Образование 8-оксогуанина в ДНК и активных форм кислорода в растворах под действием тепла и методы их определения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Масалимов, Жаксылык Каирбекович

• Масалимов, Жаксылык Каирбекович
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Масалимов, Жаксылык Каирбекович

ВВЕДЕНИЕ.

ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Активные формы кислорода.

1.1. Синглетный кислород.

1.2. Супероксид - анион радикал.

1.3. Перекись водорода.

1.4. Гидроксильный радикал.

1.5. Биологическая роль АФК.

Глава 2. Антиоксидантная защита клетки.

Глава 3. 8-оксогуанин - биомаркер окислительного повреждения

ДНК активными формами кислорода.

3.1. Методы определения 8-оксогуанина.

3.2. Репарация 8-оксогуанина в ДНК.

3.3. 8-оксогуанин в процессах старения, мутагенеза и канцерогенеза.

3.4. Окислительные повреждения ДНК гипертермофильных микроорганизмов.

ЧАСТЬ II. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ

Глава 4. Материалы и методы исследования.

4.1. Материалы.

4.2. Выделение ДНК.

4.3. Определение 8-ОГ в ДНК.

4.4. Иммобилизация ДНК на нитроцеллюлозных фильтрах.

4.5. Фотоокисление ДНК под действием видимого света в присутствии метиленового голубого.

4.6. Характеристики основных растворов.

4.7. Определение перекиси водорода в растворах.

4.8. Очистка люминола.

ЧАСТЬ III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 5. Иммуноферментные методы определения 8-ОГ в ДНК.

5.1. Первоначальный вариант ХИФА.

5.1.1. Приготовление образцов.

5.1.2. Измерение хемилюминесценции.

5.1.3. Определение чувствительности метода.

5.2. Усовершенствованный вариант ХИФА.

5.2.1. Приготовление образцов.

5.2.2. Измерение хемилюминесценции.

5.3. Неконкурентный ИФА.

Глава 6. Образование 8-оксогуанина в ДНК под действием тепла

Глава 7. Образование Н2О2 под действием тепла.

7.1. Образование Н2О2 в ФБ под действием тепла.

7.2. Образование Н2О2 в бидистиллированной воде под действием тепла.

7.3. Образование Н2О2 в морской воде под действием тепла.

Глава 8. Образование 8-ОГ в ДНК под действием тепла обусловленных генерацией АФК.

Глава 9. Образование и репарация 8-ОГ в ДНК печени и мозга мышей после действия у -излучения.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Образование 8-оксогуанина в ДНК и активных форм кислорода в растворах под действием тепла и методы их определения»

Одним из наиболее значимых повреждающих факторов окружающей среды, действующих на биологические молекулы, являются активные формы кислорода (АФК). Активные формы кислорода (перекись водорода, синглетный кислород, супероксид анион радикал, гидроксильный радикал и др.) возникают при воздействиях ионизирующей радиации, под действием множества различных химических мутагенов и канцерогенов (ксенобиотики, токсины, красители, лекарственные препараты и др.), а также в результате естественного (многочисленные ферментативные реакции, дыхательная цепь митохондрий, аутоокисление внутриклеточных метаболитов и др.) и, в особенности, нарушенного аэробного клеточного метаболизма.

Повреждающее действие АФК наблюдается при их высоких концентрациях. Показано участие АФК в патогенезе свыше 100 заболеваний и патологических состояний [Коркина и др., 1998; Владимиров и др., 1991; Castellani et. al., 1995; De Sole et. al., 1989; Halliwell and Grootveld, 1987; Kehrer and Smith, 1994]: болезни сердечно-сосудистой системы, бронхо-легочные заболевания, заболевания нервной системы и др.

Повышенная генерация АФК приводит к окислительным повреждениям белков, липидов, нуклеиновых кислот и других биологических молекул. Одной из наиболее чувствительных и биологически важных мишеней при повреждении ДНК активными формами кислорода является гуанин, а продуктом повреждения 8-ОГ [Kasai et.al., 1984]. 8-ОГ в настоящее время считается одним из основных биомаркеров окислительного повреждения ДНК [Griffiths et al., 2002]. Доказана связь между образованием 8-ОГ и такими процессами как мутагенез [Брусков и др., 1992; Moria and Grollman, 1993], канцерогенез [Olinski et al., 2002], старение [Beckman and Ames, 1998ab] и патогенез болезней пожилого возраста [Зенков и др., 2001]. Известно, что 8-оксогуанин обладает способностью образовывать ошибочные пары (miscoding) как с цитозином (как немодифицированный гуанин) так и с аденином. Что в свою очередь ведет к мутационным трансверсиям типа Г:Ц ->• А:Т.

Повышенное содержание 8-оксогуанина в ДНК или биологических жидкостях, таких как сыворотка крови и моча, является биологическим маркером физиологического неблагополучия организма. Поэтому исследование механизмов образования 8-ОГ в ДНК при различных воздействиях необходимо для более глубокого понимания процессов мутагенеза, канцерогенеза, старения и ряда заболеваний, сопровождающих старение. Необходимым этапом таких исследований является разработка новых методов обнаружения 8-ОГ в ДНК, среди которых перспективными являются методы иммуноферментного анализа. Возможно, что эти методы в дальнейшем могут быть использованы в клинических условиях.

Целями диссертационной работы являлись: разработка иммуноферментных методов определения 8-ОГ в ДНК с использованием моноклональных антител к 8-ОГ; использование этих методов для исследования образования 8-ОГ в ДНК под влиянием различных воздействий; исследование образования Н2О2 и других АФК в воде и водных растворах под действием тепла как молекулярного механизма, ведущего к окислительным повреждениям ДНК.

В соответствии с выбранными целями были поставлены следующие задачи:

1) разработать методы иммуноферментного анализа (ИФА) для количественного определения содержания 8-ОГ в растворах негидролизованной ДНК in vitro и апробировать их при действии различных факторов на ДНК;

2) исследовать процесс образования 8-ОГ в растворах ДНК in vitro под действием тепла и у-излучения;

3) исследовать процесс и механизм генерации Н2О2 и других АФК под действием тепла с помощью метода усиленной хемилюминесценции в системе люминол-парайодфенол-пероксидаза в чистой воде и водно-солевых растворах (фосфатный буфер, морская вода);

4) провести сравнительное исследование образования 8-ОГ в ДНК печени и мозга у- облученных мышей и элиминации этого повреждения в пострадиационный период.

ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Масалимов, Жаксылык Каирбекович

выводы

1. Разработаны методы твердофазного ИФА (хемилюминесцентный ИФА и неконкурентный ИФА) для определения 8-ОГ в ДНК на основе моноклональных антител к 8-ОГ. Эти методы сравнимы по своей чувствительности с другими современными методами определения

8-ОГ. При этом методы ИФА позволяют проводить анализ 8-ОГ в ДНК без её гидролиза до мономерного уровня; позволяют проводить массовые анализы и не требуют столь высоких финансовых и временных затрат для их проведения.

2. С помощью разработанных методов ИФА, обнаружено образование 8-ОГ - биомаркера окислительного повреждения ДНК, в растворах ДНК in vitro под действием тепла. Энергия активации этого процесса составляет 27±2 ккал/моль. Т.к. 8-ОГ является биомаркером повреждения ДНК АФК, образование 8-ОГ под действием тепла указывает на возможность генерации АФК в этом процессе.

3. Обнаружено образование Н2О2 и других АФК под действием тепла в бидистиллированной воде, фосфатном буфере и морской воде с помощью метода усиленной хемилюминесценции в системе пероксидаза-люминол-парайодфенол. Показано наличие двух путей генерации Н2О2 в воде и водных растворах под действием тепла. Установлены ключевые звенья механизма этого процесса. Обнаружен квазиколебательный характер процесса генерации Н2Ог в воде и водных растворах под действием тепла. Показана корреляция процессов образования 8-ОГ в ДНК и Н2О2 в водных растворах без ДНК. В обоих случаях обнаружен "кислородный эффект", аналогично влияют на оба процесса перехватчики и усилители образования АФК и хелаторы ионов металлов переменной валентности. Полученные данные подтверждают участие АФК в образовании 8-ОГ в ДНК индуцированного теплом.

4. С помощью мкАт к 8-ОГ, методами ИФА обнаружены существенные различия в образовании и элиминации 8-ОГ в ДНК печени и мозга мышей, подвергнутых действию у - излучения в дозе 20 Гр. Спонтанный уровень 8-ОГ в ДНК клеток мозга выше, чем в ДНК клеток печени и после у - облучения индукция 8- ОГ в ДНК мозга примерно в 3 раза выше, чем в печени. Элиминация этого повреждения хотя и происходит более интенсивно, но осуществляется менее полно в клетках мозга, по сравнению с печенью.

Список основных сокращений и обозначений

8-ОГ — 8-оксогуанин

АКМ — активированные кислородные метаболиты; АФК — активные формы кислорода;

ЖХВД-ЭХД— жидкостная хроматография высокого давления в сочетании с электрохимической детекцией;

ГХ/МС — газовая хроматография в сочетании с масс-спектроскопией;

ДФР1Г — дифенилпикрилгидразил;

ЖРА — жирорастворимые антиоксиданты; мкАт — моноклональные антитела;

ПАП — пепоксидаза-антипероксидаза;

ПОЛ — перекисное окисление липидов;

СОД — супероксиддисмутаза;

ФБ— фосфатный буфер,

БСА — бычий сывороточный альбумин;

ХИФА — хемилюминесцентный иммуноферментный анализ; ОРТ —гидроксильный ион;

ОРТ — гидроксильный радикал;

Н2О2— перекись водорода, ещ — гидратированный электрон.

О 2 — супероксид-анион радикал ]02 — синглетный кислород

ABTS — 2,2'-Azino-bis(3-ethylbenz-thiazoline-6-sulfonicacid)

BER — эксцизионная репарация оснований ДНК (base excision repair)

СНО — линия клеток яичников китайских хомячков

Fpg — формамидопиримидин-ДНК-гликозилаза, MutM

G — радиационно-химический выход

NER — эксцизионная репарация нуклеотидов (nucleotide excision repair) OGG1 - 8-оксогуанин-ДНК-]М-гликозилаза SDS — sodium dodecil sulfate

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящей работе представлены результаты исследования по разработке иммуноферментных методов определения 8-ОГ в ДНК с использованием моноклональных антител к 8-ОГ, исследования образования Н2О2 и других АФК в воде и водных растворах под действием тепла как молекулярного механизма ведущего к окислительным повреждениям ДНК.

В 5 главе работы описываются разработанные методы ИФА (хемилюминесцентный ИФА и неконкурентный ИФА) количественного определения 8-оксогуанина в негидролизованной ДНК с помощью моноклональных антител к 8-ОГ. Показаны сравнительные характеристики этих методов. Продемонстрирована зависимость образования 8-оксогуанина от дозы радиации при у-облучении и времени экспозиции при фотосенсибилизации ДНК в присутствий метиленового голубого под действием видимого света.

В 6 и 8 главе работы показано образование 8-оксогуанина в растворе ДНК (1мМ ФБ рН 6,8) под действием тепла in vitro. Определены энергии активации этого процесса при различных температурах. Сравнительный анализ выщепления гуанина из ДНК и образования 8-оксогуанина под действием тепла показывает сходство между этими двумя процессами: энергия активации их одинакова (27 ± 2 ккал/моль) в пределах ошибки измерения, и наблюдается аналогичное влияние 0,14 М NaCl на процессы - снижение уровня образования 8-оксогуанина, образования перекиси водорода и выщепления гуанина из ДНК. Показано существование "кислородного эффекта" - влияние растворенного в воде молекулярного кислорода на этот процесс. Показано, что образование 8-оксогуанина в ДНК под действием тепла опосредуется АФК, о чем свидетельствуют результаты влияния усилителей (D2O) и перехватчиков АФК, акцепторов гидратированного электрона и хелаторов ионов металлов на индукцию этого повреждения.

В 7 главе работы впервые показано, что тепло, как постоянно действующий фактор окружающей среды, действительно приводит к генерации АФК в насыщенной воздухом воде и водных растворах (фосфатный буфер, морская вода) под действием тепла. Были исследованы возможные механизмы процесса образования АФК в воде и водных растворах. Определено среднее значение энергии активации процесса образования перекиси водорода в фосфатном буфере под действием тепла - 27 ккал/моль, что соответствует энергии тепловой депуринизации ДНК и образования

8-ОГ под влиянием тепла. Исходя из средней величины энергии активации, повышение температуры на 1 °С приводит к увеличению начальной скорости образования НгОгна 30-35 %. Показано влияние перехватчиков АФК, СОД, каталазы, акцепторов гидратированного электрона, хелаторов ионов металлов переменной валентности и рН на индуцированное теплом образование Н2О2. Величина энергии активации процесса образования перекиси водорода под действием тепла в бидистиллированной воде составляет - 23 ккал/моль, в морской воде - 21 ккал/моль.

Полученные данные доказывают, что образование 8-ОГ в ДНК опосредовано образованием АФК в растворе. Предполагается, что и другие типы теплового повреждения ДНК, такие как депуринизация, дезаминирование цитозина, также опосредованы образованием АФК в растворе под действием тепла. Есть основания полагать, что тепловое воздействие приводит к образованию тех же радикалов и молекулярных продуктов, которые образуются при радиолизе воды под действием ионизирующего излучения.

В 9 главе работы проведено сравнительное исследование образования 8-оксогуанина в ДНК печени и головного мозга гамма - облученных мышей и элиминации этого повреждения в пострадиационный период. Выявлены значительные различия в образовании и элиминации 8-ОГ в ДНК печени и мозга мышей, подвергнутых воздействию у - облучения в дозе 20 Гр. Количество 8- ОГ в ДНК мозга облученных мышей 3 раза больше, чем в ДНК печени. Более того, как "спонтанный", так и индуцированный у - радиацией уровни 8-ОГ существенно больше в ДНК мозга по сравнению с ДНК печени мышей. Следует отметить, что спонтанный уровень 8-ОГ в ДНК мозга превышает таковой в ДНК печени только на 50 %, тогда как уровень радиационно-индуцированного 8-ОГ увеличивается на 200 %. Образовавшиеся 8-ОГ в ДНК тканей лишь частично элиминируется в течение 3 часов пострадиационного времени. Таким образом, наряду с разработкой методов ИФА по определению 8-оксогуанина в ДНК, были показаны различные возможности их применения для решения отдельных фундаментальных задач. Показано, что индуцированное теплом образование 8-оксогуанина опосредовано генерацией АФК в растворе под действием тепла.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Масалимов, Жаксылык Каирбекович, 2003 год

1. Абрамова Ж.И. и Оксенгендлер Г.И. Человек и противоокислительные вещества. //Ленинград: Наука, 1985 230 с.

2. Анисимов В. Н. Современные представления о природе старения. // Успехи современной биологии. 2000. Том. 120. С. 146-164.

3. Барабой В.А., Брахман И.И., Голотин В.Г., Кудряшов Ю.Б. Перекисное окисление и стресс. // СПб.: Наука, 1992. 142 с.

4. Бизюкин А.В., Коркина Л.Г. Использование флуоресцентного индикатора гидроэтидина для изучения окислительного метаболизма фагоцитов. // Клин, лаб. диагностика. 1994. №1. С. 41-42.

5. Биленко М.В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов. // М.: Медицина, 1989. 368 с.

6. Бондаренко Н.Ф., Гак Е.З. Электромагнитные явления в природных водах. // Ленинград. Гидрометеоиздат. 1984. 151 с.

7. Брусков В.И., Масалимов Ж.К., Черников А.В. Образование активных форм кислорода под действием тепла при восстановлении растворенного кислорода воздуха // Докл. Акад. наук. 2001. Т. 381. С. 262-264а.

8. Брусков В.И., Масалимов Ж.К., Черников А.В. Образование активных форм кислорода под действием тепла при восстановлении растворенного кислорода воздуха // Докл. Акад. наук. 2002. Т. 384. С. 821-824а.

9. Брусков В.И., Масалимов Ж.К, Усачева A.M. Определение 8-оксогуанина в ДНК методом хемилюминесцентного иммуноферментного анализа. // Биохимия. 1999. Т. 64(7). С. 958-964.

10. Бурлакова Е.Б., Губарева А. Е., АрхиповаГ.В., Рогинский В.А. Модуляция перекисного окисления липидов биогенными аминами в модельных системах // Вопросы Мед. Химии. 1992(2). С. 17-20а.

11. Бурлакова Е.Б., Крашаков С.А., Храпова Н.Г. Кинетические особенности токоферолов как антиоксидантов. // Черноголовка. 1992. 56с. Ъ

12. Бут В. И. Изменение активности инспираторных нейронов блуждающих нервов в условиях ионизации воздуха и под действием фармакологических препаратов. // Физиол. Журнал СССР им. И.М. Сеченова. 1966. Т. 52. С. 729733.

13. Владимиров Ю.А. и Шерстнев М.П. Хемилюминесценция клеток животных. // Итоги науки и техники. Сер. Иммунология. М., 1989. Т. 24. С. 1-176.

14. Владимиров Ю.А., Азизова О.А., Деев А.И., Козлов А.В., Осипов А.Н., Рощупкин Д.И. // "Свободные радикалы в живых системах". // Итоги науки и техники. Сер. Биофизика. 1991. Т. 29. ВИНИТИ, Москва. С. 1 249.

15. Воейков B.JL, Баскаков И.В. Использование жидкостного сцинтилляционного счетчика для анализа люминесценции клеточных суспензии. Дыхательный взрыв нетрофилов как коллективный процесс. П Докл. АН. РАН. 1994. Т. 334. С. 234-236.

16. Газиев А.И. Повреждения ДНК в клетках под действием ионизирующей радиации. // Радиационная биология. Радиоэкология. 1999. Том 39(6). С. 630638.

17. Геллер И. М., Бочкарева Л .А., Тахиров М. Т., Долгов Н. И. Гигиеническая характеристика микроклимата Ташкентского метрополитена.// Гиг. и санит. 1982. Т. 8. С. 79-81.

18. Гольдштейн Н. Активные формы кислорода как жизненно необходимые компоненты воздушной среды. //Биохимия. 2002. Т. 67(2) С. 194-204.

19. Грин М., Фуджинага К., Пина М. В кн. Методы вирусологии и молекулярной биологии. / Применение ДНК-РНК и ДНК-ДНК гибридизации на нитроцеллюлозных мембранных фильтрах при изучении. // Москва: Мир. 1972. 444 с.

20. Гродзинский Д.М., Войтенко В.П., Кутлахмедов Ю.А., Кольтовер В.К. Надежность и старение биологических систем. // Киев: Наукова Думка, 1987. 176 с.

21. Донцов В.И., Крутько В.Н., Подколзин А.А. Фундаментальные механизмы геропрофилактики. // М: Биоинформсервис, 2002. 464 с.

22. Дурнев А.Д., Середенин С.Б. Мутагены, (скрининг и фармакологическая профилактика воздействий). // М.: Медицина. 1998. 328с.

23. Жанатаев А.К., Дурнев А.Д., СереденинС.Б. Перспективы определения 8-гидрокси-2-дезоксигуанозина в качестве биомаркера окислительного стресса в эксперименте и клинике. // Вестник РАМН. 2002. Т. 2. С. 45-49.

24. Жижина Г.П., Блюхтерова Н.В. Изменение уровня эндогенного окисления ДНК с помощью ионов металлов и ксенобиотиков. / Биохимия. 1997. Т. 62(1). С. 103-110.

25. Журавлев А.И. Спонтанная биохемилюминесцеция животных тканей. // Биохемилюминесцеция. М.: Наука. 1983. С. 3-30

26. Зенков Н.К., Ланкин В.З., Меныцикова Е.Б. Окислительный стресс: Биохимический и патофизиологический аспекты. // М.: МАИК "Наука/Интерпериодика". 2001. 343 с.

27. Зенков Н.К., Меныцикова Е.Б. Активированные кислородные метаболиты в биологических системах. //Успехи соврем. Биологии 1993. Т. 113(3). С. 286296.

28. Зиновьева В.Н., Островский О. В. Свободнорадикальное окисление ДНК и его биомаркер окисленный гуанозин (8-oxodG). // Вопросы медицинской химии. 2002. Т. 48(5). С. 419-431.

29. Зотин А.И., Зотина Р.С. Феноменологическая теория развития роста и старения организма. //М.: изд-во "Наука". 1993. 364с.

30. Клосс А.И. Электрон радикальная диссоциация и механизмы активации воды. // Докл. АН СССР 1988. Т. 303. С. 1403-1407.

31. Кольман Я., Рём К.- Г. Наглядная биохимия. // М.: Мир, 2000. 469 с.

32. Красновский А.А. Синглетный молекулярный кислород: механизмы образования и пути дезактивации в фотосинтетических системах // Биофизика. 1994. Т. 39(2). С. 236-250.

33. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Биологическая роль глутатиона // Успехи соврем, биол. 1990. Т. 110(1). С. 20-33.

34. Панкин В.З., Тихазе А.К., Коновалова Г.Г., Козаченко А.И. Концентрационная инверсия антиоксидантного и прооксидантного действия Р-каротина в тканях in vivo // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1999. Т. 128(9). С. 314-316.

35. Леденев А.Н. и Рууге Э.К. Генерация супероксидных радикалов митохондриями сердца в условиях ишемии // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1985. №9. С. 303-305

36. Маянский А.Н., МаянскийД.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. // Новосибирск: Наука. 1989. 123 с.

37. Меныцикова Е.Б., Зенков Н.К., Шергин С.М. Биохимия окислительного стресса. Оксидантыи антиоксиданты. // 1994. Новосибирск. 203 с.

38. Меныцикова Е.Б., Шабалина И.Г., Зенков Н.К., Колосова Н.Г. Генерация активированных кислородных метаболитов митохондриями преждевременно стареющих крыс OXYS. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2002. Т. 133. С. 207 -210.

39. Метелица Д.Н. Активация кислорода ферментными системами. // М.: Наука. 1982. 132с.

40. Минх А.А., Губернский Ю.Д., Дмитриева М.Т., Серова Л.В., Орлова Н.С. Гигиенические закономерности физико-химических характеристик кондиционированного воздуха. // Вестник АМН СССР. 1973. Т. 10. С. 3-10.

41. Михайлов А.Т., Смирский В.Н. Методы иммунохимического анализа в биологии развития (практическое руководство). // М. Наука. 1991. 288 с.

42. Новосёлов В.И., Амелина С.Е., Кравченко И.Н., Новосёлов С.В., Янин В.А., Садовников В.Б., Фесенко Е.Е. Роль пероксиредоксина в антиоксидантной системе органов дыхания. //Докл. РАН. 2000. Т. 375(6). С. 831-833.

43. Осипов А.Н., Азизова О.А., Владимиров Ю.А. Активированные формы кислорода и их роль в организме // Успехи биол. Химии. 1990. Т. 31. С. 180208.

44. Панченков Г.М., Лебедев В.П. Химическая кинетика и катализ. // М.: Химия. 1974. 590 с.

45. Патрушев Л.И. Экспрессия Генов. // М.: Наука. 2000. 527 с.

46. Пескин А.В. Взаимодействие активного кислорода с ДНК. // Биохимия. 1997. Т. 62(12). С. 1571-1578.

47. Пикаев А.К. Современная радиационная химия. Радиолиз газов и жидкостей. //М„ Наука. 1986. 439 С.

48. Подколзин А.А, Мегреладзе А.Г., Донцов В.И., Арутюнов С.Д., Мрикаева О.М., Жукова Е.А. Система антиоксидантной защиты организма и старение. // Профилактика старения. 2000. Вып. 3. http://medi.ru/doc/70003.htm.

49. Пучнина Е.А., Леденев А.Н., Музыкантов В.Р. Бимодальное действие перекиси водорода на нейтрофилы человека: цитотоксический эффект и модуляция кислородного взрыва в ответ на агонист //Биохимия. 1992.1.51(2). С. 694-700

50. Разумовский С.Д. Кислород элементарные формы и свойства. // М.: Химия. 1979.

51. Ройт А., Бростофф Дж., Мейл Д. Иммунология. // М.: Мир. 2000. 592с.

52. Синицкая Н.С., Хавинсон В.Х. Роль пептидов в свободнорадикальном окислении и старении организма. // Успехи современной биологии. 2002. Т. 122(6). С. 557-568.

53. Скальный А.В., Кудрин А.В. Радиация, микроэлементы, антиоксиданты и иммунитет (микроэлементы и антиоксиданты в восстановлении здоровья ликвидаторов аварии на ЧАЭС) Н Москва: Лир Макет. 2000. С. 421.

54. Сойфер В.Н. Репарация генетических повреждении II Соросовский образовательный журнал. 1997. №8. С. 4-13.

55. Соколовский В.В., Тиоловые антиоксиданты в молекулярных механизмах неспецифической реакции организма на экстремальное воздействие (обзор) // Вопр. Мед. Хим. 1988. № 6. С. 2-11.

56. Степанов В.Н. Мировой океан. Динамика и свойства вод. // М.: Знание, 1974. 256 с.

57. Тарусов Б.Н. Физико-химические механизмы биологического действия ионизирующих излучений // Успехи современ. биологии 1957. Т. 44(2). С. 171-185.

58. Тронов В.А., Константинов Е.М., Крамаренко И.И. Сигнал к апоптозу, индуцированный гипертермией, и пути его передачи в клетке. // Цитология. 2002. Т. 44(11). С. 1079-1088.

59. Уайт А., Хендлер Ф., Смит Э., Хилл Р., Леман И. Основы биохимии. // М.: Мир, 1981. Том. 3. 1878 с.

60. Усачёва A.M., Черников А.В., Брусков В.И. Образование 8-оксигуанина при повреждении гуаниловых нуклеотидов под действием у-излучения. // Мол. биол. 1995.Т.29(2). С. 446-451.

61. Фомин Г.В., Блюменфельд Л.А., Сухоруков Б.И. Электронодонорные свойства иона гидроксила. // Докл. АН СССР. 1964. Т. 157. С. 1199-1201.

62. Фролькис В.В., Мурадян Х.К. Экспериментальные пути продления жизни. //Л.: Наука. 1988.

63. Хейфлик Л. Как и почему мы стареем? // М.: Вече. 1999. 432 с.

64. Хорн Р. Морская химия (структура воды и химия гидросферы). // М.: Мир, 1972. 400 с.

65. Цой И.Г., Овчинников В.В. Использование теста восстановления нитросинего тетразолия для определения характера гуморального взаимодействия активированных лейкоцитов с гранулоцитами. // Лаб. Дело. 1991. Т. 11. С. 3133.

66. Черников А.В., Брусков В.И. Генерация гидроксильных радикалов и других редокс-активных соединений в морской воде под действием тепла // Биофизика. 2002. Т. 47(5). С. 773-781.

67. Эмануэль Н.М. Липчина Л.П. Лейкоз у мышей и особенности его развития воздействия ингибиторов цепных окислительных процессов // Доклады АН СССР. 1958. Т. 121(1). С. 141-144.

68. Ярмоненко С.П. Радиобиология человека и животных. // Москва.: "Высшая школа." 1988. 424 с.

69. Adam W, Qian X.N, Sahamoller C.R. Syntesis and photooxygenation of 2,3,6-trimethylfuro<2,3-b><l>naphtho<4a,7a-e,f>pyrida-5,7-dione, a potential chemiluminescent probe for singlet oxygen // Tetrahedron. 1993. Vol. 49. P. 417422.

70. Adamson I.Y.R, Sienko A, Tenenbein M. Pulmonary toxicity of deferoxamine in iron poisoned mice// Toxicol, and Appl. Pharmacol. 1993. Vol. 120. P. 13-19.

71. Ager A. and Gordon J.L. differential effects of hydrogen peroxide on indices of endothellian cell function. // J. Exp. Med. 1984. Vol. 159. P. 592-603.

72. Ahmad J, Cooke M.S., Hussieni A., Evans M.D, Patel K., Burd R.M, Bleiker Т.О., Hutchinson P.E, Lunec J., 1999. Urinary thymin edimersand 8-oxo-2'-deoxyguanosin einpsoriasis. //FEBS Lett. Vol. 460 (3). P. 549-553.

73. Ames B.N. Endogenous DNA damage as related to cancer and aging. // Mutat. res. 1989. Vol. 214. P. 41-46.

74. Ames B.N., Shigenaga M.K, Hagen T.M. Oxidants, antioxidants and degenerative diseasesof aging. // Proc. Natl.Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 7915-7922.

75. Anson R.M, Hudson E, and Bohr V.A. Mitochondrial endogenous oxidative damage has been overestimated. // FASEB J. 2000. Vol. 14. P. 355-360.

76. Au KG, Clark S, Miller JH, Modrich P. Escherichia coli mutY gene encodes an adenine glycosylase active on G-A mispairs. // Proc Natl Acad Sci USA. 1989. Vol. 86(22). P. 8877-81.

77. Babior B.M, Kipnes R.S, Camutte J.T. Biological defense mechanisms. The production by leukocytes of superoxide, a potential bactericidal agent // J.Clin. Invest. 1973. Vol. 52. P. 741-744.

78. Babo S. and Charbonneau M. Measurement of rat mitochondrial hydroperoxides using in situ liver perfusion of 2',7'- dichlorodihydrofluorescein diacetate. // Toxicol. Meth. 1994. Vol. 4. P. 224-233.

79. Backer J.M. and Weinstein L.B. Interaction of benzo(a)pyrene and its dihydrodiol-epoxide derivative with nuclear and mitochondrial DNA in C3H10T 1/2 cell cultures. // Cancer Res. 1982. Vol. 42. P. 2764-2769.

80. Backer J.M. and Weinstein L.B. Mitochondrial DNA is a major cellular target for a dihydrodiol-epoxide derivative of benzoa.pyrene. // Science. 1980. Vol. 209. P. 297-299.

81. Bagchi M., Hassoun E.A., Bagchi D., Stohs S.J. Production of reactive oxygen species by peritoneal macrophages and hepatic mitochondria and microsomes from endrin-treated rats. // Free Radical Biol, and Med. 1993. Vol. 14. P. 149-155.

82. Baik S.C., Youn H.S., Chung M.H., Lee W.K., Cho M.J., Ко G.H., Park C.K., Kasai H., Rhee K.H. Increased oxidative DNA damage in Helicobacter pylori-infected human gastric mucosa. // Cancer Res. 1996. Vol. 56(6). P. 1279-1282.

83. Balla G., Jacob H.S., Balla J. et al. Ferritin a cytoprotective antioxidant strategem of endothelium // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 18148-18153.

84. Band P.R., Le N.D., Fang R., Deschamps M., Coldman A.J., Gallagher R.P. and Moody J. Cohort study of Air Canada pilots: mortality, cancer incidence, and leukemia risk. // Am. J. Epidemiol. 1996. Vol. 143. P. 137-143.

85. Barreto J.C., Smith G.S., Strobel N.H.P. et al. Terephtalic acid: a dosimeter for the detection of hydroxyl radicals in vitro // Life Sci. 1994. Vol. 56. P. PL89-PL96

86. Basaga H.S. Biochemical aspects of free radicals // Biochem. and Cell Biol. 1990. Vol. 68. P. 989-998.

87. Bashir S., Harris G., Dernnan M.A., Blake D.R., Winyard P.G. Oxidative DNA damage and cellular sensitivity to oxidative stress in human autoimmune diseases. // Ann. Rheum. Dis. 1993. Vol. 52(9). P. 659-666.

88. Bast A., Haenen G.R.M.M., Doelman C.J.A. Oxidants and antioxidants: State of the art//Amer.J. Med. 1991. Vol. 91, Suppl. 3C. P. 2S-13S.

89. Baud L., Affres H., Perez J., Ardaillou R. Reduction in tumor necrosis factor binding and cytotoxicity by hydrogen peroxide. // J. Immunol. 1990. Vol. 145(2). P. 556-560.

90. Beckman K.B. and Ames B.N. Endogenous oxidative damage of mtDNA. // Mutat. Res. 1999. Vol. 424. P. 51-58.

91. Beckman K.B., Ames B. N. The free radical theory of aging matures. // Physiological Reviews. 1998. V. 78. P. 547-58la.

92. Beckman KB, Ames BN. Mitochondrial aging: open questions. // Ann N Y Acad Sci. 1998. Vol. 854. P. 118-127b.

93. Bespalov I.A., Bond J.P., Purmal A.A., Wallace S.S., Melamede R.J. Fabs specific for 8-oxoguanine: control of DNA binding. // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 293(5). P. 1085-1095.

94. Bespalov I.A., Purmal A.A., Glackin M.P., Wallace S.S., Melamede R.J. Recombinant Phabs reactive with 7,8-dihydro-8-oxoguanine, a major oxidative DNA lesion. // Biochemistry. 1996. Vol. 35(7). P. 2067-2078.

95. Beyer R.E. The participation of coenzyme Q in free radical production and anioxidation // Free Radical Biol, and Med. 1990. Vol. 8. P. 545-565.

96. Bialkowski K., Kowara R, Windorbska W., Olinski R. 8-Oxo-2'-deoxyguanosine level in lymphocytes DNA of cancer patients undergoing radiotherapy. // Cancer Lett. 1996. Vol. 99. P. 93-97.

97. Bifulco L., Cammaroto C., Newman J.D., Turner A.P.F. TTF-modified biosensors for hydrogen peroxide. // Anal. Lett. 1994. Vol. 27. P.1443-1452.

98. Bogdanov M. Brown R.H., Matson W., Smart R, Hayden D, O'Donnell H, Flint Beal M, Cudkowicz M. Increased oxidative damage to DNA in ALS patients. // Free Radic. Biol. & Med. 2000. Vol. 29. P. 652-658.

99. Borg D.C., Schaich K.M. Prooxidant action of desferoxamine: Fenton -like production of hydroxyl radicals by reduced ferrioxamine // Free Radical Biol, and Med. 1986. Vol. 2. P. 237-243.

100. Borges K.M., Bergerat A., Bogert A.M., DiRuggiero J., Forterre P., Robb F.T. Characterization of the reverse gyrase from the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179(5). P. 1721-1726.

101. Borutaite V. and Brown G. C. Caspases are reversibly inactivated by hydrogen peroxide. // FEBS Letters. 2001. Vol. 500. P. 114-118.

102. Bruskov V.I., Malakhova L.V., Masalimov Z.K. and Chernikov A.V. Heat-induced formation of reactive oxygen species and 8-oxoguanine, a biomarker of the damage to DNA. //Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. P. 1354-1363.

103. Buchko G.W., Wagner J.R., Cade J., Raoul S. and Weinfeld M. Methylene blue-mediated photooxidation of 7,8-dihydro-8-oxo-2'-deoxyguanosine. // Biochemica et Biophysica Acta. 1995. Vol. 1263. P. 17-24.

104. Burton G.W. and Ingold K.U. p-Carotene is an unusual type of lipid antioxidant // Sci. Wash. DC. 1984. Vol. 224. P. 569-573.

105. Butler J., Koppenol W.H., Margoliash E. Kinetics and mechanism of the reduction of ferricytochrome с by the superoxide anion // J. Biol. Chem. 1982. Vol. 257. P. 10747-10759

106. Byczkowski J. Z. and Gessner T. Biological role of superoxide ion radical. // Int. J. Biochem. 1988. Vol. 20. P. 569-580.

107. Cadenas E. and Sies H. Detectig singlet oxygen by low-level chemiluminescence // Handbook of Methods for Oxygen Radical Research. Boca Raton: CRC Press. 1986. P.191-195.

108. Cadet J., Delatour Т., Douki Т., Gasparutto D., Pouget J-P, Ravanat J-L and Sauvaigo S. Hydroxyl radicals and DNA base damage. // Mutat Res. 1999. Vol. 424. P. 9-21.

109. Cadet J., D'Ham C., Douki Т., Pouget J.P., Ravanat J.L., Sauvaigo S. Facts and artifacts in the measurement of oxidative base damage to DNA. // Free Radic Res. 1998. Vol. 29(6). P. 541-50.

110. Castaing В., Geiger A., Seliger H., Nehls P., Laval J., Zelwer C., Boiteux S. Cleavage and binding of a DNA fragment containing a single 8-oxoguanine by wild type and mutant FPG proteins. // Nucleic Acids Res. 1993. Vol. 21. P. 2899-2905.

111. Castellani R. Smith M.A., Richey P.L. et. al. Evidence of oxidative stress in Pick disease and corticobasal degeneration // Brain Res. 1995. Vol. 696. P. 268-271.

112. Cathcart R, Schwiers E, Saul RL, Ames BN. Thymine glycol and thymidine glycol in human and rat urine: a possible assay for oxidative DNA damage. // Proc Natl Acad Sci USA. 1984. Vol. 81(18). P. 5633-5637.

113. Cheng K.C., Cahill D.S., Kasai H., Nishimura S., Loeb L.A. 8-Hydroxyguanine, anabundant form of oxidative DNA damage, causes G-T and A-C substitutions. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267(1). P. 166-172.

114. Chichton R.R. and Ward R.J. Iron metabolism new perspectives in view / Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 11255-11264.

115. Chung M.N., Kasai H., Jones D.S., Inone H., Ishikawa H., Ohtsuka E., Nishimura S. An endonuclease activity of E. coli that specifically removes 8-hydroxyguanine residues fromDNA. Mutat. Res. 1991. V. 254. P. 1-12.

116. Chung M.N., Kim H.S., H.,Ohtsuka., Kasai H., Yamomoto F., Nishimura S. An endonuclease activity in human polymorphonuclear neutrophils that removes 8-hydroxyguanine residues from DNA. Biochim. Biophys. Res. Commun. 1991. V. 178. P. 1472-1478.

117. Cohen H.J. Continuous monitoring of superoxide production by phagocytes // Handbook of Methods for Oxygen Radical Research. Boca Raton: CRC Press. 1986. P. 143-148

118. Cohen M.S., Britigan B.E. Hasset DJ.,Rosen G.M. Do human neutrophils form hydroxyl radical? Evaluation of an unresolved controversy // Free Radical Biol, and Med. 1988. Vol. 5. P. 81-88.

119. Collins A., Cadet J., Ере B. and Gedik C. Problems in the measurement of 8-oxoguanine in human DNA. Report of a workshop, DNA oxidation, held in Aberdeen, UK, 19-21 January1997.// Carcinogenesis 1997 Vol. 18. P. 1833-1836.

120. Cooke M.S., Lunec J. and Evans M.D. Progress in the analysis of urinary oxidative DNA damage. // Free Radical Biology and Medicine. 2002. Vol. 33(12). P. 16011614.

121. Cree I. A., Blair A.L., Beck J.S. Use of a microtitre plate chemiluminescence reader to study surface phagocytosis by human monocytes // J. Biolum. and Chemilum. 1989. Vol. 3. P. 71-74.

122. Dahm-Daphi J., Brammer I., Dikomey E. Heat effects on the repair of DNA double-strand breaks in CHO cells. // Int. J. Radiat. Biol. 1997. Vol. 72(2). 171-179.

123. Daub M.E., Leisman G.B., Clark R.A., Bowden E.F. Reductive detoxification as a mechanism of fungal resistance to singlet oxygen-generating photosensitizers. II Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1992. Vol. 89(20). P. 9588-9592.

124. De la Monte S.M., Luong Т., Neely T.R. Robinson D, Wands J.R. Mitochondrial DNA damage as a mechanism of cell loss in Alzheimer's disease. // Lab. Invest. 2000. Vol. 80. P. 1323-1335.

125. De Sole P. Polymorphonuclear chemiluminescence. Some clinical application. // J. Biolum. Chemilum. 1989. Vol. 4. P. 251-262.

126. Debono D. P. and Yang W.D. Exposure to low concentrations hydrogen peroxide causes delayed endothelial cell death and inhibits proliferation of surviving cells. // Atherosclerosis. 1995. Vol. 114. P. 235-245.

127. Demiera E.Y., Rudy B. Modulation of K+ channels by hydrogen peroxide. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992. Vol. 186. P. 1681-1687.

128. Dimascio P., Devasagayam T.P.A., Raiser S., Sies H. Carotenoids, tocopherols, and thiols as biological singlet molecular oxygen quenchers // Biochem. Soc. Trans. 1990. Vol. 18. P. 1054-1056.

129. DiRuggiero J., Santangelo N., Nackerdien Z., Ravel J., Robb F.T. Repair of extensive ionizing-radiation DNA damage at 95 degrees С in the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. //J. Bacteriol. 1997. Vol. 179(14). 4643-4645.

130. Dizdaroglou M. Quantitative determination of oxidative base damage in DNA by stable isotope dilution mass spectrometry. //FEBS Letters. 1993. V. 315. P. 1-6.

131. Dizdaroglu M. Formation of an 8-hydroxyguanine moiety in deoxyribonucleic acid on у -irradiation in aqueous solution. // Biochemistry. 1985 Vol. 24. P. 4476-4481.

132. Dizdaroglu M., Jaruga P., Birincioglu M., Rodriguez H. Free radical-induced damage to DNA: mechanisms and measurement. // Free Radic. Biol. Med. 2002. Vol. 32(11). P. 1102-1115.

133. Dolle M.E., Giese H., Hopkins C.L., Martus H.J., Hausdorff J.M., Vijg J. Rapid accumulation of genome rearrangements in liver but not in brain of old mice. // Nature Genet. 1997. V. 17. P. 431-434.

134. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell function. // Physiol. Rev. 2002. Vol. 82(1). P. 47-95.

135. ECL. Western Blotting protocols. //Amersham Life Sci. Buckinghamshire, England, (1993). P. 47.

136. Eisenberg WC, Taylor K, Guerrero RR. Cytogenetic effects of singlet oxygen. // J Photochem. Photobiol. B. 1992. Vol. 16(3-4). P. 381-384.

137. ESCODD (Collins et al.) Inter laboratory validation of Procedures for measuring 8 - oxo - 7, 8 - dihydroguanine / 8 - oxo 7, 8 - dihydro-2' deoxyguanosine // Free Rad.Res. 2002. Vol. 36(3). P. 239-245.

138. ESCODD. Comparison of different methods of measuring 8-oxoguanine as a marker of oxidative DNA damage. // Free Rad. Res. 2000. Vol. 32. P. 333-341.

139. Esterbauer H. Cytotoxicity and genotoxicity of lipid-oxidation products. // Amer. J. Clin. Nutr. 1993. Vol. 57. (Suppl.). S779-S786.

140. Feig D.I., Reid T.M., Loeb L.A. Reactive oxygen species in tumorigenesis. // Cancer Res. 1994. Vol. 54. (Suppl. 7). P. 1890-1894.

141. Flanagan S.W., Moseley P.L., Buettner G.R. Increased flux of free radicals in cells subjected to hyperthermia: detection by electron paramagnetic resonance spin trapping. //FEBS Lett. 1998. Vol. 431(2). P. 285-286.

142. Floyd R.A., Watson J.J., Wong P.K., Altmiller D.H., Rickard R.C. Hydroxyl free radical adductofdeoxyguanosine: sensitive detection and mechanisms of formation. // Free Radic. Res. Commun. 1986. Vol. 1(3). P. 163-172a.

143. Floyd R.A., West M.S., Eneff K.L. and Schneider J.E. Methylene blue plus light mediates 8-hydroxyguanine formation in DNA. // Arch Biochem Biophys Biochemistry and Biophysics. 1989. Vol. 273. P. 106-111.

144. Floyd R.P. The development of a sensitive analysis for 8-hydroxy2'deoxyguanosine. // Free. Rad. Res. Comms. 1990. Vol. 8. P. 139-141a.

145. Wilson III D.M., Sofinowski T.M. and McNeill D.R. Repair mechanisms for oxidative dna damage. // Frontiers in Bioscience. 2003. Vol. 8. P. d963-981.

146. Floyd R.P., West M.S., Ehen K.L. and Schneider J.E. "Mediation of 8-gydroxy-2-guanine formation in DNA by Tyiazin dyes plus light." // Free radical biology & medicine. 1990. Vol. 8. P. 327-330b.

147. Floyd R.P., West M.S., Ehen K.L. and Schneider J.E. " Mediation of 8-gydroxy-2-guanine formation in DNA by Tyiazin dyes plus light "/Free radical biology & medicine. 1990. Vol. 8. P. 327-330.

148. Forterre P.A hot story from comparative genomics: reverse gyrase is the only hyperthermophile-specific protein. // Trends Genet. 2002. Vol. 18(5). P. 236-237.

149. Fraga C.G., Motchnik P.A., Shigenaga M.K., Helbock H.J.,Jacob R.A., Ames B.N. Ascorbic acid protects against endogenous oxidative DNA damage in human sperm. // Proc. Natl.Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 11003-11006.

150. Fraga C.G., Shigenaga M.K., Park J. V., Degan P. and Ames B.N. Oxidative Damage to DNA During Aging: 8-Hydroxy-2'-Deoxyguanosine in Rat Organ DNA and Urine // Proc. Natl.Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. P. 4533-4537.

151. Frei В., England., & Ames B.N. Ascorbate is an outstanding antioxidant in human blood plasma. // Proc. Natl.Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. P. 6377-6381.

152. Frei B. Ascorbic acid protects lipids in human plasma and low-density lipoprotein against oxidative damage // Amer. J. Clin. Nutr. 1991. Vol. 54. P. S1113-S1118.

153. Frei В., Stacker R., England L., Ames B.N. Ascorbate: the most effective antioxidant in human blood plasma // Antioxidants in Therapy and Preventive Medicine. N.Y.: Plenum Press, 1990. P. 155-163.

154. Fridovich I. Cytochrome с. II Handbook of Methods for Oxygen Radical Research. Boca Raton: CRC Press. 1986. P. 121-122.

155. Fritzsche R, Deweck A.L. Chemiluminescence microscopy reveals functional heterogeneity in single neutrophils undergoing oxygen burst // Eur. J. Immunol. 1988. Vol. 18. P. 817-821.

156. Fuciarelli A.F., Wegher B.J., Blakely W.F, Dizdaroglu M. Yields of radiation-induced base products in DNA: effects of DNA conformation and gassing conditions. // Int. J. Radiat. Biol. 1990. Vol. 58(3). P. 397-415.

157. Fukui S., Hanasaki Y., Ogawa S. High-performance liquid chromatographic determination of methanesulphinic acid as a method for the determination of hydroxyl radicals // J. Chromatogr. 1993. Vol. 630. P. 187-193.

158. Gajewski E, Rao G, Nackerdein Z. and Dizdaroglu M. Modification of DNA bases in mammalian chromatin by radiation-generated free radicals. Biochemistry. 1990. Vol. 29. P. 7876-7882.

159. Gemmell N.T., Akijama S. An efficient method for the extraction of DNA from vertebrate tissues // Technical tips. 1996 Vol. 2(9). P. 338.

160. Goldstein N. I, Buamann S., Lewin Т., Rehberg G., Kamensky F. Dubinin V. and Konstantiniva O. Exogenous gaseous superoxide potentiates the antinociceptive effect of opioid analgesic agents. // Inflam. Res. 1996. Vol. 45. P. 473-478.

161. Gotoh N, Shimizu K., Komuro E. et al. Antioxidant activities of probucol against lipid peroxidations //Biochim. etBiophys. acta. 1992. Vol. 1128. P. 147-154.

162. Grollman A.P. and Moria, M. Mutagenesis by 8-oxoguanine: an enemy within. // Trends Genet. 1993. Vol. 9. P. 246-249.

163. Guipaud O, Marguet E, Noll K.M., de la Tour C.B, Forterre P. Both DNA gyrase and reverse gyrase are present in the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1997. Vol. 94(20). P. 10606-10611.

164. Gupta R.S, Reddy M.V. and Randerath K. 32P-postlabelling analysis of non radioactive aromatic carcinogen - DNA adducts. //Carcinogenesis. 1982. Vol. 3. P. 1081-1092.

165. Halliwell В. and Aruoma О. I. DNA damage by oxygen-derived species its mechanism and measurement in mammalian systems. // FEBS Letters. 1991. Vol. 281. P. 9-19.

166. Halliwell B. Free radicals, antioxidants, and human disease: curiosity, cause, or consequence? // Lancet. 1994. Vol. 344. P. 721-724.

167. Halliwell В., Grootveld M. Measurement of free radical reactions in humans: Some thoughts for future experimentation // FEBS Lett. 1987. Vol. 213. P. 9-14.

168. Halliwell В., Vasil M., Grootveld M. The antioxidants of human extracellular fluids // Arch. Biochem. and Biophys. 1990. Vol. 280. P. 1-8.

169. Hamilton M.L., Van Remmen H., Drake J.A., Guo Zh.M., Yang H., Kewitt K., Walter C.A. and Richardson A. Does oxidative damage to DNA increase with age? // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. Vol. 28. P. 10469-10474b.

170. Hansson M., Asea A., Ersson U. et al. Induction of apoptosis NK cells by monocyte derived reactive oxygen metabolites. // J. Immunol. 1995. Vol. 156. P. 42-47.

171. Harman D, Piette LH. Free radical theory of aging: free radical reactions in serum. // J Gerontol. 1966. Vol. 21(4). P. 560-565.

172. Harman D. Aging: a theory based on free radical and radiation chemistry. // J. Gerontol. 1956. Vol. 11. P. 298-300.

173. Harman D., Heidrick M.L., Eddy D.E. Free radical theory of aging: effect of free-radical-reaction inhibitors on the immune response. // J Am Geriatr Soc. 1977. Vol. 25(9). P. 400-407.

174. Harman D. Free radical theory of aging: effect of free radical reaction inhibitors on the mortality rate of male LAF mice. // J Gerontol. 1968. Vol. 23. №.4. P. 476-82.

175. Harris G., Bashir S., Winyard P.G. 7,8-Dihydro-8-oxo-2'-deoxyguanosine present in DNA is not simply an artefact of isolation. // Carcinogenesis. 1994, Vol. 15(2). P. 411-413.

176. Hayakawa M., Hattori K., Sugiyama S. and Ozawa T. Age-associated oxygen damage and mutations in mitochondrial DNA in human hearts. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992. Vol. 189(2). P. 979-985.

177. Hayakawa M., Torii К., Sugiyama S., Tanaka M. and Ozawa T. Age-associated accumulation of 8-hydroxydeoxyguanosine in mitochondrial DNA of human diaphragm. //Biochem. Biophys. Res. Commun. 1991. Vol. 179(2). P. 1023-1029.

178. Helbock H. I, Beckman К. В., Shigenaga M. K., Walter P. B, Woodall A. A., Yeo H. C., and Ames B. N. DNA oxidation matters: The HPLC-electrochemical detection assay of 8-oxo-deoxyguanosine and 8-oxo-guanine. // PNAS. 1998. Vol. 95. P. 288-293.

179. Hengen P.N. Methods and reagents. Chemiluminescent detection methods. // TIBS. 1997. Vol. 22(8). P.313-314.

180. Hirano Т., Yamaguchi Y., Hirano H. and Kasai H. Age-associated change of 8-hydroxyguanine repair activity in cultured human fibroblasts. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1995. Vol. 214(3). P. 1157-1162.

181. Hirayama H., Tamaoka J., Horikoshi K. Improved immobilization of DNA to microwell plates for DNA-DNA hybridization. //Nucl. Acids Res. 1996 Vol. 24(20). P. 4098-4099.

182. Hirayama K., Yasutake A., Inoue M. Effect of oxidative stress on interorgan metabolism of glutathione // Medical, Biochemical and Chemical Aspects of Free Radicals. Amsterdam: Elsevier. 1989. P. 559-562.

183. Hollstein M, Sidransky D, Vogelstein B, Harris CC. p53 mutations in human cancers. // Science .1991. Vol. 253(5015). P. 49-53.

184. Holmes G.E., Bernstein C. and Bernstein H. Oxidative and other DNA damages as the basis of aging: a review. //Mutat. Res. 1992. Vol. 275(3-6). P. 305-315.

185. Horan A.D., Giandomenico A.R., Koch C.J. Effect of oxygen on radiation-induced DNA damage in isolated nuclei. // Radiat Res. 1999. Vol. 152(2). P. 144-153.

186. Hruszkewycz A.M., Bergtold D.S. The 8-hydroxyguanine content of isolated mitochondria increases with lipid peroxidation. //Mutation Research. 1990. Vol. 244. P. 123-128.

187. Huang L.E., Zhang H., Bae S. W., Liu A.Y. Thiol reducing reagents inhibit the heat shock response. Involvement of a redox mechanism in the heat shock signal transduction pathway. // J Biol Chem. 1994. Vol. 269(48). P. 30718-30725.

188. Hudson E.K., Hogue B.A., Souza-Pinto N.C., Croteau D.L., Anson R.M., Bohr V.A., and Hansford R.G. Age-associated change in mitochondrial DNA damage. // Free Radic. Res. 1998. Vol. 29. P. 573-579.

189. Ignarro L.J., Buga G.M., Wood K.S. et al/Endotelium-derived relaxing factor produced and released from artery and vein is nitric oxide// Proc. Natl. Acad. Sci.USA. 1987. Vol. 84. P. 9265-9569.

190. Izzott A., Cartiglia C., Taningher M., Deflora S. Balansky R. Age-related increases of 8-hydroxy-2'-deoxy guano sine and DNA-protein crosslinks in mouse organs // Mutat. Res. 1999. Vol. 446. P. 215-223.

191. Jazwinki S.M. Longevity, Genes, and Aging. // Science. 1996. Vol. 273. P. 54-59;

192. Jenner A., England T.G., Aruoma O.I. and Halliwell B. Measurement of oxidative DNA damage by gas chromatography-mass spectrometry: ethanethiol prevents artifactual generation of oxidized DNA bases. // Biochem. J. 1998. Vol. 331. P. 365-369.

193. Johnston R.B. Measurement of 02 secreted by monocytes and macrophages // Methods in Enzymology. Vol.105. N.Y.: Acad. Press. 1984. P.365-369.

194. Jonas S.K., Riley P. A., Willson R.L. Hydrogen peroxide cytotoxicity: Low temperature enhancement by ascorbate or reduced lipoate //Biochem. J. 1989. Vol. 264. P. 651-655.

195. Junod A.F. Effects of Oxygen intermediates on cellular functions. // Amer. Revs. Respir. Dis. 1987. Vol. 135. P. S32-S34.

196. Kahl R., Weimann A., Hildebrandt A.G. Detection of active oxygen in rat hepatocyte suspensions with chemiluminigenic probe lucigenin. // Biochem. and Biophys. Res. Commun. 1986. Vol. 140. P. 468-475

197. Kaiser S., Di Mascio P., Murphy M.E., Sies H. Quenching of singlet molecular oxygen by tocopherols // Antioxidants in therapy and Preventive Medicine. N Y.: Plenum Press, 1990. P. 117-123.

198. Kaneko T, Tahara S, Matsuo M. Non-linear accumulation of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine, a marker of oxidized DNA damage, during aging. // Mutat Res. 1996. Vol. 316(5-6). P. 277-285.

199. Kanofsky J.R. The detection of singlet oxygen in biochemical systems using 1268 nm chemiluminescence // Oxygen Radicals in Biology and Medicine. N.Y.; L. 1988. P.211-218.

200. Karg E., Odh G., Wittbjer A., Rosengren E., Rorsman H. Hydrogen peroxide as an inducer of elevated tyrosinase level in melanoma cells. // J. Invest. Dermatol. 1993. Vol. 100(2 Suppl) P. 209S-213S.

201. Kasai H., Nishimura S. Detection and identification of mutagens and carcinogens as their adducts with guanosine derivatives Nucleic Acids Res. 1984. V. 12. P. 2127-2136.

202. Kasay H,, Crain P.E., Kuchino Y., Nishimura S., Ootsuyama A., Tanooka H. Formation of 8-hydroxyguanine moiety in cellular DNA by agents producing oxygen radicals and evidence for its repair. // Carcinogenesis. 1986. Vol. 7. P. 1849-1851.

203. Katschinski D.M., Boos K., Schindler S.G., Fandrey J. Pivotal role of reactive oxygen species as intracellular mediators of hyperthermia-induced apoptosis. // J Biol Chem. 2000. Vol. 275(28). P. 21094-21098.

204. Katsura Y., Tsuru S., Noritake M. et. al. Effects of macrophage colony-stimulating factor on the activitiesof murine monocytes and peritoneal macrophages in vivo. II Natural Immunity. 1992. Vol. 11. P. 167-176.

205. Kehrer J.P. and Smith C.V. Free radicals in biology: sources, reactivity's, and roles in the etiology of human diseases //Natural antioxidants in human health and disease. N.Y.: Acad. Press. 1994. P. 25-62.

206. Kessel M., Liu S.X., Xu A., Santella R., Hei Т.К. Arsenic induces oxidative DNA damage in mammalian cells. // Mol Cell Biochem. 2002. Vol. 234-235(1-2). P.301-308

207. Khan P.K. and Sinha S.P. Antimutagenic efficacy of higher doses of vitamin С // Mutat. Res. 1993. Vol. 298. P. 157-161

208. Kikuchi A. and Asai K. Reverse gyrase, a topoisomerase which introduces positive superhelical turns into DNA. // Nature. 1984. Vol. 309. P. 677-681.

209. Konings A.W. Membranes as targets for hyperthermic cell killing. // Recent Results Cancer Res. 1988. Vol. 109. P. 9-21.

210. Kricka L.J. Chemiluminescence and bioluminescence // Anal. Chem. 1993. Vol. 65. P. 460R-462R

211. Kukreja R.S., Jesse R.L., Hess M.L. Singlet oxygen: A potential culprit in myocardial injuri? // Mol. Cell. Biochem. 1992. Vol. 111. P. 17-24.

212. Lagorio S., Tagesson C., Forastiere F., Iavarone I., Axelson O. and Carere A. Exposure to benzene and urinary concentrations of 8-hydroxydeoxyguanosine, a biological marker of oxidative damage to DNA. // Occup. Environ. Med. 1994. Vol. 51. P. 739-743.

213. Le Page F, Margot A, Grollman AP, Sarasin A, Gentil A. Mutagenicity of a unique 8-oxoguanine in a human Ha-ras sequence in mammalian cells. // Carcinogenesis. 1995. Vol. 16(11). P. 2779-2784.

214. Leadon S.A. and Hanawalt P.C. Monoclonal antibody to DNA containing thymine glycol. //Mutat. Res. 1983. Vol. 112. P. 191-200.

215. Lee Т.К., O'Brien K., Christie K., Wiley A.L. J.r, Karlsson U.L. Effect of ex vivo hyperthermia on radiation-induced micronuclei in lymphocytes of cancer patients before and during radiotherapy. // Mutat. Res. 1998. Vol. 417(1). P. 1-8.

216. Lennon S.V., Martin S.J., Cotter T.G. Dose dependent induction of apoptosis in human tumor cell lines by widely diverging stimuli. // Cell. Prolif. 1991. Vol. 24. P. 203-214.

217. Lightowlers R.N., Jacobs H.T., and Kajander O.A. Mitochondrial DNA-all things bad? // Trends Genet. 1999. Vol. 15. P. 91-93.

218. Lin W.S. and Kapoor M. Increase in superoxide production by heat-shocked cells in Neurospora crassa , demonstrated by a fluorometric study. // Int. J. Biochem. 1991. Vol. 24. P. 1081-1086.

219. Lodovici M. Castalini С. Cariaggi R. Levels of 8-hydroxydeoxyguanosine as a marker of DNA damage in human leukocytes. // Free Radic. Biol. & Med. 2000. Vol. 28. P. 13-17.

220. Loft S., Vistisen K., Ewertz M., Tjonnenland A., Overvad K. and Poulsen E. // Carciogenesis Vol. 13. 1992. P. 2241-2247.

221. Loft S., Vistisen K., Poulsen E., Vistisen K. and Knudsen L.E. Increased urinary excretion of 8-oxo-2'-deoxyguanosine, a biomarker of oxidative DNA damage, in urban bus drivers. // Mutat. Res. 1999. Vol. 441. P. 11-19.

222. Loh S.N., Dethlefsen L.A., Newton G.L., Aguilera J.A., Fahey R.S. Nuclear Thiols: technical limitations on the determination of endogenous nuclear glutatione and potential importance of sulfgydril proteins. // Radiat. Res. 1990. Vol. 121. P. 98106.

223. Lu L.J.W., TasakaF., Hokansou J.A., Kohda K. Detection of 8-OHdG in deoxiribonucleic acid by the P-32 postlabeling method. // Chem. Pharm. Bull. 1991. V. 93. P.1880-1882

224. Lunec J. ESCODD: European Standards Committee on Oxidative DNA Damage. // Free Radic Res. 1998 Vol. 29(6) P. 601-608.

225. Lunec J., Holloway K.A., Cooke M.S., Faux S., Griffiths H.R., Evans M.D. Urinary 8-oxo-2'-deoxyguanosine: redox regulation of DNA repair in vivo? // Free Radic Biol Med. 2002. Vol. 33(7). P. 875-885.

226. Lutgerink J.T., de Graaf E., Hoebee В., Stavenuitez H.F., Westra J.G., Kriek E. Detection of 8-hydroxyguanine in small amounts of DNA by 32P postlabeling. // Anal Biochem. 1992. Vol. 201(1). P. 127-133.

227. Lynch R.E., Fridovich I. Effects of superoxide on the erythrocyte membrane. // J. Biol. Chem. 1978. Vol. 253(6). P. 1838-1845.

228. Maki H. and Sekiguchi M. MutT protein specifically hydrolyses a potent mutagenic substrate for DNA synthesis. // Nature. 1992. Vol. 355(6357). P. 273-275.

229. Maki H., Sekiguchi M. MutT protein specifically hydrolyses a potent mutagenic substrate for DNA synthesis. // Nature. 1992. Vol.355(6357). P. 273-275.

230. Marguet E., Forterre P. Protection of DNA by salts against thermodegradation at temperatures typical for hyperthermophiles. // Extremophiles. 1998. Vol. 2(2). P. 115-122.

231. Marguet E., Forterre P. Stability and manipulation of DNA at extreme temperatures. // Methods Enzymol. 2001. Vol. 334. P. 205-215.

232. Marklund S. Spectrophotometric study of spontaneous disproportionation of superoxide anion radical and sensitive direct assay for superoxide dismutase. // J. Biol. Chem. 1976. Vol. 251(23). P. 7504-7507.

233. MarnettLJ. Oxyradicals and DNA damage. //Carcinogenesis. 2000. Vol. 21(3). P. 361370.

234. Mates J.M, Sanchez-Jimenez F. Antioxidant enzymes and their implications in pathophysiologic processes. //Front. Biosci. 1991. Vol. 15. P. D339-D345.

235. Matheson M.S., Mulac W.A, Rabani J. Formation of the hydrated electron in the flash photolysis of aqueous solutions. // J. Phys. Chem. 1963. V. 67. P. 2613-2617.

236. Matsubara C, Kawamoto N, Takamura K. Oxo<5,10.15,20-tetra(4-pyridyl)pophyrinato>titanium(IV) an ultra-high sensitivity spectrophotometric reagent for hydrogen peroxide. //Analyst. 1992. Vol. 117. P. 1781-1784.

237. Mauthe R.J, Cook V.M, Coffing S.L, and Baird W.M. Exposure of mammalian cell cultures to benzoa.pyrene and light results in oxidative DNA damage as measured by 8-hydroxydeoxyguanosine formation. // Carcinogenesis. 1995. Vol. 16. P. 133-137.

238. McCaughan J.S. Jr. Photodynamic therapy: a review. // Drugs Aging. 1999. Vol. 15(1). P. 49-68.

239. McDonald RJ, Pan L.C, St George J.A, Hyde D.M, Ducore J.M. Hydrogen peroxide induces DNA single strand breaks in respiratory epithelial cells. // Inflammation. 1993. Vol. 17(6). P. 715-722.

240. McKelvey-Martin V.J, Green M.H, Schmezer P, Pool-Zobel B.L, Meo M.P, Collins A. The single cell gel electrophoresis assay (comet assay):a European review. // Mutat. Res. 1993. Vol. 288 (1). P. 47-63.

241. Mecocci P, MacGarvey U, Kaufman A.E, Koonth D, Shofiher J.M, Wallace D.C. and Beal M.F. Oxidative damage to mitochondrial DNA shaws marked age-depend increases in human brain. //Ann. Neur. 1993. Vol. 34. P. 609-616.

242. Michaels M.L, Miller J.H. The GO system protects organisms from the mutagenic effect of the spontaneous lesion 8-hydroxyguanine (7,8-dihydro-8-oxoguanine). // J. Bacterid. 1992. Vol. 174. P. 6321-6325a.

243. Michaels ML, Tchou J, Grollman AP, Miller JH. A repair system for 8-oxo-7,8-dihydrodeoxyguanine. //Biochemistiy. 1992 Vol. 31. P. 10964-10968b.

244. Midden W.R., Dahl T.A. // Biological inactivation by singlet oxygen: distinguishing O2 ('Eg) // Biochim. et Biophys. Acta. 1992. Vol. 1117. P. 216-222.

245. Mikawa T, Kato R, Sugahara M, Kuramitsu S. Thermostable repair enzyme for oxidative DNA damage from extremely thermophilic bacterium, Thermus thermophilus HB8. // Nucleic Acids Res. 1998. Vol. 26(4). P. 903-910.

246. Miller D.M., Buettner G.R., Aust S.D. Transition metals as catalysts of "autoxidation" reactions. // Free Radic Biol Med. 1990 Vol. 8(1). P. 95-108.

247. Mitchel R.E., Bimboim H.C. Triggering of DNA strand breaks by 45 degrees С hyperthermia and its influence on the repair of gamma-radiation damage in human white blood cells. // Cancer Res. 1985. Vol. 45(5). P. 2040-2045.

248. Miura Т., Muraoka S., Ogiso T. Inhibition of hydroxyl radical-induced protein damages by trolox//Biochem. andMol. Biol. Int. 1993. Vol. 31, N 1. P. 125-134.

249. Miyoshi Y, Nagase H, Ando H, Horii A, Ichii S, Nakatsuru S, Aoki T, Miki Y, Mori T, Nakamura Y. Somatic mutations of the APC gene in colorectal tumors: mutation cluster region in the APC gene. // HumMol Genet. 1992. Vol. 1(4). P. 229-233.

250. Mo J.Y., Maki H., Sekiguchi M. Hydrolytic elimination of a mutagenic nucleotide, 8-oxodGTP, by human 18-kilodalton protein: sanitization of nucleotide pool. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. Vol. 89(22). P. 11021-11025.

251. Mo J.Y., Maki H., Sekiguchi M. Hydrolytic elimination of a mutagenic nucleotide, 8-oxodGTP, by human 18-kilodalton protein: sanitization of nucleotide pool. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. Vol. 89(22). P. 11021-11025.

252. Moller L., Hofer Т. P. ATP mediates formation of 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine from 2'- deoxyguanosine, a possible problem in the 32P-postlabeling assay. //Carcinogenesis.1997. Vol. 18(12). P. 2415-2419.

253. Mori Т., Tano K., Takimoto К and Utsumi K. Formation of 8-Hydroxyguanine and 2,6-Diamino- 4-hydroxy-5-fomiamidopyrimidine in DNA by Riboflavin Mediated Photosensitization. // Biochemical and Biophysical Research Communications. V. 242.1998. P. 98-101.

254. Moriya M. and Grollman A.P. Mutations in the mutY gene of Escherichia coli enhance the frequency of targeted G:C—>T:A transversions induced by a single 8-oxoguanine residue in single-stranded DNA. // Mol Gen Genet. 1993. Vol. 239(1-2). P. 72-76.

255. Muller Т., Devies E.V., Campbell A.K. Pholasin chemiluminescenee detects mostly superoxide anion released from activated human neutrophils // J. Biolum. and Chemilum. 1989. Vol. 3. P. 105-113.

256. Mussarrat J. and Wani A. A. Quantitative immunnoanalysis of promutagenic hydroxy-2-deoxyguonosine in oxydized DNA // Carciogenesis. 1994. Vol. 15(9). P. 2037-2043.

257. Nakae D., Akai H., Kishida H., Kusuoka O., Tsutsumi M and Konishi Y. Age and organ dependent spontaneous generation of nuclear 8-hydroxydeoxyguanosine in male Fischer 344 rats. // Laboratory Investigation. 2000. Vol. 80. P. 249-261.

258. Nakagawa N., Sugahara M., Masui R., Kato R., Fukuyama K., Kuramitsu S. Crystal structure of Thermus thermophilus HB8 UvrB protein, a key enzyme of nucleotide excision repair. //J. Biochem. (Tokyo). 1999. Vol. 126(6). P. 986-990.

259. Nakazawa H., Ichimori K., Shinozaki Y. et al., Is superoxide demonstrated by electron spin resonance spectroscopy really superoxide? // Amer.J. Physiol. 1988. Vol. 255. P. H213-H215

260. Niranjan B.G., Baht N.K. and Avadhani N.G. Preferential attack of mitochondrial DNA byaflatoxinBl during hepatocarcinogenesis. // Science. 1982. Vol. 215. P. 73-75.

261. Novoselov V.I., Amelina S.E., Kravchenko I.N., Novoselov S.V., Yanin V.A., Sadovnikov V.B., Fesenko E.E. // The role of peroxyredoxin in the antioxidant system of respiratory organs. Dokl Biophys. 2000. Vol. 373-375. P. 64-66.

262. Ogawa T, Higashi S, Kawarada Y and Mizumoto R Role of reactive oxygen in synthetic estrogen induction of hepatocellular carcinomas in rats and preventive effect of vitamins //Carcinogenesis. 1995. Vol. 16.P. 831-836.

263. Oh S.O., Hong J.H., Kim Y.R., Yoo H.S., Lee S.H., Lim K., Hwang B.D., Exton J.H., Park S.K. Regulation of phospholipase D2 by H202 in PC12 cells. // J. Neurochem. 2000. Vol. 75. P. 2445-2454.

264. Ohyashiki Т., Nunomura M., Katoh T. Detection of superoxide anion radical in phospholipid liposomal membrane by fluorescence quenching method using 1,3-diphenylisobenzofuran// Biochim. etBiophys. Acta. 1999. Vol. 1421. P.131-139.

265. Olinski R, Zastawny T, Budzbon J, Skokowski J, Zegarski W, Dizdaroglu M. DNA base modifications in chromatin of human cancerous tissues. // FEBS Lett. 1992 Vol. 309(2). P. 193-198.

266. Olinski-R, Zastawny Т. H., Foksinski M, Barecki A and Dizdaroglu M. DNA base modifications and antioxidant enzyme activities in human benign prostatic hyperplasia. // Free Radical Biology and Medicine. 1995. Vol. 18(4). P. 807-813.

267. Olson J.A. Carotenoids and vitamin A an overview // Lipid-Soluble Antioxidants: Biochemistry and Clinical Applications. Basel: Birkhauser Verlag, 1992. P. 178-192.

268. Ozawa T. Genetic and functional changes in mitochondria associated with aging // Physiol. Rev. 1997. Vol.77. N.2. P.425-464.

269. Palmer R.M.J., Ferrige A.G., Moncada S. Nitric oxide release accounts for the biological activity endotelium-derived relaxing factor//Nature. 1987. Vol. 327. P. 524-526

270. Palozza P., Galviello G., Bartoli G.M. Prooxidant activity of beta-carotene under 100% oxygen pressure in rat liver microsomes // Free Radical Biol, and Med. 1995. Vol. 19. P. 887-892.

271. Palozza P., Kiinsky N I. Antioxidant effects of carotenoids in vivo and in vitro an overview // Methods in Enzymology. Vol. 213. N.Y.: Acad, Press, 1992. P. 403-420.

272. Peak, M. J., Robb F. T. and Peak J. G. Extreme resistance to thermally induced DNA backbone breaks in the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus. // J. Bacteriol. 1995. Vol. 177. P. 6316-6318.

273. Perez-Campo R., Lopez-Torres M., Cadenas S., Rojas C. and Barja G. The rate of free radical production as a determinant of the rate of aging: evidence from the comparative approach. //J. Сотр. Physiol. В. 1998. Vol. 168(3). P. 149-158.

274. Perez-Ruiz Т., Martinez-Lozano, Tomas V., Val. O. Photochemical method for the determination of hydrogen peroxide and glucose. // Analyst. 1992. Vol. 117. P. 1771-1774.

275. Persinger R.L., Melamede R., Bespalov I., Wallace S., Taatjes D.J., Janssen-Heininger Y. Imaging techniques used for the detection of 8-oxoguanine adducts and DNA repair proteins in cells and tissues. // Exp Gerontol. 2001. Vol. 36(9). P.1483-1494

276. Peshenko I.V., Novoselov V.I., Evdokimov V.A., Nikolaev Yu.V., Shuvaeva T.M., Lipkin V.M., Fesenko E.E. Novel 28-kDa secretory protein from rat olfactory epithelium. // FEBS Lett. 1996. Vol. 381. P. 14-19.

277. Pick E., Keisari Y. A simple colorimetric method for the measurement of hydrogen peroxide produced by cells in culture. // J. Immunol. Methods. 1980. Vol. 38. P. 161-170

278. Plane F., Jacobs M., McManus D., Bruckdorfer R. Probucol and other antioxidants prevent the inhibition of endothelium-dependent relaxation by low density lipoproteins//Atherosclerosis. 1993. Vol. 103. P. 73-79

279. Podmore I.D., Griffiths H.R., Herbert K.E., Mistry N., Mistry P., Lunec J. Vitamin С exhibits prooxidantproperties. //Nature. 1998. Vol. 392(6676). P. 559.

280. Рое B.S., O'Neill K.L. Caffeine modulates heat shock induced apoptosis in the human promyelocytic leukemia cell line HL-60. // Cancer Lett. 1997. Vol. 121(1). P. 1-6.

281. Pollard-Knight D., Hawkins E., Yeung D., Pashby D.P., Simpson M., McDougall A., Buckle P., Charles S.A. Immunoassays and nucleic acid detection with a biosensor based on surface plasmon resonance. // Ann Biol Clin (Paris). 1990. Vol. 48(9). 642-646a.

282. Popham P.L. and Novacky A. Use of dimethyl sulphoxide to detect hydroxyl radical during bacteria induced hypersensitive reaction // Plant Physiol. 1991 Vol. 96. P. 1157-1160)

283. Pou S., Cohen M.S., Britigan B.E., Rosen G.M. Spin trapping and human neutrophils: Limits of detection of hydroxyl radicals // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264. P. 12299-12302).

284. Prabhakara K. and Murthy S.K. Hyperthermic induction of premature chromosome condensation in human lymphocytes. // Mutat Res. 1995. Vol. 331(2). P. 175-180.

285. Prodczacy J.J., Wei R. Reduction of iodonitrotetrazolium violet by superoxide radicals//Biochem. andBiophys. Res. Commun. 1988. Vol. 150. P. 1294-1301.

286. Pronai L., Ichimori K., Saigusa Y., Nakazawa H. 5,5-dimethyl-1 -pyrroline-N-oxide alone enchances the spontaneous superoxide generation by primequine // Arch. Biochem. and Biophys. 1991. Vol. 288. P. 276-281.

287. Pryor W.A., Stone K. Oxidants in cigarette smoke. Radicals, hydrogen peroxide, peroxynitrate, and peroxynitrite. // Ami. N. Y. Acad. Sci. 1993. Vol. 686. P. 12-27.

288. Rajagopalan R., Melamede R.J., Laspia M.F., Erlanger B.F. and Wallase S.S. Properties of antibodies to thymine glicol, a product of the radiolysis of DNA. // Radiat. Res. 1984. Vol. 97. P. 499-510.

289. Randerath K., Reddy M.V. and Gupta R.S. 32P-labeling test for DNA damage. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. Vol. 78. P. 6126-6129.

290. Riemschneider S., Podhaisky H.P, Klapperstuck Т., Wohlrab W. Relevance of reactive oxygen species in the induction of 8-oxo-2'-deoxyguanosine in HaCaT keratinocytes. // Acta Derm Venereol. 2002. Vol. 82(5). P. 325-328.

291. Riis В. Comparison of results from different laboratories in measuring 8-oxo-2'-deoxyguanosine in synthetic oligonucleotides. //Free Radic. Res. 2002. Vol. 36(6). P. 649-659.

292. Rock G.A.W., Steele J, Umar S., Dockrell H.M. A simple method for the solubilisation of reduced NBT, and its use as a colorimetric assay for activation of human macrophages by gamma-interferon// J. Immunol. Meth. 1985. Vol. 82. P. 161-167.

293. Roubaud V, Sankarapandi S, Kuppusamu P, Tordo P., Zweier J.L. Quantitative measurement of superoxide generation and oxygen consumption from leukocytes using electron paramagnetic resonance spectroscopy// Anal. Biochem. 1998. Vol. 257. P. 210-217.

294. Rousseau E. J., Davison A J, Dunn B. Protection by P-carotene and related compounds against oxygen-mediated cytotoxicity and genotoxicity Implications for carcinogenesis and anticarcinogenesis // Free Radical Biol, and Med. 1992. Vol. 13. P. 407-433.

295. Rubin R. and Farber J.L. Mechanism of the killing of cultured hepatocytes by hydrogen peroxide. // Arch. Biochem. and Biophys. 1984. Vol. 228. P. 450-459.

296. Sakumi K, Furuichi M, Tsuzuki Т., Kakuma Т., Kawabata S, Maki H, Sekiguchi M. Cloning and expression of cDNA for a human enzyme that hydrolyzes 8-oxo-dGTP, a mutagenic substrate for DNA synthesis. // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268. P. 23524-23530.

297. Salo D.C., Pacifici R.E., Lin S.W., Giulivi C., Davies K.J. Superoxide dismutase undergoes proteolysis and fragmentation following oxidative modification and inactivation. // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265. P. 11919-11927.

298. Salonen J.Т., Salonen R, Lappetelainen R. et al. Risk of cancer in relation to serum concentrations of selenium and vitamins A and E. Matched case-control analysis of prospective data // Brit. Med. J. 1985. Vol. 290, P. 417-420.

299. Sandigursky M, Faje A, Franklin W.A. Characterization of the full length uracil-DNA glycosylase in the extreme thermophile Thermotoga maritima. // Mutat Res. 2001. Vol. 485(3). P. 187-195.

300. Sandigursky M, Franklin W.A. Uracil-DNA glycosylase in the extreme thermophile Archaeoglobus fulgidus. // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275(25). P. 19146-19149.

301. Sandman К., Perler F. В., and Reeve J. N. Histone-encoding genes from Pyrococcus: evidence for members of the HMf family of archaeal histones in a non-methanogenic archaeon. // Gene. 1994. Vol. 150. P. 207-208.

302. Sandstrom P. A., Roberts В., Folks T.M., Buttke T.M. HIV gene expression enhances T cell susceptibility to hydrogen peroxide induced apoptosis. // AIDS Res. and Human Retroviruses. 1993. Vol. 9. P. 1107-1113.

303. Santella R.M. Immunological Methods for Detection of Carcinogen-DNA Damage in Humans. // Cancer Epidemiology, Biomarkers & Prevention. 1999. Vol. 8. P. 733-739

304. Schneider J.E., Price S., Maidt L., Gutteridge J.M., Floyd R.A. Methylene blue plus light mediates 8-hydroxy 2'-deoxyguanosine formation in DNA preferentially over strand breakage. // Nucleic Acids Res. 1990. Vol. 18(3). P. 631-635.

305. Schneider J.E., Price S., Maidt L., Gutteridge J.M.SC and Floyd R.A, Nucleic Acid Research, Vol. 18.(3). 1990. P. 631-635.

306. Schuler D., Otteneder M., Sagelsdorff P., Eder E., Gupta R.C., Lutz W.K. Comparative analysis of 8-oxo-2' -deoxyguanosine in DNA by 32P- and 33P-postlabeling and electrochemical detection. // Carcinogenesis. 1997. Vol. 18(12). P. 2367-2371.

307. Seedhouse C.H., Margison G.P., Hendry J.H., Hajeer A., Embleton MJ. Anti-8-охо-2'-deoxyguanosine phage antibodies: isolation, characterization, and relationship to disease states. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001. Vol. 280 (3) P. 595-604.

308. Sharma M., Box H.S., Paul C.R. Detection and quantitation of 8-hydroxydeoxyguanosine 5 -monophosphate in X-irradiated calf thymus DNA by fluorescence postlabeling. // Biochim. Biophys. Res. Commun. 1990. Vol. 167. P. 419-424.

309. Shibutani S., Takeshita M., Grollman A.P. Insertion of specific bases during DNA syntesis past the oxidation damaged base 8-oxoG. // Nature, 1991, Vol. 349, P. 431-434.

310. Shimoda R, Nagashima M, Sakamoto M, Yamaguchi N, Hirohashi S, Yokota J, Kasai H. Increased formation of oxidative DNA damage, 8-hydroxydeoxyguanosine, in human livers with chronic hepatitis.// Cancer Res 1994 Jun 15;54(12):3171-3172.

311. Shinmura K., Kasai H., Sasaki A., Sugimura H., Yokota J. 8-Hydroxyguanine (7,8-dihydro-8-oxoguanine) DNA glycosylase and AP lyase activities of hOGGl protein and their substrate specificity.// Mutat. Res. 1997. Vol. 385. P. 75-82.

312. Simon R.H., Scoggin C.H., Patterson D. Hydrogen peroxide causes the fatal injury to human fibroblasts exposed to oxygen radicals. // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256. P. 7181-7186.

313. Skulachev V.P. Mitochondrial physiology and pathology; concepts of programmed death of organelles, cells and organisms. // Mol. Aspects Medicine. 1999. Vol. 20. P. 139-184.

314. Sohal R.S. Aging, cytochrome oxidase activity, and hydrogen peroxide release by mitochondria. //Free Radic. Biol. Med. 1993. Vol. 14(6). P. 583-588.

315. Sohal R.S., Svenson I., Brunk U.T. Hydrogen peroxide production by liver mitochondria in different species. // Mech. Ageing and Develop. 1990. Vol. 53. P. 209-215.

316. Sohal R.S., Svensson I., Sohal B.H., Brunk U.T. Superoxide anion radical production in different animal species. // Mech Ageing Dev. 1989. Vol. 49(2). P. 129-135.

317. Souza-Pinto N.C., Croteau D.L., Hudson E.K., Hansford R.G., Bohr V.A. Age-associated increase in 8-oxo-deoxyguanosine glycosylase/AP lyase activity in rat mitochondria. //Nucleic Acids Res. 1999. Vol. 27(8). P. 1935-1942.

318. Starkuviene V., Fritz H.J. A novel type of uracil-DNA glycosylase mediating repair of hydrolytic DNA damage in the extremely thermophilic eubacterium Thermus thermophilus. //Nucleic Acids Res. 2002. Vol. 30(10). P. 2097-2102.

319. Steeves R.A. Hyperthermia in cancer therapy: where are we today and where are we going? // Bull. N. Y. Acad. Med. 1992. Vol. 68(2). P. 341-350.

320. Strickland P.T. and Boyele J.M. Immunoassay of carcinogen -modified DNA. // Progr. Nucl. Res. Mol. Biol. 1984. Vol. 31. P. 1-58.

321. Struthers L., Patel R., Clark J. and Thomas S. Direct Detection of 8-Oxodeoxyguanosine and 8-Oxoguanine by Avidin and Its Analogues. // Analytical Biochemistry. 1998. Vol. 255. P. 20-31.

322. Suarna C., Dean R.T., Stocker R. The reactivity of tocotrienols and other lipid-soluble antioxidants towards peroxyl radicals // Lipid-Soluble Antioxidants: Biochemistry and Clinical Applications. Basel: Birkhauser Verlag, 1992. P. 17-26.

323. Suter M. and Richter C. Fragmented Mitochondrial DNA Is the Predominant Carrier of Oxidized DNA Bases // Biochemistry. 1999. Vol. 38. P. 459-464.

324. Suzuki N., Itagaki Т., Goto A. et al. Studies on the chemiluminescent detection of active oxygen species: 9-acridone-2-sulfonic acid, a specific probe for superoxide // Agric. Biol. Chem. 1991. Vol. 55. P. 1561-1564a.

325. Suzuki N., Ogawa K, Yoda B. et al. Chemiluminescent detection of active oxygen species, singlet molecular oxygen and superoxide, using Cypridina luciferin analogues // Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1991. Vol. 57. P. 1711 -1765b.

326. Suzuki Y J. and Ford G.D. Inhibition of Ca -ATPase of vascular smooth muscle sarcoplasmic reticulum by reactive oxygen intermediates // Amer. J. Physiol. 1991. Vol. 261. P. H568- H574.

327. Suzuki E., Kawai E., Kodama Y. et al. Quantitative analysis of superoxide anion generation in living cells by using chemiluminescence video microscopy // Biochim. etbiophys. acta. 1994. Vol. 1201. P. 328-332.

328. Tahara S., Matsuo M., Kaneko T. Age-related changes in oxidative damage to lipids and DNA in rat skin. // Mech. Againg Dev. 2001. Vol. 122. P. 412-426.

329. Tajiri Т., Maki H., Sekiguchi M. Functional cooperation of Mut T, Mut Y, Mut M proteins in preventing mutations caused by spontaneous oxidation of guaninenucleotide in E. coli. II Mutat. Res. 1995. V. 336. P. 257-267.

330. Takahama U. Hydrogen peroxide-dependent generation of singlet molecular oxygen by human saliva: Its detection by chemiluminescence from a cypridina luciferin analog // Photochem. and Photobiol. 1993. Vol. 57. P. 376-379.

331. Takao M., Zhang Q.M., Yonei S., Yasui A. Differential subcellular localization oh human MutY homo log (hMYH) and the functional activity of adenine: 8-oxoguanine DNA glycosylase. // Nucleic Acids Res. 1999. Vol. 27. P. 3638-3644.

332. Takeuchi Т., Nakaya Y., Kato N., Watanabe K., Morimoto K. Induction of oxidative DNA damage in anaerobes. //FEBS Lett. 1999. Vol. 450(3). P. 178-180.

333. Tanaka K, Kobayashi F., Isogai У., Iisuka T. Electrochemical determination of superoxide anions generated from a single neutrophil // Bioelectrochem. and Bioenerg. 1991. Vol. 26. P. 413-421.

334. Tatsuzawa H., Maruyama Т., Hori K., Sano Y., Nakano M. Singlet oxygen ((l)Delta(g)0(2)) as the principal oxidant in myeloperoxidase-mediated bacterial killing in neutrophil phagosome. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. Vol. 262(3). P. 647-650.

335. Tchou J, Grollman A.P. Repair of DNA containing the oxidatively-damaged base, 8-oxoguanine. Mutat Res. 1993. V. 299. P. 277-87.

336. Tchou J., Kasai H., Scibutani S., Chung M.N., Laval J., Grollman A.P. Nishimura S. 8-Oxoguanine (8-Hydroxyguanine) DNA Glycosylase and Its Substrate Specificity. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol.88. P. 4690-4694.

337. Teixeira M.M., Cunha F.Q., Noronha-Dutra A., Hothersall J. Production of singlet oxygen by eosinophils activated in vitro by C5a and leukotriene B4 // FEBS Lett. 1999. Vol. 453. P. 265-268.

338. Thom S.R., Elbuken M.E. Oxygen-dependent antagonism of lipid peroxidation // Free Radical Biol. And Med. 1991. Vol. 10. P. 413-426.

339. Thornalley P. J. and Bannister J.V. The spin trapping of superoxide radicals // Handbook of Methods for Oxygen Radical Research. Boca Raton: CRC Press, 1986. P. 133- 136.

340. Toyokuni S. Reactive oxygen species-induced molecular damage and its application in pathology. // Pathology International. 1999. Vol. 49 (2). P. 91 -103a.

341. Toyokuni S., Iwasa Y., Kondo S., Tanaka Т., Ochi H., and Hiai H. Intranuclear Distribution of 8-hydroxy-2-deoxyguanosine: An Immunocytochemical Study. // The Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 1999. Vol. 47(6). P. 833-835b.

342. Tully L.A. and Levin B.C. Human mitochondrial genetics. // Biotechnol. Genet. Eng. Rev. 2001. Vol. 17. P. 147-177.

343. Umezawa N., Tanaka K., Urano Y. et al. Novel fluorescent probes for singlet oxygen // Angew. Chem. Int. (Ed. Engl.). 1999. Vol. 38 P. 2899-2901.

344. Vieille С. and Zeikus G.J. Hyperthennophilic enzymes: sources, uses, and molecular mechanisms for thermostability. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2001. Vol. 65(1). P. 1-43.

345. Voeikov V. Reactive Oxygen Species, Water, Photons, and Life. // Riv. Biol. 2001. Vol. 94(2). P. 237-258.

346. Wallace D.C. A mitochondrial paradigm for degenerative diseases and ageing. // Novartis Found Symp. 2001. Vol 235. P. 247-263.

347. Wang X, Liu J, Yokoi I. et al. Direct detection of circulating free radicals in the rat using electron spin resonance spectrometry // Free Radical Biol, and Med. 1992. Vol. 12 P. 121-126.

348. Ward J.F. and Kuo I The effect of chloride ions on the y-radiation-induced destruction of DNA, nucleosides and nucleotides in aqueous solution. // Int. J. Radiat. Biol. 1970. Vol. 18. P. 381-390.

349. Warters R.L, Brizgys L.M. Apurinic site induction in the DNA of cells heated at hyperthermic temperatures. //J. Cell Physiol. 1987. Vol. 133(1). P. 144-150a.

350. Warters R.L, Lyons B.W, Axtell-Bartlett J. Inhibition of repair of radiation-induced DNA damage by thermal shock in Chinese hamster ovary cells. // Int. J. Radiat. Biol. Relat. Stud. Phys. Chem. Med. 1987. Vol. 51(3). P. 505-517b.

351. Weissenborn U, Obe G. Modification of bleomycin-induced chromosome aberrations by hyperthermia and under energy depleting conditions in human peripheral lymphocytes. // Int. J. Radiat. Biol. 1992. Vol. 62(3). P. 289-296.

352. Weissenborn U, Obe G. Modification of X-ray induced chromosome aberration frequency by pre- and postirradiation hyperthermia of human peripheral lymphocytes. // Int. J. Radiat. Biol. 1991. Vol. 59(4). P. 973-984.

353. West G J, West I.W, Ward J.F. Radioimmunassay of 7,8-dihydro-8-oxoadenine (8-hydroxyadenine). // Int. J. Radiat. Biol. Relat. Stud. Phys. Chem. Med. 1982. Vol. 42. P. 481-490.

354. Williams M.D. and Chance B. Spontaneous chemiluminescence of human breath. Spectrun temporal distribution, and correlation with peroxide. // J. Biol. Chem. 1983. Vol. 258. P. 3628-3632.

355. Wilson V.L, Basu A.K, Esigmann J.M, Smith R.A. and Harris C.C, 32P-postlabelling and nucleotide chromotographic analysis, Cancer Research. 1988. Vol. 48.2156-2161.

356. Wilson V.L., Taffe B.G., Shielas P.G. Detection and quantification of 8-hydroxydeoxy guano sine adducts in peripheral blood of people exposed to ionizing radiation. //Environ. HealthPerspect. 1993. Vol. 99. P. 261-263.

357. Wu S .M. and Pizzo S. V. Mechanism of hypochlorite-mediated inactivation of proteinase inhibition by a2-macroglobulin. // Biochemistry. 1999. Vol. 38. P. 13983-13990.

358. Wymaim M.P., Von Tscharner V., Deranleau D.A., Baggiolini M. Chemiluminescence detection of H2O2 produced by human neutrophils during the respiratory burst. // Anal. Biochem. 1987. Vol. 165. P. 371-378.

359. Yadav H.S, Jain V. A simple in vitro method to detect singlet oxygen and to compare photodynamic activity using alkaline phosphatase // Indian J. Biochem. And Biophys. 1994. Vol.31. P. 490-495.

360. Yamane H., YadaN., Katori E., Mashino Т., Nagano Т., Hirobe M. Base liberation from nucleotides by superoxide and intramolecular enhancement effect of phosphate group. // Biochem. Biophys. Res. Communs. 1987. Vol. 142. P. 1104-1110.

361. Yanofsky C, Cox EC, Horn V. The unusual mutagenic specificity of an E. Coli mutator gene.// Proc Natl Acad Sci USA. 1966 Vol. 55(2). P. 274-281.

362. Yarborough A., Zhang Y.J., Hsu T.M. and Santella R.M. Immunoperoxidase detection of 8-hydroxydeoxyguanosine in aflatoxin В1-treated rat liver and human oral mucosal cells. // Cancer Research. 1996. Vol. 56. P. 683-688.

363. Yoshikawa Т., Kokura S., Tainaka K., Itani K., Oyamada H., Kaneko Т., Naito Y., Kondo M. The role of active oxygen species and lipid peroxidation in the antitumor effect of hyperthermia. // Cancer Res. 1993. Vol. 53(10 Suppl). P. 2326-2329.

364. Yoshimura M., Kashiba M., Oka J., Sugisawa A., Umegaki K.Vitamin E prevents increase in oxidative damage to lipids and DNA in liver of ODS rats given total body X-ray irradiation. // Free Radic. Res. 2002. V. 36. P. 107-112.

365. Yu B.P. Cellular defenses against damage from reactive oxygen species // Physiol. Revs. 1994. Vol. 74. P. 139-162.

366. Zainal T.A., Oberley T.D., Allison D.B. and Weindruch R. Caloric restriction of rhesus monkeys lowers oxidative damage in skeletal muscle. // FASEB J. 2000. Vol. 14. P. 1825-1836.

367. Zeisig M., Hofer Т., Cadet J., Moller L. 32P-postlabelinghigh-performance liquid chromatography (32P-HPLC) adapted for analysis of 8-hydroxy-2' deoxyguanosine. // Carcinogenesis. 1999. Vol. 20(7). P. 1241-1245.

368. Zeller J.M., Rothberg L., Landay A.L. Evalution of human monocyte oxidative metabolism utilizing a flow cytometric assay. // Clin, and Exp. Immunol. 1989. Vol. 78. P. 91-96.

369. Zhan H., Sun G-P, Liu C-G and Zhou J.H. Age-related change of free radical generation in liver and sex glands of rats. // Mech. Ageing Dev. 1992. Vol. 53(3). P. 217-227.

370. Zhou Y.-C. and Zheng R.b. Phenolic compounds and an analog as superoxide anion scavengers and antioxidants // Biochem. Pharmacol. 1991. Vol. 42. P. 1177-1179.