Образование 8-оксогуанина и продуктов его окисления в ДНК in vitro под действием тепла, ионов уранила и γ-излучения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Смирнова, Виолетта Сергеевна

• Смирнова, Виолетта Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Смирнова, Виолетта Сергеевна

ВВЕДЕНИЕ.

ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Активные формы кислорода, их роль и антиоксидантная защита клетки.

1.1. Активные формы кислорода.

1.1.1. Супероксид-анион радикал.

1.1.2. Перекись водорода.

1.1.3. Гидроксильный радикал.

1.1.4. Оксид азота и пероксинитрит.

1.2. Биологическая роль АФК.

1.3. Повреждающая роль АФК.

1.4. Антиоксидантная защита клетки.

Глава 2. Образование 8-оксогуанина и его биологическая роль.

2.1. Влияние различных экзогенных факторов на образование 8-оксогуанина в ДНК in vivo.

2.2. Роль 8-оксогуанина в патогенезе и развитии различных заболеваний.

2.3. Репарация 8-оксогуанина в ДНК.

Глава 3. Влияние некоторых повреждающих факторов на ДНК.

3.1. Ионизирующее излучение.

3.2. Температурное воздействие.

3.3. Ионы металов и обедненный уран.

3.3.1. Обедненный уран.

ЧАСТЬ И. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ

Глава 4. Материалы и методы исследования.

4.1. Материалы.

4.2. Методы.

4.2.1. Определение концентрации ДНК.

4.2.2. Облучение ДНК.

4.2.3. Очистка моноклональных антител из асцитной жидкости.

4.2.4. Образование 8-OG в ДНК под действием у-излучения.

4.2.5. Иммуноферментный анализ.

4.2.6. Определение тепловой продукции перекиси водорода в бидистиллированной воде и фосфатном буфере.

4.2.7. Удаление продуктов окисления 8-оксогуанина ферментом 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазой.

4.2.8. Жидкостная колоночная хроматография.

4.2.9. Определение тепловой продукции перекиси водорода в фосфатном буфере при действии уранилацетата и ацетата Na.

4.2.10. Определение тепловой продукции ОН - радикалов в фосфатном буфере при действии уранил ацетата и ацетата Na.

4.2.11. Определение образования урацила в ДНК при действии тепла и ионов уранила.

4.2.12. Депуринизация ДНК при действии тепла и ионов уранила.

ЧАСТЬ III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 5. Образование 8-оксогуанина в ДНК под действием физиологической температуры 37°С.

5.1. Тепловое повреждение ДНК с образованием 8-оксогуанина при температуре 37°С.

5.2. Окисление 8-оксо-2'-дезоксигуанозина под действием тепла.

5.3. Образование перекиси водорода при 37°С.

Глава 6. Дополнительное окисление 8-оксогуанина и образование продуктов его окисления в ДНК.

6.1. Выделение и идентификация продуктов дальнейшего окисления 8-оксогуанина при нагревании раствора ДНК после прогревания раствора ДНК при 80°С.

Глава 7. Действие на ДНК ионов уранила, у-излучения и тепла.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Образование 8-оксогуанина и продуктов его окисления в ДНК in vitro под действием тепла, ионов уранила и γ-излучения»

Одним из наиболее значимых повреждающих факторов среды действующих на биологические макромолекулы - нуклеиновые кислоты, белки и липиды, - являются активные формы кислорода (АФК). Такие формы кислорода индуцируются разнообразными причинами: ионизирующей радиацией, множеством химических мутагенов и канцерогенов, а также естественным и, особенно, нарушенным аэробным клеточным метаболизмом. Высокая реакционная способность АФК делает их чрезвычайно токсичными для биологических систем на всех уровнях - от молекулярно-клеточного до организменного. Одной из наиболее чувствительных и биологически важных мишеней при повреждении ДНК активными формами кислорода является гуанин, а продуктом повреждения 8-оксогуанин [Kasai et al., 1984]. Поскольку 8-оксогуанин (8-OG) является наибольшим по величине выхода продуктом, образуемым при действии АФК на нуклеиновые кислоты, то 8-OG в настоящее время считается одним из основных биомаркеров окислительного повреждения ДНК [Griffiths et al., 2002]. В отличие от других производных оснований, образованных под действием АФК, блокирующих репликационный процесс, 8-оксогуанин обладает неоднозначными субстратно-кодовыми свойствами при биосинтезе нуклеиновых кислот, что приводит к точковым мутациям трансверсионного типа G:C-»A:T. О важности удаления 8-оксогуанина из организма говорит существование нескольких типов репарации этого повреждения у высших и у низших организмов. Действительно, в настоящее время установлена связь между образованием 8-OG и такими процессами как мутагенез [Брусков и др., 1992; Moria and Grollman, 1993], канцерогенез [Olinski et al., 2002], старение [Beckman and Ames, 1998] и патогенез болезней пожилого возраста [Зенков и др., 2001]. Поэтому исследование механизмов образования 8-оксогуанина в ДНК, при различных воздействиях, и его поведение в биологических процессах представляет актуальную фундаментальную проблему. Среди различных воздействий ведущих к генерации АФК и повреждению ДНК, ее спонтанной нестабильности, мутагенезу, старению и различным патологиям, роль тепла является наименее изученной. Из известных в настоящее время повреждений ДНК индуцируемых теплом (депуринизация, дезаминирование цитозина, однотяжевые разрывы сахаро-фосфатного остова), образование 8-оксогуанина установлено лишь недавно. Для понимания роли тепла необходимо вычленить и оценить ее относительную роль, как постоянно действующего физического фактора среды в повреждениях ДНК среди других воздействий. Необходимо также выяснить роль различных видов окислительных модификаций оснований ДНК в молекулярных механизмах индуцированного мутагенеза. Большую опасность для окружающей среды и здоровья человека (заболевания «неясной этиологии», лейкемия и др.) представляет использование снарядов с обедненным ураном (ОУ) в ходе военных конфликтов. При взрывах таких снарядов происходит сгорание урана с образованием различных окислов. Среди них наибольшее биологическое действие, по-видимому, оказывают образующиеся ионы уранила [Miller et al., 2002; Yazzie et al., 2003]. Поскольку ОУ на 60% менее радиоактивен, чем природный уран, то он не может вызывать существенные генотоксические эффекты, связанные с радиационным воздействием. Поэтому причины такого действия ОУ на организм человека до сих пор являются неизвестными. Исследование молекулярных механизмов, приводящих к генерации АФК, образованию 8-оксогуанина и других повреждений оснований в ДНК под действием таких факторов среды, как тепло, у-излучение и ионы уранила, представляет собой актуальную фундаментальную проблему, связанную с необходимым пониманием процессов мутагенеза, канцерогенеза и старения, индуцированных действием этих факторов окружающей среды.

Целями диссертационной работы являлись: изучить процесс теплового повреждения ДНК in vitro с образованием 8-оксогуанина, продуктов его дальнейшего окисления; исследовать модифицирующее влияние ионов уранила на образование 8-оксогуанина в ДНК под действием тепла и у-излучения.

В соответствии с выбранными целями были поставлены основные задачи:

1) исследовать процесс окисления гуанина в ДНК in vitro с образованием 8-OG и возможность его дальнейшего окисления при физиологической температуре 37°С;

2) выделить и идентифицировать продукты дальнейшего окисления 8-OG;

3) исследовать возможность влияния ионов уранила на генерацию активных форм кислорода под действием тепла, возможность усиления продукции 8-OG и других повреждений оснований в ДНК in vitro под действием тепла и у-излучения.

ЧАСТЬ I. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Смирнова, Виолетта Сергеевна

ВЫВОДЫ:

1) Методом иммуноферментного анализа с использованием моноклональных антител, специфичных к 8-оксогуанину, показано, что при физиологической температуре 37°С происходит изменение содержания 8-оксогуанина в ДНК in vitro с образованием 8-оксогуанина. Этот процесс носит сложный, квазиколебательный характер, а максимальные изменения содержания 8-оксогуанина достигают двукратных величин. Эти изменения обусловлены как дополнительным образованием 8-оксогуанина, так и его дальнейшим окислением активными формами кислорода, генерируемых при действии тепла.

2) Установлено, что при тепловом воздействии при 60°С происходит дальнейшее окисление "8-оксо-2'-дезоксигуанозина с образованием ряда неустойчивых продуктов. Свойства этих продуктов изменяются в зависимости от длительности прогревания. УФ-спектр поглощения одного из выделенных продуктов соответствует УФ-спектру спироиминодигидантоина.

3) После прогревания и выщепления из ДНК окисленных производных 8-оксогуанина ферментом 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазой и разделения их методами жидкостной колоночной хроматографии выделен ряд продуктов. УФ-спектры поглощения отдельных продуктов соответствуют УФ-спектрам имидазолона, спироиминогидантоина и дииминоимидазола. Показано, что образование промежуточных продуктов зависит от времени и условий прогревания.

4) Ионы уранила при действии тепла вызывают дополнительное образование перекиси водорода и гидроксильных радикалов в фосфатном буфере, рН 6,8, и в воде. Опосредованная ионами уранила дополнительная генерация АФК приводит к усилению повреждений оснований ДНК с продукцией 8-оксогуанина, продуктов его дальнейшего окисления и увеличению теплового дезаминирования цитозина с образованием урацила. Ионы уранила усиливают повреждающее действие у-излучения на ДНК in vitro.

СПИСОК ОСНОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ И ОБОЗНАЧЕНИЙ

8-OG - 8-оксогуанин;

АФК - активные формы кислорода; мкАт - моноклональные антитела;

ПОЛ - перекисное окисление липидов;

СОД - супероксиддисмутаза;

ФБ- фосфатный буфер,

ОН~ - гидроксильный ион;

ОН* - гидроксильный радикал;

Н2О2- перекись водорода, ещ - гидратированный электрон.

02*~ - супероксид-анион радикал 1Ог - синглетный кислород

ABTS - 2,2'-Azino-bis(3-ethylbenz-thiazoline-6-sulfonic acid)

Fpg - формамидопиримидин-ДНК-гликозилаза, MutM

G - радиационно-химический выход

ИФА - иммуноферментный анализ; 8-oxodG - 8-оксо-2'-дезоксигуанозин; г-2-амино-5-[(2-дезокси-Р-В-э/7«/и/'о-пентофуранозил)амино]-4Я-имидазол-4-он (имидазолон);

Or- 2,2-диамино-4-[(2-дезокси-р-В-эр«тро-пентофуранозил)амино]-5(2Я)-оксазалон (оксазолон);

Sp - спироиминодигидантоин; z- 2,5-диимино-4-[(2-дезокси-(В-В-эрыт/?о-пентофуранозил)амино]-2Я,5//-имидазол (дииминоимидазол); Gh- гуанидиногидантоин; 1а - иминоаллантоин.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящей работе представлены результаты исследования процесса теплового повреждения ДНК in vitro, при физиологической температуре 37°С, с образованием 8-оксогуанина и продуктов его дополнительного окисления, исследовано модифицирующее влияние ионов уранила на образование 8-оксогуанина в нативной и денатурированной ДНК in vitro под действием тепла и у-излучения.

В 5 главе работы, методом иммуноферментного анализа с использованием моноклональных антител специфичных к 8-оксогуанину, показано изменение содержания 8-OG в растворе нативной и денатурированной ДНК (1мМ ФБ, рН 6,8) in vitro под действием физиологической температуры 37°С со временем. Этот процесс в обоих случаях носит сложный, осциллирующий характер и максимальные изменения, достигают двукратных величин. С помощью дифференциальной спектроскопии, показано изменение УФ-спектра поглощения 8-оксодезоксигуанозина после его прогревания при высоких температурах. Проведено хроматографическое разделение 8-oxodG, прогретого в течение различных временных интервалах и получен ряд продуктов. УФ-спектр поглощения одного из них меняется в зависимости от длительности прогревания, что свидетельствует об образовании новых неустойчивых продуктов обусловленных окислением 8-оксодезоксигуанозина под действием тепла. УФ-спектр поглощения этого продукта, полученный после наиболее длительного прогевания 8-oxodG (45 часов), соответствует УФ-спектру поглощения спироиминодигидантоина. Методом усиленной хемилюминесценции, в системе люминол-р-йодофенол-пероксидаза хрена, определена продукция перекиси водорода в воде и 1 мМ ФБ, рН 6,8, при тепловом воздействии физиологической температуры 37°С в течении различных длительных промежутков времени. Показан квазиколебательный характер изменения концентрации Н2О2 на приблизительно постоянном стационарном уровне. Полученные данные свидетельствуют о том, что образование 8-OG в ДНК при 37°С, опосредованно возникновением АФК под действием тепла.

В 6 главе работы, методами жидкостной колоночной хроматографии и проведении реакции с ферментом 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазой, впервые показано образование продуктов дополнительного окисления 8-оксогуанина в ДНК in vitro под действием тепла. УФ-спектры поглощения этих продуктов соответствуют УФ-спектрам имидазолона, спироиминодигидантоина и дииминоимидазолу.

В главе 7 проведено исследование образования 8-оксогуанина в ДНК in vitro при совместном действии тепла, у-излучения и ионов уранила. Приведены зависимости образования 8-OG в нативной и денатурированной ДНК от концентрации уранилацетата

90 после воздействия у-излучения и от дозы у-излучения с добавлением уранилацетата. Эти зависимости имеют немонотонный характер. Представлены зависимости образования 8-OG в нативной и денатурированной ДНК после у-облучения, от длительности прогревания при 37°С. Содержание 8-оксогуанина при этом меняется сложным квазиколебательным образом, а добавление ионов уранила заметно усиливает этот процесс. Методом усиленной хемилюминесценции, в системе люминол-р-йодофенол-пероксидаза хрена, показано, что уранилацетат увеличивает продукцию перекиси водорода при нагревании 1мМ ФБ, рН 6,8, тогда как ацетат Na ее уменьшает. С помощью кумарин-3-карбоновой кислоты установлено, что в присутствии уранилацетата в растворе 1мМ ФБ, рН 6,8 и его прогревании (80°С, 2 часа), происходит увеличение образования гидроксильных радикалов по сравнению с контролем в 2 раза. Эти данные свидетельствуют об образовании АФК под действием ионов уранила в условиях прогревания растворов. В свете полученных данных, осцилирующий характер образования 8-оксогуанина в ДНК под действием ионов уранила, у-облучения и теплового воздействия объясняется как образованием 8-OG, так и его дальнейшим окислением, что обусловленно генерацией АФК ионами уранила и теплом. В целом, при сочетанном воздействии этих трех факторов на ДНК, процессы окисления 8-OG преобладают над его образованием. Показано влияние ионов уранила на другой тип теплового повреждения ДНК, такой как дезаминирование цитозина, с образованием урацила. Константа скорости этого процесса составляет величину 5,6 х10"7с"\ В присутствии 5 мкМ уранилацетата происходит увеличение скорости образования урацила в 2,5 раза. В тоже время уранилацетат не влияет заметным образом на процесс тепловой депуринизации ДНК.

Таким образом, нам впервые удалось показать образование не только 8-оксогуанина в ДНК in vitro под действием тепла при 37°С, но и продуктов его дальнейшего окисления. Также показано образование продуктов дальнейшего окисления 8-оксо-2'-дезоксигуанозина под действием тепла. Показана возможность дополнительного образования АФК под действием тепла и ионов уранила что приводит к таким мутагенным повреждениям оснований ДНК, как образование 8-OG, продуктам его дальнейшего окисления, а также существенному увеличению теплового дезаминирования цитозина с образованием урацила. Ионы уранила усиливают повреждающее действие у-излучения на ДНК in vitro.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Смирнова, Виолетта Сергеевна, 2005 год

1. Абрамова Ж.И., Оксенгендлер Г.И. Человек и противоокислительные вещества. Ленинград: Наука. 1985 с.

2. Барабой В.А. Механизмы стресса и перекисное окисление липидов. // Успехи соврем. Биологии. 1991. Т. 111(6). С. 923-931.

3. Барабой В.А., Петрина Л.Г. Металлотионеины: структура и механизмы действия. // Укр. BioxiM. Журнал. 2003. Т. 75(4). С. 28-36.

4. Биленко М.В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов. // М.: Медицина. 1989.278 с.

5. Болдырев А.А. Карнозин. Биологическое значение и возможности применения вмедицине. // М: МГУ. 1998. С. 119-121.

6. Брусков В.И. // Молекул. Биология. 1968. Т. 2. 681-687.

7. Брусков В.И., Газиев А.И., Малахова Л.В., Манцыгин Ю.А., Моренков О.С.

8. Брусков В.И., Петров А.И. Кинетика образования 8-окси-2 -дезоксигуанозин-5'-монофосфата под влиянием тепла: определение констант скоростей энергии активации. // Мол. Биол. 1992. Т. 26. С.1362-1369.

9. Брусков В.И., Черников А.В., Гудков С.В., Масалимов Ж.К. Активация восстановительных свойств анионов морской воды под действием тепла. // Биофизика. 2003. Т. 48. Вып. 6. С. 1022-11029.

10. Доклад ЮНЕП по обедненному урану. // Бюллетень МАГАТЭ. 2001. Т. 43. С. 4851.

11. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир. 1991.540 с.

12. Дубинин Н.П., Сидоров Б.Н., Соколов Н.Н. Генетический эффект свободныхрадикалов. // Докл. АН СССР. 1959. №1. С. 172-175.

13. Дурнев А.Д., Середенин С.Б. Мутагены. Скрининг и фармакологическаяпрофилактика воздействий. М.: Медицина. 1998. 328 с.

14. Жанатаев А.К., Дурнев А.Д., Середенин С.Б. Перспективы определения 8гидрокси-2-дезоксигуанозина в качестве биомаркера окислительного стресса вэксперименте и клинике. // Вестник РАМН. 2002. Т. 2. С. 45-49.

15. Жижина Г.П., Блюхтерова Н.В. Изменение уровня эндогенного окисления ДНК спомощью ионов металлов и ксенобиотиков. // Биохимия. 1997. Т. 62(1). С. 103-110.

16. Журавлев А.И. Развитие идей Б.Н. Тарусова о роли цепных процессов вбиологии. // Биоантиокислители в регуляции метаболизма в норме и патологии.1. М.: Наука, 1982. С. 3-37.

17. Зенков Н.К., Ланкин В.З., Меньшикова Е.Б. Окислительный стресс: биохимический и патофизиологический аспекты. М.: МАИК «Наука/Интерпериодика». 2001. 343 с.

18. Зенков Н.К., Меныцикова Е.Б. Активированные кислородные метаболиты в биологических системах. // Успехи соврем. Биологии. 1993. Т. 113(3). С. 286-296.

19. Зотин А.И., Зотина Р.С. Феноменологическая теория развития роста и старения организма. М.: Наука. 1993. 364 с.

20. Ищенко А.А., Булычев Н.В., Максакова Г.А., Джонсон Ф., НевинскиЙ Г.А.

21. Кудряшов Ю.Б. Радиационная биофизика (ионизирующие излучения). М.: ФИЗМАТЛИТ. 2004.448 с.

22. Кулинский В.И., Колесниченко Л.С. Биологическая роль глутатиона. // Успехи соврем, биол. 1990. Т. 110(1). С. 20-33.

23. Маянский А.Н., Маянский Д.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. Новосибирск. Наука. 1989. 123 с.

24. Новосёлов В.И., Амелина С.Е., Кравченко И.Н., Новосёлов С.В., Янин В.А., Садовников В.Б., Фесенко Е.Е. Роль пероксиредоксина в антиоксидантной системе органов дыхания. //Докл. РАН. 2000. Т. 375(6). С. 831-833.

25. Новоселов В.И., Барышникова JI.M., Янин В.А., Амелина С.Е. Влияние пероксиредоксина VI на заживление резаной раны у крыс. // Доклады Академии Наук. 2003. Т. 393(3). С. 412-414.

26. Обухова Л.К., Эмануэль Н.М. Молекулярные механизмы замедления старения антиоксидантами. // Итоги науки и техники. Общие проблемы биологии. М.: ВИНИТИ. 1984. Т. 4 С. 44-80.

27. Обухова Л.К., Эмануэль Н.М. Роль свободнорадикальных реакций окисления в молекулярных механизмах старения живых организмов. // Успехи химии. 1983. Т. 52(3). С. 353-372.

28. Шарий Н.И., Подоплелов И.И., Ковалева В.М. Влияние длительной гипотермии на жизнеспособность культур клеток. Искусственное увеличение видовой продолжительности жизни. М. 1978. С. 20.

29. Шевченко В.А., Абрамов В.И., Фетисов А.Н., Нилова И.Н. Мутагенное действие урана. // 4 Съезд по радиационным исследованиям. Тезисы. Москва, 2024 ноября 2001 г. T.I. С.116.

30. Эмануэль Н.М. Антиоксиданты и пролонгирование жизни. // Биология старения. Л.: Наука. 1982. С. 569-585.

31. Эмануэль Н.М. Ингибиторы радикальных процессов (антиоксиданты) и возможность продления жизни. Киев: Ин-т геронтологии. 1979. С. 118-127. Ярмоненко С.П., Вайнсон А.А. Радиобиология человека и животных. М.: Высшая школа. 2004. 550 с.

32. Ames B.N., Shigenaga M.K., Hagen T.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 7915-7922.

33. Ames B.N., Shigenaga M.K., Hagen T.M. Oxidants, antioxidants and degenerative diseasesof aging. Proc. Natl.Acad. Sci. 1993. Vol. 90. P. 7915-7922. Archer S. Measurement of nitric oxide in biological models. // FASEB J. 1993. Vol. 7. P. 349-360.

34. Aruoma O., Halliwell B. DNA-damage and free radicals. // Chem. Brit. 1991. Vol. 27. P. 149-152.

35. Aruoma О., Halliwell В., Dizdaroglu M. Iron-dependent modification of bases in DNA by superoxide radical generating system hypoxantine/xantine oxidase. // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264. P. 13024-13028.

36. Bagchi D., Hassoun E.A., Bagchi M. Oxidative stress induced by chronic administration of sodium dichromate Cr(VI). to rats. // Сотр. Biochem. Physiol. C. Pharmacol. Toxicol. Endocrinol. 1995. Vol. 110. P. 281-287.

37. Bast A., Haenen G.R.M.M., Doelman C.J.A. Oxidants and antioxidants: State of the art. // Amer.J.Med. 1991. Vol. 91. Suppl.3C. P. 2S-13S.

38. Baverstock K.F., Will S. Evidence for the dominance of direcr excitation of DNA in the formation of strand breaks in cells following irradiation. // Int. J. Radiat. Biol. 1989. Vol. 55. P.563-568.

39. Becker D., Seville M.D. The chemical consequences of radiation damage to DNA. // Adv. Radiat. Biol. 1993. Vol. 17. P. 121-180.

40. Beckman K.B., Ames B.N. The free radical theory of aging matures. // Physiol. Rev.1998. Vol. 78. P. 547-581.

41. Beckman K.B., Ames B.N. Endogenous oxidative damage of mtDNA. // Mutat. Res.1999. Vol. 424. P. 51-58.

42. Bleise A., Danesi P.R., Burkart W. Properties, use and health effects of depleted uranium (DU): a general overview. // J. Environment. Radioact. 2003. Vol. 64. P. 93112.

43. Burdon R.H. Released active oxygen species as intercellular signals: their role in regulation of normal and tumour cell proliferation. // Biol. Chem. 1992. Vol. 373. P. 739-740.

44. Burdon R.H., Gill V., Evans C.R. Active oxygen species and heat shock protein induction. // Stress Proteins. Induction and Function. Berlin: Springer-Verlag. 1990. P. 19-25.

45. Carmichael P., Hewer A., Osborne M. Detection of bulky DNA lesions in the liver of patients with Wilson's desiase and primary haemochromatosis // Mut. Res. 1995. Vol. 326. P. 235-243.

46. Chemeris N.K., Gapeyev A.B., Sirota N.P., Gudkova O.Y., Kornienko N.V., Tankanag A.V., Konovalov I.V., Buzoverya M.E., Suvorov V.G., Logunov V.A.

47. DNA damage in frog erythrocytes after in vitro exposure to a high peak-power pulsed electromagnetic field. // Mutat. Res. 2004. Vol. 558. P. 27-34.

48. Chen S-K., Tsai M-H., Lin C-H., Hwang J.J., Chan W.P. Determination of 8-oxoguanine in individual cell nucleus of gamma-irradiated mammalian cells. // Rad. Res. Vol. 155. P. 832-836.

49. Cheng K.C., Cahill D.S., Kasai H., Nishimura S., Loeb L.A. 8-Hydroxyguanine, anabundant form of oxidative DNA damage, causes G—>T and A—>C substitutions. // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267(1). P. 166-172.

50. Chung M.N., Kasai H., Jones D.S., Inone H., Ishikawa H., Ohtsuka E., Nishimura

51. S. An endonuclease activity of E. coli that specifically removes 8-hydroxyguanine residues from DNA. // Mutat. Res. 1991. Vol. 254. P. 1-12.

52. Chung M.N., Kasai H., Nishimura S., Yu P. Protection of DNA damahe by dietary restriction. // Free Rad. Biology and Medicine. 1992. Vol. 12. P. 523-525.

53. Chung M.N., Kim H.S., H.,Ohtsuka., Kasai H., Yamomoto F., Nishimura S. Anendonuclease activity in human polymorphonuclear neutrophils that removes 8-hydroxyguanine residues from DNA. // Biochim. Biophys. Res. Commun. 1991. Vol. 178. P. 1472-1478.

54. Crawford D., Zbinden I., Amstad P., Cerutti P. Oxidant stress induces the proto-oncogenes c-fos and c-myc in mouse epidermal cells. // Oncogen. 1988. Vol. 206. P. 667-673.

55. Cullis P.M., Symons M.C.R. Effects of direct radiation on deoxyribonucleic acid. // Radiat. Phys. Chem. 1986. Vol. 27. P. 93-100.

56. Cutler R. Human longevity and aging: possible role of reactive oxygen species. // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1991. Vol. 621. P. 1-28.

57. Datta R., Hallahan D.E., Kharbanda S.M. Involvement of reactive oxygen intermediates in the induction of c-jun gene^anscription by ionizing radiation. // Biochemistry. 1992. Vol. 31. P. 8300-8306.

58. De Witt D.L. Prostaglandine endoperoxides synthase: regulation of enzyme expression. // Biochem. et biophys. acta. 1991. Vol. 1083. P. 121-134.

59. Debono D.P., Yang W.D. Exposure to low concentrations of hydrogen peroxide causes delayed endothelial cell death and inhibits proliferation of surviving cells. // Atherosclerosis. 1995. Vol. 114. P.235-245.

60. Dillard C.J., Tappel A. // Methods Enzymol. 1984. Vol. 105. P. 337-341. Diamascio P., Briviba K., Sasaki S.T. The reaction of peroxynitrite with tert-butyl hydroperoxide ptoduces singlet molecular oxygen. // Biol. Chem. 1997. Vol. 378. P. 1071-1074.

61. Dimascio P., Devasagayam T.P., Raiser S., Sies H. Carotenoids, tocopherols, and thiols as biological singlet molecular oxygen quenchers. // Biochem. Soc.Trans. 1990. Vol. 18. P. 1054-1056.

62. Duarte V., Gasparutto D., Jaquinod M., Cadet J. In vitro DNA synthesis opposite oxazolone and repair of this DNA damage using modified oligonucleotides. // Nucleic Acids Res. 2000. Vol. 28(7). P. 1555-1563.

63. Durakovic A. Undiagnosed illnesses and radioactive warfare. // Croatian Med. J. 2003. Vol. 44(5). P. 520-532.

64. Dynlacht J.R., Hen thorn J., ONan C., Dunn S.T., Story M.D. Flow cytometric analysis of nuclear matrix proteins: method and potential applications. // Cytometry. 1996. Vol. 24. P. 348-359.

65. Flanagan S.W., Moseley P.L., Buettner G.R. Increased flux of free radicals in cells subjected to hyperthermia: detection by electron paramagnetic resonance spin trapping. // FEBS Lett. 1998. Vol. 431(2). P. 285-286.

66. Frank J., Kelleher D.K., Pompella A., Thews O., Biesalski H.K., Vaupel P.

67. Enhancement of oxidative cell injury and antitumor effects of localized 44 degrees С hyperthermia upon combination with respiratory hyperoxia and xanthine oxidase. // Cancer Res. 1998. Vol. 58(13). P. 2693-2698.

68. Emerit I., Micheson A. Chromosome instability in human and murine autoimmune disease: anticlastogenic effect of superoxide dismutase. // Acta Physiol. Scand. 1980. Vol. 492. P. 59-65.

69. Fidelius R.K. The generation of oxygen radicals: A positive signal for lymphocyte activation. // Cell. Immunol. 1988. Vol. 113. P. 175-182.

70. Floyd R. The role of 8-hydroxyguanine in carcinogenesis. // Carcinogenesis. 1990. Vol. 11. P. 1447-1450.

71. Forsinski M., Bialkowski K., Skiba M. Evaluation of 8-oxodeoxyguanosine typical oxidative DNA damage, in lympocytes of ozone-treated arteriosclerotic patients. // Mutat. Res. 1999. Vol. 438. P. 23-27.

72. Fraga C.G., Motchnik P.A., Shigenaga M.K., Helbock H.J., Jacob R.A., Ames B.N.

73. Ascorbic acid protects against endogenous oxidative DNA damage in human sperm. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 11003-11006.

74. Fraga C.G., Shigenaga M.K., Park J.V., Degan P., Ames B.N. Oxidative damage to DNA during aging: 8-Hydroxy-2 -deoxyguanosine in rat organ DNA and urine. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. P. 4533-4537.

75. Fuciarelli A.F., Wegher B.J., Blakely W.F., Dizdaroglou M. Yields of radiation induced base production in DNA: effect of DNA conformation and gassing condition. // Int. J. Radiat. Res. 1990. Vol. 3. P. 397-415.

76. Gajewski E., Rao G., Nackrdien Z., Dizdaroglu M. Modification of DNA bases in mammalian chromatine by radiation generated free radicals. II Biochemistry. 1990. V. 29. P. 7876-7882.

77. Galeotti Т., Massotti L., Borello S., Casali E. Oxy-radical metabolism and control of tumour growth. //Xenobiotica. 1991. Vol. 21. P. 1041-1052.

78. Garner M.H., Spector A. Selective oxidation of cysteine and methionine in normal and senile cataractous lenses. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1980. Vol. 77. P. 1274-1277. Giese B^//Ann. Rev. Biochem. 2002. Vol. 71. P. 51-70.

79. Gutteridge J.M. Iron promoters of the Fenton reaction and lipid peroxidation can be released from haemoglobin by peroxides. // FEBS Lett. 1986. Vol. 201. P. 291-295.

80. Halliwell В., Gutteridge J. Free radicals in biology and medicine. Oxford: Clarendon Press, 1986. 346 p.

81. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Free radicals as usefull species. // Free Radicals in Biology and Medicine. 1989. P. 366-415.

82. Hansson M., Asea A., Ersson U. Induction of apoptosis in NK cells by monocyte-derived reactive oxygen metabolites. // J. Immunol. 1995. Vol. 156. P.42-47. Harman D. Free radical in aging. // Mol. and Cell. Biochem. 1988. Vol. 84(2). P. 155161.

83. Henderson P.T., Delaney J.C., Gu F., Tannenbaum S.R., Essigmann J.M. Oxidation of 7,8-dihydro-8-oxoguanine affords lesions that are potent sources of replication errors in vivo. II Biochemistry. 2002. Vol. 41. P. 914-921.

84. Hoffman M.E., Mello-Filho A.C., Meneghini R. Correlation between cytotoxic effect of hydrogen peroxide and the yield of DNA strand breaks in cells of different species. // Biochim. et Biophys. Acta. 1984. Vol. 781. P. 234-238.

85. Hogg N., Darley-Usmar V.M., Wilson M.T., Moncada S. Production of hydroxyl radicals from the simultaneous generation of superoxide and nitric oxide. // Biochem. J. 1992. Vol. 281. P. 419-424.

86. Holistein M., Sidransky D., Vogelstein В., Harris C.C. p53 vutations in human cancers. Science, 1991. Vol. 253. P. 49-53.

87. Hollingsworth M.J. Temperature and length of life in Drosophila // Exp. Gerontol., 1969. Vol. 4 P. 49-55.

88. Horan P., Dietz L., Durakovic A. The quantitative analysis of depleted uranium isotopes in British, Canadian, and U. S. Gulf War veterans. // Mil. Med. 2002. Vol. 167. P. 620-627.

89. Huang L.E., Zhang H., Bae S.W., Liu A.Y. Thiol reducing reagents inhibit the heatshock response. Involvement of a redox mechanism in the heat shock signal transductionpathway. //J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269(48). P. 30718-30725.

90. Hunt J.V., Dean R.T., Wolff S.P. Hydroxil radical production and autooxidativeglycosylation. // Biochem. J. 1988. Vol. 256. P. 205-212.

91. Johnson H.A., Pavelec M. Thermal injury due to normal body temperature. // Am. J. Patol. 1972. Vol. 66. P. 557-564.

92. Jovanovic S.V., Simic M.G. One-electron redox potentials of purines and pyrimidines. // J. Phys. Chem. 1986. Vol. 90. P. 974-978.

93. Kalinich J., Ramakrishnan N., Villa V., McClain D. Depleted uranium-uranyl chloride induces apoptosis in mouse J774 macrophages. // Toxicology. 2002. Vol. 179. P.105-114.

94. Kasai H. // Mutat. Res. 1997. Vol. 387. P. 147-163.

95. Kasai H., Crain P.E., Kuchino Y., Nishimura S., Ootsuyama A., Tanooka H.

96. Katschinski D.M., Boos K., Schindler S.G., Fandrey J. Pivotal role of reactive oxygen species as intracellular mediators of hyperthermia-induced apoptosis. // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275(28). P. 21094-21098.

97. Kawanishi S., Inoue S., Yamamoto K. Active oxygen species in DNA damage induced by carcinogenic metal compounds. // Environ. Health Perspect. 1994. Vol. 102. Suppl.3. P. 17-20.

98. Kelly J., Orner G., Hendricks Y., Williams D. Dietary hydrogen peroxide enhances hepatocarcinogenesis in trout: correlation with 8-hydroxy-2'-deoxyguanosine levels in liver DNA. // Carcinogenesis. 1992. Vol. 13. P. 1639-1642.

99. Kino K., Saito I. Product analysis of GC-specific photooxidation of DNA via electron transfer: 2-aminoimidazolone as a major guanine oxidation product. // J. Am. Chem. Soc. 1998. Vol. 120. P. 7373-7374.

100. Kohda K., Kasai H., Ogawa T. Deoxyribonucleic Acid (DNA) damage induced by bleomycin-Fe(II) in vitro: formation of 8-hydroxyguanine residues in DNA. // Chem. Pharm. Bull. 1989. Vol. 37. P. 1028-1030.

101. Konings A.W. Membranes as targets for hyperthermic cell killing. // Recent Results Cancer Res. 1988. Vol. 109. P. 9-21.

102. Madison D.V. Pass the nitric oxide. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. Vol. 90. P. 4329-4331.

103. Maki H., Sekiguchi M. MutT protein specifically hydrolyses a potent mutagenicsubstrate for DNA synthesis. //Nature. 1992. Vol. 35. P. 273-275.

104. Malins D., Haimanot R. Major alterations in the nucleotide structure of DNA in cancerof the female breast. // Cancer. Res. 1991. Vol. 51. P. 5430-5432.

105. Manevich Ye. Held K.D., Biaglow J.E. Coumarin-3-carboxylic acid as a detector forhydroxyl radicals generated chemically and by gamma radiation. // Rad. Res. 1997. Vol.148. P. 580-591.

106. Mao Y., Liu K.J., Jiang J.J., Shi X. Generation of reactive oxygen species by Co(II) from H2O2 in the presence of chelators in relation to DNA damage and 2 -deoxyguanosine hydroxylation. //J. Toxicol. Environ. Health. 1996. Vol. 47. P.61-75.

107. McCord J.M., Russel W.J. Superoxide inactivates creatine phosphokinase during reperfusion of ischmic heart. // Oxy-Radicals in Molecular Biology and Pathology. N.Y.: Liss. 1988. P. 27-35.

108. McDiarmid M.A., Keogh J.P., Hooper F.J., McPhaul K., Squibb K., Kane R. Health effects of depleted uranium on exposed Gulf War veterans. // Environ. Res. 2000. Vol. 82. P. 168-180.

109. Miller A.C., Brooks K., Stewart M., Anderson В., Shi L., McClain D., Page N.

110. Genomic instability in human osteoblast cells after exposure to depleted uranium: delayed lethality and micronuclei formation. // J. Environ. Radioact. 2003. Vol. 64. P. 247-259.

111. Miller A.C., Stewart M., Brooks K., Shi L., Page N. Depleted uranium-catalyzed oxidative DNA damage: absence of significant aipha particle decay. // J. Inorg. Biochem. 2002. Vol. 91. P. 246-252.

112. Miller A.C., Xu J., Stewart M., Brooks K., Hodge S., Shi L., Page N., McClain D.

113. Suppression of depleted uranium-induced neoplastic transformation of human cells by the phenyl fatty acid, phenyl acetate: chemoprevention by targeting the p21RAS protein pethway. // Radiat. Res. 2001. Vol. 155. P. 163-170.

114. Miller D.M., Buettner G.R., Aust S.D. Transition metals as catalysts ofautooxidation" reactions. // Free Rad. Biol. Med. 1990. Vol. 8. P. 95-108.

115. Mills C.D. Molecular basis of "suppressor" macrophages. Arginine metabolism via thenitric oxide synthetase pathway. // J. Immunol. 1991. Vol. 146. P. 2719-2723.

116. Mitchel R.E., Birnboim H.C. Triggering of DNA strand breaks by 45 degrees Сhyperthermia and its influence on the repair of gamma-radiation damage in human whiteblood cells. // Cancer Res. 1985. Vol. 45(5). P. 2040-2045.

117. Moncada S., Palmer R.M.J., Higgs E.A. Nitric oxide: physiology, pathophysiologyand pharmacology. // Pharmacol. Revs. 1991. Vol. 43. P. 109-142.

118. Moriya M., Grollman A.P. Mutations in the mutY gene of Escherichia coli enhance thefrequency of targeted G:C—>T:A transversions induced by a single 8-oxoguanine residuein single-stranded DNA. // Mol. Genet. 1993. Vol. 239(1-2). P. 72-76.

119. Moriya M., Ou C., Bodepudi V., Johnson F., Takeshita M., Grollman A.P. // Mutat.

120. Res. 1991. V. 254. P. 281-288.

121. Mould R.F. Depleted uranium and radiation-induced lung cancer and leukaemia. // The British J. Radiol. 2001. Vol. 74. P. 677-683.

122. Mullarkey C.J., Edelstein D., Brownlee M. Free radical generation by early glycation products: a mechanism for accelerated atherogenesis in diabetes. // Biochem. And Biophys. Res.Commun. 1990. Vol. 173. P. 932-939.

123. Murrell G., Bromley F.N. Modulation of fibroblast proliferation by oxygen free radicals. // Biochem. J. 1990. Vol. 265. P. 659-665.

124. Nathan C.F., Hibbs J.B. Role of nitric oxide synthesis in macrophage antimicrobal activity. // Current Opinion Immunol. 1991. Vol. 3. P. 65-70.

125. Ogawa A., Griffin R.J., Song C.W. Effect of a combination of mild-temperature hyperthemia and nicotinamide on the radiation response of experimental. // Rad. Res. 2000. Vol. 153. P. 327-331.

126. Ogura H., Takeuchi Т., Morimoto K. A comparison of the 8-hydroxy-deoxyguanosine, chromosome and micronucleus techniques for the assessment of thegenotoxicity of mercury compoud in human blood lymphocytes. // Mutat. Res. 1996. Vol. 340. P. 175-182.

127. Okajima K., Griffin R.J., Iwata K., Shakil A., Song C.W. Tumor oxygenation aftermild-temperature hyperthermia in combination with carbogen breathing: dependence onheat and tumor type. // Rad. Res. 1998. Vol. 149. P. 294-299.

128. Oliver C., Marman E., Goldstein S. // Biol. Chem. 1987. Vol. 262. P. 5488-5491.

129. Palmer R.M.J., Ferrige A.G., Moncada S. Nitric oxide release accounts for thebiological activity of endothelium-derived relaxing factor. // Nature. 1987. Vol. 327. P.524.526.

130. Radi R-, Becman J., Bush K., Freeman B. Peroxynitrite-induced membrane lipid peroxidation: The cytotoxic potentional of superoxide and nitric oxide. // Arch. Biochem. Biophys. 1991. Vol. 288. P. 481-487.

131. Ravanat J.-L., Cadet J. Reaction of singlet oxygen with 2 -deoxyguanosine and DNA. Isolation and characterization of the main oxidation products. // Chem. Res. Toxicol. 1995. Vol. 8. P. 379-388.

132. Reid G.G., Edwards J.G., Marshall G.E. Hydrogen peroxide induces microvilli on human retinal pigment epithelial cells in culture. // Cell Biol. Int. 1995. Vol. 19. P. 91101.

133. Reid T.M., Feig D.I., Loeb L.A. Mutagenesis by metal-induced oxygen radicals. // Environ. Health Perspect. 1994. Vol. 102. Suppl.3. P. 57-61.

134. Repine J.E., Johansen K.S., Berger E.M. Hydroxyl radical scavengers produce similar decreases in the chemiluminescence responses and bactericidal activities of neutrophils. // Infect, and Immun. 1984. Vol. 43. P. 435-437.

135. Roots R, Okada S. Estimation of life times and diffysion distances of radicals involved in X-ray-induced DNA strand breaks or killing of mammalian cells. // Radiat. Res. 1975. Vol. 64. P. 306-320.

136. Roti J.L., Wright W.D., VanderWaal R. The nuclear matrix: a target for heat shock effects and a determinant for stress response. // Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. 1997. Vol. 7. P. 343-360.

137. Rubanyi C.M. Vascular effects of oxygen-derived free radicals. // Free Radical Biol, and Med. 1988. Vol. 4. P. 107-121.

138. Rubin R., Farber J.L. Mechanism of the cultured hepatocytes by hydrogen peroxide. // Arch. Biochem. and Biophys. 1984. Vol. 228. P. 450-459.

139. Sagone A.L., Greewald J., Kraut E.H. Glucose: a role as a free radical scavenger inbiological system. //J. Lab. and Clin. Med. 1983. Vol. 101. P. 97-104.

140. Sakumi K., Furuichi M., Tsuzuki Т., Kakuma Т., Kawabata S., Maki H., Sekiguchi

141. M. Cloning and expression of cDNA for a human enzyme that hydrolyzes 8-oxo-dGTP, a mutagenic substrate for DNA synthesis. // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268. P. 2352423530.

142. Salbu В., Janssens K., Lind O.C., Proost K., Danesi P.R. // J. Environment. Radioact. 2003. Vol. 64. P. 167-173.

143. Schreck R., Rieber P., Baeuerle P.A. Reactive oxygen intermediates as apparently widely used messengers in the activation of the NF-k-B transcription factor and HIV-1. // EMBO J. 1991. Vol. 10. P. 2247-2258.

144. Schubert J., Wilmer J.W. Does hydrogen peroxide exist "free" in biological systems? // Free Radical Biol. And Med. 1991. Vol. 11. P. 545-555.

145. Shaw A.A., Cadet J. Direct effects of y-radiation on 2'-deoxycytidine in frozen aqueous solution. // Int. J. Radiat. Res. 1996. Vol. 70. P. 1 -6.

146. Shaw A.A., Voituriez L., Cadet J. Identification of the products resulting from the effects of y-radiation on thymidine. // J. Chem. Soc. Perkin Trans. II. 1988. P. 13031307.

147. Shigenaga M., Hagen Т., Ames B. Oxidative damage and mitohondrial decay in aging. //Proc. Natl. Acad. Sci. 1994. Vol. 91. P. 10771-10778.

148. Shimoda R., Nagashima M., Sakamoto M. Increased formation of oxidative DNA damage. 8-hydroxydeoxyguanosine, in human livers with chronic hepatitis. // Cancer Res. 1994. Vol. 54. P. 3171-3172.

149. Shingu M., Yoshioka K., Nobunaga M., Yoshida K. Human vascular smooth muscle cells and endothelial cells lack catalase activity and are susceptible to hydrogen peroxide. //Inflammation. 1985. Vol. 12. P. 215-222.

150. Smiley P.L., Stremler K.E., Prescott S.M. Oxidatively fragmentedphosphatidylcholines activate human neutrophils through the receptor for plateletactivating factor. // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266. P. 11104-11110.

151. Sneddon J.M., Vane J.R. Endothelium-derived relaxing factor reduces plateletadhesion to bovine endothelial cells. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. Vol. 85. P.2800-2804.

152. Snyder S.H. Nitric oxide 1st in a new class of neurotransmitters. // Science. 1992. Vol. 257. P. 494-496.

153. Spitz D.R., Dewey W.C., Li G.C. Hydrogen peroxide or heat shock induces resistance to hydrogen peroxide in Chinese hamster fibroblasts. // J. Cell. Physiol. 1987. Vol. 131. P. 364-373.

154. Stamler J.S., Jaraki O., Osborne J. Nitric oxide circulares in mammalian plasma primarily as an S-nitroso adduct of serum albumin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. Vol. 89. P. 7674-7677.

155. Standeven A.M., Wetterhahn K. Is there a role for reactive oxygen species in the mechanism of chromium (VI) carcinogenesis? // Chem. Res. Toxicol. 1991. Vol. 4. P. 616-625.

156. Stronger S., Payne D. Oxygen toxicity. // Ann. Pharmacotherapy. 1992. Vol. 26. P. 1554-1581.

157. Suzuki Y.J., Ford G.D. Inhibition of Ca2+-ATPase of vascular smooth muscle sarcoplasmic reticulum by reactive oxygen intermediates. // Amer. J. Physiol. 1991. Vol. 261. P. H568-H574.

158. Suzuki Т., Masuda M., Friesen M.D., Fenet В., Ohshima H. Novel productsgenerated from 2'-deoxyguanosine by hypochlorous acid or a myeloperoxidase-H202-Crsystem: identification of diimino-imidazole and amino-imidazolone nucleosides. //

159. Nucleic Acids Research. 2002. Vol. 30(11). P. 2555-2564.

160. Suzuki Т., Ohshima H. Nicotine-modulated formation of spiroiminodihydantoinnucleoside via 8-oxo-7,8-dihydro-2'-deoxyguanosine in 2'-deoxyguanosinehypochlorous acid reaction. // FEBS Letters. 2002. Vol. 516. P. 67-70.

161. Tajiri Т., Maki H., Sekiguchi M. Functional cooperation of Mut T, Mut Y, Mut Mproteins in preventing mutations caused by spontaneous oxidation of guaninenucleotidein E. coli. И Mutat. Res. 1995. Vol. 336. P. 257-267.

162. S. 8-Oxoguanine (8-Hydroxyguanine) DNA Glycosylase and Its Substrate Specificity. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 4690-4694.

163. Topinka J., Binkova В., Sram K. The influence of tocotherol and pyritinol on oxidative DNA damage and lipid peroxidation in human limphocytes. // Mutat. Res. 1989. Vol. 225. P. 131-136.

164. Varga S.I., Novak Z., Pataki L. The influence of antioxidants on the oxidative stress ofred blood cells. // Clin. Chim. Acta. 1992. Vol. 205. P. 241-244.

165. Verheij M., Bose R., Lin X.H., Yao В., Jarvis W.D., Grant S., Birrer M.J., Szabo

166. E., Zon L.I., Kolesnick R.N. Requirement for ceramide-initiated S APK/JNK signallingin stress-induced apoptosis. //Nature. 1996. Vol. 380. P. 75-79.

167. Verma A., Hirsch D.J., Glatt C.E. Carbon monoxide: A putative neural messenger. //

168. Science. 1993. Vol. 259. P. 381-384.

169. Vialas C., Pratviel G., Meyer A., Rayner В., Meunier B. Obtention of two anomers of imidazolone during the type I photosensitized oxidation of 2'-deoxyguanosine. // J. Chem. Soc., Perkin Trans. 1.1999. P. 1201-1205.

170. Von Sonntag C. The chemical basis of radiation biology. London. Taylor & Francis. 1987. P. 94-100.

171. Ward J.F., Blakely W.F., Moberly J.B. A comparison of the enzymatic repair kinetics of ionizing radiation and of hydrogen peroxide induced DNA strand breaks in V79 cells. // Radiat. Res. 1983. Vol. 94. P. 629-630.

172. Weiss S.J. Tissue destruction by neutrophils. //New Engl. J. Med. 1989. Vol. 320. P. 365-376.

173. Wendel A. Enzymes acting against reactive oxygen. // Enzymes: Tools and Targets. 1988. P. 161-167.

174. Wiseman H., Kaur H., Halliwell B. DNA damage and cancer: measurement and mechanism. // Cancer Lett. 1995. Vol. 355. P. 209-234.

175. Yamanaka K., Okada S. Induction of lung-specific DNA damage by metabolically methylated arsenics via the production of free radicals. // Environ. Health Perspect. 1994. Vol. 102. Suppl.3. P. 37-40.

176. Yang K.D., Shaio M.-F. Hydroxil radical as an signal involved in phorbol ester-induced monocyte differentiation of HL60 cells. // Biochem. And Biophys. Res. Commun. 1994. Vol. 200. P. 1650-1657.

177. Yanofsky С., Сох E.C., Horn V. The unusual mutagenic specifity of an E. coli mutator gene. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1966. Vol. 55. P. 274-281.

178. Yazzie M., Gamble S.L., Civitello E.R., Stearns D.M. Uranyl acetate causes DNA single strand breaks in vitro in the presence of ascorbate (vitamin C). // Chem. Res. Toxicol. 2003. Vol. 16. P. 524-530.