Фотодеструкция пигментов в клетках цианобактерий Awabaena variabilis и Synechococcus elongatus тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Лехимена, Люсианна

• Лехимена, Люсианна
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Лехимена, Люсианна

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Структурно-функциональная организация ФСА

1.2. Адаптация первичных реакций фотосинтеза к условиям освещения и фотоингибированию

1.3. Деградация Хл

1.4. Номенклатура и химические характеристики Хл

1.4.1. Химическая структура нативныхХл

1.4.2. Спектры поглощения Хл

1.4.3. Химические свойства Хл

1.5. Метаболизм Хл а

1.5.1. Реакция типа 1

1.5.2. Реакция типа 2

1.5.2.1. Фотохимическая деградация

1.5.2.2. Нефотохимическая деградация с участием кислорода

1.5.2.3. Ферментативная деградация Хл

1.5.3. Продукты фотоокисления Хл а

1.6. Фотоокислительные процессы: фотодеструкция пигментов и липидов

1.7. Механизм защиты растений и водорослей от фотодеструктивных реакций

1.7.1. Каротиноиды

1.7.2. Другие тушители синглетного кислорода и антиоксиданты

1.7.3. Ферменты

1.8. Условия, вызывающие деградацию пигментов

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Объекты исследования

2.2 Выделение и экстракция пигментов

2.3. Выделение мембран и фикобилинов из клеток цианобактерий A. variabilis

2.4. Выделение мембран, фикобилинов и частиц,

обогащенных ФС-I и ФС-II, из клеток S. elongatus

2.5. Условия облучения

2.6. Спектральные измерения

2.7. Определение содержания пигментов

2.8. Корректировка спектров поглощения на рассеяние и получение спектров рассеяния мембран и клеток

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Фотоокисление пигментов в растворе

3.1.1 Действие видимого света на Хл а в метаноле

3.1.2 Действие видимого света на лютеин в метаноле

3.1.3 Действие видимого света на экстракты пигментов (Хл а и каротиноиды) в метаноле

3.1.4. Действие видимого света и УФ-Б на фикобилины

3.2. Фотодеструкция в изолированных фотосинтетических мембранах

3.2.1 Спектральные изменения поглощения и рассеяния мембран

цианобактерий A. variabilis

3.2.2. Действие видимого света и УФ-Б на мембраны

цианобактерий A. variabilis

3.2.3. Фотодеструкция пигментов в мембранах S. elongatus

3.2.3.1. Действие видимого света

3.2.3.1.1. Спектральные изменения поглощения и рассеяния при действии видимого света на мембраны

3.2.3.1.2. Облучение видимым светом мембран, предварительно прогретых при температуре 75°С в течение 15 мин

3.2.3.1.3. Фотодеструкция в препаратах мембран ФС-I и ФС-М

3.2.3.2. Действие УФ-Б

3.2.3.3. Действие красного света

3.2.3.4. Деградация Хл а

3.3. Фотодеструкция клеток цианобактерий A. variabilis

и S. elongatus

3.3.1. Спектры поглощения и рассеяния

3.3.2. Действие видимого света и УФ-Б радиации на клетки

A. variabilis

3.3.2.1. Общие спектральные изменения

3.3.2.2. Фотодеструкция пигментов в клетках при разных условиях культивирования

3.3.2.3. Влияние кислорода и азота

3.3.2.4. Влияние температуры

3.3.2.5. Влияние дозы УФ-Б

3.3.3. Действие видимого света и УФ-Б радиации на S. elongatus

ОБСУЖДЕНИЕ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

ЛИТЕРАТУРА

ПРИЛОЖЕНИЕ (Рисунки)

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

АФК - Активные формы кислорода

АЛК - Аминолевулиновая кислота

МДА - Малоновый диальдегид

ПОЛ - Перекисное окисление липидов

РЦ - Реакционный центр

ССК - Свето собирающий комплекс

сод - Супероксиддисмутаза

ФС-1 - Фотосистема

ФС-Н - фотосистема II

ФСА - фотосинтетический аппарат

Хл - Хлорофилл

этц - Электронтранспортная цепь

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фотодеструкция пигментов в клетках цианобактерий Awabaena variabilis и Synechococcus elongatus»

ВВЕДЕНИЕ

Продуктивность фотосинтезирующих организмов (бактерии, цианобактерии, водоросли, высшие растения) во многом зависит от эффективности работы фотосинтетического аппарата, которая определяется его способностью к эффективной утилизации солнечной энергии на всех этапах развития организма, как в нормальных условиях, так и при действии стрессовых факторов. Однако, поглощение и преобразование солнечной энергии фотосинтезирующими организмами часто сопряжено с развитием деструктивных эффектов [Гусев, 1968; Красновский, 1982, 1983, 1988, Кафаров и др., 1988, Мерзляк, 1989; Demmig, 1987; Demmig-Adams, 1990, 1992; Krasnovsky, 1994; Noctor and Foyer, 1998]. Особенно отчетливо это проявляется в тех случаях, когда растения подвергаются действию внешних стрессорных условий. Так, замечено, что фотоповреждение систем фотосинтеза усиливается при неблагоприятных условиях окружающей среды, под влиянием техногенных воздействий, при старении и др., а также при нарушении нативности его мембранных структур. Для предотвращения этих нежелательных деструктивных событий в клетках аэробных фотосинтезирующих организмов активно функционируют различные защитные системы, препятствующие возникновению форм активированного кислорода, обладающих способностью инициировать окислительные процессы, а также вторичных продуктов, возникающих при их участии. К ним относятся системы, устраняющие в первую очередь триплетные состояния Хл, свободные радикалы, синглетный кислород и т.д. (антиоксиданты: аскорбиновая

кислота, токоферол, супероксиддисмутаза, каталаза и др.). Тем не менее, во многих ситуациях активность этих защитных систем может ослабевать, что является непосредственной причиной развития фотоокислительных повреждений [Мерзляк и Погосян, 1986; Hendry et al., 1987; Кафаров и др., 1988; Brown et al., 1991; Foyer et al., 1994; Grossman et al., 1995].

Наряду с излучением в видимой области спектра, солнечный свет содержит также компоненту УФ. Даже при сравнительно малой интенсивности УФ излучение во многих случаях способно обеспечить значительные нарушения в фотосинтезе и вызвать деструктивные реакции, сопоставимые по своей интенсивности с действием излучения в видимой части спектра. Эта проблема особенно активно обсуждается в последние годы в связи с нарушением озонового слоя атмосферы. Вместе с тем совместное действие видимого и УФ излучения на живые организмы может носить сложный характер [Tevini et al., 1989; Hader, 1993; Tevini, 1993, 1994; Sihna and Hader, 1998].

В ходе биологической эволюции фотосинтезирующие организмы выработали разнообразные системы для защиты от действия света и кислорода. Поэтому изучение этих систем является важным аспектом общей теории устойчивости живых организмов. Исследование особенностей развития фотоповреждений, вызванных видимым светом и УФ-излучением может дать сведения о природе фотосенсибилизаторов, механизмах первичных реакций и путях развития деградационных процессов.

Цианобактерии являются древними фотоавтотрофными организмами, с жизнедеятельностью которых связывают появление в атмосфере молекулярного кислорода. Они повсеместно распространены в биосфере,

являются важными компонентами многих экосистем и часто их обильное размножение (цветение) наносит значительный вред [Гусев, 1968; Громов, 1976; Тапочка, 1981]. В некоторых странах цианобактерии в достаточно больших количествах культивируются как источник белка, витаминов, ненасыщенных липидов и пигментов. Одной из основных проблем современной биотехнологии микроводорослей при их массовом культивировании является их «фотоокислительная гибель», обусловленная образованием AOK[Eloffet al., 1976; Vonshakand Richmond, 1988].

В своей работе с помощью оптических методов мы исследовали выцветание пигментов, как важного аспекта фотодеструктивных событий в клетках фотосинтезирующих организмов, у двух видов цианобактерий, различающихся по своим физиологическим особенностям. Эти цианобактерии обладают достаточно разрешенными полосами поглощения отдельных пигментов (Хл а, фикобилинов и каротиноидов), что делает их удобными объектами для спектральных исследований. Следует отметить, что клетки как этих, так и других фотосинтезирующих микроорганизмов, обладают сложными оптическими свойствами. Поэтому в нашей работе были применены новые подходы, позволившие более полно охарактеризовать особенности спектральных изменений клеток в ходе фотодеструктивных повреждений. Необходимость углубления знания оптических свойств диктуется тем, что в последние годы для контролирования численности и состояния фотосинтезирующих микроорганизмов как в глобальных масштабах, так и в биотехнологических системах широко используются оптические методы [Gitelson et al., 1993; 1996; Schalles et al.,1998],

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Лехимена, Люсианна

выводы

1. Действие видимого света и УФ-В на цианобактерии A. variabilis и S. elongatus в дозах, сопоставимых с инсоляцией в естественных условиях, способно вызвать разрушение их пигментов.

2. Устойчивость этих цианобактерий к действию видимого света зависит от условий культивирования. Клетки A. variabilis, выращенные при большей освещенности, проявили большую устойчивость к облучению, что отчасти можно отнести к накоплению каротиноидов.

3. Развитие фотодеструктивных процессов, вызванных излучением в видимой части спектра, определяется временем непрерывного светового воздействия. При небольшой продолжительности светового воздействия (210 мин) при темновых периодах в 10-15 мин клетки A. variabilis развиваются и накапливают пигменты. Большая продолжительность светового воздействия (30 мин) приводит к повреждению клеток.

4. Разрушение пигментов под действием видимого света зависит от условий облучения, характера повреждений клеток и вида цианобактерий. У A. variabilis выцветание каротиноидов и фикобилинов предшествует деградации Хл, а у S. elongatus фотодеструкция Хл и каротиноидов происходит быстрее, чем фикобилинов. В зависимости от продолжительности светового воздействия у A. variabilis фикобилины могут сохраняться или их разрушение протекает с высокой эффективностью. В мембранах и клетках цианобактерий фотодеградация Хл и каротиноидов происходит достаточно синхронно.

5. Действие УФ-В на мембраны и клетки цианобактерий превосходит по своей эффективности излучение в видимой части спектра и отличается от него характером разрушения пигментов, кинетикой их деградации и чувствительностью к кислороду. Наиболее чувствительны к УФ-Б фикобилины, а также и каротиноиды.

6. Фотоповреждение цианобактерий как под действием видимого, так и УФ-Б излучений сопровождается преимущественным разрушением, длиноволновых форм Хл и появлением продуктов деградации этого пигмента, поглощающих в области 405-420 нм.

7. Значительные изменения светорассеяния, обнаруженные при фотоповреждениях A. variabilis, свидетельствуют, что деградации пигментов у этой цианобактерии предшествуют или сопутствуют глубокие деструктивные изменения мембран и клеток. Подобные изменения не выявлены у S. elongatus.

8. Оптические характеристики, связанные с поглощением определенных пигментов, накоплением продуктов деградации Хл и светорассеянием, могут быть использованы для оценки состояния и степени повреждения клеток цианобактерий при фотоповреждениях.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Полученные в настоящей работе данные позволяют сделать заключение о сложном характере протекания фотодеструктивных событий в клетках растений, зависящих от степени их адаптированности к внешним условиям, физиологического состояния и генетических особенностей. Различия процессов окислительного повреждения отчетливо проявлялись у двух исследованных видов цианобактерий, особенно в степени нарушений мембранных структур и интегрированности клеток. Хотя в целом деградация пигментов (фикобилинов, каротиноидов и Хл) у A. variabilis и S. elongatus при действии видимого и УФ-Б излучения, обнаружила целый ряд общих черт, было бы, по-видимому, неверным проводить простую аналогию с фотоокислением пигментов в растворе. Как следует из настоящего исследования, целый ряд оптических характеристик, отражающих изменения в соотношении отдельных пигментов, их форм, накопление продуктов деградации Хл, структурные нарушения мембран и повреждения клеток могут быть использованы для недеструктивной оценки течения фотодеструктивных процессов в клетках цианобактерий in vivo.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Лехимена, Люсианна, 1999 год

ЛИТЕРАТУРА

1. Баулина. О.И. 1979. Светозависимые изменения ультраструктуры синезеленых водорослей. Дисс. соиск. уч. ст. канд. биол. н., М., МГУ, 201с.

2. Баулина О.И., Корженевская Т.Г., Гусев М.В. 1977. Электронно-микроскопическое изучение темновой и фотоокислительной деградации сине-зеленой водоросли Anabaena variabilis. Микробиол., т. 46, №1, 128-133.

3. Берштейн И.Я., Каминский Ю.Л. 1986. Спектрофотометрический анализ в органической химии. Л: Химия. 2-ое изд., 199 с.

4. Вавилин Д.Н., Маторин Д.Н., Кафаров А.Л., Баутина А.Л., Венедиктов П.С. 1991. Высокотемпературная термолюминесценция хлорофилла при перекисном окислении липидов. Биол. мембр., т. 8, 89-98.

5. Тапочка Л.Д. 1981. Об адаптации водорослей. Изд-во Москва, 80 с.

6. Гольдфельд М.Г., Карапетян Н.В. 1989. Физико-химическое основы действия гербицидов. Итоги Науки и Техники ВИНИТИ, сер. биологическая химия М., т. 30, 164с.

7. Григорьев Ю.С., Знак Н.Ю., Гладышева Е.Е., Гехман А.В. 1989. Температурная зависимость замедленной флуоресценции водорослей, адаптированных к различным температурам. Физиол. Раст., т. 36, № 2, 391-398.

8. Гудвин Т., Мерсер Э. 1986. Введение в биохимию растений, т. 2, М., Мир, 312 с.

9. Гусев М.В. 1968. Биология синезеленых водорослей. Изд-во МГУ, Москва.

10. Кауров Ю. Н., Лавягина Е.Р., Беляская Г.К., Иванов И.И., 1986. Исследование факторов, влияющих на структурно функциональные свойства частиц ФС-ll с активной водо-разлагающей системой из мембран термофильных цианобактерий S. elongatus. Биол. мембр., т. 3, № 3, 275-281.

11. Кафаров П.С., Шендерова Л.В., Маторин Д.Н., Венедиктов П.С. 1988. Ингибирование фотосинтеза и накопление перекисей липидов и гибель клеток хлореллы при интенсивном освещении. Физиол. Раст. т. 35, № 3, 458-463.

12. Корженевская Т.Г., 1975. Выживание и деструкция в темноте облигатно фототрофной синезеленой водоросли Anabaena variabilis. Дисс. соиск. уч. ст. канд. биол. н., М., МГУ, 114 с.

13. Красновский А.А., 1988. Механизм образования и роль синглетного кислорода в фотобиологических процессах. Молекулярные механизмы биологического действия оптического излучения. М., Наука, 22-24.

14. Красновский А.А., Венедиктов Е.Я., Черненко О. М., 1982. Тушение синглетного кислорода хлорофиллами и порфиринами. Биофизика, т. 27, № 6, 966-972.

15. Красновский А.А., Параманова Л.И., 1983. Взаимодействие синглетного кислорода с каротиноидами. Константы скорости физического тушения. Биофизика, т. 28, № 5, 725-729.

16. Литвин Ф.Ф. 1975. Организация фотосинтетического аппарата и спектральные свойства пигментов. В сб. Биофизика фотосинтеза, п/ред. А.Б. Рубина, Изд-во МГУ, 6-144.

17. Мерзляк М.Н. 1989. Активированный кислород и окислительные процессы в мембранах растительных клеток. Итоги науки и техники ВИНИТИ, сер. Физиол. Раст., т. 6, 168 с.

18. Мерзляк М.Н, Жигалова Т.В. и Шевырева В.В. 1989. Исследование второй производной спектров поглощения при анализе продуктов перекисного окисления липидов в растениях по реакции с 2-тиобарбитуровой кислотой. Биол. науки, № 10, 100-105.

19. Мерзляк М.Н., Коврижных В.А. 1984. Алломеризация хлорофилла в системах, содержащих свободные радикалы, и при освещении изолированных хлоропластов. Studia biophysica, т. 102, № 1, 81-88.

20. Мерзляк М.Н., Погосян С.И. 1986. Фотодеструкция пигментов и липидов в изолированных хлоропластах. Биол. науки, № 3, 8-20.

21. Рубин А.Б., Кононенко А.А., Пушенко В.З., Чаморовский С.К., Венедиктов П.С., 1987. Принцип регуляции и модельные системы первичных процессов фотосинтеза. Итоги Науки и Техники ВИНИТИ, сер. Биофизика, т. 22, 212с.

22. Стадничук И.Н., 1991. Фикобилисомы. Итоги науки и техники ВИНИТИ, сер. Биологическая химия, т. 46, 170 с.

23. Abeliovich A., Kellenberg D., and Schilo М. 1974. Effect of photooxidative conditions on levels of superoxide dismutase in Anacystis nidulans. Photochem. Photobiol., vol. 19, No 3, 379-382.

24. Afanas'ev I.В., 1997. Antioxidant and chelating properties of flavonoids. Adv. Biochem. Pharmacol, vol. 38, 151-163.

25. Allen J.F., Sander C.E., Holmes N.G. 1985. Correlation of membrane protein phosphorilation with excitation energy distribution in the cyanobacterium Synechococcus 6301. FEBS Lett., vol. 193, 271-275.

26. Anderson I.C., Robertson D.S. 1960. Role of carotenoids in protecting chlorophyll from photodestruction. Plant Physiol., vol. 35, No 4, 531-534.

27. Andrews K., Johnson J. R., and Fahy D.. 1998. Protection against sunscald in apple fruits by the ascorbate-glutathione cycle. Abstr. XXV Int.Congress (IHC) Science and Horticultural Interfaces and Interactions, 2-7 Aug., Brussels, 126.

28. Arnon D.I., Tang G. M.S. 1988. Cyt b559 and proton conductance in oxygenic photosynthesis. Procl. Natl. Acad. Sci. USA, vol. 85, 9524-9528.

29. Aro E.M., Hundal T., Carlsberg I., Anderson B. 1990. In vitro studies on light induced inhibition of PS-II and Di protein degradation at low temperatures. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1019, No 3, 269-275.

30. Asada K., Kanematsu S., Uchida K. 1977. Superoxide dismutase in photosynthetic organisms, absence of the cuprozinc enzyme in eukaryotic algae. Arch. Biochem. Biophys., vol. 179, No 1, 234-256.

31. Barabas K. N., Szegletes Z., Pestenacz A., Fulor K, and Erdei L. 1998. Effects of excess UV-B irradiation on the antioxidant defense mechanisms in wheat. J. Plant Physiol., vol. 153, 146-153.

32. Barber J., Ford R.C., Mitchell R.A.C., Miller P.A., 1984. Chloroplast thylakoid membrane fluidity and its sensitivity to temperature. Planta, vol. 169, 429-436.

33. Biggins G., Bruce D. 1989. Regulation of energy transfer in organism containing phycobilins. Photosynth. Res., vol. 20, 1-34.

34. Biswal B. 1995. Carotenoid catabolism during leaf senescence and its control by light. J. Photochem. Photobiol. (B), vol. 30, 3-13.

35. Biswal B., Smith A. J., and Roger L. J. 1993. Changes in carotenoids but not in D1 protein in response to nitrogen depletion and recovery in a cyanobacterium. FEMS Microbiol. Lett., vol. 116, 341-348.

36. Boeger P. 1996. Mode of action of herbicides affecting carotenogenesis. J. Pest. Sci., vol. 21, No 4, 473 478.

37. Brecht E. 1986. The light harvesting chlorophyll a/b protein complex II of high plants: result from a twenty year research period. Photobiochem. Photobiophys., vol. 12, 37-50.

38. Brown S.B., Houghton J.D., Hendry G.A.F. 1991. Chlorophyll breakdown. Chlorophylls. Ed. by H. Scheer. Boca Raton, Ann Arbor, Boston, London: CRC Press, 465-489.

39. Brown S.B., Smith K.M., Bisset G.M.F., Troxler R.F. 1980. Mechanism of photooxidation of bacteriochlorophyll derivatives. A possible model for natural chlorophyll breakdown. J. of Biol. Chem., vol. 255, No 17, 8063-8068.

40. Carmen A., Bergit V. 1960. Chlorophyllase activity of spinach chloroplast. Plant Physiol., vol. 35, No 3, 368-371.

41. Carpentier R., Leblane R.M., Bellemare G. 1985. Chlorophyll photobleaching in pigment-protein complexes. Z. Naturforsch., Bd. 41, H. 3, 284-290.

42. Chauvet J.-P., Journeaux R., Viovy R. 1973. Photooxydation de la chlorophylle a dans le binanaire Triton X 100-Eau. C. R. Acad. Sc. Paris, vol. 227, 527-530.

43. Chitnis P.R. and Thornber J.P. 1988. The major light harvesting complex of PS-II aspects of its molecular and cell biology. Photosynth. Res., vol. 16, 41-63.

44. Cuello J. and Lahora A. 1993. Chlorophyll degradation by free radicals derived from linolenic acid in incubated barley thylakoids. Acta Bot. Neer., vol. 42, No 4, 481-490.

45. Danielius R.V., Satch K., Van Kan P.J.M., Plijter J.J., Nuijs A.M., Vang H. J. 1987. The primary reaction of PS-II in the DrD2 -cyt b559 complex. FEBS Letter, vol. 213, 241-244.

46. Debus R. J., Barry B.A., Babckock G.T., Macintosh L. 1988. Directed mutegenesis indicates that the donor to P6so in PS-II is tyrosine -161 of the Di polypeptide. Biochem., vol.27, 9071-9074.

47. De Lange R. J. and Glazer A. N. 1989. Phycoerythrin fluorescence-base assay for peroxy radicals: A screen for biologically relevant protective agents. Anal. Biochem. vol. 177, 300-308.

48. Demeter S., Neale P.J., Melis A. 1987. Photoinhibition: Impairment of the primary charge separation between Рб8о and pheophytin in PS-II. FEBS letter, vol. 214, No 2, 370-374.

49. Demmig-Adams B. 1990. Carotenoids and photoprotection in plant: role for the xanthophyll zeaxanthin. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1020, 1-24.

50. Demmig-Adams B. and Adams W. W. 1992. III. Photoprotection and other responses of plants to high light stress. Ann. Rev. Plant Physiol. & Plant Mol. Biol., vol. 43, 599-626.

51. Demming B., Winter K., Kruger A., Czygan F.C. 1987. Photoinhibition and zeaxantin formation in intact leaves. A possible role of the xanthphyll cycle in the dissipation of excess light energy. Plant Physiol., vol. 84, No 2, 218-224.

52. Du Z. and Bramlage W. J. 1994. Superoxide dismutase activities in senescing apple fruits (Malus Domesctica Borkh). J. Food Sci., vol. 59, 581-584.

53. Ducret A., Sidler W., Wehrli E., Frank G. and Zuber H. 1996. Isolation, characterization and electron microscopy analysis of hemidiscoidal phycobilisome type from the cyanobacterium Anabaena sp. PCC 7120. Eur. J. Biochem., vol. 236, No 3, 1010-1024.

54. Edge R, McGarvey D. J. and Truscotte T. G. 1997. The carotenoids as anti-oxidants. J. Photochem. Photobiol., (B): vol. 41, 189-200.

55. Eloff N., Steinizz Y. and Shilo M. 1976. Photooxidation of cyanobacteria in natural conditions. Appl. Envir. Microbiol., vol. 31, No 1, 119-126.

56. Falkowski P.G., Fujita Y., Ley A., Mauserall D. 1986. Evidence for cyclic electron flow around PS-II in Chlorella pyrenoidosa. Plant Physiol., vol. 81, 310-312.

57. Foote C.S., Ching T.Y., Geller G.G. 1974. Chemistry of singlet oxygen. XVIII. Rates of reaction and quenching of tocopherol and singlet oxygen. Photochem. Photobiol., vol. 20, No 6, 511-513.

58. Foyer C.H., Lelandais M. and Kunert K.J. 1994. Photooxidative stress in plants. Physiol. Plant, vol. 92, 696-717.

59. French C.S., Brown J.S. and Lawrence B. 1972. Four universal forms of chlorophyll a. Plant Physiol., vol. 49, No 3, 421-429.

60. Fridovich I. 1981. Role and toxicity of superoxide in unicellular systems In: Oxygen and Oxy-Radicals in Chemistry and Biology. Ed. by Rodgers M.A.J., Powers E.L., NY. Acad. Press, 197-239.

61. Gala W.R. and Giesy J.P. 1993. Using the carotenoid biosynthesis inhibiting herbicide, fluridone, to investigate the ability of carotenoid pigments to protect algae from the photo-induced toxicity of anthracene. Aq. Toxicol., vol. 27, No 1-2, 61-70.

62. Gitelson A.A. 1993. Algorithms for remote sensing phytoplankton pigments in inland waters. Adv. Space Res., vol. 13, No 5, 197-201.

63. Gitelson A.A., Quiang H. and Richmond A. 1996. Photic volume in photobioreactgors supporting ultrahigh population densities of photoautotroph Spirulina platenses. App. Env. Microbiol., vol. 62, No 5, 1570-1573.

64. Glazer A.N. 1984. Phycobilisome. A macromolecular complex optimized for light energy transfer. Biochim. Biophys. Acta, vol. 768, 29-51.

65. Glazer A.N. 1988. Fluorescence-base assay for reactive oxygen species: A protective role for creatinine. FASEB J., vol. 2, 2487-2492.

66. Glazer A.N. and Fang S. 1973. Chromophore content of blue-green algae phycobiliproteins. J. Biol. Chem., vol. 248, No 2, 59-662.

67. Gombos Z., Barbaras K., Joo F., Vigh L. 1988. Lipid saturation induced microviscosity increase has no effect on the reducibility of flash oxidized cytochrome f in pea thylakoids. Plant Physiol., vol. 36, No 2, 335-337.

68. Gossauer A. 1994. Catabolism of tetrapyrroles. Chimia, vol. 48, 352-561.

69. Gossauer A., Engel N. 1996. Chlorophyll catabolism-structures, mechanisms, conversions. J. Photochem. Photobiol. B: Biology, vol. 32, 141-151.

70. Greer D.H., Berry J.A., Bjorkman O. 1986. Photoinhibition of photosynthesis in intact bean leaves: role of light during recovery. Planta, vol. 168, No 2, 253-260.

71. Grossman A.R., Schaefer M.R., Chiang G.G. and Collier J.L. 1995. The response of Cyanobacteria to environmental conditions: light and nutriens. In: The Molecular Biology of Cyanobacteria, ed. by D. A. Bryant, Dordricht, Boston. London: Kluwer Academic Publisher, Advances in Molecular Biology, vol.

I, 641-675.

72. Hader D.P. 1993. UV-B effects on phytoplankton. Frontiers of Photobiology. Proc. 11th Int. Cong, on Photobiology, Kyoto, Japan, 7-12 September, 1992. Ed. by A. Shima, M. Ichahashi Y. Fujiwara and H. Takebe. Amsterdam - London - New York - Tokyo: Excerpta Medica, 547-550.

73. Halliwell B. 1982. Ascorbic acid and illuminated chloroplasts. In: Ascorbic Acid: Chemistry, Metabolism and Uses. Advan. Chem., Ser. A. Ed. By Pseib H. Tolber, Washington., vol. 200, 263-274.

74. Hanson O. and Wydzynski T. 1990. Current perception of PS-II. Photosynth. Res., vol. 23, 131-162.

75. Heath L. and Packer L. 1968. Photoperoxidation in isolated chloroplasts. I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Arch. Biochem. Biophys., vol. 125, No 1, 189-198.

76. Heath R.L., Packer L. 1968. Photoperoxidation in isolated chloroplasts.

II. Role of electron transport. Arch. Biochem. Biophys., vol. 125, No 3, 850-857.

77. Hendry G.A.F., Houghton J.D., Brown S.B. 1987. The degradation of chlorophyll - a biological enigma. New Phytol., vol. 107, 255-302.

78. Hess L. 1993. Vitamin E, a-tocopherol. In: Antioxidants in Higher Plants, ed. by R.G. Alscher and J.L. Hess, Boca Raton, Florida: CRS Press Inc., 111-133.

79. Hodgson R.A.J, and Raison J.K. 1991. Lipid peroxidation and superoxide dismutase activity in relation to photoinhibition induced by chilling in moderate light. Planta, vol. 185, No 2, 215-219.

80. Humbeck K., Romer S., Senger H. 1988. Changes in carotenoid composition and function of the photosynthetic apparatus during light dependent chloroplasts differentiation in the mutant C-6D of scenedesmus obliquus. Bot. Acta, vol. 10, 220-228.

81. Hundal T., Virgin I., Styring S., Anderson B. 1990. Change in organization of PS-II follow light induced Di protein degradation. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1017, No 36, 235-241.

82. Jackson A.H. 1976. Structure, properties and distribution of chlorophylls. In: Chemistry and Biochemistry of Plant Pigments. 2nd ed., Ed. by T.W Goodwin., Acad. Press, New York.

83. Jiang Ming Yi and Guo Shao Chuan 1996. Involvement of singlet oxygen in the breakdown of photosynthetic pigments in the leaves of rice seedling exposed to osmotic stress and light. Acta Bot. Sin., vol. 38, No 10, 797-802.

84. Ju G„ Yuan Y.B., Liu C.L., Dai H.Y., Ju R.J.L., Yuan Z.G., Liu Y.B. and Liu R.J. 1994. Effect of low temperature on H2C>2 level during storage of apples. J. Fruit Sci., vol. 11,10-13.

85. Jung J. and Kim H.-S. 1990. The chromophores as endogenous sensitizers involved in the photogeneration of singlet oxygen in spinach thylakoids. Photochem. Photobiol., vol. 52, No 5, 1003-1009.

86. Kim C.S., Han G.H., Kim G.M., Jung J. 1993. In situ suspectibilities of photosystems I and II to photosensitized inactivation via synglet oxygen mechanism. Photochem. Photobiol., vol. 57, No 6, 1003-1074.

87. Kirlovsky D.L., Vernotte C., Etienne A.L. 1990. Protection from photoinhibition by low temperature in Synechocystis 6714 and in Chlamidomonas reinhardtii detection of an intermediacystate. Biochem., vol. 29, 8100-8106.

88. Koch J.L., Oberlander R.M., Tamas I.A., Germain J.L., Ammondson D.B.S. 1982. Evidence of singlet oxygen participation in the chlorophyll sensitized photooxidation of indole acetic acid. Plant Physiol, vol. 70, No 2, p. 414-417.

89. Krasnovsky A.A., Jr. 1994. Singlet molecular oxygen and primary mechanisms of photo-oxidative damage of chloroplasts: Studies based on detection of oxygen and pigment phosphorescence. Procee. Royal Society of Edinburgh Section B (Biol. Sci.) vol. 102, 219-235.

90. Kratz W. A. and Myers J. 1955. Nutrition and growth of several blue-green algae. Amer. J. Bot. vol. 42, p. 282-287.

91. Kunert J. and Ederer M. 1985. Leaf aging and lipid peroxidation: the role of the antioxidants vitamin E and C. Physiol, plant, vol. 65, 85-88.

92. Kyle D.J., Stachelin L.A., Arntzen C.J. 1983. Lateral mobility of the light harvesting complex in the chloroplsts membrane controls excitation energy distribution in higher plants. Arch. Biochem. Biophys., vol. 222, p. 527-541.

93. Lao K. and Glazer A. N. 1996. UV-B photodestruction of a light-harvesting complex. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. vol. 93, p. 5258-5263.

94. Larson R.A.1995. Plant defences against oxidative stress. Arch. Insect Biochem. Physiol. 29, No 2, 175-186.

95. Lichtenthaler H.K. 1987. Chlorophyll and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembranes. Meth. Enzym., vol.148, P. 331-382.

96. Llewellyn C.A., Mantoura R.F.C. and Brereton R.G. 1990. Products of chlorophyll photodegradation- 2. Structural identification. Photochem. Photobiol., vol. 52, No 5, p. 1043-1047.

97. Lotjonen S. and Hynninen P.H. 1990. Chlorophylls: VII. A proton NMR-spectroscopic study of the phase-test intermediate of chlorophyll a. Acta Chimica Scand. vol. 44, No 3, 235-238.

98. Malkin S., Telfer A. and Barber J. 1990. Light distribution transfer and illumination in the marine red alga Porphyta perforata from photoacustic energy storage measurements. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1016, 177-189.

99. Marder J.B. and Barber J. 1989. The molecular anatomy and function of thylakoid proteins. Plant Cell Environ., vol. 12, 595-614.

100. Masojidek J., Droppa M. and Horvath G. 1987. Analysis of the polypeptide composition of grana and stroma thylakoids by two dimensional gel electrophoresis. Eur. J. Biochem., vol. 169, 238-288.

101. Matile P. 1980.Catabolism of chlorophyll: involvement of peroxidase? Z. Pflanzenphysiol., 99, 475-478.

102. Matile P., Duggelin T. , Schellenberg M., Rentsch D., Bortlik K., Peisker C. and Thomas H. 1989. How and why is chlorophyll broken down in senescent leaves. Plant Physiol. Biochem., vol. 27, 595-604.

103. Melis A. and Anderson J.M. 1983. Structural and functional organization of the photosynthesis in spinach chloroplasts - Antenna size, relative electron- transport capacity and chlorophyll composition. Biochim. Biophys. Acta, vol. 724, p. 473-484.

104. Merzlyak M.N. and Hendry G.A.F. 1994. Free radical metabolism, pigment degradation and lipid peroxidation in leaves during senescence. Proc. Royal Soc. Edinburgh, Section B (Biol. Sci.) vol. 102 B, 459-471.

105. Merzlyak M.N. and V.A. Kovrizhnikh. 1986. Allomerization of chlorophyll in pea plants treated with diquat and fumigated with sulfur dioxide: possible participation of free - radical reactions in pigment degradation. J. Plant Physiol, vol. 123, 503-506.

106. Merzlyak M.N., Kovrizhnikh V.A. and Kaurov Y.N. 1983. Improved solvent system for plant pigment separation on silica gel thin layers. J. Chromatog. 262, No 3, 331-333.

107. Merzlyak M.N., Kovrizhnikh V.A. and Timofeev K.N. 1991. Superoxide mediated chlorophyll allomerization in a dimethyl sulphoxide-water mixture. Free Rad. Res. Communs. vol. 15, No 4, 197-201.

108. Merzlyak M.N., Kuprianova N.S., Kovrizhnikh V.A. and Afanas'ev I.B. 1985. The allomerization of chlorophylls a and b with superoxide anion. J. Inorg. Biochem. 24, No 3, 239-242.

109. Milner P.A., Gogel G. and Barber J. 1987. Investigation of the spatial relationships between PS-II polypeptides by reversible crosslinking and diagonal electrophoresis. Photosynth. Res., vol. 13, 185-198.

110. Misra A.H., Barber S.G.N. 1991. The isolated Di/Dz/cyt-bssg RC complex of PS-II possesses a syrine type endopeptidase activity. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1059, No 2, 239-242.

111. Mishra N.P., Francke C., Van Gorkom H.J. and Ghanotakis D.F. 1994. Destructive role of singlet oxygen during aerobic illumination of the photosystem II core complex. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1186, 81-90.

112. Mishra R.K., Mishra N.P., Kambourakis S., Orfanopoulos M. and Ghanotakis D.F. 1996. Generation and trapping of singlet oxygen during strong illumination of a photosystem II core complex. Plant Sci., vol. 115 No 2, 151-155.

113. Mostowska A. and Gwozdz, E.A. 1995. Responses of photosynthetic apparatus to oxidative stress. Postepy Biologii Komorki, vol. 22, No 1, 43-63.

114. Myazaki A., Shina T., Tyoshima Y., Guanaris K., Barber J. 1989. Stoichiometry of cytochrome b-559 in PS-II. Biochim. Biophys. Acta, vol. 975, No 1, 142-147.

115. Naqvi K.R., Melo T.B., Javorfi T. and Garab G. 1998. Comparison of the absorption spectra of trimers and aggregates of chlorophyll a/b light-harvesting complex LHC II. Spectrochim. Acta (Part A), vol. 53, 1925-1936.

116. Neale P.J. and Melis A. 1991. Dynamics of PS-II heterogeneity during photoinhibition: depletion of PS-lip from non appressed thylakoids during strong irradiance exposure of Chlamydomonas reinhardtii. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1056, No 2, p. 195-203.

117. Nicole T.M., Cohen C.B. 1977. Molecular composition of cyanobacterial phycobilisomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, vol.74, No 4, p. 1635-1639.

118. Noctor G. and Foyer C.H. 1998. Ascorbate and glutathion: keeping active oxygen under control. Annu. Rev. Plant Physiol. Mol. Biol. vol. 49, p. 249-279.

119. Noctor G. and Horton P. 1990. Uncoupled titration of energy dependent chlorophyll fluorescence quenching and PS-II photochemical yield in intact pea chloroplasts. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1016, p. 228-234.

120. Norrod P. and Morse S.A. 1979. Absence of superoxide dismutase in some strains of Meisseia gonorrhaeae. Biochem. Biophys. Res Commun, 1979, vol. 90, No 5, 1287-1294.

121. ObingerC., Regelsberger G., PircherA., StrasserG. and A., Peschek

G.A. 1998. Scavenging of superoxide and hydrogen peroxide in blue-green algae (Cyanobacteria). Physiol. Plant. 104, No 4, 693-698.

122. Ohad I., Kyle D.J. and Arnzen C.J. 1984. Membrane protein damage and repaire. II. Removal and replacement of inactivated 32-kD polypeptides in chloroplasts membranes. J. Cell Biol., vol. 99, 481-485.

123. Osborne B.A. and Raven. J.A. 1986. Light absorption by plants and its implication for photosynthesis. Biol. Rev. vol. 61, 1-61.

124. Palett R.T. and A. J. Young A.J. 1993. Carotenoids. In: Antioxidants in Higher Plants, ed. by R.G. Alscher and J.L. Hess, Boca Raton, Florida: CRS Press Inc., 60-89.

125. Palozza P. and Krinsky N.I. 1992. Antioxidant effects of carotenoids in vivo and in vitro. In: Methods in Enzymology, vol. 213. Carotenoids. Part A. Chemistry, Quantitation, and Antioxidation, ed. by L. Packer, San Diego, New York, Boston, London, Sydney, Tokyo, Toronto, Acad. Press Inc., 403-420.

126. Percival M.P., Weber N.R. and Barber N.R. 1984. Evidence for the role of the light harvesting chlorophyll a/b protein complex in PS-II heterogeneity. Biochim. Biophys. Acta, vol. 767, 582-586.

127. Peterman E.J.G., Dukker F.M., Van Grondelle R. and van Amerongen

H. 1995. Chlorophyll a and carotenoid triplet states in light-harvesting complex II of higher plants. Biophys. J., vol. 69, No 6, 2670-2678.

128. Porra R.A. 1991. Recent advances and re-assessment in chlorophyll extraction and assay procedures for terrestrial, aquatic, and marine organisms, including recalcitrant algae. In: Chlorophylls. Ed. by H. Scheer, Boca Raton, Ann Arbor, Boston, London: CRC Press, 31-57.

129. Powles S. B., Berry J. and Bjorkman O. 1983. Interaction between light and chilling temperature on the inhibition of photosynthesis in chilling sensitive plants. Planta, vol. 6, No 2, 117-123.

130. Putt M., Harris G.P., Cuhel R.L. 1987. Photoinhibition of DCMU-enhanced fluorescence in lake Ontario phytoplankton. Can. J. Fish. Aquat Sci., vol. 44, 2144-2154.

131. Rabinovitch H.D. and Fridovitch I. 1983. Superoxide radical, superoxide dismutases and oxygen toxicity in plants. Photochem. Photobiol., vol. 37, No 6, 679-690.

132. Rabinovich H.D. and. Sklan. D. 1980. Superoxide dismutase: A possible agent against sunscald on tomatoes (Lycopersicon esculentum Mill.). Planta, vol. 148, No 2, 162-167.

133. Raval M.K. 1990. Evolution of oxygen evolving reaction center-ll of thylakoids. Ind. J. Biochem. Biophys., vol. 27, No 1, 9-12.

134. Raven J.A. and Geider R.J. 1988. Temperature and algae growth. New Phytol., vol. 110, 441-446.

135. Rodoni S., Schellenberg M. and Matile P. 1998. Chlorophyll breakdown in senescing barley leaves as correlated with phaeophorbide a oxygenase activity. J. Plant Physiol., vol. 152, 139-144.

136. Rontani J.F., Cuny P. and Grossi V. 1996. Photodegradation of chlorophyll phytyl chain in senescent leaves of higher plants. Phytochem., vol. 42, No 2, 347-351.

137. Schalles J.F., Gitelson A.A., Yacobi Y.Z. and Kroenke A.E. 1998. Estimation of chlorophyll a from time series measurements of high spectral resolution reflectance in an eutrophic lake. J. Phycol., vol. 34, 383-390.

138. Schmetter G. and Peschek G.A.1981. Treatments effecting reversible photobleaching and thylakoid degradation in the blue-green algae Anacystis nidulans. Biochem. Physiol. Pflanz.,vol. 176, 90-100.

139. Schmetterer G., Peschek G.A. and Sleytr U.B. 1983. Thylakoid degradation during photooxidative bleaching of the cyanobacterium Anacystis nidulans. Protoplasma, vol. 115, No 2/3, 202-207.

140. Schoch S., Rudiger W., Luthy B. and Matile P. 1984. 13-2 Hydroxychlorophyll a, the first production of the reaction of chlorophyll-oxidase. J. Plant Physiol., vol. 115, 85-89.

141. Schroeder W.A. and Johnson E.A. 1995. Carotenoids protect Phaffia rhodozyma against singlet oxygen damage. J. Ind. Microbiol., vol. 14, No 6, 502-507.

142. Sihna R.P. and Hader D-P. 1998. Effect of ultraviolet-B radiation in three rice field cyanobacteria. J. Plant Physiol., vol. 153, No 5/6, 763-769.

143. Sivak M.N. and Walker D.A. 1985. Chlorophyll a fluorescence: can it shed light on fundamental question in photosynthetic carbon dioxide fixation? Plant Cell Environ., vol. 8, 439-448.

144. Stadnichuk I.B., Kovalev Y.V. and Krasnovsky A.A. 1993. Phosphorescence spectra of R-phycoerythrin. J. Photochem. Photobiol. (B), vol. 19, 15-18.

145. Stewart A.L. and Bendall D.S. 1979. Preparation of an active oxygen evolving photo system 2 particle from a blue-green alga. FEBS Lett., vol.107, No2, 1008-312.

146. Streb P, Tel Or E., and Feierabend J. 1997. Light stress effects and antioxidative protection in two desert plants. Funct. Ecol., vol. 11, No 4, 416-424.

147. Styring S., Virgin I., Ehrenberg A., Anderson B. 1990. Strong light photoinhibition of electron transport in PS-II impairment of the function of the first quinone acceptor Qa. Biochim. Biophys. Acta, vol. 1015, No 2, 269-278.

148. T. Swain. 1976. Nature and properties of flavonoids. In: Chemistry and Biochemistry of Plant Pigments, ed. by T.W. Goodwin, London, New York, San Francisco: Acad. Press, 425-463.

149. Su Xing, Lin Zhi Fang and Sun Gu Chou 1996. Effects of lipoxygenase on the activities of photosynthetic electron transport in cucumber leaves. Acta Bot. Sin., vol. 38, No 4, 287-294.

150. Sukenik A., Wyman K.D., Bennett J., Falkowsky P. 1987. A novel mechanism for regulating the excitation of PS-II in green alga. Nature, vol. 327, 704-707.

151. Takeda Y. and Yoshihira K. 1990. Effect of chlorophyll-related compounds on the oxidation of cell membrane. J. Food Hygienic Soc. Japan, vol. 31, No 1, 30-35.

152. Tanaka K., Kakumo T., Yamashita Y. and Horio T. 1982. Purification and propreties of chlorophyllase from greened rye seedling. J. Biochem. (Tokyo), vol. 92. 1763-1773.

153. Terpstra W. and Lambers J.W.J. 1983. Interactions between chlorophyllase, chlorophyll a, plant lipids and magnesium. Biochim. Biophys. Acta, vol.746, 23-31.

154. Tevini M. 1993. UV-B radiation and ozone depletion: effects on humans, animals, plants, microorganisms and materials. Lewis Publishers: Boca Raton, Ann Arbor, London, Tokyo,

155. Tevini M. 1994. UV-B effects on terrestrial plants and aquatic organisms. Progress in Botany, vol. 55, Berlin.

156. Tevini M., Martyn M.C., Alan H.H. 1989. The changing solar ultraviolet; climate and ecological consequences for higher plants. Trends Ecol. Evol., vol. 2, No 12, 363-367.

157. Thomas H., Bortlik K., Rentsch D., Schellenberg M. and Matile P. 1989. Catabolism of chlorophyll in vivo: Significance of polar chlorophyll catabolites in a non-yellowing senescence mutant of Festuca pratensis Huds. New Phytol., vol. 111, No 1, 3-8.

158. Thompson L.K. and Brudvig J.W. 1988. Cyt b55g may function to protect PS-II from photoinhibition. Biochem., vol. 27, 6653-6658.

159. Tournaire S., Croux M.-T., Maurette I., Beck M., Hocquaux A., Braun M. and Oliveros E. 1993. Antioxidant activity of flavonoids: efficiency of (1Ag) quenching. J. Photochem. Photobiol. (B), vol. 19, No 3, 205-216.

160. Truscott G. 1990. The photophysics and photochemistry of the carotenoids. J. Photochem. Photobiol. (B), vol. 6, No 4, 359-372.

161. Vogt Th., Gulz P.G. and Reznik H. 1991. UV-radiation dependent flavoniod accumulation of Cistus laurifolius L. Z. Naturforsch., Bd. 46, H. 1-2, 37-41.

162. Vonshak A. and Richmond A. 1988. Mass production of the Blue-green alga Spiruluna: An Overview. Biomass, vol. 15, 233-247.

163. Weis E., Berry J. 1987. Quantum efficiency of PS-II in relation to energy dependent quenching of chlorophyll fluorescence. Biochim. Biophys. Acta, vol. 894, 198-202.

164. Whremeyer W. 1988. Structure of cryptophyte photosynthetic membranes In: Photosynthetic Light Harvesting Systems. (Ed. By Scheer H., Schneider S.) D. Guyter, Berlin, New-York.

165. Wild A. and Urshel B. 1980. Chlorophyll protein complex of Chlorella fusca. Z. Naturforsch, Bd. 35, 627-637.

166. Wilhelm C. 1990. The biochemistry and physiology of light harvesting processes in chlorophyll b and chlorophyll c containing algae. Plant Physiol. Biochem., vol. 28, No 2, 293-306.

167. Wrischer M., Ljubesic N. and Salopek B. 1998. Functional stability of thylakoids in plastids of dark-grown spruce seedlings. J. Plant Physiol., vol. 153, 46-52.

168. Yamauchi R. and Matsushita S. 1979. Light-induced lipid peroxidation in isolated chloroplasts and role of a-tocopherol. Agr. Biol. Chem., vol. 43, No 10, 2157-2161.

169. Young A.J. 1991. The photoprotective role of carotenoids in higher plants. Physiol. Plant., vol. 83, No 4, 702-708.

170. Zucchelli G., Garlaschi P.M. and Jennings R.C. 1988. Spectroscopic analysis of chlorophyll bleaching in spinach thylakoids, grana and light-harvesting chlorophyll a/b protein complex. J. Photochem. Photobiol.

(B), vol. 2, 482-490.