Антиоксидантные свойства аминокислот и образование долгоживущих радикалов белка под действием рентгеновского излучения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Штаркман, Илья Николаевич

• Штаркман, Илья Николаевич
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Штаркман, Илья Николаевич

ВВЕДЕНИЕ

ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Активные формы кислорода, окислительный стресс и 6 антиоксидантная защита клетки

1.1. Активные формы кислорода (АФК)

1.2. Роль АФК в развитии окислительного стресса и его биомаркеры

1.3. Антиоксидантная защита клетки

Глава 2. Роль белков и аминокислот в окислительно-восстановительном балансе клетки

2.1. Свободнорадикальное окисление белков

2.2. Способность аминокислот к нейтрализации последствий окислительного стресса

Глава 3. Долгоживущие белковые радикалы

ЧАСТЬ II. МЕТОДИЧЕСКАЯ

Глава 4. Материалы и методы исследования

4.1. Материалы

4.2. Методы

4.2.1. Воздействие ионизирующего излучения и тепла

4.2.2. Определение концентрации ДНК

4.2.3. Очистка моноклональных антител из асцитной жидкости

4.2.4. Иммуноферментный анализ (ИФА)

4.2.5. Определение продукции перекиси водорода

4.2.6. Определение продукции ОН-радикалов 50 4.2.7 Тест па выживание

4.2.8. Микроядерпый тест

4.2.9. Измерение собственной хемилюминесцепциирастворов аминокислот 51 и яичного альбумина

ЧАСТЬ III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ

ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 5. Влияние аминокислот на образование АФК в водных растворах in vitro при воздействии ионизирующего излучения и 52 тепла

5.1. Влияние аминокислот на образование АФК в водных растворах in vitro при воздействии ионизирующего излучения

5.2. Влияние аминокислот на образование АФК в водных растворах in vitro при тепловом воздействии

5.3. Радиозащитные свойства аминокислот

5.4. Влияние аминокислот на образование окислительных повреждений (8-оксогуанина) в ДНК под действием рентгеновского излучения

Глава 6. Образование долгоживущих радикалов белков и аминокислот при воздействии рентгеновского излучения у

6.1. Образование ДЖРБ в растворах яичного альбумина и мегионина

6.2. Генотоксическое действие ДЖРБ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Антиоксидантные свойства аминокислот и образование долгоживущих радикалов белка под действием рентгеновского излучения»

Одним из наиболее значимых повреждающих факторов среды действующих на биологические макромолекулы, являются активные формы кислорода (АФК). Такие формы кислорода индуцируются разнообразными физическими, химическими и биологическими факторами: УФ и ионизирующим излучением, присутствием химических мутагенов и канцерогенов, а также естественным и, особенно, нарушенным аэробным клеточным метаболизмом. Недавно было показано, что тепловое воздействие приводит к образованию АФК в водных растворах [Брусков и др., 2002, 2003]. Высокая реакционная способность АФК при определенных условиях делает их чрезвычайно токсичными для биологических систем на всех уровнях организации - молекулярного, клеточного и организменного.

Повышение уровня АФК сверх предела, обусловленного антиоксидантной защитой, приводит биологические системы в состояние "окислительного стресса", которое сопровождается перекисным окислением липидов, мутагенными изменениями ДНК, модификациями белков и приводит к различным патологическим процессам [Зенков и др., 2001]. Повреждающее действие АФК сопровождает развитие многих заболеваний (в том числе нейродегенеративных, воспалительных, инфекционных, аутоиммунных и др.). АФК играют важную роль в процессах старения, мутагенеза, канцерогенеза и тератогенеза [Меньщикова и др., 1994; Cerutti, 1994; Beal, 1995; Beckman, Ames, 1998; Parman et al., 1999; Moskovitz et al., 2002]. С другой стороны, определенный физиологический уровень АФК играет важную регуляторную роль, участвуя в качестве специфических сигнальных молекул (вторичных мессенджеров) в регуляции метаболических процессов, экспрессии генов, работы иммунной, эндокринной и других физиологических систем [Дубинина, 2001; Voeikov, 2001; Гольдштейн, 2002; Droge, 2002].

Во всех живых организмах существуют системы антиокислительной защиты клеток от избыточного уровня АФК, представленные специализированными ферментами и низкомолекулярными антиоксидантами [Зенков и др., 2001]. Однако, антиоксидантные свойства широко распространенных биологических соединений в настоящее время изучены недостаточно. Наприме, лишь недавно установлено, что среди природных рибонуклеозидов гуанозин и инозин обладают ярко выраженными антиоксидантными и радиозащитными свойствами [Gudkov et al., 2006].

Одним из важнейших классов низкомолекулярных органических веществ в биологических системах являются L-аминокислоты. В настоящее время антиоксидантные свойства этих веществ и их роль в физико-химических процессах, сопутствующих окислительному стрессу в биологических системах остается не совсем ясной. Литературные данные свидетельствуют о способности отдельных аминокислот к снижению повреждающих и патологических эффектов, обусловленных окислительным воздействием различной природы на разных уровнях организации. Например, показана способность L-цитруллина и L-аргинина к элиминации супероксид анион-радикала, что приводит к нормализации работы сердечной мышцы при воздействии окисляющих факторов [Lass et al., 2002; Hayashi et al., 2005]. Установлено, что пролин является эффективным перехватчиком синглетного кислорода и предотвращает клеточную гибель при окислительном стрессе [Chen, Dickman, 2005]. Для гистидина показана способность к перехвату пероксильных радикалов, предотвращению карбоксилирования белков и образования белковых сшивок [Деккер и др., 2000]. Показано, что ряд аминокислот предотвращают образование 8-оксогуанина в ДНК путем защиты гуанина от одноэлектронного окисления до гуанил-радикал-катиона [Milligan et al., 2003]. Эти эффекты предположительно обусловлены физико-химическими свойствами отдельных аминокислот, связанными с их способностью реагировать с АФК. В связи с этим представляется существенным детальное исследование антиоксидантных свойств аминокислот и их роли в физико-химических процессах, сопутствующих окислительному стрессу в биологических системах.

В настоящее время получены данные, свидетельствующие о том, что белки являются главной мишенью в клетках при воздействии наиболее реакционной формы АФК -гидроксильных радикалов, более чувствительной, чем ДНК и липиды [Du, Gebicki, 2004]. Методом ЭПР-спектроскопии установлено, что при воздействии ионизирующей радиации в растворах белков и в клетках образуются долгоживущие белковые радикалы с временами полужизни, достигающими 20 и более часов [Коуаша et al., 1998]. Долгоживущие белковые радикалы (ДЖРБ) могут являться источниками образования АФК в окружающей водной среде, поддерживая условия длительного протекания окислительного стресса в биологических системах [Ostdal et al., 2002], и служат посредниками в переносе окислительных повреждений на другие клеточные компоненты, включая ДНК [Luxford et al., 1999].

Цель данной работы заключалась в исследовании антиоксидантных свойств свободных L-аминокислот при воздействии ионизирующего излучения и тепла, а также свойств долгоживущих аминокислотных радикалов в составе белков, индуцируемых ионизирующим излучением.

В соответствии с целью были поставлены основные задачи:

1 .исследование антиоксидантных свойств аминокислот в условиях близких к физиологическим для оценки их возможной роли в окислительно-восстановительных процессах в клетках,

2. определение способности отдельных аминокислот быть перехватчиками гидроксильных радикалов, при воздействии рентгеновского излучения и тепла, для выявления наиболее повреждаемых остатков аминокислот в белках,

3. исследование возможности защиты ДНК от окислительных повреждений аминокислотами с наиболее выраженными антиоксидантными свойствами.

4. исследование образования и свойств долгоживущих белковых радикалов под воздействием рентгеновского излучения in vitro в водных растворах и возможности повреждения ДНК, индуцированные ДЖРБ.

ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Штаркман, Илья Николаевич

выводы

1 .Методами усиленной хемилюминесценции в системе люминол-4-йодфенол-пероксидаза и с использованием флуоресцентного зонда- кумарин-3-карбоновой кислоты установлено, что ряд аминокислот (Cys, His, Phe, Met, Тгр, Туг, Pro, Arg) в концентрации 1мМ являются эффективными природными антиоксидантами, которые способны предотвращать образование перекиси водорода и гидроксильных радикалов при воздействии рентгеновского излучения. В концентрации 0,1 мМ, близкой к физиологическим Cys, His, Туг являются эффективными перехватчиками ОН-радикалов.

2. Показано, что ряд аминокислот по-разному влияют на образование ОН-радикалов и перекиси водорода при воздействии тепла и рентгеноского излучения, что свидетельствует о разном соотношении этих АФК при воздействии этих факторов.

3.Методом иммуноферментиого анализа с использованием моноклональных антител к 8-оксогуанину показано, что аминокислоты с наиболее выраженными антиоксидантными сойствами (Cys, His, Phe, Met, Тгр, Туг, Pro, Arg) защищают ДНК in vitro от окислительных повреждений, индуцируемых рентгеновским излучением, уменьшая выход 8-оксогуанина — ключевого биомаркера повреждения ДНК активными формами кислорода.

4. С помощью измерения собственной хемилюминесценции белка показано образование долгоживущих белковых радикалов (ДЖБР) при облучении растворов овальбумина в дозах от 1 до 10 Гр. Время полужизни этих радикалов составляет около 5 часов.

5. Установлено, что индуцированные рентгеновским излучением ДЖБР способны in vitro осуществлять перенос окислительных повреждений на ДНК, вызывая образование 8-оксогуанина. Образованию такого повреждения препятствуют такие антиоксиданты, как гуанозин, инозин и витамин С.

Заключение

В настоящее время не подвергается сомнению, что активные формы кислорода являются важнейшим фактором, постоянно оказывающим влияние на любые биологические системы.

В нормальных условиях АФК поступают в организм с кислородом воздуха, потребляемыми жидкостями и образуются в функциональных системах его клеток в процессе синтеза простангландинов, в результате респираторного взрыва фагоцитирующих клеток, при восстановлении кислорода в дыхательной цепи митохондрии, а также при окислении ксенобиотиков и эндогенных субстратов в митохондриальной цепи транспорта электронов. При этом определенное количество АФК представляет собой постоянный окислительный «фон», присутствующий в живых организмах сигнализирующий о постоянстве окислительно-восстановительного гомеостаза в клетке.

Во всех живых организмах существуют системы антиокислительной защиты клеток от избыточного уровня АФК, представленные специализированными ферментами и низкомолекулярными антиоксидантами, что позволяет поддерживать содержание активных форм кислорода на приемлемом для клеточного гомеостаза уровне.

Антиоксидантные свойства широко распространенных биологических соединений в настоящее время изучены недостаточно. Недавно, например, установлено, что среди природных рибонуклеозидов гуанозин и инозин обладают ярко выраженными антиоксидантными и радиозащитными свойствами.

Одним из важнейших классов низкомолекулярных органических веществ в биологических системах являются L-аминокислоты. В настоящее время антиоксидантные свойства этих веществ и их роль в физико-химических процессах, сопутствующих окислительному стрессу в биологических системах остается не совсем ясной. Литературные данные свидетельствуют о способности отдельных аминокислот к снижению повреждающих и патологических эффектов, обусловленных окислительным воздействием различной природы на разных уровнях организации. Эти эффекты предположительно обусловлены физико-химическими свойствами этих аминокислот, связанными с их способностью реагировать с АФК. В связи с этим представляется существенным выяснение антиоксидантных свойств аминокислот и их роли в физико-химических процессах, сопутствующим окислительному стрессу в биологических системах.

В норме активные формы кислорода образуются в безопасных концентрациях и, более того, играют важную сигнальную роль о состоянии окружающей среды. Дисбаланс окислительно-восстановительного равновесия внутри клетки, вызываемый повышением уровня АФК, можег приводить к разнообразным патологическим последствиям. Количество АФК может возрастать при нарушениях кислородного метаболизма, воспалительных процессах, а также при действии физических факторов - света, тепла, ионизирующих излучений. Повышенное содержание АФК, обусловленное недостаточностью системы антиоксидантной защиты приводит к различным повреждениям в биологических структурах. Подобное состояние, к которому приводит нарушение окислительно-восстановительного гомеостаза и возрастание уровня АФК, называют «окислительным стрессом».

В состоянии окислительного стресса АФК способны вызывать разнообразные окислительные повреждения биологических макромолекул- липидов, нуклеиновых кислот, белков. При окислении этих структур образуются различные токсические продукты, репарируемые и нерепарируемые повреждения, которые в дальнейшем могут приводить к разрушению мембран, генетическим нарушениям, нарушениям работы ферментативных систем, гибели клетки.

Поскольку окислительный стресс может приводить живые системы к неблагоприятным последствиям, вызывая истощение антиоксидантных систем, деструкцию макромолекул и гибель клеток, считается важным фиксировать степень подверженности организма окислительным воздействиям. С этой целью за последние десятилетия разработан широкий спектр тест-систем, которые позволяют определять развитие окислительного стресса на том или ином уровне. Основой подобных методик является прямое или косвенное определение уровня АФК по содержанию продуктов их взаимодействия с молекулами клетки (техника «отпечатков пальцев»).

В настоящее время получены данные, свидетельствующие о том, что белки являются главной мишенью в клетках при воздействии наиболее реакционной формы АФК -гидроксильных радикалов, более чувствительной, чем ДНК и липиды. Методом ЭПР-спектроскопии установлено, что при воздействии ионизирующей радиации в растворах белков и в клетках образуются долгоживущие белковые радикалы со временами полужизни, достигающими 20 и более часов. Долгоживущие белковые радикалы (ДЖРБ) могут являться источниками образования АФК в окружающей водной среде, поддерживая условия длительного протекания окислительного стресса в биологических системах, и служат посредниками в переносе окислительных повреждений на другие клеточные компоненты, включая ДНК.

Поэтому целью данной работы явилось исследование антиоксидангных свойств свободных L-аминокислог, а также свойств долгоживущих аминокислотных радикалов в составе белков в модельных системах при воздействии рентгеновского излучения и тепла.

ЧАСТЬ П. МЕТОДИЧЕСКАЯ

Глава 4. Материалы и методы исследования

4.1. Материалы

В работе использованы коммерческие образцы высокополимерной ДНК из спермы лосося (ICN, США).

Аминокислоты: аргинин, цистеин, лизин, фенилаланин, серин, триптофан, тирозин, валин (Ajinomoto, Япония), глутаминовая кислота, глутамин (Рапгеас, Испания), гистидин, аспарагин (Matrix, Германия), пролин (Fluka, Япония), глицин, аланани, гидроксипролин, треонин (Reanal, Венгрия), метионин (Sigma, США).

Нуклеозиды: гуанозин, инозин (Sigma, США), дезоксигуанозин (Reanal, Венгрия).

Соли: натрий хлористый (AppliChem, Германия), натрий углекислый однозамещенный (ИаНСОз) (Solvey, Франция), натрий фосфорнокислый одно- и двузамещенный (ЫаНгРС^ х 2Н?0 и Na2HP04 х I2H2O) (Amresco, США), лимонная кислота, натрий лимоннокислый 3-замещенный, натрий лимоннокислый, ацетат натрия, калий хлор (КС1), калий фосфорнокислый однозамещенный (КН2РО4), натрий сернокислый (ИагСОз), азид натрия (NaNs), нитрит натрия (NaNCh), нитрат натрия (NaN02) (РеаХим, Россия).

Кроме того, в работе использовались: перекись водорода (ХимМед, Россия), Тритон х 100, ЭДТА (этилендиамиитетрауксусная кислота) (Fluka, Швейцария), 4-йодфенол, ККК (кумарин-3-карбоновая кислота) (Aldrich, США), Sephadex LH-150 (Pharmacia, Швеция), овальбумин, метанол (LaChema, Франция), аскорбиновая кислота, соляная кислота (РеаХим, Россия), глицерин (МосРеактив, Россия), масло иммерсионное (Cargille, США), NaOH, люминол (AppliChem, Германия), каталаза, ДТНБ (5. 5'-дитиобиснитробензойная кислота) (ICN, США), пероксидаза хрена, конъюгат вторичных антител с пероксидазой хрена, казеин, трис(гадроксиметил) аминометан, ABTS (2.2'-азино-ди(3-этил-2.3-дигидробензотиазолин-б-сульфоновой кислоты)) (Sigma, США).

Все вещества использовались без дополнительной очистки.

Свежеперегнанная бидистиллированная вода имела рН 5.8 и проводимость 1.5 микросимменс. В опытах использовали воду насыщенную атмосферными газами в течение суток. При этом проводимость увеличивалась до 4 микросимменс, а рН уменьшалась до величины 5.6.

Асцигная жидкость содержащая моноклональные антитела к 8-оксогуанину была получена Моренковым О.С. (Институт Биофизики Клетки РАН, г.Пущино).

4.2. Методы

4.2.1. Воздействие ионизирующего излучения и тепла

Воздействие рентгеновского излучения на образцы во всехслучаях осуществлялось на рентгеновской терапевтической установке РУТ-15. Установка использовалась без фильтров, с дозиметрией в точке фокусировки. Выбор исследуемых доз в диапазоне от 1 до 10 Гр обусловлен тем, чтобы чувствительность используемых методов позволяла надежно регистрировать образующиеся продукты радиолиза воды. С другой стороны, доза 7 Гр является летальной для млекопитающих [Кудряшов, 2004], и возможность уменьшения дозовых эффектов под влиянием исследуемых концентраций аминокислот, в принципе, может быть использована для уменьшения летальных исходов, обусловленных ионизирующим излучением. Во всех исследуемых нами случаях в диапазоне доз от 1 до 10 Гр наблюдалась линейная зависимость эффекта от величины дозы.

В случаях исследования образования 8-оксогуанина контрольные и опытные образцы облучались при всех поглощенных дозах с мощностью излучения 4.5 Гр/мин (фокусное расстояние 195 мм). В прочих экспериментах контрольные и опытные образцы облучались при всех поглощенных дозах с мощностью излучения 1 Гр/мин (фокусное расстояние 375 мм).

Контрольный раствор ДНК из спермы лосося (400 мкг/мл в 5мМ фосфатном буфере рН 7.4) и растворы ДНК с аминокислотами в концентрации 1мМ в полипропиленовых пробирках (1500 мкл) типа "Эппендорф" (Россия) облучали при комнатной температуре в дозах 5, 10,15 Гр.

Растворы яичного альбумина в 20мМ Трис-HCl буфере рН 8.5 облучали в стеклянных бескалиевых флаконах (20мл, Beckman, США).

При исследовании образования перекиси водорода контрольный 5мМ фосфатный буфер рН 7.4 и буфер с растворенными аминокислотами в концентрации 0.02, 0.05, 0.1, 1мМ объемом 1500мкл облучался с поглощенной дозой 7Гр в полипропиленовых пробирках (1500 мкл) типа "Эппендорф" (Россия).

При исследовании образования гидроксильных радикалов контрольный 5мМ фосфатный буфер рН 7.4 и буфер с растворенными аминокислотами в концентрации 0.02, 0.05, 0.1, 1мМ объемом Змл облучался с поглощенной дозой 4 и 7Гр в полипропиленовых флаконах (7мл, Beckman, США).

Все тепловые воздействия осуществляли в термостаге U-10 (Priifgerate-Werk Medigen, Германия).

При исследовании тепловой генерации перекиси водорода 5мМ фосфатный буфер рН 7.4 и буфер с растворенными аминокислотами в концентрации 1мМ объемом 70мл в полипропиленовых флаконах прогревался 200 минут при 40°С.

При исследовании образования гидроксильных радикалов контрольный 5мМ фосфатный буфер рН 7.4 и буфер с растворенными аминокислотами в концентрации 1мМ объемом Змл прогревался 180 минут при 80°С.

4.2.2. Определение концентрации ДНК

Концентрацию используемых растворов ДНК определяли спектрофотометрически на спектрофотометре "Specord UV-VIS" (Германия). 100 мкл раствора ДНК разбавляли до 1 мл и определяли концентрацию при л,=260нм. В расчетах за одну оптическую еденицу поглощения двуспиральной ДНК при длине волны (А,) равной 260 нм и длине оптического пути 1см принимали 50 мкг/мл [Мазин и др., 1990].

4.2.3. Очистка моноклональных антител из асцитной жидкости

Получение и детальная характеристика моноклональных антител (мкАт), специфичных к 8-оксогуанину, описано в работе [Брусков и др., 1996]. Константа аффинности, составляла 1,3х 106 М'1 и более чем на 3 порядка величины превышала константы связывания с возможными перекрестными структурными аналогами. Антитела осаждали 2 раза 50% сульфатом аммония, добавляли к асцитной жидкости равный объем (NH^iSO.!. Центрифугировали при 20 000 g в течение 15 мин. К осадку порциями добавляли 5 мл 0,05 М фосфатного буфера рН 7.4, при эчом тщательно перемешивали раствор стеклянной палочкой, а затем добавляли 5 мл (NHO2SO4 и центрифугировали при 20 000 g в течение 15 мин. К осадку добавили 4 мл 0,05М ФСБ рН 7.4, тщательно перемешивали и добавляли 4 мл глицерина. Полученные антитела хранили в морозильной камере при -20°С. Концентрация полученных антител, определенная по методу Лоури, была 2,85 х 10"4 М.

4.2.4. Иммуноферментный анализ (ИФА)

В нашей лаборатории, для количественного определения 8-оксогуанина в ДНК, разработан неконкурентный твердофазный иммуноферментный анализ с использованием моноклональных антител, специфичных к 8-оксогуанину [Брусков и др., 1999].

Облученные образцы ДНК (400 мкг/мл) денатурировали кипячением на водяной бане 6 мин и охлаждали во льду 20 мин. Аликвоты (40 мкл) наносили на дно лунок иммуноферментных планшет. ДНК иммобилизовали с помощью простой процедуры адсорбции при высушивании в течение 1,5 ч при 80°С [Hirayama et al., 1996]. Блокировали неспецифические места адсорбции, используя на каждую лунку планшета 300 мкл блокирующего раствора, содержащего 1% казеина в 0.15 М Трис-HCl буфере, рН 8.5, и 0.15 М NaCl. После этого планшеты инкубировали при 30°С в течение 2ч на плпншетном шейкере ST-3 (Elmi, Латвия). Образование комплекса антиген-антитело с антителами (50 мкл/лунку), специфичными к 8-OG (в разведении 1:1000), проводили в блокирующем растворе путем инкубации в течение 2 ч при 37°С. Дважды промывали (300 мкл/лунка) раствором 50 мМ Трис-IICl буфер, рН 8.5, и 0.15 М NaCl на шейкере. Затем формировали комплекс с конъюгатом (анти-мышиным иммуноглобулином, меченным пероксидазой хрена (1:1000) в блокирующем растворе (50 мкл/лунка), инкубируя 2 ч при 37°С. Потом промывали лунки 1 раз с добавлением 1% Тритон Х-100 и 2 раза аналогично тому, как описано выше. Далее добавляли хромогенный субстрат - 18,2 мМ ABTS и перекись водорода (2.6 мМ) в 0.05 М цитратном буфере, рН 4.0 (100 мкл/лунку). По достижении окрашивания, реакцию останавливали добавлением равного объема 1.5 мМ NaN3 в 0.1 М цитратном буфере, рН 4.0. Оптическую плотность образцов измеряли на планшетном фотометре (Titertek Multiscan, Финляндия) при 1-405 нм.

4.2.5. Определение продукции перекиси водорода

Для количественного определения перекиси водорода в водных растворах, использовали высокочувствительный метод усиленной хемилюминесценции в системе люминол-р-йодофенол-пероксидаза хрена. В качестве хемилюминометра использовали жидкостный сцинтилляционный счетчик "Бета-1" (Украина) для измерения Р-излучения, работающий в режиме счета одиночных фотонов (без схемы совпадений). Концентрацию образовавшейся перекиси водорода рассчитывали используя калибровочные графики, для построения которых измеряли интенсивность хемилюминесценции образцов содержащих добавленную перекись водорода известной концентрации. Исходную концентрацию Н2О2 используемую для калибровки определяли спектрофотометрически при длине волны 240 нм с коэффициентом молярного поглощения 43.6 (К'Г1 х см"1). Прогретые или облученные рентгеном образцы помещали в полипропиленовые флаконы (Beckman, США) и добавляли по 0,1 общего объема "счетного раствора" содержащего: 1сМ Трис-HCl буфер рН 8.5, 50 мкМ /7-йодфенол, 50 мкМ люминол, 10 нМ пероксидазы хрена при определении наномолярных концентраций Н2О2 . Образцы, подвергшиеся воздействию рентгеновского облучения, разводили в 10 раз бидистиллированной водой для снижения концентрации перекиси. "Счетный раствор" готовился непосредственно перед измерением. Чувствительность метода позволяет опеределять Н2О2 в концентрации <1нМ. При определении концентрации Н2О2 использовались значения измерений не менее трех образцов, по которым определяли среднее значение и среднеквадратичное отклонение.

4.2.6. Определение продукции ОН-радикалов

Осуществляли с помощью реакции с кумарин-3-карбоновой кислотой (ККК), продукт гидроксилирования которой - 7-гидроксикумарин-З-карбоновая кислота (7-ОН-ККК) -является удобным флуоресцентным зондом для определения образования этих радикалов [Черников, Брусков, 2002]. В раствор ККК в воде (0.5 мМ, рН 3.6) вносили 0,2 М фосфатного буфера (рН 7.4), далее добавляли аминокислоты (1мМ). Опытные и контрольные образцы подвергали воздействию рентгеновского излучения или прогревали. Флуоресценцию продукта реакции ККК с гидроксильным радикалом - 7-ОН-ККК, измеряли в тех же пробах на спектрофлуориметре SFM 25А (Kontron Instruments, Италия) с Хсх = 400 нм, Хет = 450 нм в кварцевой зеркальной кювете. Калибровку производили с помощью коммерческой 7-ОН-ККК.

4.2.7 Тест па выживание

Тестировали на выживаемость самцов мышей Kv:SHK массой 28-31 г и возрастом 10 недель. Мышам вводили внутрибрюшинно аминокислоты, растворенные в 0,14 М растворе хлорида натрия. Иньецировали по 0,5 мл на мышь, через 15 мин, после облучения, повышая концентрацию аминокислот в крови в 15 раз. Облучение осуществлялось на рентгеновской установке РУТ-15 (СССР), при комнатной температуре, мощность дозы 1Гр/мин. Впоследствии учет погибших животных проводили один раз в сутки. Контролем служила группа мышей инъецированных изотоническим раствором.

4.2.8. Микроядерный тест

Оценивали цитогенетическое повреждение клеток по появлению полихроматофильных эритроцитов (ПХЭ), содержащих микроядра (МЯ). Животных кормили облученным обезжиренным творогом, контроль получал облученную пищу, выдержанную двое суток при 0°С. Мышей умерщвляли методом цервикальной дислокации через 28 ч после начала кормления, поскольку максимальный выход ПХЭ с МЯ наблюдается примерно через сутки после воздействия ионизирующей радиации. Гистологические препараты готовили и окрашивали по стандартной методике [Schmid, 1975] с модифицированным растворением клеточного материала [Uma Devi, Sharma, 1990]. Подсчет ПХЭ содержащих МЯ осуществляли с помощью светового микроскопа "МикМед-2"(ЛОМО, Россия) с иммерсионным объективом при увеличении хЮОО.

4.2.9. Измерение собственной хемилюминесценции растворов аминокислот и яичного альбумина

Измерение собственной хемилюминесценции аминокислотных и белковых растворов проводили через разные времена после воздействия рентгеновского излучения на хемилюмипометре Биотоке 7 А (Россия). Все растворы овальбумина готовили на 20 мМ Трис-IICl буфере, рН 8,0. Облучение растворов проводили на РУТ-15 в стеклянных безкалиевых флаконах, перед измерением все пробы переливали в полипропиленовые флаконы (Beckman, США). Измерение всех образцов проводилось в течение 30 сек, после чего снимался интегральный показатель интенсивности хемилюминесценции.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Штаркман, Илья Николаевич, 2008 год

1. Анискина А.И., Чалисова Н.И., Закуцкий А.Н., Комашия А.В., Филиппов С.В., Зезюлин П.Н. Влияние аминокислот на клеточную пролиферацию и апоптоз в органотипической культуре тканей молодых и старых крыс. // Усп. Геронтол. 2006. Вып. 19. С. 55-59.

2. Белокрылов Г.А., Деревнина О.И., Попова О.Я. Различия в иммунном ответе, фагоцитозе и детоксицирующих свойствах под влиянием пептидных и аминокислотных препаратов. // Бюл. Экспер. Биол. Мед. 1995. Т. 118(2). С. 509-512.

3. Болдырев А.А. Карнозин. Биологическое значение и возможности применения в медицине. М.: Издательство МГУ. 1998. 320 с.

4. Болдырев А.А. Роль активных форм кислорода в жизнедеятельности нейрона. // Успехи физиологических наук. 2003. Т. 34(3). С. 21-34.

5. Брусков В.И., Масалимов Ж.К., Усачева A.M. Определение 8-оксогуанина в ДНК методом хемилюминесцентного иммуноферментного анализа. // Биохимия. 1999. Т. 64(7). С. 958-964.

6. Брусков В.И., Масалимов Ж.К., Черников А.В. // Образование активных форм кислорода под действием тепла при восстановлении растворенного кислорода воздуха. // Докл. РАН. 2001. Т. 381(2). С. 262-264.

7. Брусков В.И., Масалимов Ж.К., Черников А.В. Образование активных форм кислорода в воде под действием тепла. // Докл. РАН. 2002. Т.384. С. 821-824.

8. Брусков В.И., Черников А.В., Гудков С.В., Масалимов Ж.К. Активация восстановительных свойств анионов морской воды под действием тепла. // Биофизика. 2003. Т. 48(6). С. 1022-11029.

9. Бурлакова Е.Б., Храпова Н.Г. Перекисное окисление лигшдов мембран и природные антиоксиданты. // Успехи химии. 1985. Т.54. С. 1540-1558.

10. Газиев А.И. Повреждение ДНК в клетках под действием ионизирующей радиации. // Радиац. Биология. Радиоэкология. 1999. Т. 39. С. 630-638.

11. Гольштейн Н. Активные формы кислорода как жизненно необходимые компоненты воздушной среды. // Биохимия. 2002. Т. 67(2). С. 194-204.

12. Гольштейн Н.И. Применение газофазного супероксида в клинике. // Российский медицинский журнал. 2003. № 4. С. 49-53.

13. Гуляева Н.В. Супероксидперехватывающая активность карнозина в присутствии ионов меди и цинка. // Биохимия. 1987. Т.52. С. 1216-1220.

14. Деккер И.А., Лайвси С.А., Чжоу С. Переоценка антиоксидантного действия очищенного карнозина. // Биохимия. 2000. Т. 65(7). С. 766-770.

15. Дубинина Е.Е. Характеристика внеклеточной супероксиддисмутазы. // Вопр. мед. химии. 1995. Т. 41. вып. 6. С. 8-12.

16. Дурнев А.Д., Середенин С.Б. Мутагены (скрининг и фармакологическая профилактика воздействий). М.: Медицина. 1998. 328 с.

17. Журавлев А.И. Развитие идей Б.Н. Тарусова о роли цепных процессов в биологии. // Биоантиокислители в регуляции метаболизма в норме и патологии. М.: Наука, 1982. С. 3-37.

18. Зенков Н.К., Ланкин В.З., Меньшикова Е.Б. Окислительный стресс: биохимический и патофизиологический аспекты. М.: МАИК «Наука/Интерпериодика». 2001. 343 с.

19. ЗенковН.К., Кандалинцева Н.В., Ланкин В.З., Меньшикова Е.Б., Просенко А.Е. Фенольные биоантиоксиданты. Новосибирск: СО РАМН. 2003. 328 с.

20. Каюшин Л.П., Пулатова М.К., Кривенко В.Г. «Свободные радикалы и их превращения в облученных белках» 1976 г., Москва, Атомиздат, 269 С.

21. Кения М.В., Лукаш А.И., Гуськов Е.П. Роль низкомолекулярных антиоксидантов при окислительном стрессе // Успехи соврем, биологии. 1993. Т. 113. вып. 4. С. 456-470.

22. Клоков Д.Ю., Заичкипа С.И. Методы автоматического анализа клеток и их применение в радиобиологических исследованиях. // Радиац. биология. Радиоэкология. 2000. Т. 40. С. 15-22.

23. Колесниченко Л.С., Кулинский В.И. Глутатионтрансферазы. // Успехи соврем, биологии. 1989. Т. 107. вып. 2. С. 179-194.

24. Колотилова А.И., Глушанков Е.П. Витамины (химия, биохимия и физиологическая роль). Л: Изд-во Ленингр. Ун-та. 1976. 248 с.

25. Кольман Я., Рём К.- Г. Наглядная биохимия. // М.: Мир, 2000. 469 с.

26. Кудрин А.В. Микроэлементы и оксид азота полифункциональные лиганды. // Вопр. биол. мед. и фарм. химии. 2000. №1. С. 3-5.1+ Кудряшов Ю.Б. // Радиационная биофизика (ионизирующие излучения). М. Физматлит. 2004. 448 с.

27. Кулинский В.И., Колесниченко JT.C. Биологическая роль глутатиона. // Успехи соврем, биол. 1990. Т. 110. вып. 1. С. 0-33.

28. Ларкий Э.Г. Методы определения и метаболизм металлобелковых комплексов. // Итоги науки и техники. Сер. Биологическая химия. 1990. Т. 41. С. 482-491.

29. Лейнсоо Т.А., Абе X., Болдырев А.А. Карнозин и родственные соединения защищают двухцепочечную ДНК от окислительного повреждения. // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2006. Т. 42. № 5. С. 453-457.

30. Логинов А.С, Матюшин Б.Н., Ткачев В.Д. Якимчук Г.Н. Новый подход к диагностике холестаза по активности медьсодержащих ферментов. //Терапевт, арх. 1993. №2. С. 34-36.

31. Лякишев А.А., Лупанов В.П., Смирнов Л.Д. Гиполипедимический препарат -пробукол (механизмы действия, гиполипидсмические эффекты и клинические исследования). Обзор. //Хим.-фарм. журн. 1995. Т. 29. № 10. С. 3-8.

32. Мазин А.В., Кузноделов К.Д., Краев А.С. Методы молекулярной генетики и генной инженерии. Новосибирск: Наука СО. 1990. 248 с.

33. Маянский А.Н., МаянскийД.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. // Новосибирск: Наука. 1989. 123 с.

34. Меньшикова Е.Б., Зенков Н.К. Метаболическая активность гранулоцитов при хронических неспецифических заболеваниях легких. // Терапевт, арх. 1991. № 11. С. 8587.

35. Никольская Е.А., Синявская О.И. Каталазы выделяемые микроорганизмами. // Микробиология. 1984. Т. 46(4). С. 83-93.

36. Новоселов В.И., Амелина С.Е., Кравченко И.Н., Новоселов С.В., Янин В.А., Садовников В.Б., Фесенко Е.Е. Роль пероксиредоксина в антиоксидантной системе органов дыхания. // Докл. РАН. 2000. Т. 375(6). С. 831-833.

37. Осипов А.Н., Азизова О.А., Владимиров Ю.А. Активированные формы кислорода и их роль в организме // Успехи биол. Химии. 1990. Т. 31. С. 180-208.

38. Пескин А.В. (1997) Взаимодействие активного кислорода с ДНК. Биохимия. Т.62, Вып.12, С.1571-1578.

39. Петрович Ю.А., Гуткин Д.В. Свободнорадикальное окисление и его роль в патогенезе воспаления, ишемии и стресса. // Патол. Физиология и эксперим. терапия. 1986. №5. С. 85-92.

40. Поберезкина Н.Е., Лосинская Л.Ф. Биологическая роль супероксиддисмутазы // Укр. биохим. журн. 1989.Т. 61. № 2. С. 14-27.

41. Разумовский С.Д. Кислород элементарные формы и свойства. // М.: Химия. 1979.

42. Рогинский В.А. Фенольные антиоксиданты: Реакционная способность и эффективность. М.: Наука. 1988.

43. Сергиенко В.И., Панасенко О.М. Активные формы кислорода в патогенезе заболеваний. // Технологии живых систем. 2004. Т. 1(2). С. 37-46.

44. Синицкая Н.С., Хавинсон В.Х. Роль пептидов в свободиорадикальном окислении и старении организма. // Успехи современной биологии. 2002. Т. 122(6). С. 557-568.

45. Скальный А.В., Кудрин А.В. Радиация, микроэлементы, антиоксиданты и иммунитет. М.: Москва. 2000. 427с.

46. Слепушкин В.Д., Михайлова Н.Н., Егоров И.В., Киселева А.В. Влияние мелатонина на активность антиоксидантной системы и процессы свободнорадикального окисления липидов при травматическом шоке. // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1999. №4. С. 387-391.

47. Смирнова B.C., Гудков С.В., Штаркман И.Н., Черников А.В., Брусков В.И. Генотоксическое действие ионов уранила на ДНК in vitro, обусловленное генерацией активных форм кислорода. // Биофизика. 2005. Т. 50(3). С. 456-463

48. Сухарев А.Е. Лактоферрин, его свойства и значение в патологии. // Патол. физиология и эксперим. терапия. 1992. № 3. С.55-58.

49. Трофимов А.В., Князькин И.В., Кветной И.М. Молекулярная биология нейроэндокринных клеток желудочно-кишечного тракта в моделях преждевременного старения. С.П.: Система. 2004. 158с.

50. Хавинсон В.Х., Морозов В.Г. Геропротекторная активность тималина и эпиталамина. // Успехи геронтол. 2002. Вып. 10. С. 74-84.

51. Хавинсон В.Х., Анисимов С.В., Малинин В.В., Анисимов В.Н. Пептидная регуляция генома и старение.М.: Издательсьво РАМН. 2005. 208с.

52. Черников А.В., Гудков С.В., Штаркман И.Н., Брусков В.И. Кислородный эффект при тепловых повреждениях ДНК. // Биофизика. 2007. Т. 52(2). С. 244-251.

53. Чистяков В.А., Корниенко И.В., Клецкий М.Е. Корниенко И.Е., Лисицын А.С., Новиков В.В. Суиероксиддисмутирующая активность некоторых аминокислот в водных растворах. // Биофизика. 2005. Т. 50. вып. 4. С. 601-605.

54. Шейбак В.М., Кравчук Р.И., Мацюк Я.Р., Горецкая М.В. Морфологические изменения в печени, тимусе, селезенке и тонком кишечнике животных после введения лейцина. // Бюлл. Эксп. Биол. и Мед. 2007. Т. 142(2). С. 231-233.

55. Эйдус JI.X. «Физико-химические основы радиобиологических процессов и защиты от излучений» 1979 г., 2 изд., Москва, Атомиздат, 216 С.

56. Ярмоненко С.П., Вайсон А.А. Радиобиология человека и животных. М.: «Высшая школа», 2004. 549 с.

57. Akashi М, Hachiya М., Paquette R.L. et al. Irradiation increases manganese superoxide dismutase mRNA levels in human fibroblasts possible mechanisms for its accumulation. // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. P. 15864-15869.

58. Alia, Saradhi P.P., Mohanty P. Proline in relation to free radical production in seedlings of Brassica jiincea raised under sodium chloride stress. // Plant Soil. 1993. Vol. 155. P. 497-500.

59. Alia, Mohanty P., Matysik J. Effect of proline on the production of singlet oxygen. // Amino Acids. 2001. Vol. 21. P. 195-200.

60. Ames B.N. Endogenous DNA damage as related to cancer and aging. // Mutat. res. 1989. Vol.214. P. 41-46.

61. Ames B.N., Shigenaga M.K. and Ilagen T.M. Oxidants, antioxidants and degenerative diseases of aging. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1993. Vol. 90. P. 7915-7922.

62. Arteaga E., Rojas A., Villaseca P., Bianchi M. The effect of 17B-estradiol and alpha-tocopherol on the oxidation of LDL cholesterol from postmenopausal women and the minor effect of gamma-tocopherol and melatonin. //Menopause 2000. Vol. 7. P. 112-116.

63. Aruoma O.L., Laughton M.J., Halliwell B. Caraosine, homocarnosine and anserine: could they act as antioxidants in vivo. // J. Histochem. Cytochem. 1990. Vol. 38. P. 1033.

64. Atanasiu R.L., SteaD., Mateescu M.A. etal. Direct evidence of caeruloplasmin antioxidant properties. // Mol. Cell Biochem. 1998. Vol. 189. P. 127-135.

65. BallaG., Jacob H.S., BallaJ. et al. Ferritin a cytoprotective antioxidant strategem of endothelium. //J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 18148-18153.

66. Basu, S., Whiteman, M., Mattey, D.L., Halliwell, B. Raised levels of F(2)-isoprostanes and prostaglandin F(2alpha) in different rheumatic diseases. // Ann. Rheum. Dis., 2001, Vol. 60. P. 627-631.

67. Baumstark M.W., Aristegui R., Zoller 'Г. et al. Probucol, incorporated into LDL particles invivo, inhibits generation of lipid peroxides more effectively than endogenous antioxidants alone. // Clin. Biochem. 1992. Vol. 25. P. 395-397.

68. Beal M.F. Aging, energy and oxidative stress in neurodegenerative diseases. // Ann. Neurol. Vol. 1995. 38, P. 357-366.

69. Beckman K.B., Ames B.N. Oxidative decay of DNA. J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, P. 19633-19636.

70. Beckman K.B. and Ames B.N. The free radical theory of aging matures. // Physiol. Rev.1998. Vol. 78. P. 547-581.

71. Berlett B.S., Stadtman E.R. Protein oxidation in Aging, disease, and oxidative stress. // J. Of Biol. Chem. 1997. Vol. 272(33). P. 20313-20316.

72. Board PG, Anders MW. Human glutathione transferase zeta. // Methods Enzymol. 2005. Vol. 401. P. 61-77.

73. Boldyrev A.A., Dupin A.M., Pindel E.V., Antioxidative properties of histidine-containing di peptides from skeletal muscles of vertebrates. // Сотр. Biochem. Physiol. 1988. V. 89B. P. 245-250.0

74. Brigelius-Flone R. and Traber M.G. Vitamin E: function and metabolism. // FASEB.1999. Vol. 13. P. 1145- 1155.

75. Brown A.A., Hu F.B. Dietary modulation of endothelial function: implications for cardiovascular disease. // Am. J. Clin. Nutr. 2001. Vol. 73. P. 673-686.

76. Bruskov V.I., Malakhova L.V., Masalimov Zh.K. and Chernikov A.V. Heat-induced formation of reactive oxygen species and 8-oxoguanine, a biomarker of damage to DNA. // Nucl. Acids Res. 2002. Vol. 30. P. 1354-1363.

77. Buettner G.R. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, tocopherol, and ascorbate. // Arch. Biochem. Biophys. 1993. Vol. 300. P. 535-543.

78. Byers T. and Guerrero N. Epidemiologic evidence for vitamin С and vitamin E in cancer prevention. //Am. J. Clin. Nutr. 1995. Vol. 62. P. 1385S-1392S.

79. Carvalho F.D., Remiao P., Vale P. et al. Glutathione and cysteine measurement in biological samples by HPLC with a glassy carbon working detector. // Biomed. Chromatogr. 1994. Vol. 8. P. 134-136.

80. Casciola-Rosen L., Wigley F., Rosen A. Scleroderma autoantigens are uniquely fragmented by metal-catalyzed oxidation reactions: implications for pathogenesis. // J. Exp. Med. 1997. Vol. 185. P. 71-79.

81. Cerutti P.A. Oxy-radicals and cancer. // Lancet. 1994. Vol. 344. P. 862-863.

82. Chen C., Dickman M.B. Proline suppresses apoptosis in the fungal pathogen Colletotrichum trifolii. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. Vol. 102(9). P. 3459-3464

83. Cheng K.C., Cahill D.S., Kasai H., Nishimura S., Loeb L.A. 8-Hydroxyguanine, an abundant product of oxidative DNA damage, causes G to T substitutions in E.coli. J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 166-172.

84. Chernikov A.V., Usacheva A.M. and Bruskov V.I. Depurination of 8-oxo-7,8-dihydroguanine (8-hydoxyguanine) nucleosides. // Biochemistry (Moscow) 1996. Vol. 61. P. 3538.

85. Chevion M., Berenshtein E., Stadtman E.R. Human studies related to protein oxidation: protein carbonyl content as a marker of damage. Free Rad. Res. 2000. Vol. 33 (Suppl.). P. S99-S108.

86. Chichton R.R., Ward R.J. Iron metabolism new perspectives in view. //Biochemistry 1992. Vol. 31. P. 11255-11264.

87. Collins A.R., Cadet J., Moller L., Poulsen H.E., Vina J. Are we sure we know how to measure 8-oxo-7,8-dihydroguanine in DNA from human cells? Arch. Biochem. Biophys. 2004. Vol.423. P. 57-65.

88. CookN.C., Samman S. Flavonoids Chemistry, metabolism, cardioprotective effects, and dietary sources. // J. Nutr. Biochem. 1996. Vol. 7. P. 66-76.

89. Cushnie T.P., Lamb A.J. Antimicrobial activity of flavonoids. // Int. J. Antimicrob. Agents. 2005. Vol. 26(5). P. 343-356.

90. Das K.C. Thioredoxin system in premature and newborn biology. // Antioxid. Redox Signal. 2004. Vol. 6. P. 177-184.

91. Das K.C., Misra H.P. Hydroxyl radical scavenging and singlet oxygen quenching properties of polyamines. // Mol. Cell Biochem. 2004. Vol. 262. P. 127-133.

92. Das K.C. Thioredoxin and its role in premature newborn biology. // Antioxid. Redox Signal. 2005. Vol. 7. P. 1740-1743.

93. Daub M.E., Leisman G.B., Clark R.A., Bowden E.F. Reductive detoxification as a mechanism of fungal resistance to singlet oxygen-generating photosensitizers. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1992. Vol. 89(20). P. 9588-9592.

94. Davies K.J.A., Sevanian A., Muakkassah-Kelly S.F„ Hochstein P. Uric acid-iron ion complexes: a new aspect of the antioxidant function of uric acid. // Biochem. J. 1986. Vol. 235. P. 747-754.

95. Dean R.T., Fu S., Stacker R., Davies M.J. Biochemistry and pathology of radical-mediated protein oxidation. // Biochem. J. 1997. Vol. 324. P. 1-18.

96. Delaunay A., Pflieger D., Barrault M., Vinh J. and Toledano M. A thiol peroxidase is an H2O2 receptor and redox-transducer in gene activation. // Cell. 2002. Vol. 111. P. 471-481.

97. Desilva D., Aust S.D. Stoichiometry of Fe(II) oxidation during ceruloplasmin-catalyzed loading of ferritin. //Arch. Biochem. and Biophys. 1992. Vol. 298. P. 259-264.

98. Dimascio P., Devasagayam T.P.A., Raiser S., Sies H. Carotenoids, tocopherols, and thiols as biological singlet molecular oxygen quenchers // Biochem. Soc. Trans. 1990. Vol. 18. P. 1054-1056.

99. Dizdaroglu M., Jaruga P., Birincioglu M., Rodriguez H. Free radical-induced damage to DNA: mechanisms and measurement. // Free Radic. Biol. Med. 2002. Vol. 32(11). P. 1102-1115.

100. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell function. // Physiol. Rev. 2002. Vol. 82(1). P. 47-95.

101. Dunn M.A., Blabock T.L., Cousins RJ. Metallofhionein. // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1987. Vol. 185. P. 107-119.

102. Edlund A., Edlund Т., Hjalmarsson K. et al. A non-glycosylated extracellular superoxide dismutase variant // Biochem. J. 1992. Vol. 288. P. 451-456.

103. Eisenberg WC, Taylor K, Guerrero RR. Cytogenetic effects of singlet oxygen. // J Photochem. Photobiol. B. 1992. Vol. 16(3-4). P. 381-384.

104. Eldjarn L. and Phil A. Cysteine and cysteamine group of protective agents: chemical structure, protective ability and mixed disulfide formation. // Radiat. Res. 1958. Vol. 9. P. 110.

105. Esterbauer II. Cytotoxicity and genotoxicity of lipid-oxidation products. // Amer. J. Clin. Nutr. 1993. Vol. 57 (Suppl.). P. S779-S786.

106. Faraggi M., Broitman F., Trent J.B., Klapper M.H. One-Electron Oxidation Reactions of Some Purine and Pyrimidine Bases in Aqueous Solutions. Electrochemical and Pulse Radiolysis Studies. Hi. Phys. Chem. 1996. Vol. 100. P. 14751-14761.

107. Fernandez V., Videla L.A. Biochemical aspects of cellular antioxidant systems. // Biol. Res. 1996. Vol. 29(2). P. 177-182.

108. Fischer-Nielsen A., Poulsen H.E., Loft S. 8-Hydroxydeoxyguanosine in vitro: effects of glutathione, ascorbate, and 5-aminosalicylic acid. // Free Radic. Biol. Med. 1992. Vol. 13. P. 121-216.

109. Flecha B.G., Llesuy S., Boveris A. Ilydroperoxide-initiated chemiluminescence: An assay for oxidative stress in biopsies of heart, liver, and muscle. // Free Rad. Biol, and Med. 1991. Vol. 10. P. 93-100.

110. Floyd R.A., Watson J.J., Wong P.K., Altmiller D.H., Rickard R.C. Hydroxyl free radical adduct of deoxyguanosine: sensitive detection and mechanisms of formation. // Free Rad. Res. Commun. 1986. Vol. 1. P. 163-172.

111. Fraga C.G., Shigenaga M.K., Park J.V., Degan P., Ames B.N. Oxidative damage to DNA during aging: 8-Hydroxy-2'-deoxyguanosine in rat organ DNA and urine. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. P. 4533-4537.

112. Frei B. Ascorbic acid protects lipids in human plasma and low-density lipoprotein against oxidative damage. // Amer. J. Clin. Nutr. 1991. Vol. 54. P. SI 113—SI 118.

113. Gardner P.R., Fridovich I. Inactivation-reactivation of aconitase in Escherichia coli. A sensitive measure of superoxide radical. J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 8757-8763.

114. Garrison W.M. Reaction mechanisms in the radiolysis of peptides, polypeptides, and proteins. // Chem. Кумю 1987ю Vol. 87. P. 381-398.

115. Gebicki S., Gebicki J.M. Formation of peroxides in amino acids and proteins exposed to oxygen free radicals. // Biochem. J. 1993. Vol. 289. P. 743-749.

116. Gieseg S.P. Protein-bound 3,4-dihydroxyphenilalanine is a major reductant formed during hydroxyl radical damage to proteins. // Biochem. 1993. Vol. 32. P. 4780-4786.

117. Gille J.J., Pasman P., van Berkel C.G. Effects of antioxidants on hyperoxia-induced chromosomal breakage in Chinese hamster ovary cells: protection by carnosine. // Mutagenesis. 1991. Vol. 6. P. 313-318.

118. Giurgea N., Constantinescu M., Stanciu R., Suciu R. and Muresan A. Ceruloplasmin -acute-phase reactant or endogenous antioxidant? The case of cardiovascular disease. // Med. Sci. Monit. 2005. Vol. 11(2). P. RA48-RA51.

119. Gotoh N., Shimizu K., Komuro E. et al. Antioxidant activities of probucol against lipid peroxidations. // Biochim. et biophys, acta. 1992. Vol. 1128. P. 147-154.

120. Grosovsky A.J. Radiation-induced mutations in unirradiated DNA. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96/P. 5346-5347.

121. Hahn S. M., Sullivan F. J., DeLuca A. M., Bacher J. D., Liebmann J., Krishna M. C., Coffin D., Mitchell J. B. Hemodynamic effect of the nitroxide superoxide dismutase mimics. // Free. Radical. Biol. Med. 1999. Vol. 27. P. 529-535.

122. Hahn S.M., Tochner Z., Krishna M.C., Glass J., Wilson A., Samuni A., Spraguc D. et al. Tempol, a stable free radical, is a novel murine radiation protector. // Cancer Res. 1992. Vol. 52. P. 1750-1753.

123. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Caeruloplasmin and the superoxide radical. // Lancet. 1982. Vol. 2. P. 556-559.

124. Halliwell B. Biochemical mechanisms accounting for the toxic action of oxygen on living organisms: the key role of superoxide dismutase. // Cell Biol. Int. Rep. 1978. Vol. 2. P. 113-128.

125. Halliwell В., Wasil M., Grootveld M. Biologically significant scavenging of the myelopero-xidase-derived oxidant hypoclorous acid by ascorbic acid // FEBS Lett. 1987. Vol. 213. P. 15-18.

126. Halliwell B. Free radicals, antioxidants and human disease: curiosity, cause, or consequence?// Lancet. 1994. Vol. 344. P. 721-724.

127. Halliwell B. Albumin an important extracellular antioxidant? // Biochem. Pharmacol. 1988. Vol. 37. P. 569-571.

128. Halliwell B. and Aruoma O.I. DNA damage by oxygen-derived species. Its mechanism and measurement in mammalian systems. // FEBS Lett. 1991. Vol. 281. P. 9-19.

129. Halliwell В., Clementb M.B., Longa L.H. Hydrogen peroxide in the human body. // FEBS Letters 2000. Vol. 486. P. 10-13.

130. Halliwell B. Effect of diet on cancer development: is oxidative DNA damage a biomarker? Free Radic. Biol. Med. 2002. Vol. 32. P. 968-974.

131. J* Halliwell B. Oxygen and nitrogen are pro-carcinogens. Damage to DNA by reactive oxygen, chlorine and nitrogen species: measurement, mechanism and the effects of nutrition. Mutat. Res. 1999. Vol. 443. P. 37-52.

132. Halliwell В., Vasil M., Grootveld M. The antioxidants of human extracellular fluids. // Arch. Biochem. and Biophys. 1990. Vol. 280. P. 1-8.

133. Halliwell В., Whiteman M. Measuring reactive species and oxidative damage in vivo and in cell culture: how should you do it and what do the results mean? // Brit. J. of Pharm. 2004. Vol. 142. P. 231-255.

134. Hansen J.M., Zhang H., Jones D.P. Differential oxidation of thioredoxin-1, thioredoxin-2, and glutathione by metal ions. // Free Radic. Biol. Med. 2006. Vol. 40(1). P. 138-145.

135. Harriman A. Further comments on the redox potentials of tryptophan and tyrosine. // J. Phys. Chem. 1987. Vol. 91. P. 6102-6104.

136. Harris E.D. Regulation of antioxidant enzymes. // FASEB. 1992. Vol. 6. P. 2675-2683.

137. Headlam H.A. and Davies MJ. Cell-mediated reduction of protein and peptide hydroperoxides to reactive free radicals. Free Radic. Biol. Med. 2003. Vol. 34. P. 44—55.

138. Henschke P.N. and Elliott S.J. Oxidized glutathione decreases luminal Ca2+ content of the endothelial cell Ins(l,4,5)P3-sensitive Ca2+ store. // Biochem. J. 1995. Vol. 312. P. 485-489.

139. Hirayama II., Tamaoka J. and Horikoshi K. Improved immobilization of DNA to microwell plates for DNA-DNA hybridization. //Nucl. Acids Res. 1996. Vol. 24. P. 4098-4099.

140. Hirose M. The Structural Mechanism for Iron Uptake and Release by Transferrins. // Bioscience, Biotechnology and Biochemistry 2000. Vol. 64(7). P. 1328-1336.

141. Jackson SK, Thomas MP, Smith S, Madhani M, Rogers SC, James PE In vivo EPR spectroscopy: biomedical and potential diagnostic applications. Faraday Discuss. 2004. Vol. 126. P. 103-117

142. Jacob C. The sulfinic acid switch in proteins. // Org. Biomol. Chem. 2004. Vol. 2. P. 1953-1956.

143. Jeroudi M.O., Triana F.J., Bharat S.P., Bolli R. Effect of superoxide dismutase and catalase, given separately, on myocardial "stunning". // Amer. J. Physiol. 1990. Vol. 253. P. H889-H901.

144. Jovanovic S.V., Simic M.G. The DNA guanyl radical: kinetics and mechanisms of generation and repair. // Biochim. Biophys. Acta. 1989. Vol 1008. P. 39-44.

145. Kagi J. H. R. and Schaffer A. Biochemistry of metallothionine. // Biochemistry 1988. Vol. 27. P. 8509-8515.

146. Kaiser S., Di Mascio P., Murphy M.E., Sies H. Quenching of singlet molecular oxygen by tocopherols. // Antioxidants in therapy and Preventive Medicine. N.Y.: Plenum Press. 1990. P. 117-123.

147. Kanofsky J.R. Quenching of singlet oxygen by human plasma. // Photochem. and Photobiol. 1990. Vol.51. P.299-303.

148. Keller G.-A., Warner T.G., SteimerK.S., Halle well R.A. Cu,Zn-superoxide dismutase is a peroxisomal enzyme in human fibroblasts and hepatoma cells. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. Vol. 88. P. 7381-7385.

149. Khan N.,Wilmot C.M., Rosen G.M., Demidenko E., Sun J., Joseph J., O'Hara J., Kalyanaraman В., Swartz H.M. Spin traps: in vitro toxicity and stability of radical adducts. // Free Radic Biol Med. 2003. Vol. 34. P. 1473-1481.

150. Kim H-Y., Gladyshev V.N. Methionine sulfoxide reductases: selenoprotein forms and roles in antioxidant protein repair in mammals. // Biochem. J. 2007. Vol. 407. P. 321-329.

151. Kohen R., Yamamoto Y., Kundy K.S. Antioxidant activity of carnosine, homocarnosine, and anserine present in muscle and brain. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1988. Vol. 85. P. 31753179.

152. Koppenol W.H. A thermodynamic appraisal of the radical sink hypothesis. // Free Rad. Biol. Med. 1993. Vol. 14. P. 91-94.

153. Koyama S., Kodama S., Suzuki K., Matsumoto Т., Miyazaki T. and Watanabe M. Radiation-induced long-lived radicals which cause mutation and transformation. // Mutat. Res. 1998. Vol. 421. P. 45-54.

154. Kukreja R.S., Jesse R.L., Hess M.L. Singlet oxygen: A potential culprit in myocardial injuri? // Mol. Cell. Biochem. 1992. Vol. 111. P. 17-24.

155. Kumagai J., Katon H., Miyazaki Т., Hidema J. and Kumaga T. Differences in the Sensitivity to UVB Radiation of Two Cultivars of Rice (Oryza Sativa L.) based on Observation of Long-Lived Radicals. //J. Radiat. Res. 1999. Vol. 40. P. 303-310.

156. Kumagai J., Kumada Т., Watanabe M., Miyazaki T. Electron spin echo study of long-lived radicals which cause mutation in gamma-ray irradiated mammalian cells. // Spectrochim. Acta A Mol. Biomol. Spectrosc. 2000. Vol. 56. P. 2509-2516.

157. Kumagai J., Masui K., Itagaki Y., Shiotani M., Kodama S., Watanabe M. and Miyazaki T. Long-lived mutagenic radicals induced in mammalian cells by ionizing radiation are mainly localized to proteins. // Radiat. Res. 2003a. Vol. 161. P. 95-102.

158. Levine R.L. Carbonyl modified proteins in cellular regulation, aging, and disease. // Free Radic Biol Med. 2002. Vol. 32. P. 790-796

159. Marklund S.L. Extracellular superoxide dismutase in human tissues and human cell lines. //J. Clin. Invest. 1984. Vol. 74. P. 1398-1403.

160. Marnett L.J. Oxyradicals and DNA damage. // Carcinogenesis. 2000. Vol. 21. P. 361370.•> McFarland G.A., Holliday R. Retardation of the senescence of cultured human diploid fibroblasts by camosine. // Exp. Cell. Res. 1994. Vol. 212. P 167-175.

161. Milligan J.R., Aguilera J.A., Ly A., Tran Q., Hoang 0.,Ward J.F. Repair of oxidative DNA damage by amino acids. //NAR. 2003. Vol. 31. № 21. P. 6258-6263.

162. Milligan J.R., Tran Q., Ly A., Ward J.F. Peptide repair of oxidative DNA damage. // Biochemistry. 2004. Vol. 43. P. 5102-5108.

163. Misiaszek R., Crean C., Geacintov N.E., Shafirovich V. Combination of Nitrogen Dioxide Radicals with 8-Oxo-7,8-dihidroguanine and Guanine Radicals in DNA: Oxidation and Nitration End-Products. // JACS Art. 2005. Vol. 127. P. 2191-2200.

164. May J.M., Qu Z.C., Whitesell R.R. Ascorbic acid recycling enhances the antioxidant reserve of human erythrocytes. // Biochemistry 1995. Vol. 34. P. 12721-12728.

165. Midden W.R., Dahl T.A. // Biological inactivation by singlet oxygen: distinguishing 02 (ISg) // Biochim. et Biophys. Acta. 1992. Vol. 1117. P. 216-222.

166. Milligan J.R., Aguilera J.A., Ly A., Tran N.Q., Hoang O., Ward J.F. Repair of oxidative DNA damage by amino acids.//Nucl. Acids Res. 2003. Vol. 31(21). P. 6258-6263.

167. Milligan J.R., Tran N.Q., Ly A., Ward J.F. Peptide repair of oxidative DNA damage. // Biochem. 2004. Vol. 43. P. 5102-5108.

168. Minetti M., Scorza G., Pietraforte D. Peroxynitrite induces long-lived tyrosyl radical(s) in oxyhemoglobin of red blood cells through a reaction involving C02 and a ferryl species. // Biochemistry. 1999. Vol. 38. P. 2078-2087.

169. Moriya M., Grollman A.P. Mutations in the mutY gene of Escherichia coli enhance the frequency of targeted G:C —> T: A transversions induced by a single 8-oxoguanine residue in single-stranded DNA. Mol. Gen. Genet. 1993. Vol. 239. P. 72-76.

170. Moskovitz J., Yim M.B., Chock P.B. Free radicals and disease. Arch. Biochem. Biophys. 2002. Vol. 397. P. 354-359.

171. Mukhopadhyay M., Mukhopadhyay C.K., Chatterjee I.B. Protective effect of ascorbic acid against lipid peroxidation and oxidative damage in cardiac microsomes. // Mol. and Cell. Biochem. 1993. Vol. 126. P. 69-75.

172. Murrell G., Bromley F.N. Modulation of fibroblast proliferation by oxygen free radicals. Biochem. J. 1990. Vol. 265. P. 659-665.

173. Nakagawa К., Fujimoto К., Miyazawa Т. b-Carotene as a high-potency antioxidant to prevent the formation of phospholipid hydroperoxides in red blood cell of mice. // Biochim. et biophys. acta 1996. Vol. 1299. P. 110-116.

174. Naot D., Grey A., Reid I.R. and Cornish J. Lactoferrin A Novel Bone Growth Factor. // Clin. Med. Res. 2005. Vol. 3(2). P. 93-101.

175. Neuzil J., Gebicki J.M., Stocker R. Radical-induced chain oxidation of proteins and its inhibition by chain-breaking antioxidants. // Biochem. J. 1993. Vol. 293. P. 601-606.

176. Newton G.L., Aguilera J.F., Ward J.F. and Fahey R.C. Polyamine-induced compaction and aggregation of DNA A major factor in radioprotection of chromatin under physiological conditions. //Radiat. Res. 1996. Vol. 145. P. 776-780.

177. Newton G.L., Ly A., Tran N.Q., Ward J.F., Milligan J.R. Radioprotection of plasmid DNA by oligolysines. // Int. J. Radiat. Biol. 2004. Vol. 80(9). P. 643-651.

178. Paiva S.A.R., Russell R. b-Carotene and Other Carotenoids as Antioxidants. // J. Am. College of Nutr. 1999. Vol. 18. No. 5. P. 426-433.

179. Palozza P., Krinsky N.I. Antioxidant effects of carotenoids in vivo and in vitro an overview. // Methods in Enzymology 1992. Vol. 213. P. 403-420.

180. Pan J., Lin W., Wang W., Han Z. Lu C., Yao S., Lin., N., Zhu D. A kinetic study on the interaction of deprotonated purine radical cations wits amino acids and model peptides. // Biophys. Chem. 2001. Vol. 89. P. 193-199.

181. Parman Т., Wiley M.J., Wells P.G. Free radical-mediated oxidative DNA damage in the mechanism of thalidomide teratogenicity. Nat. Med. 1999. Vol. 5. P. 582-585.

182. Pearson WR. Phylogenies of glutathione transferase families. // Methods Enzymol. 2005. Vol.401. P. 186-204.

183. Pietraforte D., Minetti M. Direct ESR detection or peroxynitrite-induced tyrosine-centred protein radicals in human blood plasma. // Biochem. J. 1997a Vol. 325. P. 675-684.

184. Pietraforte D., Minetti M. One-electron oxidation pathway of peroxynitrite decomposition in human blood plasma: evidence for the formation of protein tryptophan-centred radicals. // Biochem. J. 19976. Vol. 321. P. 743-750.

185. Plane F., Jacobs M., McManus D., Bruckdorfer R. Probucol and other antioxidants prevent the inhibition of endothelium-dependent relaxation by low density lipoproteins. // Atherosclerosis. 1993. Vol. 103. P. 73-79.

186. Radi R., Beckman J.S., Bush K.M., Freeman B.A. Peroxynitrite oxidation of sulfhydryls. The cytotoxic potential of superoxide and nitric oxide. // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 166. P. 42444250.

187. Ravanat J.-L., Douki Т., Cadet J. Direct and indirect effects of UV radiation on DNA and its components. J. Photochem. Photobiol. 2001. Vol. 63. P. 88-102.

188. Reiter R.J., Cabrera J., Sainz R.M. Melatonin as a pharmacological agent against neuronal loss in experimental models of Huntington's disease, Alzheimer's disease and parkinsonism. // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999. Vol. 890. P. 471-485.

189. Reiter R.J., Guerrero J.M., Garcia J.J., Acuna-Castroviejo D. Reactive oxygen intermediates, molecular damage, and aging. Relation to melatonin. // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1998. Vol. 854. P. 410-424.

190. Roberts L. J., Morrow J.D. Products of the isoprostane pathway: unique bioactive compounds and markers of lipid peroxidation. Cell. Mol. Life Sci. 2002. Vol. 59. P. 808-820.

191. Samokyszyn V.M., Thomas C.E., Reif D.W. Release of iron from ferritin and its role on oxygen radicals toxicities. // Drug Metab. Rev. 1988. Vol. 19. P. 283-303.

192. Schijlen E.G., Ric de Vos C.H., van Tunen A.J., Bovy A.G. Modification of flavonoid biosynthesis in crop plants. // Phytochemistry. 2004 Vol. 65(19). P. 2631-2648.

193. Schmid W. The micronucleus test. // Mutat.Res. 1975. Vol. 31. P. 9-15.

194. Sebastian J., Arie K., Wang Y., Eck P., Kwon O., Lee J., Chen S., Corpe C., Dutta A., Dutta S. and Levine M. Vitamin С as an Antioxidant: Evaluation of Its Role in Disease Prevention. // Am. J. Clin. Nutr. 2003. Vol. 22(1). P. 18-35.

195. Sevanian A., Davies K.J.A., Hochstein P. Serum urate as an antioxidant for ascorbic acid. // Amer. J. Klin. Nutr. 1991. Vol. 54. P. SI 129-S1134.

196. Shi X.L., Mao Y., Knapton A.D. Reaction of Cr (VI) with ascorbate and hydrogen peroxide generates hydroxyl radicals and causes DNA damage: role of a Cr (IV)-mediated Fenton-like reaction. // Carcinogenesis. 1994. Vol. 15. P. 2474-2478.

197. Shulaev V., Oliver D.J. Metabolic and Proteomic Markers for Oxidative Stress. New Tools for Reactive Oxygen Species Research. // Plant Phys. 2006. Vol. 141. P. 367-372

198. Sies H., Sharov V.S., KlotzL. O., Briviba K. Glutathione peroxidase protects against peroxynitrite-mediated oxidations. // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. P. 27812-27817.

199. Simpson J.A., Naruta S., Gieseg S., Gebicki S., Gebicki J.M. and Dean R.T. Long-lived reactive species on free-radical-damaged proteins. // Biochem. J. 1992. Vol. 282. P. 621-624.

200. Slominski A., Fischer T. W., Zmijewskil M. A., Wortsman J., Semak I., Zbytek В., Slominskil R.M. and Tobin D. J. On the Role of Melatonin in Skin Physiology and Pathology. // Endocrine. 2005. Vol. 27(2). P. 137-148.

201. Sohal R.S., Svenson I., Brunk U.T. Hydrogen peroxide production by liver mitochondria in different species. // Mech. Ageing and Develop. 1990. Vol. 53. P. 209-215.

202. Stadtman E.R., Oliver C.N. Metal-catalyzed oxidation of proteins. // J Biol Chem. 1991. Vol. 266. P. 2005-2008.

203. Stadtman E.R. Oxidation of free amino acids and amino acids residues in proteins by radiolysis and by metall-catalyzed reactions. // Annu. Rev. Biochem. 1993. Vol. 62. P. 797-821.

204. Stadtman E.R. Cyclic oxidation and reduction of methionine residues of proteins in antioxidant defense and cellular regulation. // Arch, of Biochem and Biophys. 2004. Vol. 423. P. 2-5.

205. Stadtman E.R. Role of Oxidized Amino Acids in Protein Breakdown and Stability. // Meth. In Enzymol. 2006. Vol. 258. P. 379-393.

206. Steenken S. and Jovanovic S.V. How easily oxidizable is DNA? One-electron reduction potentials of adenosine and guanosine radicals in aqueous solution. // J. Amer. Chem. Soc. 1997. Vol. 119. P. 617-618.

207. Stephens N. G., Parsons A., Schofield P. M., Kelly F., Cheeseman K., and Mitchinson, M. J. Randomised controlled trial of vitamin E in patients with coronary disease Cambridge Heart Antioxidant Study (CHAOS). // Lancet 1996. Vol. 347. P. 781-786.

208. Suarna C., Dean R.T., Stocker R. The reactivity of tocotrienols and other Hpid-soluble antioxidants towards peroxyl radicals. // Lipid-Soluble Antioxidants: Biochemistry and Clinical Applications. Basel: Birkhauser Verlag. 1992. P. 17-26.

209. Sundqvist T. Bovine aortic endothelial cells release hydrogen peroxide. // J. Cell Physiol. 1991. Vol. 148. P. 152-156.

210. Szweda L.I., Uchida K., Tsai L., Stadtman E.R. Inactivation of glucose-6-phosphate dehydrogenase by 4-hydroxy-2-nonenal. Selective modification of an active-site lysine. J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268. P. 3342-3347.

211. Tamba M., O'Neil P. Redox reactions of thiol free radicals with the antioxidants ascorbate and chlorpromazine: Role in radioprotection. // J. Chem. Soc. Perkins Trans. 1991. Vol. 11. P. 1681-1685.

212. Takenaka A., Annaka H., Kimura Y., Aoki H., Igarashi K. Reduction of paraquat-induced oxidative stress in rats by dietary soy peptide. // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2003. Vol. 67(2). P. 278-283.

213. Tan D.-X., Chen L.D., Poeggeler B. et al. Melatonin: a potent endogenous hydroxyl radical scavenger. // Endocrine J. 1993. Vol. 1. P. 57-60.

214. Tatsuzawa H., Maruyama Т., Hori K., Sano Y., Nakano M. Singlet oxygen (lAg02) as the principal oxidant in myeloperoxidase-mediated bacterial killing in neutrophil phagosome. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. Vol. 262. P. 647-650.

215. Thomas M. J. Urate causes the human polymorphonuclear leukocyte to secrete superoxide. // Free Rad. Biol, and Med. 1992. Vol. 12. P. 89-91.

216. Torel J., Cillard J., Gillard P. Antioxidant activity of flavonoids and reactivity with peroxy radical. // Phytochemistry 1986. Vol. 25. P. 383-385.

217. Torrielli M.V., Dianzani M.U. Free radicals in inflammatory disease. // Free Radicals in Molecular Biology, Aging and Disease. N.Y.: Raven Press. 1984. P. 355-379.

218. Utsumi H., Yamada K. In vivo electron spin resonance-computed tomography/nitroxyl probe technique for non-invasive analysis of oxidative injuries. Arch Biochem Biophys 2003. Vol. 416. P. 1-8.

219. Voeikov V. (2001) Reactive oxygen species, water, photons, and life. Rivista di Biologia // Biology Forum. 94, 237-258.

220. Von Sonntag C. The chemical basis of radiation biology. Taylor & Francis, London, 1987

221. Wagenknecht H.-A., Stemp E.D.A., Barton J.K. DNA-Bound Peptide Radicals Generated through DNA-Mediated Electron Transport. // Biochemistry. 2000. Vol. 39. P. 5483-5491.

222. Wanders R.J.A., Denis S. Identification of superoxide dismutase in rat liver peroxisomes // Biochim. et biophys. acta. 1992. Vol. 1115. P. 259-262.

223. Wang H., Liu R., Tu Т., Xie L., Sheng K., Chen Y. And Tang X. Properties of radicals formed by the irradiation of wool fibers. // J. Radiat. Res. 2004. Vol. 45. P. 77-81.

224. Washko P., Rotrosen D., Levine M. Ascorbic acid in human neutrophils. // Amer. J. Clin. Nutr. 1991. Vol. 54. P.S1221-S1227.

225. Wendel A. Enzymes acting against reactive oxygen. // Enzymes: Tools and Targets. 1988. P. 161-167.

226. Wentworth P. (Jr.), Jones L.H., Wentworth A.D., Zhu X., Larsen N.A., Wilson I.A., Xu X., Goddard W.A., III, Janda K.D., Eschenmoser A., Leruer R.A. Antibody catalysis of the oxidation ofwater. Science. 2001. Vol. 293. P. 1806-1811.

227. Winyard P.G., Moody C.J., Jacob C. Oxidative activation of antioxidant defence. // Tr. In Biochem. Sci. 2005. Vol. 30(8). P. 453-461.

228. Wiseman II., Halliwell B. Damage to DNA by reactive oxygen and nitrogen species: role in inflammatory disease and progression to cancer. Biochem. J. 1996. Vol. 313. P. 17-29.

229. Zhou Y.-C. and Zheng R. Phenolic compounds and an analog as superoxide anion scavengers and antioxidants // Biochem. Pharmacol. 1991. Vol. 42. P. 1177-1179.

230. СПИСОК ОСНОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ И ОБОЗНАЧЕНИЙ

231. АФК активные формы кислорода;мкЛт моноклоиальные антитела;

232. ПОЛ перекисное окисление липидов;1. ОПТ гидроксильный ион;

233. ОН' гидроксильный радикал;1. Н2О2- перекись водорода;e;q гидратированный электрон;

234. О2' супероксид-анион радикал; !Oj - синглетный кислород;

235. ABTS 2,2'-Azino-bis(3-ethylbenz-thiazoline-6-sulfonic acid);

236. G радиационно-химический выход;

237. ИФА иммуноферментный анализ;1. Guo гуанозин;1.o — инозин;

238. ККК— кумарин-3-карбоновая кислота;

239. ОН-ККК 7-гидроксикумарин-З-карбоновая кислота;

240. ХЭ полихроматофильные эритроциты;

241. ПХЭ нормахроматофильные эритроциты;1. МЯ микроядра;

242. ФУД- фактор уменьшения дозы.

243. ЭПР электронный парамагнитный резонанс

244. DOPA дигидроксифенилаланин

245. ФБ фосфатный буферный раствор1. XJI хемилюминесценция

246. Названия аминокислот представлены в виде международного трехбуквенного латинского кода