Структурная организация и эволюция рибосомной ДНК чешуйчатых рептилий подотряда Sauria тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.26, кандидат биологических наук Воронов, Александр Сергеевич

• Воронов, Александр Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Воронов, Александр Сергеевич

• ВВЕДЕНИЕ

• ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Организация и локализация рибосомной ДНК(рДНК) в геномах эукариот.

2. Строение мономерных единиц рДНК.

3. Экспрессия и процессинг рибосомной РНК (рРНК).

4. Специфические особенности и возможные механизмы эволюции рДНК.

5. Современные концепции эволюции рептилий.

• МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Выделение ДНК

2. Блот-гибридизационный анализ '

3. ПЦР-амплификация

4. Получение рекомбинантных колоний

5. Секвенирование ДНК методом амплификации с терминаторами

6. Автоматическое секвенирование

• РЕЗУЛЬТАТЫ

1. Структурная организация рДНК ящериц

1.1 Рестрикционное картирование рДНК ящериц

1.2 Определение количества мономеров в кластерах рДНК

1.2.1 Анализ геномной ВАС- библиотеки Uta Stansburiana

1.2.2 Определение количества мономеров рДНК методом ПЦР в реальном времени

2. Структурная организация и изменчивость ВТС2 чешуйчатых рептилий

2.1 Сравнительный анализ первичной структуры

2.2 Сравнительный анализ предполагаемых вторичных структур

• ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

• ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурная организация и эволюция рибосомной ДНК чешуйчатых рептилий подотряда Sauria»

В настоящее время в молекулярной биологии быстрыми темпами идет накопление экспериментального материала по первичной структуре геномной и митохондриальной ДНК различных организмов. Получаемая информация позволяет переводить на молекулярный уровень такие дисциплины как этногеномика, палеогеномика, медицинская геномика, систематика и т.д. Одним из важнейших современных направлений в молекулярной биологии и генетике является изучение изменчивости генетического материала в процессе эволюции.

Первые позвоночные на Земле появились в результате эволюции хордовых, для которых были характерны частые геномные дупликации [McLysagt et al., 2004]. Избыточные гены, образовавшиеся вследствие полиплоидизации, со временем изменялись, приобретая иногда новые функции, подвергались элиминации, гомогенизации нуклеотидных последовательностей, внедрению повторов и эпигенетическим изменениям [Blanc and Wolfe, 2004]. В течение долгого времени считалось, что амфибии произошли от рыб, рептилии - от амфибий, а млекопитающие -от рептилий. Однако за последние полвека накопилось много данных, полученных при изучении останков ископаемых организмов, и эти данные поставили под сомнение традиционную схему.

Одной из основных не решенных проблем является загадка возникновения и эволюции тетрапод. Под тетраподами имеются в виду древние (стволовые) организмы с четырьмя конечностями, не обладающие характерными чертами своих потомков, современных амфибий, рептилий и млекопитающих. Сегодня древних тетрапод представляют как рыбообразных животных с конечностями, снабженными пальцами. Ближайшими родственниками тетрапод из ныне живущих организмов являются двоякодышащие рыбы, например, Tetraodon nigriviridis — пресноводная рыба с самым маленьким из всех известных геномов позвоночных. Сравнительный анализ геномов

Tetraodon и человека привел к идентификации ключевых генов, которые ранее считались отсутствующими у рыб. Эти и другие результаты позволяют предположить, что уже в глубокой древности образовались две основные ветви позвоночных, эволюционное развитие одной из которых привело к формированию класса рыб, а другой - к формированию классов амфибий, рептилий и млекопитающих [Smith and Vos, 2007]. Мало изученным оставался в течение долгого времени процесс формирования ветви рептилий на эволюционном древе. Последние исследования позволяют думать, что класс рептилий занимает заметно обособленную позицию и по многим важным признакам отличается от других таксонов позвоночных. Наиболее известное эволюционное древо рептилий, построенное на основании морфологических признаков, требует пересмотра в свете новых данных, полученных на молекулярном уровне [Hedges and Poling, 1999]. Анализ, проведенный на основании нуклеотидных последовательностей ДНК девяти кодирующих генов, C-mos, RAG1, RAG2, R3S, НОХА13, Jun, альфа-энолазы, амелогенина и MAFB [Vidal and Hedges, 2005], для альфа-, и бета- глобиновых последовательностей [Gorr et al., 1998], и т.д. для таксонов, представляющих главные ветви рептилий, дал результаты, сильно отличающиеся от ранее существующей морфологической классификации.

Гены, кодирующие рибосомные РНК (рРНК), являются необходимым компонентом эукариотической клетки. Информация по размеру повторяющихся единиц рДНК и их представленности в геноме была в основном получена в 70-е - 80-е годы XX века [Dawid, 1980], и с тех пор редко пополнялась. Информация данного типа для геномов рептилий до сегодняшнего дня отсутствует. Нуклеотидные последовательности рДНК являются одним из перспективных объектов для изучения путей эволюции генома. Для рДНК характерно чередование консервативных и вариабельных участков, которые удобно использовать для эволюционных исследований на различных таксономических уровнях.

Для изучения эволюционных связей часто используется участок рибосомного оперона, включающий внутренние транскрибируемые спейсеры предшественников рибосомной РНК, ВТС1 и ВТС2, в особенности ВТС2, содержащий много сайтов процессинга, важных для точного формирования зрелых 18S, 5.8S и 28S рРНК. Более, чем 100 ООО последовательностей ВТС2 депонировано в настоящее время в GenBank. Подавляющее большинство этих видоспецифических последовательностей принадлежит беспозвоночным. Их интенсивно и успешно использовали для филогении и эволюционных сравнений растений, протистов и некоторых беспозвоночных. Не смотря на первое впечатление, что ВТС2 слишком вариабелен, с его помощью можно получать ценную информацию и для таксонов более высокого уровня, благодаря наличию высоко консервативных (консенсусных) последовательностей, обеспечивающих консервативность вторичной структуры соответствующего участка пре-рРНК [Joseph, 1999; Coleman, 2007]. Использование ВТС2 для изучения эволюционных связей позвоночных является сложной задачей в силу их значительной дивергенции по нуклеотидной последовательности и по длине. Однако существование консенсусных сегментов и усовершенствование программ получения потенциальных вторичных структур для протяженных нуклеотидных последовательностей делает решение этой задачи возможным. Для получения более надежных и обоснованных результатов необходимо наращивание информационной базы. На основании вышеизложенного, представляется весьма актуальным получение новых данных по молекулярной организации рДНК рептилий и эволюционной изменчивости ее различных компонентов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная генетика», Воронов, Александр Сергеевич

выводы

1. Впервые определены размеры мономеров, образующих кластеры рибосомной ДНК в геномах 10 видов чешуйчатых рептилий, которые варьировали от 10 до 15 т.п.н.

2. Установлена степень повторности мономеров рДНК у ряда представителей рептилий, показано что у ряда ящериц она значительно меньше, чем у всех ранее исследованных позвоночных.

3. Показано, что у Uta stansburiana рДНК (Iguania) локализована на одной хромосоме.

4. Сравнение нуклеотидных последовательностей ВТС2 15 представителей отряда Squamata между собой выявило различия в размерах и характерные особенности организации этого элемента рДНК у представителей семейства Iguania и Lacertidae

5. Показано, что увеличение размеров ВТС2 у исследованных рептилий является следствием коротких инсерций и локальных дупликаций.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Воронов, Александр Сергеевич, 2008 год

1. Вейко H.H., Ляпунова H.A., Богуш A.B., Цветкова Т.Г., Громова Э.В. Определение количества рибосомных генов в индивидуальных геномах человека. Сравнение результатов молекулярного и цитологического анализа. Молекулярная биология, 1996. Т.ЗО, С. 1076-1086.

2. Воронов A.C., Шибалев Д.В., Рысков А.П., Куприянова Н.С. Эволюционная дивергенция рибосомного внутреннего транскрибируемого спейсера 2 (ВТС2) у ящериц. Молекуляр. Биология. 2006. Т. 40. № 1. С. 45-51.

3. Гвоздев В.А. Изменчивость гетерохроматических районов генома эукариот в связи с их возможной биолгической ролью (на примере Drosophila melanogaster).MoneKynflpHafl биология,Т.27, вып.6, С.1205-1217. 1993.

4. Грабовская И.Л., Глухова Л.А., Цветкова Т.Г., Кравец И.А., Мамаева С.Е., Кущ A.A. Использование гибридизации ДНК in situ для идентификации хромосомных перестроек при кариотипировании клеточных линий. Цитология, 1992. Т. 34(7). С. 41-46.

5. Куприянова Н.С., Нечволодов К.К., Кириленко П.М., Капанадзе Б.И., Янковский Н.К., Рысков А.П. Внутригеномный полиморфизм генов рибосомной РНК хромосомы 13 человека. Молек. Биол, 1996. Т. 30(1). С. 51-60.

6. Маниатис Т., ФричЭ., Самбрук Дж., Молекулярное клонирование. М.: Мир 1984.

7. Медников Б.М., Банников A.JL, Ломов А.А., Мельникова М.Н., Шубина Е.А. Рестриктный анализ повторяющейся ядерной ДНК, критерий вида и механизм видообразования. Генетика, 1995. Т. 31, С. 1237-1239.

8. Моргунов СЛ., Гоголевская И.К., Куприянова Н.С., Тимофеева М.Я. Полиморфизм длин рестриктных фрагментов 5'-области спейсера рибосомного повтора быка. Молекулярная биология, 1992.Т. 26, С. 115-129.

9. Нейфах А.А., Тимофеева М.Я. Проблемы регуляции в молекулярной биологии развития.- М.: Наука, 1978. С. 58-70.

10. Носиков В.В., Брага Э.А. 1982. Гены рибосомных РНК. Итоги науки и техники, серия молекулярная биология. 1995. Т. 18, С. 110-215.

11. Рысков А.П., Куприянова Н.С., Капанадзе Б.И., Нечволодов К.К., Позмогова Г.Е., Просняк М.И., Янковский Н.К. Генетика, 1993. Т. 29(10). С. 1750-1754.

12. Сингер М., Берг П. Гены и геномы. М.: Мир, 1998. Т. 2, С.25-39

13. Яровая О.В., Разин С.В. Новые подходы к изучению структурно-функциональной организации эукариотического генома. Молекулярная биология, 1998. Т. 32, С.47-56

14. Яровая О.В., Хенкок Р., Разин С.Р. Доменная организация кластера рибосомных генов млекопитающих. Докл. РАН, 1993. Т.330, С. 120-122.

15. Ahlberg РЕ, Clack JA, Luksevics Е, Blom Н, Zupiijs I.Ventastega curonica and the origin of tetrapod morphology. Nature, 2008. 53(7199): p.l 199-204.

16. Albert F.M., San Mauro D., Garcia-Paris M., Ruber L., Zardoya R. Effect of taxon sampling on recovering the phylogeny of squamate reptiles based on complete mitochondrial genome and nuclear gene sequence data. Gene, 2008. Epub ahead of print.

17. Aleshin V, Vladychenskaya N, Kedrova O, Miliutina I, Petrov N. Secondary structure of hairpin 17 of the lower multicellular animal Rhopalura ophiocomae (Metazoa:

18. Orthonectida) as an example of "punctuated equilibrium" in the evolution of 18S ribosomal RNA. Molecularnaya biologiya, 1999. 33: 319-329.

19. Amemiya CT, Ohta Y, Litman RT, Rast JP, Haire RN, Litman GW.VH gene organization in a relict species, the coelacanth Latimeria chalumnae: evolutionary implications.Proc Natl Acad Sci USA, 1993. 90(14): p.6661-5.

20. Andrea Feller and Blair Hedges. Molecular evidence for the early history of the living amphibians. Molecular Phylogenetics and Evolution 1998. 9: p.509-516.

21. Arisue N, Hasegawa M, Hashimoto T.Root of the Eukaryota tree as inferred from combined maximum likelihood analyses of multiple molecular sequence data.Mol Biol Evol., 2005. 22(3): p.409-20.

22. Arnheim N.,Krystal M.,Schmickel R.,Wilson G.,Ryder 0.,and Zimmer E. Molecular evidence for exchanges among ribosomal genes on non-homologous chromosomes in man and apes. Pros.Natl.Acad.Sci., 1980. 77: p.7323-7327.

23. Battail B, Surkov M V Mammal-like reptiles from Russia. In: Benton M J, Shishkin M A, Unvin D.M., Kurochkin E. N. The Age of Dinosaurs in Russia and Mongolia-Cambridge University Press, Cambridge, 2000: pp 86-119.

24. Benton M.J, Tverdokhlebov VP, Surkov MV (. Ecosystem remodeling among vertebrates at the Permian-Triassic boundary in Russia. Nature, 2004. 432: p.97-100.

25. Benton MJ. Stems, nodes, crown clades, and rank-free lists: is Linnaeus dead? Biol Rev Camb Philos Soc., 2000. 75(4): p.633-48.

26. Blanc G, Wolfe KFunctional divergence of duplicated genes formed by polyploidy during Arabidopsis evolution. Plant Cell, 2004. 16: p. 1647-1649.

27. Bohme M.U., Fritzsch G., Tippman A., Schlegel M., Berendonk T.U. The complete mitochondrial genome of the green lizard Lacerta viridis viridis (Reptilia: Lacertidae) and its phylogenetic position within squamate reptiles. Gene., 2007. 394(1-2): p.69-77

28. Borggrefe T., Wabl M., Akhmedov A.T., Jessberger R. A B cell specific DNA recombination complex. J. Biol. Chem., 1998. 273: p. 17025-17035.

29. Boroviagin A, Gerbi S U3 small nucleolar RNA is essential for cleavage at sites 1,2 and 3 in pre rRNA and determines which rRNA processing pathway is taken in Xenopus oocytes. J. Mol. Biol., 1999. 286: p.1347-1363.

30. Borovjagin AV, Gerbi SA. An evolutionary intra-molecular shift in the preferred U3 snoRNA binding site on pre-ribosomal RNA. Nucleic Acids Res., 2005. 33(15): p.4995-5005.

31. Brock G. J.R. and Bird A. Mosaic methylation of the repeat unit of the human ribosomal RNA genes. Hum. Mol. Genet., 1997. 6: p.451-456.

32. Butler RJ, Goswami A.Body size evolution in Mesozoic birds: little evidence for Cope's rule.J Evol Biol. 2008. Epub ahead of print.

33. Chen T., Zhou M., Walker B. Structural and functional analogs of the novel mammalian neuropeptide, neuromedin S (NmS), in the dermal venoms of Eurasian bombinid toads. Biochem. et Biophys. Res. Comm., 2006. 345: p.377-384.

34. Cheung S.W., Sun L., Featherstone T. (). Visualization of NORs in relation to the precise chromosomal localization of ribosomal RNA genes. Cytogenet. Cell Genet., 1989. 50 (23): p. 93-97.

35. Clack J. Gaining ground: the origin and evolution of Tetrapodes. Indiana University Press, Bloomington, 2002.

36. Clark C.G., Tague B.W., Ware V.C., Gerbi S.A. Xenopus laevis 28S ribosomal RNA: a secondary structure model and its evolutionary and functinal implications.Nucleic Acids Res., 1984.12: p.6197-6220.

37. Coleman AW ITS2 is a double-edged tool for eukaryote evolutionary comparisons. Trends Genet., 2003. 19: p.370-375.

38. Cote C, Greer C., Peculis B Dynamic conformation model for the role of ITS-2 in pre-rRNA processing in yeast. RNA, 2002. 8: p. 786-797.

39. Dudov KP, Dabeva MD, Hadjiolov AA, Todorov BN. Processing and migration of ribosomal ribonculeic acids in the nucleolus and nucleoplasm of rat liver nuclei. Biochem J., 1978 171(2): p.375-83.

40. Estes, R., K. de Queiroz and J. Gauthier. Phylogenetic relationships within Squamata. In: R. Estes and G. Pregill, eds. The Phylogenetic Relationships of the Lizard Families. Stanford University Press, Palo Alto., 1988 . p.l 19-281.

41. Fara E, Benton M.J. The Fossil Record of Cretaceous Tetrapods. PALAIOS; 2000. 2: p. 161-165;

42. Garkavtsev I.V., Tsvetkova T.G., Yegolina N.A., Gudkov A.V. (). Variability of human rRNA genes inheritance and nonrandom chromosomal distribution of structural variants of nontranscribed spacer sequences. Hum. Genet, 1988. 81: p.31-37.

43. Garner P. The fossil record of 'early' tetrapodes: evidence of a major evolutionary transition? TJ Archive, 2003. 17(2): p.l 11-117.

44. Georgiev O.I., Nosikov V.V., Braga E.A., Hadjiolov A.A. Sequence heterogeneity in the internal transcribed spacers of two rat ribosomal DNA clones. Biochem.Int., 1984. 8(2): p. 225-229.

45. Ginisty H, Amalric F, Bouvet P. Nucleolin functions in the first step of ribosomal RNA processing. EMBO J., 1998. 17: p.1476-86.

46. Gonzales I.L., Sylvester J.E. Beyong ribosomal DNA: on towards the telomere. Chromosoma, 1997. 105: p.431-437.

47. Gonzales I.L., Sylvester J.E. Complete sequence of the 43-kb human ribosomal DNA repeat: analysis of the intergenic spacer. Genomics., 1995. 27: p.320-328.

48. Gonzalez I. L., Petersen R., and Sylvester J.E. Independent insertion of Alu elements in the human ribosomal spacer and their concerted evolution. Mol. Biol. Evol., 1989. 6: p.413423. "^

49. Gonzalez I.L., Chambers C., Gorsky J.L., Stambolian D., Schmickel R.D. Sylvester J.E. 0- Sequence and structure correlation of human ribosomal transcribed spacers. J. Mol. Biol., 1990. 212(1): p. 27-35.

50. Gonzalez I.L., Sylvester J.E. Human rDNA: Evolutionary patterns within the genes and tandem arrays derived from multiple chromosomes. Genomics, 2001. 73: p.255-263.

51. Good L, Intine RV, Nazar RN. Interdependence in the processing of ribosomal RNAs in Schizosaccharomyces pombe. J Mol Biol., 1997. 273(4): p.782-8.

52. Gorr T, Mable B, Kleinschmidt T Phylogenetic analysis of reptilian hemoglobins: trees, rates, and divergences. J. Mol. Evol., 1998. 47: p.471-485.

53. Gower D.J. and Weber E. The braincase of Euparkeria, and the evolutionary relationships of birds and crocodilians. Cambridge University Press, Biological Reviews, 1998. 73: p.367-411

54. Grigoryev SA, Bednar J, Woodcock CL. MENT, a heterochromatin protein that mediates higher order chromatin folding, is a new serpin family member.J Biol Chem., 1999. 274(9): p.5626-36.

55. Grummt I, Kuhn A, Bartsch I, Rosenbauer H. A transcription terminator located upstream of the mouse rDNA initiation site affects rRNA synthesis. Cell, 1986. 47(6): p.901-11.

56. Grummt I, Rosenbauer H, Niedermeyer I, Maier U, Ohrlein A. A repeated 18 bp sequence motif in the mouse rDNA spacer mediates binding of a nuclear factor and transcription termination. Cell, 1986. 45(6): p.837-46.

57. Grummt I.Different epigenetic layers engage in complex crosstalk to define the epigenetic state of mammalian rRNA genes.Hum Mol Genet., 2007.16 Spec No l:R21-7. Review.

58. Hanakahi L.A., Dempsey L.A., Li M.-J., Maizels N. Nucleolin is one component of the B cell -specific transcription factor and switch region binding protein, LR1. Proc Natl. Acad. Sei., 1997. 94: p.3605-3610.

59. Hannon GJ, Maroney PA, Branch A, Benenfield BJ, Robertson HD, Nilsen TW. Accurate processing of human pre-rRNA in vitro. Mol Cell Biol., 1989. 9(10): p.4422-31.

60. Hay E.D. and Gurdon J.B. Fine structure of the nucleolus in normal and mutant Xenopus embryos. J. Cell Sei., 1967.2(2): p.151-162.

61. Hedges S.B., Moberg K.D., Maxon L.R. Tetrapod phylogeny inferred from 18S and 28S ribosomal RNA sequences and a review of the evidence for Amniote relationships. Mol. Biol. Evol., 1990. 7: p.607-633.

62. Henderson S, Sollner-Webb B. A transcriptional terminator is a novel element of the promoter of the mouse ribosomal RNA gene. Cell., 1986.47(6): p.891-900.

63. Htun H. and Dahlberg J.E. Topology and and formation of triple-stranded H-DNA. Science., 1989. .243: p.1571-1576.

64. Hughes JM, Ares M Jr. Depletion of U3 small nucleolar RNA inhibits cleavage in the 5' external transcribed spacer of yeast pre-ribosomal RNA and impairs formation of 18S ribosomal RNA. EMBO J., 1991. 10(13): p.4231-9.

65. Jacob S.T. Regulation of ribosomal gene trnscription. Biochem J., 1995. 306: p.617-626

66. Jaillon 0., Aury J.-M., Brunet F. et al. Genome duplication in the teleost fish Tetraodon nigriviridis reveals the early veretebrate proto-karyotype. Nature, 2004. 431: p.946-957.

67. Jiang C, Liao D.Striking bimodal methylation of the repeat unit of the tandem array encoding human U2 snRNA (the RNU2 locus).Genomics,1999. 62(3): p.508-18.

68. Jiang YH, Bressler J, Beaudet AL.Epigenetics and human disease.Annu Rev Genomics Hum Genet., 2004. 5: p. 479-510. Review.

69. Joseph N, Krauskopf E, Vera M., Michot B. Ribosomal internal transcribed spacer 2 (ITS2) exhibits a common core of secondary structure in vertebrates and yeast. Nucleic Acids Res., 1999. 27: p.4533-455.

70. Kaiserman D, Bird PI. Analysis of vertebrate genomes suggests a new model for clade B serpin evolution BMC Genomics., 2005.6: pl57-167.

71. Kaplan F.S., Murray J., Sylvester J.E., Gonzalez I.L., O'Connor P., Doering J.L., Muenke M., Emanuel B.S., Zasloff M.A. The topographic organization of repetitive DNA in the human nucleolus. Genomics, 1993. 15: p.123-132.

72. Kass S, Craig N, Sollner-Webb B. Primary processing of mammalian rRNA involves two adjacent cleavages and is not species specific. Mol Cell Biol., 1987. 7(8): p.2891-8

73. Katzenberg D.R., Tilley S.A., Birshtein B.K. Nucleotide sequence of unequal sister ch romatid exchange site in a mouse myeloma cell line. Mol. Cell Biol., 1989. 9: p. 13241326.

74. Kawai A, Ishijima J, Nishida C, Kosaka A, Ota H, Kohno SI, Matsuda Y.The ZW sex chromosomes of Gekko hokouensis (Gekkonidae, Squamata) represent highly conserved homology with those of avian species.Chromosoma. 2008. Epub ahead of print.

75. Kosushkin SA, Borodulina OR, Grechko YV, Kramerov DA. A new family of intersperced repeats from Squamate reptiles. Molecular Biology, 2006. 40: p.333-336.

76. Krystal M., D'Eustachio, Ruddle F.H., Arnheim N. (). Human nucleolus organizers on homologous chromosomes can share the same ribosomal gene variants. Proc. Natl. Acad. Sci., 1981. 78: p.5744-5748.

77. Kuhn A, Normann A, Bartsch I, Grummt I. The mouse ribosomal gene terminator consists of three functionally separable sequence elements. EMBO J., 1988. 7(5): p. 1497-502.

78. Kupriyanova N., Popenko V., Eisner G., Yengerov Ju., Timofeeva M., Tikhonenko A., Skryabin K.& Bayev A. Organization of loach ribosomal genes (Misgurnus fossilis L.). Molec. Biol. Rep., 1982. 8: p.143-148.

79. La Volpe A., Simeone A., D'Esposito M., Scotto L., Fidanza V.,De alco A., and Boncinelli E. Molecular analysis of heterogeneity region of the human ribosomal spaser. Mol. Biol., 1985. 183: p.213-223.

80. Labella T., Schlessinger D. Complete human rDNA repeat units isolated in yeast artifical chromosomes. Genomics, 1989. 5: p.752-760.

81. Labhart P, Reeder RH. Characterization of three sites of RNA 3' end formation in the Xenopus ribosomal gene spacer. Cell, 1986. 45(3): p.431-43.

82. Lawrence RJ, Pikaard CS.Chromatin turn ons and turn offs of ribosomal RNA genes.Cell Cycle, 2004.3(7): p.880-3.

83. Lindahl L, Archer RH, Zengel JM. Alternate pathways for processing in the internal transcribed spacer 1 in pre-rRNA of Saccharomyces cerevisiae. Nucleic Acids Res., 1994. 22(24): p.5399-407.

84. Long JA, Young GC, Holland T, Senden TJ, Fitzgerald EM.An exceptional Devonian fish from Australia sheds light on tetrapod origins/Nature, 2006. 444(7116): p. 199-202.

85. Mathew C.G. P. Methods in Molecular Biology. Ed. Walker J.M.:N.Y.: Human Press.,1984. 2: p. 31-34.

86. Maxwell ES, Fournier MJ. The small nucleolar RNAs. Annu Rev Biochem, 1995. 64: p. 897-934.

87. Mayer C, Schmitz KM, Li J, Grummt I, Santoro R.Intergenic transcripts regulate the epigenetic state of rRNA genes.Mol Cell, 2006. 22(3): p. 351-61.

88. McKenzie P, Chadalavada SC, Bohrer J, Adams JC. Phylogenomic analysis of vertebrate thrombospondins reveals fish-specific paralogues, ancestral gene relationships and a tetrapod innovation.BMC Evol Biol., 2006. 18: p. 6-33

89. McLysaght A, Hokamp K, Wolfe K. Extensive genomic duplication during early chordate evolution. Nat. Genet., 2002. 31: p. 200-204.

90. McStay B.Nucleolar dominance: a model for rRNA gene silencing.Genes Dev., 2006. 20(10): p. 1207-14.

91. Mezentseva NV, Kumaratilake JS, Newman SA.The brown adipocyte differentiation pathway in birds: an evolutionary road not taken.BMC Biol., 2008. 6: p. 17.

92. Miller D. A., Tantrayahi R., Dev V.G., Miller O.J. Frequency of satellite association of human chromosomes is correlated with amount of Ag-staining of the nucleolus organizer region. Amer. J. Hum. Genet., 1977. 29: p. 490-502.

93. Miller KG, Sollner-Webb B. Transcription of mouse rRNA genes by RNA polymerase I: in vitro and in vivo initiation and processing sites. Cell, 1981. 27(1 Pt 2): p. 165-74.

94. Modisakeng K.W., Amemiya C.T., Dorrington R.A., Blatch G.L. Molecular biology studies on the coelacanth: a review. South African Journal of Sci., 2006.102: p. 479-485.

95. Monk M., Boubelik M., Lehnert S. Temporal and regional changes in DNA methylation in the embryonic, extra-embryonic and germ cell lineages during mouse embryo development. Development, 1987. 99: p. 371-382.

96. Moyzis R.K., Torney D.C., Meyne J., Buckingham J.M., Wu J.-R., Burks C., Sirotkin K.M., Goad W.B. The distribution of interspersed repetitive DNA sequences in the humangenome. Genomics, 1989. 4: p. 273-289.

97. Mukha D.V., Sidorenko A.P., Lazebnaya I.V., Wiegmann B.M. Analysis of intraspecies polymorphism in the ribosomal cluster of the cockroach Blatella germanica. Insect Mol. Biol., 2000. 9: p. 217-222.

98. Nanda I., Zischler H., Epplen C., Gutlenbach M., Schmid M. Chromosomal organization of simple repeated DNA sequences used for DNA fingerprinting. Electrophoresis, 1991. 12: p. 193-203.

99. Naylor S.L., Sakaguchi A.Y., Schmickel R.D., Woodworth-Gutal M., Shows T.B. Organization of rDNA spacer fragment variants among human acrocentric chromosomes in somatic cell hybrids. J. Mol. Appl. Genet, 1983. 2: p. 137-146.

100. Netchvolodov KK, Boiko AV, Ryskov AP, Kupriyanova NS. Evolutionary divergence of the pre-promotor region of ribosomal DNA in the great apes. DNA Seq., 2006.17(5): p. 378-91.

101. Oakes CC, Smiraglia DJ, Plass C, Trasler JM, Robaire B.Aging results in hypermethylation of ribosomal DNA in sperm and liver of male rats.Proc Natl Acad Sci U S A., 2003.100(4): p. 1775-80.

102. Olmo E Different genomic evolutionary rates in the various reptile lineages. Gene, 2002. 295: p. 317-321.

103. Patel VS, Cooper SJ, Deakin JE, Fulton B, Graves T, Warren WC, Wilson RK, Graves JA.Platypus globin genes and flanking loci suggest a new insertional model for beta-globin evolution in birds and mammals.BMC Biol., 2008. 6(l):p.34

104. Pavelitz T, Bailey AD, Elco CP, Weiner AM.Human U2 snRNA genes exhibit a persistently open transcriptional state and promoter disassembly at metaphase.Mol Cell Biol., 2008. 28(11): p. 3573-88.

105. Pedrazzini E. and Slavutsky I.R. Ag-NOR staining and satellite association in bone marrow cells from patients with mycosis fungoides. Hereditas 1991. 123(1): p. 9-15.

106. Planta RJ, Raue HA. Control of ribosome biogenesis in yeast. Trends Genet., 1988. 4(3): p. 64-8.

107. Ragg H, Lokot T, Kamp PB, Atchley WR, Dress A.Vertebrate serpins: construction of a conflict-free phylogeny by combining exon-intron and diagnostic site analyses.Mol Biol Evol., 2001. 18(4): p. 577-84.

108. Ranzani G.N., Bernini L.F., Crippa M. Inheritance of rDNA spacer length variants in man. Mol. Gen. Genet, 1984. 196: p. 141-145.

109. Reddy R, Rothblum LI, Subrahmanyam CS, Liu MH, Henning D, Cassidy B, Busch H. The nucleotide sequence of 8 S RNA bound to preribosomal RNA of Novikoff hepatoma. The 5'-end of 8 S RNA is 5.8 S RNA. J Biol Chem.,1986. 258(1): p. 584-9.

110. Reimers K., Abu Qarn M., Almeling C. et al. Identification of the non-specific cytotoxic cell receptor protein 1 (NCCRP1) in regenerating axolotl limbs. J.Comp.Physiol., 2006.176: p. 599-605.

111. Roesner A, Fuchs C, Hankeln T, Burmester T. A globin gene of ancient evolutionary origin in lower vertebrates: evidence for two distinct globin families in animals. Mol Biol Evol., 2005. 22(1): p. 12-20.

112. Rose K.M., Szopa J., Han F.S., Cheng Y.C., Richter A., Scheer U. Association of DNAtopoisomerase I and RNA polymerase I: A possible role for topoisomerase I in ribosomal gene transcription. Chromosoma, 1988. 96: p. 411-416.

113. Santoro R.The silence of the ribosomal RNA genes.Cell Mol Life Sci., 2005. 62(18): p. 2067-79.

114. Savino R, Gerbi SA. Preribosomal RNA processing in Xenopus oocytes does not include cleavage within the external transcribed spacer as an early step. Biochimie, 1991. 73(6): p. 805-12.

115. Savino R, Gerbi SA.In vivo disruption of Xenopus U3 snRNA affects ribosomal RNA processing.EMBO J., 1990. 9(7): p. 2299-308.

116. Schilders G, Raijmakers R, Raats JM, Pruijn GJ. MPP6 is an exosome-associated RNA-binding protein involved in 5.8S rRNA maturation.Nucleic Acids Res., 2005. 33(21): p. 6795-804.

117. Schlotterer C, Tautz D.Chromosomal homogeneity of Drosophila ribosomal DNA arrays suggests intrachromosomal exchanges drive concerted evolution.Curr Biol., 1994. 4(9): p. 777-83.

118. Schmickel R.D., Gonzalez I.L., Erickson J.M., Nucleolus organizing genes on chromosome 21: recombination and nondisjunction. Ann. N Y Acad.Sci., 1985. 450: p. 121-131.

119. Seperack P., Slatkin M., Arnheim N., Linkage disequilibrium in human ribosomal genes: Implications of multigene family evolution. Genetics, 1988. 119: p. 943-949.

120. Shiraishi M, Sekiguchi A, Chuu YH, Sekiya T. Alteration of mosaic methylation of the repeat unit of the human ribosomal RNA genes in lung cancer.Biol Chem., 1999 380(1): p. 81-4.

121. Smith J.J. & Voss S.R. Gene order data from a model amphibian (Ambystoma): new perspectives of vertebrate genome structure and evolution. BMC Genomics, 2006. 7: p. 219-231.

122. Sylvester J., Petersen R., Schmickel R. Human ribosomal DNA: Novel sequence organization in 4,5 kilobases upstream of the promoter. Gene, 1989. 84: p. 193-196.

123. Thyagarajan B, Lundberg R, Rafferty M, Campbell C.Nucleolin promotes homologous DNA pairing in vitro.Somat Cell Mol Genet, 1998. 24(5): p. 263-72.

124. Tomlinson ML, Field RA, Wheeler GN. A leap forward for chemical genetics. Mol. Biosyst., 2005. 1: p. 223-228.

125. Torchet C, Hermann-Le Denmat S. Bypassing the rRNA processing endonucleolytic cleavage at site A2 in Saccharomyces cerevisiae. RNA, 2000. 6(11): p. 1498-508.

126. Townsend T., Larson A., Louis E., Macey J.R.Molecular phylogenetics of squamata: the position of snakes, amphisbaenians, and dibamids, and the root of the squamate tree. Syst Biol., 2004. 53(5): p. 735-57.

127. Townsend TM, Alegre RE, Kelley ST, Wiens JJ, Reeder TW. Rapid development of multiple nuclear loci for phylogenetic analysis using genomic resources: an example from squamate reptiles. Mol Phylogenet Evol., 2008. 47(1): p. 129-42.

128. Trinchella F, Riggio M, Filosa S, Parisi E, Scudiero R.Molecular cloning and sequencing of metallothionein in squamates: New insights into the evolution of the metallothionein genes in vertebrates.Gene, 2008. Epub ahead of print.

129. Vance VB, Thompson EA, Bowman LH. Transfection of mouse ribosomal DNA into rat cells: faithful transcription and processing. Nucleic Acids Res., 1985. 13(20): p. 7499-513.

130. Vandepoele K, De Vos W, Taylor JS, Meyer A, Van de Peer Y. Major events in the genome evolution of vertebrates: paranome age and size differ considerably between ray-finned fishes and land vertebrates. Proc Natl Acad Sei USA, 2004. 101(6): p. 1638-43.

131. Wahls WP, Wallace LJ, Moore PD.Hypervariable minisatellite DNA is a hotspot for homologous recombination in human cells.Cell, 1990. 60(1): p. 95-103.

132. Yue G.H., Liew W.C., Orban L. The complete mitochondrial genome of a basal teleost, the Asian arowana (Scleropages formosus, Osteoglossidae). BMC Genomics., 2006. 7: p. 242.

133. Zardoya R, Meyer A Complete mitochondrial genome suggests diapsid affinities of turtles. Proc. Natl. Acad. Sei., 1998. 95: p. 1114226-14231.

134. Zhang H, Wang JC, Liu LF.Involvement of DNA topoisomerase I in transcription of human ribosomal RNA genes.Proc Natl Acad Sei USA, 1988. 85(4): p. 1060-4.

135. Zuker M. On finding all suboptimal foldings of an RNA molecule. Science, 1989. 244: p. 48-55.