Молекулярно-генетические и биологические свойства вируса заразного узелкового дерматита, выделенного в Республике Северная Осетия - Алания в 2015 году тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.02, кандидат наук Усадов Тимур Равильевич

• Усадов Тимур Равильевич
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Усадов Тимур Равильевич

ОГЛАВЛЕНИЕ

1 ОСНОВНЫЕ ПОЛОЖЕНИЯ ДИССЕРТАЦИОННОЙ 6 РАБОТЫ

1.1 Актуальность темы

1.2 Степень разработанности проблемы

1.3 Цель и задачи исследования

1.4 Научная новизна результатов исследований

1.5 Теоретическая и практическая значимость работы

1.6 Методология и методы исследования

1.7 Основные положения диссертации, выносимые на защиту

1.8 Степень достоверности и апробация результатов работы

1.9 Объем и структура диссертации

1.10 Личный вклад соискателя

1.11 Публикации

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 Распространение ЗУД

2.1.1 Распространение ЗУД в мире

2.1.2 Распространение ЗУД на территории Российской Федерации

2.2 Эпизоотологическая характеристика ЗУД

2.3 Характеристика семейства Poxviridae 16 2.3.1 Классификация поксвирусов

2.3.2 Строение поксвирусов

2.3.3 Репродукция поксвирусов

2.3.4 Геном вируса ЗУД

2.4 Общая характеристика ЗУД

2.4.1 Патогенез и клиническая картина при ЗУД

2.4.2 Патологоанатомические изменения при ЗУД

2.5 Лабораторные методы диагностики вируса ЗУД

2.5.1 Культивирование вируса ЗУД

2.5.2 Электронная микроскопия

5.2.3 Серологические методы диагностики ЗУД

2.5.4 Гистологические методы диагностики ЗУД

2.5.5 Молекулярно-генетические методы диагностики вируса ЗУД

2.6 Меры борьбы и профилактики ЗУД

2.6.1 Методы лечения

2.6.2 Меры борьбы и вакцинация

2.7 Заключение по обзору литературы

3 ОБЪЕКТ, МЕТОДИКА И УСЛОВИЯ ПРОВЕДЕНИЯ 44 ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1 Материалы

3.1.1 Вирусы

3.1.2 Бактериальные клетки

3.1.3 Культуры клеток

3.1.4 Животные

3.1.5 Питательные среды, растворы, сыворотки и реактивы

3.1.6 Расходные материалы

3.1.7 Реактивы

3.1.8 Лабораторное оборудование 46 3.2 Методы

3.2.1 Выделение вируса ЗУД из суспензии образцов биопсии на первичной культуре клеток

3.2.2 Титрование вируса

3.2.3 Адаптация вируса к перевиваемым культурам клеток 48 3.2.4. Изучение патогенных свойств вируса ЗУД

3.2.5 Подбор олигонуклеотидных праймеров и зондов

3.2.6 Выделение и очистка нуклеиновых кислот

3.2.7 Проведение ПЦР с детекцией продуктов амплификации 50 методом электрофореза

3.2.8 Проведение ПЦР в режиме реального времени (ПЦР-РВ)

3.2.9 Нуклеотидное секвенирование

3.2.10 Филогенетический анализ

3.2.11 Молекулярное клонирование продуктов ПЦР

3.2.12 Статистическая обработка результатов исследований

- з

4 РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ

4.1 Идентификация вируса ЗУД выделенного на территории 55 Республики Северная Осетия - Алания 2015 г.

4.2 Выделение вируса ЗУД в первичных культурах клеток тестикул ягненка и тестикул козлёнка

4.3 Адаптация вируса ЗУД изолята «РСОА-15» к перевиваемым культурам клеток

4.3.1 Адаптация вируса ЗУД к перевиваемой культуре клеток ПО

4.3.2 Адаптация вируса ЗУД к перевиваемой культуре клеток VERO

4.4 Изучение патогенных свойств вируса ЗУД изолята «РСОА- 64 15»

4.4.1 Патогенность вируса ЗУД для КРС

4.4.2 Патогенность вируса ЗУД для овец

4.5 Разработка тест-системы на основе ПЦР-РВ для выявления 70 ДНК вируса ЗУД

4.6 Молекулярно-генетическая характеристика вируса ЗУД 76 изолята «РСОА-15»

4.6.1 Секвенирование и филогенетический анализ гена LSDV 011 76 изолята «РСОА-15» вируса ЗУД.

4.6.2 Секвенирование и филогенетический анализ гена LSDV 126 80 изолята «РСОА-15» вируса ЗУД

4.6.3 Секвенирование и филогенетический анализ гена LSDV 129 81 изолята «РСОА-15» вируса ЗУД.

5 ЗАКЛЮЧЕНИЕ

6 ВЫВОДЫ

7 ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ

8 ПЕРСПЕКТИВЫ ДАЛЬНЕЙШЕЙ РАЗРАБОТКИ ТЕМЫ

9 СПИСОК НАУЧНЫХ РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО 93 ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

10 СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

11 СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

12 ПРИЛОЖЕНИЯ

1 ОСНОВНЫЕ ПОЛОЖЕНИЯ ДИССЕРТАЦИОННОЙ РАБОТЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-генетические и биологические свойства вируса заразного узелкового дерматита, выделенного в Республике Северная Осетия - Алания в 2015 году»

1.1 Актуальность темы

Заразный узелковый дерматит крупного рогатого скота (ЗУД) (нодулярный дерматит, злокачественный узелковый дерматит, бугорчатка) — трансмиссивная вирусная болезнь КРС, характеризующаяся появлением многочисленных нодул (узелков) на коже, эпителии слизистых оболочек ротовой и носовой полостей, пищевода, трахеи, бронхов.

Болезнь более выражена у коров на пике лактации и вызывает резкое снижение удоев, часто приводит к вторичному бактериальному маститу, бесплодию и выкидышам [9]. В настоящее время ЗУД встречается в 34 странах Африки и Азии. По официальным сводкам МЭБ за три года (с 2013 по 2015 гг.) это заболевание широко распространилось в странах Ближнего Востока (Турции, Ираке, Египте, Иране, а также на Кипре и в Греции [13; 60; 121].

В 2015 г. первые случаи ЗУД были зарегистрированы в России на территории Чеченской Республики и в Дагестане. Затем было выявлено уже 17 вспышек болезни в трёх субъектах РФ (Республике Северная Осетия-Алания, Краснодарском крае и Волгоградской области) [34; 61]. В 2018 г. вспышки ЗУД были зарегистрированы в Курганской, Омской, Оренбургской, Самарской, Саратовской, Свердловской и Челябинской областях [13; 14].

Возбудитель ЗУД — ДНК-содержащий вирус семейства Poxviridae (род Capripoxvirus) [67; 81]. В естественных условиях клинические признаки заболевания наблюдали у КРС, африканских буйволов (Syncerus caffer), спрингбоков (Antidorcas marsupialis), сернобыков (Oryx leucoryx, O. gazelle) [10; 104].

Всемирная организация по охране здоровья животных (OIE) включает ЗУД в категорию заболеваний, подлежащих обязательному уведомлению из-за существенного экономического ущерба [111].

Наиболее доступные и широко используемыми методами диагностики ЗУД являются серологические методы, такие как МФА (метод флуоресцирующих антител), ИФА (иммуноферментный анализ) и реакция нейтрализации [112]. Также для обнаружения каприпоксвирусов было разработано много различных тест-систем на основе ПЦР и петлевой изотермической реакции (LAMP). Но, к сожалению, существующие в настоящий момент протоколы ПЦР позволяют либо отвечать на вопрос, содержатся ли в образце фрагменты геномов каприпоксвирусов, либо позволяют идентифицировать геном вируса ЗУД только после рестрикционного анализа ампликонов или плавления с высоким разрешением (HRM - анализ) [145].

1.2 Степень разработанности проблемы

Существующие в настоящий момент большинство протоколов ПЦР, основанные на выявлении консервативного гена P32 обладают высокой чувствительностью, но не позволяют дифференцировать геномы возбудителей каприпоксвирусных инфекций (вирусы ЗУД, оспы овец и оспы коз) [60; 122]. Для идентификации генома вируса ЗУД приходится дополнительно проводить рестрикционный анализ ампликонов или применять метод плавления с высоким разрешением [19; 34].

Для изучения всех звеньев эпизоотического процесса и оценки роли разных животных в передаче вируса очень важны исследования патогенности вируса ЗУД не только для КРС, но и для мелкого рогатого скота и диких жвачных животных. Так, Кукушкина М.С. с соавт. в 2016 году провели экспериментальное заражение взрослых овец вирусом ЗУД и показали, что вирус слабопатогенен для овец, вызывает образование нодул

в точках введения и лихорадку. Ранее сообщалось о патогенности вируса ЗУД для диких животных — импалы (Aepyceros те1атрш) и жирафа (Giraffe сате1ораМаШ), которые оказались восприимчивыми при экспериментальном заражении [58].

Изучение вирулентных свойств изолятов вируса ЗУД, циркулирующих в разных географических территориях, а также определение их молекулярно-генетических характеристик позволит оценить их генетическое разнообразие, которое необходимо для анализа эволюции и изучения особенностей распространения этого возбудителя [62].

1.3 Цель и задачи исследования

Целью диссертационной работы являлось изучение молекулярно-генетических и биологических свойств изолята «РСОА-15» вируса заразного узелкового дерматита крупного рогатого скота.

Для достижения поставленной цели необходимо решить следующие задачи:

1. Выделить в первичных культурах клеток вирус ЗУД, вызвавший заболевание КРС в Республике Северная Осетия - Алания в 2015 г.

2. Адаптировать к перевиваемым культурам клеток изолят «РСОА-15» вируса ЗУД.

3. Изучить патогенные свойства изолята «РСОА-15» вируса ЗУД на КРС и на овцах.

4. Разработать тест-систему на основе ПЦР в реальном времени для выявления генома вируса ЗУД и дифференциации его от вирусов оспы овец и оспы коз.

5. Изучить молекулярно-генетические характеристики изолята «РСОА-15» вируса ЗУД.

1.4 Научная новизна результатов исследований

Изолят «РСОА-15» вируса ЗУД адаптирован к перевиваемым культурам клеток почки овцы и VERO.

Изучены патогенные свойства выделенного в Республике Северная Осетия - Алания вируса ЗУД на КРС и овцах.

Впервые определены и депонированы в GenBank нуклеотидные последовательности генов LSDV126, LSDV011, LSDV074 вируса ЗУД изолята «РСОА-15» под номерами доступа MH077562, KY595106, MH029289.

1.5 Теоретическая и практическая значимость работы

Показано, что выделенный в Северной Осетии изолят вируса ЗУД, вызывает клинические проявления болезни не только у КРС, но и у овец.

Разработана тест-система для выявления и дифференциации вируса ЗУД методом ПЦР в режиме реального времени на основе амплификации фрагмента гена LSDV129 вируса ЗУД, обладающая высокой специфичностью и чувствительностью, составляющей 1,00 ± 0,15 ТЦД50/см3.

Разработаны «Методические положения по выявлению генома вируса ЗУД методом ПЦР-РВ», которые одобрены ученым советом и утверждены директором ФГБНУ ФИЦВиМ 13 июля 2018 г.

1.6 Методология и методы исследования

Методология проведенных исследований включает стандартные процедуры с использованием различных материалов и естественно восприимчивых животных.

В работе использовали молекулярно-биологические (ПЦР-РВ, ПЦР, секвенирование и филогенетический анализ, лигирование, трансфекция и

клонирование), вирусологические (заражение восприимчивых животных, титрование вируса и культивирование вируса на культурах клеток).

Диссертационная работа выполнена на базе лаборатории «Арбовирусные инфекции» ФГБНУ ФИЦ ВиМ в 2016-2019 гг.

1.7 Основные положения диссертации, выносимые на защиту.

1. Биологические свойства исходного и адаптированного к культурам клеток изолята «РСОА-15» вируса ЗУД.

2. Тест-система для выявления ДНК вируса ЗУД методом полимеразной цепной реакции в режиме реального времени, позволяющая идентифицировать геном указанного вируса и обладающая аналитической чувствительностью 1,0 ± 0,15 lg ТЦД50/см3.

3. Молекулярно-генетическая характеристика изолята «РСОА-15» вируса ЗУД;

1.8 Степень достоверности и апробация результатов работы.

Достоверность результатов исследований подтверждена статистическими исследованиями и комиссионными испытаниями. Акт комиссионных испытаний утвержден директором ФГБНУ ФИЦВиМ 13 июля 2018 г.

Основные положения диссертационной работы доложены и обсуждены на заседаниях ученого совета ФГБНУ ФИЦВиМ (2016 -2019 гг.).

Статистическая обработка включала расчёты средних арифметических значений, стандартных отклонений результатов полимеразной цепной реакции в режиме реального времени, вычисления эволюционных дистанций с помощью программы «MEGA 5.0».

Результаты диссертационной работы представлены и обсуждены на XI международном конгрессе EPIZONE (Франция, г. Париж 2017 г.), на 23

Международной Пущинской школе-конференции молодых учёных "Биология - наука 21 века" (Россия, г. Пущино, 2019 г.)

1.9 Объем и структура диссертации

Диссертация изложена на 116 страницах и включает следующие главы: введение; обзор литературы; объект, методика и условия проведения исследований; результаты собственных исследований; заключение; выводы; список работ, опубликованных по теме диссертационной работы; список использованных сокращений; список использованной литературы; приложения; иллюстрирована 19 рисунками и 8 таблицами.

1.10 Личный вклад соискателя

Исследования по теме диссертационной работы (планирование и выполнение основных работ экспериментов, обобщение полученных результатов) проведены соискателем самостоятельно. Консультативную и методическую помощь при выполнении отдельных этапов работы оказывали: к.в.н. Моргунов Ю.П., к.б.н. Колбасова О.Л., к.в.н. Живодеров С.П.

1.11 Публикации

По теме диссертации опубликовано 3 научные работы: в журнале «Transboundary and Emerging Diseases», входящем в библиографическую базу данных «Web of Science»; в журнале «Сельскохозяйственная биология», входящем в библиографическую базу данных «Scopus»; в журнале «Ветеринария», включенных в перечень изданий, рекомендованных ВАК Министерства образования и науки Российской Федерации.

Также были опубликованы тезисы по материалам конференций EPIZONE (Франция, г. Париж 2017 г.) и 23 Международной Пущинской

школы-конференции молодых учёных "Биология - наука 21 века" (Россия, г. Пущино, 2019 г.

2 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 Распространение ЗУД

2.1.1 Распространение ЗУД в мире

Впервые клинические признаки заразного узелкового дерматита (ЗУД) были описаны в Замбии (бывшая Северная Родезия) в 1929 г. [63]. Затем вспышки болезни были зарегистрированы в 1943 и 1945 гг. в Ботсване (Бечуаналенд), Зимбабве (Южная Родезия) и Южно-Африканской Республике. Панзоотия этого заболевания в Южной Африке, продолжавшаяся до 1949 г., охватила около 8 млн голов крупного рогатого скота и, как следствие, повлекла за собой огромные экономические потери [63; 144; 156].

В Восточной Африке ЗУД был впервые выявлен - в Кении (1957 г.), Судане (1972 г.), а также в Западной Африке в 1974 и 1983 гг. С 1929 по 1986 гг. это заболевание распространялось только в странах Африки к югу от Сахары [49].

В мае 1988 г. вспышки ЗУД были зарегистрированы в Египте, как предполагалось, вирус был занесён со скотом, импортированным из Африки. Летом 1989 г. заболевание быстро распространилось на 22 из 26 мухафаз Египта [51]. Быстрое проведение вакцинации почти 2 млн голов крупного рогатого скота вакциной против оспы овец привело к резкому снижению заболеваемости до 2 % от всей популяции крупного рогатого скота. При этом падеж животных составил 14492 головы [51].

Первые вспышки ЗУД за пределами Африки были описаны в Кувейте (1986 г.), Объединенных Арабских Эмиратах, Арабской Республике Йемен,

Демократической Народной Республике Йемен [108] и Израиле в 1989 году [41; 98; 136; 139].

С тех пор лабораторно подтвержденные очаги наблюдались на Аравийском полуострове и на Ближнем Востоке (Турция, Кипр, Азербайджан, Иран, Ирак, Израиль, Иордания, Кувейт, Ливан и Палестинские автономные территории) [133]. В ноябре 2014 года и августе 2015 года заболевание впервые зарегистрировано в Европе, соответственно на Кипре и в Греции [69; 127].

Кроме того, в 2015 г. вспышки ЗУД были отмечены в нескольких регионах Африки и на Ближнем Востоке (Египте, Израиле, Ираке, Иране, Ливане, Иордании и Турции) [27; 32; 126; 133].

Начиная с 2016 г. ЗУД распространился по различным балканским странам (Болгария, Республика Македония, Сербия, Косово, Албания и Черногория) [53; 127].

В период с июля 2012 г. по декабрь 2018 г. вспышки ЗУД были зарегистрированы в 22 разных стран Ближнего Востока включая Египет, Грецию, Сербию, Израиль, Турцию, Иран, Ирак, Грузию и Россию [4; 14; 26].

В общей сложности было охвачено 7593 населенных пунктов, причем в течение всего периода заболело более 46 000 голов, пало 3700 животных, а около 17 500 голов было вынужденно убито. Наблюдаемая заболеваемость и смертность в каждом случае имела переменную величину со средним значением 1,4% и 0% соответственно [26].

2.1.2 Распространение ЗУД на территории Российской Федерации

Первые сообщения о вспышках ЗУД в Российской Федерации появились летом 2015 г. в Тляратинском районе (сёла Барнаб и Камилух) Республики Дагестан, граничащих с Азербайджаном и Грузией. В августе

того же года ЗУД был диагностирован в станице Калиновская Наурского района Чеченской Республики. В сентябре - октябре 2015 года фермеры из села Кырджин (Республика Северная Осетия-Алания, Кировский район) заметили неизвестное заболевание, возникщее у 75 голов крупного рогатого скота всех возрастов. При исследовании образцов кожных узлов (нодул) при помощи ПЦР анализа была выявлена ДНК вируса ЗУД [3; 5].

Во второй половине 2015 г. было зарегистрировано 17 очагов болезни в 3 субъектах РФ: Республике Дагестан (11 очагов), Чеченской Республике (4 очага) и Республике Северная Осетия (2 очага) [6; 9; 13].

По данным Россельхознадзора в 2016 г. вспышки ЗУД были установлены в Республике Дагестан (28 вспышек), Республике Чечня (108 вспышек), Республике Ингушетия (35 вспышек), Республике Кабардино-Балкария (1 вспышка), Республике Карачаево-Черкессия (10 вспышек), Ставропольском крае (30 вспышек), Краснодарском крае (5 очагов), Республике Калмыкия (57 вспышек), Ростовской области (5 вспышек), Астраханской области (10 вспышек), Волгоградской области (9 вспышек), Воронежской области (1 вспышка), Тамбовской области (6 вспышек), Рязанской области (2 вспышки), Самарской области (5 вспышек). Всего в 2016 г. заразный узелковый дерматит был выявлен в 313 населённых пунктах 16 регионов России [13; 14].

В 2017-2018 гг., в результате тотальной вакцинации поголовья крупного рогатого скота вакциной против оспы овец, наблюдалось резкое снижение числа вспышек ЗУД. Однако по-прежнему наблюдалось продвижение вируса ЗУД на северо-восток [14].

Так, в 2017 г. ЗУД был отмечен в 6 регионах России (Республика Башкортостан -1 вспышка, Ульяновская область-1 вспышка), а в 2018 г. ЗУД был обнаружен в Челябинской области- 4 вспышки, Свердловской области - 1 вспышка, Омской области- 5 вспышек). При этом, в 2 регионах РФ

(Самарская и Саратовская области), вспышки ЗУД с 2015 г. регистрировались ежегодно [14].

2.2 Эпизоотологическая характеристика ЗУД

Заразный узелковый дерматит крупного рогатого скота (нодулярный дерматит, злокачественный узелковый дерматит, бугорчатка, Dermatitis nodularis bovum) — трансмиссивная вирусная болезнь КРС, характеризующаяся высокой патогенностью, но низким уровнем смертности. В естественных условиях клинические признаки заболевания наблюдали у КРС, африканских буйволов (Syncerus caffer), спрингбоков (Antidorcas marsupialis), сернобыков (Oryx leucoryx, O. gazelle) [10; 67].

К экспериментальному заражению вирусом ЗУД восприимчивы кролики и морские свинки, также было показано, что вирус Neethling вызывает гибель мышат-сосунов на 5-6 сутки [8; 12; 110].

Однако некоторые аспекты эпизоотологии ЗУД остаются до настоящего времени неясными, включая быстрое распространение вируса в летние месяцы. Анализ вспышек ЗУД в России в 2016 г. показывает, что наибольшее количество больных животных было зарегистрировано в жаркие месяцы (июнь и июль), что согласуется с теорией трансмиссивной передачи вируса членистоногими [70].

Lubinga et al. (2013) сообщили о наличии антигена ЗУД в тканях клещей и продемонстрировали трансовариальную передачу вируса у клещей отряда Ixodida [74].

Tuppurainen, Venter, Coetzer и Bell-Sakyia (2015г.) обнаружили ДНК вируса ЗУД в образцах клещей отряда Ixodida, собранных в полевых условиях. Однако, авторам не удалось культивировать вирус в клеточных линиях клещей. Тем не менее, их результаты показали высокую внутри- или внеклеточную выживаемость вируса в тканях у членистоногих-хозяев [102].

Chihota, Rennie, Kitching и Mellor (2001 г.) продемонстрировали возможность механической передачи вируса ЗУД другими кровососущими насекомыми (Aedes aegypti L) [40].

Например, увеличение количества осенней мухи жигалки (Stomoxys calcitrans L.), статистически достоверно коррелировало с началом заболеваемости животных ЗУД. В том же исследовании авторы предположили возможность существования другого еще неопознанного вектора в местах выпаса КРС, способного к такому типу передачи вируса

[87].

Другие виды двукрылых, такие как Culicoides nubeculosus Meigen (Diptera: Ceratopogonidae), Culex quinquefasciatus Say (Diptera: Culicidae) и Anopheles stephensi Liston (Diptera: Culicidae) не удалось заразить вирусом после кормления их инфицированной кровью [40]. Полученные данные свидетельствуют о том, что членистоногие могут также выступать в качестве механических векторов-переносчиков этого вируса [21; 59; 75; 107].

2.3 Характеристика семейства Poxviridae

2.3.1 Классификация поксвирусов

Поксвирусы (семейство Poxviridae; от лат. pox пустула, язва) представляют собой семейство вирусов с двухцепочечной ДНК, которые реплицируются в цитоплазме клеток [155].

Семейство Poxviridae делятся на два подсемейства: Entomopoxvirinae, заражающие насекомых; и Chordopoxvirinae, инфицирующие позвоночных

[88].

Подсемейство Chordopoxvirinae включает в себя 8 родов: Orthopoxvirus, Parapoxvirus, Leporopoxvirus, Capripoxvirus, Suipoxvirus, Molluscipoxvirus, Yatapoxvirus, Avipoxvirus, которые отличаются друг от

друга по процентному содержанию и свойствам ДНК, устойчивости к эфиру, способности образовывать гемагглютинины и, главное, спектру патогенности для разных видов животных и птиц [34; 117; 125].

Представители каждого рода имеют обширные антигены и обладают способностью к генетической рекомбинации [13].

В настоящее время в состав рода Capripoxvirus, подсемейства Chordopoxvirus, семейства Poxviridae - входит вирус заразного узелкового дерматита, вирус оспы овец и вирус оспы коз [6].

Инфекции, вызываемые представителями каприпоксвирусов, как правило, специфичны для хозяина и имеют определенное географическое распределение [37].

Однако вирусы данного рода серологически неотличимы друг от друга и поэтому способны индуцировать гетерологичную перекрестную защиту [44].

Рестрикционный анализ генома этих трех представителей рода каприпсовирусов выявил их тесную связь между собой [81; 82].

Ранее были описаны три группы вирусов заразного узелкового дерматита, различающихся по цитопатогенному действию в культуре клеток и патогенности для лабораторных животных: №еШНп§, Л11ег1оп, BLD и Orpheling [11].

Однако, в последующем было доказано, что вирусы АПе11:оп, BLD не являются истинными возбудителями ЗУД, относится к герпесвирусам, и вызывают болезнь, названную ложной бугорчаткой, которая протекает бессимптомно. Вирус группы Orpheling (Орфан-сиротский) также является герпесвирусом и не вызывает патологического процесса у крупного рогатого скота [8].

2.3.2 Строение поксвирусов

Вирион поксвирусов имеет сложное строение, содержат около 75 различных белков и размер его составляет (~ 360 нм х 270 нм х ~ 250 нм) (Condit et а1., 2006). В центре вириона находится нуклеоид, содержащий ДНК и полный набор ферментов, обеспечивающий его транскрипцию. К нему прилегают боковые тела, придающие нуклеоиду вид гантели, снаружи вирион окружен двухслойной оболочкой [47; 105].

Геном состоит из 150-160 тыс. пар нуклеотидов [1; 2]. ДНК не обладает инфекционностью. 88 % массы вириона составляют белки, 5 % -ДНК, 4 % - липиды и 3 % - углеводы [2; 10; 30].

2.3.3 Репродукция поксвирусов

Вирусы семейства Poxviridae окружены мембраной (богатая белками липидная оболочка) и содержат внутреннее ядро, в котором находится вирусный геном и полный транскрипционный аппарат [105; 151].

На первом этапе инфицирования клетки активируется механизм ранней транскрипции, и экспрессия раннего гена инициируется внутри вирусного ядра. Полиаденилированные мРНК поступают в цитоплазму клетки, транслируются на полисомах клетки-хозяина и синтезируются ранние белки, которые необходимы как для репликации генома, так и для транскрипции промежуточных мРНК. Ранняя транскрипция гена достигает максимума через 1-2 ч, затем начинается репликация вирусной ДНК, которая продолжается в течение 12 ч после заражения, образуя большой пул вирусного генома (~ 10000 на клетку), половина из которых инкапсулируется в вирионы) [93; 130].

Репликация вирусной ДНК служит переключателем, который обеспечивает начало промежуточной, а затем средней и поздней фазы

экспрессии генов. При этом на каждой фазе экспрессии генов используется уникальный набор цис- и транс-действующих факторов [30; 47; 138].

Синтез вирусспецифических мРНК, ДНК и белков происходит в цитоплазматических доменах, известных как «виросомы». После наступления поздней фазы экспрессии генов, начинается сложный процесс морфогенеза вирионов [30; 47; 138].

Одним из ранних признаков сборки вириона является появление сферических частиц, известных как незрелые вирионы, содержащих вирусные белки и геном, предназначенные для формирования внутреннего ядра вириона- электронно-плотный нуклеоид [30; 47; 138].

Дальнейшее созревание незрелых вирионов в зрелые инфекционные частицы сопровождается сложной серией протеолитического расщепления вирусспецифичеких белков и ультраструктурных перестроек. Данные по морфогенезу вирионов и высвобождению из инфицированных клеток представлены в различных обзорах [30; 47; 138].

2.3.4 Геном вируса ЗУД

Размер генома вируса ЗУД составляет от 145 до 152 п.н. и содержит 73% А+Т последовательностей, которые равномерно распределены по всей молекуле ДНК [78; 83; 84].

Обнаружено, по меньшей мере, 26 консервативных генов, общих для семейства поксвирусов, участвующих в основных репликативных механизмах, кодирующих субъединицы РНК-полимеразы, факторы инициации транскрипции мРНК, факторы элонгации и терминации, а также ферменты, направляющие посттранскрипционный процессинг вирусной мРНК [116].

В геноме вируса ЗУД также присутствуют семь гомологов генов подсемейства Chordopoxvirinae, необходимых для/или потенциально

участвующих в репликации ДНК и метаболизме нуклеотидов, включая гомологи тимидинкиназы, dUTP, пирофосфатазы и небольшую субъединицу рибонуклеотидредуктазы [116; 160].

В геноме вируса ЗУД выявлено не менее 30 гомологов поксвирусных белков, которые являются структурными или участвуют в морфогенезе и сборке вириона. К ним относятся белки: присутствующие в ядре вириона; белки, присутствующие во внутриклеточном зрелом вирусе и связанных с ним мембранах; потенциальные ферменты, участвующие в модификации белка, упаковке ДНК и окислительно-восстановительной активности; и, по крайней мере, четыре белка вируса осповакцины, связанные с высвобождением внеклеточных оболочек (ЕЕУ) [81].

Кроме того, три белка, которые значительно отличаются от основного белка вируса вакцины (УУ) A4L, белка A36R ЕЕУ и белка B5R ЕЕУ, аннотированы как предполагаемые гомологи структурного белка вируса ЗУД [81].

У вируса ЗУД, как и у вируса контагиозного моллюска и вируса оспы, отсутствует очевидный гомолог мембранного белка вируса вакцины (УУ) 1МУ D8L, белка, связывающегося с наружной поверхностью клетки [81].

Геном вируса ЗУД содержит ряд потенциальных генов, определяющих диапазон чувствительных хозяев: с вероятными функциями в модуляции или уклонении от иммунных систем хозяина; в модуляции или ингибировании апоптоза клеток-хозяев; а также касающихся аспектов клеточного и/или тканевого тропизма [81].

Многие потенциальные гены, определяющие диапазон чувствительных хозяев, у вируса ЗУД, имеют сходные нуклеотидные последовательности, с присутствующими в других поксвирусах и они также расположены в терминальных участках генома [81].

Вместе с тем, установлено, что геном вируса ЗУД кодирует уникальные гены, которые определяют специфические свойства чувствительного хозяина. Установлено шесть белков, кодируемым вирусом ЗУД, которые участвуют в ингибировании или модуляции иммунных ответов хозяина при инфицировании вирусом. Об этом свидетельствует наличие потенциальных сигнальных пептидных последовательностей и их сходство с другими секретируемыми иммуномодуляторами. К ним относятся: гомологи клеточного и вирусного интерлейкина-10 (1Ь-10; рецептор гамма-интерферона белок ГЬ-Ш, связывающий IFN-a/b;

белок, связывающий 1Ь-18 [81].

Подобно другим гомологам ГЬ-10, присутствующими у представителей рода Parapoxvirus и также у некоторых герпес вирусах, сильно напоминает клеточный ГЬ-10 и, вероятно, может обладать сходной иммунорегуляторной и иммуносупрессивной активностью [89; 131].

Вирус ЗУД содержит четыре потенциально иммуномодулирующих белка, локализованных на мембране. Гомологи связанного с G-белком рецептора СС-хемокинов (GPCR), CD47 и ОХ-2-подобные белки поксвируса потенциально связывают внеклеточные факторы или влияют на механизмы внутриклеточной сигнальной трансдукции, воздействуя на иммунные механизмы или спектр хозяев [106; 114; 140; 149].

Белок 010 вируса ЗУД и гомологи вируса африканской чумы свиней, вируса опухолей обезьян Яба и лепорипоксвирусов имеют сходство с некоторыми иммуномодулирующими белками, обнаруженными в гамма-герпесвирусах [22].

Некоторые белки вируса ЗУД могут играть важную внутриклеточную роль в иммуномодуляции или в уклонении от иммунных систем организма. К ним относятся гомологи ингибиторов PKR вируса вакцины (УУ), которые придают устойчивость к противовирусным эффектам интерферонов [79].

Геном вируса ЗУД кодирует шесть гомологов сходных с другими белками поксвирусов, которые, влияют на вирулентность вируса, рост вируса в определенных типах клеток и/или на клеточные процессы апоптоза. Кроме того, у вируса ЗУД обнаружено пять белков, содержащих анкириновые повторы, два из которых являются ортологами белков, кодируемых лепорипоксвирусом и вирусом оспы свиней [16; 65; 97].

Три гена вируса ЗУД являются гомологами генов поксвирусов, напоминающих клеточные ферменты. В терминальных геномных областях геном вируса ЗУД кодирует несколько гомологов белков поксвируса с неизвестной функцией. Примечательно, что ЗУД потенциально кодирует два белка, которые не имеют гомологии с другими известными белками [81].

Геном вируса ЗУД по общей структуре, составу похож на других представителей подсемейства Chordopoxvirina и включает центральный консервативный участок и концевые вариабельные области, содержащие много генов с функциями, связанных с взаимодействием с хозяином [28; 142; 160].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Усадов Тимур Равильевич, 2019 год

11 СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Инфекционная патология животных: в 7 т. / отв. ред. А. Я. Самуйленко. - М.: Инфекционная патология животных, 2006. - Т. 1. -С. 782-786.

2. Косарева, О. А. Чувствительность перевиваемой культуры клеток гонад козы к вирусу нодулярного дерматита крупного рогатого скота / О. А. Косарева, А. В. Константинов, М. С. Кукушкина // Ветеринарная патология. - 2011 - № 3 - С. 95-97.

3. Мищенко, А.В. Нодулярный дерматит крупного рогатого скота / А.В. Мищенко, А.К. Караулов, В.А. Мищенко // Ветеринария. - 2016. - № 4 - С. 3-6.

4. Мищенко, А.В. Эпизоотическая ситуация по трансграничным и экономически значимым инфекционным болезням КРС в России в 2013 году / А.В. Мищенко, В.А. Мищенко // Актуальные ветеринарные проблемы в молочном и мясном животноводстве: материалы конф. - Казань - 2014 - С. 6.

5. Нодулярный дерматит крупного рогатого скота в Республике Северная Осетия - Алания / В.Н. Герасимов и др. // Ветеринария. -2016. - № 3. - С. 11 - 14

6. О мероприятиях по организации борьбы с нодулярным дерматитом КРС, оспой овец и бруцеллезом животных в Республике Дагестан / М.Ш. Шапиев [и др.] // Проблемы развития АПК региона. - 2016 - Т. 1, № 25 - С. 152-159.

7. Пермиссивность культур клеток различного происхождения при культивировании вируса нодулярного дерматита / В.И. Балышева [и др.] // Сельскохозяйственная биология - 2018. - Т. 52, № 6. - С. 12651272.

8. Проблема нодулярного дерматита крупного рогатого скота// А.В. Мищенко и др. // Ветеринария Кубани - 2015. - № 5 - С. 3-6.

9. Распространение и клинические проявления нодулярного дерматита крупного рогатого скота в Республике Дагестан / М.Г. Газимагомедов [и др.] // Ветеринария. -2016. - № 8. - С. 11-15.

10. Рябкина, O.A. Нодулярный дерматит крупного рогатого скота (Обзор литературы) / O.A. Рябкина, В.И. Диев, М.С. Кукушкина // Вопросы ветеринарной биологии - 2015 - Т. 4, №28 - С. 45-52.

11. Сюрин, В.Н. / Руководство по ветеринарной вирусологи / В.Н. Сюрин - М.: Колос, 1966. - С. 634-636.

12. Сюрин, В.Н. Частная вирусология / В.Н. Сюрин, Н.В. Фомина -М.: Колос, 1979 - 3438 с.

13. Шумилова, И. Н. Биологические свойства штамма «ВНД КРС/Дагестан/2015» вируса заразного узелкового дерматита крупного рогатого скота: дис. канд. Вет. наук: 06.02.02 / Шумилова Ирина Николаевна. - Владимир, 2018. - С. 14-15. 13/

14. Эпизоотическая ситуация по заразному узелковому дерматиту в РФ / Россельхознадзор, 2019. - Режим доступа: URL:https://www.fsvps.ru/fsvps/ook/ndrussia/

15. A capripoxvirus detection PCR and antibody ELISA based on the major antigen P32, the homolog of the vaccinia virus H3L gene / H. G. Heine [at al.] // J Immunol Methods. - 1999. - Vol. 227, № 1-2. - P.187-196.

16. A cowpox virus gene required for multiplication in Chinese hamster ovary cells / D. Spehner [at al.] // J Virol. - 1988. - Vol. 62, № 4. - P. 12971304.

17. A duplex PCR assay for simultaneous detection and differentiation of Capripoxvirus and Orf virus / M. Zheng [at al.] // Mol Cell Probes. - 2007. - Vol. 21, № 4 - P. 276-281.

18. A high-resolution melting (HRM) assay for the differentiation between Israeli field and Neethling vaccine lumpy skin disease viruses / S. Menasherow [at al.] // J Virol Methods. - 2016. - Vol. 232. - P. 12 -15.

19. A novel HRM assay for the simultaneous detection and differentiation of eight poxviruses of medical and veterinary importance / E. Gelaye [at al.] // Sci Rep. - 2017. - Vol. 7. - P. 1-11.

20. A Potential Role for Ixodid (Hard) Tick Vectors in the Transmission of Lumpy Skin Disease Virus in Cattle / E. S. M. Tuppurainen [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2011. - Vol. 58, № 2. - P. 93-104.

21. A real time high-resolution melting PCR assay for detection and differentiation among sheep pox virus, goat pox virus, field and vaccine strains of lumpy skin disease virus / Y. Pestova [at al.] // Mol Cell Probes. - 2018. - Vol. 41. - P. 57-60.

22. A single 13-kilobase divergent locus in the Kaposi sarcoma-associated herpesvirus (human herpesvirus 8) genome contains nine open reading frames that are homologous to or related to cellular proteins / J. Nicholas [at al.] // J Virol. - 1997. - Vol. 71, № 3. - P. 1963 -1974.

23. Adverse reactions in cattle to a capripox vaccine/ I. Yeruham [at al.] //Vet Rec. - 1994. - Vol. 135. - P. 330-332.

24. Adverse Reactions to Field Vaccination Against Lumpy Skin Disease in Jordan / S. M. Abutarbush [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2016. -Vol. 63, № 2. - P. 213-219.

25. Alexander, R. A. Cytopathogenic agents associated with Lumpy skin disease of cattle / R. A. Alexander, W. Plowright, D. A. Harg // Bull. epizoot. Dis. Afr. - 1957. - Vol. 5.- P. 489-492.

26. Allepuz, A. Spatial analysis of lumpy skin disease in Eurasia— Predicting areas at risk for further spread within the region / A. Allepuz, J. Casal, D. Beltran-Alcrudo // Transbound Emerg Dis. - 2019. - Vol. 66, № 2. - P. 813-822.

27. Al-Salihi, K. A. Lumpy Skin Disease in Iraq: Study of the Disease Emergence / K. A. Al-Salihi, I. Q. Hassan // Transbound Emerg Dis. -2015. - Vol. 62. - P. 457-462.

28. Analysis of the complete genome of smallpox variola major virus strain Bangladesh-1975/ R. F. Massung [at al.] // Virology. - 1994. - Vol. 201. - P. 215-240.

29. Binepal, Y.S. Alternative cell lines for the propagation of lumpy skin disease virus / Y.S. Binepal, F.A. Ongadi, J.C. Chepkwony // Onderstepoort J Vet Res. - 2001. - Vol. 68. - P. 151-153.

30. Boyle, K. Poxviruses / K. Boyle, P. Traktman // Viral Genome Replication. - 2009. - P. 225-247.

31. Burdin, M. L. The use of histopathological examinations of skin material for the diagnosis of lumpy skin disease in Kenya / M. L. Burdin / Bull. epizoot. Dis. Afr. - 1959. - Vol. 7. - P. 27

32. Capripox disease in Ethiopia: Genetic differences between field isolates and vaccine strain, and implications for vaccination failure / E. Gelaye [at al.] // Antiviral Res. - 2015. - Vol. 119. - P. 28-35.

33. Capripoxvirus G-protein-coupled chemokine receptor: A host-range gene suitable for virus animal origin discrimination / C. Le Goff [at al.] // J Gen Virol. - 2009. - Vol. 90, № 8. - P. 1967-1977.

34. Capripoxvirus tissue tropism and shedding: A quantitative study in experimentally infected sheep and goats / T. R. Bowden [at al.] // Virology. - 2008. - Vol. 371, № 2 - P. 380-393.

35. Capripoxviruses: An Emerging Worldwide Threat to Sheep, Goats and Cattle / S. Babiuk [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2008. - Vol. 55, № 7. - P. 263-272.

36. Capstick, P. B. Lumpy skin disease—experimental infection / P. B. Capstick // Bull. Epizoot. Dis. Afr. - 1959. - Vol. 7. - P. 51-62.

37. Carn, V.M. Review Control of capripoxvirus infections / V. M. Carn // Vaccine - 1993. - Vol. 11, № 13. - P. 1275-1279.

38. Carn, V.M. The clinical response of cattle experimentally infected with lumpy skin disease (Neethling) virus / V. M. Carn, R. P. Kitching // Arch Virol. - 1995. - Vol. 140, № 3 - P. 503-513.

39. Characterization of sheep pox virus vaccine for cattle against lumpy skin disease virus / E. S. M. Tuppurainen [at al.] // Antiviral Res. - 2014. -Vol. 109, № 1. - P. 1-6.

40. ChihoMechanical transmission of lumpy skin disease virus by Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) / C. M. Chihota [at al.] // Epidemiology and Infection. - 2001. - Vol. 126. - P. 317-321.

41. Clinical and pathological studies on lumpy skin disease in Egypt / A. A. Ali [at al.] // Vet Rec. 1990. - Vol. 127. - P. 549 - 550.

42. Clinico-histopathological findings and PCR based diagnosis of lumpy skin disease in the Sultanate of Oman / M. Body [at al.] // Pak Vet J. - 2012. - Vol. 32, № 2. - P. 206-210.

43. Coakley, W., Capstick P.B. () Protection of cattle against lumpy skin disease / W. Coakley, P.B. Capstick // Res Vet Sci. - 1961. - Vol. 12. - P. 123-127.

44. Coetzer, J. A. W. Poxviridae Infectious diseases of livestock / J. A. W. Coetzer, G. R. Thomson, R. C. Tustin // Oxford University Press, Cape Town, South Africa. - 1994. - Vol. 1. - P. 601-603.

45. Comparison of the efficacy of Neethling lumpy skin disease virus and x10RM65 sheep-pox live attenuated vaccines for the prevention of lumpy skin disease - The results of a randomized controlled field study / J. BenGera [at al.] // Vaccine. - 2015. - Vol. 33, № 38. - P. 4837-4842.

46. Complete Genome Sequences of the Neethling-Like Lumpy Skin / E. Mathijs [at al.] // Genome Announc. - 2016. - Vol. 4, № 6. - P. 15-16.

47. Condit, R.C. In a nutshell: structure and assembly of the vaccinia virion / R. C. Condit, N. Moussatche, P. Traktman // Advances in Virus Research. - 2006. - Vol. 66, № 06. - 31-124.

48. Das, A. Erratum: Development of a loop-mediated isothermal amplification assay for rapid detection of capripoxviruses / A. Das, S. Babiuk, M. T. McIntosh // J Clin Microbiol. - 2013. -Vol.51, № 9. - P. 3164.

49. Davies, F.G Lumpy skin disease in virus diseases of food animals (Disease Monogtaphs) / F.G. Davies // Academic Press. -1981. - Vol. 2. -P. 751-764.

50. Davies, F.G. The alterations in pathogenicity and immunogenicity of a Kenyansheep and goat pox virus on serial passage in bovine foetal muscle cell cultures / F.G. Davies, G. Mbugwa // J Comp Pathol. - 1985. - Vol. 95.

- P. 565-572.

51. Davis, F.G. Lumpy skin disease of cattle: A growing problem in Africa and the Near East / Davis F.G. // Anim Gen Res. - 1991. - Vol. 68.

- P. 37-42.

52. De Lange, M. The histopathology of the cytopathogenic changes produced in monolayer epithelial cultures by viruses associated with lumpy skin disease / M. De Lange // Onderstepoort J. vet. Res. - 1959. - Vol. 28 -P. 245.

53. Dermatose nodulaire contagieuse des bovins: état des connaissances et situation épidémiologique des Balkans au 31 juillet 2016 / E. Arsevska [at al.] // Bulletin épidémiologique. - 2016. - Vol. 75. - P. 20-24.

54. Detection and isolation of Bluetongue virus from commercial vaccine batches / V. Bumbarov [at al.] // Vaccine. - 2016. - Vol. 34, № 28. - P. 3317-3323.

55. Detection of antibodies against capripoxviruses using an inactivated sheeppox virus ELISA / S. Babiuk [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2009.

- Vol. 56, № 4. - P. 132-141.

56. Detection of antibodies specific for sheeppox and goatpox viruses using recombinant capripoxvirus antigens in an indirect enzyme-linked immunosorbent assay / T. R. Bowden [at al.] // J Virol Methods. - 2009. -Vol. 161, № 1. - P. 19-29.

57. Detection of capripoxvirus DNA using a novel loop-mediated isothermal amplification assay / L. Murray [at al.] // BMC Vet Res. - 2013.

- Vol. 9, № 90. doi: 10.1186/1746-6148-9-90

58. Detection of Lumpy Skin Disease Virus Antigen and Genomic DNA in Formalin-Fixed Paraffin-Embedded Tissues from an Egyptian Outbreak in 2006 / W. Awadinv [at al.] // Transbound. Emerg. Dis. - 2011. - Vol. 58, № 5. - P. 451-457.

59. Detection of vaccine-like lumpy skin disease virus in cattle and Musca domestica L. flies in an outbreak of lumpy skin disease in Russia in 2017 / A. Sprygin [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2018. - Vol. 65, № 5. - P. 1137-1144.

60. Development of a Cost-Effective Method for Capripoxvirus Genotyping Using Snapback Primer and dsDNA Intercalating Dye / E. Gelaye [at al.] // PLoS One. - 2013. - Vol. 8, № 10. - P. 1-10.

61. Development of an assay to differentiate between virulent and vaccine strains of lumpy skin disease virus (LSDV) / S. Menasherow [at al.] // J Virol Methods. - 2014. - Vol. 199. - P. 95-101.

62.Development of loop-mediated isothermal amplification assay for specific and rapid detection of differential goat Pox virus and Sheep Pox virus / Z. Zhao [at al.] // BMC Microbiol. - 2014. - Vol. 14, № 1. doi: 10.1186/14712180-14-10.

63. Diesel, A.M. The epizootiology of lumpy skin disease in South Africa / A.M. Diesel // Proc. 14th Int. Vet. Cong., London. - 1949. - Vol. 2. - P. 492-500.

64. Differentiation of capripoxvirus species and strains by polymerase chain reaction / E. S. Orlova [at al.] // Mol Biol. - 2006. - Vol. 40, № 1. -P. 139-145.

65. Disruption of M-T5, a novel myxoma virus gene member of the poxvirus host-range superfamily, results in dramatic attenuation of myxomatosis in infected european rabbits / K. Mossman [at al.] // J Virol. - 1996. - Vol. 70, № 7. - P. 4394-4410.

66. EFSA Panel on Animal Health and Welfare (AHAW) Urgent advice on lumpy skin disease / EFSA Panel on Animal Health and Welfare (AHAW) // EFSA J. - 2016.

67. EFSA Scientific Opinion on lumpy skin disease / // EFSA J. - 2015.

27/

68. El-Kholy, A.A. Polymerase chain reaction for rapid diagnosis of a recent lumpy skin disease virus incursion to Egypt / A. A. El-Kholy, H. M. T. Soliman, K. A. Abdelrahman // Arab J. Biotechnol. - 2008. - Vol. 11, № 2. - P. 293-302.

69. Emergence of Lumpy Skin Disease in Greece, 2015 / K. E. Tasioudi [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2016. - Vol. 63, № 3. - P. 260-265.

70. Epidemiological characterization of lumpy skin disease outbreaks in Russia in 2016 / A. Sprygin [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2018. -Vol. 65, № 6. - P. 1514-1521

71. Evaluation of an ovine testis cell line (OA3.Ts) for propagation of capripoxvirus isolates and development of an immunostaining technique for viral plaque visualization / S. Babiuk [at al.] // J Vet Diagnostic Investig. - 2007. - Vol. 19. - P. 486-491.

72. Evaluation of indirect fluorescent antibody test (IFAT) for the diagnosis and screening of lumpy skin disease using Bayesian method / G. Gari [at al.] // Vet Microbiol. - 2008. - Vol. 129, № 3-4. - P. 269-280.

73. Evaluation of the safety, immunogenicity and efficacy of three capripoxvirus vaccine strains against lumpy skin disease virus / G. Gari [at al.] // Vaccine. - 2015. - Vol. 33, № 28. - P. 3256-3261.

74. Evidence of transstadial and mechanical transmission of lumpy skin disease virus by Amblyomma hebraeum ticks / J. C. Lubinga [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2015. - Vol. 62, № 2. - P. 174-182.

75. Evidence of vertical transmission of lumpy skin disease virus in Rhipicephalus decoloratus ticks / E. S. M. Tuppurainen [at al.] // Ticks Tick Borne Dis. - 2013. - Vol. 4, № 4. - P. 329-333.

76. Fenner, F. Poxviruses/ B. N. Fields, D. M. Knipe, P. M. Howley// Fields virology. Lippincott-Raven, Philadelphia, Pa,1996. - P. 2673-2702.

77. Ferris, R.D. Simplified methods for the production of monolayers of testis cells from domestic animals, and for the serial examination of monolayer cultures. / R. D. Ferris, W. Plowright // J Pathol Bacteriol. -1958. - Vol. 75, № 2. - P. 313-318.

78. Fick, W. C. Early and late transcriptional phases in the replication of lumpy-skin-disease virus / W. C. Fick, G. J. Viljoen // Onderstepoort J. Vet. Res. - 1994. - Vol. 61. - P. 255-261.

79. Fitzgerald, K.A. The role of the interleukin-1/Toll-like receptor superfamily in inflammation and host defence / K. A. Fitzgerald, L. A. J. O'Neill // Microbes Infect. - 2000. - Vol. 2, № 8. - P. 933-943.

80. Galtier, N. SEA VIEW and PHYLO_WIN: two graphic tools for sequence alignment and molecular phylogeny / N. Galtier, M. Gouy, C. Gautier // CABIOS. - 1996. - Vol. 12. - P. 543-548.

81. Genome of Lumpy Skin Disease Virus / E. R. Tulman [at al.] // J Virol.

- 2001. - Vol. 75, № 15. - P. 7122-7130.

82. Gershon, P. D. A capripoxvirus pseudogene whose only intact homologs are in other poxvirus genomes / P. D. Gershon, D. N. Black // Virology. - 1989. -Vol. 172. - P350-354.

83. Gershon, P. D. A comparison of the genomes of capripoxvirus isolates of sheep, goats, and cattle / P. D. Gershon, D. N. Black // Virology. - 1988.

- Vol. 164. - P. 341-349.

84. Gershon, P. D. Physical characterization of the genome of a cattle isolate of capripoxvirus/ P. D. Gershon, D. N. Black // Virology. - 1987. -Vol. 160. - P. 473-476.

85. Haig, D.A. Lumpy skin disease / D.A. Haig // Bulletin of Epizootic Diseases of Africa. - 1957. - Vol. 5. - P. 421-430.

86. Hess, W.R. Serial cultures of lamb testicular cells and their use in virus studies / W.R. Hess, H.J. May, R.E. Patty // Am J Vet Res. - 1963. - Vol. 24. - P. 59-63.

87. High relative abundance of the stable fly Stomoxys calcitrans is associated with lumpy skin disease outbreaks in Israeli dairy farms / E. Kahana-Sutin // Med Vet Entomol. - 2017. - Vol. 31, № 2. - P. 150-160.

88. Hughes, A.L. The evolutionary biology of poxviruses / A. L. Hughes, S. Irausquin, R. Friedman // Infect Genet Evol. - 2010. - Vol. 10, № 1. -P. 50-59.

89. Interleukin-10/ K. W. Moore [at al.] // Annu. Rev. Immunol. -1993. -Vol.11. - P. 165-190.

90. Investigation on the incidence of adverse reactions, viraemia and haematological changes following field immunization of cattle using a live attenuated vaccine against lumpy skin disease / P. D. Katsoulos [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2018. - Vol. 65, № 1. - P. 174-185.

91. Ireland, D.C. Improved detection of capripoxvirus in biopsy samples by PCR. / D. C. Ireland, Y. S. Binepal // J Virol Methods. - 1998. - Vol. 74, № 1. - P. 1 - 7.

92. Irons, P.C. Effect of lumpy skin disease virus on semen quality in experimentally infected susceptible bulls / P.C. Irons, D. Gerber // Proceedings of the 23rd World Buiatrics Congress, Quebec City, Canada -2004. - Vol. 131. - P. 2780.

93. Joklik, W. K. The replication and coating of vaccinia DNA / W. K Joklik, Y. Becker // Journal of Molecular Biology. - 1964. - Vol. 10. - P. 452 -474.

94. Kalra, S.K. Adaptation of Jaipur strain of sheeppox virus in primary lamb testicular cell culture Indian / S.K.Kalra, V.K. Sharma //J Exp Biol. -1981. - Vol. 19. - P. 165-169.

95. Kitching, R.P. Comparison of the external dimensions of capripoxvirus isolates / R. P. Kitching, C. Smale // Res. Vet. Sci. - 2018. -Vol. 41, № 3. - P. 425-427.

96. Kitching, R.P. Vaccines for lumpy skin disease, sheep pox and goat pox/ R.P. Kitching// Dev Biol (Basel). - 2003. - Vol. 114. - P. 161-167.

97. Localization and sequence of a vaccinia virus gene required for multiplication in human cells. / S. Gillard [at al.]// Proc Natl Acad Sci. -2006. - Vol. 83, № 15. - P. 5573-5577.

98. Lumpy skin disease (LSD) in a large dairy herd in Isreal / J. Brenner [at al.] // Israel J Vet Med. - 2006. - Vol. 61. - P. 73-77.

99. Lumpy skin disease in Ethiopia: Seroprevalence study across different agro-climate zones / G. Gari [at al.] // Acta Trop - 2012. - Vol. 123, № 2. - P. 101-106.

100. Lumpy skin disease outbreaks in Greece during 2015-16, implementation of emergency immunization and genetic differentiation between field isolates and vaccine virus strains / E. I. Agianniotaki [at al.] // Vet Microbiol. - 2017. - Vol. 201. - P. 78-84.

101. Lumpy skin disease virus deficient of an IL-10 gene homologue provides protective immunity against virulent capripoxvirus challenge in sheep and goats / H. Boshra [at al.] // Antiviral Res. - 2015. - Vol. 123. -P. 39-49.

102. Lumpy skin disease: Attempted propagation in tick cell lines and presence of viral DNA in field ticks collected from naturally-infected cattle / E. S. M. Tuppurainen [at al.] // Ticks Tick Borne Dis. - 2015. - Vol. 6, № 2. - P. 134-140.

103. Madin, S.H. Established Kidney Cell Lines of Normal Adult Bovine and Ovine Origin / S. H. Madin, N. B. Darby // Exp Biol Med. - 1958. -Vol. 98, № 3. - P. 574-576.

104. Mafirakureva, P. Incidence and molecular characterisation of lumpy skin disease virus in Zimbabwe using the P32 gene / P. Mafirakureva, B.

Saidi, J. Mbanga // Trop Anim Health Prod. - 2017. - V. 49, № 1. - P. 4754.

105. Mallardo, M. Microtubule-dependent organization of vaccinia virus core-derived early mRNAs into distinct cytoplasmic structures. / M. Mallardo, S. Schleich, J. Krijnse Locker // Mol Biol Cell. - 2001. - Vol. 12, № 12. - P. 3875-3891.

106. Massung, R. F. DNA sequence analysis of conserved and unique regions of swinepox virus: identification of genetic elements supporting phenotypic observations including a novel G protein-coupled receptor homologue/ R. F. Massung, V. Jayarama, R. W. Moyer//Virology. - 1993.

- Vol. 197. - P. 511-528.

107. Mechanical transmission of lumpy skin disease virus by Rhipicephalus appendiculatus male ticks / E. S. M. Tuppurainen [at al.] // Epidemiol Infect. - 2013. - Vol. 141, № 2. - P. 425-430.

108. OIE Office International Des Epizooties - World Animal Health 5, 1990.

109. OIE Office International des Epizooties. Follow-up report No.: 1 / Report reference: OIE Ref: 18687, - 2015. Retrieved from: http://www.oie.int/wahis_2/temp/reports/en_fup_0000018687_20150918

141424.pdf

110. OIE Terrestrial Manual - Lumpy Skin Disease - 2012. Chapter 2.4.14.

- P. 762-776.

111. OIE World Organisation for Animal / Lumpy skin disease. In Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals // Paris, 2010. -Retrieved from:

www.oie.int/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/2.04.14_LSD.p df

112. OIE World Organisation for Animal Health [интернет ресурс] / Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals // Fifth Edition, 2004. - Retrieved from: https://www.oie.int/doc/ged/D6460.PDF

113. OIE World Organisation for Animal Health [интернет ресурс] / Lumpy Skin Disease // World Animal Health Information Database, 2017.

- Retrieved from:

www.oie.int/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/2.04.14_L SD.p df.

114. Overexpression of the Vaccinia Virus A38L Integral Membrane Protein Promotes Ca 22 Influx into Infected Cells / C. M. Sanderson [at al.] // J Virol - 1996. - Vol. 70, № 2. - P. 905-914.

115. Plowright, W. The growth in tissue cultures of a virus derived from lumpy skin disease of cattle/ W. Plowright, M. A. Witcomb, W. Plowright// J. Path. Bact. - 1959. - Vol. 78. - P. 397.

116. Poxviridae: the viruses and their replication / B. Moss [at al.] // Fields virology. Lippincott- Raven, Philadelphia, Pa, 1996 - P. 2637-2671 116/

117. Poxvirus genetic recombination during natural virus transmission/ P.D. Gershon [at al.] // J Gen Virol. - 1989. - Vol. 70. - P. 485-489.

118. Prozesky, L. A study of the pathology of lumpy skin disease in cattle/ L. Prozesky, B.J. Barnard // Ondertepoort Journal of Veterinary Research.

- 1982. - Vol. 49 - P. 167-175.

119. Prydie, J. Lumpy skin disease. Tissue culture studies/ J. Prydie, W. Coackley// Bulletin of Epizootic Disease of Africa. - 1959. - Vol. 7l. - P. 37-49.

120. Quantification of lumpy skin disease virus following experimental infection in cattle / S. Babiuk [at al.] // Transbound. Emerg. Dis. - 2008. -Vol. 55, № 7. - P. 299-307.

121. Rapid Preclinical Detection of Sheeppox Virus by a Real-Time PCR Assay / C. A. Balinsky [at al.] // J Clin Microbiol. - 2008. - Vol. 46, № 2.

- P. 438-442.

122. Real time PCR method for simultaneous detection, quantitation and differentiation of capripoxviruses / C. E. Lamien [at al.] // J Virol Methods.

- 2011. - Vol. 171, № 1. - P. 134-140.

123. Real-time PCR assays for the specific detection of field Balkan strains of Lumpy skin disease virus / D. Vidanovic [at al.] // Acta Vet Brno - 2016.

- Vol. 66, № 4. - P. 444-454.

124. Recombinase polymerase amplification assay for rapid detection of lumpy skin disease virus / M. A. Shalaby [at al.] // BMC Vet Res. - 2016.

- Vol. 12, № 1. - P. 10-15.

125. Review: Capripoxvirus Diseases: Current Status and Opportunities for Control / E. S. M. Tuppurainen [at al.] // Transbound Emerg Dis - 2015. -Vol. 64, № 3. - P. 729-745.

126. Ripani, A. Lumpy Skin Disease: Emerging disease in the Middle East-Threat to EuroMed countries/A. Ripani, X. Pacholek//10th JPC REMESA, Heraklion, Greece, 2015. - P. 1-24.

127. Risk of introduction of Lumpy Skin Disease into France through imports of cattle / C. Saegerman [at al.] // Transbound Emerg Dis. - 2019.

- Vol. 66, № 2. - P. 957-967.

128. Rouby, S. Evidence of intrauterine transmission of lumpy skin disease virus / S. Rouby, E. Aboulsoud // Vet J. - 2016. - Vol. 209. - P. 193-195.

129. Salib, F.A. Incidence of lumpy skin disease among Egyptian cattle in Giza Governorate, Egypt / F. A. Salib, A. H. Osman // Vet World. - 2011.

- Vol. 4, № 4. - P. 162-167.

130. Salzman, N.P. The rate of formation of vaccinia deoxyribonucleic acid and vaccinia virus / N. P. Salzman // Virology. - 1960. - Vol. 10, № 1. -P. 150-152.

131. Sequence and Functional Analysis of a Homolog of Interleukin-10 Encoded by the Parapoxvirus Orf Virus / S. B. Fleming [at al.] // Virus Genes - 2004. - Vol. 21, № ^ - P. 85-95.

132. Serodiagnosis of sheeppox and goatpox using an indirect ELISA based on synthetic peptide targeting for the major antigen P32 / H. Tian [at al.] // Virol J.- 2010. - Vol. 7. - P. 2-5.

133. §evik, M. Epidemiological and Molecular Studies on Lumpy Skin Disease Outbreaks in Turkey during 2014-2015 / M. §evik, M. Dogan // Transbound Emerg Dis. - 2016. - Vol. 64, № 4. - P. 1268-1279.

134. Sheep poxvirus identification by PCR in cell cultures / O. Mangana-Vougiouka [at al.] // J Virol Methods. - 1999. - Vol. 77, № 1. - P. 75-79.

135. Sheeppox Virus Kelch-Like Gene SPPV-019 Affects Virus Virulence / C. A. Balinsky [at al.] // J Virol. - 2007. - Vol. 81, № 20. - P. 1139211401.

136. Shimshony, A. Lumpy skin disease/ A. Shimshony // Israeli Veterinary Services Epidemiol. Quart. - 1989. - Vol. 3. - P. 5 - 7.

137. Simmons, J.B. Infectious diseases of animals/ J.B. Simmons//J R Agric Soc Engl. -1874. - Vol. 10, № 2 - P. 237-240.

138. Smith, G.L. The formation and function of extracellular enveloped vaccinia virus / G. L. Smith, A. Vanderplasschen, M. Law // J Gen Virol. -2002. - Vol. 83, № 12. - P. 2915-2931.

139. Spread of lumpy skin disease in Israeli dairy herds. / I. Yeruham [at al.] // Vet Rec. - 1995. - Vol. 137, № 4. - P. 91-93.

140. The Complete DNA Sequence of Myxoma Virus / C. Cameron [at al.] // Virology. - 1999. - Vol. 318. - P. 298-318.

141. The complete DNA sequence of vaccinia virus / S. J. Goebel [at al.] // Virology. - 1990. - Vol. 179, № 1. - P. 247-266.

142. The Genome of Fowlpox Virus / C. L. Afonso [at al.] // J Virol. -2000. - Vol. 74, № 8. - P. 3815-383.

143. The genome of molluscum contagiosum virus: Analysis and comparison with other poxviruses / T. G. Senkevich [at al.] // Virology. -1997. - Vol. 233, № 1. - P. 19-42.

144. Thomas, A.D. Knopvelsiekte/ A.D. Thomas, C.V.E. Mare// J. S. Afr. Vet. Med. Assoc. - 1945. - Vol. 16. - P. 36-43.

145. Tuppurainen, E.S.M. Lumpy skin disease / E. S. M. Tuppurainen, S. Babiuk, E. Klement - 2018. - 109 p.

146. Tuppurainen, E.S.M. Review: Lumpy Skin Disease: An Emerging Threat to Europe, the Middle East and Asia / E. S. M. Tuppurainen, C. A. L. Oura // Transbound Emerg Dis. - 2012. - Vol. 59, № 1. - P. 40-48.

147. Tuppurainen, E.S.M. The detection of lumpy skin disease virus in samples of experimentally infected cattle using different diagnostic techniques. / E. S. M. Tuppurainen, E. H. Venter, J. A. W. Coetzer // Onderstepoort J Vet Res. - 2005. - Vol. 72, № 2. - P. 153-164.

148. Use of a recombinant antigen in an indirect ELISA for detecting bovine antibody to capripoxvirus / V. M. Carn [at al.] // J Virol Methods. -1994. - Vol. 49, № 3. - P. 285-294.

149. Use of chemokine receptors by poxviruses / A. S. Lalani // Science. -1999. - Vol. 286, № 5446. - P. 1968-1971.

150. Use of the Capripoxvirus homologue of Vaccinia virus 30kDa RNA polymerase subunit (RPO30) gene as a novel diagnostic and genotyping target: Development of a classical PCR method to differentiate Goat poxvirus from Sheep poxvirus / C. E. Lamien [at al.] // Vet Microbiol. -2011. - Vol. 149, № 1-2. - P. 30-39.

151. Vaccinia virus cores are transported on microtubules / G. C. Carter [at al.] // J. Gen. Virol. - 2003. - Vol. 84. - P. 2443-2458.

152. Validation of a high-throughput real-time polymerase chain reaction assay for the detection of capripoxviral DNA / S. Stubbs [at al.] // J Virol Methods. - 2012. - Vol. 179, № 2. - P. 419-422.

153. Van Rooyen, P.J. / The optimal conditions for the multiplication of Neethling-type lumpy skin disease virus in embryonated eggs/ P.J. Van Rooyen, E.K. Munz, K.E. Weiss //Onderstepoort J Vet Res. - 1969. - Vol. 36. - P. 165-174.

154. Veterinary Medicine: A textbook of diseases of cattle, horses, sheep, pigs and goat/ O.M. Radostits [at al.] //10th Ed. WB Saunders Co., Philadelphia, USA., 2007. - P. 1424 - 1426.

155. Virus Taxonomy/ M.H. Van Regenmortel [at al.] // Academic Press, San Diego - 2000.

156. Von Backstrom, U./ Ngamiland cattle disease. Preliminary report on a new disease, the aetiological agent probably being of an infectious nature/ U. Von Backstrom // J. S. Afr. Vet. Med. Assoc - 1945. - Vol. 16. - P. 2935.

157. Wallace, D.B. Immune responses to recombinants of the South African vaccine strain of lumpy skin disease virus generated by using thymidine kinase gene insertion / D. B. Wallace, G. J. Viljoen // Vaccine.

- 2005. - №23. - P. 3061-3067.

158. Weiss, K. E./The effect of lactalbumin hydrolysate on the cytopathogenesis of lumpy skin disease virus in tissue culture/K. E. Weiss, S. M. Geyer// Bull. epizoot. Dis. Afr. - 1959. - Vol. 7 - P. 243.

159. Weiss, K.E. /Lumpy skin disease virus/ K. E. Weiss//Virology Monograph. - 1968. - Vol. 3 - P. 111-131.

160. Willer, D.O. The complete genome sequence of shope (rabbit) fibroma virus / D. O. Willer, G. McFadden, D. H. Evans // Virology. - 1999. - V. 264, № 2. - P. 319-343.

161. Young, E. Experimental infection of game animals with lumpy skin disease virus (prototype strain Neethling) / E. Young, P. A. Basson, K. E. Weiss // Onderstepoort. vet. Res. - 1070. - Vol. 37, № (2)3. - P. 79-88.

162. Zhou, J.S. Culturing of ovine testicular cells and observation of pathological changes of the cell inoculated with attenuated sheep pox virus/ J.S. Zhou, H.L.,Ma, Q.S. Guo// Chinese J Vet Sci Technol. - 2004. - Vol.1.

- P. 71-74.

12 ПРИЛОЖЕНИЯ

Приложение № 1

копия

ФЕДЕРАЛЬНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ БЮДЖЕТНОЕ НАУЧНОЕ

УЧРЕЖДЕНИЕ

«ФЕДЕРАЛЬНЫЙ ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКИЙ ЦЕНТР ВИРУСОЛОГИИ И МИКРОБИОЛОГИИ»

УТВЕРЖДАЮ

директор ФГБНУ ФИЦВиМ

МЕТОДИЧ ECK И Е IЮ ЛОЖЕН И Я ПО ПРИМЕНЕНИЮ «ТЕСТ- СИСТЕМЫ ДЛЯ ВЫЯВЛЕНИЯ ГЕНОМА ВИРУСА ЗАРАЗНОГО УЗЕЛКОВОГО ДЕРМАТИТА КРУПНОГО РОГАТОГО СКОТА МЕТОДОМ ПОЛИМЕРАЗНОЙ ЦЕПНОЙ РЕАКЦИИ В РЕАЛЬНОМ ВРЕМЕНИ»

пос. Вольгинский - 2018

Приложение № 1 (продолжение)

Приложение № 2