Молекулярный анализ генома Lemnaceae тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Мартиросян, Елена Володяи

• Мартиросян, Елена Володяи
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Мартиросян, Елена Володяи

ВВЕДЕНИЕ.6.

Глава 1. Обзор литературы.8.

1.1. Ьетпасеае: морфологическая, таксономическая и генетическая характеристика.8.

1.1.1. Ботаническая и таксономическая характеристика

Ьетпасеае.8.

1.1.2. Современная систематика и классификация семейства Ьетпасеае.8.

1.1.3. Морфо-физиологическое описание представителей семейства Ьетпасеае.9.

1.1.3.1. Род ¿едала.10.

1.1.3.2. Род 8рпойе1а.13.

1.1.3.3. ~Род Ьапс1оиш.14.

1.1.3.4. Род ШоЦреНа.14.

1.1.3.5. Род .14.

1.1.4. Пути распространения Ьетпасеае.15.

1.2. Использование Ьетпасеае.15.

1.3. История филогении, систематики и таксономии Ьетпасеае.16.

1.3.1. Таксономические и филогенетические отношения Ьетпасеае.19.

1.3.2. Филогенетическое родство Ьетпасеае и Агасеае Существующие представления о возможном общем происхождении Ьетпасеае иродаР1$Иа семейства Агасеае.24.

1.4. Геном растений и методы его исследования.28.

1.4.1. Уникальные последовательности генома растений.28.

1.4.2. Характеристика основных семейств генов растительного генома.29.

1.4.2.1. Семейство генов устойчивости растений.29.

1.4.2.2. Семейство МАББ-Ьох генов.31.

1.4.2.3.Семейство генов МУВ транскрипционных факторов растений.31.

1.4.3. Молекулярные методы анализа растительного генома.32.

1.4.3.1. Метод АРЬР-анализа.32.

1.4.3.2. Метод КАРБ-анализа.33.

1.4.3.3. Метод БИР-анализа.33.

1.5. Исследование полиморфизма хлоропластного генома для определения таксономии и филогении растений.34.

1.6. Исследование полиморфизма митохондриального генома для определения таксономии и филогении растений.38.

Глава 2. Материалы и методы.41.

Глава 3. Результаты и обсуяедение.47.

3.1. Молекулярный анализ ядерного генома Ьетпасеае.47.

3.1.1. Анализ генома Ьетпасеае КАРО методом.48.

3.1.2. Анализ генома Ьетпасеае АБЬР методом.52.

3.1.2.1. Подбор АРЬР-комбинаций праймер/фермент, выявляющий внутри- и межвидовой полиморфизм у представителей Ьетпасеае.52.

3.1.2.2. АБЬР маркирование представителей Ьетпасеае.53.

3.1.3. Комплексный анализ генетического разнообразия представителей Ьетпасеае с использованием АБЪР- и ЫАРО- систем молекулярного маркирования.55.

3.1.4. Молекулярный анализ основных адаптивно-значимых семейств генов у представителей семейства Ьетпасеае.58.

3.1.4.1. Молекулярный анализ семейства генов резистентности у представителей Ьетпасеае.58.

3.1.4.1.1. Подбор >Ш8-комбинаций праймер/фермент, выявляющий внутри- и межвидовой полиморфизм у представителей Ьетпасеае.58.

3.1.4.1.2. ЫВБ маркирование представителей Ьетпасеае.59.

3.1.4.2. Молекулярный анализ семейства МАОЗ-Ьох генов и их аналогов у представителей Ьетпасеае.63.

3.1.4.3. Молекулярный анализ семейства генов МУВ факторов транскрипции у представителей Ьетпасеае.67.

3.1.5. Сравнительный анализ полиморфизма адаптивно-значимых семейств генов и селективно-нейтральной части ядерного генома Lemnaceae.70.

3.1.6. Анализ полиморфизма гена рибосомального оперона J8Sу представителей Lemnaceae.72.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярный анализ генома Lemnaceae»

Семейство Lemnaceae (рясковые) объединяет самые мелкие цветковые растения. Его представители отличаются значительной редукцией вегетативных и генеративных органов. Растения этого семейства формируют один листоподобный орган (от 0.3 мм до 12 мм), называемый фрондом. Небольшие размеры фронда, отсутствие четко дифференцированных вегетативных и генеративных органов ограничивает число ясно различимых таксономических дескрипторов.

Многие виды Lemnaceae космополитичны, ареал распространения их довольно широк, что создает дополнительные трудности в определении межвидовых и даже межродовых границ. К тому же, рясковые обладают нестабильным кариотипом, представители одного и того же вида могут иметь разный хромосомный набор (Landolt, 1986), исключая возможность определения видовых границ по кариотипу. В связи с вышесказанным, семейство Lemnaceae относят к одному из самых сложных в систематике цветковых растений (Stockey et al., 1997).

До сих пор до конца не определен таксономический статус самих Lemnaceae. Так, многими систематиками (Daubs.,1965, Stockey et al., 1997; Davis,1995, Duvall et al., 1994, French et al., 1995., Rothwell et al., 2004) Lemnaceae рассматривается как обособленный таксон внутри родственного семейства Агасеае (при этом сохраняя за Lemnaceae его таксономическое название с суффиксом, характерным для обозначения семейств растений) Согласно другим классификациям (Kimura.,1956, Cronquist., 1968, 1988, Hutchinson., 1973, Thorn., 1992) Lemnaceae присваивается статус семейства.

Помимо затруднений, возникающих при определении статуса Lemnaceae, существует ряд проблем по установлению филогенетических отношений внутри семейства, а также таксономических границ видов и родов, что было подтверждено недавним выделением из состава рода Spirodela вида S. punctata в отдельный род Landoltia (Les and Crawford., 1999). Кроме того, значительная редукция вегетативных и генеративных органов, возможная гибридная природа некоторых видов затрудняет определение видовых границ и видового состава Lemnaceae.

Данные трудности связаны с тем, что долгое время таксономии и филогении Lemnaceae не уделялось должного внимания, а представители рясковых использовались, в основном, в качестве внешних групп в таксономических и филогенетических исследованиях родственных семейств, таких как Агасеае. До настоящего времени не был оценен внутривидовой и межвидовой полиморфизм представителей Lemnaceae. Как было сказано выше, из-за отсутствия четко различимых дескрипторов оценка потенциального генетического разнообразия и реконструкция филогенетических отношений внутри семейства на основе только лишь морфологии невозможна, что делает особенно актуальными молекулярные исследования, в том числе изучение нуклеотидного полиморфизма последовательностей ядерного и цитоплазматических геномов. Однако подобные исследования полиморфизма генома Lemnaceae практически не проводились. Две работы (Les et al., 2002, Rotwell et al., 2004), основанные на оценке вариабельности нескольких участков хлоропластного генома (последовательности генов maiK и rbcL, интроны генов trnK и грПб и спейсер trnL-trnF), дали неоднозначные результаты, которые, как отмечали сами авторы, нуждаются в дальнейших исследованиях.

С учетом такой малой изученности семейства Lemnaceae, целью данной работы явился комплексный молекулярный анализ, охватывающий различные участки как ядерного, так и хлоропластного и митохондриального геномов Lemnaceae. Данное исследование было сфокусировано в основном на видах, произрастающих на территории Российской Федерации.

Для достижения поставленных целей сформулированы следующие задачи: 1. Провести молекулярный RAPD и AFLP анализ вариабельности селективно-нейтральных областей ядерного генома, а также последовательностей адаптивно-значимых семейств генов (семейство NBS-генов устойчивости, семейство MADS-box-гомеозисных генов, семейство MYB-транскрипционных факторов) представителей 8 видов 4 родов семейства Lemnaceae, собранных на территории Российской Федерации.

Определить уровни межродового, межвидового и внутривидового полиморфизма последовательностей ядерного генома.

2. На основе RAPD, AFLP и DDP маркирования провести комплексный анализ внутривидового полиморфизма ядерного генома L.minor, L.trisulca и S.polyrhiza для выявления возможной корреляции между степенью вариабельности нуклеотидных последовательностей и географической удаленностью образцов, а также природно-экологическими условиями.

3. Провести анализ полиморфизма хлоропластного генома 24 образцов 4 родов 9 видов Lemnaceae. Охарактеризовать последовательности трех межгенных участков (trnL-tniF, trnT-tmL, tmT-trnY) и интрона гена rpS16.

4. Провести анализ вариабельности интрона b/с гена nadl митохондриального генома Lemnaceae. Охарактеризовать основные домены и мотивы интрона b/с гена nadl рясковых, характерные для интронов группы II и определяющие вторичную структуру.

5. На основе комплексного молекулярного анализа ядерного, хлоропластного и митохондриальных геномов провести оценку филогенетических отношений анализируемых видов и родов Lemnaceae.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Мартиросян, Елена Володяи

ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ

1. Проведен молекулярный анализ вариабельности ядерного генома в целом (RAPD, AFLP), а также последовательностей трех адаптивно-значимых семейств генов для 84 представителей 8 видов 4 родов семейства Lemnaceae, отобранных в 104 точках на территории Российской Федерации. Определены уровни межродового, межвидового и внутривидового полиморфизма.

2. Комплексный анализ ядерного генома образцов видов L.minor, L.trisulca и S.polyrhiza методами RAPD, AFLP и DDP не выявил корреляции между степенью вариабельности нуклеотидных последовательностей и географической удаленностью образцов, а также природно-экологическими условиями.

3. В результате анализа вариабельности хлоропластного генома 24 образцов 4 родов 9 видов Lemnaceae охарактеризованы последовательности трех межгенных участков (trnL-irnF, tinT-tmL, trnT-trnY) и интрона гена rpS16. Выявлены видо- и родоспецифичные индели и замены, которые можно использовать для дальнейших таксономических и филогенетических исследований Lemnaceae.

4. Проведен анализ вариабельности митохопдриального генома Lemnaceae на примере последовательности интрона Ь/с гена nadl. Установлено, что длина этого интрона варьирует от 1180 п.н. у S. polyrhiza до 3295 п.н. у L. gibba. В последовательности интрона Ь/с гена nadl идентифицированы видоспецифичные инсерции и делеции, предложена схема возможной эволюции этого интрона у Lemnaceae. Охарактеризованы основные домены и мотивы интрона Ь/с гена nadl мтДНК Lemnaceae, характерные для интронов группы II и определяющие вторичную структуру.

6. На основе комплексного молекулярного анализа ядерного, хлоропластного и митохондриальных геномов установлены филогенетические отношения анализируемых видов и родов Lemnaceae, которые в целом соответствуют филогении, определенной по морфо-физиологическим и биохимическим данным.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Впервые проведено комплексное молекулярное маркирование ядерного, хлоропластного и митохондриального геномов семейства Ьешпасеае. С использованием методов молекулярного мультилокусного анализа, маркирующего как уникальные, так и повторяющиеся участки генома (АРЬР, КАРБ) были определены уровни внутривидовой, межвидовой и межродовой вариабельности последовательностей ядерного генома у представителей Ьешпасеае. АРЬР и ЯАРО маркирование 84 представителей 9 видов Ьетпасеае позволило идентифицировать 546 полиморфных ДНК-фрагментов. На основании данных о вариабельности последовательностей ядерного генома была определена степень сходства геномов, установлены филогенетические связи между исследовавшимися видами и построены дендрограммы. В целом все полученные дендрограммы были конгруэнтны. Анализируемые виды рясковых, в том числе и близкородственные, образовывали отдельные компактные группы, подтверждая свой видовой статус. Исключение составили представители вида ЬЛипот/ега, которые группировались вместе с образцами Ь.]аротса. Формирование такой смешанной группы подтверждает данные морфологического анализа о возможном гибридном происхождении вида Ь.]аротса. Было показано наиболее отдаленное положение вида Ь.аедитосйаПй от остальных видов Ьетпа, значения генетических расстояний между которыми были сравнимы с межродовыми значениями Ьапс1о1Иа — &р1Гос1е1а, &р\го(1е1а - Ьетпа, Ьетпа -Ьапс!оШа. Представители родов Ьапс1оШа и 5рп-пс1е1а обнаружили большее генетическое родство по сравнению с Ьетпа и \Volffia. На основе АРЬР и ИАРО маркеров была проведена молекулярно-экологическая характеристика семейства Ьепшасеае с целью анализа влияния неблагоприятных внешних факторов на уровень внутривидового и межпопуляционного полиморфизма видов Ь.ттог, ЬЛг\$и1са и 8.ро1угЫха. Результаты комплексного анализа ядерного генома не выявили четкой корреляции между изменениями величины геномного полиморфизма и географической удаленностью образцов, а также природно-экологических условий.

Также впервые была определена вариабельность последовательностей адаптивно-значимых семейств генов Ьешпасеае (семейство генов резистентности N88, семейство гомеозисных МАОБ-Ьох генов, гены транскрипционного комплекса МУВ) методом БОР-профайлинга и проведен сравнительный анализ полученных результатов с данными маркирования эволюционно-нейтральных областей генома. Кроме того, было показано, что ВОР-профайлинг по всем исследуемым генным семействам позволил определить полиморфизм последовательностей генома Lemnaceae на разных таксономических уровнях, включая внутривидовой

Анализ вариабельности последовательности фрагмента гена 18S рРНК показал, что данная область ядерного генома может использоваться для выявления филогенетических отношений у Lemnaceae на межродовом уровне, однако не выявляет межвидовой и внутривидовой полиморфизм.

Для исследования последовательностей цитоплазм атических геномов было отобрано 24 образца 9 видов рясковых. Были охарактеризованы последовательности спейсерных участков (tmL-trnFtmT-trnL, trnT-trnY) и интрона (интрон гена rpSló) хлоропластного генома Lemnaceae и Агасеае. В среднем для каждого образца было проанализировано 3394 п.н. Анализ четырех некодирующих областей хлоропластного генома у представителей Lemnaceae выявил высокий уровень полиморфизма этих участков. Была показана большая вариабельность по длине исследуемых областей хпДНК, а также для каждого вида Lemnaceae были выявлены специфические изменения последовательностей анализируемых участков хлоропластного генома, которые можно считать видо- и родоспецифичными и использовать для дальнейших таксономических и филогенетических исследований рясковых и идентификации видов. Для некоторых видов Lemnaceae, помимо межродового и межвидового, был впервые выявлен внутривидовой полиморфизм и определены гаплотипы хпДНК. Данные молекулярного анализа хлоропластного генома показали большее родство Landoltia с Lemna и Wolffia, чем со Spirodela, что с одной стороны полностью подтверждает правомочность выделения L.punctata в отдельный род, с другой выявляет гораздо меньшее сходство пластома Landoltia и Spirodela, чем предполагалось ранее.

Также впервые был проведен анализ вариабельности интрона Ь/с гена nadl митохондриального генома рясковых. Выявлен ряд протяженных видоспецифичных инделей и точковых замен. Были определены уровни межродового, внутриродового и внутривидового полиморфизма Lemnaceae. Установлено, что длина этого интрона варьирует от 1180 п.н. у S. polyrhiza до 3295 п.н. у L. gibba. В последовательности интрона Ь/с гена nadl идентифицированы видоспецифичные инсерции и делеции, предложена схема возможной эволюции этого интрона у Lemnaceae. Были охарактеризованы основные домены и мотивы интрона Ь/с гена nadl мтДНК Lemnaceae, характерные для шггронов группы II и определяющие вторичную структуру. При этом было обнаружено, что накопление мутаций (протяженные индели) не затрагивало функционально значимых доменов и мотивов.

По результатам комплексного молекулярного анализа Lemnaceae, включающего исследование полиморфизма ядерного, хлоропластного и митоховдриального геномов, были определены филогенетические отношения у представителей семейства Lemnaceae.

Проведена сравнительная оценка филогении по ядерному, хлоропластному и митохондриальному геномам. Выявлена парафилетичность подсемейства Lemnoideae, в составе которого род Spirodela занимает базальное положение. Кроме того, была подтверждена правомочность выделения вида Landoltia punctata из состава Spirodela в отдельный род Landoltia

Таким образом, сравнительный молекулярный анализ показал, что филогенетические отношения видов и родов Lemnaceae, выявленные в результате анализа полиморфизма ядерного, хлоропластного и митоховдриального геномов, в значительной степени коррелируют и в целом соответствуют филогении, определенной по морфо-физиологическим и биохимическим данным.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Мартиросян, Елена Володяи, 2009 год

1. Антонов А.С. Геносистематика растений. 2006. М.: ИКЦ «Академкнига». 293 стр.

2. Вавилов Н.И. Ботанико-географические основы селекции. В кн.: Теоретические основы селекции. М., 1935, т. 1, с. 17-74.

3. Даниленко Н.Г. Миры геномов органелл. 2003. Мн.: Технология. 494стр.

4. Иванова И.Е. 1973. Таксономия Lemnaceae. Ботанический журнал. 58: 1413—1423.

5. Кочиева Е.З., Рыжова Н.Н., Храпалова И.А., Пухальский В.А. 2002. Использование метода RAPD анализа в определении генетического полиморфизма и филогенетических связей у представителей рода Lycopersicon (Toum) Mill. Генетика. 38(6): 874-880.

6. Кочиева Е.З. и Рыжова Н.Н. 2009. Анализ вариабельности семейства генов устойчивости у представителей вида перца С. annuum. ДАН. 425(2): 1-3.

7. Рыжова Н.Н. 2004. Молекулярной маркирование генома перцев. Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук.

8. Троицкий А.В. Исследование по молекулярной филогенетике растений: от внутривидового полиморфизма до макросистематики. Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук. М.: МГУ, 1999. 64с.

9. Яцентюк С.П, Вальехо-Роман К.М, Самигуллин Т.Х, Викстрем Н, Троицкий А.В. 2001. Эволюция Lycopodiaceae по результатам секвенирования спейсерных последовательностей генов хлоропластной рРНК. Генетика. 37: 1274-1280.

10. Aagesen L., Sanso А. М. 2003. The phylogeny of the Alstroemeriaceae, based on morphology, rps!6 intron, and rbcL sequence data. Systematic Botany. 28: 47-69.

11. Abe H., Urao Т., Ito Т., Seki M., Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. 2003. Arabidopsis AtMYC2 (bHLH) and AtMYB2 (MYB) function as transcriptional activators inabscisic acid signaling. Plant Cell 15: 63—78.

12. Abdalla AM., Reddy O.U., El-Zik K.M, Pepper A.E. 2001. Genetic diversity and relationships of diploid and tetraploid cottons revealed using AFLP. TheorAppl Genet. 102: 222229.

13. Ahlert D., Piepenburg K., Kudla J., Bock R. 2006. Evolutionary origin of a plant mitochondrial group II nitron from a reverse transcriptase/maturase-encoding ancestor. J. Plant Res. 119:363-371.

14. Alston R. E. 1966. Chemotaxonomy or biochemical systematics. Pp.33-56 in Comparative phytochemistry, ed. T. Swain. New York: Academic Press.

15. AJtintas S., Toklu F., Kalkas S., Kilian B., BrandoHni A., Ozkan H. 2008. Estimating genetic diversity in durum and bread wheat cultivars from Turkey using AFLP and SAMPL markers. Plant Breeding. 127: 9-14.

16. Alvares I., Wendel J. F. 2003. Ribosomal ITS sequences and plant phylogenetic inference. Molecular Phylogenetics and Evolution. 29: 417— 434.

17. Andersson C.L., Chase M. W. 2001. Phylogeny and classification of Marantaceae. Botanical Journal of the Linnean Society 135: 275-287.

18. Andersson C.L., Rova J.H.E. 1999. The rpS16 intron and the phylogeny of the Rubioideae (Rubiaceae). Plant Syst. Evol. 214: 161-186.

19. Applequist W. L., Wallace R. S. 2000. Phylogeny of the Madagascan endemic family Didiereaceae. Plant Systematics and Evolution. 221: 157-166.

20. Arabidopsis Genome Initiative. Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana. 2000. Nature. 408: 796-815.

21. Arcade A., Anselin F., Rampant P.F., Lesage M.C., Paques L.E. and Prat D. 2000. Application of AFLP, RAPD and ISSR markers to genetic mapping of European and Japanese larch. Theor Appl Genet. 100 (2): 299-307.

22. Bakker F.T., Culham A., Pankhurst C. E., Gibby M. 2000. Mitocondrial and chloroplast DNA-based phylogeny of Pelargonium (Geraniaceae). American Journal of Botany. 87(4):727 — 734.

23. Baker W.J., Hedderson T. A., Dransfield J. 2000. Molecular phylogenetics of subfamily Calamoideae (Pahnae) based onnrDNA ITS and cpDNA rpS16 intron sequence data. Molecular Phylogenetics and Evolution. 14: 195—217.

24. Baldwin B. G. 1992. Phylogenetic utility of the internal transcribed spacers of nuclear ribosomal DNA in plants: an example from the Compositae. Molecular Phylogenetics and Evolution 1: 3—16.

25. Baldwin B. G., Sanderson M. J., Porter J. M., Wojciechwski M. F., Campbell C. S., Donoghue M. J. 1995. The ITS region of nuclear ribosomal DNA: a valuable source of evidence on angiosperm phylogeny. Annals of the Missouri Botanical Garden 82: 247—277.

26. Behera T., Gaikward A., Singh A., Staub J. 2007. Relative efficiency of DNA markers (RAPD, ISSR and AFLP) in detecting genetic diversity of bitter gourd (Momordica charantia L.). Journal of the Science of Food and Agriculture. 88 (4): 733 — 737.

27. Belaj A., Satovic Z., Ismaili H., Panajoti D., I. Trujillo. 2003. RAPD genetic diversity of Albanian olive germplasm and its relationships with other Mediterranean countries. Euphytica. 130:387-395.

28. Bellstedt D. U., Linder H. P., Harley E. H. 2001. Phylogenetic relationships in Disa based on noncoding trnL-trnF chloroplast sequences:evidence of numerous repeat regions. American Journal of Botany. 88: 2088-2100.

29. Bennetzen J.L. 2000.Transposable elements contributions to plant gene and genome evolution. Plant Mol. Biol. 42: 351 -369.

30. Besse P., Silva D., Bory S., Grisoni M„ Le Bellec F. and Duval M-F. 2004. RAPD genetic diversity in cultivated vanilla: Vanilla planifolia, and relationships with V. tahitensis and V. pompona. Plant Science. 167: 2379-385.

31. Binelli G., Bucci G. 1994. A genetic linkage map of Picea abies Karst., based on RAPD markers, as a tool in population genetics. Theor. Appl. Genet. 88: 283-288.

32. Borsch T., Hilu K. W., Quandt D., Wilde V., Neinhuis C., Bartholott W. 2003. Noncoding plastid trnT-trnF sequences reveal a well resolved phylogeny of basal angiosperms. Journal of Evolutionary Biology. 16: 558—576.

33. Bottini M.C.J., De Bustos A., Jouve N., and Poggio L. 2002. AFLP characterization of natural populations of Berberis (Berberidaceae) in Patagonia, Argentina. Plant Syst. Evol. 231: 133-142.

34. Boudvillain M., Pyle A.M. 1998. Defining functional groups, core structural features and inter-domain tertiary contacts essential for group II intron self-splicing: a NAIM analysis. EMBO J. 17:7091-7104.

35. Brown R.N., Myers J.R. 2002. A genetic map of squash (Cucurbita ssp.) with randomly amplified polymorphic DNA markers and morphological markers. Am Soc Hortic Sei. 127:568— 575.

36. Budyakova A.A, Ignatov M.S, Yatsentyuk S.P, Troitsky A.V. 2003. Systematic position of Habrodon (Habrodontaceae, Musci) as inferred from nuclear ITS 1 and ITS2 and chloroplast trnL intron and trnL-trriF spacer sequence data. Arctoa. 12: 137-150.

37. Castellarin S.D., Pfeiffer A., Sivilotti P., Degan M., Peterlunger E., Di Gaspero G. 2007. Transcriptional regulation of anthocyanin biosynthesis in ripening fruits of grapevine under seasonal water deficit. Plant, Cell and Environment. 30: 1381—1399.

38. Cedroni M.L., Cronn R.C., Adams K.L., Wilkins T.A, Wendel J.F. 2003. Evolution and expression ofMYB genes in diploid and polyploid cotton. Plant and Molecular Biology.51:313—325.

39. Chase M. W., Soltis D. E.,. Olmstead R. G et al. (35 coauthors). 1993. Phylogenetics of seed plants: an analysis of nucleotide sequences from the plastid gene rbcL. Ann. Mo. Bot. Gard. 80:528-580.

40. Chen J., Pachanoor D., Richard H., David N., Chih-Cheng C. 1995. Interspecific relationships of Alocasia revealed by AFLP analysis. Nucleic Acids Research. 23, N21:4407-4414.

41. Chen J., Henny R.J, Devanand P.S., Chao C.T. 2006. AFLP analysis of nephthytis (Syngonium podophyllum.Schott) selected from somaclonal variants. Plant Cell Rep. 24: 743749.

42. Chen J., D. Chen, W. R. Gituru, Q. Wang, Y-H Guo. 2004. Evolution of apocarpy in Alismatidae using phylogenetic evidence from chloroplast rbcL gene sequence data. Bot. Bull. Acad. Sin. 45: 33-40.

43. Clio Y. and Palmer J. D. 1999. Multiple acquisitions via horizontal transfer of a Group I intron in the mitochondrial coxl gene during evolution of the Araceae Family. Mol. Biol. Evol. 16(9):1155-1165.

44. Clegg M. T„ Gaut B. S., Learn G. H., Morton B. R. 1994. Rates and patterns of chloroplast DNA evolution. PNAS. 91: 6795-6801.

45. Cominelli E, Galbiati M, Vavasseur A, Conti L, Sala T, Vuylsteke M, Leonliardt N, Dellaporta S.L, Tonelli C. 2005. A guard-cell-specific MYB transcription factor regulates stomatal movements and plant drought tolerance. Curr Biol. 12;15(13):1196-2000.

46. Cooley M.B., Pathirana S., Wu H.J., Kach-roo P., Klessig D.F. 2000. Members of the Arabidopsis HRT/RPP8 family of resistance genes confer resistance to both viral and oomycete pathogens. Plant Cell. 12: 663-676.

47. Crawford D. J. and. Landolt E. 1993. Allozyme studies in Spirodela (Lemnaceae): variation among conspecific clones and divergence among the species. Systematic Botany. 18(3): 389-394.

48. Crawford D. J. and Landolt E. 1995. Allozyme divergence among species of Wolffia (Lemnaceae). Plant Systematics and Evolution. 197: 59—70.

49. Crawford D. J., Landolt E, D. H. Les, and E. Tepe. 1995. Allozyme divergence among species of Wolffiella (Lemnaceae). American Journal of Botany. 82: 122.

50. Crawford D. J., Landolt E and D. H. Les. 1996. An allozyme study of two sibling species of Lemna (Lemnaceae) with comments on their morphology, ecology, and distribution. Bulletin of the Torrey Botanical Club. 123: 1—6.

51. Crawford D. J., Landolt E, D. H. Les and E. Tepe. 1997. Allozyme variation and the taxonomy of Wolffiella (Lemnaceae). Aquatic Botany. 58: 43-54.

52. Crawford, D.J., Landolt, E., Les, D.H., Kimball, R.T. 2001. Allozyme studies in Lemnaceae: variation and relationships in Lemna sections Alatae and Biformes. Taxon. 50: 987— 999.

53. Cronn R. C., Small R. L., Haselkom T., Wendel J. F. 2002. Rapid diversification of the cotton genus (Gossypiwn: Malvaceae) revealed by analysis of sixteen nuclear and chloroplast genes. American Journal of Botany. 89: 707-725.

54. Cronquist, A. 1968. The evolution and classification of flowering plants. Boston: Houghton Mifflin.

55. Cronquist, A. 1988. The evolution and classification of flowering plants, 2nd edition. Bronx: New York Botanic Gardens.

56. Dahlgren, R. M. T., H. T. Clifford, and P. F. Yeo. 1985. The families of monocotyledons: structure, evolution, and taxonomy. Berlin: Springer-Verlag.

57. Daubs E. H. 1965. A monograph of Lemnaceae. Illinois Biological Monographs 34. Urbana: The University of Illinois Press.

58. Davis J.I. 1995. A phylogenetic structure for the monocotyledons, as inferred from chloroplast DNA restriction site variation, and a comparison of measures of clade support Syst. Bot. 20: 503-527.

59. Demesure B, Sodzi N, Petit R.J. 1995. A set of universal primers for amplication of polymorphic non-coding regions of mitochondrial and chloroplast DNA in plants. Mol Ecol. 4: 129-131.

60. Downie S. R., Katz- Downie S. 1999. Phylogenetic analysis of chloroplast rps!6 intron sequences reveals relationships within the woody soudiera African Apiaceae subfamily Apioideae. Canadian Journal of Botany. 77: 1120-1135.

61. Doyle J. J., Doyle J. L., Palmer J. D. 1995. Multiple independent losses of two genes and one intron from legume chloroplast genomes. Systematic Botany. 20: 272—294.

62. Duvall, M.R., Chase, M.W., Clark, W.D., Kress, W.J., Hills, H.G., Eguiarte, L.E., Smith, J.F., Gaut, B.S., Zimmer, E.A., Leam Jr. 1993. Phylogenetic hypotheses for the monocotyledons constructed from rbcL sequence data. Ann. MO Bot. Gard. 80: 607-619.

63. Duff R. J., Nickrent D.L. Phylogenetic relationships of land plants using mitochondrial small-subunit rDNA sequenses. Ibid. 1999. 86: 372-386

64. Ebrahimi R., Zamani Z., Kashi A. 2009. Genetic diversity evaluation of wild Persian shallot {Allium hirtifolium Boiss.) using morphological and RAPD markers. Scientia Horticulture. 119(4):345-351.

65. Edwards K. J., Gadek P. A. 2001. Evolution and biogeography of Alectryon (Sapindaceae). Molecular Phylogenetics and Evolution. 20: 14—26.

66. Edwards S.K., Johonstone C., Thompson.C.A. 1991. Simpl and rapid method for die preparation ofplant genomic DNA for PCR analysis. Nucleic Acids Res. 19: 1349.

67. Ercisli S., Orhan E., Esitken A., Yildirim N., Agar G. 2008. Relationships among some cornelian cherry genotypes (Comus mas L.) based on RAPD analysis. Genet Resour Crop Evol. 55:613-618.

68. Esselman E. J., Crawford D. J., Brauner S., Stuessy T. F., Anderson G. J. and Silva M. 2000. RAPD marker diversity within and divergence among species of Dendroseris (Asteraceae: Lactuceae). American Journal of Botany. 87:591-596.

69. Estes D., Small R.L. 2008. Pliylogenetic relationships of the monotypic genus AmphiaiUhus (Plantaginaceae tribe Gratioleae) inferred from chloroplast DNA sequences. Systematic Botany. 33:176-182.

70. Feliner G. N., Aguilar J. F., Rossello J. A. 2002. Reticulation or divergence: the origin of a rare serpentine endemic assessed with chloroplast, nuclear, and RAPD markers. Plant Systematics and Evolution. 231: 19-38.

71. Friesen N., Fritsch R. M., Pollner S., Blattner F. R. 2000. Molecular and morphological evidence for an origin of the aberrant genus Milula within the Himalayan species of Allium (Alliaceae). Molecular Phylogenetics and Evolution. 17: 209-218.

72. French J. C„ Chung M. G., and Hur Y. K. 1995. Chloroplast DNA phylogeny of the Ariflorae. Pp. 255-275 in Monocotyledons: systematics and evolution, volume 1, eds. P. J. Rudall, P. J. Cribb, D. F. Cutler, and C. J. Humphries. Kew: Royal Botanic Gardens.

73. Freudenstin, J. V., and M. W. Chase. 2001. Analysis of mitochondrial nadPo-z intron sequences in Orchidaceae: utility and coding of length-change characters. Syst. Bot. 26: 643— 657.

74. Fedorova O., Pyle A.M. 2008. A conserved element that stabilizes the group II intron active site. RNA. 14: 1048-1056.

75. Gustavsson L. 2008. Genetic Diversity in Fruit and Berry Crops Estimated with Molecular Markers. Doctoral diss. Dept. of Plant Breeding and Biotechnology, SLU. Acta Universitatis Agriculturae Sueciae vol. 2008:4.

76. Gallois A., Audran J.C., Burrus M, 1998. Assessment of genetic relationships and population discrimination among Fagus sylvatica L. by RAPD. Theor Appl Genet. 97:211-219.

77. Garkava-Gustavsson. L. and Nybom. H. 2007. Genetic diversity in a collection of apple (Malus domestica Borkh.) cultivars as revealed by RAPD markers. International Journal of Horticultural Science. 13: 1—11.

78. Gautheier M.,.Barabe D, Bruneau A. 2008. Molecular phylogeny of the genus Pliilodendron (Araceae): delimitation and infrageneric classification. Botanical Journal of the Linnean Society. 156: 13-27.

79. Ge S., Li A., Lu B. R., Zhang S. Z., Hong D. Y. 2002. A phylogeny of the rice tribe Oryzeae (Poaceae) based on matK sequence data. American Journal of Botany. 89: 1967—1972.

80. Gielly L., Taberlet P. 1994. The use of chloroplast DNA to resolve plant phylogenies: noncoding versus rbcL sequences. Mo I. Biol. Evol. 11: 769—777.

81. Gimenes M. A., Lopes C. R. and Vails J. F. 2002. Genetic relationships among Arachis species based on AFLP. Genet. Mol. Biol. 25 (3): 349-353.

82. Goff S.A., Ricke D., et al (53 authors). 2002. A draft sequence of the rice genome (Oryza saliva L. ssp.japonica). Science. 296(5565): 92-100.

83. Golan-Goldhirsh A., Barazani O., Wang Z. S., Khadka D. K., Saunders J. A., Kostiukovsky V., and Rowland L. J. 2004.Genetic relationships among Mediterranean Pistacia species evaluated by RAPD and AFLP markers. Plant Syst. Evol. 246: 9-18.

84. Golenberg E. M., Clegg M. T., Durbin M. L., Doebley J., Ma D. P. 1993. Evolution of a non-coding region of the chloroplast genome. Mol. Phylogenet. Evol. 2:52-64.

85. Goulao L., Cabrita L., Oliveira C.M., Leitao J. 2001. Comparing RAPD and AFLP analysis in discrimination and estimation of genetic similarities among apple (Malus domestica Borkh) cultivars. Euphytica. 119: 259-270.

86. Graham S. W., Reeves P. A., Burns A. C., Olmstead R. G. 2000. Microstructural changes in non-coding DNA: interpretation, evolution and utility of indels and inversions in basal angiospermphylogenetic inference. Int. J. Plant Sci. 161:S83-S96.

87. Grattapaglia D., Sederoff R. 1994. Genetic Linkage Maps of Eucalyptus grandis and Eucalyptus urophylla Using a Pseudo-Testcross: Mapping Strategy and RAPD Markers. Genetics.131: 1121-1137.

88. Hansen A., Hansmann S., Samigullin T., Antonov A., Martin W. 1999. Gnetum and the angiosperms: molecular evidence that their shared morphological characters are convergent, rather than homologous. Mol. Biol. Evol. 16:1006-1009.

89. Hartmann S., Nason J. D., Bhattacharya D. 2002. Phylogenetic origins of Lophocereus (Cactaceae) and the senita cactus-senita moth pollination mutualism. American Journal of Botany. 89: 1085-1092.

90. Hartog, C. Den. 1969. Proposal to conserve the generic name 976 Wolffia Horkel ex Schleiden (1844) (Lemnaceae) versus Wolffia Schreber (Flacourtiaceae), and by retypification against Wolffia Horkel ex Schleiden (1839) (Lemnaceae). Taxon. 18: 591-592.

91. Hartog, C. Den. 1975. Thoughts about the taxonomical relationships within the Lemnaceae. Aquatic Botany. 1: 407—416.

92. Hartog, C. Den. and F. van der Plas. 1970. A synopsis of the Lemnaceae. Blumea. 18: 355-368.

93. Hiesel R., Von Haeseler A., Brennicke A. 1994. Plant mitochondrial nucleic acid sequences as a tool for phylogenetic analysis. Proc. Nat. Acad. Sci. 91: 634-638.

94. Hipp A.L. and Weber J.A. 2008. Taxonomy of Hill's oak (Quercus ellipsoidalis E.J. Hill): Evidence from AFLP data. Systematic Botany. 33: 148-158.

95. Hirahaya, M. and Y. Kadono. 1995. Biosystematic study of Lemna minor L. sensu lato (Lemnaceae) in Japan with special reference to allozyme variation Acta Phytotaxonomica et Geobotamca. 46: 117-129.

96. Hendrian., Kondo K. 2007. Molecular phylogeny of Ochrosia sensu lato (Apocynaceae) based on rpsl6 intron and ITS sequnce data: supporting the inclusion of Neisosperma. Chromosome botany. 2: 133-140.

97. Hoot S. B., Culliam A., Crane P. R. 1995. The utility of atpB gene sequences in resolving phylogenetic relationships: comparison with rbcL and 18S ribosomal DNA sequences in the Lardizabalaceae. Annals of the Missouri Botanical Garden. 82: 194—208.

98. Jaccard P. Nouvelles researches sur la distribution florale. 1908. Bull. Soc. Vaud. Sci. Nat. 44:223-270.

99. Jacobson. A, Hedren. M. 2007. Phylogenetic relationships in Alisma (Alismataceae) based on RAPDs, and sequence data from ITS and tmL. Plant Systematics and Evolution. 265 (1-2): 27-44.

100. Jiang C., Gu X., Peterson T. 2004. Identification of conserved gene structures and carboxy-terminal motifs in the Myb gene family of Arabidopsis and Oryza sativa L. ssp. indica. Genome Biology. 5:R46.

101. Jones J.D.G. 2001. Putting knowledge of plant disease resistance genes to work. Curr. Opin. Plant Biol. 4:281-287.

102. Jonson L. A., Soltis D. E. 1994. malK DNA sequence and phylogenetic reconstruction in Saxifragaceae s.s. Systematic Botany 19: 143-156.

103. Jordan W.C., Courtney M.W. and Neigel J.E. 1996. Low levels of intraspecific genetic variation at a rapidly evolving chloroplast DNA locus in North American duckweeds (Lemnaceae). American Journal of Botany. 83 (4): 430-439.

104. Karatas H. and Agaoglu Y. S. 2008. Genetic diversity among Turkish local grape accessions (Wis vinifera L.) using RAPD markers. Hereditas. 145: 58 63.

105. Karp A., Edvards K Molecular techniques in the analysis of the extent and distribution of genetic diversity. Molecular genetic techniques for plant genetic resourse. Report of an IPGRI Workshop, oktober 1995. Rome, Italy. 1997 P. 11-22.

106. Kelchner S.A., Clark L.G. 1997. Molecular evolution and phylogenetic utility of the chloroplast rpl!6 intron in Chusquea and the Bambusoideae (Poaceae). Molecular Phylogenetics and Evolution. 8:385-397.

107. Kelchner S. A. 2000. The evolution of non-coding chloroplast DNA and its application in plant systematics. Ann.MOBot.Gard. 87:499-527.

108. Kelchner S.A. 2002. Group II introns as phylogenetic tools: structure, function and evolutionary constraints. American Journal of Botany. 89: 1651—1669.

109. Kimura, Y. 1956. Systeme et phylogenie des monocotyledones.Notulae Systematicae, Herbier du Museum de Paris. 15: 137-159.

110. Kimura M. 1980. A simple method for estimating evolutionary rates base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences. J. Mol. Evol. 16. 111—120.

111. Kocsis, M., Jaromi, L., Putnoky, P. et al. 2005. Genetic diversity among twelve grape cultivars indigenous to the Carpathian Basin revealed by RAPD markers. Vitis. 44:87-91.

112. Maheshwari S. C. 1956. The endosperm and embryo of Lemna and systematic position of the Lemnaceae. Phytomorphology. 6: 51—55.

113. Malek O., Lattig K., Hiesel R. 1996. RNA editing in bryophytes and molecular phylogeny of land plants. EMBO J. 15(6): 1403-1411.

114. Manen J. F., Natali A., Ehrendorfer F. 1994. Phylogeny of Rubiaceae-Rubieae inferred from the sequence of a cpDNA intergene region. Plant Systematics and Evolution. 190:195-211.

115. Manly B.F.J. The Statistics of Natural Selection. Chapman and Hall. 1985. London. 484 pp.

116. Mantel N. 1967. The detection of disease clustering and a generalized regression approach. Cancer Research. 27: P.209-220.

117. Mantovani P., van der Linden G., Maccaferri M., Sanguineti M., Tuberosa R. 2006. Nucleotide-binding site (NBS) profiling of genetic diversity in durum wheat. Genome. 49:14731480.

118. Marsan P., Castiglioni P., Fusari F., Kuiper M., Motto M. 1998. Genetic diversity and its relationship to hybrid perfomance in maize as revealed by RFLP and AFLP markers. TheorAppl Genet. 96: 219-227.

119. Mast A. R., Givnish T. J. 2002. Historical biogeography and die origin of stomatal distributions in Banksia and Dryandra (Proteaceae) based on their cpDNA phylogeny. American Journal of Botany. 89: 1311-1323.

120. Matsuda Y., Yoshimurala H., Kanamoto H., Ujihara T., Tomizawa K.3 Sugimura Y., Kitajima S. 2005. Sequence variation in the rbcL-accD region in the chloroplast genome of Moraceae. Plant Biotechnology. 22(3): 231-233.

121. Matus J.T., Aquea F.3 Arce-Johnson. 2008. Analysis of the grape MYB R2R3 subfamily reveals expanded wine quality-related clades and conserved geue structure organization across Vitis and Arabidopsis genomes. Plant Biology. 8:83.

122. Mayo S.J., Bogner J., Boyce P.C., 1997. Genera of Araceae. Royal Botanic Gardens,1. Kew.

123. McKinnon G. E., Vaillancourt R. E., Steane D. A., Potts B.M. 2008. An AFLP marker approach to lower-level systematics in Eucalyptus (Myrtaceae). American Journal of Botany. 95(3): 368-380.

124. Mcclure, J. W. and R. E. Alston. 1964. Patterns of selected chemical • components of Spirodela polyrrhiza formed under various conditions of axenic culture. Nature (London). 201: 311-313.

125. Mcclure, J. W. and R. E. Alston. 1966. A chemotaxonomic study of Lemnaceae. American Journal of Botany. 53: 849-860.

126. Miller J.T. and Spooner D.M. 1999. Collapse of species boundaries in the wild potato Solatium brevicaule complex (Solanaceae, S. sect. Petota): molecular data. Plant Systematic and Evolution. 214:103-130.

127. Michel F., Umesono K., Ozeki H. 1989. Comparative and functional anatomy of group II catalytic introns a review. Gene. 82: 5-30.

128. Michel F., Ferat J.L. 1995. Structure and activities of group II introns. Annu. Rev. Biochem. 64: 435-461.

129. Michelmore R.W., Meyers B.C. 1998. Clusters of resistance genes in plants evolve by divergent selection and a birth-and-death process. Genome Res. 8:1113—1130.

130. Monte-Corvo, L., Cabrita L., Oliveira C., and Leita J. 2000. Assessment of genetic relationships among Pyrus species and cultivars using AFLP and RAPD markers. Genet. Res. Crop Evol. 47: 257-265.

131. Muellner A. N., Samuel R., Johnson S. A., Cheek M., Pennington T. D., Chase M. W. 2003. Molecular phylogenetics of Meliaceae (Sapindales) based on nuclear and plastid DNA sequences. American Journal of Botany. 90: 471-480.

132. Nakashimaa K., Yamaguchi-Shinozakia K. 2006. Regulons involved in osmotic stress-responsive and cold stress-responsive gene expression in plants. Physiologia Plantarum. 126: 62-71.

133. Nagano Y., Matsuno R., Sasaki S. 1991. Sequence and transcriptional analysis of the gene cluster tmQ-zfpA-psaI-ORF231-petA in pea chloroplasts. Current Genetics. 20: 431-436.

134. Ng M. and Yanofsky M.F. 2001. Function and evolution of the plant MADS-box gene family. Nat. Re\>. Genet. 2:186-195.

135. Oliveira R. P., Aguilar-Vildoso C. I., Cristofani M., Machado M. A. 2004. Skewed RAPD markers in linkage maps of Citrus. Genetics and Molecular Biology. 27 (3): 437-441.

136. Olsen K. 1999. Minisatellite variation in a single-copy nuclear gene: phylogenetic assessment of repeat length homoplasy and mutational mechanism. Mol. Biol. Zjvo/.I 6:1406— 1409.

137. Ostheimer G., Williams-Carrier R., Belcher S., Osborne E., Gierke J., Barkan A. 2003. Group II intron splicing factors derived by diversification of an ancient RNA binding module. EMBO.J. 22:3919-3929.

138. Oxelman B., Liden M., Berglund D. 1997. Chloroplast rpsl6 intron phylogeny of the tribe Sileneae (Caryophyllaceae). Plant Syst. Evol. 206: 393-410.

139. Pan Q., Liu Y.-S., Budai-Hadrian O., Sela M., Cannel-Goren L. 2000. Comparative genetics of nucleotide binding site-leucine rich repeat resistance gene ho-mologues in the genomes of two dicotyle-dons: tomato and Arabidopsis. Genetics. 155: 309-322.

140. Pellmyr O., Segraves K. A., Althoff D. M., Balcázar-Lara M., Leebens-Mack J. 2007. The phylogeny ofyuccas. Molecular Phylogenetics and Evolution. 43: 493—501.

141. Pesóle G., Ceci L., et al. 1996. Evolution of the nad3-rps!2 gene cluster in angiosperm mitochondria: comparison of edited and unedited sequences. J.Mol.Evol. 42: 447-452.

142. Pleines. T, Blattner F. R. 2008. Phylogeographic implications of an AFLP phylogeny of the American diploid Hordeum species (Poaceae: Triticeae). Taxon. 57(3): 875-881.

143. Popp M., Oxelman B. 2001. Inferring the history of the polyploid Si lene aegaea (Caryophyllaceae) using plastid and homoeologous nuclear DNA sequences. Molecular Systemaiics and Evolution. 20: 474-481.

144. Porter J.M., Jonson L.A. 1998. Phylogenetic relationships of Polemoniaceae: Inferences from mitochondrial nadlB intron sequences. Aliso. 17(2):157-188.

145. Pyle A., Lambowitz A. 2006. Group II introns: Ribozymes that splice RNA and invade. DNA. In The RNA World, R. Gesteland, T. Cech, and J. Atkins, eds (Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press), pp. 469-506.

146. Qin P. Z., Pyle A.M. 1998. The architectural organization and mechanistic function of group II intron structural elements. Curr. Opin. Struct. Biol. 8: 301-308.

147. Qiu Y.L., Cho Y. 1998. The gain of three mitochondrial introns identifies liverworts as the earliest land plants. Nature. 394: 671-674.

148. Renner S.S. 1999. Circumscription and phylogeny of the Laurales: evidence from molecular and morphological data. American Journal of Botany. 86: 1301—1315.

149. Renner S.,Weerasooriya A. 2002. Phylogeny of Pistia and its 16 closest generic relatives among Aroideae. Abstract. Botanical Society of America Annual Meeting, Madison, WI.

150. Rosales-Serna R., Hernández-Delgado S., González-Paz M., Acosta-Gallegos J. A. and Mayek-Pérez N. 2005. Genetic relationships and diversity revealed by AFLP markers in mexican common bean bred cultivars. Crop Sci. 45:1951-1957.

151. Rothwell G.W., van Atta M.R., Ballard H.E., Stockey R.A. 2004. Molecular phylogenetic relationships among Lemnaceae and Araceae using the chloroplast trnL-trnF intergenic spacer. Mol. Phyl. Evol. 30: 378-385.

152. Russell J.R., Fuller J.D., Macauley M„ Hatz B.G., Jahoor A., Powell W., Waugh R.1997. Direct comparison of levels of genetic variation among barley accessions detected by RFLPs, AFLPs, SSRs and RAPDs. TheorAppl Genet. 95(4): 714-722.

153. Ryzhova N.N., Hoekstra R., Kochieva E.Z. Taxonomy of the S. brevicaule complex (Solanum sect. Petota) based on the variability of RGAs. Proceedings of IV Solanaceae Genome Workshop, 2007. P: 109-110.

154. Saitou N., Nei M. 1987. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol. Biol. Evol. 4: 406-425.

155. Sakai M., Kanazawa A., Fujii A., Thseng F. S., Abe J., Shimamoto Y. 2003. Phylogenetic relationships of die chloroplast genomes in the genus Glycine inferred from four intergenic spacer sequences. Plant Systematics and Evolution. 239: 29-54.

156. Sandhu D. and Gill K.S. 2002. Gene-Containing Regions of Wheat and the Other Grass Genomes. Plant Physiology. 128(3): 803-811.

157. Sharma T.R., Jana S. 2002. Random amplified polymorphic DNA (RAPD) variation in Fagopymm tatancum Gaertn. accessions from China and the Himalayan region. Euphytica. 127 (3): 327-333.

158. Shaw J., Small R.L. 2005. Chloroplast DNA phytogeny and phylogeography of the North American plums (Prunus subgenus Primus section Prunocerasus; Rosaceae). American Journal of Botany. 92:2011-2030.

159. Shaw J., Lickey E.B., Schilling E.E., Small R.L. 2007. Comparison of whole chloroplast genome sequences to choose noncoding regions for phylogenetic studies in angiosperms: the tortoise and the hare III. American Journal of Botany. 94(3): 275-288.

160. Schonenberg J., Conti E. 2003. Molecular phylogeny and floral evolution of the Penaeaceae, Oliniaceae, Rhynchocalycaceae, and Alzateaceae (Myrtales). American Journal of Botany. 90: 293-309.

161. Singh A. K., Singh M., Singh A. K., Singh R., Kumar S.and Kalloo G. 2006. Genetic diversity within the genus Solatium (Solanaceae) as revealed by RAPD markers. Current Science. 90: 711-716.

162. Skillicorn, P., W. Spira, and W. Journey, Y. 1993. Duckweed aquaculture: a new aquatic farming system for developing countries. Washington, D.C.: The World Bank.

163. Sneath P.H. and Sokal R.R. 1973. Numerical taxonomy— the principles and practice of numerical classification. (W. H. Freeman: San Francisco.)

164. Soleimani V.D., Baum B.R., Johnson D.A. 2002. AFLP and pedigree-based genetic diversity estimates in modern cultivars of durum wheat. TheorAppl Genet. 104: 350-357.

165. Soltis D.E., Soltis P.S. 2000. Contribution of Plant molecular systematics to studies of molecular evolution. PlantMolec. Biol. 42(1): 45-75.

166. Spooner D.M., McLean K., Ramsay G., Waugh R., Bryan G.J., 2005. A single domestication for potato based on multilocus amplified fragment length polymorphism genotyping. PNAS. 102(41): 14694-14699.

167. Stech M., Quandt D., Frey W. 2003. Molecular circumscription of the hornworts (Anthocerotophyta) based on the chloroplast DNA IrnLtrnF region. Journal of Plant Research. 116: 389-398.

168. Steiger D. L., Nagai C., Moore P. H„ Morden C. W., Osgood R. V., Ming R. 2002. AFLP analysis of genetic diversity within and among Coffea arabica cultivars. Theor Appl Genet. 105:209-215.

169. Steele K. P., Vilgalys R. 1994. Phylogenetic analyses of Polemoniaceae using nucleotide sequences of the plastid gene matK. Systematic Botany. 19: 126—142.

170. Stockey R.A., Homan G.L., Rothwell G.W. 1997. The fossil Limnobiophyllum scutatum: resolving the phylogeny of Lemnaceae. Am. J. Bot. 84: 355—368.

171. Stuart M., Das S., Srivastava P.R. 2008. Analysis of genetic diversity through AFLP, SAMPL, ISSR and RAPD markers in Tribulus terrestris, a medicinal herb. Plant cell reports. 27(3): 519-528.

172. Syed N.H, Sorensen A.P, Antonise R, van de Wiel C, van der Linden C.G, van 't Westende W., Hooftman D.A, den Nijs H.C, Flavell A.J. 2006. A detailed linkage map of lettuce based on SSAP, AFLP and NBS markers. TheorAppl Genet. 112(3):517-27.

173. Taberlet P., Gielly L., Pautou G., Bouvet J. 1991. Universal primers for amplification of diree non-coding regions of chloroplast DNA. Plant Mol. Biol. 17: 1105—1109.

174. Talhinhas P., Neves-Martins J., Leita J. 2003. AFLP, ISSR and RAPD markers reveal high levels of genetic diversity among Lupinus spp. Plant Breeding. 122: 507—510.

175. Tarn S., Boyce P. C., Upson T. M., Barabe D., Bruneau A., Forest F., Parker J. S. 2004. Intergeneric and infrafamilial phylogeny of subfamily Monsteroideae (Araceae) revealed by chloroplast irnL-F sequences. American Journal of Botany. 91(3): 490—498.

176. Tamini M., Becker H., Maass B. 2007. Genetic diversity in yam germplasm from Ethiopia and their relatedness to the main cultivated dioscorea species assessed by AFLP markers. Crop Sci. 47:1744-1753.

177. Tarnura K., Dudley J., Nei M., Kumar S. 2007. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0. Molecular Biology and Evolution. 24: 15961599.

178. Theissen G., Becker A., Di Rosa A., Kanno A., Kim J.T., Munster T., Winter K.-U. & SaedlerH. 2000. A short histoty ofMADS-boxgenes in plants. Plant. Mol. BioL 42:145-149.

179. Thome R. T. 1992. Classification and geography of the flowering plants. Botanical Review. 58: 225-348.

180. Tikhonov A.P., Sanmiguel P.J., Nakajinia Y., Gorenstein N.M., Bennetzen J.L., Avramova Z. 1999. Colinearity and its exceptions in orthologous adh regions of maize and sorghum. Genetics. 96: 7409-7414.

181. Timme R., Kuehl E. J., Boore J. L., Jansen R. K. 2007. A comparative analysis of the Lactuca and Helianthus (Asteraceae) plastid genomes: identification of divergent regions and categorization of shared repeats. American Journal of Botany. 94: 302-31.

182. Toor N., Hausner G., Zimmerly S. 2001. Coevolution of group II intron RNA structures with their iutron-encoded reverse transcriptases. RNA. 7: 1142—1152.

183. Tuskan G.A. et al. (109 authors). 2006. The Genome of Black Cottonwood, Populus trichocarpa (Torr.&Gray). Science. 15313 (5793): 1596-1604.

184. Valiejo-Roman C.M, Terentieva E.I, Samigullin T.H, Pimenov M.G. 2002. Relationships among genera in Saniculoideae and selected Apioideae (Umbelliferae) inferred from nrlTS sequences. Taxon. 51: 91-101.

185. Van der Linden C.G, Kochieva E.Z., Wouters D.E., Smulders M.J. M, Vosman B. 2004. Efficient targeting of plant disease resistance loci using NBS npo^aHjraiir. Theor. Appl. Genet. 109: 384-393.

186. Van der Linden C.G, Vosman B, Smulders M.J. 2002. Cloning and characterization of four apple MADS box genes isolated from vegetative tissue. Journal of experimental botany. 53(371):1025-36.

187. Vasseur L., Aarssen L.W., Bennet T. 1993. Allozymic variation in local apomictic populations of Lemna minor (Lemnaceae). American Journal of Botany. 80(8): 974-979.

188. Vinnersten A., Reeves G. 2003. Phylogenetic relationships within Colchicaceae. American Journal of Botany. 90: 1455—1462.

189. Vos P.,,Hogers R., Bleeker M.,. Reijans M, van de Lee, Homes M., Filters A., Pot J., Paleman J., Kuiper M. and.Zabeau M. 1995. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. Nucleic Acids Research. 23 (21): 4407- 4414.

190. Wanntorp L., Wanntorp H. E., Oxehnan B., Kallerjo M. 2001. Phylogeny of Gunnera. Plant Systematics and Evolution. 226: 85-107.

191. Warwick S.I., James T., Falk K.C. 2008. AFLP-based molecular characterization of Brassica rapa and diversity in Canadian spring turnip rape cultivars. Plant Genetic Resouces. 6 (01): 11-21.

192. Watkins K., Kroeger T„ Cooke A.,* Williams-Carrier R„ Friso G., Belcher S., Wijk K., Barkan A. 2007. A ribonuclease III domain protein functions in group II intron splicing in maize chloroplasts. Plant Cell. 19: 2606-2623.

193. Wolf P.G. 1997. Evaluation of atpB nucleotide sequences for phylogenetic studies of ferns and other pteridophytes. American Journal of Botany 84: 429-1440.

194. Wolfe K. H., Morden C. W., Palmer J. D. 1992. Function and evolution of a minimal plastid genome from a non-photosynthetic parasitic plant. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 89: 10648-10652.

195. Won H. and Renner S. S. 2003. Horizontal gene transfer from flowering plants to Gnetum. PNAS. 100 (19): 10824-10829.

196. Wong C., Kiew R.,.Argent G, Set O., Lee S.K., Gan Y.Y. 2002. Assessment of the validity of the section in Musa (Musaceae) using AFLP. Annals of Botany. 90: 231-238.

197. Yamane K., Yasui Y., Ohnishi O. 2003. Intraspecific cpDNA variations of diploid and tetraploid perennial buckwheat, Fagopyrum cymosum (Polygonaceae). American Journal of Botany. 90: 339-346.

198. Yang TJ, Jang S.W., Kim W.B. 2007.Genetic relationships of Lactuca spp. revealed by RAPD, Inter-SSR, AFLP, and PCR-RFLP analyses. J. Crop Sci. Biotech. 10: 29-34.

199. Young N. 2000. The genetic architecture of resistance. Curr. Opin. Plant Biol. 3 :285-290.

200. Yee E., Kidwell K., Sills G., Lumpkin T. 1999. Diversity among selected Vigna angularis (Azuki) accessions on die basis of RAPD and AFLP markers. Crop Sci. 39: 268-275.

201. Yu J, Hu S, et al. (99 authors). 2002. A draft sequence of the rice genome (Oryza sativa L. ssp. indica). Science. 296(5565): 79-92.

202. Yu K, Jang S.W. 2003. Intraspecific relationships of Lactuca sativa var. capitata cultivars based on RAPD analysis. Kor. J. Hort. Sci. Technol. 21: 273-278.

203. Zhang J., Yuan Y., Niu C., Hinchliffe D. J., Lu Y., Yu S., Percy R. G„ Ulloa M„ and Cantrell R.G. 2007. AFLP-RGA markers in comparison with RGA and AFLP in cultivated tetraploid cotton. Crop Sci. 47: 180-187.

204. Zhang H. Y., Liu X. Z., He C. S., Yang Y. M. 2008. Genetic Diversity among Flue-cured Tobacco Cultivars Based on RAPD and AFLP Markers. Braz. arch. biol. technol. 51(6): 10971101.