Внеклеточные оксидоредуктазы лигнинолитического комплекса базидиального гриба Trametes Pubescens (Schumach.) Pilat тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Никитина, Оксана Викторовна

• Никитина, Оксана Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Никитина, Оксана Викторовна

СОКРАЩЕНИЯ, ПРИНЯТЫЕ В ТЕКСТЕ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

1.1 лигнинолитическая система базидиальных грибов.

1.1.1 Лигнинолитический комплекс грибов.

1.1.2 Множественные формы лигнинолитических ферментов.

1.1.3 Синергизм действия лигнинолитических ферментов, роль марганца в процессе деградации лигнина.

1.2 Основные ферменты лигнинолитического комплекса базидиомицетов.

1.2.1 Лакказа.

1.2.2 Лигнинпероксидаза.

1.2.3 Марганецпероксидаза.

1.3 Базидиальные грибы рода Trametes.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1 Материалы и объекты исследования.

2.1.1 Штаммы микроорганизмов и ферменты.

2.1.2 Носители для хроматографии.

2.1.3 Реагенты.

2.2 Культивирование базидиомицета Trametes pubescens.

2.2.1 Культивирование на глюкозо-аммонийной среде.

2.2.2 Культивирование на мелассе.

2.3 Выделение и очистка ферментов.

2.4 Определение молекулярной массы и изоэлектрофокусирование.

2.5 Контроль активности ферментов.

2.5.1 Контроль активности лакказы.

2.5.2 Контроль активности лигнинпероксидазы.

2.5.3 Контроль активности марганецпероксидазы.

2.5.4 Определение активности целлобиозодегидрогеназы.

2.6 Кинетические измерения и рН-зависимость.

2.6.1 Регистрацш окисления ионов Мп2+ до Мп3+, катализируемого лакказой.

2.6.2 Исследование продуктов реакции окисления ионов Мп катализируемой лакказой.

2.7 Аналитические методы.

2.7.1 Определение концентрации белка.

2.7.2 Определение металлов.

2.7.3 Определение углеводной части лакказ.

2.8 Спектральные исследования.

2.9 Масс-спектроскопические исследования.

2.9.1 Расщепление белков.

2.9.2 MALDI-массспектроскопия.

2.9.3 Расчет данных.

2.10 Электрохимические исследования.

2.10.1 Приготовление электродов.

2.10.2 Циклические вольтамперометрические измерения.

2.10.3. Амперометрические исследования биосенсоров.

2.10.4 Определение окислитиельно-восстановителъного потенциала Т1 центра лакказы.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1 Выделение и очистка ферментов лигнинолитического комплекса базидиомицета trametes pubescens.

3.2. Физико-химические свойства ферментов лигнинолитического комплекса базидиомицета trametes pubescens.

3.2.1 Основные биохимические свойства ферментов.

3.2.2 Основные спектральные свойства ферментов.

3.3 Сравнительные исследования двух множественных форм лакказ базидиомицета trametes pubescens.

3.3.1 Исследование субстратной специфичности, рН-оптимума и стабильности двух форм лакказ.

3.3.2 Электрохимические исследования двух форм лакказ.

3.3.3 Масс-спектроскопические исследования двух форм лакказ.

3.4 Изучение синергизма действия лигнинолитических ферментов базидиомицета trametes pubescens при деградации модельных соединений лигнина.

3.4.1 Ионы Мп2+ - нетрадиционный субстрат лакказы гриба Т. pubescens.

3.4.2 Изучение синергизма действия лигнинолитических ферментов базидиомицета Trametes pubescens.

3.5 Разработка амперометрического биосенсора для определения фенольных соединений на основе частично очищенного препарата культурального фильтрата базидиомицета Trametes pubescens.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Внеклеточные оксидоредуктазы лигнинолитического комплекса базидиального гриба Trametes Pubescens (Schumach.) Pilat»

Актуальность проблемы. Среди огромного разнообразия грибов, колонизирующих в природе древесные субстраты, ксилотрофы составляют одну из наиболее изученных групп, обладающую значительной ролью в превращении отмирающей древесины в природе. Кроме того, эти грибы, особенно, возбудители белой гнили, традиционно рассматриваются и как источники разнообразных ферментов для трансформации древесины.

В последнее десятилетие большое число работ посвящено поиску и изучению новых штаммов базидиальных грибов - продуцентов лигнинолитических ферментов, и нахождению ферментов с новыми физико-химическими свойствами, что связано с широкими прикладными аспектами их использования. Например, получение биопластика, биотопливных элементов, биодеградации ксенобиотиков, производстве антимикробных средств, синтетических моющих и косметических средств, использовании ферментов в органическом синтезе, аналитических системах (биосенсоры и иммуноанализ), текстильной, пищевой и целлюлозно-бумажной промышленностях. Практический интерес к изучению ферментов обусловлен, прежде всего, их каталитическими характеристиками: активностью и специфичностью действия.

Известно, что лакказа является одним из основных ферментов лигнинолитического комплекса и продуцируется дереворазрушающими грибами, наиболее изученным из которых является базидиомицет Trametes versicolor. Однако, несмотря на значительное число публикаций, касающихся фундаментальных исследований этого фермента, роль лакказы в деградации лигнина до конца не ясна. Современные исследования базидиальных грибов в этой области показали, что лакказа в сочетании с другими ферментами лигнинолитического комплекса - марганецпероксидазой (МпР) или лигнинпероксидазой (UP), может выполнять существенно более значимые функции при деградации лигнина, чем простое окисление его фенольных подструктур [Higuchi, 2004; Shleev et. al., 2006].

В последние 20 лет в мире активно разрабатываются биотехнологические способы удаления лигнина с помощью дереворазрушающих грибов либо посредством лигнинразлагающих ферментов этих организмов. Особый интерес представляет проблема механизма регуляции активности лигнинолитических ферментов в грибах. Возможное ее решение, на наш взгляд, состоит в выделении отдельных ферментов лигнинолитического комплекса и выяснение роли каждого их них в составе данного ферментативного комплекса, исходя из результатов детального исследования свойств индивидуальных ферментов.

Состояние проблемы. Способность к глубокому разложению и усвоению лигнина встречается у грибов различных таксономических групп, в частности, у аскомицетов [Rodriguez et. al., 1997; Bergbauer and Newell, 1992], но особенно выражена она у базидиомицетов [Eriksson et. al., 1990; Palmieri et. al., 1993]. Внеклеточные ферментные системы этих грибов построены наиболее сложно и, как правило, включают спектр множественных форм оксидоредуктаз следующих трех основных структурных типов: гемм-содержащие, флавинсодержащие и медьсодержащие ферменты [Farmer et. al., 1960; Kuwahara et. al., 1984; Tien and Kirk, 1984; Kirk and Shimada, 1985; Kersten and Kierk, 1987; Bourbonnais and Paice, 1990; Болобова с соавт., 2002].

Для лигнинразрушающих грибов, например, Phanerochaete chrysosporium, Ceriporiopsis subvermispora и Trametes gallica, характерно образование множественных форм лакказ и других ключевых ферментов разрушения лигнина -МпР и LiP. Это явление образования множественных форм ферментов широко распространено среди лигнинолитических грибов, хотя его физиологическая роль до настоящего времени точно не установлена [Karahanian et. al., 1998; Larrondo et. al., 2003; Palmieri et. al., 2003]. По известному изоферментному составу можно успешно идентифицировать множество различных микроорганизмов, в частности грибов, таких как эктомикоризальные грибы [Sims et. al., 1999], дейтериомицеты [Buddie et. al., 1999] и базидиомицеты [Zervakis et. al., 2001].

Вызывает интерес также исследование возможных взаимосвязей, возникающих между отдельными ферментами, входящими в состав лигнинолитического комплекса базидиальных грибов. Из литературных данных известно, что наличие ионов металлов переменной валентности в древесине является необходимым условием для нормального функционирования грибных окислительно-восстановительных ферментов. Особенно важным в этом отношении является наличие ионов марганца. Именно двухвалентный марганец является основным субстратом МпР, а также играет значительную роль в каталитическом цикле UP [Рорр et. al., 1990; Болобова с соавт., 2002].

Ранее было показано, что лакказа из базидиомицета Trametes versicolor катализирует окисление ионов Мп2+ до Мп3+в присутствии хелатирующего агента -Na-пирофосфата [Hofer and Schlosser, 1999]. Использование анионов оксалата и малоната в качестве комплексующих агентов ионов Мп3+ ведет к образованию супероксиданион радикала с последующим его превращением в пероксид водорода [Schlosser and Hofer, 2002]. В этой связи важным представляется выявление возможности протекания этих реакций с лакказами из других источников для установления роли этого фермента при функционировании лигнинолитического комплекса дереворазрушающих грибов и изучение кооперативного действия лакказы с другими лигнинолитическими ферментами. Кроме того, изучение согласованного действия основных ферментов лигнинолитического комплекса (лакказы, LiP и МпР) в присутствии ионов марганца, как природного редокс-медиатора, может прояснить ферментативный и неферментативный механизмы деградации лигнина грибами белой гнили.

Базидиомицет Trametes (Coriolus) pubescens (Schumach.) Pilat может секретировать несколько внеклеточных ферментов, в частности: лакказу, пероксидазу и целлобиозодегидрогеназу [Galhaup et. al., 2001; Galhaup et. al., 2002; Ludwig et. al., 2004]. Он также известен как лекарственный гриб. Штамм Т. pubescens 923-2 является продуцентом биомассы - субстанции для получения биологически активной добавки. Из мицелия и плодовых тел Т. pubescens экстрагируют связанные с белками полисахариды с противоопухолевой и иммунизирующей активностями [Горшина с соавт., 2003]. После отделения биомассы фильтрат культуральной жидкости не используется, и потенциально он может служить источником внеклеточных ферментов.

Понимание роли лигнинолитических ферментов в процессе деградации лигнина, во-первых, открывает возможные пути оптимизации переработки этого полимера. Во-вторых, исследование множественных форм ферментов лигнинразрушающих грибов на примере базидиомицета Т. pubescens представляет несомненный интерес как с точки зрения изучения метаболизма грибов белой гнили, так и с позиции применения данных микроорганизмов для получения ферментных препаратов, которые могут использоваться в различных областях биотехнологии.

Цели и задачи исследования. Цель настоящей работы состояла в исследовании свойств и закономерностей действия основных компонентов лигнинолитического комплекса базидиального гриба Т. pubescens - лакказы, LiP и МпР. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

- Разработка метода очистки и получение гомогенных препаратов основных ферментов лигнинолитического комплекса базидиального гриба Т. pubescens: лакказы, LiP и МпР.

- Изучение основных физико-химических свойств выделенных ферментов.

- Проведение сравнительных исследований множественных форм лакказ базидиомицета Т. pubescens.

- Изучение синергизма действия лигнинолитических ферментов базидиального гриба Т. pubescens при деградации модельных соединений лигнина. Установление роли каталитического окисления ионов Мп2+ до Мп3+ лакказой в присутствии хелатирующих агентов в данном процессе.

- Разработка биосенсора на основе ферментного препарата лакказы из базидиомицета Т. pubescens.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Никитина, Оксана Викторовна

Выводы

1. Выделены в гомогенном состоянии и детально охарактеризованы две новые, ранее не описанные множественные формы лакказы базидиомицета Trametes pubescens. Впервые получены в гомогенном состоянии и частично охарактеризованы лигнинпероксидаза и марганецпероксидаза базидиального гриба Trametes pubescens.

2. Показано сходство биохимических, спектральных и электрохимических характеристик лакказы 1 и лакказы 2 базидиомицета Trametes pubescens между собой и другими высокопотенциальными лакказами. Однако две множественные формы лакказы гриба Trametes pubescens имеют различное значение эффективности каталитического окисления и сродства к разным субстратам.

3. Электрохимически доказана возможность протекания реакции каталитического окисления ионов двухвалентного марганца высокопотенциальными лакказами базидиальных грибов в присутствии хелатирующих агентов (анионов тартрата и оксалата). Предложена расширенная схема кооперации ферментов лигнинолитического комплекса базидиального гриба Trametes pubescens.

4. На основе частично очищенного препарата культурального фильтрата базидиомицета Trametes pubescens разработан амперометрический биосенсор для определения соединений фенольной структуры, который имеет широкий линейный диапазон детекции для большинства использованных фенольных соединений.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Никитина, Оксана Викторовна, 2006 год

1. Беккер Е.Г., Синицын А.П. (1992) Выбор схем очистки ферментов лигнинолитического комплекса. Биохимия, 57,1519-1526.

2. Березин И.В., Богдановская В.А., Варфоломеев С.Д. (1978) Биоэлектрокатализ, равновесный потенциал в присутствии лакказы. ДАН СССР, 240, 615-618.

3. Бирюков В.В., Битеева М.Б., Черкезов А.А., Ширшиков Н.В., Щеблыкин И.Н., Горшина Е.С., Осипова В.Г., Коваленко Н.В., Китайкин В.М., Зюкова Л.А. (2002) Способ получения белковой биомассы гриба. Патент РФ № 2186851, Бюл. №22.

4. Богдановская В.А., Гаврилова Е.Ф., Тарасевич М.Р. (1986) Влияние состояния углеродных сорбентов на активность иммобилизованных фенолоксидаз. Электрохимия, 22, 742-746.

5. Болобова А.В., Аскадский А.А., Кондращенко В.И., Рабинович М.Л. (2002) Теоретические основы биотехнологии древесных композитов. Книга II: Ферменты, модели, процессы. М.: Наука, 2002, 343 с.

6. Горшина Е.С. (2003) Глубинное культивирование базидиальных грибов рода Trametes Fr. с целью получения биологически активной биомассы. Дис. канд. биол. наук. М.: МГУИЭ, 194 с.

7. Горшина Е.С., Скворцова М.М., Бирюков В.В. (2003) Технология получения биологически активной субстанции лекарственного гриба Кориола опушенного. Биотехнология, 2, 71-81.

8. Горшина Е.С., Скворцова М.М., Высоцкий В.Г., Бару Р.В., Качалай Д.П. (2003а) Биотехнологический препарат лекарственного гриба Траметеса опушенного. В сборнике: Успехи современной микологии, Т. 1, 274-276. М.: Национальная академия микологии, 358 с.

9. Королева О.В., Явметдинов И.С., Шлеев С.В., Степанова Е.В., Гаврилова В.П. (2001) Выделение и изучение некоторых свойств лакказы из базидиомицета Cerena maxima. Биохимия, 66, 618-622.

10. Лурье Ю.Ю. Справочник по аналитической химии. М.: Наука, 1979,480 с.

11. Остерман Л.А. Хроматография белков и нуклеиновых кислот. М.: Наука, 1985, 536 с.

12. Пулатова М.К., Рихирева Т.Т., Куроптева З.В. (1989). Электронный парамагнитный резонанс в молекулярной радиобиологии. Энергоатомиздат, Москва, с. 232.

13. Рабинович М.Л., Болобова А.В., Кондращенко В.И. Теоретические основы биотехнологии древесных композитов. Книга I: Древесина и разрушающие ее грибы. М.: Наука, 2001, 264 с.

14. Степанова Е.В. (1999) Сравнительная характеристика лакказ высших гибов и возможность их практического применения. Дис. канд. биол. наук. М.: ИНБИ им. А.Н. Баха РАН, 172 с.

15. Тарасевич М.Р., Богдановская В.А., Фридман В.А, Кузнецова Л.Н. (2001) Кинетика и механизм электровосстановления Н202 на электродах, промотированных пероксидазой. Электрохимия, 37,12-20.

16. Шлеев С.В., Зайцева Е.А., Горшина Е.С., Морозова О.В., Сереженков В.А., Бурбаев Д.Ш., Кузнецов Б.А., Ярополов А.И. (2003) Спектральное и электрохимическое изучение лакказ базидиальных грибов. Вестник Московского Университета, Серия Химия, 44, 35-39.

17. Шлеев С.В., Хан Ир Г., Морозова О.В., Мажуго Ю.М., Халунина А.С., Ярополов А.И. (2004) Фенил-пиразолоны новй класс редокс-медиаторов оксидоредукгаз для леградации ксенобиотиков. Прикладная биохимия и микробиология, 40, 165-172.

18. Ярополов А.И. (1986) Кинетические закономерности действия биокатализаторов в электрохимических системах. Дис. докт. хим. наук. М.: МГУ им. М.В. Ломоносова, 357 с.

19. Ярополов А.И., Наки А., Пепанян Г.С., Саенко Е.Л., Варфоломеев С.Д. (1986) Механизм активации лакказы в предстационарной стадии реакции. Вестник Московского Университета, Серия 2, 27, 93-97.

20. Akhtar M., Blanchette R.A., Kirk Т.К. (1997) Fungal delignification and biomechanical pulping of wood. Adv. Biochem. Engin. Biotechnol., 57,160-193.

21. Allendorf M.D., Spira D.J., Solomon E.I. (1985) Low-temperature magnetic circular dichroism studies of native laccase: spectroscopic evidance for exogenous ligand bridging at a trinuclear copper active site. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 82, 30633067.

22. Andersson L.A., Renganathan V., Chiu A.A., Loehr T.M., Gold M.H. (1985) Spectral characterization of diarylpropane oxygenase, a novel peroxide-dependent, lignin-degrading heme enzyme. J. Biol. Chem., 260, 6080-6087.

23. Andersson L.A., Renganathan V„ Loehr T.M., Gold M.H. (1987) Lignin peroxidase: resonance Raman spectral evidence for compound II and for a temperature-dependent coordination-state equilibrium in the ferric enzyme. Biochemistry, 26, 22582263.

24. Balakshin M., Chen C.-L., Gratzl J.S., Kirkman A.G., Jakob H. (2001) Biobleaching of pulp with dioxygen in laccase-mediator system effect of variables on the reaction kinetics. J. Mol. Catal. B: Enzyme, 16, 205-215.

25. Baminger U., Ludwig R., Galhaup C., Leiner C., Kulbe K.D., Haltrich D. (2001) Continuous enzymatic regeneration of redox mediators used in biotransformation reactions employing flavoproteins. J. Mol. Cat. B. Enzym, 11, 541-550.

26. Band L., Bartalesi I., Ciofi-baffoni S., Tien M. (2003) Ufolding and pH studies on manganese peroxidase: role of heme and calcium on secondary structure stability. Biopolymers (Biospectroscopy), 72, 38 47.

27. Banci L., Ciofi-Baffoni S., Tien M. (1999) Lignin and Mn peroxidase-catalyzed oxidation of phenolic lignin oligomers. Biochemistry, 38, 3205 3210.

28. Bao W., Fukushima Y., Jensen Jr. К. A., Moen M. A., Hammel К. E. (1994) Oxidative degradation of non-phenolic lignin during lipid peroxidation by fungal manganese peroxidase. FEBS Lett., 354, 297 300.

29. Battistuzzi G., Borsari M., Loschi L., Menziani M.C., De Rienzo F., Sola M. (2001) Control of metalloprotein reduction potential: the role of electrostatic and salvation effects probed on plastocyanin mutants. Biochemistry, 40, 6422-6430.

30. Berezin I.V., Varfolomeev S.D. (1980) Bioelectrocatalysis as a new phenomen. In: Fronties et Bioorganic Chemistry and Molecular Biology. IUPAC, Edited by S.N. Ananchenko. Pergamon. Oxford, 467-473.

31. Bergbauer M., Newell S.Y. (1992) Contribution of lignocellulose degradation and DOS formation from a salt marsh macrophyte by the ascomycete Phaeosphaeria spartinicola. FEMS Microbiol. Ecol., 86, 341-348.

32. Bermek H., Li K., Eriksson K.E.-L. (1998) Laccase-less mutants of the white rot fungus Pycnoporus cinnabarinus cannot de-lignify kraft pulp. J. Biotechnol., 66, 117124.

33. Blanchette R.A. (1984) Manganese accumulation in wood decayed by white-rot fungi. Phytopathology, 74,153-160.

34. Bollag J.-M., Leonowicz A. (1984) Comparative studies of extracellular fungal laccase. Appl. Environ. Microbiol., 48, 849-854.

35. Bonnen A.M., Anton I.H. and Orth A.B. (1994) Lignin-degrading enzymes of the commercial button mushroom, Agaricus bisporus. Appl. Environ. Microbiol., 60, 960965.

36. Bourbonnais R., Paice M.G. (1990) Oxidation of non-phenolic substrates. An expanded role for laccase in lignin biodegradation. FEBS Lett., 267, 99-102.

37. Bourbonnais R., Paice M.G. (1992) Demethylation and delignification of kraft pulp by Trametes versicolor laccase in presence of 2,2'-azinobis-(3-ethylbenzthiazoline-6-sulphonate). Appl. Microbiol. Biotechnol., 36, 823-827.

38. Bourbonnais R., Rochefort D., Paice M.G., Renaud S., Leech D. (2000) Transition metal complexes: a new class of laccase mediators for pulp bleaching. Tappi J., 10, 68-69.

39. Boyle C.D., Kropp B.R., Reid I.D. (1992) Solubilization and mineralization of lignin by white rot fungi. Appl. Environ. Microbiol., 58, 3217-3224.

40. Broman L., Malmstrom B.G., Aasa R., Vanngard T. (1962) Quantitative electron spin resonance studies on native and denatured ceruloplasmin and laccase. J. Mol. Biol., 5, 301-310.

41. Buddie A.G., Martinez-Culebras P., Bridge P.D., Garcia M.D., Querol A., Cannon P.F., Monte E. (1999) Molecular characterization of Colletotrichum strains derived from strawberry. Mycol. Res., 103, 385-394.

42. Cai D.Y., Tien M. (1992) Kinetic studies on the formation and decomposition of compounds II and III. Reactions of lignin peroxidase. J. Biol. Chem., 267, 11149-11155.

43. Call H.P., Mucke I. (1997) History, overview and application of mediated lignolytic systems, especially laccase-mediator-system (LignozymR-process). J. Biotechnol., 53, 163-202.

44. Cheton P.L.-B., Archibald F.S. (1988) Manganese complex and the generation and scavenging of hydroxyl free radicals. Free Rad. Biol. Med., 5, 325-333.

45. Choi G.H., Larson T.G., Nuss D.L. (1992) Molecular analysis of the laccase gene from the chestnut blight fungus and selective suppression of its expression in an isogenic hypovirulent strain. Mol. Plant-Microbe Interact, 5,119-128.

46. Coassin M., Ursini F., Bindoli A. (1992) Antioxidant effect of manganese. Arh. Biochem. Biophys., 299, 330-333.

47. Cole J.L., Tan G.O., Yang E.K., Hogson K.O., Solomon E.I. (1990) Reactivity of the laccase trinuclear copper active-site with dioxygen. An X-ray absorption-edge study. J. Amer. Chem. Soc., 112, 2248- 2249.

48. D'Anniable A. (1997) The biodegradation of recalcitrant effluents from an olive mill by a white-rot fungus. J. Biotechnol., 61, 209-218.

49. De Souza C.G., Tychanowicz G.K., De Souza D.F., Peralta R.M. (2004) Production of laccase isoforms by Pleurotus pulmonarius in response to presence of phenolic and aromatic compounds. J. Basic Microbiol., 44.129-136.

50. Dedeyan В., Klonowska A., Tagger S., Tron Т., lacazio G., Gil G., Le Petit J. (2000) Biochemical and molecular characterization of a laccase from Marasmius quercophilus. Appl. Environ. Microbiol., 66, 925-929.

51. Dutton M.V., Evans C.S. (1996) Oxalate production by fungi: its role in pathogenicity and ecology in the soil environment. Can. J. Microbiol., 42, 881-895.

52. Eggert C., Temp U., Dean J.F.D., Eriksson K.-E.L. (1996) A fungal metabolite mediates degradation of non-phenolic lignin structures and synthetic lignin by laccase. FEBS Lett., 391, 144-148.

53. Eggert C., Temp U„ Eriksson K.-E.L. (1997) Laccase is essential for lignin degradation by the white-rot fungus Pycnoporus cinnabarinus. FEBS Lett., 407, 89-92.

54. Ehresmann В., Imbault P., Well J.H. (1973) Spectrophotometric determination of protein concentration in the cell extracts containing tRNA's. Analyt. Biochem., 54, 454463.

55. Eriksson K., Blanchette R.A., Ander P. (1990) Microbial ang enzymatic degradation of wood and wood components. New York: Springer Verlag, 230 p.

56. Falk K.E., Reinhammar B. (1972) Visible and near-infrared circular dichroism of some blue copper proteins. Biochim. Biophys. Acta, 285, 84-90.

57. Farell R.L., Murtagh K.E., Tien M., Mozuch M.D., Kirk Т.К. (1989) Physical and enzymatic properties of lignin peroxidase isoenzymes from Phanerochaete chrysosporium. Enzyme Microb. Technol., 11, 322-328.

58. Farmer V.C., Henderson M.E.K., Russsel J.D. (1960) Aromatic-alcohol-oxidase activity in the growth medium of Polystictus versicolor. Biochem. J., 74, 257-262.

59. Farnet A.M., Criquet S., Tagger S., Gil G., Le-Petit J. (2000) Purification, parial characterization, and reactivity with aromatic compounds of two laccases from Marasmius quercophilus strain 17. Can. J. Microbiol., 46, 189-194.

60. Farnet A.-M., Tagger S., Petit J.L. (1999) Effects of copper and aromaric inducers on laccases of the white-rot fungus Marasmius quercophilus. Plant Biol. Pathol., 322, 499-503.

61. Forney L.J., Reddy C.A., Tien M., Aust S.D. (1982) The involvement of hydroxyl redical derived from hydrogen peroxide in lignin degradation by the white rot fungus Phanerochaete chrysosporium. J. Biol. Chem., 257,11455-11462.

62. Forrester I.T., Grabski A.C., Burgess R.R., Leatham G.F. (1988) Manganese, Mn-dependent peroxidase, and the biodegradation of lignin. Biochem. Biophys. Res. Comm., 157, 992-999.

63. Galhaup C., Goller S., Peterbauer C.K., Strauss J., Haltrich D. (2002) Characterization of the major laccase isoenzyme from Trametes pubescens and regulation of its synthesis by metal ions. Microbiology (UK), 148, 2159-2169.

64. Galhaup C., Haltrich D. (2001) Enhanced formation of laccase activity by the white-rot fungus Trametes pubescens in the presence of copper. Appl Microbiol Biotechnol., 56, 225-32.

65. Galliano H., Gas G., Seris J.L., Boudet A.M. (1991) Lignin degradation by Rigidoporus lignosus involves synergistic action of two oxidizing enzymes: Mn peroxidase and laccase. Enzyme Microb. Technol., 13, 478-482.

66. Glenn J.K., Akileswaran L., Gold M.H. (1986) Mn2+ oxidation is the principal function of the extracellular Mn-peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 251, 688 696.

67. Glenn J.K., Gold M.H. (1985) Purification and characterization of an extracellular Mn(ll)-dependent peroxidase from the lignin-degrading basidiomycete, Phanerochaete chrysosporium. Arch. Bioche. Biophys., 242, 329-341.

68. Glumoff Т., Harvey P., Molinari S., Goble M., Frank G., Palmer J.M., Smith D.G., Leisola M.S.A. (1990) Lignin peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Molecular and kinetic characterization of isozymes. Eur. J. Biochem., 187, 515-520.

69. Gold M.H., Kuwahara M., Chui A.A., Glenn J.K. (1984) Purification and characterization of an extracellular H202-requiring diarylpropane oxygenase from the white rot basidiomycete, Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 234, 353-362.

70. Gorton L., Lindgren A., Larsson Т., Munteanu F.D., Ruzgas Т., Gazaryan I. (1999) Direct electron transfer between heme-containing enzymes and electrodes as basis for third generation biosensors. Anal. Chim. Acta, 400, 91-108.

71. Graziani, M.T., Morpurgo L., Rotilio, G., Mondovi B. (1976) Selective remuvel of type 2 copper from Rhus vernicifera laccase. FEBS Lett., 70, 87-90.

72. Green F., Hightly T.L. (1997) Mechanism of brown-rot decay: paradigm or paradox. Int. Biodeteriol. Biodegr., vol. 39. p. 113-124.

73. Guillen F., Martinez M.J., Munoz C., Martinez A.T. (1997) Quinone redox cycling in the ligninolytic fungus Pieurotus eryngii leading to extracellular production of superoxide anion radical. Arch. Biochem. Biophys., 339, 190-199.

74. Guillen F., Munoz C., Gomez-Toribio V., Martinez A.T., Martinez M.J. (2000) Oxygen activation during oxidation of methoxyhydroquinones by laccase from Pieurotus eryngii. Appl. Environ. Microbiol., 66,170-175.

75. Haemmerli S.D., Leisola M.S., Sangalard D., Fiechter A. (1986) Oxidation of benzo(a)pyrene by extracellular ligninasesof Phanerochaete chrysosporium. J. Biol. Chem.,261, 6900-6903.

76. Hakulinen N. Kiiskinen L.-L., Kruus K., Saloheimo M., Paananen A., Koivula A., Rouvinen J. (2002) Crystal structure of a laccase from Melanocarpus albomyces with an intact trinuclear copper site. Nat. Struct. Biol., 9, 601-605.

77. Hammel К., Kalyanaran В., Kirk Т. (1986) Oxidation of polycyclic aromatic hydrocarbons and dibenzop.-dioxins by Phanerochaete chrysosporium ligninase. J. Biol. Chem., 261, 16948-16952.

78. Hammel K.E. Fungal degradation of lignin. (1997) In: Plant litter quality and decomposition., eds. G. Cadisch and K.E. Giller, CAB INTERNATIONAL, 33-45.

79. Hammel K.E., Jensen K.A., Mozuch M.D., Landucii L.L., Tien M., Pease E.A. (1993) Ligninolysis by a purified lignin peroxidase. J. Biol. Chem., 268, 12274-12281.

80. Hammel K.E., Mozuch M.D., Jensen K.A.Jr., Kesten P.J. (1994) H202 recycling during oxidation of the arylglycerol beta-aryl ether lignin structure by lignin peroxidase and glyoxal oxidase. Biochemistry, 33,13349-13354.

81. Hatakka A. (1994) Ligninolytic enzymes from selected white-rot fungi: production and role in lignin degradation. FEMS Microbiol. Rev., 13,125-135.

82. Hatakka A. Biodegradation of lignin. (2001) In: M. Hofrichter and A. Steinbtichel {eds) Lignin, Humic Substances and Coal. Wiley-VCH, Weinheim, Germany, 1, 129-180.

83. Hatakka A.I., Kantelinen A., Tervila-Wilo A.L.M., Vikari L. (1987) Production of ligninases by Phlebia radiata in agitated conditions. In: Odier E. (ed.), Lignin: Enzymic and Microbial Degradation. Paris: INRA Publishers, 185-189.

84. Heinzkill M., Bech L., Halkier Т., Schneider P., Anke T. (1998) Characterization of laccases and peroxidases from wood-rotting fungi (family Coprinaceae). Appl. Environ. Microbiol., 64,1601-1606.

85. Henriksson G., Johansson G., Pettersson G. (2000) A critical review of cellobiose dehydrogenases. J. Biotechnol., 78, 93-113.

86. Higuchi T. (1990) Lignin biochemistry: biosynthesis and biodegradation. Wood Sci. Technol., 24, 23-63.

87. Higuchi T. (2004) Microbial degradation of lignin: Role of lignin peroxidase, manganese peroxidase, and laccase. Proceedings of the Japan Academy, Series B: Physical and Biological Sciences, 80, 204-214

88. Hofer C„ Schlosser D. (1999) Novel enzymatic oxidation of Mn2+ to Mn3+ catalyzed by a fungal laccase. FEBS Lett., 451,1860190.

89. Hofrichter M., Ziegenhagen D., Vares Т., Friedrich M., Jager M.G., Fritsche W., Hatakka A. (1998) Oxidative decomposition of malonic asid as basis for the action of manganese proxidase in the absence of hydrogen peroxide. FEBS Lett., 434, 362-366.

90. Jensen K.A., Jr., Bao W., Kawai S., Srebotnik E., Hammel K.E. (1996) Manganese-dependent cleavage of nonphenolic lignin structures by Cereporiopsissubvermispora in the absence of lignin peroxidase. Appl. Environ. Microbiol., 62, 36793686.

91. Johansson Т., Nyman P.O. (1987) A manganese(ll)-dependent extracellular peroxidase from the white-rot fungus Trametes versicolor. Acta Chem. Scand., B41, 762-765. !

92. Johansson Т., Nyman P.O. (1996) A cluster of genes encoding major isozymes of lignin peroxidase and manganese peroxidase from the white-rot fungus Trametes versicolor. Gene, 170, 31-38.

93. Johnson D.L., Thompson J.L., Brinkmann S.M., Schuller K.A., Martin L.L. (2003) Electrochemical characterization of purified Rhus vernicifera laccase: voltammetric evidence for a sequential four-electron transfer. Biochemistry, 42,10229-10237.

94. Jong E.D., Field J.A., de Bont J.A.M. (1994) Aryl alcohols in the physiology of ligninolytic fungi. FEMS Microbiol. Rew., 13,153-188.

95. Kabsch W., Sander C. (1983) Dictionary of protein secondary structure: Pattern recognition of hydrogen-bonded and geometrical features. Biopolymers, 22, 2577-2637.

96. Karahanian E., Corsini G., Lobos S., Vicuna R. (1998) Structure and expression of a laccase gene from the ligninolytic basidiomycete Ceriporiopsis subvermispora. Biochim. Biophys. Acta, 1443, 65-74.

97. Karamyshev A.V., Shleev S.V., Koroleva O.V., Yaropolov A.I., Sakharov I.Y. (2003) Laccase-catalyzed synthesis of conducting polyaniline. Enzyme Microb. Technol., 33, 556-564.

98. Karhunen E„ Niku-Paavola M.-L., Viikari L., Haltia Т., Meer R. A. and Duine J. A. (1990) A novel combination of prosthetic groups in a fungal laccase; PQQ and two copper atoms. FEBS Let., 267, 6-8.

99. Kawai S., Umezawa Т., Higuchi T. (1988) Degradation mechanisms of phenolic C-1 lignin substructure model compounds by laccase of Coriolus versicolor. Arch. Biochem. Biophys., 262, 99-110.

100. Kersten P.J., Kierk Т.К. (1987) Involvement of a new enzyme, glyoxal oxidase in extracellular H2O2 production by Phanerochaete chrysosporium. J. Bacterid., 169, 21952201.

101. Khindaria A., Barr D.P., Aust S.D. (1995) Lignin peroxidase can also oxidize manganese. Biochemistry, 34, 7773-7779.

102. Khindaria A., Grover T.A., Aust S.D. (1994) Oxalate-dependent reductive activity of manganese peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Arh. Biochem. Biophys., 314, 301-306.

103. Klonowska A., Gaudin C., Asso M„ Fournel A., Reglier M., Tron T. (2005) LAC3, a new low redox potential laccase from Trametes sp. strain C30 obtained as a recombinant protein in yeast. Enz. Microb. Technol., 36, 34-41.

104. Klonowska A., Gaudin C., Fournel A., Asso M., Le Petit J., Giorgi M., Tron T. (2002) Characterization of a low redox potential laccase from the basidiomycete C30. Eur. J. Biochem., 269, 6119-6125,

105. Kojima Y., Tsukuda Y., Kawai Y., Tsukamoto A., Sugiura J., Sakaino M., Kita Y. (1990) Cloning, sequence analysis, and expression of ligninolytic phenoloxidase genes of the white-rot basidiomycete Coriolus hirsutus. J.Biol. Chem., 265, 15224-15230.

106. Kuan l.-C., Johnson K.A., Tien M. (1993) Kinetic analysis of manganese peroxidase. The reaction with manganese complexes. J. Biol. Chem., 268, 2006420070.

107. Kuan l.-C., Tien M. (1993) Stimulation of Mn peroxidase activity: a possible role for oxalate in lignin biodegradation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90,1242-1246.

108. Kuila D., Tien M., Fee J.A., Ondrias M.R. (1985) Resonance raman spectra of extracellular ligninase: evidence for a heme active site similar to those of peroxidases. Biochemistry, 24, 3394-3397.

109. Kuwahara M., Glenn J.K., Morgan M.A., Gold M.H. (1984) Separation and characterization of two extracellular H202-dependent oxidases from ligninolytic cultures of Phanerochaete chrysosporium. FEBS. Lett., 169, 247-250.

110. Larrondo L.F., Avila M., Salas L., Cullen D., Vicuna R. (2003) Heterologous expression of laccase cDNA from Ceriporiopsis subvermispora yields copper-activated apoprotein and complex isoform patterns. Microbiology, 149,1177-1182.

111. Larsson Т., Lindgren A.,.Ruzgas T. (2001) Spectroelectrochemical study of cellobiose dehydrogenase and diaphorase in a thiol-modified gold capillary in the absence of mediators. Bioelectrochemistry, 53, 243-249.

112. Leatham G., Stahman M.A. (1981) Studies on the laccase of Lentinus edodes: specificity, localization and association with the development of fruiting bodies. J. Gen Microbiol., 125, 147-157.

113. Lee C.W., Gray H.B., Anson F.C., Malmstrom B.G. (1984) Catalysis of the reduction of dioxygen at graphite electrodes coated with fungal laccase A. J. Electroanal. Chem., 172, 289-300.

114. Lee S.-K., DeBeer G.S., Antholine W.E., Hedman В., Hodgson K.O., Solomon E.I. (2002) Nature of the intermediate formed in the reduction of O2 to H2O at the trinuclear copper cluster active site in native laccase. J. Am. Chem. Soc., 124, 61806193.

115. Leonowicz A., Cho N.-S., Luterk J., Wilkolazka A., Wojtas-Wasilewska M., Matuszewska A., Hofrichter M., Wesenberg D., Rogalski J. (2001) Fungal laccase: properties and activity on lignin. J. Basic Microbiol., 41,185-227.

116. Leonowicz A., Trojanowski J., Orlicz B. (1978) Induction of laccase in Basidiomycetes: apparent activity of the inducible and constitutive forms of the enzyme with phenolic substrates. Acta Biochim. Pol., 25, 369-378.

117. Leontievsky A.A., Vares Т., Lankinen P., Shergill J.K., Pozdnyakova N.N., Myasoedova N.M., Kalkkinen N., Golovleva L.A., Cammack R., Thurston C.F., Hatakka A. (1997) Blue and yellow laccases of ligninolytic fungi. FEMS Microbiol. Lett., 156, 9-14.

118. Levin L., Forchiassin F., Ramos A. M. (2001) Copper induction of lignin-modifying enzymes in the white-rot fungus Trametes trogii. Rev Argent Microbiol., 33, 223-228.

119. Lindley P., Zaitseva I., Zaitsev V., Ralph A., Card G. (1996) The Structure of Human Ceruloplasmin at 3,0 A Resolution. The Beginning of the End of an Enigma. Biochemistry 1996, 35,109-109.

120. Liu S.X., Dong J.L., Zhang Y.Z. (2000) Analysis of laccase isozymes from Pleurotus osteatus. Si Chuan Da Xue Xue Bao (Natural Science Edition), 37, 769-771.

121. Ludwig R, Salamon A, Varga J, Zamocky M, Peterbauer CK, Kulbe KD, Haltrich D. (2004) Characterisation of cellobiose dehydrogenases from the white-rot fungi Trametes pubescens and Trametes villosa. Appl Microbiol Biotechnol, 64, 213-222.

122. Maganadze G.G., Shutyaev T.Yu. (1993) In: Laser Ionization Mass Analysis. Edited by Vertes A., Gijbels R. and Adams F. Chemical Analysis Series., 124, 505-549.

123. Maltseva O.V., Niku-Paavola M.-L., Leontievsky A.A., Mysoedova N.M., Golovleva L.A. (1991) Ligninolitical enzymes of the white-rot fungus Panus tigrinus. Biotechnol. Appl. Biochem., 13, 291-302.

124. Mansur M., Suarez Т., Fernandez-Larrea J.В., Brizuela M.A., Gonzalez A.E. (1997) Identification of a laccase gene family in the new lignin-degrading basidiomycete CECT 20197. Appl Environ Microbiol, 63, 2637-2646.

125. Marko-Varga, G., J. Emnes, T. Ruzgas and L. Gorton. (1995) Development of enzymebased amperometric sensors for the determination of phenolic compounds. Trends Anal. Chem., 14, 319-328.

126. Marzorati M., Danieli В., Haltrich D., Riva S. (2005) Selective laccase-mediated oxidation of sugars derivatives. Green Chemistry, 7, 310-315.

127. Marzullo L., Cannio R., Giardina P., Santini M.T., Sannia G. (1995) Veratryl alcohol oxidase from Pleurotus ostreatus participates in lignin biodegradation and prevents polymerization of laccase-oxidized substrates. J. Biol. Chem., 270, 3823-3827.

128. Mayer A.M., Staples R.C. (2002) Laccase: new functions for an old enzyme. Phytochemistry. 60, 551-565.

129. McMillin R., Eggleston M.K. (1998) Bioinorganic chemistry of laccase. Multi copper oxidases, 129-166

130. Messerschmidt A., Huber R. (1990) The blue oxidases: ascorbat oxidase, laccase and ceruloplasmin. Modelling and structural relationship. Eur. J. Biochem., 187, 341352.

131. Messerschmidt A., Ladenstein R., Huber R., Bolognesi M., Avigliano L„ Petruzzelli R., Rossi A., Finazzi-Agro A. (1992) Refined crystal structure of ascorbate oxidase at 1.9 A resolution. J. Mol. Biol., 224,179-205.

132. Mester Т., Ambert-Balay K., Ciofi-Baffoni S., Band L., Jones A.D., Tien M. (2001) Oxidation of a tetrameric nonphenolic lignin model compound by lignin peroxidase. J. Biol. Chem., 276, 22985-22990.

133. Min K.-L., Kim Y.-H., Kim Y.W., Jung H.S., Hah Y.C. (2001) Characterization of a novel laccase produced by the wood-rotting fungus Phellinus ribis. Arch. Biochem. Biophys., 392, 279-286.

134. Mino Y., Wariishi H., Blackburn N.J., Loerh T.M., Gold M.H. (1988) Spectral characterization of manganese peroxidase, an extracellular heme enzyme from the lignin-degrading basidiomycete, Phanerochaete chrysosporium. J. Biol. Chem., 263, 7029-7036.

135. Munoz C., Gullen F., Martinez A.T. (1997) Induction and characterization of laccases in the ligninolytic fungus Pieurotus eryngii. Curr. Microbiol., 34, 1-5.

136. Naki A., Varfolomeev C.D. (1980) Inhibition mechanism of Poiiporus laccase by fluoride ion. FEBS Letter., 113,157-160

137. Niku-Paavola M.L., Karhunen E., Salola P., Raunio V. (1988) Ligninolytic enzymes of the white-rot fungus Phlebia radiate. Biochem. J., 254, 877-884.

138. Nishikimi M., Appaji Rao N., Yagi K. (1972) The occurrence of superoxide anion in the reaction of reduced phenazine methosulfate and molecular oxygen. Biochem. Biophys. Res. Com., 46, 849-854.

139. Orth A.B., Royse D.J., Tien M. (1993) Ubiquity of lignin-degrading peroxidase among various wood-degrading fungi. App. Environ. Microbiol., 59, 4017-4023.

140. Paice M., Bourbonnais R., Renaud S., Labonte S., Sacciadis G., Berry R., Amann M., Candussio A., Mueller R. (2002) Pilot plant bleaching trials with laccase and mediator. Prog. Biotechnol., 21, 203-211.

141. Palmieri G., Cennamo G., Faraco V., Amoresano A., Sannia G„ Giardina P. (2003) Atypical laccase isoenzymes from copper supplemented Pieurotus ostreatus cultures. Enz. Microb. Technol., 33, 220-230.

142. Palmieri G., Giardina P., Bianco C., Fontanelia В., Sannia G. (2000) Copper induction of laccase isoenzymes in the ligninolytic fungus Pleurotus ostreatus. Appl Environ Microbiol., 66, 920-924.

143. Palmieri G., Giardina P., Marzullo L., Desiderio В., Nitti G., Cannio R., Sannia G. (1993) Stability and activity of a phenol oxidase from the ligninolytic fungus Pleurotus ostreatus. Appl. Microbiol. Biotechnol., 39, 632-636.

144. Paszczynski A., Grawford R.L. Huynh V.-B. (1988) Manganese peroxidase from Phanerochaete chrisosporium: Purification. In: Methods Enzymol. Edited by Wood, W.A., Kellogg, S.T. AP: New York, 161, 264-271.

145. Paszczynski A., Huinh V.-B., Crawford F. (1986) Comparison of ligninase-l and peroxidase-M2 from the white-rot fungus Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 244, 750-765.

146. Paszczynski A., Huynh V.-B., Crawford R.C. (1985) Comparison of ligninase-1 and peroxidase-M2 from the white-rot fungus Phanerochaete chrysosporium. Arh. Biochem. Biophys., 244, 750-765.

147. Perie F.H., Gold M.H. (1991) Manganese regulation of manganese-peroxidase expression and lignin degradation by the white-rot fungus Dichomitus squalens. Appl. Environ. Microbiol., 57, 2240-2245.

148. Perry C.R., Smith M., Britnell C.H., Wood D.A., Thurston C.F. (1993) Identification of two laccase genes in the cultivated mushroom Agaricus bisporus. J. Gen. Micro., 139, 1209-1218.

149. Petersen L.C., Degn H. (1978) Steady state kinetics of laccase from Rhus vernicifera. Biochim. Biophys. Acta., 526, 85 92.

150. Pfister T.D., Gengenbach A.J., Syn S., Lu Yi. (2001) The role of redox-amino acids on compound I stability, substrate oxidation, and protein cross-linking in yeast cytochrome с peroxidase. Biochemistry, 40, 14942-14951.

151. Piontek K., Antorini M., Choinowski T. (2002) Crystal structure of a laccase from the fungus Trametes versicolor at 1,90A resolution containing a full complement of coppers. J. Biol. Chem., 277, 37663-37669.

152. Pointing S.B., Jones E.B.G., Vrijmoed L.L.P. (2000) Optimization of laccase production of laccase production by Pycnoporus sanguineus in submerged liquid culture. Mycologia, 92,139-144.

153. Popp J.L., Kalyanaraman В., Kirk Т.К. (1990) Lignin peroxidase oxidation of Mn2+ in the presence of veratryl alcohol, malonic or oxalic acid, and oxygen. Biochemistry, 29, 10475-10480.

154. Reddy C.A. (1993) An overview of the recent advances on the physiology and molecular biology of lignin peroxidases of Phanerochaete chrysosporium. J. Biotechnol., 30, 91-107.

155. Reinhammar B. (1984) Laccase. In: Copper Proteins Copper Enzymes. Edited by R. Lontie. CRC Press, Boca Raton, Fla, 1-35.

156. Reinhammar В., Vanngard T.I. (1971) Electron-accepting sites in Rhus vernicifera laccase as studied by anaerobic oxidation-reduction titrations. Eur. J. Biochem., 18, 463-468.

157. Reinhammar B.R.M., (1972) Oxidation-reduction potentials of the electron acceptors in laccases and stellacyanin. Biochim. Biophys. Acta., 275, 245-259.

158. Reinhammer B. Malstrom B.G., (1981) "Blue" copper-containing oxidases. In: Copper proteins and metal ions in biology. Edited by T.G. Spiro. John Wiley & Sons, New York, 109-149.

159. Renganathan V., Gold M.H. (1986) Special characterization of the oxidized states of lignin peroxidase, an extracellular heme enzyme from the white rot basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. Biochemistry, 25, 1626-1631.

160. Rochefort D., Bourbonnais R., Leech D., Paice M.G. (2002) Oxidation of lignin model compounds by organic and transition metal-based electron transfer mediators, Chem. Commun., 1182-1183.

161. Rodriguez J., Ferraz A., Nogueira R.F., Ferrer I., Esposito E., Duran N. (1997) Lignin biodegradation by the ascomycete Chrysonilia sitophila. Appl Biochem Biotechnol., 62, 233-242.

162. Rothschild N., Levkowitz A., Hadar Y., Dosoretz C. (1999) Extracellular mannose-6-phosphatase of Phanerochaete chrysosporium: a lignin peroxidase-modifying enzyme. Arch. Biochem. Biophys., 372,107-111.

163. Roy B.P., Achibald F. (1993) Effects of kraft pulp and lignin on Trametes versicolor carbon metabolism. Appl. Environ. Microbiol., 59,1855-1863.

164. Rulisek L., Solomon E.I., Ryde U. (2005) A combined quantum and molecular mechanical study of the O2 reductive cleavage in the catalytic cycle of multicopper oxidases. Inorganic Chemistry, 44, 5612-5628.

165. Ruttimann C., Schwember E., Salas L., Cullen D., Vicuna R. (1992) Ligninolytic enzymes of the white-rot basidiomycete Phlebia brevispora and Ceriporiopsis subvermispora. Biotech. Appl. Biochem., 16, 64-76.

166. Sack U., Hofrichter M„ Fritsche W. (1997) Degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by manganese peroxidase of Nematoloma frowardii. FEMS Microbiol. Lett., 152, 227-234.

167. Salas С., Lobos S., Larrain J., Salas L., Cullen D., Vicuna R. (1995) Properties of laccase isoenzymes produced by the basidiomycete Ceriporiopsis subvermispora. Biotechnol. Appl. Biochem., 21, 323-333.

168. Santussi R., Ferri Т., Morpurgo L., Savini I., Avigliano L. (1998) Unmediated heterogenious electron transport reaction of ascorbate oxidase and laccase at a gold electrode. Biochem. J., 332, 611-615.

169. Saparrat M.C.N., GuillenF., Arambarii A.M., Martinez A.T., Martinez M.J. (2002) Induction, isolation, and characterization of two laccases from the white rot basidiomycete Coriolopsis rigida. Appl. Environ. Microbiol., 68, 1534-1540.

170. Scheibner K., Hofrichter M. (1998) Conversion of aminonitrotoluenes by fungal manganese peroxidase. J. Basic Microbiol., 38, 51-59.

171. Schlosser D., and Hofer C. (2002) Laccase-catalyzed oxidation of Mn2+ in the presence of natural Mn3+ chelators as a novel source of extracellular H2O2 production and its impact on manganese peroxidase. Appl. Environ. Microbiol., 68, 3514-3521.

172. Schneegass lM Hofrichter M., Scheibner K., Fritsche W. (1997) Purification of the main manganese peroxidase isoenzyme MnP2 from the white-rot fungus Nematoloma frowardiiЫ9. Appl. Microbiol. Biotechnol., 48, 602-605.

173. Schneider P., Caspersen M.B., Mondorf K., Halkier Т., Skov L.K., 0stergaard P.R., Brown K.M., Brown S.H., Xu F. (1999) Characterization of a Coprinus cinereus laccase. Enzyme Microb. Technol., 25, 502-508.

174. Shah V., Nerud F. (2002) Lignin degrading system of white-rot fungi and its exploitation for dye decolorization. Can. J. Microbiol., 48, 857-870.

175. Shimada M., Higuchi L. (1983) Degradation of lignin. In: Wood and cellulosic chemistry. Edited by D.N.-S. Hon and N. Shiraishi. N.Y. and Basel: Marcek Dekker, 1991,525-591.

176. Shin K.-S., Lee Y.-J. (2000) Purification and characterization of a new member of the laccase family from the white-rot basidiomycete Coriolus hirsutus. Arch. Biochem. Biophys., 384, 109-115.

177. Shleev S., Christenson A., Serezhenkov V., Burbaev D., Yaropolov A., Gorton L., Ruzgas T. (2005b) Electrochemical redox transformations of T1 and 12 copper sites in native Trametes hirsuta laccase at gold electrode. Biochem. J., 385, 745-754.

178. Shleev S., Jarosz-Wilkolazka A., Khalunina A., Morozova O., Yaropolov A., Ruzgas Т., Gorton L. (2005a) Direct heterogeneous electron transfer reactions of laccases from different origins on carbon electrodes. Bioelectrochemistry, 67,115-124.

179. Shleev S., Persson P., Shumakovich G., Mazhugo Yu., Yaropolov A., Ruzgas Т., Gorton L. (2006) Interaction of fungal laccases and laccase-mediator systems with lignin. Enzyme and Microbial Technology, in press.

180. Shleev S., Reimann C.T., Serezhenkov V., Burbaev D., Yaropolov A.I., Gorton L., Ruzgas T. (2006a) Autoreduction and aggregation of fungal laccase in solution phase: possible correlation with a resting form of laccase. Biochimie, in press

181. Shleev S., Tkac J., Christenson A., Ruzgas Т., Yaropolov A. I., Whittaker J., Gorton L. (2005) Direct electron transfer between copper containing proteins and electrodes. Biosens. Bioelectron., 20, 2517-2554.

182. Shuttleworth K.L., J.-M. Bollag. (1986) Soluble and immobilized laccase as catalysts for the transformation of substituted phenols. Enzyme Microb. Technol., 8,171177.

183. Sims K.P., Sen R., Watling R., Jeffries P. (1999) Species and population structure of Pisolithus and Scleroderma identified by combined phenotypic and genomic marker analysis. Mycol. Res., 103, 449-458.

184. Soden D.M., Dobson A.D.W. (2001) Differential regulation of laccase gene expression in Pleurotus sajor-caju. Microbiology, 147,1755-1763.

185. Solomon E.I., Sundaram U.M., Machonkin Т.Е. (1996) Multicopper oxidases and oxygenases. Chem. rev., 96, 2563-2605

186. Solomon E.I., Szilagyi R., George K., Serena D., Basumallick L. (2004) Electronic structures of metal sites in proteins and models: contributions to function in blue copper proteins. Chem. Rev., 104, 419-458.

187. Spira-Solomon D.J., Allendorf M.D., Solomon E.I. (1986) Low-temperature magnetic circular dichroism studies of native laccase: conformation of a trinuclear copper active site. J. Amer. Chem. Soc., 108, 5318-5328.

188. Srinivasan C., D'Souza T.M., Boominathan K., Reddy C.A. (1995) Demonstration of laccase in the white-rot basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. App. Environ. Microbiol., 61,4274-4277.

189. Staszczak M., Zdunek E.f Leonowicz A. (2000) Studies on the role of proteases in the white-rot fungus Trametes versicolor, effect of PMSF and chloroquine on ligninolytic enzymes activity. J. Basic. Microbiol., 40, 51-63.

190. Stephens P.J., Jollie D.R., Warshel A. (1996) Protein control of redox potentials of iron-sulfur proteins. Chem. rev., 96, 2491-2513.

191. Surma-Slusarska В., Leks-Stepien J. (2001) TCF bleaching of kraft pulps with laccase and xylanase. J. Wood Chem. Technol., 21, 361-370.

192. Sutherland G.R., Khindaria A., Aust S.D. (1996) The effect of veratryl alcohol on manganese oxidation by lignin peroxidase. Arch. Biochem. Biophys., 327, 20-26.

193. Sutherland G.R., Khindaria A., Chung N., Aust S.D. (1995) The effect of manganese on the oxidation of chemicals by lignin peroxidase. Biochemistry, 34, 1262412629.

194. Sutherland G.R.J., Schick Zapanta L., Tien M., Aust S.D. (1997) Role of calcium in maintaining the heme environment of manganese peroxidase. Biochemistry, 36, 3654-3662.

195. Szklarz G., Leonowicz A. (1986) Cooperation between fungal laccase and glucose oxidase in the degradation of lignin derivatives. Phytochemistry, 25, 2537-2539.

196. Takao S. (1965) Organic acid production by basidiomycetes. I. Screening of acid-producing strains. Eur. J. Appl. Microbiol., 13, 732-737.

197. Tampo Y., YonahaM. (1992) Antioxidant mechanism of Mn(ll) in phospholipids peroxidation. Free Rad. Biol. Med., 13,115-120.

198. Tang S.-P.W., Coleman J.E., Myer Y.P. (1968) Conformational studies of copper proteins. Pseudomonas blue protein and Polyporus laccase. J. Biol. Chem., 243, 42864297.

199. Tarasevich M.R., Yaropolov A.I., Bogdanovskaya V.A.6 Varfolomeev S.D. (1979) Electrocatalysis of a cathodic oxygen reduction by laccase. Bioelectrochem. Bioenerg., 6, 393-403.

200. Thurnston C.F. (1994) The structure and function of fungal laccases. Microbiol., 140, 19-26.

201. Tien M. (1987) Properties of ligninase from Phanerochaete chrysosporium and there possible applications. Crit. Rev. Microbiol., 15, 141-168.

202. Tien M., Kirk T. (1988) Lignin peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. In: Methods Enzymol., (Wood, W.A., Kellogg, S.T., ed.), Academic Press, N.Y., 161, 238249.

203. Tien M., Kirk Т.К. (1984) Lignin-degrading enzyme from Phanerochaete chrysosporium: purification, characterization and catalytic properties of a unique H2O2-requiring oxygenase. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 81, 2280-2284.

204. Timofeevskii S.L., Reading N.S., Aust S.D. (1998) Mechanisms for protection of manganese peroxidase by hydrogen peroxide. Arch. Biochem. Biophys., 356, 287-295.

205. Tombs M.P., Akroy D.P. (1967) Akrylamide gel electrophoresis Shandon Instr. Appl., 18,1-16.

206. Tomsovsky M., Homolka L. (2003) Laccase and other ligninolytic enzyme activities of selected strains of Trametes spp. from different localities and substrates. Folia Microbiol (Praha), 48, 413-416.

207. Urzua U., Kersten P.J., Vicuna R. (1998) Manganese peroxidase-dependent oxidation of glyoxylic and oxalic acids synthesized by Ceriporiopsis subvermispora produces extracellular hydrogene peroxide. Appl. Environ. Microbiol., 64, 68-73.

208. Urzua U., Larrondo L.F., Lobos S., Larrain J., Vicuna R. (1995) Oxidation reactions catalyzed by manganese peroxidase isoenzymes from Ceriporiopsis subvermispora. FEBS Lett., 371, 132-136.

209. Vares Т., Kalsi M., Hatakka A. (1995) Lignin peroxidases, manganese peroxidases, and other ligninolytic enzymes produced by Phlebia radiata during solid-state fermentation of wheat straw. Appl. Environ. Microbiol., 61, 3515-3520.

210. Vesterberg O., Svensson H. (1966) Isoelectric fractionation analysis and characterization of ampholytes innatural pH gradients IV. Further studies on the resolving in connection with separation of mioglobins. Acta Chem. Scand., 20, 820-834.

211. Wariishi H., Akileswaran L., Gold M.H. (1988) Manganese peroxidase from the basidiomycete Phanerochaete chrysosporium: spectral characterization of the oxidized states and the catalytic cycle. Biochemistry, 27, 5365-5370.

212. Wariishi H., Dunford H. В., MacDonald I. D., Gold M. H. (1989a) Manganese peroxidase from the lignin-degrading basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. Transient state kinetics and reaction mechanism. J. Biol. Chem., 264, 3335-3340.

213. Wariishi H., Gold M.H. (1989) Lignin peroxidase compound III: formation, inactivation and conversion to the native enzyme. FEBS Lett., 243,165-168.

214. Wariishi H., Gold M.H. (1990) Lignin peroxidase compound III. Mechanism of formation and decomposition. J. Biol. Chem., 265, 2070-2077.

215. Wariishi H., Huang J., Dunford H.B., Gold M.H. (1991) Reaction of lignin peroxidase compounds I and II with veratrylalcohol. J. Biol. Chem., 266, 20694-20699.

216. Wariishi H., Renganathan V., Gold M.H. (1989b) Thiol-mediated oxidation of nonphenolic lignin model compounds by manganese peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. J. Biol. Chem., 264, 14185-14191.

217. Wariishi H., Valli K., Gold M.H. (1992) Manganese(ll) oxidation by manganese peroxidase from the basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. Kinetic mechanism and role of chelators. J. Biol. Chem., 267, 23688-23695.

218. Wong Y., Yu J. (1999) Laccase-catalyzed decolorization of synthetic dyes. Water Res. 33, 3512-3520.

219. Xu F. (1997) Effects of redox potential and hydroxyl inhibition on the pH activity profile on fungal laccases. J. Biol. Chem., 272, 924-928.

220. Xu F., Berka R.M., Wahleithner J.A., Nelson B.A., Shuster J.R., Brown S.H., Palmer A.E., Solomon E.I. (1998) Site-directed mutations in fungal laccase: Effect on redox potential, activity and pH profile. Biochem. J., 334, 63-70.

221. Xu F., Kulys J.J., Duke K., Li K., Krikstopaitis K., Deussen H.J., Abbate E., Galinyte V., Schneider P. (2000) Redox chemistry in laccase-catalyzed oxidation of N-hydroxy compounds. Appl. Environ. Microbiol., 66, 2052-2056.

222. Xu F., Palmer A.E., Yaver D.S., Berka R.M., Gambetta G.A., Brown S.H., Solomon E.I. (1999) Targeted mutations in a Trametes villosa laccase, axial perturbations of the T1 copper. J. Biol. Chem., 274, 12372-12375.

223. Yaropolov A.I., Kharybin A.N., Emneus J., Marko-Varga G., Gorton L. (1995) Flow-injection analysis of phenols at a graphite electrode modified with co-immobilised lactase and tyrosinase. Anal. Chim. Acta, 308,137-144

224. Yaropolov A.I., Kharybin A.N., Emneus J., Marko-Varga G., Gorton L. (1996) Electrochemical properties of some copper-containing oxidases. Bioelectrochem. Bioenerg., 40, 49-57.

225. Yaropolov A.I., Skorobogat'ko O.V., Vartanov S.S., Varfolomeyev S.D. (1994) Laccase. Properties, catalytic mechanism, and applicability. Appl. Biochem. Biotechnol., 49, 257-280.

226. Yaver D.S., Golightly E.J. (1996) Cloning and characterization of three laccase genes from the white-rot basidiomycete Trametes villosa: genomic organization of the laccase gene family. Gene, 181, 95-102.

227. Zaitsev V., Zaitseva I., Card G., Bax В., Ralph A., Lindley P. (1996) The three-dimensional structure of human ceruloplasmin at 3,0A resolution. Fold. Design, 1, 71.

228. Zapanta L.S., Tien M. (1997) The roles of veratryl alcohol and oxalate in fungal lignin degradation. J. Biotechnol., 53, 93-102.

229. Проф. Курта Реймана (Лундский университет, Швеция) за проведение масс-спектрометрических экспериментов и помощь при обсуждении результатов.

230. Докторанта Андреаса Кристенсона (Лундский университет, Швеция) за помощь при проведении экспериментов по спектроэлектрохимическому редокс-титрованию лакказ.

231. Работа выполнена при поддержке ГОСУДАРСТВЕННОГО КОНТРАКТА № 02.467.11.3004, гранта РФФИ (No. 03-04-48937), а также Федеральной Научно-Технической Программы Российского Минестерства Науки и Технологии (43.073.1.1.2505).