Теоретическое исследование взаимодействия белков и нанодоменов клеточных мембран, опосредованного деформациями липидного бислоя тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 01.04.02, кандидат наук Кондрашов Олег Васильевич

• Кондрашов Олег Васильевич
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Кондрашов Олег Васильевич

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Цель и задачи работы

Научная новизна

Теоретическая и практическая значимости

Личный вклад автора

Положения, выносимые на защиту

Апробация работы

Структура и объем диссертации

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1 Общеизвестные представления и экспериментальные факты

1.1.1 Клеточная мембрана и ее состав

1.1.2 Липидные структуры в воде

1.1.3 Пассивная проницаемость липидной мембраны

1.1.4 Виды мембранных включений

1.1.5 Общие сведения о рафтах

1.1.6 Общие сведения о мембранных порах и связь с проницаемостью

1.1.7 Общие сведения о мембранных белках

1.1.8 Эксперименты по проводимости грамицидина

1.1.9 Амфипатические пептиды - общая характеристика

1.1.10 Облегченное порообразование при участии амфипатических пептидов

1.2 Механика липидной мембраны

1.2.1 Приближение Хельфриха

1.2.2 Функционал Хамма-Козлова. Случай «глобальной текучести»

1.2.3 Функционал Хамма-Козлова. Общий случай. Вклад деформации кручения

1.2.4 Модель гибких струн

ГЛАВА 2. МОДЕЛЬ ДЕФОРМАЦИЙ МЕМБРАНЫ И ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ

ЛИПИДНЫХ ВКЛЮЧЕНИЙ

2.1 Построение модели взаимодействия мембранного включения с мембраной

2.1.1 Базовые предположения модели

2.1.2 Свободная энергия деформаций мембраны

2.1.3 Деформации мембраны: вклад роторного слагаемого

2.1.4 Объемная несжимаемость липидной мембраны. Случай монослоя

2.1.5 Объемная несжимаемость липидной мембраны. Случай бислоя

2.1.6 Функционал свободной энергии и граничные условия

ГЛАВА 3. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МОНОМЕРОВ ГРАМИЦИДИНА

3.1 Симметричные конфигурации грамицидина

3.1.1 Мономер грамицидина

3.1.2 Случай пары мономеров

3.1.3 Случай димера

3.2 Симметричные конфигурации грамицидина — результаты

3.2.1 Распределение деформаций

3.2.2 Сравнение с экспериментом

3.2.2.1 Зависимость вероятности формирования димера от латерального натяжения

3.2.2.2 Зависимость вероятности диссоциации димера от равновесной толщины мембраны

3.2.2.3 Зависимость энергии от спонтанной кривизны

3.3 Общий случай расположения мономеров грамицидина

3.3.1 Численная аппроксимация функционала энергии

3.3.2 Разбиение расчетной области

3.3.3 Аппроксимация по у и экстраполяция к у =

3.3.4 Профиль энергии для разных конфигураций грамицидина

3.3.5 Коллективные явления

ГЛАВА 4. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ АМФИПАТИЧЕСКИХ ПЕПТИДОВ

3

4.1 Аналитическое решение в случае одномерных конфигураций

4.1.1 Деформации бислойной области

4.1.2 Деформации монослойной области

4.2 Численное решение для случая произвольного расположения пептидов

4.2.1 Результаты расчета для общего случая

4.2.2 Результаты для случая параллельного расположения пептидов

4.2.3 Сдвиги вдоль оси в случае параллельного расположения

4.2.4 Взаимодействие пептидов в непараллельных конфигурациях

4.3 Амфипатические пептиды: краткий вывод

ГЛАВА 5. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ МЕМБРАННЫХ ВКЛЮЧЕНИЙ И ГРАНИЦЫ РАФТА

5.1 Математическая постановка задачи

5.2 Основное состояние границы рафта в отсутствие включения

5.3 Взаимодействие липидного включения и границы рафта

5.4 Взаимодействие амфипатического пептида и границы рафта

5.5 Взаимодействие симметричных трансмембранных включений и границы

рафта

ГЛАВА 6. БИСЛОЙНОСТЬ РАФТА КАК СЛЕДСТВИЕ ТЕПЛОВЫХ ФЛУКТУАЦИЙ ФОРМЫ МЕМБРАНЫ

6.1 Энергия тепловых флуктуаций формы мембраны

6.2 Возможность возникновения монослойного рафта

РЕЗУЛЬТАТЫ РАБОТЫ И ВЫВОДЫ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Теоретическое исследование взаимодействия белков и нанодоменов клеточных мембран, опосредованного деформациями липидного бислоя»

Актуальность проблемы

Клеточные мембраны задействованы в процессах жизнедеятельности клеток. Клетки являются открытыми неравновесными системами, для которых крайне важно поддержание градиентов концентраций и электрохимических потенциалов. Во многом это достигается за счет чрезвычайно низкой проницаемости клеточных мембран для различных веществ. Таким образом, основная функция мембран в клетках — барьерная. Повреждение мембраны каким-либо способом приводит к невозможности выполнения мембраной своей барьерной функции, что, как правило, вызывает гибель клеток. Одним из самых распространенных типов повреждений липидной мембраны является образование мембранных пор — сквозных проводящих дефектов. Поры могут образовываться как при внешних воздействиях: механическом, электрическом, посредством лазерного излучения и т.д., так и индуцироваться белками и пептидами. Образование пор в липидном матриксе, с одной стороны, может вести к патологиям, а, с другой стороны, их можно использовать для создания антимикробных препаратов новых типов, способных контролируемо, селективно создавать поры в клетках патогенных бактерий. Создание антимикробных препаратов в настоящее время особенно актуально: проблема резистентности к антибиотикам, согласно данным Всемирной организации здравоохранения, является одной из наиболее серьезных угроз для здоровья человечества, продовольственной безопасности и развития всего мира. Все больше опасных инфекционных заболеваний, таких как туберкулез и малярия, становится труднее лечить; растут смертность, сроки госпитализации и медицинские расходы. Возможным решением проблемы является создание и использование антибиотиков новых типов, в частности пептидных. Перспективными кандидатами на эту роль считаются амфипатические пептиды, которые способствуют образованию пор в мембранах бактерий. Однако детали механизма

стимуляции образования пор в мембранах при участии амфипатических пептидов до сих пор остаются неизвестными. Также неизвестно, каким именно образом амфипатические пептиды взаимодействуют друг с другом и с другими мембранными включениями. Взаимодействия можно разделить на специфические, т.е. зависящие от наличия конкретных химических групп в составе включения, и неспецифические, обусловленные деформациями окружающей липидной мембраны. В результате взаимодействия мембранных включений они могут кластеризоваться, накапливаться в областях мембраны с определенными свойствами, в частности, внутри или на границе доменов жидко-упорядоченной фазы, называемых «рафтами». Исследование деталей взаимодействия мембранных включений различной природы является необходимым шагом для понимания механизма пептид-стимулированного открытия мембранной поры и возможности управляемого воздействия на липидную мембрану на наноуровне.

Цель работы заключается в теоретическом исследовании взаимодействия мембранных включений различной природы, опосредованного деформациями липидного бислоя.

Для достижения цели работы были поставлены задачи:

1. Построить математическую модель, описывающую взаимодействие мембранных включений различной природы посредством возникающих в окрестности включений деформаций липидной мембраны;

2. Рассчитать зависимость физических характеристик взаимодействия модельных пептидов и сравнить их с имеющимися экспериментальными данными;

3. Рассчитать энергию взаимодействия модельных пептидов в случае их нахождения в одном и разном монослоях как функцию расстояния между ними;

4. Рассчитать энергию взаимодействия коротких амфипатических пептидов в зависимости от их взаимного расположения и ориентации;

5. Рассчитать энергию взаимодействия различных типов мембранных включений с границей жидко-упорядоченного липидного домена;

6. Теоретически обосновать бислойность доменов жидко-упорядоченной фазы, наблюдаемую экспериментально, получить условия, необходимые для бислойного существования рафта.

Научная новизна

Впервые была теоретически получена энергия взаимодействия мембранных включений для случая их произвольного расположения на примере мономеров грамицидина, а также амфипатических пептидов.

На основе полученных профилей энергии впервые было обосновано одномерное приближение для расчета энергии взаимодействия включений.

В рамках одномерного приближения впервые были рассчитаны энергии взаимодействия мембранных включений и границы рафта и получены конфигурации, соответствующие минимуму энергии.

Впервые были определены условия бислойности доменов жидко-упорядоченной фазы в липидной мембране.

Теоретическая и практическая значимости

Разработанная теория позволяет предсказывать поведение мембранных включений и может быть использована для создания пептидных антибиотиков, мембранных каналов или других искусственных мембранных включений с заданными свойствами. Построенная теория также является основой для моделирования процесса возникновения мембранной поры в присутствии пептидных антибиотиков.

Личный вклад автора

Основные результаты диссертации были получены лично автором. Основные положения диссертации были опубликованы в соавторстве с научным руководителем и коллективом лаборатории биоэлектрохимии ИФХЭ РАН, при этом вклад диссертанта был определяющим.

Положения, выносимые на защиту:

1. Разработана единая теория, предсказывающая характер взаимодействия мембранных включений, опосредованного деформациями мембраны;

2. В рамках разработанной теории вычислены физически наблюдаемые величины, определяющиеся характеристиками профиля энергии взаимодействия, для случая грамицидина. Полученные результаты согласуются с экспериментальными данными;

3. Вычислены энергии взаимодействия амфипатических пептидов в случае их произвольного относительного расположения. Обосновано одномерное приближение для расчета энергий взаимодействия мембранных включений;

4. Вычислены энергии взаимодействия мембранных включений с границей рафта. Найдены положения включений, соответствующие минимуму энергии;

5. Определены условия бислойности доменов жидко-упорядоченной фазы в липидной мембране.

Апробация работы

Результаты работы, включенные в диссертацию, докладывались на следующих конференциях и семинарах: 62nd Annual Meeting of American Biophysical Society 2018, Biomembranes 2018, ФИЗИКОХИМИЯ 2018, ФИЗИКОХИМИЯ 2017, семинар лаборатории биоэлектрохимии.

Основное содержание работы изложено в 3 статьях в рецензируемых научных журналах и 4 тезисах докладов на конференциях.

Структура и объем диссертации

Диссертационная работа состоит из введения, шести глав, выводов и заключения. Работа содержит 110 страниц, включает 38 рисунков, 2 таблицы, 67 формул и список литературы из 141 наименований.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1 Общеизвестные представления и экспериментальные факты

В этом разделе будет дан обзор общеизвестных представлений и имеющихся экспериментальных фактов касательно клеточных и модельных липидных мембран, а также кратко описаны основные типы мембранных включений и их роль в жизнедеятельности клетки.

1.1.1 Клеточная мембрана и ее состав

Все живые организмы, за исключением вирусов, состоят из клеток. Важнейшей структурой клетки, отделяющей ее содержимое от внешней среды, а также содержимое ее органелл от цитоплазмы, является клеточная мембрана. Клеточная мембрана представляет собой бислой, состоящий из липидных молекул и содержащий различные белки.

Физика биологических мембран и ассоциированных с ними белков является на сегодняшний день одним из наиболее быстро развивающихся научных направлений. Это обусловлено, в первую очередь, огромной практической значимостью подобных исследований для понимания устройства живых организмов, протекания их жизненного цикла, а также для создания новых лекарств. В настоящее время большое количество лекарственных препаратов содержат активные вещества, направленные на взаимодействие с мембранными белками [1-3], которым, в свою очередь, требуется подходящее липидное окружение.

Базовым компонентом биологических мембран являются молекулы

липидов. Липиды (от греч. Адло^ — жир) — обширная группа природных и

синтетических органических соединений, включающая жиры и жироподобные

вещества. Согласно одному из распространенных определений, липид — это

гидрофобное органическое вещество, растворимое в органических растворителях;

согласно строгому химическому определению, это гидрофобная или амфифильная

10

молекула, полученная путем конденсации тиоэфиров или изопренов [4]. Важнейшим свойством биологических липидов является их амфифильность: молекула состоит из двух частей: полярной и неполярной. Находясь в воде, липидной молекуле энергетически выгодно уменьшить площадь контакта неполярной части с водой, которая является полярным растворителем. Таким образом, система липид-вода является лиотропной.

Свойства липидной мембраны существенно зависят от того, из каких липидов она состоит. Все многообразие липидов можно разделить на простые липиды и сложные [5]. Простые липиды — липиды, включающие в свою структуру только углерод, водород и кислород. В свою очередь, среди простых липидов выделяют жирные кислоты, жирные альдегиды, жирные спирты, воски, триглицериды и некоторые другие группы. Сложные липиды — липиды, включающие в свою структуру помимо углерода, водорода и кислорода другие химические элементы, чаще всего фосфор, серу и азот, а также, исторически, некоторые другие типы липидов. Важными группами сложных липидов являются фосфолипиды (содержат остаток фосфорной кислоты), гликолипиды (соединения простых липидов с углеводами), фосфогликолипиды, сфинголипиды (производные алифатических аминоспиртов). В первую очередь нас будут интересовать фосфолипиды (Рисунок 1), сфинголипиды (Рисунок 2) и холестерин (Рисунок 3), так как именно из этих компонентов преимущественно формируется липидный матрикс биологических мембранных структур клеток млекопитающих. Для большинства липидных молекул характерно наличие одного или двух углеводородных «хвостов» и полярной «головы» (Рисунок 1, 2).

Рисунок 1 Структурная формула 1,2-диолеоил-Бп-глицеро-3-фосфохолина (ДОФХ). Адаптировано из [6]

Рисунок 2. Структурная формула сфингомиелина. Адаптировано из [6]

Рисунок 3. Структурная формула холестерина. Адаптировано из [6]

1.1.2 Липидные структуры в воде

Помещенные в воду липиды способны формировать разные структуры в зависимости соотношения концентраций липида и воды. В частности, к таким структурам относятся монослои на поверхности раздела двух сред, одна из которых, как правило, является полярной, а другая — неполярной (например, вода и масло, вода и воздух); мицеллы — относительно небольшие молекулярные структуры, имеющие гидрофобное ядро и гидрофильную внешнюю поверхность; бислои — двойные молекулярные слои, внешние поверхности которых контактируют с полярным растворителем (водой); липосомы — пузыри, состоящие из одного или нескольких замкнутых бислоев. Мицеллы бывают как сферические, так и цилиндрические (гексагональная фаза). При существенном избытке липидов формируются инвертированные фазы: инвертированные мицеллы и инвертированная гексагональная фаза (Рисунок 4).

Рисунок 4. Липидные структуры в воде: а) монослой, б) мицелла, в) инвертированная мицелла, г) бислой, д) инвертированный бислой), е) липосома

1.1.3 Пассивная проницаемость липидной мембраны

Липидные бислои обладают чрезвычайно низкой проницаемостью для различных веществ, что обусловлено амфифильной природой липидных молекул. Это обеспечивает выполнение мембраной ее основной функции в клетках — барьерной. Несмотря на низкую проницаемость, даже в отсутствие белков через бислой, тем не менее, осуществляется пассивный транспорт небольших слабо полярных молекул и ионов большого размера, в том числе, гидрофобных ионов [7-11]. Некоторые исследователи предполагают, что низкая, но отличная от нуля проницаемость липидного бислоя играла ключевую роль на ранних этапах возникновения жизни, контролируя гомеостаз клеток [12]. В частности, пассивный водный транспорт сквозь мембрану относительно быстр по сравнению с транспортом ионов. Малый коэффициент проницаемости для ионов обусловлен большой разностью электростатической энергии иона в водном окружении и в

13

гидрофобной части мембраны. Поэтому ионный транспорт в клетках обычно осуществляется посредством белков или через мембранные дефекты, возникающие спонтанно и на короткое время.

1.1.4 Виды мембранных включений

Природная клеточная мембрана практически никогда не бывает гомогенной. Исключительно важный практический интерес представляют различные мембранные включения и дефекты. Их можно условно разбить на следующие категории: мембранные белки различной природы, мембранные поры и домены упорядоченной фазы («рафты»). Первые две категории представляют особый интерес, поскольку во многом благодаря им мембрана обладает проницаемостью. Белки-каналы, такие как грамицидин, определяют проводимость мембраны, а так называемые порообразующие пептиды (например, мелиттин, добываемый из пчелиного яда; магаинин 2, выделяемый из яда лягушек и т.д.) облегчают образование мембранной поры [13-18]. При этом в литературе отсутствует ясное понимание, как именно свойства мембраны влияют на функционирование белков и как белки влияют на свойства окружающей ее мембраны.

Изначально, согласно модели латеральной организации мембраны в виде жидкой мозаики Сингера и Никольсона [19], липидное окружение белков рассматривалось только в качестве растворителя, т.е. липиды мембраны принимались за двумерную жидкость, обеспечивающую латеральную диффузию мембранных белков (Рисунок 5). Другой, более современный подход [20] рассматривает клеточные мембраны как супрамолекулярные комплексы, в которых липиды влияют на структуру и функционирование белков и их взаимодействие друг с другом [21]. Липиды могут выступать своеобразным регулятором: изменяя локальный или глобальный липидный состав в зависимости от условий, клетка меняет активность мембранных белков [22, 23]. Механические свойства липидного бислоя влияют на работу мембранных каналов [24, 25]. Ниже будет дано подробное описание каждого типа мембранного включения.

Периферический белок

Интегральный белок Липид

Рисунок 5. Иллюстрация модели жидкостной мозаики. Адаптировано из [26]

1.1.5 Общие сведения о рафтах

Рафтами (от английского «raft» — плот) называют жидкоупорядоченные участки бислоя (домены), обогащенные сфингомиелином и, возможно, холестерином [27, 28]. Эти домены существуют длительное время [28, 29] и перемещаются в мембране как единое целое. В живой клетке рафты обеспечивают необходимое для правильного функционирования белков липидное окружение: они важны для нормального протекания эндоцитоза, работы внутриклеточных сигнальных систем, аппарата Гольджи и т.д. [27, 30, 31]. Упорядоченное липидное окружение может напрямую влиять на функцию белка за счет изменения его конформации. Известно, что концентрация холестерина и толщина бислоя оказывают влияние на ориентацию трансмембранной a-спирали белка и на взаимодействие между a-спиралями [32]. В работе [33] с помощью использования мутантных белков было показано, что для нормального функционирования некоторым рецепторам необходимо находиться в составе рафта. Размер рафтов в живых системах крайне мал [29, 34] и составляет 10-200 нм, что сильно затрудняет их изучение in vivo. Из-за технических трудностей исследования рафтов в биологических мембранах для их изучения используются искусственные

бислойные липидные мембраны, не содержащие белки. В таких системах были сформированы сфингомиелин-холестериновые домены микронных размеров [3538], которые используются в качестве модели рафтов клеточных мембран. Рафты были получены во многих модельных системах: в плоских бислоях на отверстии в тефлоновой пленке [35], в гигантских однослойных везикулах [37, 39-41], в монослоях на границе вода- воздух [42], а также в моно- и бислоях на различных подложках [42-44].

Рафты в модельных мембранах появляются в результате фазового разделения. Для их получения рафтообразующую липидную смесь нагревают выше температуры фазового перехода (~50°С), формируют, а потом охлаждают мембрану. При охлаждении происходит фазовое разделение с выделением двух фаз, одна из которых обогащена холестерином и сфингомиелином или другим липидом, также имеющим высокую температуру плавления (перехода жидкость-гель), а другая — фоновым фосфолипидом, как правило, с ненасыщенными углеводородными цепями, имеющим низкую температуру плавления. На Рисунке 6 представлен снимок рафтов, полученный методами флуоресцентной микроскопии [37], на котором темные участки отвечают рафтовой фазе, а светлые — остальной мембране.

Экспериментально показано [35, 36, 45], что домены имеют форму, близкую к круглой, которая относительно быстро (за секунды) восстанавливается при деформациях, что указывает на значительную величину линейного натяжения на границе фаз. В бислойных мембранах рафты практически всегда бислойны, т.е. монослойные домены, обогащенные сфингомиелином, как правило, располагаются в мембране один над другим. Задача о нахождении величины линейного натяжения границы рафта была рассмотрена в работах [45, 46]. В частности, было показано, что бислойный рафт не является в точности симметричным: границы монослойных доменов в верхнем и нижнем монослоях мембраны, в общем случае, оказываются сдвинуты на несколько нанометров друг относительно друга.

Рисунок 6. Фотография флуоресценции фосфолипидного монослоя с введенной флуоресцентной липидной меткой на стеклянной подложке при комнатной температуре. а) нерафтовая смесь

пальмитоилолеоилфосфатидилхолин/холестерин 2:1; б) рафтовая смесь пальмитоилолеоилфосфатидилхолин/холестерин/сфингомиелин 2:1:1.

Флуоресцентная метка вытесняется из упорядоченных доменов, поэтому они выглядят темными пятнами. Адаптировано из [37]

1.1.6 Общие сведения о мембранных порах и связь с проницаемостью

Концепция мембранной поры тесно связана с концепциями проницаемости

мембраны [20]. Ранние попытки объяснения пассивного транспорта привели к

появлению модели диффузии-растворения (solubility-diffusion в англоязычной

литературе) [10, 47]. Модель диффузии-растворения рассматривает непрерывное

распределение растворенного вещества в воде и в гидрофобной части мембраны,

считая, что липидный бислой остается недеформированным (Рисунок 7). Однако

наиболее вероятным представляется механизм проводимости, использующий

дефекты мембраны. Простейшими дефектами липидного бислоя являются так

называемые водные цепочки (water files или water wires в английской литературе),

представляющие собой цепочки толщиной в одну молекулу воды (Рисунок 7).

Согласно данным, полученным методами молекулярной динамики, водную

цепочку можно рассматривать как начальную стадию формирования

17

гидрофобной поры (Рисунок 8) [48-50], стенки которой состоят из гидрофобных липидных хвостов. Гидрофобную пору можно рассматривать как начальную стадию образования так называемой гидрофильной поры [15], стенки которой состоят из гидрофильных липидных голов (Рисунок 9). Поскольку создание гидрофильной поры требует существенной переориентации липидных молекул, гидрофильную пору часто называют тороидальной (Рисунок 9). Энергия аксиально симметричной гидрофильной поры в приближении непрерывной среды может быть выражена следующим образом [15, 51-55]:

Wpore = 2лЯ -r(R )-vnR\ (1)

где а — латеральное натяжение бислоя, а y(R) — энергия единицы длины границы поры заданного радиуса R, = const.

Рисунок 7. Иллюстрации моделей проводимости мембраны с минимальной реорганизацией бислоя. а) модель диффузии-растворения, б) водяная цепочка. Полярные головы липидов показаны эллипсами, молекулы воды — темными кружками, проходящие через мембрану молекулы — треугольниками. Адаптировано из [20]

Из выражения (1) следует, что в приближении у = const для формирования поры необходимо преодолеть энергетический барьер высотой яг2/с. Когда размер поры превышает некоторый критический радиус R = Г с, происходит необратимое разрушение мембраны, поскольку ее энергия понижается при дальнейшем

увеличении радиуса поры. Таким образом, мембрана, к которой приложено латеральное натяжение, является метастабильной структурой. Из выражения (1) также следует, что увеличение латерального натяжения увеличивает вероятность порообразования за счет уменьшения высоты энергетического барьера. Увеличить латеральное натяжение можно различными способами: механическим [54, 56, 57], осмотическим [53] и электрическим [58, 59]. Формирование пор за счет приложения натяжения тем или иным способом широко применяется в различных биотехнологических и биомедицинских приложениях [59-61]. Описание и точный расчет энергии поры является сложной и актуальной теоретической задачей, поскольку существующие теоретические модели, как правило, используют приближение малых деформаций мембраны, в то время как на кромке поры деформации существенно не малые.

К

Рисунок 8. Гидрофобная пора. Адаптировано из [20]

Рисунок 9. Гидрофильная пора. Адаптировано из [20]

1.1.7 Общие сведения о мембранных белках

Мембранные белки — это белки, взаимодействующие с клеточной мембраной. Они разделяются на интегральные и периферические [62]. Интегральными называют белки, крепко встроенные в липидную мембрану. Для извлечения таких белков применяют различные растворители. Интегральные белки могут быть политопическими (трансмембранными), т.е. пронизывающими мембрану один или несколько раз, и монотопическими, т.е. соединенными с мембраной лишь с одной стороны, не пересекающими межмонослойную поверхность бислойной мембраны. Периферическими называют монотопические белки, которые могут быть выделены (отсоединены) из мембраны без ее разрушения.

Мембранные белки играют исключительно важную роль в жизнедеятельности клетки, являются мишенями более половины всех современных лекарств [63] и кодируются примерно четвертью всего генома млекопитающих [64]. Одним из важнейших типов мембранных белков являются канальные белки, обеспечивающие транспорт ионов, воды и других веществ через мембрану. Каналы бывают селективные и неселективные. Неселективные каналы находятся в открытом состоянии и пропускают через себя все молекулы, способные пройти сквозь отверстие в канале, т.е. все молекулы меньше некоторого размера. Селективные каналы пропускают лишь только определенные вещества; существуют калиевые каналы, хлоридные, натриевые, водные и другие.

1.1.8 Эксперименты по проводимости грамицидина

Рассмотрим функционирование ионного канала на примере грамицидина — одного из наиболее изученных каналов. Грамицидин является пептидным антибиотиком, вырабатываемым бактерией Bacillus brevis. Пептидная цепь состоит из 15 аминокислотных остатков и содержит чередующиеся L- и D-аминокислоты. При взаимодействии с липидной мембраной грамицидин встраивается в нее преимущественно в виде ß6'3 спирали [65-71] с коэффициентом

распределения порядка 1:104 в сторону мембраны [72], при этом в органических растворителях пептид может принимать и другие формы [73-76]. За счет трансмембранной димеризации в мембране может образовываться ионный канал [65-71], обусловливающий антимикробное действие грамицидина. Формирование канала регистрируется в электрофизиологических измерениях как увеличение электрической проводимости мембраны [77]; равновесие мономеры-димеры обычно сдвинуто в сторону мономеров (~1:100). Зависимость интегральной проводимости мембраны от времени при этом имеет вид дискретных уровней («ступенек»). Грамицидиновый канал характеризуется величиной проводимости, вероятностью образования канала (вероятность трансмембранной димеризации) и средним временем жизни проводящего состояния [65, 77].

Образование каналов грамицидина определяется концентрацией встроенных в мембрану мономеров и скоростью их латеральной диффузии. После распада проводящего состояния (диссоциации димера) высвободившиеся мономеры могут свободно диффундировать и с некоторой вероятностью вновь образовывать канал с другими партнерами. В работе Бусата [78] была экспериментально исследована эволюция электрической проводимости мембраны большой площади, с которой сливались везикулы, содержащие грамицидин в высокой концентрации. Непосредственно после слияния регистрировалось увеличение средней проводимости всей мембраны за счет трансмембранной димеризации грамицидина, локализованного на небольшой площади мембран везикул, слившихся с бислоем. Ожидалось, что вследствие латеральной диффузии по мембране большой площади локальная поверхностная концентрация мономеров и, соответственно, вероятность образования димера должны уменьшаться. Это должно приводить к уменьшению средней проводимости мембраны во времени. Однако экспериментально было показано, что средняя проводимость остается практически неизменной в течение десятков минут, причем за это время происходит многократное образование и диссоциация проводящих димеров. Было высказано предположение, что потеря проводимости

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кондрашов Олег Васильевич, 2019 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Fazakerley D. J., Lawrence S. P., Lizunov V. A., Cushman S. W., Holman G. D. A common trafficking route for GLUT4 in cardiomyocytes in response to insulin, contraction and energy-status signalling // Journal of Cell Science. - 2009. - T. 122, № 5. - C. 727-734.

2. Maksaev G. I., Samsonov A. V., Frolov V. A. Single channels formed by influenza virus M2 protein incorporated into planar BLM. // Biophysical Journal. - 1999. - T. 76, № 1. - C. A438-A438.

3. Kliger Y., Gallo S. A., Peisajovich S. G., Munoz-Barroso I., Avkin S., Blumenthal R., Shai Y. Mode of action of an antiviral peptide from HIV-1 - Inhibition at a post-lipid mixing stage // Journal of Biological Chemistry. - 2001. - T. 276, № 2. - C. 1391-1397.

4. Fahy E., Subramaniam S., Murphy R. C., Nishijima M., Raetz C. R. H., Shimizu T., Spener F., van Meer G., Wakelam M. J. O., Dennis E. A. Update of the LIPID MAPS comprehensive classification system for lipids // Journal of Lipid Research. - 2009. - T. 50. - C. S9-S14.

5. Общая органическая химия. Липиды, Углеводы, Макромолекулы, Биосинтез. / Бартон С. Д., Оллис В. Д. - Москва: Химия, 1984.

6. AvantiPolarLipids. - URL: www.avantipolarlipids.com.

7. Deamer D. W., Bramhall J. Permeability of Lipid Bilayers to Water and Ionic Solutes // Chemistry and Physics of Lipids. - 1986. - T. 40, № 2-4. - C. 167-188.

8. Caplan S. R. Water-Movement through Lipid Bilayers, Pores, and Plasma-Membranes - Theory and Reality - Finkelstein,A // Nature. - 1987. - T. 329, № 6138. -C. 400-400.

9. Jansen M., Blume A. A Comparative-Study of Diffusive and Osmotic Water Permeation across Bilayers Composed of Phospholipids with Different Head Groups and Fatty Acyl Chains // Biophysical Journal. - 1995. - T. 68, № 3. - C. 997-1008.

10. Paula S., Volkov A. G., VanHoek A. N., Haines T. H., Deamer D. W. Permeation of protons, potassium ions, and small polar molecules through phospholipid bilayers as a

function of membrane thickness // Biophysical Journal. - 1996. - T. 70, № 1. - C. 339-348.

11. Mathai J. C., Missner A., Kugler P., Saparov S. M., Zeidel M. L., Lee J. K., Pohl P. No facilitator required for membrane transport of hydrogen sulfide // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2009. - T. 106, № 39.

- C. 16633-16638.

12. Meierhenrich U. J., Filippi J. J., Meinert C., Vierling P., Dworkin J. P. On the Origin of Primitive Cells: From Nutrient Intake to Elongation of Encapsulated Nucleotides // Angewandte Chemie-International Edition. - 2010. - T. 49, № 22. - C. 3738-3750.

13. Zasloff M. Antimicrobial peptides of multicellular organisms // Nature. - 2002. - T. 415, № 6870. - C. 389-395.

14. Sapay N., Bennett W. F. D., Tieleman D. P. Molecular Simulations of Lipid FlipFlop in the Presence of Model Transmembrane Helices // Biochemistry. - 2010. - T. 49, № 35. - C. 7665-7673.

15. Glaser R. W., Leikin S. L., Chernomordik L. V., Pastushenko V. F., Sokirko A. I. Reversible Electrical Breakdown of Lipid Bilayers - Formation and Evolution of Pores // Biochimica Et Biophysica Acta. - 1988. - T. 940, № 2. - C. 275-287.

16. Heimburg T. Lipid ion channels // Biophysical Chemistry. - 2010. - T. 150, № 1 -3.

- C. 2-22.

17. Melikov K. C., Frolov V. A., Shcherbakov A., Samsonov A. V., Chizmadzhev Y. A., Chernomordik L. V. Voltage-induced nonconductive pre-pores and metastable single pores in unmodified planar lipid bilayer // Biophysical Journal. - 2001. - T. 80, № 4. - C. 1829-1836.

18. Huang H. W., Chen F. Y., Lee M. T. Molecular mechanism of peptide-induced pores in membranes // Physical Review Letters. - 2004. - T. 92, № 19.

19. Singer S. J., Nicolson G. L. The fluid mosaic model of the structure of cell membranes // Science. - 1972. - T. 175, № 4023. - C. 720-31.

20. Fuertes G., Gimenez D., Esteban-Martin S., Sanchez-Munoz O. L., Salgado J. A lipocentric view of peptide-induced pores // European Biophysics Journal with Biophysics Letters. - 2011. - T. 40, № 4. - C. 399-415.

21. White S. H., Ladokhin A. S., Jayasinghe S., Hristova K. How membranes shape protein structure // Journal of Biological Chemistry. - 2001. - T. 276, № 35. - C. 32395-32398.

22. Delong E. F., Yayanos A. A. Adaptation of the Membrane-Lipids of a Deep-Sea Bacterium to Changes in Hydrostatic-Pressure // Science. - 1985. - T. 228, № 4703. -C. 1101-1102.

23. Avery S. V., Lloyd D., Harwood J. L. Temperature-dependent changes in plasmamembrane lipid order and the phagocytotic activity of the amoeba Acanthamoeba castellanii are closely correlated // Biochemical Journal. - 1995. - T. 312. - C. 811-816.

24. Jensen M. O., Mouritsen O. G. Lipids do influence protein function - the hydrophobic matching hypothesis revisited // Biochimica Et Biophysica Acta-Biomembranes. - 2004. - T. 1666, № 1-2. - C. 205-226.

25. Phillips R., Ursell T., Wiggins P., Sens P. Emerging roles for lipids in shaping membrane-protein function // Nature. - 2009. - T. 459, № 7245. - C. 379-385.

26. Марри Р., Греннер Д., Мейес П., Родуэлл В. Биохимия человека: в 2 т.: пер. с англ. Т. 2. М //. - 2004.

27. Brown D. A., London E. Functions of lipid rafts in biological membranes // Annual Review of Cell and Developmental Biology. - 1998. - T. 14. - C. 111-136.

28. Ayuyan A. G., Cohen F. S. Raft composition at physiological temperature and pH in the absence of detergents // Biophysical Journal. - 2008. - T. 94, № 7. - C. 2654-2666.

29. Lillemeier B. F., Pfeiffer J. R., Surviladze Z., Wilson B. S., Davis M. M. Plasma membrane-associated proteins are clustered into islands attached to the cytoskeleton // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. -2006. - T. 103, № 50. - C. 18992-18997.

30. Bagnat M., Keranen S., Shevchenko A., Shevchenko A., Simons K. Lipid rafts function in biosynthetic delivery of proteins to the cell surface in yeast // Proceedings of

the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2000. - T. 97, № 7. - C. 3254-3259.

31. Simons K., Ikonen E. Functional rafts in cell membranes // Nature. - 1997. - T. 387, № 6633. - C. 569-572.

32. Ren J. H., Lew S., Wang J. Y., London E. Control of the transmembrane orientation and interhelical interactions within membranes by hydrophobic helix length // Biochemistry. - 1999. - T. 38, № 18. - C. 5905-5912.

33. Janes P. W., Ley S. C., Magee A. I. Aggregation of lipid rafts accompanies signaling via the T cell antigen receptor // Journal of Cell Biology. - 1999. - T. 147, № 2. - C. 447-461.

34. Pralle A., Keller P., Florin E. L., Simons K., Horber J. K. H. Sphingolipid-cholesterol rafts diffuse as small entities in the plasma membrane of mammalian cells // Journal of Cell Biology. - 2000. - T. 148, № 5. - C. 997-1007.

35. Samsonov A. V., Mihalyov I., Cohen F. S. Characterization of cholesterol-sphingomyelin domains and their dynamics in bilayer membranes // Biophysical Journal. - 2001. - T. 81, № 3. - C. 1486-1500.

36. Veatch S. L., Polozov I. V., Gawrisch K., Keller S. L. Liquid domains in vesicles investigated by NMR and fluorescence microscopy // Biophysical Journal. - 2004. - T. 86, № 5. - C. 2910-2922.

37. Dietrich C., Bagatolli L. A., Volovyk Z. N., Thompson N. L., Levi M., Jacobson K., Gratton E. Lipid rafts reconstituted in model membranes // Biophysical Journal. - 2001. - T. 80, № 3. - C. 1417-1428.

38. Veatch S. L., Keller S. L. Organization in lipid membranes containing cholesterol // Physical Review Letters. - 2002. - T. 89, № 26.

39. Bagatolli L. A., Gratton E. Two photon fluorescence microscopy of coexisting lipid domains in giant unilamellar vesicles of binary phospholipid mixtures // Biophysical Journal. - 2000. - T. 78, № 1. - C. 290-305.

40. Baumgart T., Hess S. T., Webb W. W. Imaging coexisting fluid domains in biomembrane models coupling curvature and line tension // Nature. - 2003. - T. 425, № 6960. - C. 821-824.

41. Dietrich C., Volovyk Z. N., Levi M., Thompson N. L., Jacobson K. Partitioning of Thy-1, GM1, and cross-linked phospholipid analogs into lipid rafts reconstituted in supported model membrane monolayers // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2001. - T. 98, № 19. - C. 10642-10647.

42. Yuan C. B., Furlong J., Burgos P., Johnston L. J. The size of lipid rafts: An atomic force microscopy study of ganglioside GM1 domains in sphingomyelin/DOPC/cholesterol membranes // Biophysical Journal. - 2002. - T. 82, № 5. - C. 2526-2535.

43. Rinia H. A., Snel M. M. E., van der Eerden J. P. J. M., de Kruijff B. Visualizing detergent resistant domains in model membranes with atomic force microscopy // Febs Letters. - 2001. - T. 501, № 1. - C. 92-96.

44. Yuan C. B., Johnston L. J. Distribution of ganglioside GM1 in L-alpha-dipalmitoylphosphatidylcholine/cholesterol monolayers: A model for lipid rafts // Biophysical Journal. - 2000. - T. 79, № 5. - C. 2768-2781.

45. Esposito C., Tian A., Melamed S., Johnson C., Tee S. Y., Baumgart T. Flicker spectroscopy of thermal lipid bilayer domain boundary fluctuations // Biophysical Journal. - 2007. - T. 93, № 9. - C. 3169-3181.

46. Galimzyanov T. R., Molotkovsky R. J., Bozdaganyan M. E., Cohen F. S., Pohl P., Akimov S. A. Elastic Membrane Deformations Govern Interleaflet Coupling of Lipid-Ordered Domains // Physical Review Letters. - 2015. - T. 115, № 8.

47. Nagle J. F., Mathai J. C., Zeidel M. L., Tristram-Nagle S. Theory of passive permeability through lipid bilayers // Journal of General Physiology. - 2008. - T. 131, № 1. - C. 77-85.

48. Gurtovenko A. A., Anwar J. Modulating the structure and properties of cell membranes: The molecular mechanism of action of dimethyl sulfoxide // Journal of Physical Chemistry B. - 2007. - T. 111, № 35. - C. 10453-10460.

49. Bockmann R. A., de Groot B. L., Kakorin S., Neumann E., Grubmuller H. Kinetics, statistics, and energetics of lipid membrane electroporation studied by molecular dynamics simulations // Biophysical Journal. - 2008. - T. 95, № 4. - C. 1837-1850.

50. Wilson M. A., Pohorille A. Mechanism of unassisted ion transport across membrane bilayers // Journal of the American Chemical Society. - 1996. - T. 118, № 28. - C. 6580-6587.

51. Deryagin B., Gutop Y. V. Theory of the breakdown (rupture) of free films // Kolloidn. Zh. - 1962. - T. 24. - C. 370-374.

52. Litster J. D. Stability of Lipid Bilayers and Red Blood-Cell Membranes // Physics Letters A. - 1975. - T. A 53, № 3. - C. 193-194.

53. Taupin C., Dvolaitzky M., Sauterey C. Osmotic-Pressure Induced Pores in Phospholipid Vesicles // Biochemistry. - 1975. - T. 14, № 21. - C. 4771-4775.

54. Evans E., Heinrich V., Ludwig F., Rawicz W. Dynamic tension spectroscopy and strength of biomembranes // Biophysical Journal. - 2003. - T. 85, № 4. - C. 2342-2350.

55. den Otter W. K. Free energies of stable and metastable pores in lipid membranes under tension // Journal of Chemical Physics. - 2009. - T. 131, № 20.

56. Zhelev D. V., Needham D. Tension-Stabilized Pores in Giant Vesicles -Determination of Pore-Size and Pore Line Tension // Biochimica Et Biophysica Acta. -1993. - T. 1147, № 1. - C. 89-104.

57. Sandre O., Moreaux L., Brochard-Wyart F. Dynamics of transient pores in stretched vesicles // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 1999. - T. 96, № 19. - C. 10591-10596.

58. Benz R., Beckers F., Zimmermann U. Reversible electrical breakdown of lipid bilayer membranes: a charge-pulse relaxation study // The Journal of membrane biology. - 1979. - T. 48, № 2. - C. 181-204.

59. Tsong T. Y. Electroporation of Cell-Membranes // Biophysical Journal. - 1991. - T.

60. № 2. - C. 297-306.

60. Neumann E., Schaeferridder M., Wang Y., Hofschneider P. H. Gene-Transfer into Mouse Lyoma Cells by Electroporation in High Electric-Fields // Embo Journal. - 1982. - T. 1, № 7. - C. 841-845.

61. Bodles-Brakhop A. M., Heller R., Draghia-Akli R. Electroporation for the Delivery

of DNA-based Vaccines and Immunotherapeutics: Current Clinical Developments //

Molecular Therapy. - 2009. - T. 17, № 4. - C. 585-592.

102

62. Johnson J. E., Cornell R. B. Amphitropic proteins: regulation by reversible membrane interactions // Molecular membrane biology. - 1999. - T. 16, № 3. - C. 217 -235.

63. Al-Lazikani B., Hopkins A. How many drug targets are there // Nat Rev Drug Discov. - 2006. - T. 5. - C. 993-6.

64. Krogh A., Larsson B., Von Heijne G., Sonnhammer E. L. Predicting transmembrane protein topology with a hidden Markov model: application to complete genomes // Journal of molecular biology. - 2001. - T. 305, № 3. - C. 567-580.

65. Hladky S., Haydon D. Ion transfer across lipid membranes in the presence of gramicidin A: I. Studies of the unit conductance channel // Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1972. - T. 274, № 2. - C. 294-312.

66. Tosteson D., Andreoli T., Tieffenberg M., Cook P. The effects of macrocyclic compounds on cation transport in sheep red cells and thin and thick lipid membranes // The Journal of general physiology. - 1968. - T. 51, № 5. - C. 373.

67. Bamberg E., Apell H. J., Alpes H. Structure of Gramicidin a Channel -Discrimination between Pi-L,D and Beta-Helix by Electrical Measurements with Lipid Bilayer Membranes // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 1977. - T. 74, № 6. - C. 2402-2406.

68. Arseniev A. S., Barsukov I. L., Bystrov V. F., Lomize A. L., Ovchinnikov Y. A. H-1-Nmr Study of Gramicidin-a Transmembrane Ion Channel - Head-to-Head Right-Handed, Single-Stranded Helices // Febs Letters. - 1985. - T. 186, № 2. - C. 168-174.

69. Nicholson L. K., Cross T. A. Gramicidin Cation Channel - an Experimental-Determination of the Right-Handed Helix Sense and Verification of Beta-Type Hydrogen-Bonding // Biochemistry. - 1989. - T. 28, № 24. - C. 9379-9385.

70. Andersen O. S., Apell H. J., Bamberg E., Busath D. D., Koeppe R. E., Sigworth F. J., Szabo G., Urry D. W., Woolley A. Gramicidin channel controversy - the structure in a lipid environment // Nature Structural Biology. - 1999. - T. 6, № 7. - C. 609-609.

71. Cross T. A., Arseniev A., Cornell B. A., Davis J. H., Killian J. A., Koeppe R. E.,

Nicholson L. K., Separovic F., Wallace B. A. Gramicidin channel controversy -

revisited // Nature Structural Biology. - 1999. - T. 6, № 7. - C. 610-611.

103

72. Apell H. J., Bamberg E., Alpes H., Lauger P. Formation of Ion Channels by a Negatively Charged Analog of Gramicidin-A // Journal of Membrane Biology. - 1977. - T. 31, № 1-2. - C. 171-188.

73. Veatch W. R., Fossel E. T., Blout E. R. Conformation of gramicidin A // Biochemistry. - 1974. - T. 13, № 26. - C. 5249-5256.

74. Killian J. A., Prasad K. U., Hains D., Urry D. W. The Membrane as an Environment of Minimal Interconversion - a Circular-Dichroism Study on the Solvent Dependence of the Conformational Behavior of Gramicidin in Diacylphosphatidylcholine Model Membranes // Biochemistry. - 1988. - T. 27, № 13. - C. 4848-4855.

75. Kelkar D. A., Chattopadhyay A. The gramicidin ion channel: A model membrane protein // Biochimica Et Biophysica Acta-Biomembranes. - 2007. - T. 1768, № 9. - C. 2011-2025.

76. Chen L. X., Chen S. H., Russell D. H. An Experimental Study of the Solvent-Dependent Self-Assembly/Disassembly and Conformer Preferences of Gramicidin A // Analytical Chemistry. - 2013. - T. 85, № 16. - C. 7826-7833.

77. Bamberg E., Läuger P. Channel formation kinetics of gramicidin A in lipid bilayer membranes // The Journal of membrane biology. - 1973. - T. 11, № 1. - C. 177-194.

78. Jones T. L., Fu R. Q., Nielson F., Cross T. A., Busath D. D. Gramicidin Channels Are Internally Gated // Biophysical Journal. - 2010. - T. 98, № 8. - C. 1486-1493.

79. Rokitskaya T. I., Antonenko Y. N., Kotova E. A. Photodynamic inactivation of gramicidin channels: A flash-photolysis study // Biochimica Et Biophysica Acta-Bioenergetics. - 1996. - T. 1275, № 3. - C. 221-226.

80. Elliott J. R., Needham D., Dilger J. P., Haydon D. A. The Effects of Bilayer Thickness and Tension on Gramicidin Single-Channel Lifetime // Biochimica Et Biophysica Acta. - 1983. - T. 735, № 1. - C. 95-103.

81. Rawicz W., Olbrich K. C., Mcintosh T., Needham D., Evans E. Effect of chain length and unsaturation on elasticity of lipid bilayers // Biophysical Journal. - 2000. -T. 79, № 1. - C. 328-339.

82. Akimov S. A., Volynsky P. E., Galimzyanov T. R., Kuzmin P. I., Pavlov K. V.,

Batishchev O. V. Pore formation in lipid membrane I: Continuous reversible trajectory

104

from intact bilayer through hydrophobic defect to transversal pore // Scientific Reports.

- 2017. - T. 7.

83. Akimov S. A., Volynsky P. E., Galimzyanov T. R., Kuzmin P. I., Pavlov K. V., Batishchev O. V. Pore formation in lipid membrane II: Energy landscape under external stress // Scientific Reports. - 2017. - T. 7.

84. Goulian M., Mesquita O. N., Fygenson D. K., Nielsen C., Andersen O. S., Libchaber A. Gramicidin channel kinetics under tension // Biophysical Journal. - 1998.

- T. 74, № 1. - C. 328-337.

85. Lundbaek J. A., Andersen O. S. Spring constants for channel-induced lipid bilayer deformations estimates using gramicidin channels // Biophysical Journal. - 1999. - T. 76, № 2. - C. 889-895.

86. Lundbaek J. A., Maer A. M., Andersen O. S. Lipid bilayer electrostatic energy, curvature stress, and assembly of gramicidin channels // Biochemistry. - 1997. - T. 36, № 19. - C. 5695-5701.

87. Lundbaek J. A., Andersen O. S. Lysophospholipids Modulate Channel Function by Altering the Mechanical-Properties of Lipid Bilayers // Journal of General Physiology.

- 1994. - T. 104, № 4. - C. 645-673.

88. Huang H. W. Deformation Free-Energy of Bilayer-Membrane and Its Effect on Gramicidin Channel Lifetime // Biophysical Journal. - 1986. - T. 50, № 6. - C. 1061 -1070.

89. Hasan M., Karal M. A., Levadnyy V., Yamazaki M. Mechanism of Initial Stage of Pore Formation Induced by Antimicrobial Peptide Magainin 2 // Langmuir. - 2018. - T. 34, № 10. - C. 3349-3362.

90. Karal M. A., Alam J. M., Takahashi T., Levadny V., Yamazaki M. Stretch-Activated Pore of the Antimicrobial Peptide, Magainin 2 // Langmuir. - 2015. - T. 31, № 11. - C. 3391-3401.

91. Basanez G., Nechushtan A., Drozhinin O., Chanturiya A., Choe E., Tutt S., Wood K. A., Hsu Y. T., Zimmerberg J., Youle R. J. Bax, but not Bcl-x(L), decreases the lifetime of planar phospholipid bilayer membranes at subnanomolar concentrations //

Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. -1999. - T. 96, № 10. - C. 5492-5497.

92. Sychev S. V., Balandin S. V., Panteleev P. V., Barsukov L. I., Ovchinnikova T. V. Lipid-dependent pore formation by antimicrobial peptides arenicin-2 and melittin demonstrated by their proton transfer activity // Journal of Peptide Science. - 2015. - T. 21, № 2. - C. 71-76.

93. Qian S., Wang W. C., Yang L., Huang H. W. Structure of transmembrane pore induced by Bax-derived peptide: Evidence for lipidic pores // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2008. - T. 105, № 45. - C. 17379-17383.

94. Garcia-Saez A. J., Coraiola M., Serra M. D., Mingarro I., Menestrina G., Salgado J. Peptides derived from apoptotic bax and bid reproduce the poration activity of the parent full-length proteins // Biophysical Journal. - 2005. - T. 88, № 6. - C. 3976-3990.

95. Leontiadou H., Mark A. E., Marrink S. J. Antimicrobial peptides in action // Journal of the American Chemical Society. - 2006. - T. 128, № 37. - C. 12156-12161.

96. Sengupta D., Leontiadou H., Mark A. E., Marrink S. J. Toroidal pores formed by antimicrobial peptides show significant disorder // Biochimica Et Biophysica Acta-Biomembranes. - 2008. - T. 1778, № 10. - C. 2308-2317.

97. Jean-Francois F., Elezgaray J., Berson P., Vacher P., Dufourc E. J. Pore Formation Induced by an Antimicrobial Peptide: Electrostatic Effects // Biophysical Journal. -2008. - T. 95, № 12. - C. 5748-5756.

98. Thogersen L., Schiott B., Vosegaard T., Nielsen N. C., Tajkhorshid E. Peptide Aggregation and Pore Formation in a Lipid Bilayer: A Combined Coarse-Grained and All Atom Molecular Dynamics Study // Biophysical Journal. - 2008. - T. 95, № 9. - C. 4337-4347.

99. Rzepiela A. J., Sengupta D., Goga N., Marrink S. J. Membrane poration by antimicrobial peptides combining atomistic and coarse-grained descriptions // Faraday Discussions. - 2010. - T. 144. - C. 431-443.

100. Ingolfsson H. I., Melo M. N., van Eerden F. J., Arnarez C., Lopez C. A.,

Wassenaar T. A., Periole X., de Vries A. H., Tieleman D. P., Marrink S. J. Lipid

106

Organization of the Plasma Membrane // Journal of the American Chemical Society. -2014. - T. 136, № 41. - C. 14554-14559.

101. Marrink S. J., Berger O., Tieleman P., Jahnig F. Adhesion forces of lipids in a phospholipid membrane studied by molecular dynamics simulations // Biophysical Journal. - 1998. - T. 74, № 2. - C. 931-943.

102. Mukhin S. I., Kheyfets B. B. Analytical approach to thermodynamics of bolalipid membranes // Physical Review E. - 2010. - T. 82, № 5.

103. Hamm M., Kozlov M. M. Elastic energy of tilt and bending of fluid membranes // European Physical Journal E. - 2000. - T. 3, № 4. - C. 323-335.

104. Helfrich W. Elastic properties of lipid bilayers: theory and possible experiments // Z Naturforsch C. - 1973. - T. 28, № 11. - C. 693-703.

105. May S. A molecular model for the line tension of lipid membranes // European Physical Journal E. - 2000. - T. 3, № 1. - C. 37-44.

106. Frank F. C. I. Liquid crystals. On the theory of liquid crystals // Discussions of the Faraday Society. - 1958. - T. 25. - C. 19-28.

107. Козлов М., Маркин В. Возможный механизм слияния мембран // Биофизика. - 1983. № 28. - C. 242.

108. Kollmitzer B., Heftberger P., Rappolt M., Pabst G. Monolayer spontaneous curvature of raft-forming membrane lipids // Soft Matter. - 2013. - T. 9, № 45. - C. 10877-10884.

109. Siegel D. P. Energetics of Intermediates in Membrane-Fusion - Comparison of Stalk and Inverted Micellar Intermediate Mechanisms // Biophysical Journal. - 1993. -T. 65, № 5. - C. 2124-2140.

110. Kondrashov O. V., Galimzyanov T. R., Pavlov K. V., Kotova E. A., Antonenko Y. N., Akimov S. A. Membrane Elastic Deformations Modulate Gramicidin A Transbilayer Dimerization and Lateral Clustering // Biophysical Journal. - 2018. - T. 115, № 3. - C. 478-493.

111. Akimov S. A., Kuzmin P. I., Zimmerberg J., Cohen F. S., Chizmadzhev Y. A. An elastic theory for line tension at a boundary separating two lipid monolayer regions of

different thickness // Journal of Electroanalytical Chemistry. - 2004. - T. 564, № 1 -2. -C. 13-18.

112. Mackintosh F. C., Lubensky T. C. Orientational Order, Topology, and Vesicle Shapes // Physical Review Letters. - 1991. - T. 67, № 9. - C. 1169-1172.

113. Kozlov M. M., Leikin S., Rand R. P. Bending, Hydration and Interstitial Energies Quantitatively Account for the Hexagonal-Lamellar-Hexagonal Reentrant PhaseTransition in Dioleoylphosphatidylethanolamine // Biophysical Journal. - 1994. - T. 67, № 4. - C. 1603-1611.

114. Leikin S., Kozlov M. M., Fuller N. L., Rand R. P. Measured effects of diacylglycerol on structural and elastic properties of phospholipid membranes // Biophysical Journal. - 1996. - T. 71, № 5. - C. 2623-2632.

115. Mukhin S. I., Baoukina S. Analytical derivation of thermodynamic characteristics of lipid bilayer from a flexible string model // Physical Review E. - 2005. - T. 71, № 6. - C. 061918.

116. Хейфец Б. Б. Микроскопическая теория структурных и фазовых превращений в смектических жидких кристаллах: Дисс. канд. ф.-м. н. - М., 2007.

117. Nagle J. F., Wilkinson D. A. Lecithin Bilayers - Density-Measurements and Molecular-Interactions // Biophysical Journal. - 1978. - T. 23, № 2. - C. 159-175.

118. Liquid Crystals. / Chandrasekhar S., Press C. U.: Cambridge University Press, 1992. - 460 с.

119. Акимов С. А. Теория линейного натяжения и взаимодействия липидных доменов в бислойных мембранах: Дисс. канд. ф.-м. н. - М., 2005.

120. Dzikovski B. G., Borbat P. P., Freed J. H. Channel and Nonchannel Forms of SpinLabeled Gramicidin in Membranes and Their Equilibria // Journal of Physical Chemistry B. - 2011. - T. 115, № 1. - C. 176-185.

121. Hamm M., Kozlov M. M. Tilt model of inverted amphiphilic mesophases // European Physical Journal B. - 1998. - T. 6, № 4. - C. 519-528.

122. Kim T., Lee K. I., Morris P., Pastor R. W., Andersen O. S., Im W. Influence of

Hydrophobic Mismatch on Structures and Dynamics of Gramicidin A and Lipid

Bilayers // Biophysical Journal. - 2012. - T. 102, № 7. - C. 1551-1560.

108

123. Beaven A. H., Sodt A. J., Pastor R. W., Koeppe R. E., Andersen O. S., Im W. Characterizing Residue-Bilayer Interactions Using Gramicidin A as a Scaffold and Tryptophan Substitutions as Probes // Journal of Chemical Theory and Computation. -2017. - T. 13, № 10. - C. 5054-5064.

124. Nielsen C., Andersen O. S. Inclusion-induced bilayer deformations: Effects of monolayer equilibrium curvature // Biophysical Journal. - 2000. - T. 79, № 5. - C. 2583-2604.

125. Martinac B., Hamill O. P. Gramicidin A channels switch between stretch activation and stretch inactivation depending on bilayer thickness // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2002. - T. 99, № 7. - C. 43084312.

126. Liebisch G., Vizcaino J. A., Kofeler H., Trotzmuller M., Griffiths W. J., Schmitz G., Spener F., Wakelam M. J. O. Shorthand notation for lipid structures derived from mass spectrometry // Journal of Lipid Research. - 2013. - T. 54, № 6. - C. 1523-1530.

127. Fuller N., Rand R. P. The influence of lysolipids on the spontaneous curvature and bending elasticity of phospholipid membranes // Biophysical Journal. - 2001. - T. 81, № 1. - C. 243-254.

128. Akimov S., Aleksandrova V., Galimzyanov T., Bashkirov P., Batishchev O. Interaction of amphipathic peptides mediated by elastic membrane deformations // Biochemistry (Moscow), Supplement Series A: Membrane and Cell Biology. - 2017. -T. 11, № 3. - C. 206-216.

129. Intermolecular and surface forces. / Israelachvili J. N.: Academic press, 2011.

130. Galimzyanov T. R., Lyushnyak A. S., Aleksandrova V. V., Shilova L. A., Mikhalyov I. I., Molotkovskaya I. M., Akimov S. A., Batishchev O. V. Line Activity of Ganglioside GM1 Regulates the Raft Size Distribution in a Cholesterol-Dependent Manner // Langmuir. - 2017. - T. 33, № 14. - C. 3517-3524.

131. Saslowsky D. E., Lawrence J., Ren X. Y., Brown D. A., Henderson R. M., Edwardson J. M. Placental alkaline phosphatase is efficiently targeted to rafts in supported lipid bilayers // Journal of Biological Chemistry. - 2002. - T. 277, № 30. - C. 26966-26970.

132. Pantano D. A., Moore P. B., Klein M. L., Discher D. E. Raft registration across bilayers in a molecularly detailed model // Soft Matter. - 2011. - T. 7, № 18. - C. 81828191.

133. Risselada H. J., Marrink S. J. The molecular face of lipid rafts in model membranes // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2008. - T. 105, № 45. - C. 17367-17372.

134. Perlmutter J. D., Sachs J. N. Interleaflet Interaction and Asymmetry in Phase Separated Lipid Bilayers: Molecular Dynamics Simulations // Journal of the American Chemical Society. - 2011. - T. 133, № 17. - C. 6563-6577.

135. Galimzyanov T. R., Molotkovsky R. J., Kuzmin P. I., Akimov S. A. Stabilization of the Raft Bilayer Structure due to Elastic Deformations of the Membrane // Biologicheskie Membrany. - 2011. - T. 28, № 4. - C. 307-314.

136. Galimzyanov T. R., Molotkovsky R. J., Kheyfets B. B., Akimov S. A. Energy of the interaction between membrane lipid domains calculated from splay and tilt deformations // Jetp Letters. - 2013. - T. 96, № 10. - C. 681-686.

137. Staneva G., Osipenko D. S., Galimzyanov T. R., Pavlov K. V., Akimov S. A. Metabolic Precursor of Cholesterol Causes Formation of Chained Aggregates of Liquid-Ordered Domains // Langmuir. - 2016. - T. 32, № 6. - C. 1591-1600.

138. Pan J. J., Tristram-Nagle S., Nagle J. F. Effect of cholesterol on structural and mechanical properties of membranes depends on lipid chain saturation // Physical Review E. - 2009. - T. 80, № 2.

139. Baumgart T., Das S., Webb W. W., Jenkins J. T. Membrane elasticity in giant vesicles with fluid phase coexistence // Biophysical Journal. - 2005. - T. 89, № 2. - C. 1067-1080.

140. Введение в квантовую теорию поля. / Пескин М., Шредер Д., 2001.

141. Rog T., Pasenkiewicz-Gierula M. Cholesterol effects on the phosphatidylcholine bilayer nonpolar region: A molecular simulation study // Biophysical Journal. - 2001. -T. 81, № 4. - C. 2190-2202.