Целлобиозодегидрогеназа почвенного аскомицета ИНБИ 2-26(-) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Карапетян, Карен Навасардович

• Карапетян, Карен Навасардович
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Карапетян, Карен Навасардович

Введение.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Почвенные грибы и их роль в трансформации растительных остатков.

1.1.1. Разложение древесины грибами.

1.1.2. Грибы, вызывающие мягкую (умеренную) гниль.

1.1.3. Базидиомицеты — возбудители бурой грили.

1.2. Ферменты грибов, трансформирующие полисахаридную и ароматическую часть растительного субстрата.

1.2.1. Внеклеточные ферменты грибов, участвующие в превращении углеводной части лигноцеллюлозныъх субстратов.

1.2.2. Ферментные системы грибов, трансформирующие ароматическую часть растительного субстрата (лакказы).

1.3. Целлобиозодегидрогеназы древоразрушающих и почвенных грибов (мягкая, бурая гниль, базидомицеты).

1.3.1. Характеристика целлобиозодегидрогеназ из различных грибов.

1.3.2. Структура ЦЦГ.

1.3.3. Каталитический механизм.

1.3.4. Связывание с целлюлозой.

1.3.5. Возможные функции ЦДГ.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Штаммы.

2.2. Культивирование грибов.

2.3. Разложение соломы в лабораторном реакторе для контролируемой твердофазной ферментации.

2.4. Аналитические методы.

2.4.1. Выделение и очистка фермента.

2.4.2. Определение ферментативной активности.63'

2.4.3. Совместное определение лакказы и ЦЦГ с помощью дихлорфенолиндофенола.

2.4.4. Стационарная кинетика.

2.4.5. Концентрация белков.

2.4.6. Электрофорез.

2.4.7. Адсорбция ЦЦГ на целлюлозе.

2.4.8. Изоэлектрофокусирование.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Разложение компонентов лигноцеллюлозного субстрата (овсяная солома) сообществом мицелиальных грибов ИНБИ 2-26, а также его отдельными компонентами — продуцентами лакказы и ЦЦГ.

3.1.1. Разложение соломы штаммом-продуцентом лакказы ИНБИ 2-26(+) и смешанной культурой ИНБИ 2-26(+) и продуцента целлюлаз Trichoderma reese.

3.1.2. Разложение овсяной соломы штаммами 2-26(+), 2-26(-) и смешанной культурой в жидкой среде.

3.2. Выделение и характеристика ЦЦГ из нового продуцента — Chaetomium sp. ИНБИ 2-26(-).

3.3. Стационарная кинетика восстановления одно- и двухэлектронных акцепторов ЦЦГ.

3.4. Адсорбция ЦЦГ на целлюлозе. Катализ сопряженного процесса гидролиза целлюлозы-восстановления ДФИ.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Целлобиозодегидрогеназа почвенного аскомицета ИНБИ 2-26(-)»

В круговороте углерода большую роль играют микроорганизмы, которые перерабатывают огромную массу лигноцеллюлозных субстратов. Биологический круговорот включает поступление структурных элементов из почвы и атмосферы в растения, биосинтез полимерных соединений, таких как целлюлозы, гемицеллюлоз, лигнина и последующее разложение микроорганизмами этих полимеров с возвращением элементов в почву и атмосферу. При разложении растительного субстрата грибы утилизируют все основные компоненты растительной клетки, включая углеводы, целлюлозу и лигнин с образованием разнообразных органических кислот, которые затем могут включаться в процессы биосинтеза.

Наличие органического субстрата и его составляющих: Сахаров, гемицеллюлоз, пектина, целлюлозы, лигнина является основным фактором, определяющим состав микрофлоры почвы. Клеточные стенки древесных тканей имеют сложную структуру, твердость и химическая стабильность которой делает ее трудной мишенью для микробной деградации [Рабинович и др., 2001]. Поэтому ферменты, которые включаются в этот процесс, имеют ряд необычных свойств, что определяет теоретический и практический интерес к их исследованию.

В природе разложение древесных тканей осуществляется, главным образом, базидиомицетами и почвенными мицелиальными грибами [Рабинович и др., 2001], которые с помощью секретируемых специфических гидролаз переводят целлюлозу и гемицеллюлозу в растворимые углеводы. Следует отметить поразительное разнообразие целлюлаз, созданных различными микроорганизмами. Помимо целлюлаз многие грибы секретируют также окислительно-восстановительные ферменты: Мп-пероксидазу и лакказу, оксидазы, образующие перекись водорода, и целлобиозодегидрогеназу (ЦДГ, КФ 1.1.99.18), которая имеет ряд уникальных свойств.

Среди разрушающих древесину базидиомицетов наиболее эффективны возбудители белой гнили, которые воздействуют как на полисахаридные компоненты древесины, так и на фенилпропаноидную сетку лигнина. Помимо целлюлаз и гемицеллюлаз эти грибы образуют оксидоредуктазы: гемсодержащие лигнин-пероксидазы (LiP) и марганец-пероксидазы (Mn-Р) и медьсодержащие лакказы [Болобова и др., 2002], которым отводят центральную роль в разложении лигнина. Лакказы чаще встречаются у грибов, хотя они обнаружены и у высших растений [Mayer and Staples, 2002]. Многие древоразрушающие грибы секретируют также ЦДГ [Henriksson etal., 2000; Cameron and Aust, 2001], которая относится к флавогемопротеинам и является единственным внеклеточным представителем этой группы белков. ЦДГ осуществляет процесс сопряженного окисления целлобиозы, продукта ферментативного гидролиза целлюлозы, и восстановления. хинонов или катион-радикалов, продуктов действия оксидоредуктаз на лигниновые структуры [Henriksson et al., 2000, Cameron and Aust, 2001].

В настоящее время нет единой точки зрения на то, какие именно оксидоредуктазы наиболее эффективны при деградации нефенольных структур и деполимеризации лигнина [Болобова и др., 2001; Леонтьевский, 2002]. Наиболее полно изучен базидиомицет Pycnoporus cinnabarinus, эффективно разрушающий лигнин в отсутствие лигнин- и марганец-пероксидаз. Его лигнин-разрушающая система включает только лакказу и ЦЦГ [Eggert et al., 1997; Temp and Eggert, 1999]. Образование лакказ и ЦДГ обнаружено и у почвенных грибов-возбудителей мягкой гнили древесины [Henriksson et al., 2000; Рабинович и др., 2001], однако механизм разложения ими лигноцеллюлозы до настоящего времени мало изучен.

Ранее в нашей лаборатории было выделено и охарактеризовано сообщество почвенных мицелиальных грибов ИНБИ 2-26 [Васильченко и др.,

2000; Васильченко, 2003], один из которых образует лакказу (ИНБИ 2-26(+)), а второй - ЦДГ (ИНБИ 2-26(-)) Это позволило смоделировать in vivo ферментную систему высокоактивного разрушителя лигнина P. cinnabarintis и изучить роль ЦДГ почвенных грибов в разложении лигноцеллюлозы.

По сравнению с ЦЦГ базидиомицетов ЦДГ почвенных аскомицетов относительно мало изучены. Наиболее исследованы из них ферменты, образуемые термофильными грибами Humicola insolens и Myceliophtora thermophila. [Henriksson et al., 2000]. Обе эти ЦДГ заметно отличаются от ЦДГ базидиомицетов рН-оптимумом активности, находящимся в нейтральной области. По одной из гипотез [Ludwig et al., 2004] ЦДГ аскомицетов образуют отдельную структурную группу в семействе ЦДГ.

Структура и механизм действия ЦДГ в последние годы являются предметом интенсивного изучения, так как этот фермент представляет серьезный практический интерес для создания различных биосенсоров [Henriksson et al., 2000]. Интерес к ЦДГ связан, главным образом, с возможностями ее применения (в сочетании с лакказой) в амперометрических биосенсорах на лактозу, целлобиозу, хиноны и фенолы, а также как биокатализатора для производства альдоновых кислот [Elmgren et al., 1992; Larson et al., 1996; Duarte et al., 1999; Lindgren et al., 1999,2001].

Наиболее изучена ЦДГ древоразрушающего базидиомицета Phanerochaete chrysosporium, состоящая из двух пространственно разделенных доменов. Больший ФАД-содержащий N-концевой домен ЦДГ гомологичен оксидоредуктазам семейства флавиновых оксидаз (глюкозо-метанол-холиноксидаз). Меньший; гемсодержащий С-концевой домен имеет уникальную структуру, не найденную у других гем-белков. Роль гема и механизм переноса электрона между ним и ФАД остаются весьма спорными. У фермента P. chrysosporium ФАД-содержащий домен содержит уникальную внутреннюю последовательность, богатую ароматическими аминокислотами, которая, как полагают, отвечает за; связывание с целлюлозой [Henriksson et al:, 1997b].

Роль ЦДГ в разложении целлюлозы требует отдельного изучения. Полагают, что, специфически адсорбируясь на целлюлозе, ЦДГ не только удаляет ингибитор целлюлаз - целлобиозу, но и разрушает кристаллическую структуру полисахарида путем генерации ОН-радикалов через реакцию Фентона, сопряженную с катализируемым ЦДГ восстановлением Fe3+. Такой механизм, в частности, предложен для базидиомицета - возбудителя бурой гнили Coniofora puteana [Henriksson et al., 2000].

Указанные проблемы определили интерес к выделению и характеристике ЦДГ из нового неспорулирующего мицелиального гриба-продуцента ЦДГ. Цель настоящей работы заключалась в исследовании роли ЦДГ этого мицелиального гриба-аскомицета в процессе разложения лигноцеллюлозы, а также изучении ее каталитических свойств.

Поставленная цель определила задачи диссертационной работы:

1. Изучить способность компонентов сообщества мицелиальных грибов ИНБИ 2-26: продуцента лакказы (2-26(+)) и продуцента ЦДГ (2-26(-)), а также смешанной культуры разлагать > основные биополимеры натурального лигноцеллюлозного субстрата.

2. Выделить индивидуальную ЦДГ и изучить ее физико-химические свойства и субстратную специфичность.

3. Выяснить возможный кинетический механизм действия фермента в реакциях с двух- и одноэлектронным акцептором.

4. Изучить способность ЦДГ к адсорбции на целлюлозе и ее функционирование совместно с целлюлазами в процессе гидролиза целлюлозы.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Механизм биодеградации лигноцеллюлозы активно исследуется в связи с большой теоретической и практической значимостью этой проблемы [Фенгель и Вегенер, 1988; Eriksson et al., 1990; Blanchette et al., 1990; Zabel and Morell, 1992; Higuchi, 1997; Breen and Singleton, 1999; Рабинович и Мельник, 2000; Рабинович и др., 2001; Болобова и др., 2002]. Поскольку объектом наших исследований было сообщество почвенных мицелиальных грибов ИНБИ 2-26, секретирующих ЦДГ и лакказу, в этой главе будут изложены в основном данные по внеклеточным ферментам грибов, разрушающих растительные субстраты.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Карапетян, Карен Навасардович

ВЫВОДЫ

1. При исследовании роли продуцентов лакказы и целлобиозодегидрогеназы сообщества неспорулирующих почвенных мицелиальных грибов ИНБИ 2-26 в разложении лигноцеллюлозы овсяной соломы показано, что продуцент лакказы в два раза активнее разлагает лигнин, чем продуцент целлобиозодегидрогеназы. Синергизма между продуцентами не обнаружено.

2. Впервые выделена и охарактеризована целлобиозодегидрогеназа из мезофильного аскомицета p. Chaetomium (ИНБИ 2-26(-)). Фермент наиболее активен при рН 6,0 и сохраняет не менее 50% активности в диапазоне рН от 4,0 до 8,0. Молекулярная масса фермента составляет —95 кДа. Спектральные характеристики восстановленного целлобиозой фермента указывают на наличие в-нем гема типа цитохрома Ъ. Фермент наиболее стабилен при температурах до 50°С и рН 6,0. В кислой среде (рН 4,0) ЦДГ наименее устойчива. Целлобиоза стабилизирует, а дихлорфенолиндофенол дестабилизирует фермент при термоинактивации.

3. Выделенный фермент характеризуется узкой специфичностью и высоким сродством к целлобиозе и лактозе. Установлена специфичность фермента к совместному присутствию в составе углеводного субстрата полуацетального гидроксила, р-1,4-гликозидной связи и экваториальной С2-ОН-группы в альдопиранозном кольце. Целлобиозодегидрогеназа способна связываться с аморфной целлюлозой; при этом на электрофореграмме обнаруживается слабая дополнительная полоса, соответствующая димеру фермента.

4. Фермент катализирует восстановление дихлорофенолиндофенола (двухэлектронный акцептор) и цитохрома с3+ (одноэлектронный акцептор), что подтверждает присутствие в ферменте функционально активного гемового домена.

5. В механизме действия фермента показано наличие двух скорость-лимитирующих стадий. Одна из них связана с превращением комплекса Михаэлиса с целлобиозой в восстановленный фермент, а другая, вероятнее всего, относится к переносу электрона между гемовым и флавиновым доменом при восстановлении одноэлектронного акцептора.

6. Путем совместной адсорбции на аморфной целлюлозе сформирована сопряженная полиферментная система из целлюлаз и целлобиозодегидрогеназы гриба ИНБИ 2-26(-), эффективно восстанавливающая дихлорофенолиндофенол в отсутствие экзогенной целлобиозы.

Работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (Гранты 02-04-49033 и 03-04-20002БНТСа), Министерства промышленности, науки и технологии (Международный проект № 43.700.11.20 в рамках межправительственного соглашения между РФ и СРВ о научно-технологическом сотрудничестве № 0248/01/01, 2001-2005 гг. «Разработка биотехнологий получения и применения физиологически активных соединений и ферментных препаратов») и Президиума РАН (Программа поддержки базовых кафедр и учебно-научных центров, 2002 и 2003 гг.).

В заключение я выражаю глубокую благодарность моему научному руководителю д.х.н., профессору M.JL Рабиновичу за ценные консультации и постоянное содействие при выполнении данной работы. Я благодарен всему коллективу нашего отдела, в частности д.б.н. Г.С. Комоловой, к.б.н. Л.Г. Васильченко, к.б.н. А.В. Болобовой, к.б.н. Е.А. Зверевой, к.т.н. Т.В. Федоровой, В.В. Хромоныгиной за постоянную помощь в работе. Я признателен к.б.н. О.В. Королевой за критические замечания по диссертационной работе.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Карапетян, Карен Навасардович, 2004 год

1. Билай В .И., Никольская О.О., Пидопличко М.М. Глюкозооксидаза из P. vitale Pidolp and Bilay. //Микробиол. Ж. 1968. Т. 30. С. 418-424.

2. Болобова А.В., Аскадский А.А., Кондращенко В.И., Рабинович М.Л. // Теоретические основы биотехнологии древесных композитов. Т. 2. Ферменты, модели, процессы. 2002. М.: Наука. С. 343.

3. Васильченко Л.Г. Сообщество неспорулирующих мицелиальных грибов ИНБИ 2-26 из диоксинсодержащих тропических почв. // Дисс. канд. биол. наук. М.: РУДН. 2003. С. 133.

4. Гернер МЛ., Мельник М.С., Рабинович М.Л. Увеличение сродства к целлюлозе целлобиогидролазы I и ее каталитического домена в присутствии продукта реакции целлобиозы. // Биохимия. 1999. Т. 64. № 6. С. 1204-1213.

5. Ермакова А.И. Методы исследования растений. // Колос. Л.: 1972. С. 136-141.

6. Жалсрайн А. Образование целлюлолитических ферментов Trichoderma reesei на труднометаболизируемых соединениях углерода. // Дис. канд. биол. наук, М.: МГУ. 1993. 112 с.

7. Зверева Е.А. Использование протопластов для изучения метаболизма древоразрушающих грибов. // Дисс. канд. биол. наук. М. Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН. 124 с.

8. Королева О.В., Рабинович М.Л., Буглова Т.Т., Ярополов А.И. Некоторые свойства галактооксидазы Fusarium graminearum. И Прикл. Биохим. Микробиол. 1983. Т. 19. №5. С. 632-637.

9. Королева О.В., Явметдинов И.С, Шлеев С.В., Степанова Е.В., Гаврилова В.П. Выделение и изучение некоторых свойств лакказы базидиомицета Сеггепа maxima. И Биохимия. 2001. Т. 66. № 6. С. 618-622.

10. Кураков А.И., Болобова А.В. Микромицеты продуценты термостабильных целлюлаз. // Прикл. Биохим. Микробиол. 1999. Т. 35. № 3. С. 332-341.

11. Леонтьевский А.А. Лигниназы базидиомицетов. // Дисс. докт. биол. наук. Пущино. 2002. 266 с.

12. Леонтьевский А.А., Головлева Л.А. Внеклеточные лигнин-разрушающие ферменты гриба Panus tigrinus. II Биохимия. 1990. Т. 55. С. 423-431.

13. Леонтьевский А.А., Мясоедова Н.М., Баскунов Н.М., Головлева Л.А. Реакции голубых и желтых грибных лакказ с модельными соединениями лигнина. // Биохимия. 1999. Т. 64. № 10. С. 1362-1369.

14. Оболенская А.В., Щеголев В.П., Аким Г.Л., Аким Э.Л., Коссович Н.Л., Емельянова И.З. «Практические работы по химии древесины и целлюлозы» // Изд-во лесная пром. М.: 1965.

15. Рабинович М.Л., Болобова А.В., Кондращенко В.И. Теоретические основы биотехнологии древесных композитов. Т. 1. Древесина и разрушающие грибы. // 2001. М. Наука.: 263 с.

16. Рабинович М.Л., Мельник М.С. Прогресс в изучении целлюлолитических ферментов и механизм биодеградации высокоупорядоченных форм целлюлозы. // Успехи биол. химии. 2000. Т. 40. С. 205-266.

17. Рабинович М.Л., Мельник М.С., Болобова А.В. Структура и механизм действия целлюлолитических ферментов. // Биохимия. 2002. Т. 67. № 8. С. 1026-1050.

18. Рабинович М.Л., Мельник М.С., Болобова А.В. Микробные целлюлазы. // Прикл. Биохим. Микробиол.2002. Т. 38. № 4. С. 355-373.

19. Решетникова И.А. Деструкция лигнина ксилотрофными макромицетами. // 1997. М. МГУ. 197 с.

20. Рипачек В. Биология древоразрушающих грибов. // 1967 М., Лесная пром. 258 с.

21. Родионова Н.А., Тиунова Н.А., Фениксова Р.В., Кудряшова Т.И., Мартинович Л.И. Целлюлолитические ферменты Geotrichum candidum II Докл. АН СССР. 1974. Т. 214. №5. С. 1206-1209.

22. Степанова Е.В., Королева О.В., Карапетян К.Н., Васильченко Л.Г., Явметдинов И.С., Козлов Ю.П., Рабинович М.Л. Разложение овсяной соломы грибами при жидкофазном и твердофазном культивировании. // Прикл. Биохим. Микробиол. 2003. Т. 39. № 1.С. 74-84.

23. Фенгель Д, Вегенер Г. Древесина. Химия, ультраструктура, реакции. // 1988. М.: Лесная пром. 512 с.

24. Хромоныгина В.В. Мицелиальные грибы и возможность их использования для детоксикации ксенобиотиков в почве. // Диссертация канд. биол. наук. РУДН. М. 2004.

25. Юлдашев Б.Т., Рахимов М.М., Рабинович М.Л. Сравнительное изучение поведения целлюлаз на поверхности целлюлозы и лигноцеллюлозы в ходе ферментативного гидролиза // Прикл. Биохим. Микробиол. 1993. Т. 29. №1. С. 58-68.

26. Ander P. The cellobiose-oxidizing enzymes CBQ and CbO as related to lignin and cellulose degradation-a review. // FEMS Microbiol. Rev. 1994. V. 13. P. 297-312.

27. Ander P., Eriksson K.E. Selective degradation of wood components by white-rot fungi. II Physiol. Plant. 1977. V. 41. P. 239-248.

28. Ander P., Marzullo L. Sugar oxidoreductases and veratryl alcohol oxidase as related to lignin degradation. //J. Biotechnol. 1997. V. 53. P. 115-131.

29. Ander P., Mishra C., Farrell R., Eriksson K.E. Redox interactions in lignin degradation: interaction between laccase, different peroxidases and cellobiose:quinone oxidoreductase.//J. Biotechnol. 1990. V. 13. P. 189-198.

30. Ander P., Sena-Martin G., Duarte J.C. Influence of cellobiose oxidase on peroxidases from Phanerochaete chrysosporium. II Biochem. J. 1993. V. 293. P. 431-435.

31. Archibald F.S., Bourbonnais R., Jurasek L., Paice M.G., Reid I.D. Kraft pulp bleaching and delignification by Trametes versicolor. //J. Biotechnol. 1997. V. 53. P. 215-236.

32. Ayers A., Ayers S., Eriksson K.E. Cellobiose oxidase, purification and partial characterization of a hemoprotein from Sporotrichum pulverulentum. II Eur. J. Biochem. 1978. V. 90. P. 171-181.

33. Backa S., Gierer J., Reitberger Т., Nilsson Т. Hydroxyl radical activity associated with the groth of white-rot fungi. // Holzforchung. 1993. V. 47. P. 181-187.

34. Baminger U., Subramaniam S.S., Renganathan V., Haltrich D. Purification and characterization of cellobiose dehydrogenase from the plant pathogen Sclerotium (Athelia) rolfsii. II Appl. Enviroment. Microbiol. 2001. V. 67. P. 1766-1774.

35. Bao W., Renganathan V. Triiodide reduction by cellobiose: quinone oxidoreductase of Phanerochaete chrysosporium. IIFEBS. Lett. 1991. V. 279. P. 30-32.

36. Bao W., Renganathan V. Cellobiose oxidase from Phanerochaete chrysosporium enhances crystalline cellulose degradation by cellulases. // FEBS. Lett. 1992. V. 302 (1). P. 77-80.

37. Bao W., Usha S.N., Renganathan V. Purification and characterization of cellobiose dehydrogenase, a novel extracellular hemoflavoenzyme from the white-rot fungus Phanerochaete chrysosporium. I/ Arch. Biochem. Biophys. 1993. V. 300 (2). P. 705— 713.

38. Beguin P., Aubert J.P. The biological degradation of cellulose. // FEMS. Microbiol; Rev. 1994. V. 13. P. 25-58.

39. Bendall D.S., Rolfe S.A. Characterization of chloroplast cytochromes. // Methods in Enzymology. 1987. V. 148. P. 259-273.

40. Bhattachaijee В., Roy A., Majumder AL. Carboxymethylcellulase from Lenzites saepiaria, a brown-rotter. Biochem. // Mol. Biol. Internat. 1993. V. 6. P. 1143-1152.

41. Blanchette R.A., Nilsson Т., Daniel G., Abad A. Biological degradation of wood. // Adv. Chem. 1990. Ser. 225. P. 141-174.

42. Breen A., Singleton F.L. Fungi in lignocellulose breakdown and biopulping. // Curr. Opinion Biotechnol. 1999. V. 10 (3). P. 252-258.

43. Bringer S., Sprey В., Sahm H. Purification and properties of alcohol oxidase from Poria contigua. II Eur. J. Biochem. 1979. V. 101. P. 563-570.

44. Call H.P., Muecke I. History, overview and applications of medated lignolytic systems, especially laccase-mediator-systems (Lignozym®-process). // J. Biotechnol. 1997. V. 53. P. 163-202.

45. Cameron M.D., Aust A.D. Degradation of chemicals by reactive radicals produced by cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium. II Arch. Biochem. Biophys. 1999. V. 376. P. 115-121.

46. Cameron M.D., Aust S.D. Kinetics and reactivity of the flavin and heme cofactors of cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium. //Biochemistry. 2000. V. 39. P. 13595-13601.

47. Cameron M.D., Aust S.D. Cellobiose dehydrogenase an extracellular fungal flavocytochrome. // Enzyme Microb. Technol. 2001. V. 28. P. 129-138.

48. Canevascini G., Borer P., Dreyer J.L. Cellobiose dehydrogenase of Sporotrichum (Chrysosorium) thermophile. II Eur. J. Biochem. 1991. V. 198. P. 43-52.

49. Canevascini G. Cellulase assay based on cellobiose dehydrogenase. // Meth. Enzymol. 1988. V. 160. P. 112-116.

50. Cavener D. GMC oxidoreductases. A new defined family of homologous proteins with diverse catalytic activities. // J. Mol. Biol. 1992. V. 223. P. 811-814.

51. Chen S., Ma D., Ge W., Buswell J.A. Induction of laccase activity in the edible mushroom, Volvariella volvacea. И FEMS Microbiol Lett. 2003. V. 218. № 1. P. 143148.

52. Chrapkowska K.J. Cellulolytic activity of white, brown and gray wood rot fungi. // Acta Microbiol. Pol. 1984. V. 33. P. 137-145.

53. Chung N., Aust S.D. Degradation of pentachlorophenol in soil by Phanerochaete chrysosporium. //J. Hazard Materials. 1995. V. 41. P. 177- 183.

54. Claus H. Laccases: structure, reactions, distribution. // Micron. 2004. V. 35(1-2). P. 93-96.

55. Clausen C.A. Dyed particle capture immunoassay for detection of incipient brown-rot decay.III. Immunoassay. 1994. V. 15. P. 305-316.

56. Cohen J.D., Bao W., Renganathan V., Subramaniam S.S. Loehr T.M. Resonance raman spectroscopic studies of cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium. И Arch. Biochem. Biophys. 1997. V. 341 (2). P. 321-328.

57. Coudray M.R., Canevascini G., Meier H. Characterization of a cellobiose dehydrogenase on the cellulolytic fungus Sporotrichum (Chrysosporium) thermophile. II Biochem. J. 1982. V. 203. P. 277-284.

58. Cox M., Rogers M., Cheesman M., Jones G., Thomson A., Wilson M., Moore G. Spectroscopic identification of the haem ligands of cellobiose oxidase. // FEBS Lett. 1992. V. 307 (2). P. 233-236.

59. Daniel G. Use of electron microscopy for aiding our understanding of wood biodegradation. //FEMS Microbiol. Rev. 1994. V. 13. P. 199-233.

60. Dekker R.F.H. Induction and characterization of a cellobiose dehydrogenase produced by a species of Monilia. II J. Gen. Microbiol. 1980. V. 120. P. 309-316.

61. Dekker R.H.F. Cellobiose dehydrogenase produced by Monilia sp. // Methods Enzymol. 1988. V. 160. P. 454-463.

62. Duarte J.C., Costa-Ferreira M., Sena Martins G. Cellobiose dehydrogenase. Possible roles and importance for pulp and paper biotechnology. // Bioresour. Technol. 1999. V. 68. P. 43-48.

63. Dumonceaux T.J., Bartholomew K.A., Charles T.C., Moukha S.M., Archibald F.S. Cloning and sequencing of a gene encoding cellobiose vdehydrogenase from Trametes versicolor. И Gene. 1998. V. 210. P. 211-219.

64. Eggert C. Laccase-catalyzed formation of cinnabariniv acid is responsible for antibacterial activity of Pycnoporus cinnabarinus. II Microbiol. Res. 1997. V. 152. № 3. P. 315-318.

65. Eggert C., Temp U., Dean J.F.D., Eriksson K.E.L. A fungal metabolic mediates degradation of non-lignin structures and synthetic lignin. // FEBS Lett. 1996. V. 391. P. 144-148

66. Eggert C., Temp U., Eriksson K.E.L. Laccase is essential for lignin degradation by the white-rot fungus Pycnoporus cinnabarinus. И FEBS Lett. 1997. V. 407. P. 89-92.

67. Elmgren M., Lindquist S.-E., Henriksson G. Cellobiose oxidase crosslinked to a redox polymer matrix at an electrode surface a new biosensor. // J. Electroanal. Chem. 1992. V. 341. P. 257-273.

68. Eriksson K.-E.L., Blanchettete R.A., Ander P. Microbial and Enzymatic Degradation of Wood and Wood Components. // Springer Verlag, Berlin. 1990. P. 230 p.

69. Eriksson K.-E.L, Habu N., Samejima M. Recent advances in fungal cellobiose oxidoreductases. // Enz. Microbiol. Technol. 1993. V. 15. P. 1002- 1008.

70. Eriksson K.-E.L., Pettersson В., Westermark U. Oxidation: an important enzyme reaction in fungal degradation of cellulose. // FEBS Lett 1974. V. 49. P. 282-285.

71. Fang J., Qu Y., Gao P. Wide distribution of cellobiose oxidizing enzymes in wood rot fungus indicates a physiological importance in lignocellulose degradation. // Biotechnol. Technic. 1997. 11, 195-197.

72. Fang J., Liu W., Gao P.J. Cellobiose dehydrogenase from Schizophyllum commune: purification and study of some catalytic, inactivation, and cellulose-binding properties. // Arch. Biochem. Biophys. 1998. V. 353 (1). P. 37-46.

73. Gelo-Pujic M., Kim H.H., Bultin N.G., Palmore G.T.R. Electrochemical studies of truncated laccase produced in Pichia pastoris. II Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65. P. 5515-5521.

74. Giardina P., Palmieri G., Scaloni A., Fontanella В., Faraco V., Cannamo G., Sannia G. Protein and gene structure of a blue laccase from Pleurotus ostreatus. II Biochem. J. 1999. V. 341. P. 655-663.

75. Gilbertson R.L., Ryvarden L. North American Polypores. Fuiigiflora. 1986. Oslo. 435 P

76. Ghisla S., Massey V. Mechanisms of flavoprotein-catalyzed reactions. II Eur. J. Biochem. 1989. V. 181. P. 1-17.

77. Habu N., Samejima M., Dean J.F.D., Eriksson K-E.L. Release of the FAD domain from cellobiose oxidase by protease from cellulolytic cultures of Phanerochaete chrysosporium. II FEBS Lett. 1993. V. 327 (2). P. 161-164.

78. Habu N. Igarashi К., Samejima M., Pettersson В., Eriksson K-E.L. Enhanced production of cellobiose dehydrogenase in cultures of Phanerochaete chrysosporium supplemented with bovine calf serum. // Biotechnol. Appl. Biochem. 1997. V. 26. P. 97-102.

79. Haemmerli S.D., Schoemaker H.E., Schmidt W.H., Leisola M.S.A. Oxidation of veratryl alcohol by the lignin peroxidase of Phanerochaete chrysosporium, involvement of activated oxygen. // FEBS Lett. 1987. V. 220. P. 149 -54

80. Hakulinen N., Kiiskinen L.L., Kruus K., Saloheimo M., Paananen A., Koivula A., Rouvinen J. Crystal structure of a laccase from Melanocarpus albomyces with an intact trinuclear copper site. //Nat. Struct. Biol. 2002. V. 8. P. 601-605.

81. Hallberg M., Bergfors Т., Baeckbro K., Pettersson G., Henriksson G., Divne С. A new scaffold for binding haem in the cytochrome domain of the extracellular flavocytochrome cellobiose dehydrogenase. // Structure. 2000. V. 8. P. 79-88.

82. Hallberg B.M., Henriksson G., Pettersson G., Divne C. Crystal structure of the flavoprotein domain of the extracellular flavocytochrome cellobiose dehydrogenase. // J. Mol. Biol. 2002. V. 315: № 3. P 421-434.

83. Hallberg B.M., Henriksson G., Pettersson G., Vasella A., Divne C. Mechanism of the reductive half-reaction in cellobiose dehydrogenase. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 7160-7166.

84. Henriksson G. Structure, function and application of cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium. II PhD Thesis, Uppsala University, Uppsala Sweden. Almquist and Wiksell Internat., Stockholm, Sweden. 1995. ISBN 91-554-3503-3.

85. Henriksson G., Ander P., Pettersson В., Pettersson G. Cellobiose dehydrogenase (Cellobiose oxidase) as a wood degrading enzyme. Studies on cellulose, xylan and synthetic lignin. //Appl. Microbiol. Biotechnol. 1995. V. 42. P. 790-796.

86. Henriksson G., Johansson G., Pettersson G. Is cellobiose oxidase from Phanerochaete chrysosporium a one electron reductase? // Biochim. Biophys. Acta. 1993. V. 1144. P. 184-190.

87. Henriksson G., Johansson G., Pettersson G. A critical review of cellobiose dehydrogenases. // J. Biotechnol. 2000. V. 78. P. 93-113.

88. Henriksson G., Pettersson G., Johansson G., Ruiz A., Uzcategui E. Cellobiose oxidase from Phanerochaete chrysosporium can be cleaved by papain into two domains. // Eur. J. Biochem. 1991. V. 196. P. 101-106.

89. Henriksson G., Polk V., Eriksson K.E.L. Assay for cellobiose dehydrogenase in the presence of laccase. // Biotechnol. Techn. 1997a. V.l 1. P. 743-745.

90. Henriksson G., Salumets A., Divne C., Pettersson G. Studies of cellulose binding by cellobiose dehydrogenase and a comparison with cellobiohydrolase I. // Biochem. J. 1997b. V. 324 (3). P. 833-838.

91. Henriksson G., Sild V., Szabo I.J., Pettersson G., Johansson G. Substrate specificity of cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium. II Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1383. P. 48-54.

92. Henriksson G., Zhang L., Li J., Ljungquist P., Reitberger Т., Pettersson G., Johansson G. Is cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium a lignin degrading enzyme? // Biochimica et Biophysica Acta. 2000. V. 1480. P. 83-91.

93. Higuchi T. (ed). Biochemistry and molecular biology of wood. // London. Springer Verlag. 1997.

94. Hilden L., Johansson G., Pettersson G., Li J., Ljungquist P., Henriksson G. Do the extracellular enzymes cellobiose dehydrogenase and manganese peroxidase form a pathway in lignin biodegradation? // FEB S Lett. 2000. V. 477. P. 79-83.

95. Higham C.W., Gordon-Smith D., Dempsey C.E., Wood P.M. Direct 1HNMR evidence for conversion of 36 5-D-cellobiose to cellobionolactone by cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium. //FEBS Lett. 1994. V. 351. P. 128-32.

96. Horanyi P.S., Collins R., Phillips R.S., Eriksson K.L. Investigation of the role of 3-hydroxyanthranilic acid in the degradation of lignin by white-rot fungus Pycnoporus cinnabarinus. //Enzyme Microb Technol. 2001. V. 28. P. 301-307.

97. Huetterman A., Noelle A. Characterization and regulation of cellobiose dehydrogenase in Fomes annous. Holzforschung. 1982. V. 36. P. 283.

98. Jones G.D., Wilson M.T. Rapid kinetic studies of the reduction of cellobiose oxidase from the white-rot fungus Sporotricum pulverulentum by cellobiose. // Biochem. J: 1988! V. 256. P. 713-718.

99. Kremer S., Wood P. Production of Fenton's reagentby cellobiose oxidase from cellulolytic cultures of Phanerochaete chrysosporium. II Eur. J. Biochem. 1992a. V. 208. P. 809-815.

100. Kremer S., Wood P. Continuous monitoring of cellulose oxidation by cellobiose oxidase from Phanerochaete chrysosporium. II FEMS Microbiol. Lett. 1992b. V. 92. P. 187-192.

101. B. Cloning and characterization of cellobiose dehydrogenase from Phanerochaete chrysosporium. // Ph.D. Dissertation, Oregon Graduate Institute of Science and Technology. 1999.

102. X.Z., Huang Y.Z., Xu D.G., Xiao D.P., Jin F.G., Gao P.J. Cellobiose oxidizing enzyme from a newly isolated cellulolytic bacterium* Cytophaga sp LX-7. // Biotechnol. Lett. 1996a. V. 18 (2). P. 205-210.

103. В., Nagalla S.R., Renganathan V. Cloning of a cDNA encoding cellobiose dehydrogenase, a hemoflavoenzyme from Phanerochaete chrysosporium. II Appl. Environ. Microbiol. 1996b. V. 62. P. 1329-1335.

104. Mansfield S.D., Jong E., Saddler J.N. Cellobiose dehydrogenase, an active agent in cellulose depolymerization. // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63(10). P. 38043809.

105. Mason M.G., Wilson M.T., Ball A., Nicholls P. Oxygen reduction by cellobiose oxidoreductase: the role of the haem group. // FEBS Lett. 2002. V. 518. P. 29-32.

106. Mason M.G., Nicholls P., Divne C., ????. The heme domain of cellobiose oxidoreductase: a one-electron reducing system. // Biochim. Biophys. Acta. 2003. V. 1604. P. 47-54.

107. Mayer A.M., Staples R.C. Laccase: new functions for an old enzyme. // Phytochemistry. 2002. V. 60. P. 551-565

108. Morpeth F.F. Some properties of cellobiose oxidase from the white-rot fungus Sporotrickumpulverulentum. Biochem. J. 1985. V. 228. P. 557-564.

109. Morpeth F.F., Jones G.D. Resolution, purification and some properties of multiple forms of cellobiose dehydrogenase from the white rot fungus Sporotrickum pulverulentum. I I Biochem. J. 1985. V. 236. P. 221-226.

110. Morpeth F.F. Cellobiose oxidoreductases chemistry and biochemistry of flavoproteins. // 1990. V. 1. P. 337-348.

111. Moenkemann H., Hoelker U., Hoefer M. Components of the lignolytic system of Fusarium oxysporium and Trichoderma atroviride. // Fuel. Proc. Technol. 1997. V. 52. P. 73-77.

112. Moukha S.M., Dumonceaux T.J., Record E., Archibald F.S. Cloning and analysis of Pycnoporus cinnabarinus cellobiose dehydrogenase. I I Gene. 1999. V. 234 (1). P. 2333.

113. Nutt A., Salumets A., Henriksson G., Sild V., Johansson G. Conversion of oxygen species by cellobiose dehydrogenase (cellobiose oxidase) and glucose oxidase a comparison. // Biotechnol. Lett. 1997. V. 19 (4). P. 379-383.

114. Odier E., Mozuch M.D., Kalyanaraman В., Kirk Т.К. Ligninase-mediated phenoxy radical formation and polymerization unaffected by cellobiose: quinone oxidoreductase. // Biochimie 1988. V. 70. P. 847-852.

115. Palmer A.E., Lee S.K., Solomon E.I. Decay of the peroxide intermediate in laccase: reductive cleavage of the O-O bond. // J. Amer. Chem. Soc. 2001. V. 123. P. 65916599

116. Palmieri G., Giardina P., Bianco C., Scaloni A., Capasso A., Sannia G. A novel white laccase from Pleurotus ostreatus. II J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 31301-31307

117. Pegasova T.V., Zwart P., Koroleva O.V., Stepanova E.V., Rebrikov D.V., Lamzin V.S. Crystallization and preliminary X-ray analysis of a four-copper laccase from Coriolus hirsutus. II Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. 2003. V. 59 (8). P: 14591961.

118. Piontek K., Antorini M., Choinowski T. Crystal structure of a laccase from the fungus Trametes versicolor at 1.9 A resolution containing a full complement of coppers. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277 (40). P. 37663-37669.

119. Renganathan V., Usha S.N., Lindenburg F. Cellobiose oxidizing enzymes from lignocellulose degrading basidiomycete Phanerochaete chrysosporium: interaction with microcrystalline cellulose. // Appl. Microbiol. Technol. 1990. V. 32. P. 609-613.

120. Rogers M.S., Jones G.D., Antonini G., Wilson M.T., Brunori M. Electron transfer from Phanerochaete chrysosporium cellobiose oxidase to equine cytochrome с and Pseudomonas aeginosa cytochrome c-551. // Biochem. J. 1994. V. 298. P. 329-334.

121. Roy B.P., Archibald F. Effects of kraft pulp and lignin on Trametes versicolor carbon metabolism. //Appl. Environ. Microbiol. 1994a. V. 59. P. 1855-1863.

122. Roy B.P., Archibald; F. An indirect free radical-based assay for the enzyme cellobiose:quinone oxidoreductase. // Anal. Biochem. 1994b. V. 216. P. 291-298.

123. Roy В.Р., Dumonnceaux Т., Koukoulas A.A., Archibald F.S. Purification and characterization of cellobiose dehydrogenases from the white rot fungus Trametes versicolor. // Appl. Environ. Microbiol. 1996. 62 (12). P. 4417-4427.

124. Sadana J.C., Patil R.V. The purification and properties of cellubiose dehydrogenase from Sclerotium rolfisii. И J. Gen. Microbiol. 1985. V. 131. P. 1917-1923.

125. Samejima M, Eriksson K-EL. Mechanisms of redox interactions between lignin peroxidase and cellobiose:quinone oxidoreductase. // FEBS Lett. 1991. V. 292. P. 151-153.

126. Samejima M:, Eriksson K-E.L. A comparison of the catalytic properties off cellobiose:quinone oxidoreductase and cellobiose oxidase from Phanerochaete chrysosporium. И Eur. J: Biochem. 1992. V. 207. P. 103-107.

127. Samejima M., Philips R.S., Eriksson K-E.L. Cellobiose oxidase from Phanerochaete chrysosporium Stopped-Flow spectrophotometric analysis of pH dependent reaction. // FEBS Lett. 1992. V. 306 (23). P. 165-168.

128. Saparrat M.C., Guillen F., Arambarri A.M., Martinez A.T., Martinez M.J. Induction, isolation, and characterization of two laccases from the white-rot basidomycete Cariolopsis rigide. II Appl. Environ. Microbiol. 2002. V. 68 (4). P. 1534-1540.

129. Schmidhalter D.R., Canevascini G. Isolation and characterization of the cellobiose dehydrogenase from the brown rot fungus Coneophora puteana (Schum ex Fr.) Karst. // Arch. Biochem. Biophys. 1993. V. 300 (2). P. 559-563.

130. Shou C., Christensen M.H., Schulein M. Characterization of a cellobiose dehydrogenase from Humicola insolens. И Biochem. J. 1998. V. 330. P. 565-571.

131. Sjoestrom E. Wood chemistry. Fundaments and Applications. // Academic Press. London, UK 1981.

132. Solomon E.I., Sundaram U.M. Multicopper oxidases and oxygenases. // Chem. Rev. 1996. V. 96. P. 2563-2605.

133. Solomon E.I., Machonkin Т.Е., Sundaeam U.M. Spectroscopy of multi-copper oxidases. // In A. Messerschmidt (ed) Multi-copper oxidases. N-Y. World Scientific. River Edge. 1997. P. 103-128.

134. Stahl J.D., Cameron M.D., Haselbach J., Aust S.D. Biodegradation of superabsorbent polymers in soil; // Environ Sci. Pollut. Res. 2000. V. 7. P. 83-88.

135. Subramaniam S.S., Nagalla S.R., Renganathan V. Cloning and characterization of a thermostable cellobiose dehydrogenase from Sporotrichum thermophile. II Arch. Biochem. Biophys. 1999. V. 365 (2). P. 223-230.

136. Szabo I.J., Johansson G., Pettersson G. Optimized cellulase production by Phanerochaete chrysosporium: control of catabolite repression by fed-batch cultivation. // J. Biotechnol. 1996. V. 48. P. 221-230.

137. Temp U., Eggert С. Novel interaction between laccase and cellobiose dehydrogenase during pigment synthesis in the white rot fungus Pycnoporus cinnabarinus. II Appl. Environ. Microbiol. 1999. V. 65 (2). P. 389-395.

138. Thorn R.G., Malloch D.W.W., Ginnis J. Leucogyrophana lichenicola sp. Nov., and a comparison with basidomes and culture of the similar Leucogyrophana romelli. И Can. J. Bot. 1999. V. 76. P. 686-693.

139. Thurston C.F. The structure and function of fungal laccases. // Microbiology. 1994. V. 140. P. 19-26.

140. Tokumatsu Т., Nagai Y., Hattori Т., Shimada M. Purification and characteristics of a novel cytochrome с dependent glyoxylate dehydrogenase from a wood-destroying fungus Tyromicespalustris. I/ FEBS Lett. 1998. V. 437. P. 117-121.

141. Tomme P., Warren R.A.J., Gilkes N.R. Cellulose hydrolysis by bacteria and fungi // Adv. Microbiol. Physiol. 1995. V. 37. P. 1-81.

142. Vallim М.А., Janse B.J.H., Gaskel J., Pizzirani-Klemer A.A., Cullen D. Phanerochaete chrysosporium cellobiohydrolase and cellobiose dehydrogenase transcripts in wood. //Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64 (5). P. 1924-1928.

143. Westermark U., Eriksson K.-E.L. Carbohydrate-dependent enzymatic quinone reduction during lignin degradation. //Acta Chem. Scand. 1974a. B. 28. P. 204-208.

144. Westermark U. Eriksson K.-E.L. Celliobioserquinone oxidoreductase, a new wood-degrading enzyme from white-rot fungi. // Acta Chem. Scand. 1974b. B. 28. P. 20914.

145. Westermark U., Eriksson K.-E.L. Purification and properties of cellobiose:quinone oxidoreductase from Sporotrichum pulverulentum. II Acta Chem. Scand. 1975. B. 29. P. 419-424.

146. Whittaker M.M., Kersten P.J., Nakamura N., Sanders-Loehr J., Schweizer E.S., Whittaker J.W. Glyoxal oxidase from Phanerochaete chrysosporium is a new radical-copper oxidase. // J. Biol: Chem. 1996. V. 271(2). P. 681-687.

147. Wilson M., Hogg N., Jones G. Reactions of reduced cellobiose oxidase with oxygen. Is cellobiose oxidase primary an oxidase? // Biochem. J. 1990. V. 270. P. 265-267.

148. Wood P.M. Pathways for production of Fenton's reagent by woodrotting fungi. // FEMS Microbiol. Rev. 1994; V. 13. P. 313-320.

149. Wood J., Wood P. Evidence that cellobiose:quinone oxidoreductase from Phanerochaete chrysosporium is a breakdown product of cellobiose oxidase. // Biochim. Biophys. Acta. 1992. V. 1119. P. 90-96.

150. Xia Z.-X., Mathews F.S. Molecular structure of flavocytochrome b2 at 2.4 A resolution. // J. Mol. Biol. 1990. V. 212. P. 837-863.

151. Xu F. Effects of redox potential and hydroxy inhibition on the pH activity profile on fungal laccases. III. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 924-928.

152. Xu F., Berka R.M., Wahleithner J.A., Nelson B.A., Shuster J.R., Brown S.H., Palmer A.E., Solomon E.I. Site-directed mutations in fungal laccase: effect on redox potential, activity and pH profile. // Biochem. J. 1998. V. 334. P. 63-70.

153. Xu F., Palmer A.E., Yaver D.S. Targeted mutations in a Trametes villosa laccase axial perturbations of the T1 copper. //J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 12372-12375.

154. Yaropolov A.I., Scorobogat'ko O.V., Vartanov S.S., Varfolomeev S.D. Laccase: properties, catalytic mechanism and applicability. // Appl. Biochem. Biotechnol. 1994. V. 49. P. 257-280.

155. Youn H.-D., Hah Y.C., Kang S.-O. Role of laccase in lignin degradation by white-rot fungi. //FEMS Microbiol. Lett. 1995. V. 132. P. 183-188.

156. Zabel R.A., Morell J.J. Wood microbiology: decay and its prevention. // Academic Press, San Diego. 1992. 215 p.