Морфофункциональная характеристика мезенхимальных стромальных клеток из жировой ткани человека, культивируемых при пониженном содержании кислорода тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат биологических наук Рылова, Юлия Владимировна

• Рылова, Юлия Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Рылова, Юлия Владимировна

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

Цели и задачи исследования

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Характеристика мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток

1.1.1 Локализация ММСК

1.1.2 Иммунофенотип культивируемых ММСК

1.1.3 Морфология культивируемых ММСК

1.1.4 Колониеобразование и пролиферативная активность ММСК

1.1.5 Дифференцировочный потенциал ММСК

1.1.6 Механизмы, регулирующие пролиферацию и диффернцировку ММСК

1.2 Влияние пониженного содержания кислорода на свойства ММСК

1.2.1 Иммунофенотип и морфология ММСК

в условиях пониженного содержания кислорода

1.2.2 Влияние пониженного содержания кислорода

на колониеобразование и пролиферативный потенциал ММСК

1.2.3 Дифференцировочный потенциал ММСК

в условиях пониженного содержания кислорода

1.2.4 Механизмы поддержания жизнеспособности ММСК

в условиях пониженного содержания кислорода

1.3 Метаболизм глюкозы и биоэнергетическая функция

митохондрий ММСК в условиях пониженного содержания кислорода

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Используемое оборудование, материалы и реактивы

2.1.1 Оборудование

2.1.2 Химические реагенты

2.1.3 Антитела

2.2 Приготовление сред для культивирования ММСК

2.2.1 Приготовление ростовой среды

2.2.2 Приготовление остеогенной среды

2.2.3 Приготовление адипогенной среды

2.2.4 Приготовление среды для криоконсервации клеток

2.3 Получение и культивирование ММСК жировой ткани человека

2.3.1 Получение первичных культур ММСК

2.3.2 Культивирование ММСК

2.3.3 Экспансия ММСК в условиях пониженного содержания кислорода

2.3.4 Криоконсервация культивируемых ММСК

2.4 Индукция дифференцировки ММСК жировой ткани in vitro

2.4.1 Индукция остеогенной дифференцировки

2.4.2 Индукция адипогенной дифференцировки

2.5 Оценка характеристик ММСК жировой ткани

2.5.1 Метод проточной цитофлуориметрии

2.5.2 Иммуноцитохимическое окрашивание для выявления

поверхностных маркеров

2.5.3 Исследование морфологии культивируемых ММСК

2.5.4 Оценка колониеобразующей способности

2.5.5 Анализ пролиферативной активности

2.5.6 Выявление [3-галактозидазы в культивируемых ММСК

2.5.7 Количественная оценка апоптотических и некротических клеток

2.5.8 Определение стадии клеточного цикла культивируемых ММСК

2.5.9 Оценка дифференцировочного потенциала ММСК

2.5.9.1 Оценка дифференцировки ММСК в остеогенном направлении

2.5.9.2 Оценка дифференцировки ММСК в адипогенном направлении

2.5.10 Определение количественного содержания глюкозы

и лактата в среде культивирования

2.5.11 Выявление митохондрий и характеристика

их трансмембранного потенциала

2.6 Определение уровня экспрессии генов

2.6.1 Определение уровня экспрессии гена теломеразы

2.6.2 Определение уровня дифференциальной экспрессии генов ММСК

2.7 Статистическая обработка результатов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Морфология ММСК жировой ткани

3.1.1 Морфологическая гетерогенность культуры ММСК

3.1.2 Влияние различного содержания кислорода на морфологию ММСК

3.1.3 Экспрессия генов ММСК, ассоциированных с морфологией

3.2 Пролиферативный потенциал ММСК жировой ткани

3.2.1 Характеристика пролиферативной активности культивируемых ММСК

3.2.2 Влияние пониженного содержания кислорода

на пролиферативную активность

3.2.3 Клоногенный потенциал ММСК

в условиях различного содержания кислорода

3.2.4 Экспрессия генов, ассоциированных с пролиферацией ММСК

3.2.4.1 Уровень экспрессии гена теломеразы

в условиях различного содержания кислорода

3.2.4.2 Уровень дифференциальной экспрессии генов ММСК,

опосредующих пролиферацию

3.3 Иммунофенотип ММСК жировой ткани

3.3.1 Характеристика иммунофенотипа культивируемых ММСК

3.3.2 Влияние пониженного содержания кислорода на иммунофенотип ММСК

3.4 Дифференцировочный потенциал ММСК жировой ткани

3.4.1 Остеогенный и адипогенный дифференцировочный потенциал

3.4.2 Остеогенный и адипогенный дифференцировочный потенциал

в условиях пониженного содержания кислорода

3.5 Метаболизм глюкозы ММСК при различном содержании кислорода

3.5.1 Потребление глюкозы и продукция лактата

при различном содержании кислорода

3.5.2 Влияние различного содержания кислорода на

функциональное состояние митохондрий ММСК

3.5.3 Экспрессия генов ММСК, ассоциированных с метаболизмом глюкозы

3.6 Жизнеспособность ММСК жировой ткани

3.6.1 Влияние различного содержания кислорода на жизнеспособность

3.6.2 Экспрессия генов ММСК, ассоциированных с жизнеспособностью

3.7 Обратимость эффектов пониженного содержания кислорода

на функциональные характеристики ММСК жировой ткани

3.7.1 Эффект воздействия пониженного содержания кислорода

на колониеобразование и его обратимость

3.7.2 Обратимость эффекта снижения содержания кислорода

в среде на пролиферативную активность клеток

3.7.3 Эффект воздействия пониженного содержания кислорода на остеогенный и адипогенный дифференцировочный

потенциал и его обратимость

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

АТФ - аденозинтрифосфат БМ - базальная мембрана ГТФаза - гуанозинтрифосфатаза ДТТ - дитиотреитол

КОЕ-ф - колониеобразующая единица фибробластов

ФСБ - фосфатно-солевой буфер

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

ЭК - эндотелиальные клетки

ЭТС - эмбриональная телячья сыворотка

а - SMA - а-актин гладких мышц (a-smooth muscle actin)

a-SMA-GFP - a-актин гладких мышц - зеленый флуоресцентный белок (Green fluorescent protein)

APRIL - лиганд, вызывающий пролиферацию клеток (A proliferation-inducing ligand) Akt или РКВ - протеинкиназа В (Protein kinase В)

BAFF - фактор семейства TNF, активирующий В-клетки (B-cell activating factor belonging to the TNF-family)

BMP - костный морфогенный белок (Bone morphogenic protein) CD - кластер дифференцировки (Cluster of differentiation)

Cbfal - Core-связывающий фактор, субъединица a 1 (Core-binding factor subunit alpha 1)

DMEM - Дальбекко-модифицированная среда Игла (Dulbecco's modified eagle medium)

Erk - киназа, регулируемая внеклеточными сигналами (Extracellular signal-regulated kinase)

eNOS - эндотелиальная NO-синтаза (Endothelial NO-synthase)

FITC - флуоресцеинизотиоцианат (Fluorescein isothiocyanate)

HIF 1 - фактор активируемый гипоксией 1 (Hypoxia-inducible factor 1)

HGF - фактор роста гепатоцитов (Hepatocyte growth factor)

HSP90 - белок теплового шока 90 (Heat shock protein 90)

Isl-1 - белок, усиливающий экспрессию гена инсулина - 1 (Insulin gene enhancer protein) Ipf-1 - транскрипционный фактор, активирующий экспрессию инсулина 1 (Insulin promoter factor 1)

IPAS - PAS-домен - ингибирующий белок (Inhibitory PAS domain protein) МАРК - митоген-активируемые протеинкиназы (Mitogen-activated protein kinases) MyoDl - белок миогенной дифференцировки 1 (Myogenic differentiation 1) mTOR - мишень рапамицинау млекопитающих (Mammalian target of rapamycin) Ngn-3 - нейрогенин-3 (Neurogenin 3)

PPARy - пероксисомальный рецептор активации пролиферации у (Peroxisome proliferators-

activated receptor у)

Pax-6 - Paired box protein

рЗОО/СВР - белок рЗОО, связывающий El A (El A binding protein рЗОО/ CREB-binding protein)

РЕ - фикоэритрин (Phycoerythrin)

Runx2 - Runt-связанный транскрипционный фактор 2 (Runt-related transcription factor 2)

Rho - родопсин (Rhodopsin)

Ref-1 - фактор рестрикции 1 (Restriction factor 1)

SAPK - стресс-активируемая киназа семейства митоген-активируемых киназ (Stress-activated protein kinase)

TNF - фактор некроза опухоли (tumor necrosis factor)

TGF - трансформирующий фактор роста (Transforming growth factor)

VHL - ЕЗ убиквитин-протеинлигаза (von Hippel-Lindau tumor suppressor, E3 ubiquitin

protein ligase)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Морфофункциональная характеристика мезенхимальных стромальных клеток из жировой ткани человека, культивируемых при пониженном содержании кислорода»

ВВЕДЕНИЕ

Каждая клетка обладает ограниченным периодом жизни, поэтому в организме должно происходить постоянное обновление тканевых клеточных систем. Такая последовательная замена клеток в тканях предполагает существование клеток-предшественников, которые замещают поврежденные и стареющие дифференцированные клетки. Существующая в настоящее время концепция о наличии во взрослом организме малодифференцированных клеток-предшественников мезенхимального происхождения сформировалась на основе результатов классических экспериментов, начатых в 1960-70 годах, показавших существование в костном мозге минорной популяции клеток, которые в системе in vitro отличались от гемопоэтических клеток, что позволило предположить о наличии стромального предшественника в костном мозге (Фриденштейн, Лурия, 1980).

К настоящему моменту клетки, близкие по свойствам к мультипотентным клеткам-предшественникам, выделены не только из костного мозга, но из целого ряда тканей и органов, таких как жировая ткань, синовиальная жидкость, скелетные мышцы, легкие, Вартоновское желе пупочного канатика, периодонтальные связки, пульпа зуба и др. (da Silva Meirelles, Chagastelles., Nardi, 2006; Терехов, Крохина, Шишкин и др., 2001), что свидетельствует о широком распространении этих клеток в организме как тканеспецифичного резерва малодифференцированных мезенхимальных предшественников. Долгое время исследователи полагали, что тканеспецифичные клетки-предшественники могут дифференцироваться только в клетки данной ткани. Однако исследования, проведенные в последние годы, доказали несостоятельность этой точки зрения. Так, ряд экспериментов свидетельствует о том, что эти клетки обладают способностью к трансдифференцировке от одного фенотипа к другому, как in vitro при воздействии соответствующих стимулов, так и при трансплантации in vivo (Clarke, Erskine, Lumsden, 2000; Zuk, Zhu, Ashjian et. al., 2002; Gimble, Guilak, Nuttall et al., 2008).

Однако, на основании проведенных работ можно заключить, что, несмотря на потенциальный терапевтический эффект, широкое применение клеток-предшественников некоторых типов тканей ограничено в связи со сложностью процедуры их получения (костный мозг, клетки-сателлиты, легкие и др.) (Traktuev, Merfeld-Clauss, Li et. al., 2008). В связи с этим в настоящее время основные направления исследований в этой области включают в себя поиск подходящих источников мультипотентных стромальных клеток, получение которых связано с минимальным оперативным вмешательством, таких как жировая ткань, пульпа зуба, волосяной фолликул, околоплодная жидкость, исследование их биологических свойств и оценку возможности применения их в медицинской практике (Бурунова, Суздальцева, Воронов и др., 2008; Шахпазян, Кобзева, Астрелина и др., 2011).

В настоящее время, ММСК из жировой ткани, рассматриваются как один из наиболее перспективных источников клеточного материала для тканевой инженерии и восстановительной медицины. Это связано, в первую очередь, с возможностью минимально травматичного для пациента извлечения фрагментов жировой ткани и последующей экспансии ММСК in vitro для получения достаточного количества клеточного материала (Moon, Kim, Kim et al., 2006; Kim, Kim, Cho et al., 2007; Banas, Teratani, Yamamoto et al., 2008).

Быстро развивающиеся клеточные технологии предоставляют широкие возможности для контролируемого изменения параметров культивирования различных типов клеток. Однако чаще всего эти изменения касаются химических компонентов ростовой среды (содержание питательных веществ, факторов роста, солей и аминокислот) (Романов, Даревская, Кабаева и др., 2006). Газовый состав традиционно остается наиболее консервативным параметром при культивировании, при этом уровень СО2 приближается к тканевому, тогда как содержание кислорода в обычных СОг-инкубаторах соответствует содержанию кислорода в воздухе (около 20%).

Вопрос о том, какая концентрация кислорода является физиологической для клеток in vitro, активно обсуждается в научной литературе. В связи с этим предпринимаются попытки изучения состояния культивируемых клеток при различном содержании кислорода (Cooper, Beasley, 1999; Das, Bouchey, Moore et. al., 2001; Bosch, Pratt, Stice, 2006; Grayson, Zhao, Izadpanah et. al., 2006; Буравкова, Анохина, 2007; Буравкова, Гринаковская, Андреева, 2009). Однако, нет единого мнения о том, какую концентрацию кислорода надо использовать, какое время клетки должны подвергаться воздействию измененного содержания кислорода, как при этом следует учитывать такие факторы, как состав среды, плотность субкультивирования клеток и др. Высказываются предположения, что физиологическое содержание кислорода (около 4-7%) будет оптимальным для культивируемых клеток (Буравкова, Гринаковская, Андреева и др., 2009; Fehrer, Brunauer, Laschober et. al., 2007), а более низкий уровень приведет к гипоксическому состоянию.

Особый интерес исследователей к ММСК как наиболее перспективному клеточному элементу для тканевой инженерии и восстановительной медицины диктует необходимость проведения исследований, посвященных оценке функционального состояния ММСК в процессе их длительной экспансии in vitro, а также оптимизации процесса культивирования с целью приблизиться к условиям физиологического микроокружения этих клеток.

Цель и задачи исследования

Целью исследования являлась оценка влияние различного процентного содержания кислорода на морфофункциональное состояние мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток-предшественников жировой ткани (жтММСК).

Заявленная цель подразумевала решение следующих задач:

1. Сравнить эффект пониженного содержания кислорода (5%, 3%, 1% Ог) на морфологию ММСК жировой ткани человека in vitro;

2. Провести сравнительный анализ жизнеспособности ММСК, культивируемых при пониженном до 5%, 3% и 1% уровне кислорода;

3. Изучить влияние газовой среды с измененным уровнем содержания кислорода на колониеобразование и пролиферативную активность ММСК;

4. Исследовать экспрессию поверхностных антигенов ММСК, культивируемых при различном содержании кислорода;

5. Сравнить остеогенный и адипогенный дифференцировочный потенциал ММСК в стандартных условиях и при пониженном до 5% и 1% уровне содержания кислорода;

6. Оценить влияние пониженного содержания кислорода (5%, 3%, 1% 02) на метаболизм глюкозы в процессе гликолиза;

7. Исследовать обратимость эффектов пониженного содержания кислорода на ММСК жировой ткани;

8. Изучить влияние газовой среды с различным содержанием кислорода (20% и 5% О2) на уровень дифференциальной экспрессии генов ММСК.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Рылова, Юлия Владимировна

ВЫВОДЫ

1. Культивирование в условиях пониженного содержания кислорода (5% - 1% О2) способствует поддержанию морфологической гомогенности культуры ММСК и сопровождается более высоким уровнем экспрессии некоторых генов, продукты которых участвуют в примембранной реорганизации (SVIL, ANK2) и стабилизации цитоскелета (TUBB3).

2. Уменьшение концентрации кислорода (5% - 1% О2) активирует клоногенный потенциал, пролиферацию и вызывает изменение кинетики роста ММСК. Увеличенный уровень экспрессии генов, кодирующих циклины (PCNA, CCND2), циклин-зависимую киназу (CKS2) и низкий уровень экспрессии гена ингибитора циклин-зависимой киназы (CDKN2C) коррелирует со стабильно высокой пролиферацией ММСК при 5% О2. Более низкий уровень концентрации кислорода (3% - 1%) оказывает наибольший стимулирующий эффект на начальных этапах экспозиции.

3. Длительное культивирование ММСК in vitro не влияет на экспрессию основных поверхностных антигенов стромальных клеток - CD54, CD73, CD90, CD105, CD106, HLA-ABC. Экспансия ММСК в условиях пониженного содержания кислорода (5% -1% О2) вызывает кратковременное (в течение 1 пассажа) изменение популяционного состава, проявляющееся в сокращении доли CD54+- и С073+-клсток, с последующим возвращением их числа к исходному уровню.

4. Экспансия ММСК in vitro сопровождается постепенной элиминацией клеток, спонтанно экспрессирующих щелочную фосфатазу. При индукции дифференцировки ММСК в условиях пониженного содержания кислорода показано, что замедление процесса коммитирования клеток в остеогенном направлении отмечается при 5% и 1%

Ог, тогда как выраженное подавление направленной дифференцировки в адипогенном направлении происходит только при 1% Ог.

5. Показано, что культивирование ММСК при различном содержании кислорода (20%, 5%, 3%), 1% Ог) сопровождается сокращением потребления глюкозы и продукции лактата, что соотносится с кинетикой роста культуры. Экспансия ММСК до состояния предмонослоя в условиях пониженного содержания кислорода сопровождается увеличением уровня экспрессии генов, кодирующих ферменты гликолиза (ALDOC, PFKFB, LDHA, PGK-1, FBP-1 и др.), увеличением молярного соотношения La/Glu и снижением трансмембранного потенциала митохондрий.

6. Культивирование в условиях пониженного содержания кислорода (5% - 1% О2) не оказывает повреждающего воздействия на ММСК. Отмечено снижение доли апоптотических клеток в результате NF-кВ-зависимого увеличения уровня экспрессии генов антиапоптотических белков (STAMBPL1, BIRC5, BCL2L1), а также уменьшения экспрессии генов проапоптотических белков ( TIMP3, BNIP3, IGFBP3).

7. Постоянная экспансия ММСК в условиях пониженного содержания кислорода поддерживает клетки в менее коммитированном состоянии. Эффекты пониженного содержания кислорода на ММСК являются обратимыми: увеличение концентрации кислорода с 5% до 20% сопровождается уменьшением клоногенной, пролиферативной активности и увеличенем остеогенного дифференцировочного потенциала.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Способность мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток к самообновлению с поддержанием недифференцированного состояния и формированию популяций коммитированных клеток-предшественников определяет их резервную роль во взрослом организме и участию в обновлении и репарации тканей. Такая уникальная способность этих клеток регулируется как их собственной внутренней программой, так и микроокружением. Среди сложного комплекса факторов тканевой ниши: прямых межклеточных взаимодействий, паракринных эффектов, важнейшую роль играет парциальное давление кислорода.

Несмотря на то, что ММСК могут быть резидентами значительно отличающихся локальных депо и иметь совершенно разную программу развития, наиболее характерным физическим фактором микроокружения в этих тканевых нишах является пониженное содержание кислорода. В настоящий момент не вызывает сомнений, что кислород в организме служит не только метаболическим субстратом, но и представляет собой регуляторную молекулу, контролирующую пролиферацию и дифференцировку стволовых клеток и, в частности, ММСК.

Результаты проведенных нами экспериментов свидетельствуют, что экспансия ММСК жировой ткани в условиях физиологического содержания кислорода (5% О2) и более низкой концентрации кислорода (1% и 3% О2), которая в организме может быть обусловлена рядом патофизиологических причин или ограниченным кровоснабжением в местах повреждения тканей, способствует сохранению гомогенности активно пролиферирующей, менее коммитированной популяции мезенхимальных клеток-предшественников, сохраняющих высокий уровень жизнеспособности. Это сопровождается изменением экспрессии генов структурных и регуляторных белков цитоскелета, регуляторов клеточного цикла, а также регуляции экспрессии некоторых про- и антиапоптотических белков. Эффекты влияния пониженного содержания кислорода в среде являются обратимыми: увеличение концентрации кислорода до атмосферного уровня сопровождается подавлением способности к формированию КОЕ-ф, пролиферативной активности и увеличением остеогенного дифференцировочного потенциала.

Уменьшение концентрации кислорода приводит к снижению потребления клетками глюкозы, возрастанию молярного соотношения продуцируемого лактата и потребляемой глюкозы, а также снижению трансмембранного потенциала митохондрий, что сопровождается увеличением экспрессии генов, кодирующих все ферменты гликолитического пути катаболизма глюкозы.

Таким образом, высокая пролиферативная активность, сниженный дифференцировочный потенциал, гликолитический характер энергетического метаболизма, обусловленные изменением экспрессии соответствующих генов, позволяют сделать предположение, что низкое парциальное давление кислорода, может обусловливать поддержание менее коммитированного статуса ММСК.

Проведенное исследование демонстрирует, что содержание кислорода в среде культивирования может быть использовано не только как фактор, модулирующий свойства ММСК, но и имеет первостепенное значение для понимания основных принципов функционирования этой клеточной системы с учетом специфики их локального микроокружения.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Рылова, Юлия Владимировна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Анохина Е.Б., Буравкова Л.Б. Механизмы регуляции транскрипционного фактора HIF при гипоксии.// Биохимия. - 2010. - Т. 75ю - № 2. - С. 185 - 195.

2. Буравкова Л.Б., Гринаковская О.С., Андреева Е.Р., Жамбалова А.П., Козионова М.П. Характеристика мезенхимных стромальных клеток из липоаспирата человека, культивируемых при пониженном содержании кислорода.// Цитология. - 2009. - Т. 51,- 1.-С. 5- 11.

3. Буравкова Л.Б., Анохина Е.Б. Влияние гипоксии на стромальные клетки предшественники из костного мозга крыс на ранних этапах культивирования.// Бюл. Эксп. Биол. Мед. - 2007. - № 4. - С. 386 - 389.

4. Буравкова Л.Б., Анохина Е.Б. Мезенхимальные стромальные клетки-предшественники: общая характеристика и особенности функционального состояния при пониженном содержании кислорода.// Российский физиологический журнал. - 2008. - Т. 94. - № 7. - С. 737 - 757.

5. Бурнаевский Н.С., Вишнякова Х.С., Сафенина A.B. и др. Влияние парциального давления кислорода на эффективность колониеобразования и дифференцировки мезенхимальных стромальных клеток человека, полученных из различных источников.// Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. - 2010. - Т. 5. -№ 4. - С. 24 - 30.

6. Бурунова В.В., Суздальцева Ю.Г., Воронов A.B. и др. Разработка и внедрение производственных стандартов для клеточных продуктов мезенхимального происхождения.// Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2008. - № 2. -С. 97-101.

7. Гальчук C.B., Туровецкий В.Б., Буравкова Л.Б. и др. Действие кратковременной гипоксии и реоксигенации на перитонеальные макрофаги мышей in vitro.// Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. - 2003. - Т. 89. - № 3. -С. 329-338.

8. Гринаковская О.С., Андреева Е.Р., Буравкова Л.Б., Рылова Ю.В., Косовский Г.Ю. Пониженное содержание 02 замедляет коммитирование культивируемых лМСК в ответ на остеогенные стимулы.// Бюл. Эксп. Биол. Мед. - 2009. - Т. 147. - № 6. - С. 160- 163.

9. Деев Р.В., Николаенко Н.С., Цупкина Н.В. и др. Формирование и морфофункциональная характеристика остеобластического фенотипа в клеточных культурах in vitro.// Цитология. - 2004. - Т. 46. - № 3. - С. 185 - 189.

10. Дыгай A.M., Скурихин Е.Г. Стволовая клетка. Новые подходы в терапии дегенеративных заболеваний.// Патологическая физиология и экспериментальная терапия. - 2012. - № 2. - С. 3 - 13.

П.Егоров Е.Е., Молдавер М.В., Вишнякова Х.С. и др. Свидетельства в пользу дифференцировки иммортальных фибробластов человека in vitro при редком посеве.// Биологические мембраны. - 2005. - № 22. - С. 458 - 465.

12. Егоров Е.Е., Молдавер М.В., Вишнякова Х.С. и др. Действие кислорода на культуры фибробластов человека.// Биологические мембраны. - 2005. - № 22. - С. 43-51.

13. Зверева М.Э., Щербакова Д.М., Донцова O.A. Теломераза: структура, функции и пути регуляции активности.// Успехи биологической химии. - 2010. - Т. 50. - С. 155-202.

14. Киселев C.JL, Лагарькова М.А. Эмбриональные стволовые клетки человека.// Природа. - 2006. - № 10. - С. 49 - 55.

15. Кожевникова М.Н., Микаелян A.C., Старостин В.И. Сравнительная иммунофенотипическая и функциональная характеристика мезенхимных стромальных клеток из дефинитивных и транзиторных кроветворных органов.// Доклады Академии наук. - 2008ю - Т. 422. - № 2. - С. 265 - 267.

16. Кожевникова М.Н., Микаелян A.C., Старостин В.И. Молекулярно-генетические основы регуляции остеогенной дифференцировки мезенхимных стромальных клеток.// Известия РАН. Серия биологическая. - 2008. - № 3. - С. 261 - 271.

17. Корочкин Л.И. Стволовые клетки как генетическая проблема.// Вестник ВОГиС. -2004. - Т. 8. - № 2. - С. 73 - 80.

18. Кругляков П.В., Соколова И.Б., Зинькова H.H. и др. Дифференцировка мезенхимных стволовых клеток в кардиомиоцитарном направлении in vitro и in vivo.// Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2006. - № 4. - С. 194 - 197.

19. Лупатов А.Ю., Каралкин П.А., Суздальцева Ю.Г и др. Цитофлуориметрический анализ фенотипов фибробластоподобных клеток из костного мозга и пуповины человека.// Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2006. - № 4. - С. 212 -217.

20. Молчанова Е.А., Буеверова Э.И., Старостин В.И. и др. Чувствительность к действию факторов роста EGF, bFGF и PDGF субпопуляций мезенхимальных стромальных клеток, происходящих из органов миелоидного кроветворения и отличающихся по времени проявления адгезивных свойств.// Известия РАН. Серия биологическая. - 2011. - № 2. - С. 133 - 144.

21. Мусина P.A., Белявский A.B., Тарусова О.В. и др. Мезенхимальные стволовые клетки эндометрия, полученные из менструальной крови.// Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2007. - № 2. - С. 110-114.

22. Панюхин Н.В., Вишнякова Х.С., Егоров Е.Е. Влияние парциального давления кислорода на выживаемость, пролиферацию и дифференцировку мезенхимальных стволовых клеток из костного мозга мыши.// Биологические мембраны. - 2008. - № 25.-С. 260-267.

23. Паюшина О.В., Домарацкая Е.И., Старостин В.И. Мезенхимные стволовые клетки: источники, фенотип и потенциал к дифференцировке.// Известия РАН. Серия биологическая. - 2006. - № 1. - С. 6 - 25.

24. Пирс Э. Гистохимия.// М., Издательство иностранной литературы. - 1963. - С. 884.

25. Попов Б.В. Введение в клеточную биологию стволовых клеток: учебно-методическое пособие.// СПб: Издательство СпецЛит. - 2010. - С. 319.

26. Романов C.B. Регулятор клеточного цикла p21Wafl: роль в онкоген-индуцированной трансформации и клеточном старении.// Автореферат. - 2011. -На правах рукописи. - С. 26.

27. Романов Ю.А., Даревская А.Н., Кабаева Н.В. и др. Выбор оптимальных условий культивирования мезенхимальных клеток-предшественников костного мозга и жировой ткани человека.// Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2006. -№4.-С. 206-211.

28. Савченкова И.П., Ростовская М.С., Чупикова Н.И. и др. Дифференцировка мультипотентных мезенхимных стромальных клеток, выделенных из костного мозга и подкожно-жировой клетчатки человека, в клетки костной ткани.// Цитология. - 2008. - Т. 50, - № 10. - С. 855 - 860.

29. Тепляшин A.C., Чупикова Н.И., Коржикова C.B. и др. Сравнительный анализ двух клеточных популяций с фенотипом, подобным мезенхимным стволовым клеткам, выделенных из разных участков подкожно-жировой клетчатки.// Цитология. -2005. - Т. 47. - № 7. - С. 637 - 643.

30. Терехов С.М., Крохина Т.Б., Шишкин С.С. и др. Культивируемые миобласты человека как стволовые клетки мышечной ткани в медико-биологических исследованиях.// Известия РАН. Серия биологическая. - 2001. - № 6. - С. 745 - 752.

31. Фриденштейн А.Я., Лурия Е.А. Клеточные основы кроветворного микроокружения. М.: Медицина, 1980. 216 с.

32. Чеглаков И.Б., Рытенков А.Н., Ярыгин К.Н. Отсутствие влияния витального красителя Dil и флуоресцентных магнитных микрочастиц на фенотип мезенхимальных стволовых клеток амниона плаценты человека и их способность к дифференцировке.// Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2008. - № 2. -С. 73 - 79.

33. Ченцов Ю.С. Общая цитология (Введение в биологию клетки). М.: Изд-во МГУ, 1995.-С. 384.

34. Шахпазян Н.К., Кобзева И.В., Астрелина Т.А. и др. Системный подход к обеспечению качества мезенхимальных стволовых клеток костного мозга для клинического применения.// Клеточная трансплантология и тканевая инжененрия. -2011.-Т. 6. -№2ю-С. 51-54.

35. Airas L., Niemelá J., Salmi M. et al. Differential regulation and function of CD73, a glycosyl-phosphatidylinositol-linked 70-kD adhesion molecule, on lymphocytes and endothelial cells.// J Cell Biol. - 1997 - Vol. 136. -N. 2. - P. 421 -431.

36. Arkin S., Naprstek B., Guarini L. et al. Expression of intercellular adhesion molecule-1 (CD54) on hematopoietic progenitors.// Blood. - 1991. - Vol. 77/ - N. 5. - P. 948 - 953.

37. Alberts B., Bray D., Lewis J. Molecular biology of the cell.// New York: Garland Publishing. Inc. - 1983.

38. Alfranca A., Gutiérrez M.D., Vara A. et al. c-Jun and hypoxia-inducible factor 1 functionally cooperate in hypoxia-induced gene transcription.// Mol Cell Biol. - 2002. -Vol. 22.-N. l.P. 12-22.

39. Allen C.B., Schneider B.K., White C.W et al. Limitations to oxygen diffusion and equilibration in in vitro cell exposure systems in hyperoxia and hypoxia.// Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. - 2001. - Vol. 281, N. 4. - P. 1021 - 1027.

40. Alvarez-Tejado M., Alfranca A., Aragonés J et al. Lack of evidence for the involvement of the phosphoinositide 3-kinase/Akt pathway in the activation of hypoxia-inducible factors by low oxygen tension.// J Biol Chem. - 2002. - Vol. 277. - N. 16. - P. 13508 -13517.

41. Anjos-Afonso F., Siapati E.K. and Bonnet D. In vivo contribution of murine mesenchymal stem cells into multiple cell-types under minimal damage conditions.// J. Cell Sci. - 2004. - Vol. 117. - P. 5655 - 5664.

42. Asada M., Irie K., Morimoto K. et al. ADIP, a novel Afadin- and alpha-actinin-binding protein localized at cell-cell adherens junctions.// J Biol Chem. - 2003. - Vol. 278. - N. 6.-P. 4103-4111.

43. Ashjian P.H., Elbarbary A.S., Edmonds B. et al. In vitro differentiation of human processed lipoaspirate cells into early neural progenitors.// Plast Reconstr Surg. - 2003. -Vol. lll.-N. 6.-P. 1922- 1931.

44. Biihring H.J., Battula V.L., Tremí S. et al. Novel markers for the prospective isolation of human MSC.// Ann N Y Acad Sci. - 2007. - Vol. 1106. - P. 262 - 271.

45. Ball S.G., Shuttleworth C.A., Kielty C.M: Mesenchymal stem cells and neovascularization: role of platelet-derived growth factor receptors.// J CellMol Med. -2007. - N. 11.-P. 1012- 1030.

46. Bañas A., Teratani T., Yamamoto Y. et al. IFATS collection: in vivo therapeutic potential of human adipose tissue mesenchymal stem cells after transplantation into mice with liver injury.// Stem Cells. - 2008. - Vol. 26. -N. 10. - P. 2705 - 2712.

47. Basciano L., Nemos C., Foliguet B. et al. Long term culture of mesenchymal stem cells in hypoxia promotes a genetic program maintaining their undifferentiated and multipotent status.// BMC Cell Biol. - 2011. - Vol. 12. - P. 12.

48. Barresi R., Moore S.A, Stolle C.A. et al. Expression of gamma -sarcoglycan in smooth muscle and its interaction with the smooth muscle sarcoglycan-sarcospan complex.//J Biol Chem. - 2000. - Vol. 275. - N. 49. - P. 38554 - 38560.

49. Barbara N.P., Wrana J.L., Letarte M. Endoglin is an accessory protein that interacts with the signaling receptor complex of multiple members of the transforming growth factor-|3 superfamily.// J. Biol. Chem. - 1999. - Vol. 274. - 584 - 594.

50. Barry F.P. Biology and clinical applications of mesenchymal stem cells.// Birth Defects Res C Embryo Today. - 2003. - Vol. 69. N. 3. - P. 250 - 256.

51. Bauer K., Kratzer M., Otte M. et al. Human CLP36, a PDZ-domain and LIM-domain protein, binds to a-actinin-1 and associates with actin filaments and stress fibers in activated platelets and endothelial cells.// Blood. - 2000. - Vol. 96. - N. 13. - P. 4236 -4245.

52. Bertout J.A., Patel S.A., Simon M.C. The impact of 02 availability on human cancer.// Nat Rev Cancer. - 2008. - Vol. 8. - N. 12. - P. 967 - 975.

53. Beresford J.N., Bennett J.H., Devlin C. et al. Evidence for an inverse relationship between the differentiation of adipocytic and osteogenic cells in rat marrow stromal cell cultures.// J. Cell Sci. - 1992. -N. 102. - P. 341 - 351.

54. Bernardo M.E., Zaffaroni N., Novara F. et al. Human bone marrow derived mesenchymal stem cells do not undergo transformation after long-term in vitro culture and do not exhibit telomere maintenance mechanisms.//Cancer Res. - 2007. - Vol. 67. - N. 19. - P. 9142-9149.

55. Bennett V., Gilligan D.M. The spectrin-based membrane skeleton and micron-scale organization of the plasma membrane.// Annu Rev Cell Biol. - 1993. - Vol. 9. - P. 27 -66.

56. Betts D.H., Perrault S.D., King W.A. Low oxygen delays fibroblast senescence despite shorter telomeres.// Biogerontology. - 2008. - Vol. 9. - N. 1. - P. 19 - 31.

57. Bhang S.H., Cho S.W., Lim J.M. Locally delivered growth factor enhances the angiogenic efficacy of adipose-derived stromal cells transplanted to ischemic limbs.// Stem Cells. - 2009. - Vol. 27. - N. 8. - P. 1976 - 1986.

58. Bianco P., Riminucci M., Gronthos S. and Robey P.G. Bone marrow stromal stem cells: nature, biology, and potential applications.// Stem Cells. - 2001. - Vol. 19. - P. 180 — 192.

59. Boutros R, Byrne JA. D53 (TPD52L1) is a cell cycle-regulated protein maximally expressed at the G2-M transition in breast cancer cells.// Exp Cell Res. - 2005. - Vol. 310. -N. l.-P. 152- 165.

60. Bos R., van Diest P.J., van der Groep P. et al. Expression of hypoxia-inducible factor-la and cell cycle proteins in invasive breast cancer are estrogen receptor related.// Breast Cancer Res 2004. - Vol. 6. - P. R450 - R459.

61. Bonab M.M., Alimoghaddam K., Talebian F. et al. Aging of mesenchymal stem cell in vitro.// BMC Cell Biol. - 2006. - N. 7. - P. 14.

62. Bonewald L.F., Dallas S.L. Role of active and latent transforming growth factor beta in bone formation.// J Cell Biochem. - 1994. - N. 55. - P. 350 - 357.

63. Bosch P., Pratt S.L., Stice S.L. Isolation, characterization, gene modification and nuclear reprogramming of porcine mesenchymal stem cells.// Biology of reproduction. - 2006. -Vol. 74.-P. 46-57.

64. Brooks AR, Shiffman D, Chan CS e t al. Functional analysis of the human cyclin D2 and cyclin D3 promoters.// J Biol Chem. - 1996. - Vol. 271. - N. 15. - P. 9090 - 9099.

65. Bryan PT, Marshall JM. Cellular mechanisms by which adenosine induces vasodilatation in rat skeletal muscle: significance for systemic hypoxia.// J Physiol. - 1999. - Vol. 514. -Pt. l.-P. 163- 175.

66. Brzoska M., Geiger H., Gauer S. et al. Epithelial differentiation of human adipose tissue-derived adult stem cells.// Biochem Biophys Res Commun. - 2005. - N. 330. - P. 142 -150.

67. Brighton C.T., Heppenstall R.B., Labosky D.A. An oxygen microelectrode suitable for cartilage and cancellous bone.// Clin Orthop Relat Res. - 1971. - Vol. 80. - P. 161 - 166.

68. C.T., Lorich D.G., Kupcha R. et al. The pericyte as a possible osteoblast progenitor cell.// Clin Orthop Relat Res. - 1992. - Vol. 275. - P. 287-299.

69. Butler D.L., Goldstein S.A., Guilak F: Functional tissue engineering: the role of biomechanics.// J. Biomech Eng. - 2000. - N. 122. - P. 570 - 575.

70. Bunnell B.A., Flaat M., Gagliardi C. et al. Adipose-derived stem cells: isolation, expansion and differentiation.// Methods. - 2008. - Vol. 45. - N. 2. - P. 115 - 120.

71. Canfield A.E., Doherty M.J., Wood A.C., Farrington C., Ashton B., Begum N., Harvey B., Poole A., Grant M.E., Boot-Handford R.P. Role of pericytes in vascular calcification.// Z Kardiol. - 2000. - Vol. 89. - P. 20-27.

72. Canalis E., McCarthy T.L., Centrella M. Effects of platelet-derived growth factor on bone formation in vitro.// J Cell Physiol. - 1989. - N. 140. - P. 530 - 537.

73. Cai X., Lin Y., Hauschka P.V., Grottkau B.E. Adipose stem cells originate from perivascular cells.// Biol Cell. - 2011. - Vol. 103. -N. 9. - P. 435 - 447.

74. Caplan A. All MSCs are pericytes? // Cell Stem Cell. - 2008. - Vol. 3. - N. 3. - P. 229 -230.

75. Carneiro-Ramos M.S., da Silva V.B., Coutinho M.B. Jr. et al. Thyroid hormone stimulates 5'-ecto-nucleotidase of neonatal rat ventricular myocytes.// Mol Cell Biochem. -2004.-Vol. 265. N. 1-2. P. 195-201.

76. Charge S.B., Rudnicki M.A. Cellular and molecular regulation of muscle regeneration.// Physiol. Rev. - 2004. - Vol. 84. - P. 209 - 238.

77. Charette S.J. Landry J. The interaction of HSP27 with Daxx identifies a potential regulatory role of HSP27 in Fas-induced apoptosis.// Ann N Y Acad Sci. - 2000. - Vol. 926.-P. 126-131.

78. Chandel N.S., Budinger G.R. The cellular basis for diverse responses to oxygen.// Free Radie. Biol. Med. - 2007. - Vol. 42. - P. 165 - 174.

79. Cho S., Ko H.M., Kim J.M. Positive regulation of apoptosis signal-regulating kinase 1 by hD53Ll.// J Biol Chem. - 2004. - Vol. 279.-N. 16.-P. 16050- 16056.

80. Chung DJ, Hayashi K, Toupadakis CA. et al. Osteogenic proliferation and differentiation of canine bone marrow and adipose tissue derived mesenchymal stromal cells and the influence of hypoxia.//Res Vet Sci. - 2012.-Vol. 92.-N. l.-P. 66-75.

81. Chen C.T., Shih Y.R., Kuo T.K. Coordinated changes of mitochondrial biogenesis and antioxidant enzymes during osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells.// Stem Cells. - 2008. - Vol. 26. - N. 4. - P. 960 - 968.

82. Chen H.C., Sytwu H.K., Chang J.L. et al. Hypoxia enhances the sternness markers of cochlear stem/progenitor cells and expands sphere formation through activation of hypoxia-inducible factor-1 alpha.// Hear Res. - 2011. - Vol. 275. - N. 1-2. - P. 43 - 52.

83. Chung D.J., Hayashi K., Toupadakis C.A. et al. Osteogenic proliferation and differentiation of canine bone marrow and adipose tissue derived mesenchymal stromal cells and the influence of hypoxia.// Res Vet Sci. - Vol. 92. -N. 1. - P. 66 - 75.

84. Chow D.C., Wenning L.A., Miller W.M. et. al. Modeling pO(2) distributions in the bone marrow hematopoietic compartment. II. Modified Kroghian models.// Biophys. - 2000. -Vol. 81.-P. 685-696.

85. Cheifetz S., Bellón T., Calés C. et al. Endoglin is a component of the transforming growth factor-beta receptor system in human endothelial cells. // J Biol Chem. - 1992. -Vol. 267.-N. 27.-P. 19027- 19030.

86. Chen C.W., Montelatici E., Crisan M., Corselli M., Huard J., Lazzari, L., et al. Perivascular multi-lineage progenitor cells in human organs: regenerative units, cytokine sources or both?// Cytokine and Growth Factor Reviews. - 2009. - Vol. 20. - N. 5-6. -P. 429 - 434.

87. Choi K.S., Shin J.S., Lee J.J., Kim Y.S., Kim S.B. and Kim C.W. In vitro transdifferentiation of rat mesenchymal cells into insulin-producing cells by rat pancreatic extract.// Biochem. Biophys. Res. Coramun. - 2005. - Vol. 330. - P. 1299-1305.

88. Clarke J.D., Erskine L., Lumsden A. Differential progenitor dispersal and the spatial origin of early neurons can explain the predominance of single-phenotype clones in the chick hindbrain.//Dev Dyn. - 1998.- Vol. 212,- N. l.-P. 14-26.

89. Cipolleschi M.G., Dellosbarba P., Olivotto M. The role of hypoxia in the maintenance of hematopoietic stem cells // Blood. - 1993. - Vol. 82. -N. 7. - P. 2031 - 2037.

90. Colgan S.P., Eltzschig H.K., Eckle T. et al. Physiological roles for ecto-5'-nucleotidase (CD73).// Purinergic Signal. - 2006. - Vol. 2. -N. 2. - P. 351 - 360.

91. Colter D.C., Class R., DiGirolamo C.M. et al. Rapid expansion of recycling stem cells in cultures of plastic-adherent cells from human bone marrow.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.

- 2000. - Vol. 97. -N. 7. - P.3213 - 3218.

92. Colter D.C., Sekiya I., Prockop D.J. Identification of a subpopulation of rapidly self-renewing and multipotential adult stem cells in colonies of human marrow stromal cells.// Proc Natl Acad Sci U S A. - 2001. - Vol. 98. - N. 14. P. 7841 - 7845.

93. Cooper A.L., Beasley D. Hypoxia stimulates proliferation and interleukin-la production in human vascular smooth muscle cells.// Am J Physiol. - 1999. - Vol. 277. - P. 1326 -1337.

94. Crisan M., Yap S., Casteilla L., Chen C.W., Corselli M., Park T.S., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs.// Cell Stem Cell. - 2008. -Vol. 3.-N. 3.-P. 301-313.

95. Da Silva Meirelles L, Chagastelles P.C., Nardi N.B. Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues.// J Cell Sci. - 2006. - Vol. 1. - N. 119. - 2204 -2213.

96. Das M., Bouchey D.M., Moore M.J. et al. Hypoxia-induced proliferative response of vascular adventitial fibroblasts is dependent on G-protein-mediated activation of mitogen-activated protein kinases.// The Journal of Biological Chemistry. - 2001. - Vol. 276. N. 19.-P. 15631 - 15640.

97. Doherty M.J., Ashton B.A., Walsh S., Beresford J.N., Grant M.E. and Canfield A.E. Vascular pericytes express osteogenic potential in vitro and in vivo.// J. Bone Miner. Res.

- 1998.-Vol. 13.-P. 828-838.

98. De Francesco F., Tirino V., Desiderio V. et al. Human CD34/CD90 ASCs are capable of growing as sphere clusters, producing high levels of VEGF and forming capillaries.// PLoS One. - 2009. - Vol. 4. - N. 8. - P. e6537.

99. Deorosan B., Nauman E.A. The role of glucose, serum, and three-dimensional cell culture on the metabolism of bone marrow-derived mesenchymal stem cells.// Stem Cells Int. - 2011. - Article ID 429187. - P. 12.

100. Deschepper M., Oudina K., David B. et al. Survival and function of mesenchymal stem cells (MSCs) depend on glucose to overcome exposure to long-term, severe and continuous hypoxia.//J Cell Mol Med.-2011.-Vol. 15.-N. 7. - P. 1505- 1514.

101. Dennis JE, Merriam A, Awadallah A. et al. A quadripotential mesenchymal progenitor cell isolated from the marrow of an adult mouse.// J Bone Miner Res. - 1999.

- Vol. 14. - N. 5. - P. 700 - 709.

102. Diamond M.S., Staunton D.E., Marlin S.D. et al. Binding of the integrin Mac-1 (CDlib/ CD 18) to the third immunoglobulin-like domain of ICAM-1 (CD54) and its regulation by glycosylation.//Cell. - 1991. - Vol. 65.-N. 6.-P. 961 -971.

103. Diaz-Flores L., Gutierrez R., Lopez-Alonso A., Gonzalez R. and Varela H. Pericytes as a supplementary source of osteoblasts in periosteal osteogenesis.// Clin. Orthop. Relat. Res. - 1992. - Vol. 275. - P. 280 - 286.

104. Diaz-Florez L., Gutiérrez R., Madrid J.F., Varela H., Valladares F., Acosta E., et al. Perycytes. Morphofunction, interactions, pathology in a quiescent and activated mesenchymal cell niche.// Histology and Histopathologyio - 2009. - Vol. 24. - N. 7. - P. 909 - 969.

105. Di Carlo A., De Mori R., Martelli F. et al. Hypoxia inhibits myogenic differentiation through accelerated MyoD degradation.// J Biol Chem. - 2004. - Vol. 279. -N. 16.-P. 16332- 16338.

106. D'Ippolito G., Diabira S., Howard G.A. et al. Low oxygen tension inhibits osteogenic differentiation and enhances sternness of human MIAMI cells.// Bone. - 2006. -Vol. 39.-N. 3.-P. 513-522.

107. Dmitrieva R.I., Minullina I.R., Bilibina AA. et al. Bone marrow- and subcutaneous adipose tissue-derived mesenchymal stem cells: differences and similarities.// Cell Cycle. - 2012. - Vol. 11. - N. 2. - P. 377 - 383.

108. Dos Santos F., Andrade P.Z., Boura J.S. et al. Ex vivo expansion of human mesenchymal stem cells: a more effective cell proliferation kinetics and metabolism under hypoxia.// J. Cell. Physiol. - 2010. - Vol. 223. - N. 1. - P. 27 - 35.

109. Duff S.E., Li C., Garland J.M. et al. CD 105 is important for angiogenesis: evidence and potential applications.// FASEB J. - 2003. - Vol. 17. - N. 9. - P. 984 - 992.

110. Duque G., Rivas D: Alendronate has an anabolic effect on bone through the differentiation of mesenchymal stem cells.// J. Bone Miner Res. - 2007. - N. 22. - P. 1603 - 1611.

111. Eglitis M.A. and Mezey, E. Hematopoietic cells differentiate into both microglia and macroglia in the brains of adult mice.// Proc. Natl. Acad. Sci. USA - 1997. - Vol. 94. -4080-4085.

112. Eltzschig H.K., Ibla J.C., Furuta G.T. et al. Coordinated adenine nucleotide phosphohydrolysis and nucleoside signaling in posthypoxic endothelium: role of ectonucleotidases and adenosine A2B receptors.// J Exp Med. - 2003. - Vol. 198. -N. 5. -P. 783-796.

113. Epstein A.L., Kaplan H.S. Feeder layer and nutritional requirements for the establishment and cloning of human malignant lymphoma cell lines.// Cancer Res. -1979.-Vol. 39.-N. 5.-P. 1748- 1759.

114. Estes B.T., Wu A.W., Guilak F: Potent induction of chondrocytic differentiation of human adipose-derived adult stem cells by bone morphogenetic protein 6.// Arthritis Rheum.-2006.-N. 54.-P. 1222- 1232.

115. Etienne-Manneville S., Chaverot N., Strosberg A.D. et al. ICAM-1-coupled signaling pathways in astrocytes converge to cyclic AMP response element-binding

protein phosphorylation and TNF-alpha secretion.// J Immunol. - 1999. - Vol. 163. - N. 2.-P. 668 -674.

116. Fan V.H., Tamama K., Au A. et al. Tethered epidermal growth factor provides a survival advantage to mesenchymal stem cells.// Stem Cells. - 2007. - Vol. 25. - P. 1241 - 1251.

117. Farre J., Roura S., Prat-Vidal C. et al. FGF-4 increases in vitro expansion rate of human adult bone marrow-derived mesenchymal stem cells.// Growth Factors. - 2007. -N. 25.-P. 71-76.

118. Farrington-Rock C., Crofts N.J., Doherty M.J., Ashton B.A., Griffin-Jones C. and Canfield A.E. (2004). Chondrogenic and adipogenic potential of microvascular pericytes.// Circulation - 2004. - Vol. 110. - P. 2226 - 2232.

119. Ferrari G., Cusella-De Angelis G., Coletta M., Paolucci E., Stornaiuolo A., Cossu G. and Mavilio F. Muscle regeneration by bone marrow-derived myogenic progenitors.// Science. - 1998.-Vol. 279.-P. 1528- 1530.

120. Fehrer C., Brunauer R., Laschober G. et al. Reduced oxygen tension attenuates differentiation capacity of human mesenchymal stem cells and prolongs their lifespan.// Aging Cell. - 2007. - Vol. 6. - N. 6. - P. 745 - 757.

121. Felka T., Schäfer R., Schewe B. et al. Hypoxia reduces the inhibitory effect of IL-lbeta on chondrogenic differentiation of FCS-free expanded MSC.// Osteoarthritis Cartilage. - 2009. - Vol. 17.-N. 10.-P. 1368- 1376.

122. Fierro F., Illmer T., Jing D. et al. Inhibition of platelet-derived growth factor receptor beta by imatinib mesylate suppresses proliferation and alters differentiation of human mesenchymal stem cells in vitro.// Cell Prolif. - 2007. - N. 40. - P. 355 - 366.

123. Fink T., Abildtrup L., Fogd K. et al. Induction of adipocyte-like phenotype in human mesenchymal stem cells by hypoxia.// Stem Cells. - 2004. - Vol. 22. - P. 1346 -1355.

124. Floyd Z.E., Kilroy G., Wu X. et al. Effects of prolyl hydroxylase inhibitors on adipogenesis and hypoxia inducible factor 1 alpha levels under normoxic conditions.// J Cell Biochem. - 2007. - Vol. 101.-N. 6.-P. 1545- 1557.

125. Follmar K.E., Decroos F.C., Prichard H.L. et al. Effects of glutamine, glucose, and oxygen concentration on the metabolism and proliferation of rabbit adipose-derived stem cells.//Tissue Eng. - 2006. - Vol. 12.-N. 12.-P. 3525 -3533.

126. Fonsatti E., Sigalotti L., Arslan P. et al. Emerging role of endoglin (CD 105) as a marker of angiogenesis with clinical potential in human malignancies.// Curr Cancer Drug Targets. - 2003. - Vol. 3. - N. 6. P. 427 - 432.

127. Forte G., Minieri M., Cossa P. et al. Hepatocyte growth factor effects on mesenchymal stem cells: proliferation, migration, and differentiation.// Stem Cells. -2006.-N. 24.-P. 23-33.

128. Friedenstein A.J., Chailakhyan R.K., Gerasimov U.V. Bone marrow osteogenic stem cells: in vitro cultivation and transplantation in diffusion chambers.// Cell Tissue Kinet. - 1987. - Vol. 20. - N. 3. - P. 263 - 272.

129. Fuchs E, Segre J.A. Stem cells: a new lease on life.// Cell. - 2000. - Vol. 7. - N. 100(1).-P. 143-55.

130. Furge K.A., Zhang Y.W., Vande Woude G.F: Met receptor tyrosine kinase: enhanced signaling through adapter proteins.// Oncogene. - 2000. - N. 19. - P. 5582 -5589.

131. Gardner L.B., Li F., Yang X. et al. Anoxic fibroblasts activate a replication checkpoint that is bypasses by El a.// Molecular and cellular biology. - 2003. - Vol. 23. -N. 24.-P. 9032-9045.

132. Gangenahalli G.U., Singh V.K., Verma Y.K. et al. Hematopoietic stem cell antigen CD34: role in adhesion or homing.// Stem Cells Dev. - 2006. - Vol. 15. - N. 3. -P. 305 -313.

133. Gatenby R.A., Gillies R.J. Why do cancers have high aerobic glycolysis?// Nat Rev Cancer. - 2004. - Vol. 4. - N. 11. - P. 891 - 899.

134. Giaccia A., Siim B.G., Johnson R.S. HIF-1 as a target for drug development.// Nat Rev Drug Discov.-2003.-Vol. 2.-N. 10. - P. 803 - 811.

135. Gimble J.M., Guilak F. Adipose-derived adult stem cells: isolation, characterization, and differentiation potential.// Cytotherapy. - 2003. - Vol.5. - N. 5. - P. 362 - 369.

136. Gimble J.M., Nuttall M.E. Bone and fat: old questions, new insights.// Endocrine. - 2004. - Vol. 23. - N. 2-3. - P. 183 - 188.

137. Gimble J.M., Katz A.J. and Bunnell B.A. Adipose-derived stem cells for regenerative medicine.// Circ. Res. - 2007. - Vol. 100. - P. 1249 - 1260.

138. Gimble J.M., Guilak F., Nuttall M.E. et al. In vitro Differentiation Potential of Mesenchymal Stem Cells.// Transfus Med Hemother. - 2008. - Vol. 35. - N. 3. - P. 228 -238.

139. Gimona M., Kaverina I., Resch G.P. Calponin repeats regulate actin filament stability and formation of podosomes in smooth muscle cells.// Mol Biol Cell. - 2003. -Vol. 14.-N. 6.-P. 2482-2491.

140. Gottschalk S., Anderson N., Hainz C. et al. Imatinib (STI571)-mediated changes in glucose metabolism in human leukemia BCR-ABL-positive cells.// Clin Cancer Res. -2004.-Vol. 10.-N. 19.-P. 6661 -6668.

141. Gordan J.D., Thompson C.B., Simon M.C. HIF and c-Myc: sibling rivals for control of cancer cell metabolism and proliferation.// Cancer Cell. - 2007. - Vol. 12. -N. 2. - P. 108-113.

142. Go Y.M., Jones D.P. Redox compartmentalization in eukaryotic cells.// Biochim Biophys Acta. - 2008. - Vol. 1780.-N. 11.-P. 1273- 1290.

143. Grayson W.L., Zhao F., Bunnell B. et al. Hypoxia enhances proliferation and tissue formation of human mesenchymal stem cells. // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2007. - Vol. 358. - N. 3. - P. 948 - 953.

144. Grayson W.L., Zhao F., Izadpanah R. et al. Effects of hypoxia on human mesenchymal stem cell expansion and plasticity in 3D constructs.// J Cell Physiol. -2006. - Vol. 207. - N. 2. - P. 331 - 339.

145. Gronthos S., Franklin D.M., Leddy H.A. et al. Surface protein characterization of human adipose tissue-derived stromal cells.// J Cell Physiol. - 2001. - Vol. 189. - P. 5463.

146. Greijer A.E., van der Wall E. The role of hypoxia inducible factor 1 (HIF-1) in hypoxia induced apoptosis.// J Clin Pathol. - 2004. - Vol. 57. - N. 10. - P. 1009 - 1014.

147. Gruberetal., 2012

148. Gustafsson M.V., Zheng X., Pereira T. et al. Hypoxia requires notch signaling to maintain the undifferentiated cell state.// Dev Cell. - 2005. - Vol. 9. - N. 5. - P. 617 -628.

149. Guerrero-Esteo M., Lastres P., Letamendia A. et al. Endoglin overexpression modulates cellular morphology, migration, and adhesion of mouse fibroblasts.// Eur J Cell Biol. - 1999. - Vol. 78. N. 9. P. 614 - 623.

150. Han J., Sidhu K. Embryonic stem cell extracts: use in differentiation and reprogramming.// Regen Med. - 2011. - Vol. 6. - N. 2. - P. 215 - 227.

151. Haasters F., Prall W.C., Anz D. et al. Morphological and immunocytochemical characteristics indicate the yield of early progenitors and represent a quality control for human mesenchymal stem cell culturing.// J Anat. - 2009. - Vol. 214. - N. 5. - P. 759 -767.

152. Halvorsen Y.C., Wilkison W.O., Gimble J.M. Adipose-derived stromal cells— their utility and potential in bone formation.// Int J Obes Relat Metab Disord. - 2000. -Vol. 24. N. 4.-P. 41-44.

153. Halvorsen Y.D., Franklin D., Bond A.L. et al. Extracellular matrix mineralization and osteoblast gene expression by human adipose tissue-derived stromal cells.// Tissue Eng. - 2001. - Vol. 7. - N. 6. - P. 729 - 741.

154. Harman D. Aging: a theory based on free radical and radiation chemistry.// J. Gerontol. - 1956. - Vol. 11. - P. 298 - 300.

155. Hayflick L., Moorhead A.D. The serial cultivation of human diploid cell strains.// Exp Cell Res. - 1961.-N. 25.-P. 585-621.

156. Hauner H, Rohrig K, Spelleken M. et al. Development of insulin-responsive glucose uptake and GLUT4 expression in differentiating human adipocyte precursor cells.// Int J Obes Relat Metab Disord. - 1998. - Vol. 22. -N. 5. - P. 448 - 453.

157. Herzog E.L., Chai L. and Krause D.S. Plasticity of marrow-derived stem cells.// Blood - 2003. - Vol. 102. - P. 3483 - 3493.

158. Helder M.N., Knippenberg M., Klein-Nulend J. et al. Stem cells from adipose tissue allow challenging new concepts for regenerative medicine.// Tissue Eng. - 2007. -Vol. 13.-N. 8.-P. 1799- 1808.

159. Heinrich P.C., Behrmann I., Müller-Newen G. et al. Interleukin-6-type cytokine signalling through the gpl30/Jak/STAT pathway.// Biochem J. - 1998. - Vol. 334. - N. Pt 2. - P. 297-314.

160. Hemphill J.C., Smith W.S., Sonne D.C. et al. Relationship between brain tissue oxygen tension and CT perfusion: Feasibility and initial results.// Am J Neuroradiol. -2005. - Vol. 26. - P. 1095 - 1100.

161. Herrmann J.L., Wang Y., Abarbanell A.M. et al. Preconditioning mesenchymal stem cells with transforming growth factor-alpha improves mesenchymal stem cellmediated cardioprotection// Shock. - 2010. - Vol. 33. - P. 24 - 30.

162. Hicks M., Hing A., Gao L. et al. Organ preservation.// Methods Mol. Biol. - 2006. -Vol. 333.-P. 331 -374.

163. Higuera G., Schop D., Janssen F. Quantifying in vitro growth and metabolism kinetics of human mesenchymal stem cells using a mathematical model.// Tissue Eng Part A. - 2009. - Vol. 15. - N. 9. - P. 2653 - 2563.

164. Hirsch D.S., Pirone D.M., Burbelo P.D. A new family of Cdc42 effector proteins, CEPs, function in fibroblast and epithelial cell shape changes.// J Biol Chem. - 2001. -Vol. 276. -N. 2. - P. 875 - 883.

165. Houghton J., Stoicov C., Nomura S., Rogers A.B., Carlson J., Li H., Cai X., Fox J.G., Goldenring, J. R. and Wang, T. C. Gastric cancer originating from bone marrow-derived cells.// Science. - 2004. - Vol. 306. - P. 1568-1571.

166. Horwitz E.M., Le Blanc K., Dominici M. et al. Clarification of the nomenclature for MSC: The international society for cellular therapy position statement.// Cytotherapy. - 2005. - Vol. 7. - N. 5. - P. 393 - 395.

167. Howson K.M., Aplin A.C., Gelati M. et al. The postnatal rat aorta contains pericyte progenitor cells that form spheroidal colonies in suspension culture.// Am J Physiol Cell Physiol. - 2005. - Vol. 289. - N. 6. - C. 1396 - 1407.

168. Ho A.D., Wagner W., Franke W. Heterogeneity of mesenchymal stromal cell preparations.// Cytotherapy. - 2008. - Vol. 10. - N. 4. - P. 320 - 330.

169. Ho A.D., Wagner W., Mahlknecht U. Stem cells and ageing. The potential of stem cells to overcome age-related deteriorations of the body in regenerative medicine.// EMBO Rep. - 2005. - N. 6. - P. 35 - 38.

170. Huang S., Wang S., Bian C. et al. Upregulation of miR-22 promotes osteogenic differentiation and inhibits adipogenic differentiation of human adipose tissue-derived

mesenchymal stem cells by repressing HDAC6 protein expression.// Stem Cells Dev. -2012.-Vol. 21.-N. 13.-P.2531 -2540.

171. Hung S.P., Ho J.H., Shih Y.R. et al. Hypoxia promotes proliferation and osteogenic differentiation potentials of human mesenchymal stem cells.// J Orthop Res. -2012. - Vol. 30. - N. 2. - P. 260 - 266.

172. Iida K., Takeda-Kawaguchi T., Tezuka Y. et al. Hypoxia enhances colony formation and proliferation but inhibits differentiation of human dental pulp cells.// Arch. Oral Biology. - 2010. - Vol. 55. - N. 9. - P. 648 - 654.

173. Irwin R., LaPres J.J., Kinser S. et al. Prolyl-hydroxylase inhibition and HIF activation in osteoblasts promotes an adipocytic phenotype.// J Cell Biochem. - 2007. -Vol. 100.-P. 762-772.

174. Iyer A.K., Tran K.T., Borysenko C.W. Tenascin cytotactin epidermal growth factor-like repeat binds epidermal growth factor receptor with low affinity.// J Cell Physiol. - 2007. - Vol. 211.-P. 748-758.

175. Javazon E.H., Colter D.C., Schwarz E.J. et al. Rat marrow stromal cells are more sensitive to plating density and expand more rapidly from single-cell-derived colonies than human marrow stromal cells.// Stem Cells. - 2001. - Vol. 19. - N. 3. - P. 219 - 225.

176. Jeffrey PD, Tong L, Pavletich NP. Structural basis of inhibition of CDK-cyclin complexes by INK4 inhibitors.// Genes Dev. - 2000. - Vol. 14. - N. 24. - P. 3115 -3125.

177. Jewell U.R., Gassmann M. Mammalian gene expression in hypoxic conditions.// Zoology.-2001.-Vol. 104.-N. 3-4.-P. 192- 197.

178. Jiang X.X., Zhang Y., Li X.S. et al. Osteoblasts derived from mesenchymal stem cells harbor immunoregulatory effect.// Zhongguo Shi Yan Xue Ye Xue Za Zhi. - 2005. -Vol. 13.-N. l.-P. 50-53.

179. Jiang B.H., Semenza G.L., Bauer C. et al. Hypoxia-inducible factor 1 levels vary exponentially over a physiologically relevant range of 02 tension.// Am J Physiol Cell Physiol. - 1996. - Vol. 271. -N. 4. - P. C. 1172 - 1180.

180. Shen J.F., Sugawara A., Yamashita J. et al. Dedifferentiated fat cells: an alternative source of adult multipotent cells from the adipose tissues.// Int J Oral Sci. -2011.-Vol. 3. - N. 3.-P. 117-124.

181. Jones D.P. Extracellular redox state: refining the definition of oxidative stress in aging.// Rejuvenation Res. - 2006. - Vol. 9. - P. 169 - 181.

182. Jones D.P. Radical-free biology of oxidative stress.// Amer. J. Physiol. Cell Physiol. - 2008. - Vol. 295. - P. 849 - 868.

183. Joberty G., Petersen C., Gao L. et al. The cell-polarity protein Par6 links Par3 and atypical protein kinase C to Cdc42.// Nat Cell Biol. - 2000. - Vol. 2. - N. 8. - P. 531 -539.

184. Jungermann K., Kietzmann T. Role of oxygen in the zonation of carbohydrate metabolism and gene expression in liver.// Kidney Int. - 1997. - Vol. 51. - P. 402 - 412.

185. Kang S.K., Putnam L.A., Ylostalo J. Neurogenesis of Rhesus adipose stromal cells.// J. Cell Sci. - 2004. - N. 117. - P. 4289 - 4299.

186. Kang Y.J., Jeon E.S., Song H.Y. et al. Role of c-Jun N-terminal kinase in the PDGF-induced proliferation and migration of human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells.// J Cell Biochem. - 2005. N. 95. - P. 1135 - 1145.

187. Kaelin W.G., Ratcliffe P.J. Oxygen sensing by metazoans: the central role of the HIF hydroxylase pathway.// Mol Cell. - 2008. - Vol. 30. -N. 4. - P. 393 - 402.

188. Kanichai M., Ferguson D., Prendergast P.J. et al. Hypoxia promotes chondrogenesis in rat mesenchymal stem cells: a role for AKT and hypoxia-inducible factor (HIF)-1 alpha.// J Cell Physiol. - 2008. - Vol. 216. -N. 3. - P. 708 - 715.

189. Karnieli O., Izhar-Prato Y., Bulvik S. et al. Generation of insulin-producing cells from human bone marrow mesenchymal stem cells by genetic manipulation.// Stem Cells. - 2007. -N. 25. P. - 2837 - 2844.

190. Katz A.J., Tholpady A., Tholpady S.S. et al. Cell surface and transcriptional characterization of human adipose-derived adherent stromal (hADAS) cells // Stem Cells. 2005. Vol. 23. -N.3. - P. 412-423.

191. Kelly KA, Gimble JM. 1,25-Dihydroxy vitamin D3 inhibits adipocyte differentiation and gene expression in murine bone marrow stromal cell clones and primary cultures.// Endocrinology. - 1998. - Vol. 139. - N. 5. - P. 2622 - 2628.

192. Khan W.S., Adesida A.B., Hardingham T.E. Hypoxic conditions increase hypoxia-inducible transcription factor 2alpha and enhance chondrogenesis in stem cells from the infrapatellar fat pad of osteoarthritis patients.// Arthritis Res Ther. - 2007. -Vol. 9.-N. 3.-P. 55.

193. Kim Y., Kim H., Cho H. et al. Direct comparison of human mesenchymal stem cells derived from adipose tissues and bone marrow in mediating neovascularization in response to vascular ischemia.// Cell Physiol Biochem. - 2007. - Vol. 20. - N. 6. - P. 867 - 876.

194. Kishimoto T.K., Springer T.A. Human leukocyte adhesion deficiency: molecular basis for a defective immune response to infections of the skin.// Curr Probl Dermatol. -1989. -N. 18. - P. 106-115.

195. Knight D.M., Chapman A.B., Navre M. et al. Requirements for triggering of adipocyte differentiation by glucocorticoids and indomethacin.// Mol Endocrinol. - 1987. -Vol. l.-N. l.-P. 36-43.

196. Kotha J., Longhurst C., Appling W. et al. Tetraspanin CD9 regulates beta 1 integrin activation and enhances cell motility to fibronectin via a PI-3 kinase-dependent pathway.//Exp Cell Res. - 2008. - Vol. 314.-N. 8.-P. 1811 - 1822.

197. Kolesnikova T.V., Stipp C.S., Rao R.M. et al. EWI-2 modulates lymphocyte integrin alpha4betal functions.// Blood. - 2004. - Vol. 103. -N. 8. - P. 3013 - 3019.

198. Kopen G.C., Prockop D.J. and Phinney D.G. Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brains.// Proc. Natl. Acad. Sei. USA - 1999. - Vol. 96. - P. 1071110716.

199. Kobayashi S., Zimmermann H., Millhorn D.E. Chronic hypoxia enhances adenosine release in rat PC 12 cells by altering adenosine metabolism and membrane transport.// J Neurochem. - 2000. - Vol. 74. - P. 621 - 632.

200. Kratchmarova I., Blagoev B., Haack-Sorensen M. et al. Mechanism of divergent growth factor eff ects in mesenchymal stem cell differentiation.// Science. - 2005. - N. 308.-P. 1472- 1477.

201. Krampera M., Pasini A., Rigo A. et al. HB-EGF/HER-1 signaling in bone marrow mesenchymal stem cells: inducing cell expansion and reversibly preventing multilineage differentiation.//Blood. - 2005. -N. 106. - P. 59 - 66.

202. Krausgrill B., Vantler M., Burst V. et al. Infi uence of cell treatment with PDGF-BB and reperfusion on cardiac persistence of mononuclear and mesenchymal bone marrow cells after transplantation into acute myocardial infarction in rats.// Cell Transplant. - 2009. - Vol. 18. - P. 847 - 853.

203. Kunz M, Ibrahim SM. Molecular responses to hypoxia in tumor cells.// Mol Cancer. - 2003. - Vol. 2. - P. 23.

204. Laderoute KR, Webster KA. Hypoxia/reoxygenation stimulates Jun kinase activity through redox signaling in cardiac myocytes.// Circ Res. - 1997. - Vol. 80.- N. 3. -P. 336-344.

205. LaVan F.B., Hunt T.K. Oxygen and wound healing.// Clin. Plast. Surg. - 1990. -Vol. 17.-P. 463 -472.

206. Lavorgna A, Harhaj EW. An RNA interference screen identifies the Deubiquitinase STAMBPL1 as a critical regulator of human T-cell leukemia virus type 1 tax nuclear export and NF-kB activation.// J Virol. - 2012. - Vol. 86. - N. 6. - P. 3357 -3369.

207. Lavrentieva A., Majore I., Kasper C. et al. Effects of hypoxic culture conditions on umbilical cord-derived human mesenchymal stem cells.// Cell Commun Signal. -2010.-Vol. 8.-P. 18.

208. Lee J.A., Parrett B.M., Conejero J.A. et al. Biological alchemy: Engineering bone and fat from fat-derived stem cells.// Ann Plast Surg. - 2003. - Vol. 50. - P. 610 - 617.

209. Lee R.H., Kim B., Choi I. et al. Characterization and expression analysis of mesenchymal stem cells from human bone marrow and adipose tissue // Cell Physiol Biochem. - 2004. - Vol. 14.-N.4-6. - P. 311-324.

210. Lee J.H., Rhie J.W., Oh D.Y. at al. Osteogenic differentiation of human adipose tissue-derived stromal cells (hascs) in a porous threedimensional scaffold.// Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2008. - N. 370. - P. 456 - 460.

211. Lee S.J., Kang S.W., Do H.J. et al. Enhancement of bone regeneration by gene delivery of bmp2/runx2 bicistronic vector into adipose-derived stromal cells.// Biomaterials-2010. - N. 31.-P. 5652-5659.

212. Lee J., Roh K.B., Kim S.C. et al. Soy peptide-induced stem cell proliferation: involvement of ERK and TGF-pl.// J Nutr Biochem. - 2012. - Vol. 23. - N. 10. - P. 1341 - 1351.

213. Ledoux S., Runembert I., Koumanov K. et al. Hypoxia enhances Ecto-5'-Nucleotidase activity and cell surface expression in endothelial cells: role of membrane lipids.// Circ Res. - 2003. -Vol. 92. -N. 8. - P. 848 - 855.

214. Lehmann JM, Lenhard JM, Oliver BB. Et al. Peroxisome proliferator-activated receptors alpha and gamma are activated by indomethacin and other non-steroidal antiinflammatory drugs.// J Biol Chem. - 1997. - Vol. 272. -N. 6. - P. 3406 - 3410.

215. Lecka-Czernik B., Moerman E.J., Grant D.F. et al. Divergent effects of selective peroxisome proliferator-activated receptor-gamma 2 ligands on adipocyte versus osteoblast differentiation.// Endocrinology. - 2002. - Vol. 143. - N. 6. - P. 2376 - 2384.

216. Lin Q., Lee Y. J., Yun Z. Differentiation arrest by hypoxia.// The Journal of Biological Chemistry. - 2006. - Vol. 281. -N. 31. - P. 30678 - 30683.

217. Lin G., Garcia M., Ning H. et al. Defining stem and progenitor cells within adipose tissue.// Stem Cells and Development. - 2008. - Vol. 17. - N. 6. - P. 1053 -1063.

218. Liu J.H., Wei S., Burnette P.K. et al. Functional association of TGF-beta receptor II with cyclin B.// Oncogene. - 1999. - Vol. 18. - N. 1. - P. 269 - 275.

219. Liu Q, Cen L, Zhou H. et al. The role of ERK signaling pathway in osteogenic differentiation of human adipose-derived stem cells and in adipogenic transition initiated by dexamethasone.// Tissue Eng Part A. - 2009. - Vol. 15. - P. 3487 - 3497.

220. Liu Y.S., Lu Y., Liu W. et al. Connective tissue growth factor is a downstream mediator for preptin-induced proliferation and differentiation in human osteoblasts.// Amino Acids. - 2010. - Vol. 38. - N. 3. - P. 763 - 739.

221. Lou J., Xu F., Merkel K. et al. Gene therapy: adenovirus-mediated human bone morphogenetic protein-2 gene transfer induces mesenchymal progenitor cell proliferation and differentiation in vitro and bone formation in vivo.// J Orthop Res. - 1999. - N. 17. -P. 43-50.

222. Lu P., Blesch A., Tuszynski M.H: Induction of bone marrow stromal cells to neurons: differentiation, transdifferentiation, or artifact?// J. Neurosci Res. - 2004. - N. 77. - P. 174-191.

223. Mafi R., Hindocha S., Mafi P. et al.. Sources of adult mesenchymal stem cells applicable for musculoskeletal applications - a systematic review of the literature.// Open Orthop J. - 2011. - Vol. 5. - N. 2. - P. 242 - 248.

224. Maienschein V, Zimmermann H. Immunocytochemical localization of ecto-5'-nucleotidase in cultures of cerebellar granule cells.// Neuroscience. - 1996. - Vol. 70. -N. 2.-P. 429-438.

225. Mackay F., Silveira P.A. and Brink R. B cells and the BAFF/APRIL axis: fast-forward on autoimmunity and signaling.// Curr Opin Immunol. - 2007. - Vol. 19. - N. 3. -P. 327-336.

226. Matsumoto S., Utsumi H., Aravalluvan T. et al. Influence of proton T1 on oxymetry using Overhauser enhanced magnetic resonance imaging.// Magn Reson Med. -2005.-Vol. 54.-N. 1. - P. 213 - 217.

227. Majmundar A.J., Wong W.J., Simon M.C. Hypoxia-inducible factors and the response to hypoxic stress.// Mol Cell. - 2010. - Vol. 40. - N. 2. - P. 294 - 309.

228. Majmundar A.J., Skuli N., Mesquita R.C. et al. 0(2) regulates skeletal muscle progenitor differentiation through phosphatidylinositol 3-kinase/AKT signaling.// Mol Cell Biol. - 2012. - Vol. 32. - N. 1. - P. 36 - 49.

229. Maumus M., Sengenes C., Decaunes P. Evidence of in situ proliferation of adult adipose tissue-derived progenitor cells: influence of fat mass microenvironment and growth.// J Clin Endocrinol Metab. - 2008. - Vol. 93, - N. 10. - P. 4098 - 4106.

230. Markway B.D., Tan G.K., Brooke G. et al. Enhanced chondrogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in low oxygen environment micropellet cultures.// Cell Transplant. - 2010. - Vol. 19. - N. 1. - P. 29 - 42.

231. Matsumoto K., Moriuchi T., Koji T. et al. Molecular cloning of cDNA coding for rat proliferating cell nuclear antigen (PCNA)/cyclin.// EMBO J. - 1987. - Vol. 6. - N. 3. -P. 637-642.

232. Martinsson-Ahlzen HS, Liberal V, Griinenfelder B. et al. Cyclin-dependent kinase-associated proteins Cksl and Cks2 are essential during early embryogenesis and for cell cycle progression in somatic cells.// Mol Cell Biol. - 2008. -Vol. 28. - N. 18. - p. 5698 - 5709.

233. McKay R. Stem cells in the central nervous system. // Science. - 1997. - Vol. 276.-P. 66-71.

234. Mezey E., Chandross K.J., Harta G., Maki R.A. and McKercher S.R. Turning blood into brain: cells bearing neuronal antigens generated in vivo from bone marrow.// Science. - 2000. - Vol. 290. - P. 1779 - 1782.

235. Mesimaki K, Lindroos B, Tornwall J. et al. Novel maxillary reconstruction with ectopic bone formation by GMP adipose stem cells.// Int J Oral Maxillofac Surg. - 2009. - Vol. 38. - N. 3. - P. 201 - 209.

236. Miyake M., Koyama M., Seno M. et al. Identification of the motility-related protein (MRP-1), recognized by monoclonal antibody M31-15, which inhibits cell motility.//J. Exp. Med. -1991,-N. 174.-P. 1347- 1354.

237. Mik E.G., Van Leeuwen T.G., Raat N.J. et. al. Quantitative determination of localized tissue oxygen concentration in vivo by two-photon excitation phosphorescence lifetime measurements.// J Appl Physiol. - 2004. - Vol. 97. - P. 1962 - 1969.

238. Mizuno H. Adipose-derived stem cells for tissue repair and regeneration: ten years of research and literature review.// J Nippon Med Sch. - 2009. Vol. 76. - P. 56 - 66.

239. Mlodzik K., Loffing J., Le Hir M. et al. Ecto-5'-nucleotidase is expressed by pericytes and fibroblasts in the rat heart.// Histochem Cell Biol. - 1995. - Vol. 103. - N. 3.-P. 227-236.

240. Moon M.H., Kim S.Y., Kim Y.J. et al. Human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells improve postnatal neovascularization in a mouse model of hindlimb ischemia.// Cell Physiol Biochem. - 2006. - Vol. 17. - N. 5-6. - P. 279 - 290.

241. Morikawa S., Mabuchi Y., Kubota Y., Nagai Y., Niibe K., Hiratsu E., et al. Prospective identification, isolation, and systemic transplantation of multipotent mesenchymal stem cells in murine bone marrow.// The Journal of Experimental Medicine. - 2009. - Vol. 206. - N. 11. - P. 2483 - 2496.

242. Moussavi-Harami F., Duwayri Y., Martin J.A. et al. Oxygen effects on senescence in chondrocytes and mesenchymal stem cells: consequences for tissue engineering.// Iowa Orthop J. - 2004. - Vol. 24. - P. 15 - 20.

243. Murayama Y., Shinomura Y., Oritani K. et al. The tetraspanin CD9 modulates epidermal growth factor receptor signaling in cancer cells.// J Cell Physiol. - 2008. - Vol. 216. N. l.-P. 135- 143.

244. Mylotte L.A., Duffy A.M., Murphy M. et al. Metabolic flexibility permits mesenchymal stem cell survival in an ischemic environment.// Stem Cells. - 2008. - Vol. 26.-N. 5.-P. 1325- 1336.

245. Nardi N.B. and da Silva Meirelles L. Mesenchymal stem cells: isolation, in vitro expansion and characterization.// Handb. Exp. Pharmacol. - 2006. - Vol. 174. - P. 249 -282.

246. Natsuizaka M, Naganuma S, Kagawa S. et al. Hypoxia induces IGFBP3 in esophageal squamous cancer cells through HIF-la-mediated mRNA transcription and continuous protein synthesis.// FASEB J. - 2012. - Vol. 26. - N. 6. - P. 2620 - 2630.

247. Nemoto E., Kunii R., Tada H. et al. Expression of CD73/ecto-5'-nucleotidase on human gingival fibroblasts and contribution to the inhibition of interleukin-1 alpha-induced granulocyte-macrophage colony stimulating factor production.// J Periodontal Res.-2004.-Vol. 39.-N. l.-P. 10- 19.

248. Neuss S., Becher E., Woltje M. et al. Functional expression of HGF and HGF receptor/c-met in adult human mesenchymal stem cells suggests a role in cell mobilization, tissue repair, and wound healing.// Stem Cells. - 2004. - N. 22. - P. 405 -414.

249. Ng F., Boucher S., Koh S. et al. PDGF, TGF-p, and FGF signaling is important for differentiation and growth of mesenchymal stem cells (MSCs): transcriptional profiling can identify markers and signaling pathways important in differentiation of MSCs into adipogenic, chondrogenic, and osteogenic lineages.// Blood. - 2008. - N. 112. -P. 295-307.

250. Nicolaije C., Koedam M., van Leeuwen J.P. Decreased oxygen tension lowers reactive oxygen species and apoptosis and inhibits osteoblast matrix mineralization through changes in early osteoblast differentiation.// J Cell Physiol. - 2012. - Vol. 227. -N.4.-P. 1309- 1318.

251. Nobusue H, Endo T, Kano K. Establishment of a preadipocyte cell line derived from mature adipocytes of GFP transgenic mice and formation of adipose tissue.// Cell Tissue Res. - 2008. - Vol. 332. - N. 3. -P. 435 - 446.

252. Ogawa T., Akazawa T., Tabata Y. In vitro proliferation and chondrogenic differentiation of rat bone marrow stem cells cultured with gelatin hydrogel microspheres for TGF-|31 release.// J Biomater Sci Polym Ed. - 2010. - N. 21. - P. 609 - 621.

253. Ontiveros C, Irwin R, Wiseman RW. et al. Hypoxia suppresses runx2 independent of modeled microgravity.// J Cell Physiol. - 2004. - Vol. 200. - N. 2. - P. 169 - 176.

254. Orlic D., Kajstura J., Chimenti S., Jakoniuk I., Anderson S.M., Li B., Pickel J., McKay R., Nadal-Ginard B., Bodine D.M. et al. Bone marrow cells regenerate infarcted myocardium.// Nature. - 2001. - Vol. 410. - P. 701-705.

255. Owens G.K. Regulation of differentiation of vascular smooth muscle cells.// Physiol. Rev. - 1995. - Vol. 75. - P. 487 - 517.

256. Papandreou I., Cairns R.A., Fontana L. HIF-1 mediates adaptation to hypoxia by actively downregulating mitochondrial oxygen consumption.// Cell Metab. - 2006. - Vol. 3. - N. 3.-P. 187- 197.

257. Park J.H., Park B.H., Kim H.K. et al. Hypoxia decreases Runx2/Cbfal expression in human osteoblast-like cells.// Mol Cell Endocrinol. - 2002. - Vol. 192. - P. 197 - 203.

258. Passer B.J., Pellegrini L., Vito P. et al. Interaction of Alzheimer's presenilin-1 and presenilin-2 with Bcl-X(L). A potential role in modulating the threshold of cell death.// J Biol Chem. - 1999. - Vol. 274. - N. 34. P. 24007 - 24013.

259. Pattappa G., Heywood H.K., de Bruijn J.D. et al. The metabolism of human mesenchymal stem cells during proliferation and differentiation.// J Cell Physiol. - 2011. -Vol. 226.-N. 10.-P. 2562 -2570.

260. Pestonjamasp K.N., Pope R.K., Wulfkuhle J.D. Supervillin (p205): A novel membrane-associated, F-actin-binding protein in the villin/gelsolin superfamily.// J Cell Biol. - 1997. - Vol. 139. - N. 5. - P. 1255 - 1269.

261. Pelaia G., Gallelli L., D'Agostino B. et al. Effects of TGF-beta and glucocorticoids on map kinase phosphorylation, IL-6/IL-11 secretion and cell proliferation in primary cultures of human lung fibroblasts.// J Cell Physiol. - 2007. -Vol. 210. - N. 2. - P. 489 - 497.

262. Planat-Benard V., Silvestre J.S., Cousin B. et al. Plasticity of human adipose lineage cells toward endothelial cells: physiological and therapeutic perspectives. // Circulation. 2004. - Vol. 109. - P. 656 - 663.

263. Pober J.S., Gimbrone M.A. Jr., Lapierre L.A. et al. Overlapping patterns of activation of human endothelial cells by interleukin 1, tumor necrosis factor, and immune interferon.// J Immunol. - 1986. - Vol. 137. -N. 6. - P. 1893 - 1896.

264. Petersen B.E., Bowen W.C., Patrene K.D., Mars W.M., Sullivan A.K., Murase N., Boggs S.S., Greenberger J.S. and Goff J.P. Bone marrow as a potential source of hepatic oval cells.// Science - 1999. - Vol. 284. - P. 1168 - 1170.

265. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C. et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells.// Science. - 1999. - Vol. 284. - P. 143-147.

266. Pilgaard L., Lund P., Duroux M. et al. Effect of oxygen concentration, culture format and donor variability on in vitro chondrogenesis of human adipose tissue-derived stem cells.// Regen Med. - 2009. - Vol. 4. - N. 4. - P. 539 - 548.

267. Planelles L., Medema J.P., Hahne M. et al. The expanding role of APRIL in cancer and immunity.// Curr. Mol Med. - 2008. - Vol. 8. - N. 8. - P. 829 - 844.

268. Pochampally R. Colony forming unit assays for MSCs.// Methods Mol Biol. -2008.-Vol. 449.-P. 83-91.

269. Pons J., Huang Y., Arakawa-Hoyt J. et al. VEGF improves survival of mesenchymal stem cells in infarcted hearts.// Biochem Biophys Res Commun. - 2008. -N. 376.-P. 419-422.

270. Pons J., Huang Y., Takagawa J. et al. Combining angiogenic gene and stem cell therapies for myocardial infarction.// J Gene Med. - 2009. - Vol. 11. - N. 9. - P. 743 -753.

271. Potier E., Ferreira E., Meunier A. et al. Prolonged hypoxia concomitant with serum deprivation induces massive human mesenchymal stem cell death.// Tissue Eng. -2007.-Vol. 13.-N. 6.-P. 1325 - 1331.

272. Prockop D.J. Marrow stromal cells as stem cells for nonhematopoietic tissues.// Science. - 1997. - Vol. 276. - P. 71 - 74.

273. Prockop D.J., Sekiya I., Colter D.C. Isolation and characterization of rapidly self-renewing stem cells from cultures of human marrow stromal cells.// Cytotherapy. - 2001. -Vol. 3. - N. 5.-C. 393-396.

274. Prockop D.J. Further proof of the plasticity of adult stem cells and their role in tissue repair.// J Cell Biol. - 2003. - Vol. 160. -N. 6. - P. 807 - 809.

275. Puntschart A., Wey E., Jostarndt K. et al. Expression of fos and jun genes in human skeletal muscle after exercise.// Am J Physiol. - 1998. - Vol. 274. - N. 1 Pt 1. -P. 129- 137.

276. Qanungo S., Wang M., Nieminen A.L. N-acetyl-L-cysteine enhances apoptosis through inhibition of nuclear factor-icB in hypoxic murine embryonic fibroblasts.// The Journal of Biological Chemistry. - 2004. - Vol. 279. - N. 48. - P. 50455 - 50464.

277. Raheja L.F., Genetos D.C., Wong A. Hypoxic regulation of mesenchymal stem cell migration: the role of RhoA and HIF-la.// Cell Biol Int. - 2011. - Vol. 35. - N. 10. -P. 981 -989.

278. Rajaraman R., Guernsey D.L., Rajaraman M.M. et al. Stem cells, senescence, neosis and self-renewal in cancer.// Cancer Cell Int. - 2006 -N. 6. - P. 25.

279. Ravitz M.J., Yan S., Herr K.D. et al. Transforming growth factor beta-induced activation of cyclin E-cdk2 kinase and down-regulation of p27Kipl in C3H 10T1/2 mouse fibroblasts.// Cancer Res. - 1995. - Vol. 55. - N. 7. - P. 1413 - 1416.

280. Ray R., Chen G., Vande Velde C. et al. BNIP3 heterodimerizes with Bcl-2/Bcl-X(L) and induces cell death independent of a Bcl-2 homology 3 (BH3) domain at both mitochondrial and nonmitochondrial sites.// J Biol Chem. - 2000. - 275. - N. 2. - P. 1439- 1448.

281. Rege T.A., Hagood J.S. Thy-1, a versatile modulator of signaling affecting cellular adhesion, proliferation, survival, and cytokine/growth factor responses.// Biochim Biophys Acta. - 2006. - Vol. 1763. -N. 10, P. 991 - 999.

282. Rehman J., Traktuev D., Li J. et al. Secretion of angiogenic and antiapoptotic factors by human adipose stromal cells.// Circulation. - 2004. - Vol. 109. - N. 10. - P. 1292- 1298.

283. Ren H., Cao Y., Zhao Q. et al. Proliferation and differentiation of bone marrow stromal cells under hypoxic conditions.// Biochemical and Biophysical Research Communications. - 2006. - Vol. 347. - N. 1. - P. 12 - 21.

284. Richardson R.L., Hausman G.J. and Campion D.R. Response of pericytes to thermal lesion in the inguinal fat pad of 10-day-old rats.// Acta Anat. Basel. - 1982. -Vol. 114.-P. 41-57.

285. Rogers I., Casper R.F. Umbilical cord blood stem cells.// Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. - 2004. - Vol.18. -N. 6. - P. 893 - 908.

286. Rubinstein E., Le Naour F., Lagaudriere-Gesbert C. et al. CD9, CD63, CD81, and CD82 are components of a surface tetraspan network connected to HLA-DR and VLA integrins.// Eur J Immunol. - 1996. - Vol. 26. -N. 11. - P. 2657 - 2665.

287. Sato Y., Araki H., Kato J., Nakamura K., Kawano Y., Kobune M., Sato T., Miyanishi K., Takayama T., Takahashi M. et al. Human mesenchymal stem cells

xenografted directly to rat liver are differentiated into human hepatocytes without fusion.// Blood - 2005. - Vol. 106. - P. 756-763.

288. Safwani W.K., Makpol S., Sathapan S. et al. The impact of long-term in vitro expansion on the senescence-associated markers of human adipose-derived stem cells.// Appl Biochem Biotechnol. - 2012. - Vol. 166.-N. 8. - P. 2101 - 2113.

289. Safford K.M., Safford S.D., Gimble J.M. et al. Characterization of neuronal/glial differentiation of murine adipose-derived adult stromal cells.// Exp. Neurol. - 2004. - N. 187. - P. 319-328.

290. Salim A., Nacamuli R.P., Morgan E.F. et al. Transient Changes in Oxygen Tension Inhibit Osteogenic Differentiation and Ruwc2 Expression in Osteoblasts.// The Journal of biological chemistry. - 2004,- Vol. 279. - N. 38. - P. 40007 - 40016.

291. Schipani E., Ryan H.E., Didrickson S. et al. Hypoxia in cartilage: HIF-lalpha is essential for chondrocyte growth arrest and survival.// Genes Dev. - 2001. - Vol. 15. -N. 21.-P. 2865-2876.

292. Schop D., Janssen F.W., van Rijn L.D. et al. Growth, metabolism, and growth inhibitors of mesenchymal stem cells.// Tissue Eng Part A. - 2009. - Vol. 15. - N. 8. - P. 1877- 1886.

293. Schoneich C. Protein modification in aging: an update.// Exp.Gerontol. - 2006. -Vol. 41.-P. 807-812.

294. Scott PH, Paul A, Belham CM. et al. Hypoxic stimulation of the stress-activated protein kinases in pulmonary artery fibroblasts.// Am J Respir Crit Care Med. - 1998. -Vol. 158.-N. 3.-P. 958-962.

295. Schlondorff D. The glomerular mesangial cell: an expanding role for a specialized pericyte.// FASEB J. - 1987. - Vol. 1. - P. 272 - 281.

296. Shi S. and Gronthos S. Perivascular niche of postnatal mesenchymal stem cells in human bone marrow and dental pulp.// J. Bone Miner. Res. - 2003. - Vol. 18. - P. 696 -704.

297. Shintani S., Murohara T., Ikeda H., Ueno T., Honma T., Katoh A., Sasaki K., Shimada T., Oike Y. and Imaizumi T. Mobilization of endothelial progenitor cells in patients with acute myocardial infarction.// Circulation - 2001. - Vol. 103. - P. 2776 -2779.

298. Shao X.X., Hutmacher D.W., Ho S.T. et al. Evaluation of a hybrid scaffold/cell construct in repair of high-load-bearing osteochondral defects in rabbits.// Biomaterials. -2006.-N. 27.-P. 1071 - 1080.

299. Semenov O.V., Koestenbauer S., Riegel M. et al. Multipotent mesenchymal stem cells from human placenta: critical parameters for isolation and maintenance of sternness after isolation.// Am J Obstet Gynecol. - 2010. - Vol. 202. - N. 2. - P. 193.

300. Semenza G. L. HIF-1 and human disease: one highly involved factor.// Genes and development. - 2000. - Vol. 14. - P. 1983 - 1991.

301. Semenza G.L. Oxygen homeostasis.// Syst Biol Med. - 2010. - Vol. 2. - P. 336 -361.

302. Synnestvedt K., Furuta G.T., Comerford K.M. et al. Ecto-5'-nucleotidase (CD73) regulation by hypoxia-inducible factor-1 mediates permeability changes in intestinal epithelia.// J Clin Invest. - 2002. - Vol. 110. - N. 7. - P. 993 - 1002.

303. Slack J.M. Stem cells in epithelial tissues.// Science. - 2000. - Vol. 287. - P. 1431-1433.

304. Song H., Song B.W., Cha M.J. et al. Modification of mesenchymal stem cells for cardiac regeneration.// Expert Opin Biol Ther. - 2010. - Vol. 10. - P. 309 - 319.

305. Stadtman E.R., Berlett B.S. Reactive oxygen-mediated protein oxidation in aging and disease.// Drug Metab. Rev. - 1998. - Vol. 30. - P. 225 - 243.

306. Staunton D.E., Dustin M.L., Springer T.A. Functional cloning of ICAM-2, a cell adhesion ligand for LFA-1 homologous to ICAM-1.//Nature. - 1989. - Vol. 339. - N. -6219.-P. 61-64.

307. Stewart A., Guan H., Yang K: BMP-3 promotes mesenchymal stem cell proliferation through the TGF-p/activin signaling pathway.// J Cell Physiol. - 2010. - N. 223.-P. 658-666.

308. Stewart A.A., Byron C.R., Pondenis H. et al. Effect of fibroblast growth factor-2 on equine mesenchymal stem cell monolayer expansion and chondrogenesis.// Am J Vet Res. - 2007. - N. 68. - P. 941 - 945.

309. Stefanovic V., Savic V., Vlahovic P. Macrophages selectively stimulate ecto-5'-nucleotidase activity of cultured mesangial cells.// Kidney Int. - 1989. - Vol. 36. - N. 2. -P. 249-256.

310. Strohmeier G.R., Lencer W.I., Patapoff T.W. et al. Surface expression, polarization, and functional significance of CD73 in human intestinal epithelia.// J Clin Invest. - 1997. - Vol. 99. - N. 11. - P. 2588 - 2601.

311. Stubbs S.L., Hsiao S.T., Peshavariya H.M. et al. Hypoxic preconditioning enhances survival of human adipose-derived stem cells and conditions endothelial cells in vitro.// Stem Cells Dev. - 2012. - Vol. 21. -N. 11. - P. 1887 - 1896.

312. Styner M, Sen B, Xie Z. et al. Indomethacin promotes adipogenesis of mesenchymal stem cells through a cyclooxygenase independent mechanism.// J Cell Biochem.-2010.-Vol. 111.-N.4.-P. 1042 - 1050.

313. Suga H., Matsumoto D., Eto H. et al. Functional implications of CD34 expression in human adipose-derived stem/progenitor cells.// Stem Cells and Development. - 2009. -Vol. 18.-N. 8.-P. 1201 - 1210.

314. Synnestvedt, Furuta, Comerford et. al. Ecto-5'-nucleotidase (CD73) regulation by hypoxia-inducible factor-1 mediates permeability changes in intestinal epithelia.// J Clin Invest. - 2002. -Vol. 110. - N. 7. - P. 993 - 1002.

315. Tallone T., Realini C., Bohmler A. et al. Adult human adipose tissue contains several types of multipotent cells.// J Cardiovasc Transl Res. - 2011. - Vol. 4. - N. 2. -P. 200-210.

316. Talens-Visconti R., Bonora A., Jover R. et al. Human mesenchymal stem cells from adipose tissue: differentiation into hepatic lineage.// Toxicol In Vitro. - 2007. - N. 21.-P. 324-329

317. Tamama K., Fan V.H., Griffith L.G. et al. Epidermal growth factor as a candidate for ex vivo expansion of bone marrow-derived mesenchymal stem cells.// Stem Cells. -2006.-N. 24.-P. 686-695.

318. Tamama K., Kawasaki H., Wells A. Epidermal growth factor (EGF) treatment on multipotential stromal cells (MSCs). Possible enhancement of therapeutic potential of MSC.// J Biomed Biotechnol. - 2010. - Article ID. 795385 - P. 10.

319. Tandara A.A., Mustoe T.A. Oxygen in wound healing - more than a nutrient.// World J. Surg. - 2004. - Vol. 28. - P. 294 - 300.

320. Terman A., Brunk U.T. Oxidative stress, accumulation of biological 'garbage', and aging.// Antioxid. Redox Signal. - 2006. - Vol. 8. - P. 197 - 204.

321. Thomas S, Reisman D. Localization of a mutant p53 response element on the tissue inhibitor of metalloproteinase-3 promoter: mutant p53 activities are distinct from wild-type.// Cancer Lett. - 2006. - 240. - N. 1. -P. 48 - 59.

322. Timper K., Seboek D., Eberhardt M. Et al. Human adipose tissue-derived mesenchymal stem cells differentiate into insulin, somatostatin, and glucagon expressing cells.// Biochem Biophys Res Commun. - 2006. -N. 341. - P. 1135 - 1140.

323. Tokunaga A., Oya T., Ishii Y. et al. PDGF receptor beta is a potent regulator of mesenchymal stromal cell function.// J Bone Miner Res. - 2008. - N. 23. - P. 1519 -1528.

324. Toma C., Pittenger M.F., Cahill K.S. et al. Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart.// Circulation. -2002.-Vol. 105.-N. l.-P. 93-98.

325. Traktuev D.O., Merfeld-Clauss S., Li J. et al. A population of multipotent CD34-positive adipose stromal cells share pericyte and mesenchymal surface markers, reside in a periendothelial location, and stabilize endothelial networks. // Circ Res. - 2008 - Vol. 4.-N. 102.-P. 77-85.

326. Tsutsumi S., Shimazu A., Miyazaki K. et al. Retention of multilineage differentiation potential of mesenchymal cells during proliferation in response to FGF.// Biochem Biophys Res Commun. - 2001. - N. 288. - P. 413 - 419.

327. Valcourt U., Gouttenoire J., Moustakas A. et al. Functions of transforming growth factor-beta family type I receptors and Smad proteins in the hypertrophic maturation and osteoblastic differentiation of chondrocytes.// J Biol Chem. - 2002. - N. 277. - P. 33545 -33558.

328. Valorani M.G., Montelatici E., Germani A. et al. Pre-eulturing human adipose tissue mesenchymal stem cells under hypoxia increases their adipogenic and osteogenic differentiation potentials.// Cell Prolif. - 2012. - Vol. 45. - N. 3. - P. 225 - 238.

329. Valorani M.G., Germani A., Otto W.R. et al. Hypoxia increases Sca-1/CD44 co-expression in murine mesenchymal stem cells and enhances their adipogenic differentiation potential.// Cell Tissue Res. - 2010. - Vol. 341. - N. 1. - P. 111 - 120.

330. Varma M.J., Breuls R.G., Schouten T.E. et al. Phenotypical and functional characterization of freshly isolated adipose tissue-derived stem cells.// Stem Cells Dev. -2007. -Vol.16. -N. l.P. 91-104.

331. Verrando P, Négrel R, Grimaldi P. et al. Differentiation of ob 17 preadipocytes to adipocytes. Triggering effects of clofenapate and indomethacin.// Biochim Biophys Acta. -1981.-Vol. 663.-N. l.-P. 255-265.

332. Wagers A.J. and Weissman I.L. Plasticity of adult stem cells.// Cell. - 2004. -Vol. 116.-P. 639-648.

333. Wagner W., Wein F., Seckinger A. et al. Comparative characteristics of mesenchymal stem cells from human bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord blood.//Exp Hematol.-2005.-Vol. 33.-N. 11.-P. 1402- 1416.

334. Wagner W, Weide U. The stem cell debate.// J. Contemp. Health Law Policy. 2006. - Vol. 22. - N. 2. - P. 409 - 412.

335. Wagner W., Horn P., Castoldi M. et al. Replicative senescence of mesenchymal stem cells: a continuous and organized process.// PLoS One. - 2008. - Vol. 3. - N. 5. - P. e2213.

336. Wagner W., Bork S., Horn P. et al. Aging and replicative senescence have related effects on human stem and progenitor cells.// PLoS One. - 2009. - Vol. 4. - N. 6. - P. e5846.

337. Wang X., Hu Q., Mansoor A. et al. Bioenergetic and functional consequences of stem cell-based VEGF delivery in pressure-overloaded swine hearts.// Am J Physiol Heart Circ Physiol. - 2006. -N. 290. - P. 1393 - 1405.

338. Wang J.A., Chen T.L., Jiang J. et al. Hypoxic preconditioning attenuates hypoxia/reoxygenation-induced apoptosis in mesenchymal stem cells.// Acta Pharmacol Sin. - 2008. - Vol. 29. - N. 1. - P. 74 - 82.

339. Wang Y., Li J., Wang Y. et al. Effects of hypoxia on osteogenic differentiation of rat bone marrow mesenchymal stem cells.// Mol Cell Biochem. - 2012. - Vol. 362. - N. 1-2.-P. 25 -33.

340. Wan C., Shao J., Gilbert S.R. et al. Role of HIF-lalpha in skeletal development.// Ann N Y Acad Sei. - 2010. - Vol. 1192. - P. 322 - 326.

341. Watt F.M., Hogan B.L. Out of Eden: stem cells and their niches.// Science. -2000. - Vol. 25. - N. 287. - P. 1427-1430.

342. Wegner A. Kinetic analysis of actin assembly suggests that tropomyosin inhibits spontaneous fragmentation of actin filaments.// J Mol Biol. - 1982. - Vol. 161. - N. 2. -P. 217-227.

343. Weissman I.L. Translating stem and progenitor cell biology to the clinic: barriers and opportunities.// Science - 2000. - Vol. 287. - P. 1442 - 1446.

344. Weijers E.M., Van Den Broek L.J., Waaijman T. et al. The influence of hypoxia and fibrinogen variants on the expansion and differentiation of adipose tissue-derived mesenchymal stem cells.// Tissue Eng Part A. - 2011. - Vol. 17. - N. 21-22. - P. 2675 -2685.

345. Wenger R.H. Cellular adaptation to hypoxia: 02-sensing protein hydroxylases, hypoxia-inducible transcription factors, and 02-regulated gene expression.// FASEB J. -2002.-Vol. 16.-N. 10.-P. 1151 - 1162.

346. Wexler S.A., Donaldson C., Denning-Kendall P., Rice C., Bradley B. and Hows J.M. Adult bone marrow is a rich source of human mesenchymal 'stem' cells but umbilical cord and mobilized adult blood are not.// Br. J. Haematol. - 2003. - Vol. 121.— P. 368-374.

347. Wiesmann A., Bühring H.J., Mentrup C. et al. Decreased CD90 expression in human mesenchymal stem cells by applying mechanical stimulation.// Head Face Med. -2006.-N. 2.-P. 8.

348. Williams IH, Polakis SE. Differentiation of 3T3-L1 fibroblasts to adipocytes. The effect of indomethacin, prostaglandin El and cyclic AMP on the process of differentiation.// Biochem Biophys Res Commun. - 1977. - Vol. 77. - N. 1. - P. 175 -186.

349. Wild J.M., Fichele S., Woodhouse N. et. al. 3D volumelocalized p02 measurement in the human lung with 3He MRI.// Magn Reson Med. - 2005. - Vol. 53. -P. 1055- 1064.

350. Witkowska-Zimny M, Walenko K. Stem cells from adipose tissue.// Cell Mol Biol Lett. - 2011. - Vol. 16. - N. 2. - P. 236 - 257.

351. Wolfrom C., Raynaud N., Maigne J. Periodic fluctuations in proliferation of SV-40 transformed human skin fibroblast lines with prolonged lifespan.// Cell Biol Toxicol. - 1994.-Vol. 10.-N. 4.-P. 247-254.

352. Woodbury D., Schwarz E.J., Prockop D.J. and Black I.B. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons.// J. Neurosci. Res. - 2000. - Vol. 61.-P. 364-370.

353. Wouters B.G., Koritzinsky M. Hypoxia signalling through mTOR and the unfolded protein response in cancer.// Nat Rev Cancer. - 2008. - Vol. 8. - N. 11. - P. 851 -864.

354. Wuchter P., Boda-Heggemann J., Straub B.K. et al. Processus and recessus adhaerentes: giant adherens cell junction systems connect and attract human mesenchymal stem cells.// Cell Tissue Res. - 2007. - Vol. 328. - N. 3. - P. 499 - 514.

355. Xiao G, Jiang D, Thomas P. et al. MAPK pathways activate and phosphorylate the osteoblast-specific transcription factor, Cbfal.// J Biol Chem. - 2000. - Vol. 275. - P. 4453-4459.

356. Xu Y., Malladi P., Chiou M. et al. In vitro expansion of adipose-derived adult stromal cells in hypoxia enhances early chondrogenesis.// Tissue Eng. - 2007. -Vol. 13. -N. 12.-P. 2981 -2993.

357. Xu Q. Stem cells and transplant arteriosclerosis.// Circ. Res. - 2008. Vol. 102. -P. 1011-1024.

358. Yagi K, Kondo D, Okazaki Y. et al. A novel preadipocyte cell line established from mouse adult mature adipocytes.// Biochem Biophys Res Commun. - 2004. - Vol. 321.-N. 4.-P. 967-974.

359. Yanada S., Ochi M., Kojima K. et al. Possibility of selection of chondrogenic progenitor cells by telomere length in FGF-2-expanded mesenchymal stromal cells.// Cell Prolif - 2006. - N. 39. - P. 575 - 584.

360. Yang D.C., Yang M.H., Tsai C.C. et al. Hypoxia inhibits osteogenesis in human mesenchymal stem cells through direct regulation of RUNX2 by TWIST.// PLoS One. -2011. - Vol. 6. - N. 9. - P. e23965.

361. Yang S., Pilgaard L., Chase L.G. et al. Defined Xenogeneic-Free and Hypoxic Environment Provides Superior Conditions for Long-Term Expansion of Human Adipose-Derived Stem Cells.// Tissue engineering: Part C. - 2012. - Vol. 18. - N. 8. - P. 593 - 602.

362. Young H.E., Steele T.A., Bray R.A. et al. Human reserve pluropotent mesenchymal stem cells are present in the connective tissues of skeletal muscle and dermis derived from fetal, adult, and geriatric donors.// Anat Rec. - 2001. - Vol. 264. -P. 51-62.

363. Yoshimura K, Suga H, Eto H. et al. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation.// Regen Med. - 2009. - Vol. 4. - N. 2/ - P. 265 - 273.

364. Yu D.Y., Cringle S.J. Retinal degeneration and local oxygen metabolism.// Exp Eye Res. - 2005. - Vol. 80. - P. 745 - 751.

365. Zachar V., Duroux M., Emmersen J. et al. Hypoxia and adipose-derived stem cell-based tissue regeneration and engineering.// Expert Opin Biol Ther. - 2011. - Vol. 11.-N. 6.-P. 775-786.

366. Zhang X., Schwarz E.M., Young D.A. et al. Cyclooxygenase-2 regulates mesenchymal cell differentiation into the osteoblast lineage and is critically involved in bone repair.// J Clin Invest. - 2002. - Vol. 109. - P. 1405 - 1415.

367. Zhang Y.E. Non-Smad pathways in TGF-ß signaling.// Cell Res. - 2009. - N. 19. -P. 128- 139.

368. Zhu W., Chen J., Cong X. et al. Hypoxia and serum deprivation-induced apoptosis in mesenchymal stem cells.// Stem Cells. - 2006. - Vol. 24. - N. 2. - P. 416 - 425.

369. Zonca M., Mancheno-Corvo P.,DelaRosa O. et al. APRIL and BAFF Proteins Increase Proliferation of Human Adipose-Derived Stem Cells Through Activation of Erkl/2 MAP Kinase.// Tissue engineering: Part A. - 2012. - Vol. 18. -N. 7-8. - P. 852 -859.

370. Zuk P.A. Stem cell research has only just begun.// Science. - 2001 - Vol.13 - N. -293(5528). P. 211-212.

371. Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P. et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells.// Mol Biol Cell. - 2002. - Vol. 13. -N. 12. - P. 4279 - 4295.