der Teichornschnecken (Limneus stagnalis). Arch F D Physiol v Meckel 1,423-426.

265. Strathmann RR, Strathmann MF. 1995. Oxygen supply and limits on aggregation of embryos. J Mar Biol Assoc United Kingdom 75, 413-428.

266. Susswein AJ, Kupfermann I. 1975. Bulk as a stimulus for satiation in Aplysia. Behav Biol 13, 203-209.

267. Swammerdam. 1752. Bibel derNatur. Leipzig. Цит. no Preyer, 1885.

268. Syed N1, Lukowiak K, Bulloch AGM. 1990. In vitro reconstruction of the respiratory central pattern generator of the mollusk Lymnaea. Science 250, 282-285.

269. Sze JY, Victor M, Loer C, Shi Y, Ruvkun G. 2000. Food and metabolic signalling defects in a Caenorhabditis elegans serotonin-synthesis mutant. Nature 403, 560-564.

270. Takayanagi H, Takeda N. 1988. Dynamics of FMRFamide immunoreactivity in response to physiologically active substances in the central nervous system of the snail, Achatina fulica. Comp Biochem Physiol 91 A, 609-612.

271. Teyke T, Rosen SC, Weiss ICR, Kupfermann I. 1993. Dopaminergic neuron B20 generates rhythmic neuronal activity in the feeding motor circuitry of Aplysia. Brain Res 630,226-237.

272. Thomas JH. 1993. Chemosensory regulation of development in C. elegans. Bioessays 15, 791-797.

273. Torrence SA, Law MI, Stuart DK. 1989. Leech neurogenesis. II. Mesodermal control of neuronal pattern. Dev Biol 136, 40-60.

274. Trapido-Rosenthal HG, Morse DE. 1986a. Regulation of receptor-mediated settlement and metamorphosis in larvae os a gastropod mollusc (Haliotis rufescens). Bull Mar Sci 39, 383-392.282283284285,286,287,288,289,290,291,292.293,294,295,296,297,298.

275. Trapido-Rosenthal HG. and Morse DE. 1986b. Availability of chemosensory receptors in down-regulated by habituation of larvae to morphogenetic signal. Proc Natl Acad Sci 83, 7658-7662.

276. Treseder SA, Rose S, Summo L, Jenner P. 2003. Commonly used L-amino acid decarboxylase inhibitors block monoamine oxidase activity in the rat. J Neural Transm 110, 229-238.

277. Trimble DL, Barker DL. 1984. Activation by dopamine of pattern motor output from the buccal ganglia of Helisoma trivolvis. J Neurobiol 15, 37-48.

278. Voronezhskaya EE, Elekes K. 1994. Distribution of serotonin-like immununoreactive neurons in the embryonic nervous system of lymnaeid and planorbid snails. Neurobiology 1,371-383.

279. Voronezhskaya EE, Elekes K. 1996. Transient and sustained expression of FMRFamide-like immunoreactivity in the developing nervous system of Lymnaea stagnalis (Mollusca, Pulmonata). Cell Mol Neurobiol 16, 661-676.

280. Voronezhskaya EE, Elekes K. 1997. Expression of FMRFamide gene neuropeptides is partly different in the embryonic nervous system of the pond snail, Lymnaea stagnalis L. Neurobiology (Budapest) 5, 91-93.

281. Voronezhskaya EE, Elekes K. 2003. Expression of the FMRFamide gene encoded peptides by identified neurons in embryos and juveniles of the pulmonate snail Lymnaea stagnalis. Cell Tissue Res 314, 297-313.

282. Voronezhskaya EE, Hiripi L, Elekes K, Croll RP. 1999. Development of catecholaminergic neurons in the pond snail, Lymnaea stagnalis: I. Embryonic development of dopamine-containing neurons and dopamine-dependent behaviors. J Comp Neurol 404, 297-307.

283. Voronezhskaya EE, Khabarova MYu, Nezlin LP. 2004. Apical sensory neurons mediate developmental retardation induced by conspecific environmental stimuli in freshwater pulmonate snails. Development 131, 3671-3680.

284. Voronezhskaya EE, Tsitrin EB, Nezlin LP. 2003. Neuronal development in larval polychaete Phyllodoce maculata (Phyllodocidae). J. Comp. Neurol. 455, 299-309.

285. Voronezhskaya EE, Tyurin SA, Nezlin LP. 2002. Neuronal development in larval chiton Ischnochiton hakodadensis (Mollusca: Polyplacophora). J Comp Neurol 444, 25-38.

286. Walker JR, Ralph KL, Woodruff GN. 1972. The presence of octopamine in the brain of Helix aspersa and its action on specific neurons. Experientia 28, 1173-1174.

287. Walker RJ. 1986. Transmitters and modulators. In: Willows AOD, editor. The Mollusca. Vol. 9. Orlando. Academic Press. P279-485.

288. Wallace JA. 1982. Monoamines in the early chick embryo: demonstrationof serotonin synthesis and the regional distributionof serotonin-concentrating cells during morphogenesis. Am J Anat 165, 261-276.

289. Wanninger A, Haszprunar G. 2003. The development of the serotonergic and FMRF-amidergic nervous system in Antalis entalis (Mollusca, Scaphopoda). Zoomorphology 122, 77-85.

290. Weisblat DA, Harper G, Stent GS, Sawyer RT. 1980. Embryonic cell lineages in the nervous system of the glossophonid leech Helobdella triserialis. Dev Biol 76, 58-78.

291. Weisblat DA, Shankland M. 1985. Cell lineage and segmentation in the leech. Phil Trans R Soc Lond В 312, 39-56.

292. Wieland SJ, Gelperin A. 1983. Dopamine elicits feeding motor program in Limax maximus. J Neurosci 3, 1735-1745.

293. Wieland SJ, Jahn E, Gelperin A. 1987. Localization and synthesis of monoamines in regions of Limax CNS controlling feeding behavior. Comp Biochem Physiol 86C, 125130.

294. Willmer P. 1990. Invertebrate relationships. Patterns in animal evolution. Cambridge. Cambridge Univ Press.

295. Willows AOD. 1967. Behavioral acts elicited by stimulation of single, identifiable brain cells. Science 157(3788), 570-574.

296. Winlow W, Benjamin PR. 1976. Neuronal mapping in the brain of the pond snail Lymnaea stagnalis (L) In: Salanki J, editor. Neurobiology of invertebrates. Gastropoda brain. Budapest. Akademiai Kiado. P41-59.

297. Wodicka LM, Morse DE. 1991. cDNA sequences reveal mRNAs for two Ga signal transducing proteins from larval cilia. Biol Bull 180, 318-327.

298. Yeoman MS,Vehovszky A, Kemenes G, Elliott CJH, Benjamin PR. 1995. Novel interneuron having hybrid modulatory-central pattern generator properties in the feeding system of the snail, Lymnaea stagnalis. J Neurophysiol 73, 112-124.

299. Young SH, Poo M-M. 1983. Spontaneous release of transmitter from growth cones of embryonic neurones. Nature 305, 634-637.

300. Zavarzina EG, Tzetlin AB. 1991. Breeding and larval morphology of Ophryotrocha dimorphica Zavarzina & Tzetlin (Polychaeta: Dorvilleidae). Ophelia Suppl 5, 411-420.