Использование молекулярных маркеров для установления филогенетических взаимоотношений видов в родах Triticum L. и Iris L. тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Головнина, Ксения Александровна

• Головнина, Ксения Александровна
• кандидат биологических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Головнина, Ксения Александровна

СОДЕРЖАНИЕ.

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. ИСТОРИЯ, РАЗВИТИЕ И ХАРАКТЕРИСТИКА МОЛЕКУЛЯРНЫХ МАРКЕРОВ.

1.1.2. Появление ДНК маркеров.

1.1.2.1 RFLP (restriction fragment length polymorphism) - полиморфизм длины рестрикционных фрагментов.

1.1.2.2. Минисателлиты (minisatellites).

1.1.3. Молекулярные маркеры, основанные на методе ПЦР.

1.1.3.1. Микросателлиты (microsatellites).

1.1.3.2. RAPD и производные методы.

1.1.4. Полиморфизм последовательностей ДНК.

1.1.4.1. Полиморфизм единичных нуклеотидов - SNP (single nucleotide polymorphism).

1.1.4.2. Секвенирование ДНК.

1.1.4.3. Маркеры на основе последовательностей транскриптонов (EST).

1.2. ПРАКТИЧЕСКОЕ ЗНАЧЕНИЕ МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИХ МАРКЕРОВ.

1.2.1 Геномный анализ и селекция растений.

1.2.2. Поиск «генов-кандидатов» с использованием генетической карты.

1.2.3. Геномика и eQTL (ExpressQTL).

1.2.4. Изучение генетических перестроек, произошедших в процессе эволюции.

1.2.5. Филогенетические исследования.

1.3. ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ, ОСНОВАННЫЙ НА АНАЛИЗЕ НУКЛЕОТИДНЫХ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТЕЙ ДНК.

1.3.1. Методы дифференциального гель-электрофореза.

1.3.2. Свойства молекулярно-генетического маркера.

1.3.3. Последовательности хлоропластной ДНК в качестве молекулярно-генетических маркеров.

1.3.3.1. Хлоропластный геном.

1.3.3.2. Скорость эволюции хлоропластной ДНК.

1.3.3.3. Использование хлоропластной ДНК в филогении растений.

1.3.4. Молекулярно-генетические маркеры, основанные на ядерных последовательностях.

1.5. ФИЛОГЕНИЯ ВИДОВ РОДА IRIS L.

1.6. ФИЛОГЕНИЯ ВИДОВ РОДА TRITICUM L.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ.

2.1. РАСТИТЕЛЬНЫЙ МАТЕРИАЛ.

2.2. ВЫДЕЛЕНИЕ И ОЧИСТКА СУММАРНОЙ ДНК ИЗ РАСТЕНИЙ.

2.3. RAPD АНАЛИЗ.

2.4. АМПЛИФИКАЦИЯ ОПРЕДЕЛЕННЫХ ФРАГМЕНТОВ ДНК МЕТОДОМ ПОЛИМЕРАЗНОЙ ЦЕПНОЙ РЕАКЦИИ (ПЦР).

2.5. ЭЛЕКТРОФОРЕЗ ПРОДУКТОВ ПЦР В АГАРОЗНОМ ГЕЛЕ, ИХ ВЫДЕЛЕНИЕ И ОЧИСТКА.

2.6. КЛОНИРОВАНИЕ ФРАГМЕНТОВ ДНК, ПОЛУЧЕННЫХ МЕТОДОМ ПЦР.

2.7. ВЫДЕЛЕНИЕ ПЛАЗМИДНОЙ ДНК.

2.8. ОПРЕДЕЛЕНИЕ НУКЛЕОТИДНОЙ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТИ КЛОНИРОВАННЫХ ФРАГМЕНТОВ.

2.9. ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ «НЕПРЯМЫХ» МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИХ МАРКЕРОВ ДЛЯ РЕКОНСТРУКЦИИ ФИЛОГЕНИИ.

3.1.1. RAPD анализ сибирских видов рода Iris.

3.2. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ В КАЧЕСТВЕ МОЛЕКУЛЯРНЫХ МАРКЕРОВ НУКЛЕОТИДНЫХ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТЕЙ ХЛОРОПЛАСТНОЙ ДНК.

3.2.1. Поиск ДНК маркера для реконструкции филогении рода Iris.

3.2.2. TrnT - trn¥ район хпДНК как маркер для реконструкции филогении.

3.2.2.1. Филогения рода Iris.

3.2.2.2. Филогения рода Triticum.

3.2.3. ТгпК интрон с внутренним mat К геном хпДНК как маркер для реконструкции филогении.

3.2.3.1 Построение филогении рода Triticum: анализ нуклеотидных последовательностей.

3.2.3.2. Анализ топологии филогенетического древа.

3.3 ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ЯДЕРНОЙ ДНК КАК МОЛЕКУЛЯРНОГО МАРКЕРА.

3.3.1. Специфическая амплификация В генома пшениц.

3.3.2. Происхождение А генома пшениц.

3.3.3. Основные дополнения в эволюционном сценарии и происхождении видов рода Triticum.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Использование молекулярных маркеров для установления филогенетических взаимоотношений видов в родах Triticum L. и Iris L.»

Актуальность

Проблема построения естественной классификации живых существ, отражающей их филогенетическую историю, всегда была важна для эволюционных биологов, так как нередко возникают спорные моменты, и их разрешение является одной из задач современной филогении. Ранее традиционным было построение филогенетических и классификационных систем на основании сравнения морфо-анатомических признаков и кариологических данных. Но высокий уровень гомоплазии, чрезвычайное разнообразие морфо-экологических характеристик и многочисленные хромосомные вариации приводят к усложнению работы с этими признаками. В настоящее время основным подходом таксономистов становятся многочисленные методы с использованием молекулярных маркеров, а также анализ непосредственно нуклеотидных последовательностей ДНК и построение на основе полученных данных филогенетических деревьев для тех или иных таксонов, что позволяет существенно дополнить и уточнить традиционные классификационные системы. На высоких таксономических уровнях (семейства и выше) применение молекулярных данных для эволюционной реконструкции оказывается наиболее целесообразным, так как корректная оценка гомологичных морфологических характеристик здесь невозможна. Сопоставление количественных данных, полученных при помощи современных молекулярно-биологических методов, с палеонтологическими датировками позволяет проводить временную оценку дивергенции изучаемых таксонов.

Выбор того или иного метода и молекулярного маркера, вариабельность которого будет положена в основу работы, является одной из важных задач для исследователя. Некодирующие последовательности ДНК имеют большую частоту мутаций по сравнению с кодирующими последовательностями, поэтому они могут использоваться для получения филогенетической информации на внутривидовом и внутриродовом таксономических уровнях (Taberlet et al., 1991, 2006). При помощи алгоритмов, реализованных на базе современных компьютеров, анализ полученных данных проводится быстро и не требует громоздких вычислений "вручную".

Хлоропластный геном представляет собой исключительно удобный объект для исследования филогении растений, благодаря многокопийности и единообразию молекул хпДНК. Более того, хлоропластная ДНК имеет относительно низкий молекулярный вес и при необходимости может быть выделена в чистом виде. Несмотря на небольшую длину ДНК, она содержит достаточное количество как кодирующих, так и некодирующих участков, информативных для молекулярно-эволюционного анализа. В среднем первичная структура хпДНК имеет меньшую скорость накопления мутаций в ходе эволюции, чем яДНК. По этой причине, используя хлоропластные маркеры можно анализировать эволюционное родство растений на более высоких филогенетических уровнях. Но, несмотря на низкую скорость эволюции и относительно стабильный нуклеотидный состав генов, с помощью сравнительных молекулярных исследований в хлоропластном геноме обнаружены многочисленные мутационные изменения (Clegg et al., 1994). Все зависит от того, какой участок ДНК выбран для анализа. Поэтому, для достижения необходимого филогенетического разрешения определенного таксономического уровня необходим предварительный анализ и последующий выбор подходящих пластидных и ядерных последовательностей.

Объектами настоящего исследования стали сибирские виды рода Iris L. (семейство Iridaceae Juss. порядок Liliales Perlep. класс Monocotyledons) и виды рода Triticum L. (семейство Poaceae (R.Br.) Barnhart порядок Poales Small, класс Monocotyledons). Оба рода из класса Monocotyledons обладают уникальными качествами для практической селекции, несмотря на то, что цели, которые преследуют исследователи в программах по выведению новых сортов, различны. Для садоводов-любителей, ландшафтных дизайнеров и селекционеров ирисы интересны, прежде всего, своим неисчерпаемым потенциалом в качестве декоративных растений. Виды рода Iris занимают одно из первых мест в мире среди цветочных культур по количеству сортов. Ценное эфирное масло, получаемое из цветков, идёт на производство парфюмерной продукции высшего качества. Масло очень дорого, поэтому заменяется синтетическим ироном и др. ароматизаторами. Более того, род служит модельным объектом для исследования интрогрессивной гибридизации (Martin et al. 2006). По количеству входящих в него видов род Iris является самым обширным в семействе и при этом не имеет согласованной классификации. Представления об эволюционной истории рода также неоднозначны (Родионенко, 1988; Mathew, 1989). Наряду с накоплением большого количества новых данных, которые не всегда согласуются с ранее полученными результатами о родственных взаимоотношениях на основе морфологических, палеонтологических и цитологических данных, происходит анализ и пересмотр эволюционной истории современной флоры. Обширные базы данных, включающие нуклеотидные последовательности большого количества видов, позволят также посредством сравнения ДНК определять новые дополнения в системе.

Филогения пшениц изучается уже очень давно (Гончаров, 2002; McFadden, Sears, 1946; Mandy, 1970; Jaaska, 1980; Tsunewaki, Ogihara, 1983; Kerby, Kuspira 1986; Feldman, Levy 2005). Различные диплоидные виды пшениц и эгилопсов предлагались на роль доноров геномов полиплоидных видов рода Triticum (Kerby, Kuspira, 1986). Интересны с эволюционной точки зрения и другие работы, касающиеся реконструкции ранней дивергенции диплоидных пшениц от предка Aegilops speltoides Tauch. и их близкого родства с эгилопсами подсекции Emarginata секции Sitopsis. Наличие двух типов цитоплазмы в полиплоидных видах рода Triticum предполагает возможность их дифелитического происхождения (Tsunewaki et al., 1976; Mori et al., 1995). Эта гипотеза была основана на ранних гибридологических и цитологических анализах (Lilienfeld and Kihara, 1934). Однако существовало и противоположное мнение (Tanaka et al., 1978).

Таким образом, в настоящее время, очевидно, что сравнительный анализ ДНК является одним из наиболее эффективных методов для изучения филогении и эволюции различных таксонов. Используя молекулярные маркеры возможно подтвердить гипотезы происхождения культурных растений и разрешить имеющиеся несоответствия в трактовках эволюционных событий. Только в недавнее время при развитии молекулярных подходов появляется достоверная информация о том, какими же путями шла эволюция у такой сельскохозяйственной культуры, как мягкая пшеница, и в каком направлении? Какие виды пшениц являются наиболее древними, а какие появились сравнительно недавно?

Известно, что эволюция пшениц шла в два этапа: а) накопление нуклеотидных замен на диплоидном уровне, как у всех других диплоидных организмов, и затем б) полиплоидия, сыгравшая немаловажную роль в истории злаковых, с последующей дивергенцией уже на полиплоидном уровне. Такая филогенетическая картина сильно усложняет стандартные схемы эволюционного анализа, так как требует дополнительного этапа клонирования, обусловленного наличием нескольких близкородственных геномов в одном растении. Поэтому хлоропластный геном в данном случае является очень удобным и часто используется в подобных работах (Yang et al., 2002; Kim et al., 2007). Однородность всех молекул хлоропластов (последовательности подвержены процессам ректификации), их многочисленность, материнское наследование (установлено для всех синтетических видов, включенных в работу) делает хлоропластную ДНК практически основным объектом для молекулярных работ с полиплоидными видами. Более того, полностью установленная нуклеотидная последовательность генома и информация о скорости эволюции определенных участков позволяет выбирать наиболее подходящие молекулярные маркеры (Matsuoka et al., 2002, http://www.shigen.nig.ac.ip/organelle/index.isp). Однако наряду с развитием современных технологий и увеличением объема знаний остается еще много вопросов в эволюции злаковых, в том числе хозяйственно важных растений, где процессы эволюции происходили в тесном контакте с доместикацией. До сих пор до конца не выяснены вопросы происхождения геномов культурных и диких полиплоидов, а также, как происходили процессы доместикации, какие механизмы ответственны за возникновение того или иного хозяйственно важного признака.

Для ответа на такие вопросы необходимо изучать именно ядерные последовательности ДНК пшениц, и использовать геном-специфичные молекулярные маркеры для амплифицирования последовательности того или иного генома. При экспоненциальном росте геномных проектов и появлении в базах данных последовательностей ДНК различных геномов это становится возможным.

Цель и задачи исследования. Цель данной работы - разработка и использование молекулярных маркеров для построения филогении растительных таксонов на внутриродовом уровне.

В конкретные задачи работы входило:

1. Установление филогенетических взаимоотношений сибирских видов рода Iris на основе двух различных систем молекулярных маркеров: RAPD анализ и молекулярно-филогенетический анализ хлоропластных последовательностей ДНК.

2. Поиск молекулярных маркеров в хлоропластном геноме для установления родственных взаимоотношений внутри рода Triticum. Построение филогении видов этого рода.

3. Разработка на основе имеющейся в базе данных информации геном-специфичных ядерных маркеров для амплификации трех геномов пшениц (А, В, G).

4. Исследование происхождения А генома пшениц на основе вариабельности хлоропластных и ядерных последовательностей.

Научная новизна работы. Впервые с использованием как пластидных, так и ядерных молекулярных маркеров были установлены филогенетические взаимоотношения сибирских видов рода Iris и всех известных к настоящему моменту видов рода Triticum. Среди включенных в работу пшениц 22 вида и подвида рода Triticum охарактеризованы на молекулярном уровне впервые, их кластеризация с остальными изученными видами пшениц соответствует их геномным формулам. Установлен хлоропластный филогенетический маркер, позволяющий различать эволюционные линии Emmer и Timopheevii. Разработаны геном-специфичные ядерные маркеры на основе последовательностей Асс-1 и Pgk-1 генов для амплификации А, В и G геномов пшениц. Использование таких маркеров позволило уточнить происхождение трех различных геномов пшениц (А,В и G) и выявить полиморфизм А генома у диплоидных видов рода Triticum.

Научно-практическое значение. Эволюционная история тех или иных растительных таксонов всегда играла немаловажную роль для селекционеров, генетиков и ботаников. Тщательно и полно разработанные на основе родственных взаимоотношений классификации видов культурных растений важны для сбора, сохранения и оценки биоразнообразия, для прогноза возможности успешной интрогрессии полезных признаков и генов из видов-сородичей, а также для сертификации сортов. Полученные в данной работе молекулярные маркеры, специфичные для определенного генома полиплоидных пшениц могут быть использованы для установления или подтверждения геномного состава у ископаемых растений или ранее описанных видов, в том числе и синтетических.

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались на 8-ой молодежной и 1(1Х) международной конференциях молодых ботаников (Санкт-Петербург, Россия, 2004, 2006), на 5-ой конференции "Биоинформатика регуляции и структуры генома" (BGRS'2006, Новосибирск, Россия, 2006), на 2-ой центрально-азиатской конференции по злаковым культурам (Чалпан-Ата, Республика Кыргызстан, 2006), на 5-ой европейской конференции по растительной геномике (Венеция, Италия, 2006), на X международной генетико-селекционной школе «Реализация идей Н. И. Вавилова на современном этапе развития генетики, селекции и семеноводства сельскохозяйственных культур» (Новосибирск, Россия, 2007), на международной научной конференции «Современные эволюционные подходы в биологии, медицине и социологии», посвященной 90-летию со дня рождения акад. Д.К. Беляева (Новосибирск, Россия, 2007), на 11-ом конгрессе европейского общества эволюционных биологов (Упсала, Швеция, 2007).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 11 работ.

1. Makarevich I., Golovnina К., Scherbik S., Blinov A. Phylogenetic relationships of the Siberian Iris species inferred from noncoding chloroplast DNA sequences // Int. J. Plant Sci.,2003, V.164, P.229-237.

2. K.A. Головнина. Молекулярная филогения сибирских видов рода Iris , основанная на анализе нуклеотидных последовательностей некодирующих участков хлоропластной ДНК // Материалы VIII Молодежной Конференции Ботаников в Санкт-Петербурге, 17-21 мая, 2004, с. 243.

3. Golovnina К., Glushkov S. Molecular phylogeny of the genus Triticum //Proceedings of the I(IX) international conference of young botanists in Saint-Petersburg, May 2126, 2006, P. 39.

4. Гончаров Н.П., Кондратенко Е.А., Храброва М.А., Коновалов А.А., Лайкова Л.И., Блинов А.Г., Головнина К.А., Глушков С.А. Рукотворные виды - источник биоразнообразия пшениц. // Агромеридиан, 2006, Т.3(4), С.86-91.

5. Golovnina К., Glushkov S., Blinov A., Mayorov V., Adkison L., Goncharov N. Molecular phylogeny of the genus Triticum L. // Proceedings of the fifth international conference on bioinformatics of genome regulation and structure - BGRS 2006, Novosibirsk, Russia, July 16-22, 2006, V. 3, P. 147-150.

6. Golovnina K., Glushkov S., Blinov A., Goncharov N.P. Genome-specific markers for А, В and G Triticum genomes. // Proceedings of the fifth plant genomics european meetings - PLANT GEMS, Venice, Italy, October 11-14, 2006, P. 211.

7. Golovnina K.A., Glushkov S.A., Blinov A.G., Mayorov V.I., Adkison L., Goncharov N.P Phylogeny of the genus Triticum L. Based on chloroplast TrnL and Mat К sequences // Proceedings of the fifth plant genomics european meetings - PLANT GEMS, Venice, Italy, October 11-14, 2006, P. 319.

8. Н.П. Гончаров, Е.Я. Кондратенко, С.В. Банникова, А.А. Коновалов, К.А. Головнина. Сравнительно-генетический анализ голозерной диплоидной пшеницы Triticum sinskajae и ее исходной формы Т. топососсит // Генетика, 2007, Т.43(11), С.1491-1500.

9. К. A. Golovnina, S. A. Glushkov, A. G. Blinov, V. I. Mayorov, L. R. Adkison and N. P. Goncharov. Molecular phylogeny of the genus Triticum L. // PI. Syst. Evol., 2007, V.264, P.195-216.

10. N.P. Goncharov, K.A. Golovnina, B. Kilian, S. Glushkov, A. Blinov, V.K. Shumny. Evolutionary history of wheats - the main cereal of mankind // In. N. Dobretsov et al. (eds.), Biosphere Origin and Evolution, part VI,Springer 2008, P. 407-419. (DOI 10.1007/978-0-3 87-6865 6-1 29).

11. Kseniya A. Golovnina, Sergey A. Glushkov, Nikolay P. Goncharov, Alexander G. Blinov. The origin of А, В and G Triticum genomes based on molecular data // Proceedings of the XI Congress European Society for Evolutionary Biology - ESEB 2007, Uppsala, Sweden, August 20-25, 2007, P.351.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Головнина, Ксения Александровна

выводы

1. Проведен молекулярный RAPD анализ и построенна фенограмма 13 сибирских видов ирисов, принадлежащих разным подродам (Limniris, Xyridon, Iris, Pardanthopsisи родственного вида Belamcanda chinensis в качестве внешней группы. За исключением Pardanthopsis dihotoma кластеризация близкородственных видов согласуется с современными классификациями Родионенко (1988) и Мэтью (1989).

2. Установлены филогенетические взаимоотношения 22 видов сибирских ирисов, на основе сравнения нуклеотидных последовательностей двух некодирующих участков хлоропластной ДНК, trnL интрона и trnL-trnF межгенного спейсера. Показано преимущество их использования в качестве филогенетических маркеров для определения филогении ирисов перед нуклеотидными последовательностями rbcL гена и ITS районами.

3. Показано, что все сибирские ирисы формируют на филогенетическом древе две главные ветви, соответствующие подродам Limniris и Iris, Подтверждено отделение от остальных видов рода Iris вида Pardanthopsis dichotoma и выделение его в отдельный род. Показана недостаточная обоснованность выделения видов кластеров 4 (I. hallophila, I. ludwigii) и 7 (I. pallasii, I. lactea, I. biglumis) в состав отдельных подродов Xyridon sensu lato по Родионенко (1988), Eremiris sensu lato no Доронькину (1987)

4. Установлены филогенетические взаимоотношения 39 различных видов и подвидов пшениц, 6 видов рода Aegilops на основе последовательностей хпДНК. Впервые на молекулярном уровне было проанализировано 22 вида и подвида рода Triticum, их кластеризация с остальными изученными видами пшениц соответствует их геномным формулам. Установлен хлоропластный филогенетический маркер, позволяющий четко различать эволюционные линии Emmer и Timopheevii. Подтверждено участие единственного вида из секции Sitopsis Ae.speltoides в видообразовании полиплоидных пшениц.

5. Анализ синтетических видов Т. kiharae, Т. timococcum, Т. dimococcum, Т. soveticum, Т. soveticum ssp. fungicidum, Т. flaksbergeri, T.palmovae, Tritordium, Aegilotriticum, Triticale показал, что наследование хпДНК пшениц и эгилопсов у данных видов происходит строго по материнской линии.

6. Разработаны геном-специфичные ядерные маркеры на основе последовательностей Асс-1 и Pgk-1 генов для амплификации А, В и G геномов пшениц. Специфичность полученных маркеров проверена экспериментально.

7. Выявлено 3 различных гаплотипа А генома у диплоидных видов рода Triticum, только один из которых был унаследован полиплоидными пшеницами. Подтверждено происхождение А генома всех изученных полиплоидных пшениц от диплоидного вида Т. urartu.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

К данному моменту появляется все больше и больше молекулярных данных о последовательностях геномов различных растений и животных. С середины 80-х годов ежегодно наблюдается экспоненциальный рост количества опубликованных статей о филогенетических взаимоотношениях различных таксонов. Накопленные к настоящему времени данные об эволюции различных нуклеотидных последовательностей позволяют не только с большой степенью достоверности установить филогенетические взаимоотношения, но и провести временные оценки дивергенции таксонов, где во многих случаях молекулярные данные являются предпочтительными. Наряду с накоплением большого количества новых данных, которые не всегда согласуются с ранее полученными результатами о родственных взаимоотношениях, на основе морфологических, палеотологических и цитологических данных, происходит анализ и пересмотр эволюционной истории современной флоры. Многие исследователи полагают, что нуклеотидные последовательности геномов являются также важным инструментом для построения классификации. Обширные базы данных, включающие нуклеотидные последовательности большого количества видов, позволят также посредством сравнения ДНК определять новые дополнения в системе.

В данной работе проведен анализ различных классов молекулярных маркеров и показано преимущество тех или иных МГМ для филогенетических построений на внутриродовом уровне. На основе изученных молекулярных маркеров установлена эволюционная история сибирских видов рода Iris (RAPD, хпДНК- trnL - trnL район) и рода Triticum (хпДНК - trnT - trnL район, trnK ген с внутренним matK геном, яДНК- Асс-1 и Pgk-1 гены). Эти два рода, несмотря на разницу в эволюционном происхождении и морфологии, обладают уникальными качествами для практической селекции. Ирисы являются декоративной цветочной культурой и активно используются для ландшафтного дизайна, причем группа сибирских ирисов занимает здесь важное место в виду выносливости и нетребовательности к условиям выращивания. Широкое признание как цветочные и лиственно-декоративные многолетники ирисы получили в 20 веке в странах Западной Европы, Японии, США, Канады, а также в Австралии и Новой Зеландии. По количеству сортов, а их зарегистрировано более 35 тыс., этот многолетник вышел на одно из первых мест среди культурных растений мира. Пшеницы - одни из важнейших растений сельского хозяйства, и их изучение, в том числе и эволюции, ведется уже долгое время. Однако почти половина видов рода Triticum в виду ограничения ореалов возделывания либо их отсутствия в настоящий момент, существует только в коллекциях и практически не изучена на молекулярном уровне.

С помощью разработанных праймеров для геном - специфичной амплификации участков определенных генов заметно упростился анализ различных геномов в полиплоидном растении. Появилась возможность объективно определять доноров тех или иных геномов среди близкородственных растений, предки которых участвовали в гибридизационных событиях при видообразовании полиплоида.

На основании выбранного в данной работе филогенетического маркера полиплоидные виды рода Triticum успешно разделяются только на две группы, соответствующие двум эволюционным линиям - Emmer (секции Dicoccoides и Triticum) и Timopheevii (секция Timopheevii). Синтетические амфиплоиды группируются согласно материнскому наследованию плазмона. Анализ ядерных последовательностей также показывает четкое разделение групп Emmer и Timopheevii, то есть видов с В и G геномами в их геномной формуле. Этот результат соответствует предположению о дифилитическом, происхождении вышеупомянутых линий полиплоидных пшениц, основанном на хлоропластных данных, и подтверждает что геном хлоропластов видов Triticum и Aegilops. коэволюционировал вместе с ядерным. Более того, обнаружена неожиданно большая вариабельность А генома среди диплоидных видов рода Triticum. Этот факт позволяет с новой стороны взглянуть на эволюционные взаимоотношения диплоидных видов и требует дальнейшего детального изучения.

Полученные результаты соответствуют общепринятым классификациям внутри рода: род Triticum состоит из трех различных групп: диплоиды (секция Мопососсоп), тетра- и гексаплоиды (секции Dicoccoides и Triticum) и полиплоиды группы Timopheevii (секция Timopheevii). А также являются первой попыткой изучения всего разнообразия с привлечением молекулярных данных.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Головнина, Ксения Александровна, 2007 год

1. Антонов А.С. Основы геносистематики высших растений. М.: Майк «Наука/Интерпериодика». 2000. 135с.

2. Бадаева Е.Д. Эволюция геномов пшениц и их дикорастущих сородичей: молекулярно-цитогенетическое исследование: Автореф. дис. . д-ра биол. наук. М.: ИМБ, 2000. 48 с.

3. Брик А.Ф., Календарь Р.Н., Стратула О.П., Сиволап Ю.М. IRAP- И REMAP-анализ сортов ячменя одесской селекции //Цитология и генетика. 2006. Т. 3. стр. 24-33.

4. Виниченко Н.А., Головнина К.А., Блинов А.Г., Соколова (Антонова) О.О., Левитес Е.В. Молекулярные различия аллелей Adhl-F и Adhl-S у сахарной свеклы Beta vulgaris L. // Генетика. 2004. Т. 40(2). С. 232-238.

5. Гончаров Н.П. Сравнительная генетика пшениц и их сородичей. Новосибирск: Сиб. унив. изд-во. 2002. 251с.

6. Гончаров Н.П., Гайдаленок Р.Ф. Локализация генов, контролирующих округлозерность и компактную форму колоса у Triticum antiquorum Heer ex Udacz. //Генетика. 2005. Т. 41(11). С. 1531-1537.

7. Доронькин В.М. Iridaceae Juss. // Флора Сибири (Araceae Orchidaceae). Новосибирск: Наука. 1987. С. 113-125.

8. Доронькин В.М. Краткий обзор сибирских видов рода Iris (Iridaceae) // Бот. журн. 1990. Т. 75. С. 409-416.

9. Иванов Г.И. Новый амфиплоид пшеницы с геномами DDAhAh II Науч. -техн. бюл. ВНИИ растениеводства. 1984. Вып. 142. С. 78-79.

10. Жуковский П.М. Этюды в области гибридизации, иммунитета и трансплантации растений // Труды ТСХА. 1944. Т. 6. С. 3-48.

11. Журавлев Ю.Н., Козыренко М.Н., Артюкова Е.В., Реунова Г.Д., Илюшко М.В. ДНК-типирование дальневосточных видов рода Iris L. с помощью метода RAPD PCR// Генетика. 1998. Т.34. С. 368-372.

12. Зарубайло Т.Я., Таврин Э.В. Новые аллогексаплоиды пшеницы, их плодовитость и устойчивость к болезням // Науч.-техн. бюл. ВНИИ растениеводства. 1972. Вып. 24. С. 30-34.

13. Костов Д. Происхождение и селекция пшениц с цитогенетической точки зрения // Изв. АН СССР. Отд. биол. наук. 1940. Т. 1. С. 56-94.

14. Ларионов Д. Несколько замечаний по вопросу о генетической связи между отдельными представителями рода Triticum в связи с их классификацией // Тр. по прикл. бот. 1914. Т. 7(6). С. 363-379.

15. Левитес Е.В. Генетика изоферментов растений. Новосибирск: Наука, Сибирское отделение. 1986. 145с.

16. Малецкий С.И., Коновалов А.А. Наследование алкогольдегидрогеназы у сахарной свеклы. Сообщение 1. Анализ отклонений от моногенного расщепления // Генетика. 1985. Т. 21. С. 1527-1534.

17. Маниатис Т., Фрич Э, Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование М.: Мир . 1984. 480 с.

18. Родионенко Г.И. Ирисы. Ленинград: ВО Агромпроиздат . 1988. 159с.

19. Татаринов Л.П. Современные тенденции в развитии филогенетических исследований // Вестник РАН. 2004. Т. 74(6). С. 515-523.

20. Фляксбергер К.А. Пшеницы. М.; Л.: Сельхозгиз, 1938. 296 с.

21. Akhunov, E.D., Goodyear J.A., Geng S., Qi L.-L., Echalier B. et al (28 co-authors). The organization and rate of evolution of the wheat genomes are correlated with recombination rates along chromosome arms. // Genome Res. 2003. V. 13. P. 753-763.

22. Andersen J.R, Ltibberstedt. Functional markers in plants. // Trends Plant Sci. 2003. V. 8. P. 554-559.

23. APG (Angiosperm Phylogeny Group). An ordinal classification for the families of flowering plants. // Ann. Mo. Bot. Gard. 1998. V. 85. P. 531-553.

24. Appels R., Francki M., Chibbar R. Advances in cereal functional genomics. // Funct. Integr. Genomics. 2003. V. 3. P. 1-24.

25. Areshchenkova T. and Ganal W. Long tomato microsatellites are predominantly associated with centromeric regions // Genome. 1999. V. 42. P. 536-544.

26. Armour J.A.L., Povey S., Jeremiah S. and Jeffreys A.J. Systematic cloning of human minisatellites from ordered array charomid libaries. // Genomics. 1990. V. 8. P. 501-512.

27. Armstrong K.C. Chromosome evolution in Bromus. In Tsuchiya Т., Gupta Т. K. (eds.) Chromosome Engineering in Plants: Genetics, Breeding, Evolution. Part B. Elsevier, Amsterdam, the Netherlands. 1991. P. 363-317.

28. Arnold M.L. Iris nelsonii (Iridaceae): origin and genetic composition of a homoploid hybrid species. // American Journal of Botany. 1993. V. 80. P. 577-583.

29. Arnold M.L., Bouck A.C., Cornman R.S. Vern Grant and Louisiana irises: is there anything new under the sun? //New Phytol. 2003. V. 161. P. 143-149.

30. Arnold M.L. Natural hybridization and the evolution of domesticated, pest and disease organisms. // Molecular Ecology. 2004. V. 13 P. 997-1007.

31. Artyukova E.V., Kozyrenko M.M., Ilyshko M.V., Zhuravlev Y.N., Reunova G.D. Genetic variability of Iris setosa. II Molecular Biology. 2001. V.35. P. 134-138.

32. Asins M.J., Carbonell E.A. A comparative study on variability and phylogeny of Triticum species. // Theor. Appl. Genet. 1986. V. 72. P. 551-558.

33. Ayliffe M.A., Scott N.S., Timmis J.N. Analysis of plastid DNA-like sequences within the nuclear genomes of higher plants. // Mol. Biol. Evol. 1998. V.15(6). P.738-745.

34. Barker G., Batley J., O'Sullivan H., Edwards K.J. and Edwards D. Redundancy based detection of sequence polymorphisms in expressed sequence tag data using autoSNP. // Bioinformatics. 2003. V. 19. P. 421^22.

35. Bartish I.V., Rumpunen K., Nybom H. Combined analyses of RAPDs, cpDNA and morphology demonstrate spontaneous hybridization in the plant genus Chaenomeles II Heredity. 2000. V.85. P.383-392.

36. Bayer R.J., Puttock C.F., Kelchner S.A. Phylogeny of south African Gnaphalieae (Asteraceae) based on two noncoding chloroplast sequences. // American Journal of Botany. 2000. V.87(2). P.259-272.

37. Begun D.R. How to identify (as opposed to define) a homoplasy: examples from fossil and living great apes. // J. Hum. Evol. 2007. V. 52(5). P. 559-72.

38. Bennetzen J.L. Comparative sequence analysis of plant nuclear genomes: microcollinearity and its many exceptions. // Plant Cell. 2000. Y. 12. P. 1021-1029.

39. Bierne N., Daguin C., Bonhomme F., David P., Borsa P. Direct selection on allozymes is not required to explain heterogeneity among marker loci across a Mytilus hybrid zone. // Molecular Ecology. 2003. V. 12(9). P. 2505-2510.

40. Birky C.W. Uniparental inheritance of mitochondrial and chloroplast genes: mechanisms and evolution. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V.92. P. 11331-11338.

41. Blake N.K., Lehfeldt B.R., Lavin M., Talbert L.E. Phylogenetic reconstruction based on low copy DNA sequence data in an allopolyploid: The В genome of the wheat. // Genome. 1998. V. 42. P. 351-360.

42. Blanc G., Barakat A., Guyot R., Cooke R, Delseny D. Extensive duplication and reshuffling in the Arabidopsis genome. // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1093-1101.

43. Blattner F.R., Weising K., Banfer G., Maschwitz U., Faila B. Molecular analysis of phylogenetic relationships among myrmecophytic Macaranga species (Euphorbiaceae) // Mol. Phyl. Evol. 2001. V. 19(3). P. 331-344.

44. Blattner F.R., Weising K., Banfer G., Maschwitz U., Fiala B. Molecular analysis of phylogenetic relationships among Myrmecophytic macaranga species {Euphorbiaceae). Mol. Phyl. Evol. 2003. V. 19. P. 331-344.

45. Botstein D., White R.L., Skolnick M. and Davis R.W. Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment length polymorphisms. // Am. J. Hum. Genet. 1980. V. 32. P. 314-331.

46. Bouck A., Ryan Peeler, Michael L. Arnold and Susan R. Wessler. Genetic Mapping of Species Boundaries in Louisiana Irises Using IRRE Retrotransposon Display Markers. // Genetics. 2005. V. 171. P. 1289-1303.

47. Breiman A. Mitochondrial DNA diversity in the genera of Triticum and Aegilops revealed by Southern blot hybridization. // Theor. Appl. Genet. 1987. V. 73. P. 563-570.

48. Breiman A., Bogher M., Sternberg H., Graur D. Variability and uniformity of mitochondrial DNA in populations of putative diploid ancestors of common wheat. // Theor. Appl. Genet. 1991. V. 82. P. 201-208.

49. Brody Т., Mendlinger S. Species relationships and genetic variation in the diploid wheats (Triticum, Aegilops) as revealed by starch gel electrophoresis. // PI. Syst. Evol. 1980. V. 136. P. 247-258.

50. Brown G.R., Kadel E.E. Ill, Bassoni D.L., Kiehne K.L., Temesgen В., van Buijtenen J.P., Sewell M.M., Marshall K.A., Neale D.B. Anchor reference loci in loblolly pine (Pinus taeda L.) for integrating pine genomics. // Genetics. 2001. V. 159. P. 799-809.

51. Caldwell K.S., Dvorak J., Lagudah E.S., Akhunov E., Luo M.-C., Wolters P., Powell W. Sequence polymorphism in polyploid wheat and their D-genome diploid ancestor. // Genetics. 2004. V. 167. P. 941-947.

52. Chang C., Meyerowitz E.M. Molecular cloning and DNA sequence of the Arabidopsis thaliana alcohol dehydrogenase gene. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83(5). P. 1408-1412.

53. Chase M.W., Soltis D.E., Olmstead R.G., Morgan D., Les D.H. et al. (37 co-authors). Phylogenetics of seed plants: an analysis of nucleotide sequences from the plastid gene rbcL. // Ann. Mo. Bot. Gard. 1993. V. 80. P. 528-580.

54. Chase M.W., De Bruijn A.Y., Cox A.V., Reeves G., Rudall P.J., Johnson M.A.T., Eguiarte L.E. Phylogenetics of Asphodelaceae (Asparagales): An analysis of plastid rbcL and trnL-F DNA sequences. // Annals of Botany. 2000. V. 86. P. 935-951.

55. Chen K., Gray J.C., Wildman S.G. Fraction I protein and the origin of polyploid wheats. // Science. 1975. V. 190. P. 1304-1306.

56. Chen X, Salamini F, Gebhardt C. A potato molecular function map for charbohydrate metabolism and transport. // Theor. Appl. Genet. 2001. V. 102 P. 284-295.

57. Chenuil A. Choosing the right molecular genetic markers for studying biodiversity: from molecular evolution to practical aspects. // Genetica. 2006. V. 127. P. 101-120.

58. Clark A.G., Lanigan C.M. Prospects for estimating nucleotide divergence with RAPDs // Mol. Biol. Evol. 1993. V. 10. P. 1096-111.

59. Clarke B, Lambrecht M, Rhee S.Y. Arabidopsis genomic information for interpreting wheat EST sequences. // Funct. Integr. Genomics. 2003. V. 3. P. 33-38.

60. Clegg M.T. Chloroplast gene sequences and the study of plant evolution. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 363-367.

61. Clegg M.T., Gaut B.S., Learn G.H. Jr., Morton B.R. Rates and patterns of chloroplast DNA evolution. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91(15). P. 6795-801.

62. Clegg M.T., Cummings M.P., and Durbin M.L. The evolution of plant nuclear genes. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 7791-7798.

63. Сое E., Cone К., McMullen M., Chen S.-S., Davis G., Gardiner J., Liscum E., Polacco M., Paterson A., Sanchez Villeda H., Soderlund C., Wing R. Access to the maize genome: an integrated physical and genetic map. // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 9-12.

64. Coleman A.W. ITS2 is a double-edged tool for eukaryote evolutionary comparisons. // Trends Genet. 2003. V. 19. P. 370-374.

65. Cotton J.A. Analytical methods for detecting paralogy in molecular datasets.// Methods Enzymol. 2005. V. 395. P. 700-24.

66. Cruickshank R.C. Molecular markers for the phylogenetics of mites and ticks. // Systematic & Applied Acarology. 2002. V. 7. P. 3-14.

67. Desmarais E., Lanneluc I. and Lagnel J. Direct ampli.cation of length polymorphisms (DALP), or how to get and characterise new genetic markers in many species. // Nucleic Acids. Res. 1997. V. 26. P. 1458-1465.

68. Dieringer D. and Schlotterer C. Two distinct modes of microsatellite mutation processes: evidence from the complete genomic sequences of nine species. // Genome Res. 2003. V. 13. P. 2242-2251.

69. Dilbirligi M. and Gill K. Identification and analysis of expressed resistance gene-like sequences of wheat. // Plant. Mol. Biol. 2003 V. 53(6). P 771-787.

70. Doebley J., Stec A., Hubbard L. The evolution of apical dominance in maize. // Nature. 1997. V. 386. P. 485^488.

71. Dolferus R., Jacobs M., Peacock W.J., Dennis E.S. Differential interactions of promoter elements in stress responses of the Arabidopsis Adh gene // Plant Physiol. 1994. V. 105(4). P. 1075-1087.

72. Dvorak J., Yang Z.-L., Frank M. Luo Y.-C. and Luo M.-C. Deletion Polymorphism in Wheat Chromosome Regions With Contrasting Recombination Rates. // Genetics. 2004. V. 168. P. 1665-1675.

73. Dvorak J, Akhunov E.D. Tempos of gene locus deletions and duplications and their relationship to recombination rate during diploid and polyploid evolution in the Aegilops-Triticum alliance. // Genetics. 2005. V. 171(1). P. 323-32.

74. Dykes W.R. The Genus Iris. Dover Publications, New York. 1913.

75. Eig A. Monographisch-kritische Ubersicht der Gattung Aegilops. Repertorium specierum novarum regni vegetabilis, Beihefite (Berlin). 1929. V. 55. P. 1-228.

76. El-Din E.-A. S., Alonso-Blanco C., Peeters A.J., Raz V., Koornneef M. A QTL for flowering time in Arabidopsis reveals a novel allele of CRY2. // Nature Genet. 2001. V. 29. P. 435^40.

77. Ellegren H. Microsatellite mutations in the germline: implications for evolutionary inference. // Trends Genet. 2000. V. 16. P. 551-558.

78. Ellis J.R. Chromosomes and the genus Irish: A guide to species Irises (their identification and cultivation) Cambridge University Press. 1997. P. 8-10.

79. Ellis M.H., Spielmeyer W., Gale K.R., Rebetzke G.J., Richards R.A. Perfect markers for the Rht-Blb and Rht-Dlb dwarfing gene in wheat. // Theor. Appl. Genet. 2002. V. 105. P. 1038-1042.

80. Espinasa L., Borowsky R. Evolutionary divergence of AP-PCR (RAPD) patterns // Mol. Biol. Evol. 1998. V. 15. P. 408-414.

81. FAO Statistical Databases. 2004. http: //apps.fao.org.

82. Faith D.P., Cranston P.S. Could a cladogram this short have arisen by chance alone? On permutation tests for cladistic structure // Cladistics. 1991. V. 7. P. 1-28.

83. Faris J., Sirikhachornkit A., Haselkorn R., Gill В., Gornicki P. Chromosome mapping and phylogenetic analysis of the cytosolic acetyl-CoA carboxylase loci in wheat. // Mol. Biol. Evol. 2001. V. 18. P. 1720-1733.

84. Faris J.D., Fellers J.P., Brooks S.A., Gill B.S. A bacterial artificial chromosome contigspanning the major domestication locus Q in wheat and identification of a candidate gene. // Genetics. 2003. V. 164. P. 311-321.

85. Feldman M., Levy A. A. Allopolyploidy a shaping force in the evolution of wheat genomes. // Cytogenet. Genome Res. 2005. V. 109. P. 250-258.

86. Felsenstein J. Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap. // Evolution. 1985. V. 39. P. 783-791.

87. Felsenstein J. Phylip: Phylogenetic Inference Package, version 3.5c. Department of Genetics, University of Washington, Seattle, WA. 1993.

88. Ferguson D., Sang T. Speciation through homoploid hybridization between allotetraploids in peonies ( Paeonia)// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98(7). P. 3915-3919.

89. Fernandez I.A., Aguilar J.F., Panero J.L., Feliner G.N. A phylogenetic analysis of Doronicum (Asteraceae, Senecioneae) based on morphological, nuclear ribosomal (ITS), and chloroplast (trnL-F) evidence. // Mol Phyl. Evol. 2001 V. 20. P. 41-64.

90. Feuillet C., Travella S., Stein N., Albar L., Nublat A., Keller B. Map-based isolation of the leaf rust disease resistance gene LrlO from the hexaploid wheat (Triticum aestivum L.) genome. // Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V. 100. P. 15253-15258.

91. Figueras M.J., Soler L., Chaco M.R., Guarro J. and Marty nez-Murcia A.J. Extended method for discrimination of Aeromonas spp. by 16S rDNA RFLP analysis // Int. J. Syst. and Evol.Micr. 2000. V. 50. P. 2069-2073.

92. Filho S.M., Sediyama C.S., Moreira M.A. and de Barros E.G. RAPD and SCAR markers linked to resistance to frogeye leaf spot in soybean // Genetics and Mol. Biol. 2002. V. 25(3). P. 317-321.

93. Fishbein M., Hibsch-Jetter C., Soltis D.E., Hufford L. Phylogeny of Saxifragales (angiosperms, eudicots): analysis of a rapid, ancient radiation. // Syst. Biol. 2001. V. 50(6). P. 817-847.

94. Freeling M., Bennett D.C. Maize Adhl // Annu. Rev. Genet. 1985. V. 19. P. 297-323.

95. Fridman E., Pleban Т., Zamir D. A recombination hotspot determines a wild-species quantitative locus for tomato sugar content to 484 bp within an invertase gene. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 4718^1723.

96. Fukuda Т., Yokoyama J., Ohashi H. Phylogeny and biogeography of the genus Lycium (Solanaceae): inferences from chloroplast DNA sequences // Mol. Phyl. Evol. 2001. V. 19. P. 246-58.

97. Fulton T.M., der Hoeven V. R., Eannetta N.T. and Tanksley S.D. Identification, analysis, and utilization of conserved ortholog set markers for comparative genomics in higher plants. //Plant Cell. 2002. V. 14. P. 1457-1467.

98. Gatesy J., DeSalle R. and Wheeler W. Alignment-ambiguous nucleotide sites and the exclusion of systematic data. // Mol. Phyl. Evol. 1993. V. 2. P. 152-157.

99. Gaut B.S., Glegg M.T. Molecular evolution of the Adhl locus in the genus Zea II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993a. Y. 90. P. 5095-5099.

100. Gaut B.S., Glegg M.T. Nucleotide polymorphism in the Adhl locus of Pearl millet (.Pennisetum glaucum) (Poaceae) // Genetics. 1993b. V. 135. P. 1091-1097.

101. Gaut B.S., Peek A.S., Morton B.R., Clegg M.T. Patterns of genetic diversification within the Adh gene family in the grasses (Poaceae) // Mol. Biol. Evol. 1999. V. 16(8). P. 1086-1097.

102. Gautier M.F., Cosson P., Guirao A., Alary R. and Joudrier P. Puroindoline genes are highly conserved in diploid ancestor wheats and related species but absent in tetraploid Triticum species. Plant Sci. 2000. V. 153. P. 81-91.

103. Ge S., Sang Т., Lu B.-R., Hong D.-Y. Phylogeny of rice genomes with emphasis on origins of allotetraploid species // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96(25). P. 14400-14405.

104. Gehrig H., Gaussmann O., Marx H., Schwarzott D., Kluge M. Molecular phylogeny of the genus Kalanchoe (Crassulaceae) inferred from nucleotide sequences of the ITS-1 and ITS-2 regions. 11 Plant Sci. 2001. V. 160. P. 827-835.

105. Gill P., Jeffreys A.J. and Werrett, D.J. Forensic application of DNA 'fingerprinting'. //Nature. 1985. V. 318. P. 577-579.

106. Gill B.S., Appels R. Relationships between TVor-loci from different Triticeae species. // PI. Syst. Evol. 1988. V. 160. P. 77-89.из. Gill B.S. Update on IGROW (International Genome Research On Wheat). // Annu. Wheat. Newslett. 2003. V. 49. P. 14-15.

107. Gill B.S., Appels R., Botha-Oberholster A. et al. (15 co-authors). A Workshop Report on Wheat Genome Sequencing: International Genome Research on Wheat Consortium. // Genetics. 2004. V. 168. P. 1087-1096.

108. Giorgi D., D'Ovidio R., Tanzarella O. A., Porceddu E. RFLP analysis of Aegilops species belonging to the Sitopsis section. // Genet. Resour. Crop Evol. 2002. V. 49. P. 145-151.

109. Goldblatt P., Takei M. Chromosome cytology of Iridaceae patterns of variation, determination of ancestral base numbers, and modes of karyotype change. // Ann. Miss. Bot. Gard. 1997. V. 84. P. 285-304.

110. Goncharov N.P., Konovalov A.A., Chikida N.N. Genetic variation of the Gpi-1 loci among Aegilops and Triticum genera and phylogeny of polyploid wheat*' // Журнал общей биологии. 1998. T.59(3). С. 318-324.

111. Goncharov N.P. Comparative-genetic analysis a base for wheat taxonomy revision // Czech J. Genet, and Plant. Breed. 2005. V.41. Special issue. P.52-55.

112. Goncharov N.P., Bannikova S.V., Kawahara T. Wheat artificial amphiploids involving the Triticum timopheevii genome: their studies, preservation and reproduction // Genet. Res. Syst. Evol. 2007. DOI 10.1007/s 10722-006-9141-1.

113. GonzaTez-Duarte R. and Albalat R. Merging protein, gene and genomic data: the evolution of the MDR-ADH family. // Heredity. 2005. V. 95. P. 184-197.

114. Gornicki P., Podkowinski J., Scappino L.A., DiMaio J.,Ward E. and Haselkorn R. Wheat acetyl-CoA carboxylase: cDNA and protein structure. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 6860-6864.

115. Gu Y. Q., Coleman-Derr D., Kong X., Anderson O. D. Rapid Genome Evolution Revealed by Comparative Sequence Analysis of Orthologous Regions from Four Triticeae Genomes. // Plant Physiology. 2004. V. 135. P. 459-470.

116. Gu Y.Q., Salse J., Coleman-Derr D., Dupin A., Crossman C., Lazo G.R., Huo N., Belcram H., Ravel C., Charmet G., Charles M., Anderson O.D., Chalhoub B. Types and

117. Rates of Sequence Evolution at the High-Molecular-Weight Glutenin Locus in Hexaploid Wheat and Its Ancestral Genomes. // Genetics. 2006, V. 174. P. 1493-1504.

118. Gupta P.K., Rustgi S., Sharma S., Singh R., Kumar N., Balyan H.S. Transferable EST-SSR markers for the study of polymorphism and genetic diversity in bread wheat. // Mol. Genet. Genomics. 2003. V. 270. P. 315-323.

119. Gupta P.K., Rustgi S. Molecular markers from the transcribed/expressed region of the genome in higher plants. // Funct Integr Genomics. 2004. V. 4. P. 139-162.

120. Incledon B.J., Hall J.C. Acetyl-coenzyme A carboxylase: quaternary structure and inhibition by graminicidal herbicides. // Pestic. Biochem. Physiol. 1997. V. 57. P. 255271.

121. InforMax. Inc.; http://www.informaxinc.com/

122. Innan H., Tajima E., Terauchi R., Miyashita N.T. Intragenic recombination in the Adh locus of the wild plant Arabidopsis thaliana // Genetics. 1996. V. 143. P. 1761-1770.

123. Isshiki S., Suzuki S., Yamashita K.-I. RFLP analysis of mitochondrial DNA in eggplant and related Solarium species // Genet. Resour. and Crop Evol. 2003. V. 50(2). P. 133-137.

124. Hall B.K. Homoplasy and homology: dichotomy or continuum? // J. Hum. Evol. 2007. V. 52(5). P. 473-9.

125. Hammer K., Filatenko A. A., Korzun V. Microsatellite markers a new tool for distinguishing diploid wheat species. // Genet. Resour. and Crop Evol. 2000. V. 47. P. 497-505.

126. Hafez E.E., Ghany A.A., Ghany A. and Zaki E. A. LTR-retrotransposons-based molecular markers in cultivated Egyptian cottons G. barbadense L. // African J. of Biotech. 2006. V. 5(13). P. 1200-1204.

127. Harlan J.R. Plant Genet. Resour.: A Conservation Imperative (eds Yeatman, C. W., Kafton, D. and Wilkes, G.), West View, Boulder Co. 1987. P. 111-129.

128. Harlan J.R. Crops and man. 2nd ed. American Soc. of Agronomy, CSSA, Madison, Wisconsin. 1992.

129. Harris H. Enzyme polymorphism in man. // Proc. R. Soc. Lond. B. 1966. V. 164. P. 298-310.

130. Harry D.E., Temesgen В., Neale D.B. Codominant PCR-based markers for Pinus taeda developed from mapped cDNA clones. // Theor. Appl. Genet. 1998. V. 97. P. 327336.

131. Hauser M.-T., Adhami F., Dorner M., Fuchs E. and Gofi J. ssl. Generation of co-dominant PCR-based markers by duplex analysis on high resolution gels. // Plant J. 1998. V. 19. P. 117-125 (1998).

132. Helm-Bychovski K.M. and Wilson A.C. Rates of nuclear DNA evolution in pheasant-like birds: evidence from restriction maps. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1986. V. 83. P. 688-692.

133. Hillis D.M. and Dixon M.T. Ribosomal DNA: molecular evolution and phylogenetic inference. // Quarterly Review of Biology. 1991. V. 66. P. 411-429.

134. Hilu K.W., Alice L.A. Evolutionary implications of matK indels in Poaceae. // Am. J. Bot. 1999. V. 86(12). P. 1735-1741.

135. Huang S.S., Hwang S.Y., Lin T.P. Spatial pattern of chloroplast DNA variation of Cyclobalanopsis glauca in Taiwan and East Asia // Mol. Ecol. 2002. V. 11(11) P. 23492358.

136. Huang L., Brooks S.A., Li W., Fellers J.P., Trick H.N., Gill B.S. Map-based cloning of leaf rust resistance gene Lr21 from the large and polyploid genome of bread wheat. // Genetics. 2003. V. 164. P. 655-664.

137. Huettel В., Santra D., Muehlbauer F.J., Kahl G. Resistance gene analogues of chickpea (Cicer arietinum L.): isolation, genetic mapping and association with a Fusarium resistance gene cluster. // Theor. Appl. Genet. 2002. V. 105. P. 479^-90.

138. Jaaska V. Electrophoretic survey of seedling esterases in wheats in relation to their phylogeny. // Theor. Appl. Genet. 1980. V. 56. P. 273-284.

139. Jander G., Norris S.R., Rounsley S.D., Bush D.F., Levin I.M. and Last R.L. Arabidopsis map-based cloning in the post-genome era. // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 440^150.

140. Jansen R.C., Nap J.P. Genetical genomics: the added value from segregation. // Trends. Genet. 2001. V. 17. P. 388-391.

141. Jeffreys A.J., Wilson V. and Thein S.L. Hypervariable 'minisatellite' regions in human DNA. // Nature. 1985. V. 314. P. 67-73.

142. Kalendar R., Grob Т., Regina M. Т., Suoniemi A. and Schulman A. IRAP and REMAP: two new retrotransposon-based DNA fingerprinting techniques. // Theor. Appl. Genet 1999. V. 98. P. 704-711.

143. Kashkush K., Feldman M., Levy A.A. Gene loss, silencing and activation in a newly synthesized wheat allotetraploid. // Genetics. 2002. V. 160. P. 1651-1659.

144. Kawabe A., Innan H., Terauchi R., Miyashita N.T. Nucleotide polymorphism in the Acidic Chitinase Locus (ChiA) region of the wild plant Arabidopsis thaliana II Mol. Biol. Evol. 1997. V. 14(12). P. 1303-1315.

145. Kelchner S.A. Group II introns as phylogenetic tools: structure, function, and evolutionary constraints. // Am. J. Bot. 2002. V. 89. P. 1651-1669.

146. Kellogg E.A. Comments on genomic genera in the Triticeae (Poaceae). // Am. J. Bot. 1989. V. 76. P. 796-805.

147. Kentner E.K., Arnold M.L. and Wessler S.R. Characterization of High-Copy-Number Retrotransposons From the Large Genomes of the Louisiana Iris Species and Their Use as Molecular Markers. // Genetics. 2003. V. 164. P. 685-697.

148. Kerby K., Kuspira J. The phylogeny of polyploid wheats Triticum aestivum (bread wheat) and Triticum turgidum (macaroni wheat). // Genome. 1986. V. 29. P. 722-737.

149. Kihara H. Cytologische und genetische Studien bei wichtigen Getreidearten mit besonderer Riicksicht auf das Verhalten der Chromosomen und die Sterilitat in den Bastarden. // Mem. Coll. Sci. Kyoto. Imp. Univ. 1924. V. 1. P. 1-200.

150. Kikuchi S., Satoh K., Nagata Т., Kawagashira N., Doi K. et. al. (68 co-authors). Collection, mapping, and annotation of over 28,000 cDNA clones from japonica rice. // Science. 2003. V. 301. P. 376-379.

151. Kilian В., Ozkan H., Deusch O., Effgen S., Brandolini A., Kohl J., Martin W. and Salamini F. Independent wheat В and G genome origins in outcrossing Aegilops progenitor haplotypes. // Mol. Biol. Evol. 2007. V. 24. P. 217-27.

152. Kjer K.M. Use of rRNA secondary structure in phylogenetic studies to identify homologous positions: an example of alignment and data presentation from the frogs. // Mol. Phyl. Evol. 1995. V. 4. P. 314-330.

153. Klaas M. Applications and inpact of molecular markers on evolutionary and diversity studies in the genus Allium. // Plant Breeding. 1998. V. 117. P. 297-308.

154. Koch M.A., Haubold В., Mitchell-Olds T. Comparative evolutionary analysis of chalcone synthase and alcohol dehydrogenase loci in Arabidopsis, Arabis, and related genera (Brassicaceae) // Mol. Biol. Evol. 2000. V. 17(10). P. 1483-1498.

155. Kolchinsky A., Kolesnikova M. and Ananiev E. "Portraying" of plant genomes using polymerase chain reaction amplification of ribosomal 5S genes. // Genome. 1991. V. 34. P. 1028-1031.

156. Konieczny A. and Ausubel F.M. A procedure for mapping Arabidopsis mutations using co-dominant ecotype- specifc PCR-bases markers. // Plant. 1993. V. 4. P. 403-410.

157. Korpelainen H. The evolutionary processes of mitochondrial and chloroplast genomes differ from those of nuclear genomes. // Naturwissenschaften. 2004. V. 91. P. 505-518.

158. Kota R., Rudd S., Facius A., Kolesov G., Thiel Т., Zhang H., Stein N., Mayer K. and Graner A. Snipping polymorphisms from large EST collections in barley (Hordeum vulgare L.). // Mol. Genet. Genomics. 2003. V. 270. P. 24-33.

159. Kraft P., Horvath S. The genetics of gene expression and gene mapping. // Trends Biotechnol. 2003. V. 21. P. 377-378.

160. Kreitman M. Nucleotide polymorphism at the alcohol dehydrogenase locus of Drosophila melanogaster. // Nature. 1983. V. 304. P. 412^17.

161. Kuhner M.K., Beerli P., Yamato J. and Felsenstein J. Usefulness of single nucleotide polymorphism data for estimating population parameters. // Genetics. 2000. V. 156. P. 439^47.

162. Kuhsel M.G.,Strickland R., Palmer J.D. An ancient group I intron shared by Eubacteria and chloroplast // Science. 1990. V. 250. P. 1570-1573.

163. Kulikova Т., Aldebert P., Althorpe N., Baker W., Bates K. et al. (29 co-authors)The EMBL Nucleotide Sequence Database. // Nucleic. Acids. Res. 2004. V. 32. P. D27-D30.

164. Kumar A., Hirochika H. Applications of retrotransposons as genetic tools in plant biology. // Trends. Plant. Sci. 2001. V. 6. P. 127-134.

165. Kumar S., Tamura K. and Nei M. MEGA3: Integrated Software for Molecular Evolutionary Genetics Analysis and Sequence Alignment. // Briefings in Bioinformatics. 2004. V. 5.P. 150-163.

166. Kwok P.Y. and Duan S. SNP discovery by direct DNA sequencing. // Methods Mol. Biol. 2003. V. 212. P. 71-84.

167. Lage J., Skovmand В., Репа RJ. and Andersen S.B. Grain quality of Emmer wheat derived synthetic haxaploid wheats. // Genet. Resour. Crop. Evol. 2006. V. 53(5). P. 955-962.

168. Laporte V. and Charlesworth D. Non-sex linked, nuclear cleaved ampli.ed polymorphic sequences mSilene latifolia. И J. Hered. 2001. V. 92. P. 357-359.

169. Lawrence G.H.M. A reclassification of the genus Iris. II Gentes Herbarum. 1953. V. 8. P. 346-371.

170. Lenz L.W. Hybridization and speciation in the Pacific Coast irises. // Aliso. 1959. V. 4. P. 237-309.

171. Lenz L.W. The status of Pardanthopsis (Iridaceae). // Aliso. 1972. V. 7. P. 4.

172. Li G., Gao M., Yang В., Quiros C.F. Gene for gene alignment between the Brassica and Arabidopsis genomes by direct transcriptome mapping. // Theor. Appl. Genet. 2003. V. 107. P. 168-180.

173. Lilienfeld F., Kihara H. Genomanalyse bei Triticum und Aegilops. V. Triticum timopheevi Zhuk. // Cytologia. 1934. V. 6. P. 87-122.

174. Litt M. and Luty J.A. A hypervariable microsatellite revealed by in vitro amplification of a dinucleotide repeat within the cardiac muscle actin gene. // Am. J. Hum. Genet. 1989. V. 44. P. 397-401.

175. Liu В., Vega J.M., Feldman M. Rapid genomic changes in newly synthesized amphiploids of Triticum and Aegilops. II. Changes in low-copy coding DNA sequences. // Genome. 1998. V. 41. P. 535-542.

176. Liu В., Segal G., Rong J. K., Feldman M. A chromosome-specific sequence common to the В genome of polyploid wheat and Aegilops searsii. // Plant. Syst. Evol. 2003. V. 241. P. 55-66.

177. Lu G., Moriyama E.N. Vector NTI, a balanced all-in-one sequence analysis suite. // Briefings in Bioinformatics 2004. V. 5. P. 378-388.

178. Ludovic G. and Pierre T. The use of chloroplast DNA to resolve plant phylogenies: noncoding versus rbcL sequences. // Mol. Biol. Evol. 1994. V. 11(5). P. 769-777.

179. Lyte C. The Iris in history: A guide to species Irises (their identification and cultivation) Cambridge University Press. 1997. P. 1-4.

180. Maloof J.N., Borevitz J.O., Dabi Т., Lutes J., Nehring R.B., Redfern J.L., Trainer G.T., Wilson J.M., Asami Т., Berry C.C., Weigel D., Chory J. Natural variation in light sensitivity of Arabidopsis. II Nature Genet. 2001. V. 29. P. 441-446

181. Mandy G. New concept of the origin of Triticum aestivum. И Acta Agronomica Hungarica. 1970. V. 19. P. 413-417.

182. Manninen I., and Schulman A.H. Bare-1, a Copia-like retroelement in barley СHordeum vulgare L). // Plant Mol. Biol. 1993. V. 22. P. 829-846.

183. Martin G.B., Williams J.G.K. and Tanksley S.D. Rapid identification of markers linked to the Pseudomonas resistance gene in tomato by using random primers and near-isogenic lines. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. P. 2336-2340.

184. Martin W. and Schnarrenberger C. The evolution of the Calvin cycle from prokaryotic to eukaryotic chromosomes: a case study of functional redundancy in ancient pathways through endosymbiosis. // Curr. Genet. 1997. V. 32. P. 1-18.

185. Martin N.H., Bouck A.C. and Arnold M.L. Detecting adaptive trait introgression between Iris fulva and I. brevicaulis highly selective field conditions. // Genetics. 2006. V.172. P.2481-2489.

186. Martfn-Bravo S., Meimberg H., Luceno M., Markl W., Valcarcel V., Brauchler C., Vargas P., Heubl G. Molecular systematics and biogeography of Resedaceae based on ITS and trnL-F sequences. // Mol. Phyl. Evol. 2007. V. 44(3). P. 1105-20.

187. Mason-Gamer R.J., Orme N.L., Anderson C.M. Phylogenetic analysis of North American Elymus and the monogenomic Triticeae (Poaceae) using three chloroplast DNA data sets. // Genome. 2002. V. 45. P. 991-1002.

188. Masters J.C. Taking phylogenetics beyond pattern analysis: can models of genome dynamics guide predictions about homoplasy in morphological and behavioral data sets? // J. Hum. Evol. 2007. V. 52(5). P. 522-35.

189. Mathew B. The Iris. Oregon Timber Press, Portland. 1989. 326 p.

190. Matsuoka Y., Yamazaki Y., Ogihara Y., Tsunewaki K. Whole chloroplast genome comparison of rice, maize, and wheat: implications for chloroplast gene diversificationand phylogeny of cereals. // Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19. P. 2084-2091.

191. Matthews D.E., Lazo G.R., Carollo V.L., Anderson O.D. Bioinformatics and Triticeae genomics: resources and future development. // In: Gupta PK, Varshney RK (eds) Cereal genomics. Kluwer, Dordrecht. 2005. P. 425-446.

192. McFadden E.S., Sears E.R. The origin of Triticum spelta and its free-threshing hexaploid relatives. // J. Hered. 1946. V. 37. P. 81-89.

193. Mohler V., Klahr A., Wenzel G., Schwarz G. A resistance gene analog useful for targeting disease resistance genes against different pathogens on group IS chromosomes of barley, wheat and rye. // Theor. Appl. Genet. 2002. V. 105. P. 364-368.

194. Mori N., Liu Y.-G., Tsunewaki T. Wheat phylogeny determined by RFLP analysis of nuclear DNA. 2. Wild tetraploid wheats. // Theor. Appl. Genet. 1995. V. 90. P. 129-134.

195. Morton B.R., Clegg M.T. A chloroplast DNA mutational hotspot and gene conversion in a noncoding region near rbcL in the grass family (Poaceae) // Curr. Genet. 1993. V. 24(4). P. 357-365.

196. Morton B.R Neighboring base composition and transversion/transition bias in a comparison of rice and maize chloroplast noncoding regions. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1995. V. 92(21). P. 9717-9721.

197. Morton B.R., Clegg M.T Neighboring base composition is strongly correlated with base substitution bias in a region of the chloroplast genome. // J. Mol. Evol. 1995. V. 41(5). P. 597-603.

198. Morton B.R., Gaut B.S. and Clegg M. T. Evolution of alcohol dehydrogenase genes in the Palm and Grass families // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 11735-11739.

199. Mullet J.E., Klein R.R., Klein P.E. Sorghum bicolor—an important species for comparative grass genomics and a source of beneficial genes for agriculture. // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. V. 5. P. 118-121.

200. Miiller K.F., Borsch Т., Hilu K.W. Phylogenetic utility of rapidly evolving DNA at high taxonomical levels: contrasting matK, trnT-¥, and rbcL in basal angiosperms.// Mol Phyl. Evol. 2006. V. 41(1). P. 99-117.

201. Myers R.M., Maniatis T. and Lerman L.S. Detection and localization of single base changes by denaturing gradient gel electrophoresis. // Methods Enzymol. 1987. V. 155. P. 501-527.

202. Nei M. and Li W.H. Mathematical model for studying genetic variation in terms of restriction endonucleases. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1979. V. 76. P. 5269-5273.

203. Nesbitt M. When and where did domesticated cereals first occur in southwest Asia? // The Down of Farming in the Near East. Berlin: Ex Oriente. 2002. P.l 13-132.

204. Neuhaus H., Link G. The chloroplast tRNALys(UUU) gene from mustard (Sinapis alba) contains a class II intron potentially coding for a maturase-related polypeptide. // Curr. Genet. 1987. V. 11. P. 251-257.

205. Nicholas K.B., Nicholas Jr. H.B., DeerWeld II D.W. GeneDoc: analysis and visualization of genetic variation. // EMBnetNews. 1997. V. 4. P. 14.

206. Nielsen R. and Signorovitch J. Correcting for ascertainment biases when analyzing SNP data: applications to the estimation of linkage disequilibrium. // Theor. Popul. Biol. 2003. V. 63. P. 245-255.

207. Ogihara Y., Tsunewaki K. Diversity and evolution of chloroplast DNA in Triticum and Aegilops as revealed by restriction fragment analysis. // Theor. Appl. Genet. 1988. V. 76. P. 321-332.

208. Orita M., Iwahana H., Kanazawa H., Hayashi K. and Sekiya T. Detection of polymorphisms of human DNA by gel electrophoresis as single-strand conformation polymorphisms. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 2766-2770.

209. Pagel M. Inferring the historical patterns of biological evolution. // Nature. 1999. V. 401(6756). P. 877-84.

210. Palmer J.D. Chloroplast DNA evolutionand biosystematics uses of chloroplast DNA variation. // Amer. Natur. 1987. V. 130. P. S6-S29.

211. Palmer J.D., Nugent J.M., Herbon L.A. Unusual structure of geranium chloroplast DNA: A triple-sized inverted repeat, extensive gene duplications, multiple inversions, and two repeat families // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84. P. 769-773.

212. Parsons Y.M. and Shaw K.L. Mapping unexplored genomes: a genetic linkage map of the Hawaiian cricket // Laupala. Genetics. 2002. V. 162. P. 1275-1282.

213. Percival J. The wheat plant: A monograph: London, Duckworth and Co. 1921.

214. Perry D.J. and Furnier G.R. Pinus banksiana has at least seven expressed alcohol dehydrogenase genes in two linked groups // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996.V. 93. P. 13020-13023.

215. Pestsova E., Korsun V., Goncharov N.P., Hammer K., Roder M.S. Microsatellite analysis of Aegilops tauschii germplasm. // Theor. Appl. Genet. 2000. V. 101. P. 100— 106.

216. Pflieger S., Lefebvre V., Causse M. The candidate gene approach in plant genetics: a review. // Mol. Breed. 2001. V. 7. P. 275-291

217. Pro van J., Wolters P., Caldwell K.H., Powell W. High-resolution organellar genome analysis of Triticum and Aegilops sheds new light on cytoplasm evolution in wheat. // Theor. Appl. Genet. 2004. V. 108. P. 1182-1190.

218. Podkowinski J., Sroga G.E., Haselkorn R. and Gornicki P. Structure of a gene encoding a cytosolic acetyl-CoA carboxylase of hexaploid wheat. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 1870-1874.

219. Ponting C.P., Lunter G. Signatures of adaptive evolution within human non-coding sequence. // Hum. Mol. Genet. 2006. V. 15(2). P. R170-R175.

220. Purugganan M.D., Wessler S.R. Transposon signature: speciesspecific molecular markers that utilize a class of multiple-copy nuclear DAN. //Mol. Ecol. 1995. V. 4. P. 265-269.

221. Qi L., Echalier В., Friebe В., Gill B.S. Molecular characterization of a set of wheat deletion stocks for use in chromosome bin mapping of ESTs. // Funct. Integr. Genomics. 2003. V. 3. P. 39-55.

222. Queen R.A., Gribbon B.M., James C., Jack P., Flavell A.J. Retrotransposon-based molecular markers for linkage and genetic diversity analysis in wheat. // Mol. Gen. Genet. 2004. V. 271. P. 91-97.

223. Queller D.C., Strassmann J.E. and Hughes C.R. Microsatellites and kinship. // Trends Ecol. Evol. 1993. V. 8. P. 285-288.

224. Rafalski A. Applications of single nucleotide polymorphisms in crop genetics. // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. V. 5. P. 94-100.

225. Randolph L.F., Nelson I.S., Plaisted R.L. Negative evidence of introgression afecting the stability of Louisiana iris species. // Cornell Univ. Agr. Expt. Stat. Memoir. 1967. V. 398. P. 1-56.

226. Reeves G., Chase M.W., Goldblatt P.,Rudall P., Fay M.F., Cox A.V., Lejeune В., Souza-Chies T.T. Molecular systematics of Iridaceae: Evidence from four plastid DNA regions. // Am. J. Bot. 2001 .V. 88. P. 2074-2087.

227. Rich S.M., Rosenthal B.M, Telford I.S.R., Spielman A., Hartl D.L. and Ayala F.J Heterogeneity of the internal transcribed spacer (ITS2) region within individual deer ticks. // Insect Molecular Biology. 1997. V. 6. P. 123-129.

228. Richardson J.E., Fay M.F., Cronk Q.C., Bowman D., Chase M.W. A phylogenetic analysis of Rhamnaceae using rbcL and trnL-F plastid DNA sequences // Am. J. Bot. 2000. V. 87. P. 1309-1324.

229. Riley R., Unrau J., Chapman V. Evidence on the origin of the В genome of wheat. // J. Hered. 1958. V. 49. P. 91-98.

230. Ritland K., Clegg M.T. Evolutionary analysis of plant DNA sequence. // Am. Nat. 1987. V. 130. P. s74-sl00.

231. Rodermel S.R., Bogorad L. Molecular evolution and nucleotide sequences of the maize plastid genes for the alpha subunit of CF1 (atpA) and the proteolipid subunit of CF0 (atpH) // Genetics. 1987. V. 116. P. 127-139.

232. Rodionenko G.I. The genus Iris L. (Questions of Morphology, Biology, Evolution, and Systematics). The British Iris society, London. 1987. 222 p.

233. Rossetto M., McNally J., Henry R.J. Evaluating the potential of SSR flanking regions for examining taxonomic relationships in the Vitaceae. // Theor. Appl. Genet. 2002. V. 104. P. 61-66.

234. Rudd S. Expressed sequence tags: alternative or complement to whole genome sequences? // Trends Plant Sci. 2003. V. 8. P. 321-329.

235. Rudd S., Schoof H. and Mayer K. PlantMarkers—a database of predicted molecular markers from plants // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. D628-D632.

236. Saiki R.K., Scharf S., Faloona F., Mullis K.B., Horn G.T., Erlich H.A. and Arnheim N. Enzymatic amplification of e-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia. // Science. 1985. V. 230. P. 1350-1354.

237. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: A new method for reconstructing phylogenetic trees. // Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4. P. 406^125.

238. Sakamura T. Kurze Mitteilung liber die Chromosomenzahlen und die Verwantschaftsverhaltnisse der Triticum-Arten. II Bot. Mag. (Tokyo). 1918. V. 32. P. 151-154.

239. Salamini F., Ozkan H., Brandolini A., Schafer-Pregl R., Martin W. Genetics and geography of wild cereal domestication in the Near East // Nature Reviews Genetics. 2002. V. 3.P. 429-441.

240. Salina E.A., Numerova O.M., Ozkan H., Feldman M. Alterations in subtelomeric tandem repeats during early stages of allopolyploidy in wheat. // Genome. 2004. V. 47(5). P. 860-867.

241. Salina E.A., Leonova I.N., Efremova T.T., Roder M.S.Wheat genome structure: translocations during the course of polyploidization. // Funct. Integr. Genomics. 2006. V. 6(1). P. 71-80.

242. Sang Т., Donoghue M.J., Zhang D. Evolution of alcohol dehydrogenase genes in peonies (Paeonia): phylogenetic relationships of putative nonhybrid species // Mol. Biol. Evol. 1997. V. 14(10). P. 994-1007.

243. Sanger F., Nicklen, S. and Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V. 74(12). P. 5463-5467.

244. Sasaki Y., Konishi T. and Nagano Y. The compartmentation of acetyl-coenzyme a carboxylase in plants. // Plant Physiol. 1995. V. 108. P. 445^149.

245. Sasanuma Т., Miyashita N.T., Tsunewaki K. Wheat phylogeny determined by RFLP analysis of nuclear DNA. 3. Intra- and interspecific variation of five Aegilops Sitopsis species. // Theor. Appl. Genet. 1996.V. 92. P. 928-934.

246. Schierwater В. and Ender A. Different thermostable DNA polymerases may amplify different RAPD products. // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 4647-4648.

247. Schlotterer C. The evolution of molecular markers just a matter of fashion? // Nature Reviews, Genetics. 2004. V. 5. P. 63-69.

248. Schwartz D. The genetic control of alcohol dehydrogenase in maize: gene duplication and repression // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1966. V. 56. P. 1431-1436.

249. Scovel G., Benmeir H., Ovadis M., Itzhaki H., Vainstein A. RAPD and RFLP markers tightly linked to the locus controlling Carnation (Dianthus caryophyllus) flower type. // Theor. Appl. Genet. 1998. V. 96. P. 117-122.

250. Shimada H., Sugiura M. Pse-udogenes and short repeated sequencesin the rise chloroplast genome // Curr. Genet. 1989. V.16. P.293-301.

251. Shimizu K., Miyabe Y., Nagaike H., Yabuya Т., Adachi T. Production of somatic hybrid plants between Iris ensata Thumb, and I.germanica L. // Euphytica. 1999. V. 107. P. 105-113.

252. Small R.L. and Wendel J.F. Phylogeny, duplication, and intraspecific variation of Adh sequences in new world diploid cottons (Gossypium L., Malvaceae) // Mol. Phyl. Evol. 2000. V. 16(1). P. 73-84.

253. Small R.L. and Wendel J.F. Differential Evolutionary Dynamics of Duplicated Paralogous Adh Loci in Alotetraploid Cotton (Gossypium) // Mol. Biol. Evol. 2002. V. 19(5). P. 597-607.

254. Sneath P.H., Sokal R.R. Numerical taxonomy. The principles and practice of numerical classification. San Francisco: W. H. Freeman and Co. 1973. 200 p.

255. Soltis P.S., Soltis D.E., Doyle J.J. Molecular systematics of plants. New York: Chapman and Hall. 1992.

256. Soltis E.D., Soltis P.S. Contributions of plant molecular systematics to studies of molecular evolution. // Plant. Mol. Biol. 2000. V. 42. P. 45-75.

257. Song G., Sang Т., Lu B.-R., Hong D.-Y. Phylogeny of rice genomes with emphasis on origins of allotetraploid species // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 14400-14405.

258. Song K., Lu P., Tang K., Osborn T.C. Rapid genome changes in synthetic polyploids of Brassica and its importance for polyploidy evolution. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 7719-772.

259. Souza-Chies T.T., Bittar G., Nadot S., Carter L., Besin E., Lejeune B. Phylogenetic analysis of Iridaceae with parsimony and distance methods using the plastid gene rps4II PI. Syst. Evol. 1997. V. 204. P. 109-123.

260. Sturtevant A.H. The linear arrangement of six sexlinked factors in Drosophila, as shown by their mode of association. // J. Exp. Zool. 1913. V. 14. P. 43-59.

261. Sun G.L., Diaz O., Salomon В., von Bothmer R. Genetic diversity in Elymus caninus as revealed by isozyme, RAPD, and microsatellite markers // Genome. 1999. V. 42. P. 420-431.

262. Svitashev S., Bryngelsson T.L.X., Wang R.R. Genome-specific repetitive DNA and RAPD markers for genome identification in Elymus and Hordelymus II Genome. 1998. V. 41. P. 120-128.

263. Taberlet P., Gielly L., Pautou G., Bouvet J. Universal primers for amplification of three non-coding regions of chloroplast DNA // Plant Mol. Biol. 1991. V. 17. P. 11051109.

264. Takahashi A., Tsaur S.-C., Coyne J.A., Wu C.-I. Hd6, a rice quantitative trait locus involved in photoperiod sensitivity, encodes the alpha subunit of protein kinase CK2. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 7922-7927.

265. Tanaka M., Kawahara Т., Sano J. The evolution of wild tetraploid wheats. Proceed. 5th Intern. Wheat Genet. Symp. New Delhi. 1978. V. 1. P. 73-80.

266. Tanksley S., McCouch S. Seed banks and molecular maps: unlocking genetic potential from the wild. // Science. 1997. V. 277. P. 1063-1066.

267. Tautz D. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers. //Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 6463-6471.

268. Taylor J.L. A reclassification of Iris species bearing arillate seeds. // Proc. Biol. Soc. Washington. 1976. V. 89. P. 411-420.

269. Ted H.M. Mes Origin and evolution of the Macaronesian Sempervivoideae (Crassulaceae) Proefschrift Universiteit Utrecht 1995.

270. Terachi Т., Tsunewaki K. The molecular basis of genetic diversity among Aegilops species having identical chloroplast genomes. // Theor. Appl. Genet. 1986. V. 73. P. 175-181.

271. Terachi Т., Tsunewaki K. The molecular basis of genetic diversity among cytoplasms of Triticum and Aegilops. VIII. Mitochondrial RFLP analysis using cloned gene as probes. // Mol. Biol. Evol. 1992. V. 9. P. 917-931.

272. The Arabidopsis Genome Initiative. Analysis of the genome sequence of the flowering plant Arabidopsis thaliana. //Nature. 2002. V. 408. P. 796-815.

273. Thiel Т., Michalek W., Varshney R.K. and Graner A. Exploiting EST databases for the development and characterization of gene-derived SSR-markers in barley (.Hordeum vulgare L.). // Theor. Appl. Genet. 2003. V. 106. P. 411^122.

274. Thompson J.D., Higgins D.G., and Gibson T.J. Clustal W: Inproving the sensitivity of penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Res. 1997. V. 22. P. 4673-4680.

275. Thornsberry J.M., Goodman M.M., Doebley J., Kresovich S., Nielsen D., Buckler E.S. DwarfS polymorphism associate with variation in flowering time. // Nature Genet. 2004. V. 28. P. 286-289.

276. Tschermak E. von Bleier H. Uber fruchtbare ^eg/Zo/w-Weizenbastarde (Beispiele fur die Entstehung neuer Arten durch Bastardierung) // Berichte der Deutsch. Botan. Gesellschaft. 1924. Bd. 44. P. 110-132.

277. Tsunewaki K., Mukai Y., Tsuji S., Murata M. Genetic diversity of the cytoplasm in Triticum and Aegilops. V. Classification of 23 cytoplasm into eight plasma types. // Japan. J. Genet. 1976. Y. 51. P. 175-191.

278. Tsunewaki K., Wang G.-Z., Matsuoka Y. Plasmon analysis of Triticum (wheat) and Aegilops. 2. Characterization and classification of 47 plasmons based on their effects on common wheat phenotype. // Genes Genet. Syst. 2002. V. 77. P. 409^127.

279. Umezono K., Ozeki H. Chloroplast gene organization in plants. // Trends in Genetics. 1987. V. 3. P. 281-287.

280. Unkles S.E., Duncan J.M. and Kinghorn J.R. Zinc fingerprinting for Phytophthora species: ZIF markers. //Curr. Genet. 1992. V. 22. P. 317-318.

281. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., van de Lee Т., Homes M., Friters A., Pot J., Paleman J., Kuiper M. and Zabeau M. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. //Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4407-4414.

282. Wakeley J., Nielsen R., Liu-Cordero S. N. and Ardlie K. The discovery of single-nucleotide polymorphisms —and inferences about human demographic history. // Am. J. Hum. Genet. 2001. V. 69. P. 1332-1347.

283. Wang G.-Z., Miyashita N. Т., Tsunewaki K. Plasmon analyses of Triticum (wheat) and Aegilops: PCR-single-strand conformational polymorphism (PCR-SSCP) analyses of organellar DNAs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 1457014577.

284. Wardrop J., Fuller J., Powell W., Machray G.C. Exploiting plant somatic radiationhybrids for physical mapping of expressed sequence tags. // Theor. Appl. Genet. 2003. V. 108. P. 343-348.

285. Weil M.M., Pershad R., Wang R. and Zhao S. Use of ВАС end sequences for SNP discovery. // Methods Mol. Biol. 2004. V. 256. P. 1-6.

286. Weining S. and Langridge P. Identification and mapping of. polymorphism in cereals based on the polymerase chain, reaction. // Theor. Appl. Genet. 1991. V. 82. P. 209-216.

287. Welsh J., McCleland M. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers. //Nucleic Acids. Res. 1990. V. 18. P. 7213-7218.

288. Williams C.A., Harborne J. and Colasantet M. Favonoid and xanthone patterns in bearded iris species and the Pathway of chemical evolution in the genus // Biochemical Systematics and Ecology. 1997. V. 25(4). P. 309-325.

289. Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A. and Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. // Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 6531-6535.

290. Wilson C.A. A cladistic analysis of Iris series Californicae based on morphological data. // Syst. Bot. 1998. V. 23. P. 73-88.

291. Wilson C.A. Phylogenetic relationships in Iris series Californicae based on ITS sequences of nuclear ribosomal DNA. // Syst. Bot. 2003. V. 28. P. 39^16.

292. Wolfe K.H., Morden C.W. and Palmer J.D. Function and evolution of a minimal plastid genome from a nonphotosynthetic parasitic plant // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 10648-10652.

293. Wong W.S.W., Nielsen R. Detecting selection in noncoding regions of nucleotide sequences // Genetics. 2004. V. 167. P. 949-958.

294. Wu Q.-G., Cutler D.F. Taxonomic, evolutionary and ecological implications of the leaf anatomy of rhizamatous Iris species. // Bot. J. Linn. Soc. 1985. V. 90. P. 253303.

295. Xiang J.Q., Moody M.L., Soltis D.E., Fan C., Soltis P.S. Relationships within Cornales and circumscription of CornaceaQ-matK and rbcL sequence data and effects of outgroups and long branches. // Mol. Phyl. Evol. 2002. V. 24(1). P. 35-57.

296. Yan L., Loukoianov A., Tranquilli G., Helguera M., Fahima Т., Dubcovsky J. Positional cloning of the wheat vernalization gene VRN1. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. P. 6263-6268.

297. Yan L., Fu D., Li C., Blechl A., Tranquilli G., Bonafede M., Sanchez A., Yalarik M., Yasuda S., and Dubcovsky J. The wheat and barley vernalization gene VRN3 is an orthologue of FT. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103(51). P. 19581-1958.

298. Yang Y.W., Tai P.Y., Chen Y., Li W.H. A study of the phylogeny of Brassica rapa, B. nigra, Raphanus sativus, and their related genera using noncoding regions of chloroplast DNA. // Mol. Phyl. Evol. 2002. V. 23(2). P. 268-275.

299. Ye Q., Qiu Y.-X., Quo Y.-Q., Chen J.-X., Yang S.-Z., Zhao M.-S. and Fu С.-Х. Species-specific SCAR markers for authentication of Sinocalycanthus chinensis II J. Zhejiang. Univ. Sci. B. 2006. V. 7(11). P. 868-872.

300. Young N.D. Concordance and discordance: a tale of two hybrid zones in the Paci.c Coast irises (Iridaceae). // Am. J. Bot. 1996. V. 83. P. 1623-1629.

301. Young N. D., dePamphilis C. W. Purifying Selection Detected in the Plastid Gene matK and Flanking Ribozyme Regions Within a Group II Intron of Nonphotosynthetic // Plants. Mol. Biol. Evol. 2000. Y. 17. P. 1933-1941.

302. Zietkiewicz E., Rafalski A. and Labuda D. Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification. // Genomics. 1994. V. 20. P. 176-183.

303. Zhou T.B., Auckland L.D. and Williams C.G. Undermethylated DNA as a source of microsatellites from a conifer genome // Genome. 2002. V. 45. P. 91-99.

304. Zhu W., Schlueter S.D., Brendel V.Refine Annotation of the Arabidopsis genome by complete expressed sequence tagmapping. // Plant Physiol. 2003. V. 132. P. 469^-84.