T-кадгерин в процессах роста, ремоделирования кровеносных сосудов и опухолевой прогрессии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Рубина, Ксения Андреевна

• Рубина, Ксения Андреевна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Рубина, Ксения Андреевна

TOMI.....................................................................2

ВВЕДЕНИЕ.................................................................7

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.......................................................12

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ...............................................15

1.1. Регуляция роста и ремоделирования кровеносных сосудов............15

1.1.1 Клеточные компоненты сосудистой стенки........................15

1.1.2 Механизмы формирования сосудов................................17

1.1.3 Ветвление сосудов при ангиогенезе.............................20

1.1.4 Специализация клеток при ангиогенезе: "tip" и "stalk" фенотип.21

1.1.5 Филоподии и ламеллоподии определяют направление роста сосудов.25

1.1.6 Ангиогенные факторы роста.....................................29

1.1.7 Хемокины и цитокины, их роль в процессах ангиогенеза..........35

1.1.8 Роль интегринов в процессах ангиогенеза.......................47

1.1.9 Роль протеаз в процессах ангиогенеза..........................49

1.1.10 Эндогенные ингибиторы ангиогенеза............................49

1.2 Навигационные рецепторы в нервной и сердечно-сосудистой системе...51

1.2.1 Эфрины и их рецепторы.........................................54

1.2.2 Эфрины и их рецепторы в сосудистой системе....................60

1.2.3 Семафорины и их рецепторы.....................................63

1.2.4 Роль Семафоринов и их рецепторы в сосудистой системе..........65

1.2.5 Нетрины и их рецепторы........................................69

1.2.6 Нетрины и их рецепторы в сосудистой системе...................70

1.2.7 Слит лиганды и Robo рецепторы.................................74

1.2.8 Слит лиганды и Robo рецепторы в сосудистой системе............75

1.2.9 Урокиназная система...........................................78

1.3 Кадгерины в процессах морфогенеза.................................87

1.3.1 «Классические» кадгерины......................................87

1.3.2 Экспрессия кадгеринов в нервной системе в эмбриогенезе........93

1.3.3 Роль кадгеринов в развитии сердца и сосудов...................95

1.3.4 Т-кадгерин....................................................97

1.3.5 Навигационная роль Т-кадгерина в нервной системе.............100

1.3.6 «Гормоноподобные» эффекты липопротеидов низкой плотности (ЛНП). Т-

кадгериниЛНП.......................................................104

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ............................................110

2.1 Антитела и реагенты..............................................110

2.2 Культивирование эукариотических клеток...........................112

2.3 Трансфекция эукариотических клеток...............................112

2.4 Создание лентивирусных конструкций для трансдукции эндотелиальных клеток

HUVEC................................................................115

2.5 Создание аденовирусных конструкций для трансдукции эндотелиальных клеток

HUVEC................................................................116

2.6 Вестерн блоттинг (метод иммуноблоттинга).........................117

2.6.1 Приготовление лизатов клеток.................................117

2.6.2 Определение концентрации белка в лизатах клеток..............117

2.6.3 Вестерн блоттинг.............................................117

2.7 Иммунофлуоресцентное окрашивание эндотелиальных клеток и конфокальная

микроскопия..........................................................118

2.8 Измерение SRE активности в NIH3T3 клетках........................119

2.9 Выделение активных Rho ГТФаз (GST pull-down assay)...............120

2.10 Измерение проницаемости эндотелиального монослоя уйго...........120

2.11 Трипсинизация эндотелиальных клеток.............................121

3

2.12 Разделение лизатов клеток на субклеточные фракции.................121

2.13 Оценка пролиферация эндотелиальных клеток.........................122

2.14 Метод измерения адгезии эндотелиальных клеток.....................122

2.15 Метод измерения апоптоза в эндотелиальных клетках....................123

2.16 Измерение миграции эндотелиальных клеток в камере Бойдена.........123

2.17 Метод изучения формирования капилляро-подобных структур эндотелиальными

клетками...............................................................124

2.18 Экспериментальные животные........................................124

2.19 Анализ экспрессии Т-кадгерина в раннем эмбриональном развитии у мыши.125

2.19.1 Получение датированной беременности мыши......................125

2.19.2 Получение эмбрионов мыши на постимплантационной стадии развития..125

2.19.3 Иммунофлуоресцентное окрашивание мышиных эмбрионов антителами

против Т-кадгерина...................................................125

2.19.4 Трансформация Есой', амплификация и очистка плазмид для й? лйм

гибридизации.........................................................126

2.19.5 Линеаризация плазмид для й? зйм гибридизации..................126

2.19.6 Синтез РНК-содержащей пробы для й? лйм гибридизации...........127

2.19.7. Гибридизация мышиных эмбрионов /и зйм........................128

2.20 Эксплантная модель ex угуо аорты крысы............................129

2.21 Подкожная имплантация Матригеля мышам.............................129

2.21.1 Оценка содержания гемоглобина....................................130

2.21.2 Выявление сосудов в Матригеле с помощью иммунофлуоресцентного

окрашивания..........................................................130

2.21.3 Подсчёт сосудов и статистический анализ.......................131

2.22 Приготовление криосрезов тканей человека и животных...............131

2.23 Иммунофлуоресцентное окрашивание образцов биопсийного материала кожи

человека...............................................................131

2.24 Модель гематогенно метастазирующей в лёгкие меланомы у мышей й? у/го.132

2.25 Анализ кинетики роста и метастазирования клеток меланомы B16F10...133

2.26 Иммунофлуоресцентное окрашивание криосрезов первичных узлов меланомы 134

2.27 Модель хориоаллантоисной мембраны куриного эмбриона й? у/'уо......135

2.28 Оценка пролиферации клеток B16F10 /и уйго.........................136

2.28.1 Метод подсчёта абсолютного числа клеток.......................136

2.28.2 Метод измерения клеточного индекса............................136

2.28.3 Оценка распределения клеток B16F10 по фазам клеточного цикла й? уйго ..137

2.29 Оценка уровня некроза и апоптоза клеток B16F10 уйго...............138

2.30 Анализ экспрессии генов в клетках клонов B16F10 й? уйго...........138

2.30.1 Выделение РНК.................................................138

2.30.2 Синтез кДНК и полимеразная цепная реакция с детекцией в режиме

реального времени (RT-PCR)...........................................138

2.30.3 Синтез кДНК и анализ профиля экспрессии генов с помощью наборов RT^

Profiler PCR Array...................................................141

2.31 Концентрирование кондиционированной среды клеток B16F10...........141

2.32 Оценка инвазивного потенциала клеток B16F10 Й7 уйго...............141

2.33 Получение мезенхимных стромальных клеток жировой ткани (МСК-ЖТ) мыши 143

2.34 Влияние кондиционированной среды клеток B16F10 на пролиферацию и

миграцию МСК-ЖТ /й уйго................................................143

2.34.1 Влияние кондиционированной среды клеток B16F10 на пролиферацию МСК-

ЖТ......................................................................143

2.34.2 Влияние среды от клеток клонов B16F10 на миграцию МСК-ЖТ......144

2.35 Статистическая обработка результатов.................................145

4

2.36 Иммуногистохимическое окрашивание криосрезов аорты человека..............145

2.37 Выделение и йодирование липопротеидов низкой плотности................146

2.38 Определение поверхностного связывания '^1-ЛНП р клетками..............147

2.39 Определение концентрации внутриклеточного Са^............................147

2.40 Оценка влияния липопротеидов низкой плотности на миграцию L929 клеток... 150

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.............................................151

3.1 Выявление экспрессии Т-кадгерина в эмбриогенезе у мыши....................152

3.1.1 Синтез РНК пробы...................................................152

3.1.2 Экспрессия Т-кадгеринав эмбриональном головном мозге у мыши...........156

3.1.3 Экспрессия Т-кадгерина в эмбриональном сердце.........................161

3.2 Т-кадгерин и опухолевая прогрессия........................................163

3.2.1 Т-кадгерин и опухолевый рост..........................................164

3.2.2 Строма играет важную роль в регуляции роста и прогрессии опухолей..165

3.2.3 Т-кадгерин и васкуляризация опухолей..................................166

3.2.4 Потеря экспрессии Т-кадгерина в кератиноцитах и нарушение его экспрессии в

сосудах коррелирует с процессами озлокачествления немеланомных новообразований кожи человека...............................................168

3.2.4.7 77орл?альная коэ/са.................................................169

3.2.4.2 77сориаз............................................................171

3.2.4.3 Эк/ппнмческий (солнечным) кераи?оз (Л76)............................173

3.2.4.4 7^ераи?оакани?ол?а (7С4)............................................175

3.2.4.5 Вазальноклеи?очныи рак (ОазалиохиД..................................178

3.2.4.(577лоскоклеи?очный рак млм плоскоклеточная карцинома (777>)..........183

3.2.4.7 Л/еи?аи?аиаческий рак (Д47*)........................................186

3.2.4.3 /7ои?еря эксирессмм Г-каОгераиа с опухолевых кле/иках м наруи/ение его экспрессии о сосудах коррелируем? с опухолевой прогрессией .мелано.пы....190

3.2.4.9 Экспрессия Т-кайгерпна в л?еланол?е человека.......................192

3.3 Т-кадгерин и меланома.....................................................198

3.3.1 Анализ экспрессии Т-кадгерина в клетках мышиной меланомы B16F10.......198

3.3.2 Влияние экспрессии Т-кадгерина на пролиферацию клеток мышиной

меланомы B16F10 /и уйго.....................................................202

3.3.3 Влияние экспрессии Т-кадгерина на распределение клеток клонов B16F10 по

фазам клеточного цикла /п уйго...........................................204

3.3.4 Влияние экспрессии Т-кадгерина на апоптоз и некроз клеток мышиной

меланомы B16F10 й? уйго..................................................204

3.3.5 Влияние экспрессии Т-кадгерина на рост, метастазирование и васкуляризацию

первичного узла меланомы B16F10 на модели гематогенно метастазирующей в лёгкие меланомы у мышей.....................................................206

3.3.5.7 Влияние экспрессам Т-касУерпиа на роси? первичного узла л?ым/мном

.мелано.мы 717(577/0 /п у/уо.............................................206

3.3.5.2 Влияние экспрессмм Т-каеУерпна на часи?ои?у очагов некроза на срезах

первичных узлов л?еланох?ы 717(577/0.....................................208

3.3.5.3 Влияние эксиресспп Т-каЭгерпна на васкуляризацию первичных узлов

.мыи/мной .мелано.мы.....................................................208

3.3.5.4 Экспрессия Т-каЭгерпна в клеи?ках.меланол?ы вызываем? аки?нвацп?о си?ро.мы

и увеличиваем? вклаЭ си?ро.мального ко.мионенм?а в ^орл?арованме первичных узлов ?мьиамной х?еланол?ы В7(5В7О................................................211

3.3.5.5 ЗТзученпе влияния экспрессии Т-каЗгерпна ?/а .ием?асм?азпроваиие клеи?ок

л?елано.мы /п y/vo.......................................................212

3.3.6 Влияние среды роста от клеток клонов B16F10 на пролиферацию и миграцию МСК-ЖТ /п уйго...........................................................214

3.3(57 Влияние среОыроси?а ои? клеи?ок клонов В7677/0 на миграцию МС77-Ў77Т.214

5

3.3.6.2 ТТсслсЭооонпс слияния срсЭы /юс/ид ow клеток клоноо 5767^70 мд ироли^е/кщито AfCT^-TTfT...............................................216

3.3.7 Исследование влияния экспрессии Т-кадгерина на инвазивный потенциал

клеток клонов B16F10 /и у;7го............................................217

3.3.8 Исследование влияния Т-кадгерина на экспрессию цитокинов, факторов роста

и матриксных металлопротеиназ в клетках B16F10 /и vz?ro................219

3.3.9 Влияние экспрессии Т-кадгерина на неоангиогенез в меланоме B16F10 на

модели хориоаллантоисной мембраны куриного эмбриона....................232

3.3.10 Обсуждение результатов..........................................234

ТОМ II 242

3.4 Выявление роли Т-кадгерина в процессах ангиогенеза...................242

3.4.1 Введение клеток, экспрессирующих Т-кадгерин, локально подавляет

ангиогенез в бляшках Матригеля...........................................242

3.4.2 Экспрессия Т-кадгерина подавляет образование капилляров, но не влияет на

формирование зрелых сосудов..............................................244

3.4.3 Рекомбинантный аминотерминальный ЕС1 домен Т-кадгерина подавляет

ангиогенез ш vz'fro....................................................248

3.4.4 Т-кадгерин подавляет миграцию эндотелиальных клеток, но не влияет на их

адгезию, пролиферацию и апоптоз........................................251

3.4.5 Обсуждение результатов...........................................256

3.5 Т-кадгерин и проницаемость сосудов. Сигнальные эффекты Т-кадгерина...260

3.5.1 Распределение экспрессии Т-кадгерина во фракциях эндотелиальных клеток

после лентивирусной трансдукции........................................261

3.5.2 Экспрессия Т-кадгерина регулирует проницаемость монослоя эндотелия.265

3.5.3 Гиперэкспрессия Т-кадгерина вызывает образование межклеточных щелей и исчезновение VE-кадгерина из межклеточных контактов в эндотелиальных клетках 267

3.5.4 Гиперэкспрессия Т-кадгерина в эндотелиальных клетках вызывает клатрин-

зависимую интернализацию VE-кадгерина и деградацию в лизосомах.........272

3.5.5 Гиперэкспрессия Т-кадгерина увеличивает уровень фосфорилирования VE-

кадгерина по тирозину Y731 в эндотелиальных клетках....................279

3.5.6 Т-кадгерин активирует SRE в фибробластах NIH3T3....................283

3.5.7 Т-кадгерин активирует Rael и Cdc42, но не влияет на активность RhoA в

фибробластах NIH3T3......................................................286

3.5.8 Т-кадгерин активирует малые Rho ГТФазы RhoA, Rael и, Cdc42 и усиливает

сборку стресс-фибрилл актина в эндотелиальных клетках....................288

3.5.9 Т-кадгерин фосфорилирует LIMK1 и влияет на полимеризацию микротрубочек

в эндотелиальных клетках.................................................289

3.5.10 Т-кадгерин влияет на полимеризацию стресс-фибрилл актина в

эндотелиальных клетках.................................................293

3.5.11 Обсуждение результатов..........................................299

3.6 Т-кадгерин при атеросклерозе.........................................306

3.6.1 Экспрессия Т-кадгерина в здоровых сосудах........................308

3.6.2 Экспрессия Т-кадгерина в сосудах при атеросклерозе...............312

3.6.2.7 37иииЭипя полоска..............................................312

3.6.2.2 ТТестиабильняя <^иб/?оа?ие/?о.ма...............................315

3.6.2.3 V/яекий калы/иноз..............................................316

3.6.3 Обсуждение результатов.........................................318

3.7 Т-кадгерин-рецептор липопротеидов низкой плотности...................322

3.7.1 Получение клонов клеток, гиперэкспрессирующих Т-кадгерин. Анализ

экспрессии Т-кадгерина в клонах........................................322

3.7.2 Связывание [1251]-ЛНП с мембранами клеток L929 и НЕК293 .........323

6

3.7.3 Введение ЛНП в среду культивирования клеток, гиперэкспрессирующих Т-

кадгерин, повышает концентрацию внутриклеточного кальция......327

3.7.4 ЛНП стимулируют миграцию клеток, гиперэкспрессирующих Т-кадгерин ...338

3.7.5 Обсуждение результатов..................................340

ГЛАВА 4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ...............................................343

ВЫВОДЫ............................................................351

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ.................................................352

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «T-кадгерин в процессах роста, ремоделирования кровеносных сосудов и опухолевой прогрессии»

ВВЕДЕНИЕ

В современной биологической науке достаточно хорошо изучены морфогенетические процессы, происходящие в эмбриогенезе, однако, отсутствуют серьезные обоснованные представления о генетических и эпигенетических механизмах морфогенеза во взрослом организме, делении и дифференцировке клеток, направленной клеточной миграции, построении архитектуры и поддержания целостности органов и тканей, обеспечении их кровоснабжением и иннервацией. Известно, что в норме существует динамическое равновесие между клеточной гибелью и восполнением утраченных клеточных элементов, то есть поддерживается баланс качественного и количественного содержания клеток в органах и тканях, однако, основные молекулярные механизмы этих процессов требуют более детального изучения.

Формирование, развитие и поддержание структуры и функции большинства органов и тканей напрямую зависит от их кровоснабжения. Кровеносные сосуды обеспечивают ткани кислородом, питательными веществами, обеспечивают эндокринную регуляцию, транспорт клеток иммунной системы и стволовых клеток, и поддержание гомеостаза. Кровеносные сосуды являются одними из первых функциональных структур, которые формируются во время эмбрионального развития. Дефекты формирования кровеносных сосудов часто приводят к врожденным порокам развития, которые в дальнейшем необходимо корректировать путем хирургического вмешательства или с помощью активно развивающихся в последнее время новых подходов регенеративной медицины. После рождения сформировавшиеся кровеносные сосуды активно растут и подвергаются ремоделированию. В отличие от эмбрионального развития, во взрослом организме в норме кровеносные сосуды образуются существенно реже: формирование кровеносных сосудов лого происходит при заживлении ран, при циклических изменениях в женской половой системе или при различных патологических состояниях, таких как ревматоидный артрит, ретинопатия, ишемические состояния, опухоли и метастазы.

Сердечно-сосудистые и онкологические заболевания являются ведущими причинами заболеваемости и смертности во всем мире. В основе этих патологий лежит недостаточный или избыточный рост сосудов (ангиогенез), соответственно. Известно, что рост солидных опухолей и метастазирование зависит напрямую от интенсивности их васкуляризации, в этой связи одним из перспективных направлений в современной онкологии является разработка лекарственных препаратов, подавляющих опухолевый

8

неоангиогенез [Folkman, 2007; Carmeliet, 2003]. Однако в клинике общая эффективность нескольких одобренных методов лечения, которые направлены на подавление проангиогенных сигнальных путей, контролируемых фактором роста эндотелия (VEGF), была кратковременной и, в целом, довольно невысокой. Это связано с тем, что опухоли могут активировать альтернативые пути адаптации к недостаточному росту сосудов, например, сами формировать сосудистые структуры или использовать другие механизмы индукции опухолевого неоангиогенеза [Rivera and Bergers, 2014].

При старении организма состояние и функционирование кровеносных сосудов ухудшается в результате процессов окисления липидов и отложение кальция в сосудистой стенке, воспаления, аутоиммунных реакций и различных инфекций, что потенциально ухудшает функционирование всех основных органов и систем организма вследствие нарушения кровотока. При инфаркте происходит гибель кардиомиоцитов как непосредственно в момент самого инфаркта, так и в последующие дни и неделе в результате нарушения кровоснабжения в зоне самого инфаркта и в периинфарктной зоне, аналогично происходит гибель нейронов при инсульте, гепатоцитов при гепатите или циррозе печени. В этой связи актуальна проблема индукции направленного регулируемого роста новых кровеносных сосудов.

В этой связи помимо решения проблемы понимания фундаментальных основ организации и функционирования органов и тканей, существуют практические задачи регенеративной медицины, такие как восстановление структуры и функции при различных ишемических и дегенеративных заболеваниях (инфаркт, инсульт, ишемия конечностей, цирроз), при лечении трофических язв, после травм и ранений, приживлении при трансплантации органов и тканей, при лечении заболеваний суставов, предотвращении фиброза тканей и др. За последние годы стало очевидно, что в основе многих регенеративных процессов также лежит обеспечение кровоснабжением поврежденных органов и тканей. Детальное изучение молекулярно-биологических, биохимических и клеточных механизмов этих процессов является, безусловно, актуальной задачей современной биологии и медицины. Понимание регуляции основных процессов ангиогенеза, таких как активация и специализация сосудистых клеток, их пролиферация, миграция эндотелиальных клеток по градиенту хемоаттрактанта, выбор траектории роста и стабилизация вновь сформированных сосудов за счет взаимодействия с муральными клетками необходимо для разработки современных подходов в регенеративной медицине. Эти же знания необходимы при разработке новых лекарств, направленных на блокирование процессов роста сосудов при избыточном или

9

аберрантном ангиогенезе, которые выходят из-под физиологического контроля при различных заболеваниях.

В последнее время помимо основных молекул, участвующих в процессах ангиогенеза, таких как факторы роста, цитокины и хемокины, большое внимание уделяется изучению навигационных рецепторов и их лигандов, которые определяют направление роста вновь формирующихся сосудов (Эфрины и их рецепторы, Нейропилины и Плексины - рецепторы Семафоринов, Robo - рецепторы Слит белков, и UNC5B рецепторы, связывающие Нетрины). Помимо контролирования траектории роста сосудов в эмбриогенезе и регенерации навигационные молекулы играют важную роль при патологическом ангиогенезе. Т-кадгерин является навигационной молекулой, для которой ранее было показано участие в регуляции направленного роста аксонов. Однако известно, что сосуды и нервы растут параллельно, а одни и те же молекулы часто контролируют как рост аксонов нейронов, так и кровеносных сосудов [Weinstein, 2005].

В этой связи целью настоящего исследования было изучение роли Т-кадгерина в процессах роста и функционирования кровеносных сосудов

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Выявить экспрессию мРНК и белка Т-кадгерина в головном мозге и сердце в раннем эмбриональном развитии у мыши.

2. Определить характер экспрессии Т-кадгерина в кератиноцитах и кровеносных сосудах новообразований кожи различной степени злокачественности, а также в кровеносных сосудах и опухолевых клетках меланомы человека.

3. Изучить влияние экспрессии Т-кадгерина на пролиферативную активность и уровень апоптоза в клетках мышиной меланомы B16F10 /и vitro. Оценить влияние экспрессии Т-кадгерина на скорость роста первичных узлов мышиной меланомы и характер их васкуляризации /и vivo. Сравнить клетки мышиной меланомы с разным уровнем экспрессии Т-кадгерина по их способности к метастазированию in vivo и инвазии in vitro.

4. Оценить влияние экспрессии Т-кадгерина на уровень экспрессии ингибиторов и активаторов ангиогенеза, хемокинов и их рецепторов, факторов роста, молекул адгезии и протеаз в клетках мышиной меланомы in vitro.

5. Изучить влияние экспрессии Т-кадгерина в клетках мышиной меланомы на их способность стимулировать неоангиогенез на модели хориоаллантоисной мембраны куриного эмбриона.

10

6. Оценить влияние Т-кадгерина на васкуляризацию бляшек Матригеля у мышей при подкожном введении клеток с разным уровнем экспрессии Т-кадгерина.

7. Изучить влияние Т-кадгерина на пролиферацию, адгезию, апоптоз, миграцию эндотелиальных клеток и формирование ими капилляро-подобных трубочек /и v/7ro.

8. Изучить влияние гиперэкспрессии Т-кадгерина в эндотелиальных клетках на барьерную функцию эндотелия ш vz'/ro.

9. Выявить экспрессию Т-кадгерина в различных слоях нормальной аорты и в сосудах человека при атеросклерозе.

10. Изучить влияние гиперэкспрессии Т-кадгерина на характер связывания ЛНП с мембранами клеток, внутриклеточную сигнализацию и миграцию клеток по градиенту ЛНП.

Работа выполнялась на базе факультета фундаментальной медицины Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова и Федерального государственного бюджетного учреждения «Российский кардиологический научнопроизводственный комплекс» Министерства здравоохранения Российской Федерации. Исследования проводили vz'/ro и ш vz'vo на экспериментальных моделях, наиболее близких к заболеваниям человека и позволяющих изучать ангиогенез во взрослом организме. Глава «Обзор литературы» посвящена описанию основных хемотактических и ростовых факторов роста, навигационным рецепторам и их лигандам, а также основным клеточным и молекулярным механизмам ангиогенеза и нейрогенеза.

Проведенные нами исследования показали, что Т-кадгерин действительно является навигационной молекулой, которая регулирует направленный рост не только аксонов нейронов, но и сосудов. Впервые обнаружено, что Т-кадгерин экспрессируется в раннем эмбриональном развитии у мыши в головном мозге и в области развивающегося сердца в зонах наиболее активного ангиогенеза. На экспериментальных моделях показано, что Т-кадгерин ингибирует начальные этапы ангиогенеза, в основе этих эффектов лежит гомофильное взаимодействие между молекулами Т-кадгерина, следствием которого является подавление миграции эндотелиальных клеток, формирования, роста и ветвления капилляро-подобных трубочек. Далее обнаружено, что Т-кадгерин участвует в регуляции проницаемости эндотелия, вызывает перестройки цитоскелета и эндоцитоз VE-кадгерина, основного белка адгезивных контактов эндотелия, ответственного за его барьерную функцию. Раскрыты биохимические механизмы сигнализации с участием Т-кадгерина в этих процессах. Экспрессия Т-кадгерина изменяется при различных патологических состояниях. Снижение экспрессии

11

Т-кадгерина коррелирует с малигнизацией новообразований кожи и меланомы человека, в опухолевых клетках и в сосудах выявляется частичная или полная потеря экспрессии Т-кадгерина. На экспериментальных опухолевых моделях обнаружено, что, несмотря на антиангиогенные свойства, Т-кадгерин не может считаться опухолевым супрессором, поскольку экспрессия Т-кадгерина в опухолевых клетках вызывает активацию компенсаторных механизмов в виде экспрессии генов, способствующих пролиферации, выживанию, миграции и инвазии опухолевых клеток. Кроме того, экспрессия Т-кадгерина стимулирует продукцию хемокинов опухолевыми клетками, что способствует активации мезенхимальных клеток стромы ближайшего микроокружения и опухолевой прогрессии в целом. Экспрессия Т-кадгерина повышается при атеросклерозе. Показано, что Т-кадгерин является низкоаффинным рецептором ЛНП, опосредующим их сигнальные эффекты. Этот материал изложен в главе «Результаты и обсуждение», которой предшествует раздел «Материалы и методы». Завершается диссертация разделами «Заключение» и «Выводы», в котором мы излагаем свою точку зрения на участие Т-кадгерина и сопряженных с ним сигнальных молекул на рост и функционирование кровеносных сосудов животных и человека.

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Рубина, Ксения Андреевна

ВЫВОДЫ

1. В эмбриогенезе у мыши начало экспрессия мРНК и белка Т-кадгерина в головном мозге и в сердечно-сосудистой системе коррелирует с процессами активного формирования и роста сосудов.

2. Снижение уровня экспрессии Т-кадгерина коррелирует с малигнизацией таких новообразований кожи человека, как псориаз, кератоз, кератоакантома, базалиома, плоскоклеточный и метатипический рак и меланома.

3. Экспрессия Т-кадгерина в опухолевых клетках приводит к подавлению неоангионенеза в первичном узле меланомы у мышей. Однако Т-кадгерин не может считаться опухолевым супрессором, поскольку клетки меланомы, экспрессирующие Т-кадгерин, «включают» гены, способствующие их большей выживаемости, миграции, инвазии и метастазированию.

4. Т-кадгерин является навигационной молекулой не только в нервной системе, но и в кровеносных сосудах. Экспрессия Т-кадгерина в клетках стромы подавляет прорастание в нее кровеносных сосудов. В основе эффектов Т-кадгерина лежит гомофильное взаимодействие, подавление миграции эндотелиальных клеток и формирования капилляроподобных структур.

5. Т-кадгерин участвует в регуляции барьерной функции эндотелия: экспрессия Т-кадгерина в клетках повышает проницаемость эндотелиального монослоя, а подавление Т-кадгерина - снижает. Регуляция проницаемости эндотелия Т-кадгерином осуществляется при участии Rho белков (RhoA, Cdc42, Rael), ROCK-11, LIMK и PAK1, и сопровождается эндоцитозом VE- кадгерина, перестройкой как актинового, так и тубулинового цитоскелета.

6. Т-кадгерин экспрессируется в интиме, медии и адвентиции нормальной аорты во всех слоях; его экспрессия повышается при атеросклерозе в липидной полоске, нестабильной фиброатероме и при мягком кальцинозе. При атеросклерозе отмечается увеличение количества двойных позитивных по CD31 и Т-кадгерину клеток в субэндотелиальным слое и в медии сосудов.

7. Т-кадгерин является рецептором ЛНП, опосредующим Са^ сигнализацию и направленную миграцию клеток по градиенту концентрации ЛНП.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Рубина, Ксения Андреевна, 2015 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Abdel-Rahman М, Boru G, Massengill J, Salem M, Davidorf F. MET oncogene inhibition as a potential target of therapy for uveal melanomas. // Investigative Ophthalmology & Visual Science. 2010. Vol. 51, №7. P. 3333-3339.

2. Ackerman A, Mones J. Solar (actinic) keratosis is squamous cell carcinoma. // British Journal of Dermatology. 2006. Vol. 155, №1. P. 9-22.

3. Adachi Y, Takeuchi T, Sonobe H, Ohtsuki Y. An adiponectin receptor, T-cadherin, was selectively expressed in intratumoral capillary endothelial cells in hepatocellular carcinoma: possible cross talk between T-cadherin and FGF-2 pathways. // Virchows Archiv. 2006. Vol. 448, №3. P. 311-318.

4. Adams R, Alitalo K. Molecular regulation of angiogenesis and lymphangiogenesis. // Nature reviews Molecular cell biology. 2007. Vol. 8, №6. P. 464-478.

5. Adams R, Diella F, Hennig S et al. The cytoplasmic domain of the ligand ephrinB2 is required for vascular morphogenesis but not cranial neural crest migration. // Cell. 2001. Vol. 104, №1. P.157-69.

6. Adams R, Eichmann A. Axon guidance molecules in vascular patterning. // Cold Spring Harbor perspectives in biology. 2010. Vol. 2, №5. P. 001875.

7. Addison C, Daniel T, Burdick M et al. The CXC chemokine receptor 2, CXCR2, is the putative receptor for ELR+ CXC chemokine-induced angiogenic activity. // J Immunol 2000. №165. P. 5269-5277.

8. Aguirre-Ghiso J, Liu D, Mignatti A. et al. Urokinase receptor and fibronectin regulate the ERK(MAPK) to p38(MAPK) activity ratios that determine carcinoma cell proliferation or dormancy in vivo. // Mol. Biol. Cell. 2001. Vol. 12, №4. P. 863-879.

9. Aidoudi S, Bujakowska K, Kieffer N, Bikfalvi A. The CXC-chemokine CXCL4 interacts with integrins implicated in angiogenesis. // PLoS One. 2008. Vol. 3, №7, P. 1-14.

10. Albelda S, Muller W, Buck C, Newman P. Molecular and cellular properties of PEC AM-1 (endoCAM/CD31): a novel vascular cell-cell adhesion molecule. // The Journal of cell biology. 1991. Vol. 114,№5.P. 1059-1068.

11. Allingham M, van Buul J, Burridge K. ICAM-1-mediated, Src-and Pyk2-dependent vascular endothelial cadherin tyrosine phosphorylation is required for leukocyte

35

transendothelial migration. // The Journal of Immunology. 2007. Vol. 179, №6. P. 40534064

12. Andreeva A, Han J, Kutuzov M, Proflrovic J, Tkachuk V, Voyno-Yasenetskaya T. T-cadherin modulates endothelial barrier function. // Journal of cellular Physiology. 2010. Vol. 223, №1. P. 94-102.

13. Andreeva A, Kutuzov M, Tkachuk V, Voyno-Yasenetskaya T. T-cadherin is located in the nucleus and centrosomes in endothelial cells. // American Journal of Physiology-Cell Physiology. 2009. Vol. 297, №5. P. 1168-1177.

14. Andriopoulou P, Navarro P, Zanetti A, Lampugnani M, Dejana E. Histamine induces tyrosine phosphorylation of endothelial cell-to-cell adherens junctions. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 1999. Vol. 19, №10. P. 2286-2297.

15. Angelini D, Hyun S, Grigoryev D et al. TNF-alpha increases tyrosine phosphorylation of vascular endothelial cadherin and opens the paracellular pathway through fyn activation in human lung endothelia. // American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 2006. Vol. 291, №6. P. 1232-1245.

16. Angiolillo A, Sgadari C, Taub D et al. Human interferon-inducible protein 10 is a potent inhibitor of angiogenesis in vivo. // The Journal of experimental medicine. 1995. Vol. 182, №1.P. 155-162

17. Angst B, Marcozzi C, Magee A. The cadherin superfamily: diversity in form and function. // Journal of cell science. 2001. Vol. 114, №4. P. 629-641.

18. Appleton B, Wu P, Maloney J et al. Structural studies of neuropilin/antibody complexes provide insights into semaphorin and VEGF binding. // EMBO J. 2007. №26. P. 49024912

19. Ara T, Tokoyoda K, Okamoto R et al. The role of CXCL12 in the organ- specific process of artery formation. // Blood. 2005. №105. P. 3155-3161.

20. Arber S, Barbayannis F, Hanser H et al. Regulation of actin dynamics through phosphorylation of cofilin by LIM-kinase. // Nature. 1998. Vol. 393, №6687. P. 805-809.

21. Arenberg D, Kunkel S, Polverini P et al. Inhibition of interleukin-8 reduces tumorigenesis of human non-small cell lung cancer in SCID mice. // J Clin Invest. 1996. № 97. P. 27922802.

35$-

22. Armulik A, Abramsson A, Betsholtz C. Endothelial/pericyte interactions. // Circulation research. 2005. Vol. 97, №6. P. 512-523.

23. Asahara T, Murohara T, Sullivan A et al. Isolation of putative progenitor endothelial cells for angiogenesis. // Science. 1997. Vol. 275, №5302. P. 964-966.

24. Augustin H, Koh G, Thurston G, Alitalo K. Control of vascular morphogenesis and homeostasis through the angiopoietin-Tie system. // Nature reviews Molecular cell biology. 2009. Vol. 10, №3. P. 165-177.

25. Bagri A, Tessier-Lavigne M, Watts R. Neuropilins in tumor biology. // Clin Cancer Res. 2009. №15. P. 1860-1864.

26. Balestrieri M, Balestrieri A, Mancini F, Napoli C Understanding the immunoangiostatic CXC chemokine network. // Cardiovasc Res. 2008. №78. P. 250-256.

27. Banks E, Frierson Jr H, Mills S, George E, Zarbo R, Swanson P. Basaloid squamous cell carcinoma of the head and neck: a clinicopathologic and immunohistochemical study of 40 cases. // The American journal of surgical pathology. 1992. Vol. 16, №10. P. 939-940.

28. Barcelos L, Coelho A, Russo R et al. Role of the chemokines CCL3/MIP-1 alpha and CCL5/RANTES in sponge-induced inflammatory angiogenesis in mice. // Microvasc Res. 2009. №78. P. 148-154.

29. Bar-Eli M. Molecular mechanisms of melanoma metastasis. // Journal of cellular physiology. 1997. Vol. 173, №2. P. 275-278

30. Bauer E, Uitto J, Walters R, Eisen A. Enhanced collagenase production by Ebroblasts derived from human basal cell carcinomas. // Cancer research. 1979. Vol. 39, №11. P. 4594-4599.

31. Beck A, Nieden R, Schneider H, Deitmer J. Calcium release from intracellular stores in rodent astrocytes and neurons in situ. // Cell Calcium. 2004. Vol. 35, №1. P. 47-58.

32. Beckermann B, Kallifatidis G, Groth A et al. VEGF expression by mesenchymal stem cells contributes to angiogenesis in pancreatic carcinoma. // British journal of cancer. 2008. Vol. 99, №4. P. 622-631.

33. Beenken A, Mohammadi M. The FGF family: biology, pathophysiology and therapy. // Nature reviews Drug discovery. 2009. Vol. 8, №3. P. 235-253.

355

34. Behrens J, von Kries J, Kohl M et al. Functional interaction of beta-catenin with the transcription factor LEF-1. // Nature. 1996. Vol. 382, №6592. P. 638-642

35. Belloni D, Scabini S, Foglieni C et al. The vasostatin-1 fragment of chromogranin A inhibits VEGF-induced endothelial cell proliferation and migration. // The FASEB Journal. 2007. Vol. 21, №12. P. 3052-3062.

36. Bergers G, Brekken R, McMahon G et al. Matrix metalloproteinase-9 triggers the angiogenic switch during carcinogenesis. // Nature cell biology. 2000. Vol. 2, №10. P. 737-744.

37. Bergers G, Hanahan D. Modes of resistance to anti-angiogenic therapy. // Nature Reviews Cancer. 2008. Vol. 8, №8. P. 592-603.

38. Bergers G, Song S, Meyer-Morse N, Bergsland E, Hanahan D et al. Benefits of targeting both pericytes and endothelial cells in the tumor vasculature with kinase inhibitors. // Journal of Clinical Investigation. 2003. Vol. Ill, №9. P. 1287-1295.

39. Bergers G, Song S. The role of pericytes in blood-vessel formation and maintenance. // Neuro-oncology. 2005. Vol. 7, №4. P. 452-464.

40. Bernardini G, Spinetti G, Ribatti D et al. 1-309 binds to and activates endothelial cell functions and acts as an angiogenic molecule in vivo. // Blood. 2000. №96. P. 4039^1045.

41. Berridge M, Bootman M, Roderick H. Calcium signalling: dynamics, homeostasis and remodelling. // Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2003. Vol. 4, №7. P. 517-529.

42. Berx G, Van Roy F. Involvement of members of the cadherin superfamily in cancer. // Cold Spring Harbor perspectives in biology. 2009. Vol. 1, №6. P. 003129.

43. Blashuk О W, Rowlands T M. Cadherins as modulators of angiogenesis and structural integrity of blood vessels. // Cancer and Metastasis Reviews. 2000. №9. P. 1-5.

44. Blasi F, Carmeliet P. uPAR: a versatile signalling orchestrator. // Nature reviews Molecular cell biology. 2002. Vol. 3, №12. P. 932-943.

45. Block L, Knorr M, Vogt E. et al. Low density lipoprotein causes general cellular activation with increased phosphatidylinositol turnover and lipoprotein catabolism. // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1988. Vol. 85, №3. P. 885-889.

46. Bobik A, Tkachuk V. Metalloproteinases and plasminogen activators in vessel remodeling. // Current hypertension reports. 2003. Vol. 5, №6. P. 466-472.

47. Bochkov V, Rozhkova T, Matchin Y et al. LDL-and agonist-induced Ca2+-mobilization in platelets of healthy subjects and in patients with familial hyperlipoproteinemia type II. // Thrombosis research. 1991. Vol. 61, №4. P. 403-409.

48. Bochkov V, Tkachuk V, Buhler F, Resink T. Phosphoinositide and calcium signalling responses in smooth muscle cells: comparison between lipoproteins, Ang II, and PDGF. // Biochemical and biophysical research communications. 1992. Vol. 188, №3. P. 12951304.

49. Bochkov V, Tkachuk V, Hahn A, Bernhardt J, Buhler F, Resink T. Concerted effects of lipoproteins and angiotensin II on signal transduction processes in vascular smooth muscle cells. // Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 1993. Vol. 13, №9. P. 12611269.

50. Bochkov V, Tkachuk V, Kuzmenko Y, Borisova Y, Buhler F, Resink T. Characteristics of low and high density lipoprotein binding and lipoprotein-induced signaling in quiescent human vascular smooth muscle cells. // Molecular pharmacology. 1994. Vol. 45, №2. P. 262-270.

51. Bochkov V, Tkachuk V, Philippova M, Stambolsky D, Buhler F, Resink T. Ligand selectivity of 105 kDa and 130 kDa lipoprotein-binding proteins in vascular-smoothmuscle-cell membranes is unique. // Biochem J. 1996. Vol. 317 P. 297-304.

52. Bodnar R J, Yates С C, Rodgers M E, Du X, Wells A. IP-10 induces dissociation of newly formed blood vessels. // J Cell Sei. 2009. №122. P. 2064-2077.

53. Bodnar R, Yates C, Wells A. IP-10 blocks vascular endothelial growth factor-induced endothelial cell motility and tube formation via inhibition of calpain. // Circulation research. 2006. Vol. 98, №5. P. 617-625.

54. Bohuslav J, Horejsi V, Hansmann C et al. Urokinase plasminogen activator receptor, beta 2-integrins, and Src-kinases within a single receptor complex of human monocytes. // The Journal of experimental medicine. 1995. Vol. 181, №4. P. 1381-1390.

55. Bosserhoff A, Ellmann L, Kuphal S. Melanoblasts in culture as an in vitro system to determine molecular changes in melanoma. // Experimental dermatology. 2011. Vol. 20, №5. P. 435-440.

35g

56. Boudreau N, Turley E, Rabinovitch M. Fibronectin, hyaluronan, and a hyaluronan binding protein contribute to increased ductus arteriosus smooth muscle cell migration, // Dev Biol. 1991. Vol. 143,№2.P. 235-47.

57. Brakenhielm E, Veitonmaki N, Cao R et al. Adiponectin-induced antiangiogenesis and antitumor activity involve caspase-mediated endothelial cell apoptosis. // PNAS 2004. Vol.l01,№8. P. 2476-2481.

58. Breier G, Breviario F, Caveda L et al. Molecular cloning and expression of murine vascular endothelial-cadherin in early stage development of cardiovascular system. // Blood. 1996. Vol. 87, №2. P. 630-641.

59. Breier G. Angiogenesis in embryonic development—a review. // Placenta. 2000. Vol. 21 P. 11-15

60. Briggs M W, Sacks D B. IQGAP1 as a signal integrater: Ca2+, calmodulin, Cdc42 and the cytoskeleton. // FEBS Letters. 2003. №542. P. 7-11.

61. Briggs MW, Sacks DB. IQGAP proteins are integral components of cytoskeletal regulation. // EMBO Rep. 2003. Vol. 4, №6. P. 571-574.

62. Brown M, Goldstein J. A receptor-mediated pathway for cholesterol homeostasis. // Science. 1986. Vol. 232, №4746. P. 34-47.

63. Bruses J. Cadherin-mediated adhesion at the interneuronal synapse. // Current opinion in cell biology. 2000. Vol. 12, №5. P. 593-597.

64. Buechner S, Philippova M, Eme P, Mathys T, Resink T. High T-cadherin expression is a feature of basal cell carcinoma. // British Journal of Dermatology. 2009. Vol. 161, №1. P. 199-202

65. Buhler F, Tkachuk V, Hahn A, Resink T. Low-and high-density lipoproteins as hormonal regulators of platelet, vascular endothelial and smooth muscle cell interactions: relevance to hypertension. // Journal of hypertension. 1991. №9. P.28-36.

66. Burger J A, Burkle A. The CXCR4 chemokine receptor in acute and chronic leukaemia: a marrow homing receptor and potential therapeutic target. // Br J Haematol. 2007. №137. P. 288-296

67. Burggren W, Keller B. Development of cardiovascular systems. Cambridge, UK: Cambridge University Press, 1997.

68. Busso N, Masur S K, Lazega D Induction of cell migration by pro-urokinase binding to its receptor: possible mechanism for signal transduction in human epithelial cells. // JCB. 1994. Vol. 126, №1. P. 259-270.

69. Cao Y, Sonveaux P, Liu S et al. Systemic overexpression of angiopoietin-2 promotes tumor microvessel regression and inhibits angiogenesis and tumor growth. // Cancer research. 2007. Vol. 67, №8. P. 3835-3844.

70. Cao Y, Sun Z, Liao L et al. Human adipose tissue-derived stem cells differentiate into endothelial cells in vitro and improve postnatal neovascularization in vivo. // Biochem Biophys Res Commun. 2005. Vol. 332, №2. P. 370-379.

577. Carlson B. Human embryology & developmental biology. St. Louis: Mosby, 1999 C. 209-247.

71. Carmeliet P, Jain R. Molecular mechanisms and clinical applications of angiogenesis. // Nature. 2011. Vol. 473, №7347. P. 298-307.

72. Carmeliet P. Angiogenesis in health and disease. // Nature Medicine. 2003. Vol. 9, №6. P. 653-660.

73. Carmeliet P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. // Nature Medicine. 2000. Vol. 6,№4.P. 389-395.

74. Cassarino D, DeRienzo D, Barr R. Cutaneous squamous cell carcinoma: a comprehensive clinicopathologic classification. // Journal of Cutaneous Pathology. 2006. Vol. 33, №4. P. 261-279.

75. Cavallaro U, Liebner S, Dejana E. Endothelial cadherins and tumor angiogenesis. // Experimental cell research. 2006. Vol. 312, №5. P. 659-667.

76. Cebecauer M, Cerny J, Horejsi V. Incorporation of leucocyte GPI-anchored proteins and protein tyrosine kinases into lipid-rich membrane domains of COS-7 cells. // Biochemical and biophysical research communications. 1998. Vol. 243, №3. P. 706-710.

77. Ceradini D, Kulkami A, Callaghan M et al. Progenitor cell trafficking is regulated by hypoxic gradients through HIF-1 induction of SDF-1. //Nat Med. 2004. №10. P. 858-864.

78. Chan D, Lee J, Chan P, Ng I. Genetic and epigenetic inactivation of T-cadherin in human hepatocellular carcinoma cells. // International Journal of Cancer. 2008. Vol. 123, №5. P. 1043-1052.

79. Chaplin D, Pettit G, Parkins C, Hill S. Antivascular approaches to solid tumour therapy: evaluation of tubulin binding agents. // The British journal of cancer Supplement. 1996. № 27. P. 86.

80. Chappuis-Flament S, Wong E, Hicks L, Kay C, Gumbiner B. Multiple cadherin extracellular repeats mediate homophilic binding and adhesion. // The Journal of cell biology. 2001. Vol. 154, №1. P. 231-243.

81. Charalambous C, Pen L, Su Y et al. Interleukin-8 differen- tially regulates migration of tumor-associated and normal human brain endothelial cells. // Cancer Res. 2005. №65. P. 10347-10354.

82. Charo I, Taubman M. Chemokines in the pathogenesis of vascular disease. // Circ Res.

2004. № 95. P. 858-866.

83. Chiesa A, Rapizzi E, Tosello V et al. Recombinant aequorin and green fluorescent protein as valuable tools in the study of cell signalling. // Biochemical Journal. 2001. Vol. 355 P. 1-12

84. Clark Jr W, Elder D, Guerry IV D, Epstein M, Greene M, Van Hom M. A study of tumor progression: the precursor lesions of superficial spreading and nodular melanoma. // Human pathology. 1984. Vol. 15, №12. P. 1147-1165.

85. Clark W. Tumour progression and the nature of cancer. // British journal of cancer. 1991. Vol. 64, №4. P. 631.

86. Clowes A, Clowes M, Au Y et al. Smooth muscle cells express urokinase during mitogenesis and tissue-type plasminogen activator during migration in injured rat carotid artery. // Circ. Res. 1990. №67. P. 61-67.

87. Collen D. The plasminogen (fibrinolytic) system. // Thromb Haemost. 1999. Vol. 82, №2. P.259-270.

88. Dan C, Kelly A, Bernard O, Minden A. Cytoskeletal changes regulated by the PAK4 serine/threonine kinase are mediated by LIM kinase 1 and cofilin. // Journal of Biological Chemistry. 2001. Vol. 276, №34. P. 32115-32121.

89. Danen E, Ten Berge P, Van Muijen G, Van't Hof-Grootenboer A, Brocker E, Ruiter D. Emergence of alpha 5 beta 1 fibronectin- and alpha v beta 3 vitronectin-receptor expression in melanocytic tumour progression. // Histopathology. 1994. Vol. 24, №3. P. 249-256.

90. Davis М, Ireton R, Reynolds A. A core function for pl20-catenin in cadherin turnover. // The Journal of cell biology. 2003. Vol. 163, №3. P. 525-534.

91. Davy A, Soriano P. Ephrin signaling in vivo: look both ways. // Developmental dynamics.

2005. Vol. 232,№1.P. 1-10.

92. De Smet F, Segura I, De Bock K. et al. Mechanisms of Vessel Branching: Filopodia on Endothelial Tip Cells Lead the Way. // Arterioscler Thromb Vase Biol. 2009. №29. P. 639649.

93. Deanfield J, Halcox J, Rabelink T. Endothelial function and dysfunction testing and clinical relevance. // Circulation. 2007. Vol. 115, №10. P. 1285-1295.

94. Defilippi P, Olivo C, Venturino M et al. Actin cytoskeleton organization in response to integrin-mediated adhesion. // Microscopy Res Tech. 1999. №47. P. 67-78.

95. Dejana E, Lampugnani M, Martinez-estrada O, Bazzoni G. The molecular organization of endothelial junctions and their functional role in vascular morphogenesis and permeability. // International Journal of Developmental Biology. 2000. Vol. 44, №6. P. 743-748.

96. Dejana E, Orsenigo F, Lampugnani M. The role of adherens junctions and VE-cadherin in the control of vascular permeability. // Journal of cell science. 2008. Vol. 121, №13. P. 2115-2122.

97. Dejana E. Endothelial adherens junctions: implications in the control of vascular permeability and angiogenesis. // Journal of Clinical Investigation. 1996. Vol. 98, №9. P. 1949.

98. Dejana E. Endothelial cell-cell junctions: happy together. // Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2004. Vol. 5, №4. P. 261-270.

99. Delcourt N, Bockaert J, Marin P. GPCR-jacking: from a new route in RTK signalling to a new concept in GPCR activation. // Trends Pharmacol Sci. 2007. Vol. 28, №12. P. 602-607

100. Demaurex N, Lew D, Krause K. Cyclopiazonic acid depletes intracellular Ca2+ stores and activates an influx pathway for divalent cations in HL-60 cells. // Journal of Biological Chemistry. 1992. Vol. 267 P. 2318-2324.

101. Denekamp J. Review article: angiogenesis, neovascular proliferation and vascular pathophysiology as targets for cancer therapy. // Br J Radiol. 1993. Vol. 66, №783. P. 181196.

36^

102. Denzel M, Scimia M, Zumstein P et al. T-cadherin is critical for adiponectin-mediated cardioprotection in mice. // J Clin Invest. 2010. Vol. 120, №12. P. 4342-4352.

103. Desgrosellier J, Cheresh D. Integrins in cancer: biological implications and therapeutic opportunities. //Nature Reviews Cancer. 2010. Vol. 10, №1. P. 9-22.

104. Deshane J, Chen S, Caballero S et al. Stromal cell-derived factor 1 promotes angiogenesis via a heme oxygenase 1-dependent mechanism. // J Exp Med. 2007. №204. P. 605-618.

105. Devalaraja R, Nanney L, Du J et al. Delayed wound healing in CXCR2 knockout mice. // J Invest Dermatol. 2000. №115. P. 234-244.

106. Deveza L, Choi J, Yang F. Therapeutic Angiogenesis for Treating Cardiovascular Diseases. // Theranostics. 2012. Vol. 2, №8. P. 801-814.

107. Dinehart S, Nelson-Adesokan P, Cockerell C, Russell S, Brown R. Metastatic cutaneous squamous cell carcinoma derived from actinic keratosis. // Cancer. 1997. Vol. 79, №5. P. 920-923.

108. Dinehart S, Pollack S. Metastases from squamous cell carcinoma of the skin and lip: an analysis of twenty-seven cases. // Journal of the American Academy of Dermatology. 1989. Vol. 21, №2. P. 241-248.

109. Distler J, Hirth A, Kurowska-Stolarska M, Gay R, Gay S, Distler O. Angiogenic and angiostatic factors in the molecular control of angiogenesis. // The quarterly journal of nuclear medicine: official publication of the Italian Association of Nuclear Medicine (AIMN) and the International Association of Radiopharmacology (IAR). 2003. Vol. 47, №3.P. 149-161.

110. Doyle D, Goings G, Upshaw-Earley J, Page E, Ranscht B, Palfrey H. T-cadherin is a major glycophosphoinositol-anchored protein associated with noncaveolar detergent-insoluble domains of the cardiac sarcolemma. // Journal of Biological Chemistry. 1998. Vol. 273, №12. P. 6937-6943.

Ill .Du F, Zhou J, Ren Gong X et al. Endothelial progenitor cells in atherosclerosis. // Frontiers in bioscience: a journal and virtual library. 2012. Vol. 17 P. 2327.

112.Duda D et al. CXCL12 (SDF1?) — CXCR4/CXCR7 pathway inhibition: anemerging sensitizer for anti-cancer therapies? // Clin. Cancer Res. 2011. №17. P. 2074-2080.

113.Dumler I, Stepanova V, Jerke U et ak Urokinase-induced mitogenesis is mediated by casein kinase 2 and nucieolin. // Curr BioL 1999. Vol. 9, №24. P. 1468-1476.

114.Dutt P, Wang J, Groopman J. Stromal cell - derived factor-1 alpha and stem cell factor/kit ligand share signaling pathways in hemopoietic progenitors: a potential mechanism for cooperative induction of chemotaxis. // Journal of Immunology. 1998. Vol. 161, №7. P. 3652-3658.

115. Efimenko A, Starostina E, Rubina K, Kalinina N, Parfenova E. Viability and angiogenic activity of mesenchymal stromal cells from adipose tissue and bone marrow in hypoxia and inflammation in vitro. // Tsitologiia. 2009. Vol. 52, №2. P. 144-154.

116. Eichmann A, Le Noble F., Autiero M, Carmeliet P. Guidance of vascular and neural network formation. // Curr Opin Neurobiol. 2005. №15. P. 108-115.

117. Ellis L. The role of neuropilins in cancer. // Mol. Cancer Ther. 2006. Vol. 5, №5. P. 10991107.

118. Epstein E. Quantifying actinic keratosis: assessing the evidence. // American Journal of Clinical Dermatology. 2004. Vol. 5, №3. P. 141-144.

119. Erez N, Zamir E, Gour B, Blaschuk O, Geiger B. Induction of apoptosis in cultured endothelial cells by a cadherin antagonist peptide: involvement of fibroblast growth factor receptor-mediated signalling. // Experimental cell research. 2004. Vol. 294, №2. P. 366378.

120. Esser S, Lampugnani M, Corada M, Dejana E, Risau W. Vascular endothelial growth factor induces VE-cadherin tyrosine phosphorylation in endothelial cells. // Journal of Cell Science. 1998. Vol. Ill, №13. P. 1853-1865.

121. Essler M, Amano M, Kruse H, Kaibuchi K, Weber P, Aepfelbacher M. Thrombin inactivates myosin light chain phosphatase via Rho and its target Rho kinase in human endothelial cells. // Journal of Biological Chemistry. 1998. Vol. 273, №34. P. 2186721874.

122. Evers E, Zondag G, Malliri A. et al. Rho family proteins in cell adhesion and cell migration. // European journal of cancer. 2000. Vol. 36, №10. P. 1269-1274.

123. Fagotto F, Rohani N, Anne-Sophie Touret, Rui Li. A Molecular Base for Cell Sorting at Embryonic Boundaries: Contact Inhibition of Cadherin Adhesion by Ephrin/Eph-Dependent Contractility. // Developmental Cell. 2013. №27. P. 72-87.

124. Falcon B, Hashizume H, Koumoutsakos P et al. Contrasting actions of selective inhibitors of angiopoietin-1 and angiopoietin-2 on the normalization of tumor blood vessels. // The American journal of pathology. 2009. Vol. 175, №5. P. 2159-2170.

125. Farmer E, Helwig E. Metastatic basal cell carcinoma: a clinicopathologic study of seventeen cases. // Cancer. 1980. Vol. 46, №4. P. 748-757.

126. Feng Y, Sun X, Yang H, Teitelbaum D. Dissociation of E-cadherin and catenin in a mouse model of total parenteral nutrition: a mechanism for the loss of epithelial cell proliferation and villus atrophy. // The Journal of Physiology. 2009. Vol. 587, №3. P. 641-654.

127. Ferber E, Kajita M, Wadlow A et al. A role for the cleaved cytoplasmic domain of E-cadherin in the nucleus. // Journal of biological chemistry. 2008. Vol. 283, №19. P. 1269112700.

128. Ferrara N. VEGF-A: a critical regulator of blood vessel growth. // European cytokine network. 2009. Vol. 20, №4. P. 158-163

129. Filardo E, Brooks P, Deming S, Damsky C, Cheresh D. Requirement of the NPXY motif in the integrin beta 3 subunit cytoplasmic tail for melanoma cell migration in vitro and in vivo. // The Journal of cell biology. 1995. Vol. 130, №2. P. 441-450.

130. Finne E, Munthe E, Aasheim H. A new ephrin- Al isoform (ephrin-Alb) with altered receptor binding properties abrogates the cleavage of ephrin-Ala. // Biochem. J. 2004. №379. P. 39-^6.

131. Fischer C, Mazzone M, Jonckx B, Carmeliet P. FLT1 and its ligands VEGFB and P1GF: drug targets for anti-angiogenic therapy? // Nature Reviews Cancer. 2008. Vol. 8, №12. P. 942-956.

132. Fleming T, Papenbrock T, Fesenko I et al. Assembly of tight junctions during early vertebrate development. // Cell and Development Biology. 2000. №11. P. 291-299.

133. Folberg R, Hendrix M, Maniotis A. Vasculogenic mimicry and tumor angiogenesis. // The American journal of pathology. 2000. Vol. 156, №2. P. 361-381.

134. Folkman J. Angiogenesis in cancer, vascular, rheumatoid and other disease. // Nature medicine. 1995. Vol. 1, №1. P. 27-30.

36^

135. Folkman J. Angiogenesis: an organizing principle for drug discovery? // NatureRev. Drug Discov. 2007. №6. P. 273-286.

136. Folkman J. Tumor angiogenesis: from bench to bedside. // Springer. 2008. P. 3-28.

137. Folkman J. Tumor angiogenesis: therapeutic implications. // The New England journal of medicine. 1971. Vol. 285 P. 1182-1186.

138. Fournier-Thibault C, Blavet C, Jarov A, Bajanca F, Thorsteinsdottir S, Duband J. Sonic hedgehog regulates integrin activity, cadherin contacts, and cell polarity to orchestrate neural tube morphogenesis. // The Journal of Neuroscience. 2009. Vol. 29, №40. P. 1250612520.

139. Fowler S, Berberian P, Shio H et al. Characterization of cell populations isolated from aortas of rhesus monkeys with experimental atherosclerosis. // Circ Res. 1980. №46. P. 520- 530.

140. Fredette B, Miller J, Ranscht B. Inhibition of motor axon growth by T-cadherin substrata. //Development. 1996. Vol. 122,№10. P. 3163-3171.

141. Fredette B, Ranscht B. T-cadherin expression delineates specific regions of the developing motor axon-hindlimb projection pathway. // The Journal of neuroscience. 1994. Vol. 14, №12. P. 7331-7346.

142. Freeman R, Barr R, Elder D. What is the boundary that separates a thick actinic keratosis from a thin squamous-cell carcinoma? // The American Journal of Dermatopathology. 1984. Vol. 6 P. 301-306.

143. Frenzel E, Johnson R. Gap junction formation between cultured embryonic lens cells is inhibited by antibody to N-cadherin. // Developmental biology. 1996. Vol. 179, №1. P. 116

144. Frey R, Ushio-Fukai M, Malik A. NADPH oxidase-dependent signaling in endothelial cells: role in physiology and pathophysiology. // Antioxidants & redox signaling. 2009. Vol. 11, №4. P. 791-810.

145. Frixen U, Behrens J, Sachs M et al. E-cadherin-mediated cell-cell adhesion prevents invasiveness of human carcinoma cells. // The Journal of cell biology. 1991. Vol. 113, №1. P.173-185.

36§

146. Fujii T, Yonemitsu Y, Onimaru M et al. Nonendothelial mesenchymal cell-derived MCP-1 is required for FGF-2-mediated therapeutic neovascularization: critical role of the inflammatory/arteriogenic pathway. // Arterioscler Thromb Vase Biol. 2006. №26. P. 2483-2489.

147. Fuller T, Korff T, Kilian A et al. Forward EphB4 signaling in endothelial cells controls cellular repulsion and segregation from EphrinB2 positive cells. // J Cell Sci. 2003. №116. P.2461-2470.

148. Gabri M, Mazorra Z, Ripoil G et al. Complete antitumor protection by perioperative immunization with GM3/VSSP vaccine in a preclinical mouse melanoma model. // Clinical cancer research. 2006. Vol. 12, №23. P. 7092-7098.

149. Gaengel K, Genov'e G, Armulik A, Betsholtz C. Endothelial-mural cell signaling in vascular development and angiogenesis. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 2009. Vol. 29, №5. P. 630-638.

150. Galvez B, Genis L, Matias-Roman S et al. Membrane type 1-matrix metalloproteinase is regulated by chemokines monocyte-chemoat- tractant protein-l/ccl2 and interleukin-8/CXCL8 in endothelial cells during angiogenesis. // J Biol Chem. 2005. №280. P. 12921298.

151. Ganju R, Brubaker S, Meyer J et al. The alpha-chemokine, stromal cell-derived factor-

1 alpha, binds to the transmembrane G-protein-coupled CXCR-4 receptor and activates multiple signal transduction pathways. // Journal of Biological Chemistry. 1998. Vol. 273, №36. P. 23169-23175.

152. Ganzler S, Redies C. R-cadherin expression during nucleus formation in chicken forebrain neuromeres. // The Journal of neuroscience. 1995. Vol. 15, №6. P. 4157-4172.

153. Garcia C, Poletti E, Crowson A. Basosquamous carcinoma. // Journal of the American Academy of Dermatology. 2009. Vol. 60, №1. P. 137-143.

154. Garkavtsev I, Kozin S, Chemova О et al. The candidate tumour suppressor protein ING4 regu- lates brain tumour growth and angiogenesis. // Nature. 2004. №428. P. 328-332.

155. Gavard J, Gutkind J. VEGF controls endothelial-cell permeability by promoting the betaarrestin-dependent endocytosis of VE-cadherin. // Nature cell biology. 2006. Vol. 8, №11. P. 1223-1234.

156. Gengrinovitch S, Greenberg S, Cohen T et al. Platelet factor-4 inhibits the mitogenic activity of VEGF121 and VEGF165 using several concurrent mechanisms. // J Biol Chem. 1995. №270. P. 15059-15065.

157. George S, Beeching C. Cadherin: catenin complex: a novel regulator of vascular smooth muscle cell behaviour. // Atherosclerosis. 2006. Vol. 188, №1. P. 1-11.

158. Geretti E, Shimizu A, Klagsbrun M. Neuropilin structure governs VEGF and semaphorin binding and regulates angiogenesis. // Angiogenesis. 2008. №11. P. 31-39.

159. Gerety S, Wang H, Chen Z, Anderson D. Symmetrical mutant phenotypes of the receptor EphB4 and its specific transmembrane ligand ephrin-B2 in cardiovascular development. // Mol. Cell. 1999. №4. P. 403^114.

160. Gerhardt H, Betsholtz C. Endothelial-pericyte interactions in angiogenesis. // Cell Tissue Res. 2003. №314. P. 15-23.

161. Gerhardt H, Semb H. Pericytes: gatekeepers in tumour cell metastasis? // Journal of molecular medicine. 2008. Vol. 86, №2. P. 135-144.

162. Ghosh S, Joshi M, Ivanov D et al. Use of multicellular tumor spheroids to dissect endothelial cell-tumor cell interactions: a role for T-cadherin in tumor angiogenesis. // FEBS letters. 2007. Vol. 581, №23. P. 4523-4528.

163. Ghosh S., Brown R., Jones J. C. et al. Urinary-type plasminogen activator (uPA) expression and uPA receptor localization are regulated by alpha 3beta 1 integrin in oral keratinocytes.l. // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, №31. P. 23869-23876.

164. Gilbert S, Singer S. Developmental Biology, Eighth Edition. Sinauer Associates, 2006.

165. Gloushankova N. Changes in regulation of cell—cell adhesion during tumor transformation. // Biochemistry (Moscow). 2008. Vol. 73, №7. P. 742-750.

166. Godic A. New approaches to psoriasis treatment. // Acta Dermatovenerologica. 2004. Vol. 13, №2. P. 50-57.

167. Godt D, Tepass U. Drosophila oocyte localization is mediated by differential cadherin-based adhesion. //Nature. 1998. Vol. 395, №6700. P. 387-391.

168. Go)dstein J, Brown M, Anderson R, Russell D, Schneider W. Receptor-mediated endocytosis: concepts emerging from the LDL receptor system. // Annual review of cell biology. 1985. Vol. 1,№1. P. 1-39.

169. Gomes D, Rodrigues M, Leite M et al. c-Met must translocate to the nucleus to initiate calcium signals. // Journal of biological chemistry. 2008. Vol. 283, №7. P. 4344-4351.

170. Gorovoy M, Niu J, Bernard О et al. LIM kinase 1 coordinates microtubule stability and actin polymerization in human endothelial cells. // Journal of biological chemistry. 2005. Vol. 280, №28. P. 26533-26542.

171. Gory-Faure S, Prandini M, Pointu H et al. Role of vascular endothelial-cadherin in vascular morphogenesis. // Development. 1999. Vol. 126, №10. P. 2093-2102.

172. Gotsch U, Borges E, Bosse R et al. VE-cadherin antibody accelerates neutrophil recruitment in vivo. // Journal of cell science. 1997. Vol. 110, №5. P. 583-588.

173. Gotthardt M, Trommsdorff M, Nevitt M. Interactions of the low density lipoprotein receptor gene family with cytosolic adaptor and scaffold proteins suggest diverse biological functions in cellular communication and signal transduction. // J.Biol.Chem.

2000. Vol. 275, №33. P. 25616-25624.

174. Gray-Schopfer V, Wellbrock C, Marais R. Melanoma biology and new targeted therapy. // Nature. 2007. Vol. 445, №7130. P. 851-857.

175. Green A, Harwood C, Lear J, Proby C, Sinnya S, Soyer H. Skin cancer prevention: recent evidence from randomized controlled trials. // Current dermatology reports. 2012. Vol. 1, №3. P. 123-130.

176. Grunewald M, Avraham I, Dor Y et al. VEGF-induced adult neovascularization: recruitment, retention, and role of accessory cells. // Cell. 2006. №124. P. 175-189.

578. Grynkiewicz G, Poenie M, Tsien R. A new generation of Ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties. // Journal of biological chemistry. 1985. Vol. 260, №6. P. 3440-3450

177. Guleng B, Tateishi K, Ohta M et al. Blockade of the stromal cell-derived factor-l/CXCR4 axis attenuates in vivo tumor growth by inhibiting angiogenesis in a vascular endothelial growth factor-independent manner. // Cancer Res. 2005. №65. P. 5864-5871.

178. Gumbiner B. Regulation of cadherin adhesive activity. // The Journal of cell biology. 2000. Vol. 148, №3.P. 399-404.

179. Gumbiner В. Regulation of cadherin adhesive activity. // The Journal of cell biology.

2000. Vol. 148, №3. P. 399-404

180. Gumbiner B. Regulation of cadherin-mediated adhesion in morphogenesis. // Nature reviews Molecular cell biology. 2005. Vol. 6, №8. P. 622-634.

181. Gumbiner B. Regulation of cadherin-mediated adhesion in morphogenesis. // Nature reviews Molecular cell biology. 2005. Vol. 6, №8. P. 622-634

182. Gumbiner B. Signal transduction of beta-catenin. // Current opinion in cell biology. 1995. Vol. 7,№5. P. 634-640

183. Guo M, Breslin J, Wu M, Gottardi C, Yuan S. VE-cadherin and beta-catenin binding dynamics during histamine-induced endothelial hyperpermeability. // American journal of physiology-cell physiology. 2008. Vol. 294, №4. P. 977-984.

184. Guo T, McCay J, Zhang L et al. Genistein modulates immune responses and increases host resistance to Bl 6F10 tumor in adult female B6C3F1 mice. // The Journal of nutrition.

2001. Vol. 131, №12. P. 3251-3258.

185. Gupta S, Lysko P, Pillarisetti К et al. Chemokine receptors in human endothelial cells. Functional expression of CXCR4 and its transcriptional regulation by inflammatory cytokines. // J Biol Chem. 1998. №273. P. 4282-4287.

186. Guthrie S. Neuronal development: sorting out motor neurons. // Current biology. 2002. Vol. 12,№14. P. 488-490.

187. Gutmann D, Wu Y, Hedrick N, Zhu Y, Guha A, Parada L. Heterozygosity for the neurofibromatosis 1 (NF1) tumor suppressor results in abnormalities in cell attachment, spreading and motility in astrocytes. // Human molecular genetics. 2001. Vol. 10, №26. P. 3009-3016.

188. Haass N, Herlyn M. Normal human melanocyte homeostasis as a paradigm for understanding melanoma. // The journal of investigative dermatology SP. 2005. Vol. 10, №2. P. 153-163.

189. Halaban R, Rubin J S, White W Met and HGF-SF in normal melanocytes and melanoma cells. // EXS. 1993. Vol. 65. P. 329-339.

190. Hall A. Rho GTPases and the actin cytoskeleton. // Science. 1998. Vol. 279, №5350. P. 509-514.

191. Hamada К, Oike Y, Ito Y et al. Distinct roles of ephrin-B2 forward and EphB4 reverse signaling in endothelial cells. // Arterioscler. Thromb. Vase. Biol. 2003. №23. P. 190-197.

192. Hanahan D, Folkman J. Patterns and emerging mechanisms of the angiogenic switch during tumorigenesis. // Cell. 1996. Vol. 86, №3. P. 353-364.

193. Hanahan D, Weinberg R. The hallmarks of cancer. // Cell. 2000. Vol. 100, №1. P. 57-70

194. Hansell P, Maione T, Borgstrom P. Selective binding of platelet factor 4 to regions of active angiogenesis in vivo. // Am J Physiol. 1995. №269. P. 829-836.

195. Hansson GK. Inflammation, atherosclerosis, and coronary artery disease. // N Engl J Med.

2005. Vol. 352, № 16. P. 1685-95.

196. Hasan J, Byers R, Jayson G. Intra-tumoural micro vessel density in human solid tumours. // British journal of cancer. 2002. Vol. 86, №10. P. 1566-1577.

197. Havel R, Eder H, Bragdon J. The distribution and chemical composition of ultracentrifugally separated lipoproteins in human serum. // Journal of clinical investigation. 1955. Vol. 34, №9. P. 1345.

198. Hebbard L, Garlatti M, Young L, Cardiff R, Oshima R, Ranscht B. T-cadherin supports angiogenesis and adiponectin association with the vasculature in a mouse mammary tumor model. // Cancer research. 2008. Vol. 68, №5. P. 1407-1416.

199. Hedgecock E, Culotti J, Hall D. The unc-5, unc-6, and unc-40 genes guide circumferential migrationsof pioneer axons and mesodermal cells on the epidermis in C.elegans. // Neuron. 1990. №4. P. 61-85.

200. Helbling P, Saulnier D, Brandli A. The receptor tyrosine kinase EphB4 and ephrin-B ligands restrict angiogenic growth of embryonic veins in Xenopus laevis. Development. 2000. №127. P. 269-278.

201. Hellberg C, Ostman A, Heldin C. PDGF and vessel maturation. // Recent results cancer research. 2010. Vol.180. P. 103-114.

202. Hendrix M, Seftor E, Hess A, Seftor R. Molecular plasticity of human melanoma cells. // Oncogene. 2003. Vol. 22, №20. P. 3070-3075.

203. Hendrix M, Seftor E, Meltzer P et al. Expression and functional significance of VE-cadherin in aggressive human melanoma cells: role in vasculogenic mimicry. // Proceedings of the national academy of sciences. 2001. Vol. 98, №14. P. 8018-8023.

204. Heymans S, Luttun A, Nuyens D et al. Inhibition of plasminogen activators or matrix metalloproteinases prevents cardiac rupture but impairs therapeutic angiogenesis and causes cardiac failure. //Nat Med. 1999. Vol. 5, №10. P. 1135-1142.

205. Hibi K, Nakayama H, Kodera Y, Ito K, Akiyama S, Nakao A. CDH13 promoter region is specifically methylated in poorly differentiated colorectal cancer. // British journal of cancer. 2004. Vol. 90, №5. P. 1030-1033.

206. Hill C, Wynne J, Treisman R. The Rho family GTPases RhoA, Rael, and CDC42Hsregulate transcriptional activation by SRF. // Cell. 1995. Vol. 81, №7. P. 11591170.

207. Hoang S, Liauw J, Choi M et al. Netrin-4 enhances angiogenesis and neurologic outcome after cerebral ischemia. // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2008. №29. P. 385-397.

208. Hodivala-Dilke K. alphavbeta3 integrin and angiogenesis: a moody integrin in a changing environment. // Current opinion in cell biology. 2008. Vol. 20, №5. P. 514-519.

209. Holash J, Wiegand S, Yancopoulos G. New model of tumor angiogenesis: dynamic balance between vessel regression and growth mediated by angiopoietins and VEGF. // Oncogene. 1999. Vol. 18, №38. P. 5356-5362.

210. Holmgren L, O'Reilly M, Folkman J. Dormancy of micrometastases: balanced proliferation and apoptosis in the presence of angiogenesis suppression. // Nature medicine. 1995. Vol. 1,№2. P. 149-153.

211. Honda H, Wakamatsu B, Goldhaber J, Berliner J, Navab M, Weiss J. High-density lipoprotein increases intracellular calcium levels by releasing calcium from internal stores in human endothelial cells. // Atherosclerosis. 1999. Vol. 143, №2. P. 299-306.

212. Hordijk P, Anthony E, Mui F, Rientsma R, Oomen L, Roos D. Vascular-endothelial-cadherin modulates endothelial monolayer permeability. // Journal of cell science. 1999. Vol. 112,№12. P. 1915-1923.

37^

213. Horton L, Yu Y, Zaja-Milatovic S et al. Opposing roles of murine duffy antigen receptor for chemokine and murine CXC chemokine receptor-2 receptors in murine melanoma tumor growth. // Cancer Res. 2007. №67. P. 9791-9799.

214. Hotary K, Allen E, Brooks P, Datta N, Long M, Weiss S. Membrane type I matrix metalloproteinase usurps tumor growth control imposed by the three-dimensional extracellular matrix. // Cell. 2003. Vol. 114, №1. P. 33-45.

215. Hsu M, Meier F, Nesbit M et al. E-cadherin expression in melanoma cells restores keratinocyte-mediated growth control and down-regulates expression of invasion-related adhesion receptors. // The American journal of pathology. 2000. Vol. 156, №5. P. 15151525.

216. Hsu M, Shih D, Meier F et al. Adenoviral Gene Transfer of beta3 Integrin Subunit Induces Conversion from Radial to Vertical Growth Phase in Primary Human Melanoma. // The American journal of pathology. 1998. Vol. 153, №5. P. 1435-1442.

217. Huang Z, Wu Y, Hedrick N, Gutmann D. T-cadherin-mediated cell growth regulation involves G2 phase arrest and requires p21CIPl/WAFl expression. // Molecular and cellular biology. 2003. Vol. 23, №2. P. 566-578.

218. Huber A, Kolodkin A, Ginty D, Cloutier J. Signaling at the growth cone: ligand-receptor complexes and the control of axon growth and guidance. // Annu Rev Neurosci. 2003. №26. P. 509 -563.

219. Huber T, Kouskoff V, Fehling H, Palis J, Keller G. Haemangioblast commitment is initiated in the primitive streak of the mouse embryo. // Nature. 2004. Vol. 432, №7017. P. 625-630.

220. Hudry-Clergeon H, Stengel D, Ninio E, Vilgrain I. Platelet-activating factor increases VE-cadherin tyrosine phosphorylation in mouse endothelial cells and its association with the Ptdlns3'-kinase. // The FASEB journal. 2005. Vol. 19, №6. P. 512-520.

221 .Hug C, Wang J, Ahmad N, Bogan J, Tsao T, Lodish H. T-cadherin is a receptor for hexameric and high-molecular-weight forms of АсгрЗО/adiponectin. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2004. Vol. 101, №28. P. 10308-10313.

37^

222. Hung S, Pochampally R, Chen S et aL Angiogenic effects of human multipotent stromal cell conditioned medium activates the PI3K-Akt pathway in hypoxic endothelial cells to inhibit apoptosis, increase survival, and stimulate angiogenesis. // Stem Cells. 2007. Vol. 25, №9. P. 2363-2370.

223. Hwang J, Kim C, Son К et al. Angiogenic activity of human CC chemokine CCL15 in vitro and in vivo. // FEBS Lett. 2004. №570. P. 47-51.

224. Hwang J, Son K, Kim C et al. Human CC chemokine CCL23, a ligand for CCR1, induces endothelial cell migration and promotes angiogenesis. // Cytokine. 2005. №30. P. 254-263

225.Imhof B, Aurrand-Lions M. Angiogenesis and inflammation face off. // Nature Medicine.

2006. Vol. 12, №2. P. 171-172.

226.Iruela-Arispe M, Davis G. Cellular and molecular mechanisms of vascular lumen formation. // Developmental cell. 2009. Vol. 16, №2. P. 222-231.

227.1shihara K, Saida T, Yamamoto A. Updated statistical data for malignant melanoma in Japan. // International journal of clinical oncology. 2001. Vol. 6, №3. P. 109-116.

228.Ito H. Chemokines in mesenchymal stem cell therapy for bone repair: a novel concept of recruiting mesenchymal stem cells and the possible cell sources. // Modem rheumatology. 2011. Vol. 21, №2. P. 113-121.

229.Ivanov D, Philippova M, Allenspach R, Erne P, Resink T. T-cadherin upregulation correlates with cell-cycle progression and promotes proliferation of vascular cells. // Cardiovascular research. 2004. Vol. 64, №1. P. 132-143.

230.Ivanov D, Philippova M, Antropova J et al. Expression of cell adhesion molecule T-cadherin in the human vasculature. // Histochemistry and cell biology. 2001. Vol. 115, №3. P.231-242.

231. Jain R, Carmeliet P. Vessels of death or life. // ScientiEc American. 2001. Vol. 285, №6. P. 38.

232. Jain R. Molecular regulation of vessel maturation. // Nature medicine. 2003. Vol. 9, №6. P. 685-693.

233. Jang Y, Lincoff A, Plow E, Topol E. Cell adhesion molecules in coronary artery disease. // Journal of the American college of cardiology. 1994. Vol. 24, №7. P. 1591-1601

37^

234. Johnson J. Cell adhesion molecules in the development and progression of malignant melanoma. // Cancer and Metastasis Reviews. 1999. Vol. 18, №3. P. 345-357.

235. Jones B, McTaggart S. Immunosuppression by mesenchymal stromal cells: from culture to clinic. // Exp Hematol. 2008. Vol. 36, №6. P. 733-741.

236. Jones C, Nishiya N, London N et al. Slit2-Robo4 signaling promotes vascular stability by blocking Arf6 activity. // Nat. Cell Biol. 2009. №11. P. 1325-1331.

237. Joris I, Zand T, Nunnari J et al. Studies on the pathogenesis of atherosclerosis. I. Adhesion and emigration of mono- nuclear cells in the aorta of hypercholesterolemic rats. // Am J Pathol. 1983. №113. P. 341-358.

238. Jorizzo J, Camey P, Ko W, Robins P, Weinkle S, Werschler W. Treatment options in the management of actinic keratosis. // Cutis. 2004. Vol. 74 P. 9-17.

239. Joshi M, Ivanov D, Philippova M, Erne P, Resink T. Integrin-linked kinase is an essential mediator for T-cadherin-dependent signaling via Akt and GSK3 in endothelial cells. // The FASEB Journal. 2007. Vol. 21, №12. P. 3083-3095.

240. Joshi M, Philippova M, Ivanov D, Allenspach R, Eme P, Resink T. T-cadherin protects endothelial cells from oxidative stress-induced apoptosis. // The FASEB journal. 2005. Vol. 19,№12. P. 1737-1739.

241. Kalwitz G, Andreas K, Endres M et al. Chemokine profile of human serum from whole blood: migratory effects of CXCL-10 and CXCL-11 on human mesenchymal stem cells. // Connective tissue research. 2010. Vol. 51, №2. P. 113-122.

242. Kandimalla K, Scott O, Fulzele S, Davidson M, Poduslo J. Mechanism of neuronal versus endothelial cell uptake of Alzheimer's disease amyloid ? protein. // PLoS ONE. 2009. Vol. 4, №2. P. 4627.

243. Kaplan D. Distinct regions of the cadherin cytoplasmic domain are essential for functional interaction with galpha 12 and beta -catenin. // Journal of biological chemistry. 2001. Vol. 276, №47. P. 44037-44043.

244. Kaplan R et al. VEGFR1-positive haematopoietic bone marrow progenitors initiate the premetastatic niche. // Nature. 2005. №438, P. 820-827.

245.Kapustin A, Stepanova V, Aniol N et al. Fibulin-5 binds urokinase-type plasminogen activator and mediates urokinase-stimulated betal-integrin-dependent cell migration. // Biochemical Journal. 2012. Vol. 443, №2. P. 491-503.

246.Kasama T, Muramatsu M, Kobayashi К et al. Interaction of monocytes with vascular endothelial cells synergisti- cally induces interferon gamma-inducible protein 10 expression through activation of specific cell surface molecules and cytokines. // Cell Immunol. 2002. №219. P. 131-139.

247. Kawakami M, Staub J, Clibi W et al. Involvement of H-cadherin (CDH13) on 16q in the region of frequent deletion in ovarian cancer. // Int. J. Oncol. 1999. №15. P. 715-720.

248. Keehn C, Smoller B, Morgan M. Ets-1 immunohistochemical expression in non-melanoma skin carcinoma. // Journal of cutaneous pathology. 2004. Vol. 31, №1. P. 8-13

249. Keeley EC, Mehrad B, Stricter RM Chemokines as mediators of neovascularization. // Arterioscler Thromb Vase Biol. 2008. №28. P. 1928-1936.

250. Kelley J, Rozek M, Suenram C, Schwartz C. Activation of human peripheral blood monocytes by lipoproteins. // The American journal of pathology. 1988. Vol. 130, №2. P. 223-231.

251. Kenessey I, Keszthelyi M, Kramer Z et al. Inhibition of c-Met with the specific small molecule tyrosine kinase inhibitor SU11274 decreases growth and metastasis formation of experimental human melanoma. // Current cancer drug targets. 2010. Vol. 10, №3. P. 332342.

252. Keynes R, Stem C, others. Segmentation in the vertebrate nervous system. // Nature. 1984. Vol. 310, №5980. P. 786-789.

253. Kiedrowski L N-Methyl-d-aspartate excitotoxicity: Relationships among plasma membrane potential, NaVCa^ exchange, mitochondrial Ca^ overload and cytoplasmic concentrations of Са^, and K*\ // Mol Pharmacol. 1999. Vol. 56. P. 619-632.

254. Kim J, Han J, Shim Y et al. Abberant methylation of H-cadherin (CDH13) promoter is associated with tumor progression in primary nonsmall cell lung carcinoma. // Cancer.

. 2005. Vol. 104, №9. P. 1825-1833.

255. Kimura Y, Matsunami H, Takeichi M. Expression of cadherin-11 delineates boundaries, neuromeres, and nuclei in the developing mouse brain. // Developmental dynamics. 1996. Vol. 206, №4. P. 455-462.

256. Kinnaird T, Stabile E, Burnett M et al. Marrow-derived stromal cells express genes encoding a broad spectrum of arteriogenic cytokines and promote in vitro and in vivo arteriogenesis through paracrine mechanisms. // Circulation research. 2004. Vol. 94, №5. P.678-685.

257. Kirchheimer J, Wojta J, Christ G et al. Functional inhibition of endogenously produced urokinase decreases cell proliferation in a human melanoma cell line. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. № 86. P. 5424-5428.

258. Klopp A, Gupta A, Spaeth E, Andreeff M, Marini F. Concise review: Dissecting a discrepancy in the literature: do mesenchymal stem cells support or suppress tumor growth? // Stem cells. 2011. Vol. 29, №1. P. 11-19.

259. Knudson W, Biswas C, Toole B. Interactions between human tumor cells and fibroblasts stimulate hyaluronate synthesis. // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1984. Vol. 81, №21. P. 6767-6771.

260. Kobayashi K, Inoguchi T, Sonoda N, Sekiguchi N, Nawata H. Adiponectin inhibits the binding of low-density lipoprotein to biglycan, a vascular proteoglycan. // Biochemical and biophysical research communications. 2005. Vol. 335, №1. P. 66-70.

261. Koch A, Fong T, Volpert О et al. Interleukin-4 is an inhibitor of angiogenesis. // Arthtritis Rheum. 1996. №39. P. S304.

262. Koch A, Polverini P, Kunkel S et al. Interleukin-8 as a macrophage-derived mediator of angiogenesis. // Science. 1992. Vol. 258, №5089. P. 1798-1801.

263. Koch A, Volin M, Woods J et al. Regulation of angiogenesis by the C-X-C chemokines interleukin-8 and epithelial neutrophil activating peptide 78 in the rheumatoid joint. // Arthritis Rheum. 2001. №44. P. 31^10.

264. Kohgo Y, Lynch M, Rueda B, Chung D. Induction of interleukin-8 preserves theangiogenic response in HIF-lalpha-deficient colon cancer cells. // Nat Med. 2005. №11. P. 992-997.

265. Koller E, Ranscht B. Differential targeting of T-and N-cadherin in polarized epithelial cells. // Journal of Biological Chemistry. 1996. Vol. 271, №47. P. 30061-30067.

266. Kolodgie F, Finn A, Narula J, Virmani R. Atherosclerotic plaque angiogenesis as a mechanism of intraplaque hemorrhage and acute coronary rupture. // Therapeutic angiogenesis for vascular diseases. 2010. P. 213-236.

267. Kolodkin A, Matthes D, O'Connor T et al. Fasciclin IV: sequence, expression, and function during growth cone guidance in the grasshopper embryo. // Neuron. 1992. №9. P. 31^15.

268. Komarova Y, Malik A. Regulation of endothelial permeability via paracellular and transcellular transport pathways. // Annual review of physiology. 2010. Vol. 72 P. 463493.

269. Kondratiev S, Gnepp D, Yakirevich E et al. Expression and prognostic role of MMP2, MMP9, MMP13, and MMP14 matrix metalloproteinases in sinonasal and oral malignant melanomas. // Human pathology. 2008. Vol. 39, №3. P. 337-343.

270. Korematsu K, Redies C. Restricted expression of cadherin-8 in segmental and functional subdivisions of the embryonic mouse brain. // Developmental dynamics. 1997. Vol. 208, №2. P. 178-189.

271. Kouklis P, Konstantoulaki M, Malik A. VE-cadherin-induced Cdc42 signaling regulates formation of membrane protrusions in endothelial cells. // Journal of biological chemistry. 2003. Vol. 278, №18. P. 16230-16236.

272. Koutsouki E, Beeching C, Slater S, Blaschuk O, Sala-Newby G, George S. N-cadherin-dependent cell-cell contacts promote human saphenous vein smooth muscle cell survival. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 2005. Vol. 25, №5. P. 982-988.

273. Kovacs E, Ali R, McCormack A, et al. E-cadherin homophilic ligation directly signals through Rac and phosphatidylinositol 3-kinase to regulate adhesive contacts. // Journal of biological chemistry. 2002. Vol. 277, №8. P. 6708-6718.

274. Kronstein R, Seebach J, Grossklaus S et al. Caveolin-1 opens endothelial cell junctions by targeting catenins. // Cardiovascular research. 2012. Vol. 93, №1. P. 130-140.

373

275. Kuchelmeister C, Schaumburg-Lever G, Garbe C. Acral cutaneous melanoma in Caucasians: clinical features, histopathology and prognosis in 112 patients. // British journal of dermatology. 2000. Vol. 143, №2. P. 275-280.

276. Kudrjashova E, Bashtrikov P, Bochkov V et al. Expression of adhesion molecule T-cadherin is increased during neointima formation in experimental restenosis. // Histochemistry and cell biology. 2002. Vol. 118, №4. P. 281-290.

277. Kuijper S, Turner C, Adams R. Regulation of angiogenesis by Eph-ephrin interactions. // Trends in cardiovascular medicine. 2007. Vol. 17, №5. P. 145-151.

278. Kuphal S, Martyn A, Pedley J et al. H-Cadherin expression reduces invasion of malignant melanoma. // Pigment cell & melanoma research. 2009. Vol. 22, №3. P. 296-306.

279. Kurzen H, Munzing I, Hartschuh W. Expression of desmosomal proteins in squamous cell carcinomas of the skin. // Journal of cutaneous pathology. 2003. Vol. 30, №10. P. 621-630.

280. Kutay U, Guttinger S. Leucine-rich nuclear-export signals: bom to be weak. // Trends in cell biology. 2005. Vol. 15, №3. P. 121-124.

281. Kuzmenko Y, Bochkov V, Philippova M, Tkachuk V, Resink T. Characterization of an atypical lipoprotein-binding protein in human aortic media membranes by ligand blotting. // Biochemistry journal. 1994. Vol. 303 P. 281-287.

282. Kuzmenko Y, Kern F, Bochkov V, Tkachuk V, Resink T. Density-and proliferation statusdependent expression of T-cadherin, a novel lipoprotein-binding glycoprotein: a function in negative regulation of smooth muscle cell growth? // FEBS letters. 1998. Vol. 434, №1. P. 183-187.

283. Kuzuya M, Iguchi A Role of matrix metalloproteinases in vascular remodeling. // J. Atheroscler. Thromb. 2003. Vol. 10, № 5. P. 275-282.

284. Lackmann M. Mechanisms and functions of Eph receptor signaling. Handbook of Cell Signaling, Three Volume Set 2 ed. 2010. Elsevier. Chapter 62. P.443-449.

285. Lamalice L, Le Boeuf F, Huot J. Endothelial cell migration during angiogenesis. // Circ Res. 2007. Vol. 100, №6. P. 782-794.

286. Lampugnani M, Dejana E. Interendothelial junctions: structure, signalling and functional roles. // Current opinion in cell biology. 1997. Vol. 9, №5. P. 674-682

37.

287. Lampugnani M, Zanetti A, Breviario F et aL VE-cadherin regulates endothelial actin activating Rac and increasing membrane association of Tiam. // Molecular biology of the cell. 2002. Vol. 13, №4. P. 1175-1189.

288. Lanahan A, Hermans K, Claes F et al. VEGF receptor 2 endocytic trafficking regulates arterial morphogenesis. // Developmental cell. 2010. Vol. 18, №5. P. 713-724.

289. Larrivee B, Freitas C, Suchting S et al. Guidance of vascular development: lessons from the nervous system. // Circ Res. 2009. Vol. 104, №4. P. 428-441.

290. Lasagni L, Francalanci M, Annunziato F et al. An alternatively spliced variant of CXCR3 mediates the inhibition of endothelial cell growth induced by IP-10, Mig, and 1-TAC, and acts as functional receptor for platelet factor 4. // J Exp Med. 2003. №197. P. 1537-1549.

291. Lebwohl M, Dinehart S, Whiting D et al. Imiquimod 5% cream for the treatment of actinic keratosis: results from two phase III, randomized, double-blind, parallel group, vehicle-controlled trials. // Journal of the American academy of dermatology. 2004. Vol. 50, №5. P.714-721.

292. Lee H, Blasco M, Gottlieb G et al. Essential role of mouse telomerase in highly proliferative organs. //Nature. 1998. Vol. 392, №6676. P. 569-574

293. Lee S, Chen T, Barber C et al. Autocrine VEGF signaling is required for vascular homeostasis. // Cell. 2007. Vol. 130, №4. P. 691-703.

294. Lee S. H-cadherin, a novel cadherin with growth inhibitory functions and diminished expression in human breast cancer. // Nature medicine. 1996. Vol. 2, №7. P. 776-782.

295. Lee Y, Kim D, Lee S, Kim D, Nam H, Cho M. Expression of the c-Met proteins in malignant skin cancers. // Annals of dermatology. 2011. Vol. 23, №1. P. 33-38.

296. Leong D., Hutmacher D., Chew F., and Lim T. Viability and adipogenic potential of human adipose tissue processed cell population obtained from pump-assisted and syringe-assisted liposuction// Journal of Dermatological Science, 2005. Vol. 37, №3. P. 169-176.

297. Li A, Dubey S, Varney M et al. IL-8 directly enhanced endothelial cell survival, proliferation, and matrix metalloproteinases production and regulated angiogenesis. // J Immunol. 2003. №170. P. 3369-3376.

298. Li G, Herlyn M. Dynamics of intercellular communication during melanoma development. // Molecular medicine today. 2000. Vol. 6, №4. P. 163-169.

299. Li H, Cybulsky M, Gimbrone M, Libby P. An atherogenic diet rapidly induces VCAM-1, a cytokine-regulatable mononuclear leukocyte adhesion molecule, in rabbit aortic endothelium. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 1993. Vol. 13, №2. P. 197-204.

300. Li M, Ransohoff R. The roles of chemokine CXCL12 in embryonic and brain tumor angiogenesis. // Semin Cancer Biol. 2009. №19. P. 111-115.

301. Lijnen H, Maquoi E, Hansen L et al. Matrix metalloproteinase inhibition impairs adipose tissue development in mice. // Arterioscler. Thromb. Vase. Biol. 2002. Vol. 22, № 3. P. 374-379

302. Lijnen H, Van Hoef B, Nelles L et al. Plasminogen activation with single-chain urokinasetype plasminogen activator (scu-PA). Studies with active site mutagenized plasminogen (Ser740-Ala) and plasmin-resistant scu-PA (Lysl58-Glu). // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 9. P. 5232-5236.

303. Lilien J, Balsamo J, Arregui C, Xu G. Turn-off, drop-out: Functional state switching of cadherins. // Developmental dynamics. 2002. Vol. 224, №1. P. 18-29.

304. Linask K, Lash J. Precardiac cell migration: fibronectin localization at mesodermendoderm interface during directional movement. // Developmental biology. 1986. Vol. 114,№1.P. 87-101.

305. Lloyd-Jones D, Adams R, Camethon M et al. Heart disease and stroke statistics - 2009 update a report from the American heart association statistics committee and stroke statistics subcommittee. // Circulation. 2009. Vol. 119, №3. P. 21-181.

306. Losordo D, Dimmeler S. Therapeutic angiogenesis and vasculogenesisfor ischemic disease. Part I: angiogenic cytokines. // Circulation. 2004. №109. P. 2487-2491.

307. Lozano R, Naghavi M, Foreman К et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the global burden of disease study 2010. // The Lancet. 2013. Vol. 380, №9859. P. 2095-2128

ж I

308. Lund H. Metastasis from sun-induced squamous-сеП carcinoma of the skin: an uncommon event. // The Journal of dermatologic surgery and oncology. 1984. Vol. 10, №3. P. 169174.

309. Luo Y, Raible D, Raper J. Collapsin: a protein in brain that induces the collapse and paralysis of neuronal growth cones. // Cell. 1993. №75. P. 217-227.

310. Ma J, Wang Q, Fei T et al. MCP-1 mediates TGF-beta-induced angiogenesis by stimulating vascular smooth muscle cell migration. // Blood. 2007. №109. P. 987-994.

31 l.Ma Z, Webb D, Jo M, Gonias S. Endogenously produced urokinase-type plasminogen activator is a major determinant of the basal level of activated ERK/MAP kinase and prevents apoptosis in MDA-MB-231 breast cancer cells. // J. Cell Sei. 2001. №114. P. 3387-3396.

312. Macia E, Ehrlich M, Massol R, Boucrot E, Brunner C, Kirchhausen T. Dynasore, a cell-permeable inhibitor of dynamin. // Developmental cell. 2006. Vol. 10, №6. P. 839-850.

313. Maekawa H, Oike Y, Kanda S et al. Ephrin-B2 induces migration of endothelial cells through the phosphatidylinositol-3 kinase pathway and promotes angiogenesis in adult vasculature. //Arterioscler. Thromb. Vase. Biol. 2003. №23. P. 2008-2014.

314. Maekawa M, Ishizaki T, Boku S et al. Signaling from Rho to the actin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. // Science. 1999. Vol. 285, №5429. P. 895-898.

315. Maione T, Gray G, Petro J et al. Inhibition of angiogenesis by recombinant human platelet factor-4 and related peptides. // Science. 1990. Vol. 247, №4938. P. 77-79.

316. Maisonpierre P, Suri C, Jones P et al. Angiopoietin-2, a natural antagonist for Tie2 that disrupts in vivo angiogenesis. // Science. 1997. Vol. 277, №5322. P. 55-60.

317. Maloney M. Histology of basal cell carcinoma. // Clinics in dermatology. 1995. Vol. 13, №6. P. 545-549.

318. Maniotis A, Folberg R, Hess A et al. Vascular channel formation by human melanoma cells in vivo and in vitro: vasculogenic mimicry. // The American journal of pathology. 1999. Vol. 155, №3. P. 739-752.

38^

319. Martin D, Galisteo R, Gutkind J. CXCL8/IL8 stimulates vascular endothelial growth factor (VEGF) expression and the autocrine activation of VEGFR2 in endothelial cells by activating NFkappaB through the CBM (Carma3/Bcll0/Maltl) complex. // J Biol Chem. 2009. №284. P. 6038-6042.

320. Martin-Rendon E, Hale S, Ryan D et al. Transcriptional profiling of human cord blood CD133 + and cultured bone marrow mesenchymal stem cells in response to hypoxia. // Stem Cells. 2007. Vol. 25, №4. P. 1003-1012.

321. Marumo T, Schini-Kerth V, Busse R. Vascular endothelial growth factor activates nuclear factor-kappaB and induces monocyte chemoattractant protein-1 in bovine retinal endothelial cells. // Diabetes. 1999. №48. P. 1131-1137.

322. Maruyama R, Toyooka S, Toyooka К et al. Aberrant promoter methylation profile of bladder cancer and its relationship to clinicopathological features. // Cancer research. 2001. Vol. 61, №24. P. 8659-8663.

323. Matsumoto K, Tajima H, Nakamura T. Hepatocyte growth factor is a potent stimulator of human melanocyte DNA synthesis and growth. // Biochemical and biophysical research communications. 1991. Vol. 176, №1. P. 45-51.

324. Matsumura T, Sakai M, Kobori S et al. Two intracellular signaling pathways for activation of protein kinase C are involved in oxidized low-density lipoprotein-induced macrophage growth. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 1997. Vol. 17, №11. P. 30133020

325. Matsunami H, Takeichi M. Fetal brain subdivisions defined by R-and E-cadherin expressions: evidence for the role of cadherin activity in region-specific, cell-cell adhesion. // Developmental biology. 1995. Vol. 172, №2. P. 466-478.

326. Matteucci E, Bendinelli P, Desiderio M. Nuclear localization of active HGF receptor Met in aggressive MDA-MB231 breast carcinoma cells. // Carcinogenesis. 2009. Vol. 30, №6. P.937-945.

327. Me Gary E, Lev D, Bar-Eli M. Cellular adhesion pathways and metastatic potential of human melanoma. // Cancer biology & therapy. 2002. Vol. 1, №5. P. 459-465.

328. Mehrad B, Keane M P, Strieter R. Chemokines as mediators of angiogenesis. // Thromb Haemost. 2007. №97. P. 755-762.

38^

329. Meilhac S, Esner M, Kerszberg M, Moss J, Buckingham M. Oriented clonal cell growth in the developing mouse myocardium underlies cardiac morphogenesis. // The Journal of cell biology. 2004. Vol. 164, №1. P. 97-109.

330. Mekkawy A, Pourgholami M, Morris D. Involvement of Urokinase-Type Plasminogen Activator System in Cancer: An Overview. // Med Res Rev. 2014. Vol. 34, №5. P. 918956

331. Melani M, Weinstein B. Common Factors RegulatingPatteming of the Nervousand Vascular Systems. // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2010. №26. P. 639-665.

332. Mellado M, Rodriguez-Frade J, Aragay A et al. The chemokine monocyte chemotactic protein 1 triggers Janus kinase 2 activation and tyrosine phosphorylation of the CCR2B receptor. // Journal of Immunology. 1998. Vol. 161, №2. P. 805-813.

333. Mendez-Ferrer S, Frenette P. Hematopoietic stem cell trafficking: regulated adhesion and attraction to bone marrow microenvironment. // Ann N Y Acad Sci. 2007. №1116. P. 392^113.

334. Menshikov M, Plekhanova O, Cai H et al. Urokinase plasminogen activator stimulates vascular smooth muscle cell proliferation via redox-dependent pathways. // Arterioscler Thromb Vase Bio. 2006. Vol. 26, №4. P. 801-807.

335. Mestas J, Burdick M, Reckamp К et al. The role of CXCR2/CXCR2 ligand biological axis in renal cell carcinoma. // J Immunol. 2005. №175. P. 5351-5357.

579. Miller A, Mihm M. Melanoma. // New England journal of medicine. 2006. Vol. 355, №1. P. 51-65

336. Mishra P, Mishra P, Humeniuk R et al. Carcinoma-associated fibroblast-like differentiation of human mesenchymal stem cells. // Cancer research. 2008. Vol. 68, №11. P. 4331-4339.

337. Morrison S, Kimble J. Asymmetric and symmetric stem-cell divisions in development and cancer. //Nature. 2006. Vol. 441, №7097. P. 1068-1074.

338. Mukheijee S, Tessema M, Wandinger-Ness A. Vesicular trafficking of tyrosine kinase receptors and associated proteins in the regulation of signaling and vascular function. // Circulation research. 2006. Vol. 98, №6. P. 743-756.

38

339. Mukhina S, Stepanova V, Traktouev D et al. The chemotactic action of urokinase on smooth muscle cells is dependent on its kringle domain characterization of interactions and contribution to chemotaxis. // Journal of biological chemistry. 2000. Vol. 275, №22. P. 16450-16458.

340. Mukoyama Y, Utani A, Matsui S, Zhou S, Miyachi Y, Matsuyoshi N. T-cadherin enhances cell-matrix adhesiveness by regulating betal integrin trafficking in cutaneous squamous carcinoma cells. // Genes to Cells. 2007. Vol. 12, №6. P. 787-796.

341. Mukoyama Y, Zhou S, Miyachi Y, Matsuyoshi N. T-cadherin negatively regulates the proliferation of cutaneous squamous carcinoma cells. // Journal of investigative dermatology. 2005. Vol. 124, №4. P. 833-838.

342. Munro J, Cotran R. The pathogenesis of atherosclerosis: ather- ogenesis and inflammation. // Lab Invest. 1988. №58. P. 249-261.

343. Murakami M et al. The FGF system has a key role in reg integrity. // J. Clin. Invest. 2008. Vol. 118, №10. P. 3355-3366.

344. Nagy J, Dvorak A, Dvorak H. VEGF-A and the induction of pathological angiogenesis. // Annual revew of pathology. 2007. Vol. 2 P. 251-275.

345. Nakagawa S, Takeichi M. Neural crest cell-cell adhesion controlled by sequential and subpopulation-specific expression of novel cadherins. // Development. 1995. Vol. 121, №5.P. 1321-1332.

346. Naldini L, Tamagnone L, Vigna E et al. Extracellular proteolytic cleavage by urokinase is required for activation of hepatocyte growth factor/scatter factor. // EMBO J. 1992. Vol. 11,№13.P. 4825-4833.

347. Natali P, Nicotra M, Di Renzo M et al. Expression of the c-Met/HGF receptor in human melanocytic neoplasms: demonstration of the relationship to malignant melanoma tumour progression. // British journal of cancer. 1993. Vol. 68, №4. P. 746-750.

348. Neufeld G, Kessler O. The semaphorins: versatile regulators of tumour progression and tumour angiogenesis. //Nature reviews cancer. 2008. Vol. 8, №8. P. 632-645.

349. Nguyen A, Cai H. Netrin-1 induces angiogenesis via a DCC-dependent ERKl/2-eNOS feed-forward mechanism. // Proc Natl Acad Sci USA. 2006. №103. P. 6530-6535.

38^-

350. Nickoloff В, Mitra R, Varani J et ai. Aberrant production of interleukin-8 and thrombospondin-1 by psoriatic keratinocytes mediates angiogenesis. // Am J Pathol. 1994. №144. P. 820-828.

351. Nicosia R, Ottinetti A. Modulation of microvascular growth and morphogenesis by reconstituted basement membrane gel in three-dimensional cultures of rat aorta: a comparative study of angiogenesis in matrigel, collagen, fibrin, and plasma clot. // In vitro cellular & developmental biology. 1990. Vol. 26, №2. P. 119-128.

352. Niermann T, Kem F, Eme P, Resink T. The glycosyl phosphatidylinositol anchor of human T-cadherin binds lipoproteins. // Biochemical and biophysical research communications. 2000. Vol. 276, №3. P. 1240-1247.

353. Niessen C, Gumbiner B. Cadherin-mediated cell sorting not determined by binding or adhesion specificity. // The Journal of cell biology. 2002. Vol. 156, №2. P. 389-400.

354. Nieto M. The early steps of neural crest development. // Mechanisms of development. 2001. Vol. 105, №1.P. 27-35.

355. Niu J, Azfer A, Zhelyabovska О et al. Monocyte chemotactic protein (MCP)-l promotes angiogenesis via a novel transcription factor, MCP-1-induced protein(MCPIP). // JBC. 2008. №283. P. 14542-14551.

356. Noh H, Hong S, Huang S. Role of urokinase receptor in tumor progression and development. // Theranostics. 2013. Vol. 3, №7. P. 487-495.

357. Numasaki M, Watanabe M, Suzuki T et al. IL-17 enhances the net angiogenic activity and in vivo growth of human non-small cell lung cancer in SCID mice through promoting CXCR-2- dependent angiogenesis. // J Immunol. 2005. №175. P. 6177-6189.

358.O'Brien K, Allen M, McDonald T et al. Vascular cell adhesion molecule-1 is expressed in human coronary atherosclerotic plaques. Implications for the mode of progression of advanced coronary atherosclerosis. // Journal of Clinical Investigation. 1993. Vol. 92,№2. P.945.

359.Odekon L, Sato Y, Rifkin D. Urokinase-type plasminogen activator mediates basic fibroblast growth factor-induced bovine endothelial cell migration independent of its proteolytic activity. // J. Cell Physiol. 1992. Vol. 150. №2. P. 258-263.

360.Oh C, Penneys N. P27 and mibl expression in actinic keratosis, Bowen disease, and squamous cell carcinoma. // The American journal of dermatopathology. 2004. Vol. 26, №1. P. 22-26

361.Okada S, Grobmyer S, Bamathan E. Contrasting effects of plasminogen activators, urokinase receptor, and LDL receptor-related protein on smooth muscle cell migration and invasion. // Arterioscler. Thromb. Vase. Biol. 1996. Vol. 16, №10. P. 1269-1276.

362.Okamoto Y, Kihara S, Ouchi N et al. Adiponectin reduces atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice. // Circulation. 2002. Vol. 106, №22. P. 2767-2770.

363.Ong L, Kim N, Mima T, Cohen-Gould L, Mikawa T. Trabecular myocytes of the embryonic heart require N-cadherin for migratory unit identity. // Developmental biology. 1998. Vol. 193,№1.P. 1-9.

364.O'Reilly M, Boehm T, Shing Y et al. Endostatin: an endogenous inhibitor of angiogenesis and tumor growth. // Cell. 1997. Vol. 88, №2. P. 277-285.

365.Orimo A, Gupta P, Sgroi D et al. Stromal fibroblasts present in invasive human breast carcinomas promote tumor growth and angiogenesis through elevated SDF-1/CXCL12 secretion. // Cell. 2005. Vol. 121, №3. P. 335-348.

366.Ozawa M, Ringwald M, Kemler R. Uvomorulin-catenin complex formation is regulated by a specific domain in the cytoplasmic region of the cell adhesion molecule. // Proceedings of the national academy of sciences. 1990. Vol. 87, №11. P. 4246-4250.

367. Palmer A, Klein R. Multiple roles of ephrins in morphogenesis, neuronal networking, and brain function. // Genes Dev. 2003. Vol. 17,№12. P. 1429-1450.

368. Parangi S, O'Reilly M, Christofori G et al. Antiangiogenic therapy of transgenic mice impairs de novo tumor growth. // Proceedings of the national academy of sciences. 1996. Vol. 93, №5. P. 2002-2007.

369. Pardali E, Goumans M, ten Dijke P. Signaling by members of the TGF-beta family in vascular morphogenesis and disease. // Trends in cell biology. 2010. Vol. 20, №9. P. 556567.

370. Parfyonova Y, Plekhanova O, Solomatina M et al. Contrasting effects of urokinase and tissue-type plasminogen activators on neointima formation and vessel remodelling after arterial injury. // J Vase Res. 2004. Vol. 41, №3. P. 268-276.

371 .Park К, Crouse D, Lee M et al. The axonal attractant Netrin-1 is an angiogenic factor. // PNAS. 2004. №101. P. 16210 -16215.

372. Park K, Morrison C, Sorensen L et al. Robo4 is a vascular-specific receptor that inhibits endothelial migration. // Dev Biol. 2003. №261. P. 251-267.

373. Parker M, Xu P, Guo H, Vander Kooi C. Mechanism of selective VEGF-A binding by neuropilin-1 reveals a basis for specific ligand inhibition. // PLoS One. 2012. Vol. 7,№11. e49177

374. Parker-Duffen J, Nakamura K, Silver M et al. Molecular basis of disease; T-cadherin is essential for adiponectin-mediated revascularization. // JBC. 2013. Vol. 288, №34. P. 24886-24897.

375. Parker-Duffen J, Walsh K. Cardiometabolic effects of adiponectin. // Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 2014. Vol. 28, №1. P. 81-91.

376. Pasquale EB. Eph-Ephrin bidirectional signaling in physiology and disease. // Cell. 2008. Vol. 133, №1.P. 38-52.

377. Passaniti A, Taylor R, Pili R et al. A simple, quantitative method for assessing angiogenesis and antiangiogenic agents using reconstituted basement membrane, heparin, and Ebroblast growth factor. // Laboratory Investigation; a Journal Of Technical Methods and Pathology. 1992. Vol. 67, №4. P. 519-528.

378. Pedreno J, Hurt-Camejo E, Wiklund O, Badimon L, Masana L. Low-density lipoprotein (LDL) binds to a G-protein coupled receptor in human platelets: Evidence that the proaggregatory effect induced by LDL is modulated by down-regulation of binding sites and desensitization of its mediated signaling. // Atherosclerosis. 2001. Vol. 155, №1. P. 99-112.

379. Perez-Moreno M, Jamora C, Fuchs E. Sticky business: orchestrating cellular signals at adherens junctions. // Cell. 2003. Vol. 112, №4. P. 535-548.

380. Perollet C, Han Z, Savona C et al. Platelet factor 4 modulates Ebroblast growth factor 2 (FGF-2) activity and inhibits FGF-2 dimerization. // Blood. 1998. №91. P. 3289-3299.

381. Petit I, Jin D, RaEi S. The SDF-1-CXCR4 signaling pathway: a molecular hub modulating neo-angiogenesis. // Trends Immunol. 2007. №28. P. 299-307.

38%

382. Petreaca M, Yao M, Liu Y, DeFea К, Martins-Green M. Transactivation of vascuiar endothelial growth factor receptor-2 by interleukin-8 (IL-8/CXCL8) is required for IL-8/CXCL8-induced endothelial permeability. // Molecular biology of the cell. 2007. Vol. 18,№12. P. 5014-5023.

383. Pfaff D, Philippova M, Buechner S et al. T-cadherin loss induces an invasive phenotype in human keratinocytes and squamous cell carcinoma (SCC) cells in vitro and is associated with malignant transformation of cutaneous SCC in vivo. // British journal of dermatology.

2010. Vol. 163, №2. P. 353-363.

384. Pfaff D, Philippova M, Kyriakakis E et al. Paradoxical effects of T-cadherin on squamous cell carcinoma: up-and down-regulation increase xenograft growth by distinct mechanisms. // The Journal of pathology. 2011. Vol. 225, №4. P. 512-524.

385. Philippova M, Banff A, Ivanov D et al. Atypical GPI-anchored T-cadherin stimulates angiogenesis in vitro and in vivo. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 2006. Vol. 26, №10. P. 2222-2230.

386. Philippova M, Bochkov V, Stambolsky D, Tkachuk V, Resink T. T-cadherin and signaltransducing molecules co-localize in caveolin-rich membrane domains of vascular smooth muscle cells. // FEBS letters. 1998. Vol. 429, №2. P. 207-210.

387. Philippova M, Danila D, Allenspach R et al. RhoA and Rac mediate endothelial cell polarization and detachment induced by T-cadherin. // FASEB J. 2005. №19. P. 588-590.

388. Philippova M, Inavov D, Tkachuk V et al. Cell adhesion molecule T-cadherin polarizes to the leading edge of migrating vascular cells. // Histochem. Cell Biol. 2003. №120. P. 353360.

389. Philippova M, Ivanov D, Joshi M et al. Identification of proteins associating with glycosylphosphatidylinositol-anchored T-cadherin on the surface of vascular endothelial cells: role for Grp78/BiP in T-cadherin-dependent cell survival. // Molecular and cellular biology. 2008. Vol. 28, №12. P. 4004-4017.

390. Philippova M, Joshi M, Kyriakakis E, Pfaff D, Erne P, Resink T. A guide and guard: the many faces of T-cadherin. // Cellular signalling. 2009. Vol. 21, №7. P. 1035-1044.

38

391. Philippova M, Suter Y, Toggweiler S et al. T-cadherin is present on endothelial microparticles and is elevated in plasma in early atherosclerosis. // European heart journal.

2011. Vol. 32, №6. P. 760-771.

392. Phillips R, Burdick M, Lutz M et al. The stromal derived factor-l/CXCL12-CXC chemokine receptor 4 biological axis in non-small cell lung cancer metastases. // Am J Respir Crit Care Med. 2003. Vol. 167, №12. P. 1676-1686.

393. Pinon P, Wehrle-Haller B. Integrins: versatile receptors controlling melanocyte adhesion, migration and proliferation. // Pigment cell & melanoma research. 2011. Vol. 24, №2. P. 282-294.

394. Pitulescu M, Adams R. Eph/ephrin molecules—a hub for signaling and endocytosis. // Genes & development. 2010. Vol. 24, №22. P. 2480-2492.

395. Plekhanova O, Berk B, Bashtrykov P et al. Oligonucleotide microarrays reveal regulated genes related to inward arterial remodeling induced by urokinase plasminogen activator. // J Vase Res. 2009. Vol. 46, №3. P. 177-187.

396. Plekhanova O, Parfyonova Y, Bibilashvily R et al. Urokinase plasminogen activator enhances neointima growth and reduces lumen size in injured carotid arteries. // J Hypertens. 2000. Vol. 18, №8. P. 1065-1069.

397. Plekhanova O, Parfyonova Y, Bibilashvily R et al. Urokinase plasminogen activator augments cell proliferation and neointima formation in injured arteries via proteolytic mechanisms. // Atherosclerosis. 2001. Vol. 159, №2. P. 297-306.

398. Plouet J, Moro F, Bertagnolli S et al. Extracellular cleavage of the vascular endothelial growth factor 189-amino acid form by urokinase is required for its mitogenic effect. // J Biol Chem. 1997. Vol. 272,№20. P. 13390-13396.

399. Poliakov A, Cotrina M, Wilkinson D. Diverse roles of eph receptors and ephrins in the regulation of cell migration and tissue assembly. // Developmental cell. 2004. Vol. 7, №4. P. 465-480.

400. Pollard T, Borisy G. Cellular motility driven by assembly and disassembly of actin filaments. // Cell. 2003. №112. P. 453-465.

401. Ponimashkin EG, Profirovich J, Vaskunaite R et al. 5-Hydroxytryptamine 4(a) receptor is coupled to the Galpha subunit of heterotrimeric G13 protein. // JBC. 2002. Vol. 277. P. 20812-20819.

402. Potapova I, Gaudette G, Brink P et al. Mesenchymal stem cells support migration, extracellular matrix invasion, proliferation, and survival of endothelial cells in vitro. // Stem Cells. 2007. Vol. 25, №7. P. 1761-1768.

403. Potente M, Gerhardt H, Carmeliet P. Basic and therapeutic aspects of angiogenesis. // Cell. 2011. №146. P. 873-887.

404. Prager G, Breuss J, Steurer S et al. Vascular endothelial growth factor (VEGF) induces rapid prourokinase (pro-uPA) activation on the surface of endothelial cells. // Blood. 2004. Vol. 103, №3. P. 955-962.

405. Prahst C, Heroult M, Lanahan A et al. Neuropilin-l-VEGFR-2 complexing requires the PDZ-binding domain of neuropilin-1. // J Biol Chem. 2008. №283. P. 25110 -25114.

406. Qian F, Zhang Z, Wu X, Li Y, Xu Q. Interaction between integrin a5 and fibronectin is required for metastasis of Bl 6F10 melanoma cells. // Biochemical and biophysical research communications. 2005. Vol. 333, №4. P. 1269-1275.

407. Quaegebeur A, Lange C, Carmeliet P. The neurovascular link in health and disease: molecular mechanisms and therapeutic implications. // Neuron. 2011 Vol. 71, №3. P. 406424

408. Quinn AG, Perkins W. Non-melanoma skin cancer and other epidermal skin tumors, In: Rook's Textbook of Dermatology, Bums, T., Breathnach, S., Cox, N. & Griffiths, C, Blackwell Publishing Ltd, ISBN 978-1-405-16169-5, Chichester, United Kingdom. 2010.

409. Ranscht B, Bronner-Fraser M. T-cadherin expression alternates with migrating neural crest cells in the trunk of the avian embryo. // Development. 1991. Vol. 111, №1. P. 15-22.

410. Ranscht B, Dours-Zimmermann M. T-cadherin, a novel cadherin cell adhesion molecule in the nervous system lacks the conserved cytoplasmic region. // Neuron. 1991. Vol. 7, №3. P.391-402.

411. Rasmussen A, Cullen K. Paracrine/autocrine regulation of breast cancer by the insulin-like growth factors. // Breast cancer research and treatment. 1998. Vol. 47, №3. P. 219-233.

412. Resink Т, Bochkov V, Hahn A, Philippova M, Buhler F, Tkachuk V. Low-and high-density lipoproteins as mitogenic factors for vascular smooth muscle cells: individual, additive and synergistic effects. // Journal Of Vascular Research. 1995. Vol. 32, №5. P. 328-338.

413. Resink T, Kuzmenko Y, Kem F et al. LDL binds to surface-expressed human T-cadherin in transfected HEK293 cells and influences homophilic adhesive interactions. // FEBS letters. 1999. Vol. 463, №1. P. 29-34.

414. Resnati M, Pallavicini I, Wang J et al. The fibrinolytic receptor for urokinase activates the G protein-coupled chemotactic receptor FPRL1/LXA4R. // PNAS. 2002. № 99. P. 13591364.

415. Riener M, Nikolopoulos E, Herr A et al. Microarray comparative genomic hybridization analysis of tubular breast carcinoma shows recurrent loss of the CDH13 locus on 16q. // Human pathology. 2008. Vol. 39, №11. P. 1621-1629.

416. Riou P, Saffroy R, Chenailler C et al. Expression of T-cadherin in tumor cells influences invasive potential of human hepatocellular carcinoma. // The FASEB journal. 2006. Vol. 20,№13.P. 2291-2301.

417. Rippey J. Why classify basal cell carcinomas. // Histopathology. 1998. Vol. 32, №5. P. 393-398.

418. Risau W, others. Mechanisms of angiogenesis. //Nature. 1997. Vol. 386, №6626. P. 671674.

419. Rivera LB, Bergers G. Angiogenesis. Targeting vascular sprouts. // Science. 2014. Vol. 27, №344. P. 1449-1450.

420. Roilins B. Chemokines. // Blood. 1997. Vol. 90, №3. P. 909-928.

421. Rolny C et al. HRG inhibits tumor growth and metastasis by inducingmacrophage polarization and vessel normalization through downregulation of P1GF. // Cancer Cell. 2O11.№19. P. 31-44.

422. Romagnani P, Annunziato F, Lasagni L et al. Cell cycle-dependent expression of CXC chemokine receptor 3 by endothelial cells mediates angiostatic activity. // J Clin Invest. 2001. №107. P. 53-63.

39^

423. Rondaij M, Bierings R, Kragt A, van Mourik J, Voorberg J. Dynamics and plasticity of Weibei-Paiade bodies in endothelial cells. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 2006. Vol. 26, №5. P. 1002-1007.

424. Rose O, Grund C, Reinhardt S, Starzinski-Powitz A, Franke W. Contactus adherens, a special type of plaque-bearing adhering junction containing M-cadherin, in the granule cell layer of the cerebellar glomerulus. // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1995. Vol. 92, №13. P. 6022-6026.

425. Ross R. The pathogenesis of atherosclerosis: a perspective for the 1990s. // Nature. 1993. Vol.362, №6423. P. 801-809.

426. Rossi D, Zlotnik A. The biology of chemokines and their receptors. // Annual review of immunology. 2000. Vol. 18, №1. P. 217-242.

427. Rubina K, Kalinina N, Bochkov V, Parfyonova Y, Tkachuk V. T-cadherin as an antiadhesive and guidance molecule interacting with low density lipoproteins. Annals EAS. Liege: European Academy of Sciences. 2013. P. 1-14.

428. Rubina K, Kalinina N, Potekhina A et al. T-cadherin suppresses angiogenesis in vivo by inhibiting migration of endothelial cells. // Angiogenesis. 2007. Vol. 10, №3. P. 183-195.

429. Rubina K, Sysoeva V, Semina E, et al. Malignant transformation in skin is associated with the loss of T-cadherin expression in human keratinocytes and heterogeneity in T-cadherin expression in tumor vasculature // Tumor Angiogenesis, ed. by Ran S. Rijeka: InTech.

2012. P. 135-166.

430. Rubina K, Talovskaya E, Cherenkov V et al. LDL induces intracellular signaling and cell migration via atypical LDL-binding protein T-cadherin. // Mol Cell Biochem. 2005. Vol.273.P. 33-41.

431 .Ryschich E, Lizdenis P, Ittrich C et al. Molecular fingerprinting and autocrine growth regulation of endothelial cells in a murine model of hepatocellular carcinoma. // Cancer Res. 2006. №66. P. 198-211.

432.Ryu J, Lee C, Hong К et al. Activation of fractalkine/CX3CRl by vascular endothelial cells induces angiogenesis through VEGF-A/KDR and reverses hindlimb ischaemia. // Cardiovasc Res. 2008. №78. P. 333-340.

39^

433.Sachinidis A, Mengden T, Locher R, Brunner C, Vetter W. Novel cellular activities for low density lipoprotein in vascular smooth muscle cells. // Hypertension. 1990. Vol. 15 P. (6 Pt 2): 704-711.

434.Saijo Y, Tanaka M, Miki M et al. Proinflammatory cytokine IL-1 beta promotes tumor growth of Lewis lung carcinoma by induction of angiogenic factors: in vivo analysis of tumor-stromal interaction. // J Immunol. 2002. №169. P. 469^175.

435.Sainson R, Johnston D, Chu H et al. TNF primes endothelial cells for angiogenic sprouting by inducing a tip cell phenotype. // Blood. 2008. №111. P. 4997-5007.

436.Sakai M, Hibi K, Koshikawa K. et al. Frequent promoter methylation and gene silencing of CDH13 in pancreatic cancer. // Cancer science. 2004. Vol. 95, №7. P. 588-591.

437.Saksela O, Rifkin D. Release of basic fibroblast growth factor-heparan sulfate complexes from endothelial cells by plasminogen activator-mediated proteolytic activity. // JCB. 1990. Vol. 110, №3. P. 767-775.

438.Salanga C, O'Hayre M, Handel T. Modulation of chemokine receptor activity through dimerization and crosstalk. // Cell Mol Life Sci. 2009. №66. P. 1370-1386.

439.Salcedo R, Ponce M, Young H et al. Human endothelial cells express CCR2 and respond to MCP-1: direct role of MCP-1 in angiogenesis and tumor progression. // Blood. 2000. №96. P. 34-40.

440. Salcedo R, Wasserman K, Young H et al. Vascular endothelial growth factor and basic fibroblast growth factor induce expression of CXCR4 on human endothelial cells: In vivo neovascular- ization induced by stromal-derived factor-1 alpha. // Am J Pathol. 1999. №154. P. 1125-1135.

441.Salcedo R, Young H, Ponce M et al. Eotaxin (CCL11) induces in vivo angiogenic responses by human CCR3+ endothelial cells. // J Immunol. 2001. №166. P. 7571-7578.

442.Salvucci O, Yao L, Villalba S et al. Regulation of endothelial cell branching morphogenesis by endogenous chemokine stromal-derived factor-1. // Blood. 2002. № 99. P.2703-2711.

443.Santiago A, Erickson C. Ephrin-B ligands play a dual role in the control of neural crest cell migration. // Development. 2002. №129. P. 3621-3632.

39

444.Sarbia M, Verreet P, Bittinger F et al. Basaloid squamous cell carcinoma of the esophagus: diagnosis and prognosis. // Cancer. 1997. Vol. 79, №10. P. 1871-1878.

445.Sato M, Mori Y, Sakurada A, Fujimura S, Horii A. The H-cadherin (CDH13) gene is inactivated in human lung cancer. // Human genetics. 1998. Vol. 103, №1. P. 96-101.

446. Sato Y, Abe M, Takaki R. Platelet factor 4 blocks the binding of basic fibroblast growth factor to the receptor and inhibits the spontaneous migration of vascular endothelial cells. // Biochem Biophys Res Commun. 1990. №172. P. 595-600.

447. Schaper W. Collateral circulation: Past and present (INVITED EDITORIAL). // Basic research in cardiology. 2008. Vol. 104, №1. P. 5-21

448.Schioppa T, Uranchimeg B, Saccani A. et al. Regulation of the chemokine receptor CXCR4 by hypoxia. // J Exp Med. 2003. №198. P. 1391-1402.

449.Schraufstatter I, Chung J, Burger M. IL8 activates endothelial cell CXCR1 and CXCR2 through Rho and Rac signaling pathways. // American Journal of Physiology, Lung Cellular and Molecular Physiology. 2001. Vol. 280, №6. P. 1094-1103.

450.Scortegagna M, Cataisson C, Martin R et al. HIF-1 alpha regulates epithelial inflammation by cell autonomous NFkappaB activation and paracrine stromal remodeling. // Blood. 2008. №111. P. 3343-3354.

451.Scutti J, Matsuo A, Pereira F et al. Role of SOCS-1 gene on melanoma cell growth and tumor development. // Translational oncology. 2011. Vol. 4, №2. P. 101.

452. Seed M, Walsh D. Angiogenesis in Inflammation: Mechanisms and Clinical Correlates. Springer. 2008.

453.Semenza G. Oxygen homeostasis. // Wiley Interdisciplinary Reviews: Systems Biology and Medicine. 2010. Vol. 2, №3. P. 336-361.

454.Semenza G. Vasculogenesis, Angiogenesis, and Arteriogenesis: Mechanisms of Blood Vessel Formation and Remodeling. // J Cell Biochem. 2007. №102. P. 840-847.

455.Semina E, Rubina K, Rutkevich P et al. T-cadherin activates Rael and Cdc42 and changes endothelial permeability. // Biochemistry 2009. Vol. 74, №4. P. 362-370.

456.Sgadari C, Angiolillo A, Tosato G. Inhibition of angiogenesis by interleukin-12 is mediated by the interferon-inducible protein 10. // Blood. 1996. №87. P. 3877-3882.

457.Shan W, Tanaka H, Phillips G et al. Functional cis-heterodimers of N-and R-cadherins. // The Journal of cell biology. 2000. Vol. 148, №3. P. 579-590.

458. Shapiro L, Colman D. Structural biology of cadherins in the nervous system. // Current opinion in neurobiology. 1998. Vol. 8, №5. P. 593-599

459. Shapiro L, Fannon A, Kwong P et al. Structural basis of cell-cell adhesion by cadherins. // Nature. 1995. Vol. 374, №6520. P. 327-337.

460. Shibuya M. Vascular endothelial growth factor-dependent and -independent regulation of angiogenesis. // BMB Rep. 2008. Vol. 41, №4. P. 278-286.

461.Shimoyama Y, Tsujimoto G, Kitajima M, Natori M. Identification of three human type-11 classic cadherins and frequent heterophilic interactions between different subclasses of type-П classic cadherins. // Biochem J. 2000. Vol. 349 P. 159-167.

462.Shiraishi I, Takamatsu T, Fujita S. 3-D observation of N-cadherin expression during cardiac myofibrillogenesis of the chick embryo using a confocal laser scanning microscope. // Anatomy and embryology. 1993. Vol. 187, №2. P. 115-120.

463.Sierro F, Biben C, Martinez-Munoz L et al. Disrupted cardiac development but normal hematopoiesis in mice deficient in the second CXCL12/ SDF-1 receptor, CXCR7. // Proc Natl Acad Sci USA. 2007. №104. P. 14759-14764.

464.Simonini A, Moscucci M, Muller DW et al. IL-8 is an angiogenic factor in human coronary atherectomy tissue. // Circulation. 2000. №101. P. 1519-1526.

465.Singh S, Nannuru K, Sadanandam A, Vamey M, Singh R. CXCR1 and CXCR2 enhances human melanoma tumourigenesis, growth and invasion. // British journal of cancer. 2009. Vol. 100, №10. P. 1638-1646.

466. Singh S, Sadanandam A, Rakesh K. Singh Chemokines in tumor angiogenesis and metastasis. // Cancer Metastasis Rev. 2007. Vol. 26, №3-4. P. 453-467.

467.Sitrin R, Pan P, Harper H et al. Clustering of urokinase receptors (uPAR; CD87) induces proinflammatory signaling in human polymorphonuclear neutrophils. // J. Immunol. 2000. № 165. P. 3341-3349.

468.Sluimer JC, Kolodgie FD, Bijnens AP et al. Thin-walled microvessels in human coronary atherosclerotic plaques shows incomplete endothelial junctions. Relevance of

ж &

compromised structural integrity for intraplaque microvascular leakage. // Journal of the American College of Cardiology. 2009. Vol. 53, № 17. P. 1517-1527.

469. Smith J, Irons G. Metastatic basal cell carcinoma: review of the literature and report of three cases. // Annals of plastic surgery. 1983. Vol. 11, №6. P. 551-553.

470. Song H, Kwon K, Lim S et al. Transfection of mesenchymal stem cells with the FGF-2 gene improves their survival under hypoxic conditions. // Mol Cells. 2005. Vol. 19, №3. P. 402-407.

471.Spaeth E, Klopp A, Dembinski J, Andreeff M, Marini F. Inflammation and tumor microenvironments: defining the migratory itinerary of mesenchymal stem cells. // Gene therapy. 2008. Vol. 15, №10. P. 730-738.

472.Spring H, Schuler T, Arnold В et al. Chemokines direct endothelial progenitors into tumor neovessels. //ProcNatl Acad Sci USA. 2005. №102. P. 18111-18116.

473.Stamatovic S, Keep R, Mostarica-Stojkovic M, Andjelkovic A. CCL2 regulates angiogenesis via activation of Ets-1 transcription factor. // J Immunol. 2006. №177. P. 2651-2661.

474.Stambolsky D, Kuzmenko Y, Philippova M et al. Identification of 130 kDa cell surface LDL-binding protein from smooth muscle cells as a partially processed T-cadherin precursor. // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) Biomembranes. 1999. Vol. 1416, №1. P.155-160.

475.Stary H, Chandler A, Dinsmore R et al. A definition of advanced types of atherosclerotic lesions and a histological classification of atherosclerosis A report from the Committee on Vascular Lesions of the Council on Arteriosclerosis, American Heart Association. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 1995. Vol. 15, №9. P. 1512-1531.

580. Staton C, Stribbling S, Tazzyman S, Hughes R, Brown N, Lewis C. Current methods for assaying angiogenesis in vitro and in vivo. // International journal of experimental pathology. 2004. Vol. 85, №5. P. 233-248

476. Stein I, Itin A, Einat P et al. Translation of vascular endothelial growth factor mRNA by internal ribosome entry: implications for translation under hypoxia. // Mol Cell Biol. 1998. Vol. 18,№6.P. 3112-3119.

396 У9^

477. Steinberg M, McNutt P. Cadherins and their connections: adhesion junctions have broader functions. // Current opinion in cell biology. 1999. Vol. 11, №5. P. 554-560.

478. Stepanova V, Lebedeva T, Kuo A. et al. Nuclear translocation of urokinase-type plasminogen activator. // Blood. 2008. Vol. 112, №1. P. 100-110.

479.Stieger S, Bloch S, Foreman O, Wisner E, Ferrara K, Dayton P. Ultrasound assessment of angiogenesis in a matrigel model in rats. // Ultrasound in medicine & biology. 2006. Vol. 32, №5. P. 673-681.

480. Stockton R, Reutershan J, Scott D, Sanders J, Ley K, Schwartz M. Induction of Vascular Permeability: betaPIX and GIT1 Scaffold the Activation of Extracellular Signal-regulated Kinase by PAK. // Molecular Biology of the Cell. 2007. Vol. 18, №6. P. 2346-2355.

481. Stockton R, Schaefer E, Schwartz M. p21-activated kinase regulates endothelial permeability through modulation of contractility. // Journal of Biological Chemistry. 2004. Vol. 279, №45. P. 46621-46630.

482.Strasly M, Cavallo F, Geuna M et al. IL-12 inhibition of endothelial cell functions and angiogenesis depends on lymphocyte-endothelial cell cross-talk. // J Immunol. 2001. №166. P. 3890-3899.

483.Strasly M, Doronzo G, Cappello P et al. CCL16 activates an angiogenic program in vascular endo- thelial cells. // Blood. 2004. №103. P. 40-A9.

484.Stricter R, Burdick M, Gomperts В et al. CXC chemokines in angiogenesis. // Cytokine Growth Factor Rev. 2005. Vol. 16,№6. P. 593-609.

485.Stricter R, Kunkel S, Arenberg D, Burdick M, Polverini P. Interferon [gammaj-inducible protein-10 (IP-10), a member of the CXC chemokine family, is an inhibitor of angiogenesis. // Biochemical and biophysical research communications. 1995. Vol. 210, №1. P. 51-57.

486.Stricter R, Kunkel S, Elner V et al. Interleukin-8. A comeal factor that induces neovascularization. // Am J Pathol. 1992. №141. P. 1279-1284.

487.Struyf S, Burdick M, Peeters E et al. Platelet factor-4 variant chemokine CXCL4L1 inhibits melanoma and lung carci- noma growth and metastasis by preventing angiogenesis. // Cancer Res. 2007. №67. P. 5940-5948.

з<3

488.Struyf S, Burdick M, Proost P et al. Platelets release CXCL4L1, a nonallelic variant of the chemokine platelet factor-4/CXCL4 and potent inhibitor of angiogenesis. // Circ Res. 2004. №95. P. 855-857.

489.Suchting S, Heal P, Tahtis К et al. Soluble Robo4 receptor inhibits in vivo angiogenesis and endothelial cell migration. // FASEB J. 2005. №19. P. 121-123.

490.Suehiro Y, Okada T, Okada T et al. Aneuploidy predicts outcome in patients with endometrial carcinoma and is related to lack of CDH13 hypermethylation. // Clinical Cancer Research. 2008. Vol. 14, №11. P. 3354-3361.

491. Suzuki S. Structural and functional diversity of cadherin superfamily: are new members of cadherin superfamily involved in signal transduction pathway? // Journal of cellular biochemistry. 1996. Vol. 61, №4. P. 531-542.

492.Swift M, Weinstein B. Arterial-venous specification during development. // Circulation research. 2009. Vol. 104, №5. P. 576-588.

493. Tachibana K, Hirota S, Iizasa H et al. The chemokine receptor CXCR4 is essential for vascularization of the gastrointestinal tract. // Nature. 1998. №393. P. 591-594.

494. Takami M, Terry V, Petruzzelli L. Signaling pathways involved in IL-8-dependent activation of adhesion through Mac-1. // Journal of Immunology. 2002. Vol. 168, №9. P. 4559^1566.

495. Takeuchi T, Liang SB, Matsuyoshi N et al. Loss of T-cadherin (CDH13, H-cadherin) expression in cutaneous squamous cell carcinoma. // Laboratory Investigation. 2002a. Vol. 82, №8. P. 1023-1029.

496. Takeuchi T, Liang SB, Ohtsuki Y. Downregulation of expression of a novel cadherin molecule, T-cadherin, in basal cell carcinoma of the skin. // Molecular Carcinogenesis. 2002b. Vol. 35, №4. P. 173-179.

497. Takeuchi T, Misaki A, Fujita J et al. T-cadherin (CDH13, H-cadherin) expression downregulated surfactant protein D in bronchioloalveolar cells. // Virchows Arch. 2001. № 438. P. 370-375.

498. Takeuchi T, Misaki A, Liang S et al. Expression of T-Cadherin (CDH13, H-Cadherin) in Human Brain and Its Characteristics as a Negative Growth Regulator of Epidermal Growth

39

Factor in Neuroblastoma Cells. // Journal of neurochemistry. 2000. Vol. 74, №4. P. 14891497.

499. Takeuchi T, Ohtsuki Y. Recent progress in T-cadherin (CDH13, H-cadherin) research. // Histol Histopathol. 2001. Vol. 16, №4. P. 1287-1293.

500. Tanaka T, Manome Y, Wen P et al. Viral vector-mediated transduction of a modified platelet factor 4 cDNA inhibits angiogenesis and tumor growth. // Nat Med. 1997. №3. P. 437-442.

501. Taub D. Cytokine, growth factor, and chemokine ligand database. // Curr Protoc Immunol.

2004. №6.29, P. 1-89

502. Teicher B. Andews P. Anticancer drug development guide. 2d edition. Totowa, N.J.: Humana Press, 2004. P. 451.

503. Teillet M, Kalcheim C, Le Douarin N. Formation of the dorsal root ganglia in the avian embryo: segmental origin and migratory behavior of neural crest progenitor cells. // Developmental biology. 1987. Vol. 120, №2. P. 329-347.

504. Teng M, von Scheidt B, Duret H, Towne J, Smyth M. Anti-IL-23 monoclonal antibody synergizes in combination with targeted therapies or IL-2 to suppress tumor growth and metastases. // Cancer research. 2011. Vol. 71, №6. P. 2077-2086.

505. Thelen M. Dancing to the tune of chemokines. //Nature Immunology. 2001. Vol. 2, №2. P. 129-134.

506. Thyberg J, Hedin U, Sj"olund M, Palmberg L, Bottger B. Regulation of differentiated properties and proliferation of arterial smooth muscle cells. // Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 1990. Vol. 10, №6. P. 966-990.

507. Tkachuk V, Kuzmenko Y, Resink T, Stambolsky D, Bochkov V. Atypical low density lipoprotein binding site that may mediate lipoprotein-induced signal transduction. // Molecular pharmacology. 1994. Vol. 46, №6. P. 1129-1137.

508. Tkachuk V, Stepanova V, Little P et al. Regulation and role of urokinase plasminogen activator in vascular remodelling. // Clin Exp Pharmacol Physiol. 1996. Vol. 23, №9. P. 759-765.

509. Tlsty T, Coussens L. Tumor stroma and regulation of cancer development. // Annu Rev Pathol Meeh Dis. 2006. Vol. 1 P. 119-150.

Ҷ о О

510.Тоуоока К, Тоуоока S, Virmani A et al. Loss of expression and aberrant methylation of the CDH13 (H-cadherin) gene in breast and lung carcinomas. // Cancer research. 2001. Vol. 61, №11. P. 4556-4560.

51 l.Traktuev D, Tsokolaeva Z, Shevelev A et al. Urokinase gene transfer augments angiogenesis in ischemic skeletal and myocardial muscle. // Mol Ther. 2007. Vol. 15, №11. P. 1939-1946.

512. True L, Zhang H, Ye M et al. CD90/THY1 is overexpressed in prostate cancer-associated fibroblasts and could serve as a cancer biomarker. // Modem Pathology. 2010. Vol. 23, №10. P. 1346-1356.

513. Turowski P, Martinelli R, Crawford R et al. Phosphorylation of vascular endothelial cadherin controls lymphocyte emigration. // Journal of cell science. 2008. Vol. 121, №1. P. 29-37.

514. Tvorogov D, Anisimov A, Zheng W et al. Effective suppression of vascular network formation by combination of antibodies blocking VEGFR ligand binding and receptor dimerization. // Cancer cell. 2010. Vol. 18, №6. P. 630-640.

515. Uhrin P, Breuss J. uPAR: a modulator of VEGF-induced angiogenesis. // Cell Adh Migr. 2013. Vol. 7,№1.P. 23-26.

516. Uyama Y, Imaizumi Y, Watanabe M. Effects of cyclopiazonic acid, a novel Ca(2+)-ATPase inhibitor, on contractile responses in skinned ileal smooth muscle. // Br J Pharmacol. 1992. Vol. 106, №1. P. 208-214.

517. Van den Hooff A. Stromal involvement in malignant growth. // Adv Cancer Res. 1988. Vol. 50, № 159. P. 96.

518. Varon SS, Somjen GG. Neuron-glia interactions. //Neurosci Res Program Bull. 1979. Vol. 1 P. 1-239.

519. Vassalli J, Baccino D, Belin D. A cellular binding site for the Mr 55,000 form of the human plasminogen activator, urokinase. // J.Cell Biol. 1985. №100. P. 86-92.

520. Vasudevan A, Bhide P. Angiogenesis in the embryonic CNS: a new twist on an old tale. // Cell adhesion & migration. 2008. Vol. 2, №3. P. 167-169.

521. Verdolini R, Amerio P, Goteri G et al. Cutaneous carcinomas and preinvasive neoplastic lesions. Role of MMP-2 and MMP-9 metalloproteinases in neoplastic invasion and their

relationship with proliferative activity and p53 expression. // Journal of cutaneous pathology. 2001. Vol. 28, №3. P. 120-126.

522. Verin A, Birukova A, Wang P et al. Microtubule disassembly increases endothelial cell barrier dysfunction: role of MLC phosphorylation. // American Journal of PhysiologyLung Cellular and Molecular Physiology. 2001. Vol. 281, №3. P. 565-574.

523. Veschini L, Crippa L, Dondossola E, Doglioni C, Corti A, Ferrero E. The vasostatin-1 fragment of chromogranin A preserves a quiescent phenotype in hypoxia-driven endothelial cells and regulates tumor neovascularization. // The FASEB Journal. 2011. Vol. 25,№11.P. 3906-3914.

524. Vestal D, Ranscht B. Glycosyl phosphatidylinositol-anchored T-cadherin mediates calcium-dependent, hom.ophilic cell adhesion. // The Journal of cell biology. 1992. Vol. 119, №2. P. 451-461.

525. Vestweber D. Commentary Lymphocyte trafficking through blood and lymphatic vessels: more than just selectins, chemokines and integrins. // European journal of immunology. 2003. Vol. 33, №5. P. 1361-1364.

526. Vestweber D. VE-cadherin the major endothelial adhesion molecule controlling cellular junctions and blood vessel formation. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 2008. Vol. 28, №2. P. 223-232.

527. Vieira C, Pombero A, Garcia-Lopez R et al. Molecular mechanisms controlling brain development: an overview of neuroepithelial secondary organizers. // Int J Dev Biol. 2010. Vol. 54, №1. P. 7-20.

528. Virmani R, Kolodgie F, Burke A et al. Atherosclerotic plaque progression and vulnerability to rupture angiogenesis as a source of intraplaque hemorrhage. // Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology. 2005. Vol. 25, №10. P. 2054-2061.

529. Visentin B, Vekich J, Sibbald В et al. Validation of an anti-sphingosine-l-phosphate antibody as a potential therapeutic in reducing growth, invasion, and angiogenesis in multiple tumor lineages. // Cancer cell. 2006. Vol. 9, №3. P. 225-238.

530. Volin M, Woods J, Amin M et al. Fractalkine: a novelangiogenic chemokine in rheumatoid arthritis. //Am J Pathol. 2001. №159. P. 1521-1530.

531. Voura E, Sandig M, Siu C. Cell-cell interactions during transendothelial migration of tumor cells. // Microscopy research and technique. 1998. Vol. 43, №3. P. 265-275.

532. Vouret-Craviari V, Boquet P, Pouyssegur J, Van Obberghen-Schilling E. Regulation of the actin cytoskeleton by thrombin in human endothelial cells: role of Rho proteins in endothelial barrier function. // Molecular biology of the cell. 1998. Vol. 9, №9. P. 26392653.

533. Voyno-Yasenetskaya T, Dobbs L, Erickson S, Hamilton R. Low density lipoprotein-and high density lipoprotein-mediated signal transduction and exocytosis in alveolar type II cells. // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1993. Vol. 90, №9. P. 42564260.

534. Wain S, Kier R, Vollmer R, Bossen E. Basaloid-squamous carcinoma of the tongue, hypopharynx, and larynx: Report of 10 cases. // Human pathology. 1986. Vol. 17, №11. P. 1158-1166.

535. Wakazono Y, Kurahashi T, Nakahira К et al. Appearance of a fast inactivating voltagedependent К currents in developing cerebellar granule cells in vitro. // Neuroscience research. 1997. Vol. 29, №4. P. 291-301.

536. Wallez Y, Cand F, Cruzalegui F et al. Src kinase phosphorylates vascular endothelial-cadherin in response to vascular endothelial growth factor: identification of tyrosine 685 as the unique target site. // Oncogene. 2007. Vol. 26, №7. P. 1067-1077.

537. Wallez Y, Vilgrain I, Huber P. Angiogenesis: the VE-cadherin switch. // Trends in cardiovascular medicine. 2006. Vol. 16, №2. P. 55-59.

53 8. Wang B, Xiao Y, Ding В et al. Induction of tumor angiogenesis by Slit-Robo signaling and inhibition of cancer growth by blocking Robo activity. // Cancer Cell. 2003. №4. P. 19-29.

539. Wang G, Wang J, Mancianti M, Epstein Jr E. Basal Cell Carcinomas Arise from Hair Follicle Stem Cells inPtchl+/- Mice. // Cancer cell. 2011. Vol. 19, №1. P. 114-124.

540. Wang J, Dai J, Jung Y et al. A glycolytic mechanism regulating an angiogenic switch inprostate cancer. // Cancer Res. 2007. №67. P. 149-159.

541. Wang M, Monticone R, Lakatta E. Arterial aging: a journey into subclinical arterial disease. // Curr Opin NEphrol Hypertens. 2010. Vol. 19, №2. P. 201-207.

542.Wang M, Zhang J, Spinetti G et al. Angiotensin II activates matrix metalloproteinase type II and mimics age-associated carotid arterial remodeling in young rats. // Am J Pathol.

2005. Vol. 167, №5. P. 1429-1442.

543. Weber K, Nelson P, Grone H, Weber C. Expression of CCR2 by endothelial cells: implications for MCP-1 mediated wound injury repair and In vivo inflammatory activation ofendothelium. // Arterioscler Thromb Vase Biol. 1999. №19. P. 2085-2093.

544. Weigelt B, Peterse J, Van't Veer L. Breast cancer metastasis: markers and models. // Nature reviews cancer. 2005. Vol. 5, №8. P. 591-602.

545. Weinstein B. Vessels and nerves: marching to the same tune. // Cell. 2005. Vol. 120, №3. P. 299-302.

546. Weis S, Cheresh D. av Integrins in Angiogenesis and Cancer. // Cold Spring Harb Perspect Med. 2011.Vol. l,№l.a006478.

547. Weis S, Cheresh D. Pathophysiological consequences of VEGF-induced vascular permeability. //Nature. 2005. Vol. 437, №7058. P. 497-504.

548. Wilson B, Ii M, Park К et al. Netrins promote developmental and therapeutic angiogenesis. // Science. 2006. №313. P.640 - 644.

549. Winters R, Naud S, Evans MF, Trotman W, Kasznica P, Elhosseiny A. Ber-EP4, CK1, CK7 and CK14 are Useful Markers for Basaloid Squamous Carcinoma: A Study of 45 Cases. // Head Neck Pathol. 2008. Vol. 2, № 4. P. 265-271.

550. Winzenburg S, Niehans G, Evan G, Kathleen D, Adams G. Basaloid squamous carcinoma: a clinical comparison of two histologic types with poorly differentiated squamous cell carcinoma. // Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 1998. Vol. 119, №5. P. 471-475.

551. Wu Y, Li Y, Matsushima К et al. CCL3-CCR5 axis regulates intratumoralaccumulation of leukocytes and fibroblasts and promotes angiogenesis in murine lung metastasis process. // J Immunol. 2008. №181. P. 6384-6393.

552. Wyder L, Vitaliti A, Schneider H et al. Increased expression of H/T-cadherin in tumorpenetrating blood vessels. // Cancer research. 2000. Vol. 60, №17. P. 4682-4688.

553. Xiao K, Allison D, Buckley К et al. Cellular levels of pl 20 catenin function as a set point for cadherin expression levels in microvascular endothelial cells. // The Journal of cell biology. 2003. Vol. 163, №3. P. 535-545.

554. Xiao К, Allison D, Kottke M et al. Mechanisms of VE-cadherin processing and degradation in microvascular endothelial cells. // Journal of Biological Chemistry. 2003. Vol. 278, №21. P. 19199-19208.

555. Xu F, Shi J, Yu B, Ni W, Wu X, Gu Z. Chemokines mediate mesenchymal stem cell migration toward gliomas in vitro. // Oncology reports. 2010. Vol. 23, №6. P. 1561.

556. Xu W, Huang C, Wang J et al. Comparison of the effects of recombinant human endostatin and docetaxel on human umbilical vein endothelial cells in different growth states. // Chinese medical journal. 2011. Vol. 124, №18. P. 2583-2889.

557. Yamada M, Kim S, Egashira К et al. Molecular mechanism and role of endothelial monocyte chemoattractant protein-1 induction by vascular endothelial growth factor. // Arterioscler Thromb Vase Biol. 2003. №23. P. 1996-2001

558. Yancopoulos G, Davis S, Gale N, Rudge J, Wiegand S, Holash J. Vascular-specific growth factors and blood vessel formation. //Nature. 2000. Vol. 407, №6801. P. 242-248.

559. Yang Y, Zou L, Wang Y et al. Axon guidance cue Netrin-1 has dual function in angiogenesis. // Cancer Biol Ther. 2007. №6. P. 743-748.

560. Yanofsky VR, Mercer SE, Phelps RG. Histopathological variants of cutaneous squamous cell carcinoma: a review. // Journal of Skin Cancer. 2011. Vol. 2011. P. 1-13.

561. Yap A. Kovacs E. Direct cadherin-activated cell signaling: a view from the plasma membrane. // J.Cell.Biol. 2003. №160. P. 11-16.

562. Yoon Y, Liang Z, Zhang X et al. CXC chemokine receptor-4 antagonist blocks both growth of primary tumor andmetastasis of head and neck cancer in xenograft mouse models. // Cancer Res. 2007. №67. P. 7518-7524.

563. You J, Yang C, Huang J et al. Fractalkine, a CX3C chemokine, as amediator of ocular angiogenesis. // Invest Ophthalmol Vis Sci. 2007. №48. P. 5290-5298.

564. Yu T, Rahman Z, Ross B. Actinic keratoses-surgical and physical therapeutic modalities. // Cutis; cutaneous medicine for the practitioner. 2003. Vol. 71, №5. P. 381-384.

565. Yurlova, E., Rubina, K., Sysoeva, V., Sharonov, G., Semina, E., Parfenova, E., Tkachuk, V.T-cadherin suppresses the cell proliferation of mouse melanoma B16F10 and tumor angiogenesis in the model of chorioallantoic membrane // Russian Journal of Developmental Biology. 2010. Vol. 41. №4. P. 217-226.

566. Zalaudek I, Bonifazi E, Ferrara G, Argenziano G. Keratoacanthomas and Spitz Tumors: Are They Both 'Self-Limiting'Variants of Malignant Cutaneous Neoplasms? // Dermatology. 2009. Vol. 219, №1. P. 3-6.

567. Zbaren P, Nuyens M, Stauffer E. Basaloid squamous cell carcinoma of the head and neck. // Current opinion in otolaryngology & head and neck surgery. 2004. Vol. 12, №2. P. 116121.

568. Zhang W, Liu H. МАРК signal pathways in the regulation of cell proliferation in mammalian cells. // Cell research. 2002. Vol. 12, №1. P. 9-18

569. Zhou S, Matsuyoshi N, Liang S, Takeuchi T, Ohtsuki Y, Miyachi Y. Expression of T-cadherin in basal keratinocytes of skin. // Journal of investigative dermatology. 2002. Vol. 118, №6. P. 1080-1084.

570. Zhou S, Matsuyoshi N, Takeuchi T et al. Reciprocal altered expression of T-cadherin and P-cadherin in psoriasis vulgaris. // British J. Dermatol. 2003. №149. P. 268-273.

571. Zucchini C, Bianchini M, Valvassori L et al. Identification of candidate genes involved in the reversal of malignant phenotype of osteosarcoma cells transfected with the liver/bone/kidney alkaline phosphatase gene. // Bone. 2004. Vol. 34, №4. P. 672-679.

572. ДИРЕКТИВА 2010/63/EU ЕВРОПЕЙСКОГО ПАРЛАМЕНТА И СОВЕТА ЕВРОПЕЙСКОГО СОЮЗА. Международные рекомендации по проведению медикобиологических исследований с использованием животных. Основные принципы. Страсбург: Ланималогия. 2010. С. 29.

573. Манк М. Биологи развития млекопитающих. Методы. Москва: Мир, 1990 С. 406.

574. Парфенова Е, Плеханова О, Меньшиков М и др. Регуляция роста и ремоделирования кровеносных сосудов: уникальная роль урокиназы. // Рос.физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2009. Том 95, №5. С. 442-464.

575. Парфенова Е, Ткачук В. Терапевтический ангиогенез: достижения, проблемы, перспективы// Кардиологический вестник. 2007. №2. С. 5-15.

576. Рубина К, Ткачук В. Т-кадгерин как антиадгезивная молекула и возможный рецептор липопротеидов низкой плотности в клетках кровеносных сосудов. // Рос. Физиол. Ж. 2004. Том 90, №8, С. 968-986.

581. Ткачук В. А., Плеханова О. С., Белоглазова И. Б., Парфенова Е. В.Роль мультидоменной структуры урокиназы в регуляции роста и ремоделирования сосудов. // Укр. 6ioxiM. журн. 2013. Том 85, № 6. С. 18-45.