Особенности взаимодействия культивируемых мезенхимальных и гемопоэтических стволовых клеток человека в условиях пониженного содержания кислорода тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат биологических наук Жамбалова, Арюна Пурбодоржиевна

• Жамбалова, Арюна Пурбодоржиевна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Жамбалова, Арюна Пурбодоржиевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. Стволовые клетки человека

1.1. Типы стволовых клеток (источники, изучение и практическое применение).

1.2. Мезенхимальные стволовые клетки костного мозга человека

1.2.1. Характеристика мезенхимальных стволовых клеток костного мозга.

1.2.2. Особенности культивирования мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека.

1.3. Гемопоэтические стволовые клетки человека

1.3.1. Характеристика гемопоэтических стволовых клеток из пуповинной крови человека.

1.3.2. Особенности культивирования гемопоэтических стволовых клеток.

2. Взаимодействие мезенхимальных и гемопоэтических стволовых клеток человека

2.1. Стимуляция гемопоэза факторами, синтезируемыми мезенхимальными стволовыми клетками костного мозга человека.

2.2. Молекулы адгезии и фенотип мезенхимальнх стволовых клеток при взаимодействии с гемопоэтическими стволовыми клетками.

2.3. Участие мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека в активации гемопоэза в условиях пониженного содержания кислорода.

3. Влияние пониженного содержания кислорода на культивируемые прогениторные клетки

3.1. Эффекты гипоксии на мезенхимальные стволовые клетки костного мозга человека in vitro.

3.2. Возможные механизмы реализации действия пониженного содержания кислорода на клетки.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Культуры мезенхимальных стволовых клеток костного мозга и эмбриональных фибробластов человека

2.1.1. Культуральные среды, реактивы, пластик, оборудование.

2.1.2. Выделение и культивирование мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека.

2.1.3. Культивирование эмбриональных фибробластов человека.

2.1.4. Криоконсервация клеток.

2.2. Исследование свойств мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека в нормоксии и при пониженном содержании кислорода

2.2.1. Культивирование клеток при пониженном содержании кислорода.

2.2.2. Анализ пролиферативной активности мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека.

2.2.3. Иммуноцитофлюориметрический анализ клеток Иммунофенотипирование мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека.

2.2.4. Иммуноферментный анализ продукции цитокинов в среде культивирования мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека.

2.2.5. Оценка остеогенного дифференцировочного потенциала мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека.

2.2.6. Оценка адипогенного дифференцировочного потенциала мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека.

2.2.7. Оценка способности мезенхимальных стволовых клеток и эмбриональных фибробластов человека образовывать капилляроподобные структуры.

2.2.8. Цитофлюриметрический анализ уровня транскрипционного фактора, индуцируемого при гипоксии (HIF-la) в цитоплазме мезенхимальных стволовых клеток.

2.3. Сокультивирование мезенхимальных клеток -предшественников и гемопоэтических стволовых клеток

2.3.1. Выделение и культивирование гемопоэтических стволовых клеток пуповинной крови человека.

2.3.2. Выявление начальных этапов дифференцировки гемопоэтических стволовых клеток (постановка теста на колониеобразование).

2.3.3. Сокультивирование эмбриональных фибробластов человека и гемопоэтических стволовых клеток.

2.4. Статистическая обработка данных.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Характеристика культивируемых мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека

3.1.1. Морфофункциональная характеристика мезенхимальных стволовых клеток in vitro.

3.1.2. Анализ кинетики роста мезенхимальных стволовых клеток в культуре.

3.1.3. Иммунофенотипическая характеристика культивируемых мезенхимальных стволовых клеток.

3.1.4. Оценка дифференцировочного потенциала мезенхимальных стволовых клеток in vitro.

3.1.5. Анализ продукции мезенхимальных стволовых клеток в среде культивирования.

3.2. Сравнительная характеристика морфофункциональных и иммунофенотипических особенностей мезенхимальных стволовых клеток, культивируемых в нормоксии (20% Ог) и в условиях пониженного содержания кислорода (1 и 5% О2) 3.2.1. Морфофункциональная характеристика и оценка жизнеспособности мезенхимальных стволовых клеток, культивируемых в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

3.2.2. Анализ кинетики роста мезенхимальных стволовых клеток в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

3.2.3. Анализ иммунофенотипа мезенхимальных стволовых клеток, культивируемых в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

3.2.4. Оценка дифференцировочного потенциала мезенхимальных стволовых клеток в нормоскии и при пониженном содержании кислорода.

3.2.5. Анализ продукции цитокинов в среде культивирования мезенхимальных стволовых клеток в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

3.2.6. Цитофлюриметрический анализ уровня транскрипционного фактора, индуцируемого при гипоксии (HIF-la) в мезенхимальных стволовых клетках, культивируемых в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

3.3. Сокультивирование мезенхимальных клеток-предшественников и гемопоэтических стволовых клеток в пуповинной крови человека

3.3.1. Формирование гемопоэтических островков при совместном культивировании мезенхимальных и гемопоэтических стволовых клеток в нормоксии и в условиях пониженного содержания кислорода.

3.3.2. Цитофлюориметрический анализ экспрессии поверхностных маркеров мезенхимальных стволовых клеток при сокультивировании с гемопоэтическими стволовыми клетками в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

3.3.3. Выявление способности гемопоэтических стволовых клеток к колониеобразованию в нормоксических условиях и при пониженном содержании кислорода после сокультивирования с мезенхимальными стволовыми клетками.

3.3.4. Анализ продукции цитокинов при сокультивировании мезенхимальных и гемопоэтических стволовых клеток в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

3.3.5. Сокультивирование эмбриональных фибробластов человека и гемопоэтических стволовых клеток в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности взаимодействия культивируемых мезенхимальных и гемопоэтических стволовых клеток человека в условиях пониженного содержания кислорода»

Стволовые клетки, обладающие способностью к самообновлению и высоким дифференцировочным потенциалом, заслужили пристальное внимание исследователей в связи с возможным использованием их в терапевтических целях. Мезенхимальные стволовые клетки, входящие в состав стромы костного мозга, главного кроветворного органа в постнатальном периоде онтогенеза, относятся к важным компонентам ниши гемопоэтических клеток, являющихся родоначальными элементами кроветворения (Фриденштейн, Чертков; 1969; Сухих, Малайцев, Богданова и др., 2002; Чертков, Дризе, 2005; Паюшина, Домарацкая, Старостин, 2006; Friedenstein, Gorskaja, Kulagin, 1976; Friedenstein, Ivanov-Smolenski, Chajlakjan et al., 1978). Несмотря на то, что к настоящему времени и мезенхимальные, и гемопоэтические стволовые клетки достаточно подробно охарактеризованы (Андреева, Кадагидзе, Тупицын и др., 1999; Андреева, Тупицьш, 2002; Тепляшин, Коржикова, Шарифулина и др., 2005; Owen, Cave, Joyner, 1987, Owen, 1988; Caplan, 1991; Pittenger, Mackay, Beck et al., 1999; Muraglia, Cancedda, Quarto, 2000; Colter, Class, DiGirolamo, Prockop, 2000; Prockop, Sekiya, Colter, 2001; Sekiya, Larson, Smith et al., 2002; Gronthos, Zannettino, Hay et al., 2003; Dominici, Pritchard, Garlits, 2004; Montgomery, Shivdasani, 2009), исследований, посвященных взаимодействию этих двух типов стволовых клеток, значительно меньше (McNiece, Harrington, Turney, 2004; Muguruma, Yahata, Miyatake et al., 2006; Walenda Т., Bork S., Horn P. et al., 2009). Известно, что комплекс межклеточных и клеточно-матриксных взаимодействий регулируется различными сигнальными молекулами (мембранно-ассоциированными рецепторами, цитокинами, факторами роста) (Пальцев, Иванов, 1995). При нормальном гемопоэзе так же важна непосредственная кооперация гемопоэтических клеток-предшественников с элементами кроветворного микроокружения, межмембранное связывание служит при этом для переноса регуляторной информации, передачи необходимых веществ, миграции, хоминга и представления ростовых факторов в биологически доступной форме (Гольдберг, Дыгай, Жданов, 1999). Следует отметить, что используемые в настоящее время экспериментальные модели дают неполное представление о реальных биологических эффектах от действия сигнальных молекул, поскольку не воспроизводят физиологические особенности происходящих при гемопоэзе процессов. Функциональные и структурные изменения элементов микроокружения под действием различных эндогенных факторов могут быть причиной нарушений кроветворения. Исследования в этой области на уровне клетки 8 немногочисленны. Кроме того, традиционно, культуральные исследования проводят в нормоксических условиях, при 20% Ог, в то время как, например, при эмбриональном развитии человека содержание кислорода в тканях не превышает 3% (Rodesch, Simon, Donner et al., 1992; Burton, Jaunaiux, 2001), в артериальной крови — 12%, венозной -5,3% (Fehrer, Brunauer, Laschober et al., 2007), в гипоталамусе - 1,4-2,1% (Silver, Erecinska, 1998), в костном мозге - 3-7% (Ishikava, Ito, 1988; Mostafa, Miller, Papoutsakis, 2000).

Участие мезенхимальных стволовых клеток костного мозга в создании микроокружения, способного поддерживать рост и развитие гемопоэтических клеток, показано во многих работах (Clausen, Stockschlader, Fehse et al., 2000; Shimakura, Kawada, Ando et al., 2000; Kusadasi, Koevoet, van Soest et al., 2001; Kadereit, Deeds, Haynesworth et al., 2002; McNiece, Harrington, Tumey, 2004; Muguruma, Yahata, Miyatake et al., 2006; Walenda, Bork, Horn et al., 2009). Однако функциональные особенности и тесные клеточные взаимодействия элементов кроветворного микроокружения с учетом парциального давления кислорода во внеклеточном пространстве костного мозга практически не исследованы. Таким образом, несомненный научный и практический интерес представляет не только изучение некоторых аспектов взаимодействия прогениторных клеток различных типов в условиях максимально приближенных in vivo, но и воссоздание гемопоэзиндуцирующей ниши, позволяющей оптимизировать рост и развитие кроветворных стволовых клеток в культуре.

Цель работы: Изучение роли мезенхимальных стволовых клеток костного мозга в создании гемопоэзиндуцирующего микроокружения при совместном культивировании с гемопоэтическими стволовыми клетками человека при различном содержании кислорода.

В соответствии с целью работы были поставлены следующие задачи исследования:

1. Изучить влияние пониженного содержания кислорода (1% и 5%) на морфофункциональные особенности культивируемых МСК;

2. Разработать экспериментальную модель совместного культивирования МСК и ГСК в нормоксии и в условиях пониженного содержания кислорода;

3. Оценить функциональную активность (способность поддерживать гемопоэз) МСК при сокультивировании с ГСК в нормоксии и при пониженном содержании кислорода;

4. Изучить колониеобразующую функцию ГСК после совместного культивирования с МСК в нормоксии и при пониженном содержании кислорода;

5. Исследовать иммунофенотип совместно культивируемых МСК с ГСК в нормоксии и при пониженном содержании кислорода;

6. Проанализировать продукцию цитокинов в культурах МСК, ГСК и совместно культивируемых МСК и ГСК в нормоксии и при пониженном содержании кислорода.

Научная новизна.

Проанализировано влияние пониженного содержания кислорода (1% и 5%) на совокупность морфофункциональных параметров культивируемых МСК костного мозга человека. Впервые показано, что при культивировании МСК костного мозга человека в условиях пониженного содержания кислорода происходит снижение доли клеток, несущих рецепторы адгезии (VCAM-1), на фоне устойчивости основного иммунофенотипа. Проведенные сравнительные исследования позволили установить, что при пониженном содержании кислорода на определенных этапах культивирования (96 ч, 5% Ог) МСК костного мозга человека скорость пролиферации возрастает по сравнению с нормоксией и снижается при 1% Ог на всех этапах субкультивирования. Показано, что при культивировании МСК в условиях пониженного содержания кислорода морфология и жизнеспособность клеток не меняется.

Оценено значение МСК костного мозга в регуляции гемопоэзиндуцирующего микроокружения, проявляющееся в межмембранном связывании с гемопоэтическими предшественниками и способности к секреции важных гемопоэтических ростовых факторов. Впервые показано, что в условиях пониженного содержания кислорода культивируемые МСК костного мозга человека способны к поддержанию гемопоэза, что выражается в активации образования очагов кроветворения. Впервые установлено, что при совместном культивировании МСК и ГСК в нормоксии и при пониженном содержании кислорода повышается доля клеток, экспрессирующих VCAM-1 и активируется продукция интерлейкинов (IL-6, IL-8).

Полученные экспериментальные данные расширяют существующие представления о функционировании системы «МСК-ГСК» в нормоксических условиях и при пониженном содержании кислорода.

Научно-практическая значимость работы.

Представленные результаты являются важным шагом на пути к пониманию механизмов регуляции гемопоэза при пониженном содержании кислорода in vitro. Предложенная и успешно апробированная экспериментальная модель для изучения процессов экспансии и дифференцировки гемопоэтических предшественников дает возможность не только рассмотреть основные функциональные закономерности кроветворения, но и оценить вклад мезенхимальных стволовых клеток в формирование гемопоэзиндуцирующего микроокружения.

Проведенные сравнительные исследования позволяют рекомендовать использование совместно культивируемых МСК и ГСК при пониженном содержании кислорода, а именно при 5% Ог, как наиболее приближенную к естественным условиям экспериментальную модель гемопоэза.

Положения, выносимые на защиту:

1. В условиях пониженного содержания кислорода функциональная активность культивируемых мезенхимальных стволовых клеток, выражающаяся в изменении скорости роста, способности к дифференцировке и продукции цитокинов, модифицировалась, при этом их основные морфологические и фенотипические особенности сохранялись.

2. Мезенхимальные стволовые клетки костного мозга человека способны in vitro к созданию кроветворного микроокружения и поддержанию гемопоэза путем прямых межклеточных контактов с кроветворными элементами и посредством продукции гемопоэтических ростовых факторов.

3. При совместном культивировании мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека и гемопоэтических стволовых клеток пуповинной крови человека при 5% содержании кислорода происходит стимуляция гемопоэза, которая проявляется в увеличении числа кроветворных островков.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Жамбалова, Арюна Пурбодоржиевна

выводы

1. При культивировании МСК костного мозга человека в условиях пониженного содержания кислорода (5% 02), пролиферация клеток возрастает по сравнению с нормоксией. При 1% 02 скорость роста клеток в культуре снижается.

2. В условиях пониженного содержания кислорода МСК на всех этапах субкультивирования не экспрессируют антигены клеток гематогенного происхождения (CD34, CD38, CD45, CD117) и сохраняют экспрессию основных поверхностных маркеров (CD 13, CD29, CD44, CD54, CD73, CD90, HLA-I). При снижении уровня кислорода в среде, доля VCAM-I-положительных клеток уменьшается.

3. Разработана и апробирована экспериментальная модель совместного культивирования МСК и ГСК человека в нормоксии и в условиях пониженного содержания кислорода.

4. Культивируемые МСК способны поддерживать рост и развитие предшественников гемопоэза (ГСК), выражающиеся в активной адгезии двух типов клеток, формировании очагов кроветворения и последующем созревании ГСК. Сокультивирование при 5% 02 приводит к достоверному увеличению количества гемопоэтических островков по сравнению с нормоксией.

5. Показано увеличение доли клеток, положительных по VCAM-1, и. увеличение продукции IL-6 и IL-8 при сокультивировании МСК и ГСК в нормоксии и при пониженном содержании кислорода, по отношению к несокультивированным МСК.

6. В отличие от несокультивированных ГСК, кроветворные предшественники после сокультивирования с МСК при 5 и 20% 02 способны к интенсивному формированию колониеобразующих единиц.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Жамбалова, Арюна Пурбодоржиевна, 2010 год

1. Андреева Л.Ю., Кадагидзе З.Г., Тупицын Н.Н. и др. Стволовые гемопоэтичеекие клетки в крови онкологических больных: экспрессия CD34 и колониеобразование. // Гематология и трансфузиология. 1999. — 44. — 4. — С. 3 — 11.

2. Анохина Е.Б. Влияние пониженного содержания кислорода на культивируемые мезенхимальные стромальные клетки-предшественники костного мозга крыс: Автореферат дис. . канд. биол. наук. Москва, 2007. - 25с.

3. Анохина Е.Б., Буравкова Л.Б. Гетерогенность стромальных клеток-предшественников, выделенных из костного мозга крыс. // Цитология. 2007. -Т.49. -№1. - С. 40-47.

4. Вермель А.Е. Стволовые клетки: общая характеристика и перспективы применения в клинической практике. // Клиническая медицина. 2004. - №1. - С. 5-11.

5. Владимирская Е.Б., Майорова О.А., Румянцев С.А. и др. Биологические основы и перспективы терапии стволовыми клетками. // М.: ИД Мед. Практика, 2005.-395 с.

6. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В. Роль гемопоэзиндуцирующего окружения в регуляции кроветворения при цитостатических миелосупрессиях. // Томск: STT, 1999-128 с.

7. Домарацкая Е.И., Буеверова Э.И., Паюшина О.В. и др. Повреждение алкилирующим препаратом дипином кроветворных и стромальных клеток костного мозга. // Известия РАН. Серия Биологическая. 2005. - №3. - С. 267 -272.

8. Кадагидзе З.Г. Цитокины. // Практическая онкология. 2003. - Т. 4. - №3. -С. 131-139.

9. Луговская С.А., Почтарь М.Е., Тупицын Н.Н., 2 Иммунофенотипирование в диагностике гемобластозов. //М.: Тверь, Триада, 2005. 168 с.

10. Луговская С.А., Козинец Г.И. Иерархия гемопоэтических клеток: кинетика, структура и функции. // Клиническая лабораторная диагностика. 2009. -№5.-С. 21 -37.

11. Лукьянова Л.Д. Биоэнергетическая гипоксия: понятие, механизмы и способы коррекции. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. -1997. Т. 124. - №9. - С. 244 - 254.

12. Лукьянова Л.Д. Сигнальная функция митохондрий при гипоксии и адаптации. // Патогенез. 2008. - №3. - С. 4 - 12.

13. Мусина Р.А., Бекчанова Е.С., Белявский А.В. и др. Мезенхимальные стволовые клетки пуповинной крови. // Клеточные технологии в биологии и медицине. 2007. - №1. - С. 16 - 20.

14. Науменко О.И. Роль гемопоэтического микроокружения костного мозга в норме и при лейкозе. // Экспериментальная онкология. 1992. - Т. 14. - №1. - С. 11-20.

15. Нормальное кроветворение и его регуляция. / Под ред. Федорова Н.А. // М.: Медицина, 1976. 543 с.

16. Пальцев М.А., Иванов А.А. Межклеточные взаимодействия // М.: Медицина, 1995. 224 с.

17. Пальцев М.А., Смирнов В.Н., Романов Ю.А. и др. Перспективы использования стволовых клеток в медицине. // Вестник Российской Академии Наук. 2006. - Т. 76. - №2. - С. 99 - 111.

18. Паюшина О.В., Домарацкая Е.И., Старостин В.И. Мезенхимные стволовые клетки: источники, фенотип и потенции к дифференцировке. // Известия РАН. Серия Биологическая. 2006. - №1. - С. 6 - 25.

19. Старостин В.И. Органные, тканевые и клеточные механизмы регуляции кроветворения. // Стволовые клетки человека. Итоги науки и техники. Морфология человека и животных. М.: ВИНИТИ. 1988. - С. 87 - 150.

20. Суздальцева Ю.Г., Бурунова В.В., Петракова Н.В. и др. Сравнительный анализ цитофенотипов клеток мезенхимального ряда, изолированных тканей человека // Клеточные технологии в биологии и медицине. 2007. - №1. - С. 38 -45.

21. Тепляшин А.С. Коржикова С.В., Шарифулина С.З. и др. Характеристика мезенхимальных стволовых клеток человека, выделенных из костного мозга и жировой ткани. // Цитология. 2005. - Т. 47. - №2. - С. 130- 135.

22. Терских В.В., Васильев А.В., Воротеляк Е.А. Поляризация и ассиметричное деление стволовых клеток. // Цитология. 2007. - Т. 49. - №11. -С. 933-938.

23. Фриденштейн А. Я., Чертков И. Л. Клеточные основы иммунитета. // М.: Медицина. 1969. - 256 с.

24. Чередеев А.Н. Интерлейкины: функциональная роль как медиаторов иммунной системы. // Лабораторное дело. 1990. -№10. - С. 4 - 11.

25. Чертков И.Л., Воробьев А.И. Как обеспечивается поддержание кроветворной системы. // Гематология и трансфузиология. 1998. - 43. - 4. - С. 3 -8.

26. Чертков И.Л., Дризе И.Н. Дифференцировочный потенциал стволовых клеток (проблема пластичности). // Вестник Российской АМН. 2005. - №10. - С. 37.-44.

27. Шахов В.П., Кокарев О.В., Попов С.В. и др. Феномен формирования мезенхимальных островков из клеток костного мозга мышей в системе in vitro. И Бюллетень сибирской медицины. — 2004. №1. — С. 60 - 63.

28. Ястребов А.П., Юшков Б.Г., Большаков В.Н. Регуляция гемопоэза при воздействии на организм экстремальных факторов. // Свердловск, 1988. 152 с.

29. Abedin М., Titut Y., Demer L.L. Mesenchymal stem cells and the artery wall. // Circulation Research. 2004. - 95. - P. 671 - 676.

30. Ademokun I.A., Champan C., Dunn J. et al. Umbilical cord blood collection and separation for haemapoietic progenitor cell banking.// Bone Marrow Transplantation. 1997. - Vol.19. - 10. - P. 1023 - 1028.

31. Almici C., Carbo-Stella C., Wagner J.E. et al. Biologic and phenotypic analisis of early hematopoietic progenitor cells in umbilical cord blood. // Leukemia. 1997. -Vol. 11.-P. 2143-2149.

32. Annabi В., Lee Y.T., Turcotte S. et al. Hypoxia promotes murine bone-marrow-derived stromal cell migration and tube formation. // Stem Cells. 2003. - 21. - P. 337 -347.

33. Aoyama K., Oritani K., Yokota Т., et al. Stromal cell CD9 regulates differentiation of hematopoietic stem/progenitor cells. // Blood. 1999. - Vol. 93. -№8.-P. 2586-2594.

34. Appasamy P.M. Biological and clinical implications of interleukin-7 and lymphopoiesis. // Cytokines, Cellular and Molecular Therapy. 1999. - 5. - P. 25-39.

35. Arcese W., Aversa F., Bandini G. et al. Clinical use of allogeneic hematopoietic stem cells from sources other than bone marrow.// Haematologica. 1998. - Vol. 83. -№2.-P. 159-182.

36. Arkin S., Naprstek В., Guarini L. et al. Expression of intercellular adhesion molecule-1 (CD54) on hematopoietic progenitors. // Blood. 1991. - Vol. 77. - P. 948 -953.

37. Armitage S., Fehily D., Dickenson A. et al. Cord blood banking: volume reduction of cord blood units using a semi-automated closed system.// Bone Marrow Transplantation. 1999. - Vol. 23. - №5. - P. 505 - 509.

38. Baggiolini M., Clark-Lewis I. Interleukin-8, a chemotactic and inflammatory cytokine. // FEBS Letters. 1992. - 307. - P. 97 - 101.

39. Baksh D., Davies J.E., Zandstra P.W. Adult human bone marrow derivedmesenchymal progenitor cells are capable of adhesionindependent survival and expansion. // Experimental Hematology. 2003. - Vol. 31. P. 723 - 732.

40. Barry F.P., Murphy M.J. Mesenchymal stem cells: clinical applications and biological characterization. // The International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 2004. - Vol. 36. - P. 568 — 584.

41. Baxter M.A., Wynn R.F., Jowitt S.N. et al. Study of telomere length reveals rapid aging of human marrow stromal cells following in vitro expansion. // Stem Cells. 2004. - Vol. 22. - P. 675 - 682.

42. Вeitner-Johnson D., Millhorn D.E. Hypoxia induces phosphorylation of the cyclic AMP response element-binding protein by a novel signaling mechanism. // Journal of Biological Chemistry. 1998. - 273. - 19834 - 19839.

43. Berardi A.C., Meffre E., Pflumio F. et al. Individual CD34+ CD38 low CD 19 CD 10- progenitor cells from human cord blood generate В lymphocytes and granulocytes.// Blood. 1997. - Vol. 89. - №10. - P. 3554 - 3564.

44. Bertolini F., Battaglia M., De Iulio C. et al. Placental blood collection: Effects on Newborns. // Blood. 1995. - Vol. 85. - P. 3361 - 3362.

45. Bianco P., Riminucci M., Gronthos S. et al. Bone marrow stromal cells: nature, biology and potential applications. // Stem Cells. 2001. - Vol. 19. - P. 180 - 192.

46. Bieback K., Kern S., Kluter H., Eichler H. Critical parametres for the isolation of mesenchymal stem cells from umbilical cord blood. // Stem Cells. 2004. - Vol. 22. -P. 625 - 634.

47. Blanpain C., Lowry W.E., Geoghegan A. et al. Self-renewal, multipotency, and the existence of two cell populations within an epithelial stem cell niche. // Cell. 2004. -Vol. 118.-P. 835-648.

48. Blazsek I., Liu X.H., Anjo A. et al. The hematon, a morphogenetic functional complex in mammalian bone marrow, involves erythroblastic islands and granulocytic cobblestones. // Experimental hematology. 1995 - Vol. 23. - №4. - P. 309 - 319.

49. Bosnakovski D., Mizuno M., Kim G. et al. Isolation and multilineage differentiation of bovine bone marrow mesenchymal stem cells. // Cell and Tissue Research. 2005. - Vol. 319. - №2. - P. 243 - 253.

50. Bosch P., Pratt S.L., Stice S.L. Isolation, characterization, gene modification, and nuclear reprogramming of porcine mesenchymal stem cells. // Biology of Reproduction. 2006. - Vol. 74. - P. 46 - 57.

51. Briere J.J., Favier J., Benit P. et al. Mitochondrial succinate is instrumental for HIF-1 alpha nuclear translocation in SDHA-mutant fibroblasts under normoxic conditions. // Human Molecular Genetics. 2005. - Vol. 14. - №21. - P. 3263 - 3269.

52. Brooke G., Tong H., Levesque J.P. et al. Molecular trafficking mechanisms of multipotent mesenchymal stem cells derived from human bone marrow and placenta. // Stem Cells and Development. 2008. - Vol. 17. - P. 929 - 940.

53. Brown R., Xu F.S., Dusing S.K. et al. Serum-free conditions for cells capable of producing long-term survival in lethally irradiated mice. // Stem Cells. 1997. - Vol. 15.-P. 237-245.

54. Broxmeyer H.E., Gordon G.W., Hangoc G. et al. Human umbilical cord blood as a potential source of transplantable hematopoietic stem/progenitor cells. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 1989. - Vol.86. - P. 3828-3832.

55. Bruick R.K. Oxygen sensing in the hypoxic response pathway: regulation of the hypoxia-inducible transcription factor. // Genes and Development. 2003. - Vol. 17. -№21.-P. 2614-2623.

56. Buhring H.J., Battula V.L., Treml S. et al. Novel markers for the prospectiveisolation of human MSC. // Annals of the New York Academy of Sciences. 2007. -Vol. 1106.-P. 262-271.

57. Burton G.J., Jaunaiux E. Maternal vascularisation of the human placenta: does the embryo develop in a hypoxic environment? // Gynecologie, Obstetrique and Fertilite. 2001. - 7 - 8. - P. 503 - 508.

58. Cabrita G.J., Ferreira B.S., da Silva C.L. et al. Hematopoietic stem cells: from the bone to the bioreactor. // Trends in Biotechnology. 2003. - Vol. 21. - P. 233 -240.

59. Cai J., Weiss M.L., Rao M.S. In search of "sternness". // Experimental Hematology. 2004. - Vol. 32. - P. 585 - 598.

60. Caldwell J., Emerson S.G. 11-1 alpha and TNF alpha act synergistically to stimulate producion of mieloid colony-stimulating factors by cultured human bone marrow stromal cells. // Journal of Cellular Physiology. 1994. - Vol. 159. - №2. - P. 221 -228.

61. Calvi L.M., Adams G.B., Weibrecht K.W. et al. Osteoblastic cells regulate the haematopoietic stem cell niche. // Nature. 2003. - 425. - P. 841 - 846.

62. Campard D., Vasse M., Rose-John S. et al. Multilevel regulation of IL-6R by IL-6-sIL-6R fusion protein according to the primitiveness of peripheral blood-derived CD133+cells.//Stem Cells.-2006.-24.-P. 1302- 1314.

63. Cangul H. Hypoxia upregulates the expression of the NDRG1 gene leading to its overexpression in various human cancers. // BMC Genetics. 2004. - P. — 5 - 27.

64. Caplan A.I. Mesenchymal stem cells. // Journal of Orthopaedic Research. -1991. Vol. 9. -№5. - P. 641 - 650.

65. Cerny J., Quesenberry P.J. Chromatin remodeling and stem cell theory of relativity. // Journal of Cellular Physiology. 2004. - Vol. 201. - P. 1 - 16.

66. Chandel N.S., Trzyna W.C., McClintock D.S. et al. Role of oxidants in NF-kB activation and TNF-a gene transcription induced by hypoxia and endotoxin. // Journal of Immunology. 2000. - 165. - P. 1013 - 1021.

67. Chaudhary L.R, Hofmeister A.M., Hruska K.A. Differential growth factor control of bone formation through osteoprogenitor differentiation.// Bone. 2004. -Vol. 34.-№3. - P. 402-411.

68. Chen Т., Burke K.A., Zhan Y. et al. IL-12 facilitates both the recovery of endogenous hematopoiesis and the engraftment of stem cells after ionizing radiation. // Experimental Hematology. 2007. - 35. - P. 203 -13.

69. Chen J.L., Hunt P., McElvain M. et al. Osteoblast precursor cells are found in CD34+ cells from human bone marrow.// Stem Cells. 1997. - Vol. 15. - P. 368 - 377.

70. Chunmeng S., Tiamin C. Effects of plastic-adherent dermal multipotent cells on peripheral blood leukocytes and CFU-GM in rats. // Transplantation Proceedings. -2004.-Vol. 36,-№5.-P. 1578-1581.

71. Cipolleschi M., Dello Sbarba P., Olivotto M. The role of hypoxia in the mainetance of hematopoietic stem cells. // Blood. 1993. - Vol. 82. - P. 2031 - 2037.

72. Cipolleschi M., D'Ippolito G., Bernabei P.A. et al. Severe hypoxia enhances the formation of erythroid bursts from human cord blood cells and the maintenance of BFU-E in vitro. И Experimental Hematology. 1997. - Vol. 25. - P. 1187 - 1194.

73. Civin C.I., Strauss L.C., Brovall C., et al. Antigenic analysis of hematopoiesis. III. A hematopoietic progenitor cell surface antigen defined by a monoclonal antibody raised against KG-la cells. // Journal of Immunology. 1984. - 133. - P. 157 - 165.

74. Clausen J., Stockschlader M., Fehse N et al. Blood-derived macrophage layers in the presence of hydrocortisone support myeloid progenitors in long-term cultures of CD34+ cord blood and bone marrow cells. // Annals of Hematology. 2000. - 79. - P. 59-65.

75. Cogle C.R., Guthrie S.M., Sanders R.C. et al. An overview of stem cell research and regulatory issues. // Mayo Clinic Proceedings. 2003. - Vol. 78. - №8. -P.993 -1003.

76. Collins P., Papoutsakis E.T., Miller W.M. Ex vivo culture systems for hematopoietic cells. // Current Opinion in Biotechnology. 1996. - Vol. 7. - P. 223 -230.

77. Comerford K.M., Leonard M.O., Karhausen J. et al. Small ubiquitin-related modifier-1 modification mediates resolution of CREB-dependent responses to hypoxia. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 2003. - 100. - P. 986 -991.

78. Conget P.A., Minguell J.J. Phenotypical and functional properties of human bone marrow mesenchymal progenitor cells. // Journal of Cellular Physiology. 1999. — Vol. 181.-№1.-P. 67-73.

79. Cui Q., Wang G.J., Balian G. Pluripotential marrow cells produce adipocytes when transplanted into steroid-treated mice. // Connective Tissue Research. 2000. -Vol. 41.-№1.-P. 45-56.

80. Delorme В., Charbord P. Culture and characterization of human bone marrow mesenchymal stem cells. // Methods in Molecular Medicine. 2007. - Vol. 140. - P. 67 -81.

81. Denker A.E., Nicoll S.B., Tuan R.S. Induction and characterization of chondrogenesis in multipotentional mesenchymal cells: Abstr. 5th. Int. Conf. Mol. Biol. And. Pathol. Matrix, Philadelphia, 1994. // Matrix Biology. 1994. - Vol. 14. - №5. - P. 373.

82. Denning-Kendall P., Donaldson C., Nicol A. et al. Optimal processing of human umbilical cord blood for clinical banking.// Experimental Hematology. 1996. - Vol. 24. -12.-P. 1394-1401.

83. Dexter T.M., Allen T.D., Lajtha L.G. Conditions controlling the proliferation of haematopoietic stem cells in vivo. II Journal of Cellular Physiology. 1977. - Vol. 91. -P. 335-344.

84. DiGiusto D.L., Lee R., Moon J et al. Hematopoietic potential of cryopreserved and ex vivo manipulated umbilical cord blood progenitor cells evaluated in vitro and in vivo // Blood. 1996. - Vol. 87. - №4. - P. 1261 - 1271.

85. Discher D.J., Bishopric N.H., Wu X. et al. Hypoxia regulates beta-enolase and pyruvate kinase-M promoters by modulating Spl/Sp3 binding to a conserved GC element. // The Journal of Biological Chemistry. 1998. - 273. - P. 26087 - 26093.

86. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I. et al. Minimal criteria for difining multipotent mesenchymal stromal cells. The International society for cellular therapy position statement // Cytotherapy. 2006. - Vol. 8. - №4. - P. 315 - 317.

87. Douay L. Experimental culture conditions are critical for ex vivo expansion of hematopoietic cells. // Journal of Hematotherapy and Stem Cell Research. 2001. - Vol. 10.-P. 341 -346.

88. Dvorakova J., Hruba A., Velebny V. et al. Isolation and characterization of mesenchymal stem cell population entrapped in bone marrow collection sets. // Cell Biology International 2008. - Vol. 32. - P. 1116 - 1125.

89. Edling C.E., Hallberg B. c-Kit a hematopoietic cell essential receptor tyrosine kinase. // Int. Journal of Biochemistry and Cell Biology. - 2007. - 39. - P. 1995 - 1998.

90. Erices A., Conget P., Minguell J.J. Mesenchymal progenitor cells in human umbilical cord blood. // British Journal of Haematology. 2000 - Vol. 109. - P. 235 -242.

91. Euskirchen G., Royce Т.Е., Bertone P. et al. CREB binds to multiple loci on human chromosome 22. // Molecular and Cellular Biology. 2004. - 24. - P. 3804 -3814.

92. Fehrer C., Brunauer R., Laschober G. et al. Reduced oxygen tension attenuates differentiation capacity of human mesenchymal stem cells and prolongs their lifespan. // Aging Cell. 2007. - 6. - P. 745 - 757.

93. Feldser D., Agani F., Iyer N.V. et al. Reciprocal positive regulation of hypoxia-inducible factor 1 alpha and insulin-like growth factor 2. // Cancer Research. 1999. -59.-P. 3915-3918.

94. Fink Т., Abildtrup L., Fogd K. et al. Induction of adipocyte-like phenotype in human mesenchymal stem cells by hypoxia. // Stem Cells. 2004. - 22. - P. 1346 -1355.

95. Fischbach G. D., Fischbach R. L. Stem cells: science, policy, and ethics. // The Journal of Clinical Investigation. 2004. - Vol. 114. - №10. - P. 1364 - 1370.

96. Fortunel N., Hatzfeld A., Hatzfeld J.A. Transforming growth factor-B: pleiotropic role in the regulation of hematopoiesis. // Blood. 2000. - Vol. 96. - №6. -P. 2022-2036.

97. Freund D., Bauer N., Boxberger S. et al. Polarization of human hematopoietic progenitors during contact with multipotent mesenchymal stromal cells: effects on proliferation and clonogenicity. // Stem Cells Dev. 2006. - Vol.15. - 6. - P. 815 -829.

98. Friedenstein A.J., Gorskaja J.F., Kulagina N.N. Fibroblast precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. // Experimental Hematology. 1976. - Vol. 4.-№5.-P. 267-274.

99. Friedenstein A.J., Ivanov-Smolenski A.A., Chajlakjan R.K. et al. Origin of bone marrow stromal mechanocytes in radiochimeras and heterotopic transplants. // Experimental Hematology. 1978. - Vol. 6. - №5. - P. 440 - 444.

100. Friedenstein A.J., Chailakhyan R.K., Gerasimov U.V. Bone marrow osteogenic stem cells: in vitro cultivation and transplantation in diffusion chambers. // Cell and Tissue Kinetics. 1987. - Vol. 20. - №3. - P. 263 - 272.

101. Gangji V., Hauzeur J.P. Treatment of osteonecrosis of the femoral head with implantation of autologous bone-marrow cells. Surgical technique. // The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 2005. - Vol.87. - №1. - P. 106 - 112.

102. Galinanes M., Loubani M., Davies J. et al. Safety and efficacy of transplantation of autologous bone marrow into scarred myocardium for the enhancement of cardiac function in man. // Circulation. 2002.

103. Gartner S., Kaplan H.S. Long-term culture of human bone marrow cells. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 1980. - Vol. 77. - P. 4756-4759.

104. Gillette J.M., Larochelle A., Dunbar C.E. et al. Intercellular transfer to signalling endosomes regulates an ex vivo bone marrow niche. // Nature Cell Biology. -2009.-11.-P. 303-311.

105. Gimble J.M., Wanker F., Wang C.S. et al. Regulation of bone marrow stromal cell differentiation by cytokines whose receptors share the gpl30 protein. // Journal of Cellular Biochemistry. 1994.-Vol. 543.-№1.-P. 122- 133.

106. Gimble J.M., Morgan C., Kelly K. et al. Bone morphogenetic proteins inhibit adipocyte differentiation by bone marrow stromal cells. // Journal of Cellular Biochemistry. 1995 - Vol. 58. - №3. - P. 393 - 402.

107. Goodwin R.G., Lupton S., Schmierer A. et al. Human interleukin 7: molecular cloning and growth factor activity on human and murine B-lineage cells. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA.- 1989. 86. - P. 302 - 306.

108. Goodwin H.S., Bicknese A.R., Chien S.N. et al. Multilineage differentiation activity by cells isolated from umbilical cord blood: expression of bone, fat, and neural markers. // Biology Blood Marrow Transplant. 2001. - Vol. 7. - P. 581 - 588.

109. Gratama J., Sutherland D.R., Keeney M. et al. Flow cytometric enumeration and immunophenotyping of hematopoietic stem and progenitor cells. // Journal of Biological Regulators and Homeostatic Agents. 2001. - Vol. 15. - P. 14 - 22.

110. Grayson W.L., Zhao F., Izadpanah R. et al. Effects of hypoxia on human mesenchymal stem cell expansion and plasticity in 3D constructs. // Journal of Cellular Physiology. 2006. - 207. - P. 331 - 339.

111. Greijer A.E., van der Wall E. The role of hypoxia inducible factor 1 (HIF-1) in hypoxia induced apoptosis. // Journal of Clinical Pathology. 2004. - 57. - P. 1009 -1014.

112. Gronthos S., Graves S.E., Ohta S. et al. The STRO-l+ fraction of adult human bone marrow contains the osteogenic precursors. // Blood. 1994. - Vol. 84. - №12. -P. 4164-4173.

113. Gronthos S., Zannettino A.C., Hay S.J. et al. Molecular and cellular characterisation of highly purified stromal stem cells derived from human bone marrow. // Journal of Cell Science. 2003. - Vol. 116. - P. 1827 - 1835.

114. Hamilton J.A., Anderson G.P. GM-CSF Biology. // Growth factors. 2004. -22.-P. 225-231.

115. Hardy C.L., Minguell J.J. Cellular interactions in hemopoietic progenitor cell homing: a review. // Scanning Microscopy. 1993. - 7. - P. 333 - 341.

116. Hermann A., Gastl R., Liebau S. et al. Efficient generation of neural stem celllike from adult human bone marrow stromal cells. // Journal of Cell Science. 2004. -117.-P. 4411-4422.

117. Hernigou P., Beaujean F. Treatment of osteonecrosis with autologous bone marrow grafting. II Clinical Orthopaedics and Related Research. 2002. - Vol. 405. - P. 14-23.

118. Highfill J., Haley S.D., Kompala D.S. Large-scale production of murine bone marrow cells in an airlift packed bed bioreactor. // Biotechnology and Bioengineering. -1996.-Vol. 50.-P. 514-520.

119. Hitchon C., Wong K., Ma G. et al. Hypoxia-induced production of stromal cell-derived factor 1 (CXCL12) and vascular endothelial growth factor by synovial fibroblasts. // Arthritis and Rheumatism. 2002. - 46. - 10. - P. 2587 - 2597.

120. Hoffmann A., Gloe Т., Pohl U. Hypoxia-induced upregulation of eNOS gene expression is redox-sensitive: a comparison between hypoxia and inhibitors of cell metabolism. // Journal of Cellular Physiology. 2001. - 188. - P. 33 - 44.

121. Hollander A.P., Corke K.P., Freemont A. J., Lewis C.E. Expression of hypoxia-inducible factor la by macrophages in the rheumatoid synovium. // Arthritis and Rheumatism. 2001. - 44. - 7. - P. 1540 - 1544.

122. Horwitz, Blanc, Dominici et al. Clarification of the nomenclature for MSC: The International Society for Cellular Therapy position statement. // Cytotherapy. 2005. -Vol. 7.-P. 393-395.

123. Hu Y., Liao L., Wang Q. et al. Isolation and identification of mesenchymal stem cells from human fetal pancreas. // The Journal of Laboratory and Clinical Medicine. 2003. - Vol. 141. - №5. - P. 342 - 349.

124. Hu C.J., Wang L.Y., Chodosh L.A. et al. Differential roles of hypoxia-inducible factor la (HIF-la) and HIF-2a in hypoxic gene regulation. // Molecular and Cellular Biology. 2003. - Vol. 23. - №24. - P. 9361 - 9374.

125. Hu C.J., Iyer S., Sataur A. et al. Differential regulation of the transcriptional activities of hypoxia-inducible factor 1 alpha (HIF-1 alpha) and HIF-2alpha in stem cells. // Molecular and Cell Biology. 2006. - Vol. 26. - №9. - P. 3514 - 3526.

126. Hung S.C., Chen N.J., Hsieh S.L. et al. Isolation and characterization of size-sieved stem cells from human bone marrow. // Stem Cells. 2002 - Vol. 20. - P. 249 -258.

127. D'Ippolito G., Diabira S., Howard G.A. et al. Low oxygen tension inhibits osteogenic differentiation and enhances sternness of human MIAMI cells. // Bone. -2006.-39.-P. 513 -522.

128. Ishikawa Y., Ito T. Kinetics of hemopoietic stem cells in a hypoxic culture. // European Journal of Haematology. 1988 - Vol. 40. - P. 126 - 129.

129. Isoyama K., Yamada K., Hirota Y. et al. Study of the collection and separation of umbilical cord blood for use in hematopoietic progenitor cell transplantation. // International Journal of Hematology. 1996. - Vol. 63. - №2. - P. 95 - 102.

130. Ivanovic Z., Belloc F., Faucher J.L. et al. Hypoxia maintains and interleukin-3 reduces the pre-colony-forming cell potential of dividing CD34(+) murine bone marrow cells. // Experimental Hematology. 2002. - 30. - P. 67 - 73.

131. Janderova L., McNeil M., Murrell A.N. et al. Human mesenchymal stem cells as an in vitro model for human adipogenesis. // Obesity Research. 2003. — №1 - P. 65 -73.

132. Jiang B.H., Rue E., Wang G.L. et al. Dimerization, DNA binding, and transactivation properties of hypoxia-inducible factor 1. // The Journal of Biological Chemistry. 1996. - 30. - P. 17771 - 17778.

133. Jiang Y., Jahagirdar B.N., Reinhardt R.L. et al. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow. // Nature. 2002. - Vol. 4. - P. 41 - 49.

134. Johnstone В., Hering T.M., Caplan A.I., et al. In vitro chondrogenesis of bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells. // Experimental Cell Research. 1998. -Vol. 238. - №1. - P. 265 - 272.

135. Kadereit S., Deeds L.S., Haynesworth S.E. et al. Expansion of LTC-ICs and maintenance of p21 and BCL-2 expression in cord blood CD34(+)/CD38(-) early progenitors cultured over human MSCs as a feeder layer. // Stem Cells. 2002 - Vol. 20.-P. 573-582.

136. Kadiyala S., Young R.G., Thiede M.A. et al. Culture expanded canine mesenchymal stem cells possess osteochondrogenic potential in vivo and in vitro. // Cell Transplantation. 1997. - Vol. 6. - №2. - P. 125 - 134.

137. Kadowaki A., Tsukazaki Т., Hirata K. et al. Isolation and characterization of a mesenchymal cell line that differentiates into osteoblasts in response to BMP-2 from calvariae of GFP transgenic mice. // Bone. 2004. Vol. 34. - №6. - P. 993 - 1003.

138. Kaelin W.G. How oxygen makes its presence felt. // Genes & development. -2002.-16.-P. 1441 -1445.

139. Kanai M., Hirayama F., Yamaguchi M. et al. Stromal cell-dependent ex vivo expansion of human cord blood and augmentation of transplantable stem cell activity. // Bone Marrow Transplantation. 2000. - Vol. 26. - №8. - P. 837 - 844.

140. Kernan N.A., Bartsch G., Ash R.C. et al. Analysis of 462 transplantations from unrelated donors facilitated by the national marrow donor program// The New England Journal of Medicine. 1993. - Vol.328. - P. 593 - 602.

141. Kishimoto Т., Akira S., Narazaki M. et al. Interleukin-6 .family of cytokines and gpl30. // Blood. 1995. - 86. - P. 1243 - 1254.

142. Klees R.F., Salasznyk R.M., Kingsley K. et al. Laminin-5 induces osteogenic gene expression in human mesenchymal stem cells through an ERK-dependent pathway. // Molecular Biology of the Cell. 2005. - Vol. 16. - №2. - P. 881 - 890.

143. Kogler G., Sensken S., Airey J.A. et al. A new human somatic stem cell from placental cord blood with intrinsic pluripotent differentiation potential. // The Journal of Experimental Medicine. 2004. - Vol. 200. - P. 123 - 135.

144. Kolf C.M, Cho E., Tuan R.S. Mesenchymal stromal cells. Biology of adult mesenchymal stem cells: regulation of niche, self-renewal and differentiation. // Arthritis Research and Therapy. 2007. - Vol. 9. - №204. - P. 1 - 10.

145. Koller M.R., BenderJ.G., Papoutsakis E.T. et al. Effects of synergistic cytokine combinations, low oxygen, and irradiated stroma on the expansion of human cord blood progenitors. // Blood. 1992. - 15. - 403 - 411.

146. Koller M., Emerson S.G., Palsson B.O. Large-scale expansion of human stem and progenitor cells from bone marrow mononuclear cells in continuous perfusion cultures. // Blood. 1993. - Vol. 82. - №2. - P. 378 - 384.

147. Krangel M.S. Secretion of HLA-A and -B antigens via an alternative RNA splicing pathway. // The Journal of Experimental Medicine. 1986. - Vol. 163. - P. 1173- 1190.

148. Kraus D., Fackler M., Civin C. et al. CD 34: structure, biology and clinical utility // Blood. 1996. - Vol. 87. - P. 1 - 15.

149. Krystal G., Lanm V., Dragowska W. et al. Transforming growth factor beta 1 is an inducer of erythroid differentiation. // Journal of Experimental Medicine. 1994. -Vol. 180.-P. 851 -860.

150. Kusadasi N., Koevoet J.L., van Soest P.L. et al. Stromal support augments extended long-term ex vivo expansion of hemopoietic progenitor cells. // Leukemia. -2001.- 15.-P. 1347- 1358.

151. Kuznetsov S.A., Mankani M.H., Gronthos S. et al. Circulating skeletal stem cells.//Journal Cell Biology.-2001.-Vol. 153.-№5.-P. 1133- 1140.

152. La Ferla К., Reimann С., Jelkmann W. et al. Inhibition of erythropoietin gene expression signaling involves the transcription factors GATA-2 and NF-kappaB. // FASEB Journal. 2002. - 16. - P. 1811 - 1813.

153. Larrick J.W. Native interleukin 1 inhibitors. // Immunology Today. 1989 -Vol. 10.-№2.-P. 61-6.

154. Lee M., Bikram M., Oh S. et al. Spl-dependent regulation of the RTP801 promoter and its application to hypoxia-inducible VEGF plasmid for ischemic disease. // Pharmaceutical Research. 2004. - 21. - P. 736 - 741.

155. Lee H.S., Huang G.T., Chiang H., et al. Multipotential mesenchymal stem cells from femoral bone marrow near the site of osteonecrosis. // Stem Cells. 2003. - Vol. 21.-P. 190-199.

156. Lee O.K., Kuo Т.К., Chen W.M. et al. Isolation of multipotent mesenchymal stem cells from umbilical cord blood. // Blood. 2004. - Vol. 103 - №5. - P. 1669 -1675.

157. Lennon D.P., Edmison J.M., Caplan A.I. Cultivation of rat marrow-derived mesenchymal stem cells in reduced oxygen tension: effects on in vitro and in vivo osteochondrogenesis. // Journal of Cellular Physiology. 2001. - Vol. 187. - №3. - P. 345-355.

158. Leon E.R., Iwasaki K., Komaki M. et al. Osteogenic effect of interleukin-11 and synergism with ascorbic acid in human periodontal ligament cells. // Journal of Periodontal Research. 2007. - 42. - P. 527 - 35.

159. Lin J.R., Guo K.Y., Li J.Q., Yan D.A. In vitro culture of human bone marrow mesenchymal stem cell clones and induced differentiation into neuron-like cells. // Di Yi Jun Yi Da Xue Xue Bao. 2003. - Vol. 23. - №3. - P. 251 - 253, 264.

160. Lodolce J.P., Burkett P.R., Koka R.M. et al. Regulation of lymphoid homeostasis by interleukin-15. // Cytokyne Growth Factor Rev. 2002. - 13. - P. 429 -439.

161. Lopez-Lazaro M. HIF-1: hypoxia-inducible factor or dysoxia-inducible factor? // FASEB Journal. 2006. - 20. - P. 828 - 832.

162. Maeda S., Nobukuni Т., Shimo-Onoda K. et al. Sortilin is upregulated during osteoblastic differentiation of mesenchymal stem cells and promotes extracellular matrix mineralization. // Journal of Cellular Physiology. 2002. - Vol. 193. - P. 73 - 79.

163. Majumdar M.K., Thiede M.A., Mosca J.D.et al. Phenotypic and functional comparison of cultures of marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) and stromal cells. // Journal of Cellular Physiology. 1998. - Vol. 176. -№1. - P. 57 - 66.

164. Majumdar M.K., Keane-Moore M., Buyander D. et al. Characterization and functionality of cell surface molecules on human mesenchymal stem cells. // Journal of Biomedical Science. 2003. - Vol. 10 - №2. - P. 228 - 241.

165. Martin D.R., Cox N.R., Hathcock T.L., Niemeyer G.P., Baker H.J. Isolation and characterization of multipotential mesenchymal stem cells from feline bone marrow. // Experimental Hematology. 2002. - Vol. 30. - P. 879 - 886.

166. Martin-Rendon E., Hale S.J., Ryan D. et al. Transcriptional profiling of human cord blood CD133+ and cultured bone marrow mesenchymal stem cells in response to hypoxia. // Stem Cells. 2007. - Vol. 25. - P. 1003 - 1012.

167. Mayani H. Composition and function of hemopoietic microenvironment in human myeloid leukemia. // Leukemia. 1996. - Vol. 10. - №6. - P. 1041 - 1047.

168. McNiece I., Harrington J., Turney J. et al. Ex vivo expansion of cord blood mononuclear cells on mesenchymal stem cells. // Cytotherapy. 2004. - Vol. 6. - P. 311 -317.

169. Metcalf D. The granulocyte-macrophage colony stimulating factors. // Cell. -1985.-43.-P. 5-6.

170. Miki N., Ikuta M., Matsui T. Hypoxia-induced activation of the retinoic acid receptor-related orphan receptor a4 gene by an interaction between hypoxia-inducible factor-1 and Spl. // The Journal of Biological Chemistry. 2004. - 279. - P. 15025 -15031.

171. Millhorn D.E., Raymond R., Conforti L. et al. Regulation of gene expression for tyrosine hydroxylase in oxygen sensitive cells by hypoxia. // Kidney International. -1997.-51.-P. 527-535.

172. Minet E., Michel G., Mottet D. et al. c-JUN gene induction and AP-1 activity is regulated by a JNK-dependent pathway in hypoxic HepG2 cells. // Experimental Cell Research.-2001.-265.-P. 114-124.

173. Minguell J.J., Conget P., Erices A. Biology and clinical utilization of mesenchymal progenitor cells. // Brazilian Journal of Medical and Biological Research. -2000.-Vol. 33.-P. 881 -887.

174. Minguell J.J., Eriees A., Conget P. Mesenchymal Stem Cells. // Experimental Biology and Medicine. 2001. - Vol. 226. - №6. - P. 507 - 520.

175. Montgomery R.K., Shivdasani R.A. Promininl (CD133) as an intestinal stem cell marker: promise and nuance. // Gastroenterology. 2009. - Vol. 136. - P. 2051 -2054.

176. Moore M.A.S., Williams N., Metcalf D. In vitro colony formation by normal and leukemic human hemopoietic cells: Interaction between colony-forming and colony-stimulating cells. // Journal of the National Cancer Inst. 50. - P. 59 — 61.

177. Moore K.A., Lemischka I.R. Stem Cells and Their Niches. // Science. 2006. -P. 1880- 1885.

178. Mostafa S.S., Miller W.M., Papoutsakis E.T. Oxygen tension influences the differentiation, maturation and apoptosis of human megakaryocytes. // British Journal of Haematology. 2000. - Vol. 111. - P. 879 - 889.

179. Muguruma Y., Yahata Т., Miyatake H. et al. Reconstitution of the functional human hematopoietic microenvironment derived from human mesenchymal stem cells in the murine bone marrow compartment. // Blood. 2006. - Vol. 107. - P. 1878 -1887.

180. Muraglia A., Cancedda R., Quarto R. Clonal mesenchymal progenitors from human bone marrow differentiate in vitro according to a hierarchical model. // Journal of Cell Science. 2000. - Vol. 113. - Pt. 7. - P. 1161 - 1166.

181. Naldini A., Carraro F., Silvestri S., et al. Hypoxia affects cytokine production and proliferation responses by human peripheral mononuclear cells. // Journal of Cellular Physiology. 1997. - Vol. 173. - P. 335 - 342.

182. Nathan S., Das De S., Thambyah A. et al. Cell-based therapy in the repair of osteochondral defects: a novel use for adipose tissue. // Tissue Engineering. 2003. -Vol. 9.-№4.-P. 733-744.

183. Naveiras О., Nardi V., Wenzel P.L. et al. Bone-marrow adipocytes as negative regulators of the haematopoietic microenvironment. // Nature. — 2009. — 460. — P. 259 — 63.

184. Noll Т., Jelinek N., Schmid S. et al. Cultivation of hematopoietic stem and progenitor cells: biochemical engineering aspects. // Advances in Biochemical Engineering. 2002. - Vol. 74. - P. 111 - 128.

185. Noth U., Osyczka A.M., Tuli R. et al. Multilineage mesenchymal differentiation potential of human trabecular bone-derived cells. // Journal of Orthopaedic Research. 2002. - Vol. 20. - №5. - P. 1060 - 1069.

186. Novak A., Hsu S.C., Leung-Hagesteijn C. et al. Cell adhesion and the integrin-linked kinase regulate the LEF-1 and beta-catenin signaling pathways. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 1998. - Vol. 95. - P.4374 - 4379.

187. Owen M.E., Cave J., Joyner C.J. Clonal analysis in vitro of osteogenic differentiation of marrow CFU-F. // Journal of Cell Science. 1987. - Vol. 87. - Pt. 5. -P. 731 -738.

188. Owen M. Marrow stromal stem cells. // Journal of Cell Science. 1988. - Supl. 10.-P. 63-76.

189. Pandit J., Bohm A., Jancarik J. et al. Three-dimensional structure of dimeric human recombinant macrophage colony-stimulating factor. // Science. 1992. - 258. -P. 1358- 1362.

190. Palsson B.O., Paek S-H., Schwartz R.M. et al. Expansion of human bone marrow progenitor cells in a high cell density continuous perfusion system. // Bio/Technology. 1993. - Vol. 11. - P. 368 - 372.

191. Parcells B.M. Ikeda A.K., Simms-Waldrip T. et al. FMS-Like tyrosine kinase 3 in normal hematopoiesis and acute myeloid leukemia. // Stem Cells. 2006. - Vol. 24. -5.-P. 1174-1184.

192. Paul S.R., Bennett F., Calvetti J.A. et al. Molecular cloning of a cDNA encoding interleukin 11, a stromal cell-derived lymphopoietic and hematopoietic cytokine. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA.- 1990. -87.-P. 7512-7516.

193. Pettengell R., Luft Т., Henschler R. et al. Direct comparison by limiting dilution analysis of long-term culture initiating cells in human bone marrow, umbilical cord blood, and blood stem cells.// Blood. - 1994. - Vol. 84. - P. 3652 - 3659.

194. Piacibello W., Sanavio F., Garetto L. et al. Extensive amplification and self-renewal of human primitive hematopoietic stem cells from cord blood.// Blood. 1997. -Vol. 89. - №8. - P.2644 - 2653.

195. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C. et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. // Science. 1999. - Vol. 284. - P. 143 - 147.

196. Pittenger M.F., Martin B.J. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics. // Circulation Research. 2004. - Vol. 95. - P. 9 - 20.

197. Poliard A., Nifuji A., Lamblin D. et al. Controlled conversion of an immortalized mesodermal progenitor cell towards osteogenic, chondrogenic, or adipogenic pathways. // The Journal of Cell Biology. 1995. - Vol. 130. - №6. - P. 1461 - 1472.

198. Ponta H., Sherman L., Herrlich P.A. CD44: from adhesion moleculaes to signaling regulators. // Nature reviews. Molecular cell biology. 2003. - 4. - P. 33 - 45.

199. Preston D.J., Alison M.R., Forbes S.J. et al. The new stem cell biology: something for everyone. // Molecular Pathology. 2003. Vol. 56. - P. 86 - 96.

200. Prockop DJ. Marrow stromal cells as stem cells for nonhematopoietic tissues. // Science. 1997. - Vol. 276. - P. 71 - 74.

201. Prockop D.J., Sekiya I., Colter D.C. Isolation and characterization of rapidly self-renewing stem cells from cultures of human marrow stromal cells. // Cytotherapy. — 2001.-Vol.3.-P. 393-396.

202. Prockop D.J. Further proof of the plasticity of adult stem cells and their role in tissue repair. // The Journal of Cell Biology. 2003. - Vol.160. - №6. P. 807 - 809.

203. Prockop D.J., Gregory C.A., Spees L. One strategy for cell and gene therapy: harnessing the power of adult stem cells to repair tissues. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA.-2003.-Vol. 100.-P. 11917-11923.

204. Provot S., Zinyk D., Gunes Y. et al. HIF-la regulates differentiation of limb bud mesenchyme and joint development. // Journal of Cell Biology. 2007. - 177. - P. 451 -464.

205. Pugh C.W., Ratcliffe P.J. Regulation of angiogenesis by hypoxia: role of the HIF system. // Nature Medicine. 2003. - Vol. 9. - №6. - P. 677 - 684.

206. Raff M. Adult stem cell plasticity: fact or artifact? // Annual Review of Cell and Developmental Biology. 2003. - Vol. 19. - P. 1 - 22.

207. Ren H., Cao Y., Zhao Q. et al. Proliferation and differentiation of bone marrow stromal cells under hypoxic conditions. // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2006. - 347. - P. 12 - 21.

208. Reyes M., Verfaillie C.M. Characterization of multipotent adult progenitor cells, a subpopulation of mesenchymal stem cells. // Annals of the New York Academy of Sciences. 2001. - Vol. 938. - P. 231 - 235.

209. Rhodes N.P., Srivastava J.K. Smith R.F. et al. Heterogeneity in proliferative potential of ovine mesenchymal stem cell colonies. // Journal of Materials Science. Materials in Medicine. 2004. - Vol. 15. -№4. - P. 397 - 402.

210. Rich I.N., Kubanek B. The effect of reduced oxygen tension on colony formation of erythropoietic cells in vitro. // British Journal of Haematology 1982. -52.-P. 579-588.

211. Rochefort G.Y., Delorme В., Lopez A.et al. Multipotential mesenchymal stem cells are mobilized into peripheral blood by hypoxia. // Stem Cells. 2006. - 24. - P. 2202-2208.

212. Rodesch F., Simon P., Donner C. et al. Oxygen measurements in endometrial and trophoblastic tissues during early pregnancy. // Obstetrics and Gynecology. — 1992. -2.-P. 283-285.

213. Romanov Y.A., Svintsitskaya V.A., Smirnov V.N. Searching for alternative sources of postnatal human mesenchymal stem cells: candidate MSC-like cells from umbilical cord. // Stem Cells. 2003. - Vol. 21. - P. 105 - 110.

214. Roufosse C. A., Direkze N. C., Otto W. R. et al. Circulating mesenchymal stem cells. // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2004. - Vol. 36. - P. 585 - 597.

215. Rothlein R., Dustin M.L., Marlin S.D., Springer T.A. A human intercellular adhesion molecule (ICAM-1) distinct from LFA-1. // Journal of Immunology. 1986. -Vol. 137.-P. 1270- 1274.

216. Rubinstein P., Taylor P.E., Searadavou A. et al. Unrelated placental blood for bone marrow reconstitution: Organization of the placental blood program.// Blood Cells. 1994. - Vol.20. - №2. - P. 587 - 600.

217. Salasznyk R.M., Williams W.A., Boskey A. et al. Adhesion to vitronectin and collagen I promotes osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. // Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2004. - №1. - P: 24 - 34.

218. Salim A., Nacamuli R.P., Morgan E.F. et al. Transient changes in oxygen tension inhibit osteogenic differentiation and Runx2 expression in osteoblasts. // The Journal of Biological Chemistry. 2004. - 279. - P. 40007 - 40016.

219. Salnikow K., Kluz Т., Costa M. et al. The regulation of hypoxic genes by calcium involves c-Jun/AP-1, which cooperates with hypoxia-inducible factor-1 in response to hypoxia. // Molecular and Cellular Biology. 2002. - 22. - P. 1734 - 1741.

220. Sanchez-Ramos J., Song S., Cardozo-Pelaez F. et al. Adult bone marrow stromal cells differentiate into neural cells in vitro. // Experimental Neurology. — 2000. -Vol. 164. №2. P. 247 - 256.

221. Sandstrom C.E., Bender J.G., Papoutsakis E.T. et al. Effects of CD34+ cell selection and perfusion on ex vivo expansion of peripheral blood mononuclear cells. // Blood. 1995. - Vol. 86. - №3. - P. 958 - 970.

222. Sardonini C.A, Wu Y.J. Expansion and differentiation of human hematopoietic cells from staticcultures through small-scale bioreactors. // Biotechnology Progress. -1993.-Vol. 9.-P. 131-137.

223. Sato Y., Araki H., Kato J. et al. Human mesenchymal stem cells xenografted directly to rat liver are differentiated into human hepatocytes without fusion. // Blood. -2005.-Vol. 106.-№2.-P. 756-763.

224. Schecrcoun N., Delloe C. Bone like nodules formed by human bone marrow stromal cells: comparative study and characterization. // Bone. 2003. - Vol. 32. - №3. -P. 252-260.

225. Scherer K., Schunke M., Sellckau R. et al. The influence of oxygen and hydrostatic pressure on articular chondrocytes and adherent bone marrow cells in vitro. // Biorheology. 2004. - 41. - P. 323 - 333.

226. Schmedtje J.F. Jr., Ji Y.S., Liu W.L. et al. Hypoxia induces cyclooxygenase-2 via the NF-кВ p65 transcription factor in human vascular endothelial cells. // Journal of Biological Chemistry. 1997. - 272. - P. 601 - 608.

227. Shmelkov S.V., St. Clair R., Lyden D. et al. AC133/CD133/Prominin-l. // The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 2005. - Vol. 37. - P. 15 - 19.

228. Schumacker P.T. Hypoxia, anoxia, and O2 sensing: the search continues. // American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 2002. -Vol. 283. - P. L 918 — L921.

229. Semenza G.L. HIF-1 and human disease: one highly involved factor. // Genes and Development.-2000.-Vol. 14.-P. 1983- 1991.

230. Semenza G.L. HIF-1, O2 and 3 PHDs. How animal cells signal hypoxia to the nucleus.//Cell.-2001.-Vol. 107.-№1.-P. 1 -3.

231. Semenza G.L. Involvement of hypoxia-inducible factor 1 in pulmonary pathophysiology. // Chest. 2005. - 6 - P. 592S - 594S.

232. Sekiya I., Larson B.L., Smith J.R., et al. Expansion of human adult stem cells from bone marrow stroma: conditions that maximize the yields of early progenitors and evaluate their quality. // Stem Cells. 2002. - Vol. 20. - №6. - P. 530 - 541.

233. Seko Y., Tobe K., Ueki К et al. Hypoxia and hypoxia/reoxygenation activate Raf-1, mitogen-activated protein kinase, mitogen-activated proteinkinase and S6 kinase in cultured rat cardiac myocytes. // Circulation Research. 1996. - Vol. 78. - P. 82 — 90.

234. Siczkowski M., Andrew Т., Amos S. et al. Hialuronic acid regulates the function and distribution of sulfated glycosaminoglycans in bone marrow stromal cultures. //Experimental Hematology. 1993. - Vol. 21. -№1. - P. 126 - 130.

235. Silver I., Ericinska M. Oxygen and ion concentrations in normoxic and hypoxic brain cells. // Advances in Experimental Medicine and Biology. 1998. - 454. - P. 7 -16.

236. Spradling A., Drummond-Barbosa D., Kai T. Stem Cells find their niche. // Nature. 2001. - Vol. 414. - P. 98 - 104.

237. Srinivas V., Leshchinsky I., Sang N. et al. Oxygen sensing and HIF-1 activation does not require an active mitochondrial respiratory chain electron-transfer pathway. // Journal of Biological Chemistry. 2001. - Vol. 276. - №25. - P. 21995 -21998.

238. Stanley E.R., Berg K.L., Einstein D.B. et al.The biology and action of colony stimulating factor-1. // Stem Cells. 1994. - 12. - Suppl. 1. - P. 15 - 24.

239. Stamm C., Westphal В., Kleine H-D. et al. Autologous bone-marrow stem-cell transplantation for myocardial regeneration. // The Lancet. — 2003. Vol. 361. - P. 45 -46.

240. Strauer B.E., Brehm M., Zeus T. et al. Repair of infarcted myocardium by autologous intracoronary mononuclear bone marrow cell transplantation in humans. // Circulation. -2002. Vol. 106. - P. 1913 - 1918.

241. Stroka D.M., Burkhardt Т., Desbaillets I. HIF-1 is expressed in normoxic tissue and displays an organ-specific regulation under systemic hypoxia. // The FASEB Journal. 2001. - 15. - P. 2445 - 2453.

242. Taipale J., Keski-Oja J. Growth factors in the extracellular matrix. // The FASEB Journal. 1997. - 11. - 1. - P. 51 - 59.

243. Takahashi K., Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. // Cell. 2006. - Vol. 126. -P. 663 - 676.

244. Takahashi K., Tanabe K., Ohnuki M. et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors. // Cell. 2007. - Vol. 131. - P. 861 -872.

245. Taylor C.T. Mitochondria and cellular oxygen sensing in the HIF pathway. // The Biochemical Journal. 2008. - 409. - P. 19 - 26.

246. Traineau R., Dal Cortivo L. Cord blood banks- unrelated transplants. // Transfus. Clin. Biol. 1998. - Vol. 5. -№.1. - P. 56-63.

247. Traynor A., Burt R.K. Haemotopoietie stem cells transplantation for active systemic lupus erythematosus. // Rheumatology (Oxford). 1999. - Vol. 38. - №8. - P. 767 - 772.

248. Trentin J.J. Determination of bone marrow stem cell differentiation by stromal hemopoietic inductive microenvironments (HIM). // American Journal of Pathology. -1971. Vol. 65. - №3. - P. 621 -. 628.

249. Tropel P., Noel D., Platet N. et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem cells from adult mouse bone marrow. // Experimental Cell Research. 2004. Vol. 295. - №2. - P. 395 - 406.

250. Tuan R.S., Boland G., Tuli R. Adult mesenchymal stem cells and cell-based tissue engineering. // Arthritis Research and Therapy. 2003. Vol. 5. - №1. - P. 32 -45.

251. De Ugarte D.A., Alfonso Z., Zuk P. A. et al. Differential expression of stem cell mobilization-associated molecules on multi-lineage cells from adipose tissue and bone marrow. // Immunology letters. 2003. - Vol. 89. - №2-3. - P. 267 - 270.

252. Valenick L.V., Hsia H.C., Schwarzbauer J.E. Fibronectin fragmentation promotes alpha4betal integrin-mediated contraction of a fibrin-fibronectin provisional matrix. // Experimental cell research. 2005. - Vol. 309. - P. 48 - 55.

253. Vaux E.C., Metzen E., Yeates K.M. et al. Regulation of hypoxia-inducible factor is preserved in the absence of a functioning mitochondrial respiratory chain. // Blood. 2001. - Vol. 98. - №2. - P. 296 - 302.

254. Verfaillie C.M. Direct contact between human primitive hematopoietic progenitors and bone marrow stroma is not required for long-term in vitro hematopoiesis. // Blood. 1992. - 79. - P. 2821 - 2826.

255. Verfaillie C.M. Soluble factor(s) produced by human bone marrow stroma increase cytokine-induced proliferation and maturation of primitive hematopoietic progenitors while preventing their terminal differentiation. // Blood. 1993. - 82. -2045-2053.

256. Villarruel S.M., Boehm C.A., Pennington M. et al. The effect of oxygen tension on the in vitro assay of human osteoblastic connective tissue progenitor cells. // Journal of Orthopaedic Research. 2008. - Vol. 26. - P. 1390 - 1397.

257. Vogel W., Griinebach F., Messam C.A., et al. Heterogeneity among human bone marrow-derived mesenchymal stem cells and neural progenitor cells. // Haematologica. 2003. - Vol. 88. - №2. - P. 126 - 133.

258. Wagner J.E. Umbilical cord transplantation.// Lukemia. 1998. - Vol. 12. -Suppl. l.-P. S30-S32.

259. Wagner W., Saffrich R., Wirkner U. et al. Hematopoietic progenitor cells and cellular microenvironment: behavioral and molecular changes upon interaction. // Stem Cells.-2005.-Vol. 23.-8.-P. 1180-1191.

260. Wagner W., Wein F., Seckinger A. et al. Comparative characteristics of mesenchymal stem cells from human bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord blood. // Experimental Hematology. 2005. - Vol. 33. - P. 1402 - 1416.

261. Wagner W., Roderburg C., Wein F., et al. Molecular and secretory profiles of human mesenchymal stromal cells and their abilities to maintain primitive hematopoietic progenitors. // Stem Cells. 2007. - Vol. 25. - P. 2638 - 2647.

262. Wagner W., Wein F., Roderburg C. et al. Adhesion of human hematopoietic progenitor cells to mesenchymal stromal cells involves CD44. // Cells Tissues Organs. -2008.-Vol. 188.-P. 160-169.

263. Wang G.L., Semenza G.L. General involvement of hypoxia-inducible factor 1 in transcriptional response to hypoxia. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1993. - 9. - P. 4304 - 4308.

264. Wang P.P., Wang J.H., Yan Z.P. et al. Expression of hepatocyte-like phenotypes in bone marrow stromal cells after HGF induction. // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2004. - Vol. 320. - P. 712 - 716.

265. Walenda Т., Bork S., Horn P. et al. Co-culture with mesenchymal stromal cells increases proliferation and maintenance of hematopoietic progenitor cells. // Journal of Cellular and Molecular Medicine. 2009. Published Online: 11 may 2009.

266. Wallace S.R., Oken M.M., Lunetta K.L. et al. Abnormalities of bone marrow mesenchymal cells in multiple myeloma patients. // Cancer. 2001. - Vol. 91. - P. 1219 - 1230.

267. Warejcka D.J., Harvey R., Taylor B.J. et al. A population of cells isolated from rat heart capable of differentiating into several mesodermal phenotypes. // The Journal of Surgical Research. 1996. - Vol. 62. - №2. - P. 233 - 242.

268. Watt S., Contreras M. Stem cell medicine: Umbilical cord blood and its stem cell potential. // Seminars in Fetal and Neonatal medicine. 2005. - Vol. 10. - P. 209 -220.

269. Wedekind C., Seebeck Т., Bettens F. et al. МНС-dependent mate preferences in humans. // Proceedings Biological Sciences. 1995. - Vol. 260. - P. 245 - 249.

270. Welte K., Gabrilove J., Bronchud M.H. et al. Filgrastim (r-metHuG-CSF): the first 10 years.//Blood. 1996.-Vol. 88.-P. 1907- 1929.

271. Wenger R.H., Gassmann M. Oxygen(es) and the hypoxia-inducible factor-1. // Biological Chemistry. 1997. - 7. - P. 609 - 616.

272. Wenger R.H. Cellular adaptation to hypoxia: Ог-sensing protein hydroxylases, hypoxia-inducible transcription factors, and Ог-regulated gene expression. // The FASEB Journal.-2002.-Vol. 16.-№10.-P. 1151-1162.

273. Wexler S.A., Donaldson C., Denning-Kendall P. et al. Adult bone marrow is a rich source of human mesenchymal 'stem' cells but umbilical cord and mobilized adult blood are not. // British Journal of Haematology. 2003. - Vol. 121. - P. 368 - 374.

274. Whetton A.D., Graham G.J. Homing and mobilization in the stem cell niche. // Trends Cell Biology. 1999 - Vol. 9. - P. 233 - 238.

275. Willam C., Schindler R., Frei U., Eckardt K.U. Increases in oxygen tension stimulate expression of ICAM-1 and VCAM-1 on human endothelial cells. // The American journal of physiology. 1999. - 276. - P. H2044 - 2052.

276. Wislet-Gendebien S., Hans G., Leprince P. et al. Plasticity of cultured mesenchymal stem cells: switch from nestin-positive to excitable neuron-like phenotype. // Stem cells. 2005. - Vol. 23. - P. 392 - 402.

277. Woodbury D., Schwarz E.J., Prockop D.J. et al. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. // Journal of Neuroscience Research. -2000. Vol. 61. - №4. - P. 364 - 370.

278. Woodbury D., Reynolds K., Black I.B. Adult bone marrow stromal stem cells express germline, ectodermal, endodermal, and mesodermal genes prior to neurogenesis. // Journal of Neuroscience Research. 2002. - Vol. 69. - P. 908 - 917.

279. Wu T.C. The role of vascular cell adhesion molecule-1 in tumor immune evasion. // Cancer Research. 2007. - Vol. 67. - P. 6003 - 6006.

280. De Wynter E.A., Buck D., Hart C. et al. CD34+AC133+ cells isolated from cord blood are highly enriched in long-term culture-initiating cells, NOD/SCID-repopulating cells and dendritic cell progenitors. // Stem Cells. 1998. - Vol. 16. - P. 387-396.

281. Xu W., Zhang X., Qian H. et al. Mesenchymal stem cells from adult human bone marrow differentiate into a cardiomyocyte phenotype in vitro. // Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.) 2004. - Vol. 229. - №7. - P. 623 - 631.

282. Yamada M., Suzu S., Tanaka-Douzono M. et al. Effect of cytokines on the proliferation/differentiation of stroma-initiating cells. // Journal of Cellular Physiology. -2000.-Vol. 184.-№3.-P. 351 -355.

283. Yang L., Froio R.M., Sciuto Т.Е. et al. ICAM-1 regulates neutrophil adhesion and transcellular migration of TNF-alpha-activated vascular endothelium under flow. // Blood. 2005. - Vol. 106. - P. 584 - 592.

284. Yasuda M., Nakano K., Yasumoto K. et al. CD44: functional relevance to inflammation and malignancy. // Histology and Histopathology. 2002. - 17. - P. 945 -950.

285. Yu J., Vodyanik M.A., Smuga-Otto K. et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells. // Science. 2007. - Vol. 318. - P. 1917 - 1920.

286. Zandstra P.W., Eaves C.J., Piret J.M. Expansion of hematopoietic progenitor cell populations in stirred suspension bioreactors of normal human bone marrow cells. // Bio/Technology. 1994. - Vol. 12.-909-914.

287. Zola H., Swart В., Banham A. et al. CD molecules 2006-human cell differentiation molecules. // Journal of Immunological Method. — 2007. Vol. 319. - P. 1-5.

288. Zscharnack M., Poesel C., Galle J. et al. Low oxygen expansion improves subsequent chondrogenesis of ovine bone-marrow-derived mesenchymal stem cells in collagen type I hydrogel. // Cells Tissues Organs. 2009. - 2. - P. 81 - 93.

289. Zvaifler N.J., Marinova-Mutafchieva L., Adams G., Edwards C.J., Moss J., Burger J.A., Maini R.N. Mesenchymal precursor cells in the blood of normal individuals. // Arthritis Research. 2000. - 6. - P. 477 - 488.