Структурированные участки нуклеиновых кислот - мишени для избирательного воздействия низкомолекулярных лигандов и олигонуклеотидов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Демченко, Юлия Николаевна

• Демченко, Юлия Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Демченко, Юлия Николаевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

АНТИСМЫСЛОВЫЕ ОЛИГОНУКЛЕОТИДЫ И ИХ ПРОИЗВОДНЫЕ -ПОТЕНЦИАЛЬНЫЕ СРЕДСТВА БОРЬБЫ С ПАТОГЕННЫМИ МИКРООРГАНИЗМАМИ.

1.1. Введение.

1.2. Структура, химический состав и функции клеточной стенки прокариот.

1.3. Барьерные функции клеточных стенок бактерий.

1.3.1. Внешняя мембрана грамотрицательных бактерий.

1.3.2. Микобактериальная клеточная стенка.

1.4. Методы доставки антисмысловых олигонуклеотидов и их производных в клетки бактерий.

1.4.1. Использование липосом в качестве средства доставки олигонуклеотидов

1.4.2. Использование ПНК и пептид-ПНК конъюгатов для подавления роста бактериальных клеток.

1.4.3. Доставка олигонуклеотидов и их производных в клетки микобактерий.

1.5. Выбор РНК-мишеней для подавления роста и жизнедеятельности бактерий с помощью антисмысловых олигонуклеотидов и их производных.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Материалы.

2.2. Олигонуклеотиды.

2.3. Методы.

2.3.1. Введение 32Р метки по 5'-концевому положению олигонуклеотидов.

2.3.2. Модификация ДНК диэтилпирокарбонатом.

2.3.3. Модификация ДНК КМпО4.

2.3.4. Гидролиз ДНК эндонуклеазой S1.

2.3.5. Гидролиз ДНКрестриктазой BamHI.

2.3.6. Фотомодификация ДНК-мишени.

2.3.7. Получение РНК с помощью реакции транскрипции in vitro.

2.3.8. Выделение рибосом ирибосомных субчастиц из М. smegmatis и Е. coli.

2.3.9. Гибридизация олигонуклеотидов с РНК-транскриптом.

2.3.10. Гибридизация олигонуклеотидов с 23SрРНК в составе рибосом и рибосомных субчастиц.

2.3.11. Синтез дипептида Phe-Phe на рибосомах.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Структурная подвижность шпилечного ДНК-элемента, расположенного в U области длинных концевых повторов 1731 ретротранспозона drosophila

MEL ANOGA STER.

3.1.1. Исследование вторичной структуры фрагментов Вс и комплементарного ему Впс.

3.1.2. Анализ структуры Вс с помощью макроциклов, созданных на основе акридина.

3.2. Исследование влияния образования комплексов олигонуклеотидов со шпилечной ДНК-мишенью на структурную организацию и функционирование близлежащих областей ДНК.

3.2.1. Антисмысловые олигонуклеотиды модулируют расщепление комплекса 69T-OL7рестриктазой BamHI.

3.2.2. 3 '-Область 69Т-мишени взаимодействует с ее 5 '-областью.

3.2.3. Комплекс ОЫ-69T-OL7 образуется с участием несовершенных триплексов.

3.2.4. 5 '-Область OL5 взаимодействует с мишенью 69Т.

3.3. Повышение специфичности связывания антисмысловых олигонуклеотидов при использовании в качестве мишени РНК-шпилек.

3.3.1. Олигонуклеотиды способны специфично связываться с областью а-сарциновой петли 23SрРНК М. tuberculosis.

3.3.2. Взаимодействие олигонуклеотидов с 70S рибосомами М. smegmatis и Е. coli, и влияние их на функциональную активность рибосом.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурированные участки нуклеиновых кислот - мишени для избирательного воздействия низкомолекулярных лигандов и олигонуклеотидов»

Важной задачей современной молекулярной биологии является создание методов регуляции биологических процессов в исследовательских и терапевтических целях. Одним из наиболее перспективных подходов к решению этой задачи является направленное воздействие на выбранные участки нуклеиновых кислот с помощью олигонуклеотидов и их производных [1-4], а также низкомолекулярных лигандов, способных распознавать определенные структуры молекул ДНК или РНК [5-7]. Синтез различных аналогов олигонуклеотидов, устойчивых к действию нуклеаз [8,9], создание коньюгатов олигонуклеотидов с поликатионными или гидрофобными лигандами, облегчающими их проникновение в клетку [10,11], значительно расширили возможности применения олигонуклеотидов в качестве ген-направленных агентов и инструмента для молекулярно-биологических исследований. В то же время, выбор в составе молекул ДНК и РНК оптимальных мишеней для воздействия олигонуклеотидов остается актуальной задачей и на сегодняшний день.

Так как, в составе природных нуклеиновых кислот практически отсутствуют открытые участки [12], фактическими мишенями для связывания олигонуклеотидов служат некоторые элементы вторичной структуры ДНК- и РНК-молекул. Наиболее перспективными мишенями для регуляции функциональной активности нуклеиновых кислот с помощью олигонуклеотидов представляются шпилечные структуры, петлевые участки которых доступны для образования комплексов с олигонуклеотидами. Кроме того, некоторые шпильки являются функционально значимыми элементами нуклеиновых кислот, поскольку служат местами связывания регуляторных белков [13-15], а конформационные перестройки шпилечных участков часто лежат в основе природной регуляции биологических процессов [16].

При выборе области природной нуклеиновой кислоты, доступной для связывания с олигонуклеотидами, необходимо иметь полную информацию о строении и функциональной значимости конформационных состояний потенциальной мишени, а также о факторах, которые могут вызывать ее структурную реорганизацию. Следует учитывать и то, что взаимодействие с олигонуклеотидами вызовет изменение структуры мишени не только в области комплексообразования, но и с большой вероятностью будет инициировать перестройки в близлежащих областях нуклеиновой кислоты, что в свою очередь может привести к изменению их функциональной активности.

При конструировании олигонуклеотидов для экспериментов in vivo необходимо, кроме других факторов, оптимизировать соотношение эффективности и специфичности их взаимодействия с мишенью. Следует учитывать, что стандартные методы, используемые для повышения специфичности связывания олигонуклеотидов на модельных ДНК или РНК, не всегда оказываются применимы для природных молекул, имеющих сложную пространственную структуру.

Наряду с олигонуклеотидами, способными с высокой степенью специфичности взаимодействовать с мишенью, существует большое количество химических лигандов, распознающих и стабилизирующих определенные элементы вторичной структуры нуклеиновых кислот. Такие химические соединения могут быть использованы как в качестве реагентов для исследования структуры нуклеиновых кислот, так и для биотехнологических целей.

Целью настоящей работы являлось изучение функционально значимых шпилечных структур нуклеиновых кислот как потенциальных мишеней для связывания олигонуклеотидов и анализ изменений в структуре и биологической активности ДНК- и РНК-шпилек, происходящих при связывании с ними олигонуклеотидов.

В ходе исследования решались следующие задачи: изучение возможных конформаций фрагмента ДНК, являющегося сайтом связывания регуляторного белка NssBF и входящего в состав U3 области длинных концевых повторов ретротранспазона 1731 Drosophila melanogaster, а также факторов, влияющих на структурные перестройки этого фрагмента; исследованние влияния комплексообразования олигонуклеотидов с ДНК на структурную организацию и биологическую активность близлежащих областей ДНК, не вовлеченных непосредственно в образование комплексов; выявление олигонуклеотидов, способных специфически связываться с областью а-сарциновой петли 23S рРНКМ tuberculosis.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Демченко, Юлия Николаевна

выводы

1. Изучена структура 40-звенного функционально значимого элемента ДНК (Вс), входящего в состав U3 области длинных концевых повторов ретротранспозона 1731 Drosophila melanogaster, с которым взаимодействует регуляторный белок NssBF.

- Показано, что в отсутствие ионов Mg2+ данный фрагмент ДНК (Вс) существует в виде двух равновесных шпилечных структур, содержащих 6 нуклеотидных пар в стебле и 4 или 8 нуклеотидов в петле. В присутствии ионов Mg2+ сохраняется равновесие двух шпилечных структур, содержащих 4 или 8 нуклеотидов в петле, а неструктурированные ранее 3' и 5'-концы Вс образуют несовершенный стебель, содержащий 4-звенную боковую петлю. Связывание акридиновых макроциклов с Вс в отсутствие ионов Mg2+ также приводит к стабилизации такой структуры.

- Фрагмент ДНК, комплементарный Вс (Впс), существует только в виде шпильки с четырьмя нуклеотидами в петле.

2. Исследовано связывание олигонуклеотидов с модельной 69-звенной шпилечной ДНК, содержащей элементы мини-экзонной последовательности РНК Leishmania. Выявлено влияние связывания олигонуклеотидов на структурную организацию и функциональную активность областей ДНК, не вовлеченных непосредственно в образование комплексов.

- Показано, что при определенных условиях (10 мМ MgCh, рН 6.0) в присутствии олигонуклеотидов вторичная структура ДНК претерпевает изменения, которые определяются не только Уотсон-Криковскими, но и взаимодействиями Хугстиновского типа: происходит образование несовершенных тройных комплексов между предформированным дуплексом и достаточно удаленным от него одноцепочечным участком ДНК-мишени.

- Охарактеризованы структурные изменения в молекуле ДНК, происходящие в результате связывания с ней олигонуклеотидов и идентифицированы основания ДНК, участвующие в образовании несовершенных тройных комплексов.

- Продемонстрировано, что связывание олигонуклеотидов изменяет биологическую активность участков ДНК вследствие стабилизации или дестабилизации несовершенных тройных комплексов, определяющих функциональную активность данного участка.

3. Исследована возможность избирательного связывания олигонуклеотидов с областью а-сарциновой петли 23 S рРНК М. tuberculosis и подавления функции рибосом микобактерий.

- Идентифицированы олигонуклеотиды, комплементарные областям 2657-2666 и 26672674, а также области 2661-2674, способные с высокой эффективностью и специфичностью связываться с фрагментом 23 S рРНК М. tuberculosis.

- Выбран олигонуклеотид, комплементарный участку 2661-2674 23S рРНК, который способен избирательно взаимодействовать с 23 S рРНК микобактерий, находящейся в составе рибосом и подавлять пептидилтрансферазную активность рибосом.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Демченко, Юлия Николаевна, 2004 год

1. Belikova A.M., Zarytova V.F., Grineva N.I. Synthesis of ribonucleosides and diribonucleoside phosphates containing 2-chloroethylamine and nitrogen mustard residues. // Tetrahedron Lett. 1967. V. 37. P. 3557-3562.

2. Helene C., Toulme J.J. Specific regulation of gene expression by antisense, sense and antigene nucleic acids. // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1049. P. 99-125.

3. Demidov V.V., Frank-Kamenetskii M.D. Two sides of the coin: affinity and specificity of nucleic acid interactions. // Trends Biochem. Sci. 2004. V. 29. P. 62-71.

4. Benimetskaya L., Stein C.A. Antisense therapy: recent advances and relevance to prostate cancer. // Clin. Prostate Cancer. 2002. V. 1. P. 20-30.

5. Chen X., Burrows C.J., Rokita S.E. Ligand effects associated with the intrinsicselectivity of DNA oxidation promoted by nickel(II) macrocyclic complexes. // J. Am. Chem. Soc. 1992. V. 114. P. 322-325.

6. Kappen L.S.,Goldberg I.H. Site-specific cleavage at a DNA bulge by neocarzinostatin chromophore via a novel mechanism. // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 13138-13145.

7. Kappen L.S., Goldberg I.H. Characterization of a covalent monoadduct of neocarzinostatin chromophore at a DNA bulge. // Biochemistry. 1997 . V. 36. P. 14861-14867.

8. Marshall W.S., Caruthers M.H. Phosphorodithioate DNA as a potential therapeutic drug. // Science. 1993. V. 259. P. 1564-1570.

9. Stein C.A.,Cheng Y.C. Antisense oligonucleotides as therapeutic agents—is the bullet really magical? // Science. 1993. V. 20. P. 1004-1012.

10. Vlassov V.V., Balakireva L.A., Yakubov L.A. Transport of oligonucleotides across natural and model membranes. // Biochim. Biophys. Acta . 1994. V. 1197. P. 95-108.

11. Leonetti J.P., Degols G., Clarenc J.P., Mechti N., Lebleu B. Cell delivery and mechanisms of action of antisense oligonucleotides. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1993. V. 44:143-66. P. 143-166.

12. Kikinis Z., Eisenstein R.S., Bettany A.J., Munro H.N. Role of RNA secondary structure of the iron-responsive element in translational regulation of ferritin synthesis. // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4190-4195.

13. Witherell G.W., Gott J.M., Uhlenbeck O.C. Specific interaction between RNA phage coat proteins and RNA. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1991. V. 40:185-220. P. 185-220.

14. Oubridge C., Ito N., Evans P.R., Тео C.H., Nagai K. Crystal structure at 1.92 A resolution of the RNA-binding domain of the U1A spliceosomal protein complexed with an RNA hairpin. // Nature. 1994. V. 372. P. 432-438.

15. Jacks T. Translational suppression in gene expression in retroviruses and retrotransposons. // Curr. Top.Microbiol.Immunol. 1990. V. 157:93-124. P. 93-124.

16. Murray B.E. New aspects of antimicrobial resistance and the resulting therapeutic dilemmas. II J. Infect. Dis. 1991. V. 163. P. 1184-1194.

17. Neu H.C. Antimicrobial agents: the old and the new. И Am. J.Infect. Control. 1989. V. 17. P. 276 -285.

18. O'Sullivan N., Wise R. Macrolide, lincosamide, and streptogramin antibiotics. // Current Opinion in Infectious Diseases. 1990. V. 3. P. 743-750.

19. Neu H.C. The crisis in antibiotic resistance. // Science. 1992. V. 257. P. 1064-1073.

20. Гусев M.B., Минеева JI.А. Микробиология. M.: Мир. 1992.

21. Katz A.H.,Caufield С.Е. Structure-based design approaches to cell wall biosynthesis inhibitors. // Curr.Pharm.Des. 2003. V. 9. P. 857-866.

22. Nikaido H. Preventing drug access to targets: cell surface permeability barriers and active efflux in bacteria. // Semin.Cell Dev.Biol. 2001. V. 12. P. 215-223.

23. Nikaido H.,Vaara M. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability. // Microbiol. Rev. 1985. V. 49. P. 1-32.

24. Schulz G.E. Bacterial porins: structure and function. // Curr. Opin. Cell Biol. 1993. V. 5. P. 701-707.

25. Cowan S.W., Schirmer Т., Rummel G., Steiert M., Ghosh R., Pauptit R.A., Jansonius J.N., Rosenbusch J.P. Crystal structures explain functional properties of two E. coli porins. // Nature. 1992. V. 358. P. 727-733.

26. Decad G.M., Nikaido H. Outer membrane of gram-negative bacteria. XII. Molecular-sieving function of cell wall. // J.Bacteriol. 1976. V. 128. P. 325-336.

27. Nikaido H., Rosenberg E.Y., Foulds J. Porin channels in Escherichia coli: studies with beta-lactams in intact cells. II J. Bacteriol. 1983. V. 153. P. 232-240.

28. Sen К., Hellman J., Nikaido H. Porin channels in intact cells of Escherichia coli are not affected by Donnan potentials across the outer membrane. // J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 11821187.

29. Nikaido H. and Hancock R. Outer membrane permeability of Pseudomonas aeruginosa. The Bacteria. 145-193.

30. Nikaido H., Nikaido K., Harayama S. Identification and characterization of porins in Pseudomonas aeruginosa . II J.Biol.Chem. 1991. V. 266. P. 770-779.

31. Sugawara E., Nikaido H. OmpA protein of Escherichia coli outer membrane occurs in open and closed channel forms. II J.Biol.Chem. 1994. V. 269. P. 17981-17987.

32. Pautsch A., Schulz G.E. Structure of the outer membrane protein A transmembrane domain. II Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. P. 1013-1017.

33. Sugawara E., Steiert M., Rouhani S., Nikaido H. Secondary structure of the outer membrane proteins OmpA of Escherichia coli and OprF of Pseudomonas aeruginosa. // J. Bacterial. 1996 . V. 178. P. 6067-6069.

34. Nikaido H. Outer membrane barrier as a mechanism of antimicrobial resistance. // Antimicrob. Agents Chemother. 1989. V. 33. P. 1831-1836.

35. Plesiat P., Nikaido H. Outer membranes of gram-negative bacteria are permeable to steroid probes. II Mol.Microbiol. 1992. V. 6. P. 1323-1333.

36. Nikaido H.,Thanassi D.G. Penetration of lipophilic agents with multiple protonation sites into bacterial cells: tetracyclines and fluoroquinolones as examples. // Antimicrob. Agents Chemother. 1993. V. 37. P. 1393-1399.

37. Nikaido H., Kim S.H., Rosenberg E.Y. Physical organization of lipids in the cell wall of Mycobacterium chelonae. // Mol. Microbiol 1993. V. 8. P. 1025-1030.

38. Liu J., Barry C.E., III, Besra G.S., Nikaido H. Mycolic acid structure determines the fluidity of the mycobacterial cell wall. II J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 29545-29551.

39. Jarlier V.,Nikaido H. Permeability barrier to hydrophilic solutes in Mycobacterium chelonei. II J. Bacteriol. 1990. V. 172. P. 1418-1423.

40. Senaratne R.H., Mobasheri H., Papavinasasundaram K.G., Jenner P., Lea E.J., Draper P. Expression of a gene for a porin-like protein of the OmpA family from Mycobacterium tuberculosis H37Rv. II J. Bacteriol. 1998. V. 180. P. 3541-3547.

41. Brennan P.J., Nikaido H. The envelope of mycobacteria. // Annu. Rev. Biochem. 1995. V. 64. P. 29-63.

42. Liu J., Nikaido H. A mutant of Mycobacterium smegmatis defective in the biosynthesis of mycolic acids accumulates meromycolates. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1999. V. 96. P. 40114016.

43. Takayama K., Kilburn J.O. Inhibition of synthesis of arabinogalactan by ethambutol in Mycobacterium smegmatis. // Antimicrob. Agents Chemother. 1989. V. 33. P. 1493-1499.

44. Li X.Z., Nikaido H., Poole K. Role of mexA-mexB-oprM in antibiotic efflux in Pseudomonas aeruginosa. // Antimicrob. Agents Chemother. 1995. V. 39. P. 1948-1953.

45. Nikaido H. Multidrug efflux pumps of gram-negative bacteria. // J. Bacteriol. 1996. V. 178. P. 5853-5859.

46. Koranyi P., Burg K., Berenyi M. Stable electrotransformation of symbiont candidate diazotrophic bacterium with plasmids carrying selectable and screenable marker genes. // Res. Microbiol. 1998. V. 149. P. 361-372.

47. Dower W.J., Miller J.F., Ragsdale C.W. High efficiency transformation of E. coli by high voltage electroporation. 11 Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 6127-6145.

48. Барсуков Л.И. Липосомы. // Соросовский образовательный журнал. 1998. Т. 10. С. 29.

49. Bangham A.D., Standish М.М., Watkins J.С. Diffusion of univalent ions across the lamellae of swollen phospholipids. II J. Mol. Biol. 1965. V. 13. P. 238-252.

50. Gershon H., Ghirlando R., Guttman S.B., Minsky A. Mode of formation and structural features of DNA-cationic liposome complexes used for transfection. // Biochemistry. 1993. V. 20. P. 7143-7151.

51. Oh Y.K., Nix D.E., Straubinger R.M. Formulation and efficacy of liposome-encapsulated antibiotics for therapy of intracellular Mycobacterium avium infection. II Antimicrob. Agents Chemother. 1995. V. 39. P. 2104-2111.

52. Heath T.D., Lopez N.G., Papahadjopoulos D. The effects of liposome size and surface charge on liposome-mediated delivery of methotrexate-gamma-aspartate to cells in vitro. // Biochim. Biophys. Acta. 1985. V. 820. P. 74-84.

53. Ng K.Y., Heath T.D. Liposome-dependent delivery of pteridine antifolates: a two-compartment growth inhibition assay for evaluating drug leakage and metabolism. // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 981. P. 261-268.

54. Feigner P.L., Gadek T.R., Holm M., Roman R., Chan H.W., Wenz M., Northrop J.P., Ringold G.M., Danielsen M. Lipofection: a highly efficient, lipid-mediated DNA-transfection procedure. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1987. V. 84. P. 7413-7417.

55. Gao X., Huang L. A novel cationic liposome reagent for efficient transfection of mammalian cells. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1991. V. 179. P. 280-285.

56. Farhood H., Bottega R., Epand R.M., Huang L. Effect of cationic cholesterol derivatives on gene transfer and protein kinase С activity, // Biochim. Biophys. Acta. 1992. V. 1111. P. 239246.

57. Feigner J.H., Kumar R„ Sridhar C.N., Wheeler C.J., Tsai Y.J., Border R., Ramsey P., Martin M., Feigner P.L. Enhanced gene delivery and mechanism studies with a novel series of cationic lipid formulations. И J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 2550-2561.

58. Zabner J., Fasbender A.J., Moninger Т., Poellinger K.A., Welsh M.J. Cellular and molecular barriers to gene transfer by a cationic lipid. // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 18997

59. Zelphati O., Szoka F.C., Jr. Mechanism of oligonucleotide release from cationic liposomes. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1996. V. 93. P. 11493-11498.

60. Sachetelli S., Khalil H., Chen Т., Beaulac C., Senechal S., Lagace J. Demonstration of a fusion mechanism between a fluid bactericidal liposomal formulation and bacterial cells. // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1463. P. 254-266.

61. Good L., Nielsen P.E. Inhibition of translation and bacterial growth by peptide nucleic acid targeted to ribosomal RNA. II Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998. V. 95. P. 2073-2076.

62. Good L., Nielsen P.E. Antisense inhibition of gene expression in bacteria by PNA targeted to mRNA. II Nat. Biotechnol. 1998. V. 16. P. 355-358.

63. Good L., Sandberg R., Larsson O., Nielsen P.E., Wahlestedt C. Antisense PNA effects in Escherichia coli are limited by the outer-membrane LPS layer. // Microbiology. 2000. V. 146. P. 2665-2670.

64. Eriksson M., Nielsen P.E., Good L. Cell permeabilization and uptake of antisense peptide-peptide nucleic acid (PNA) into Escherichia coli. II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 7144-7147.

65. Good L., Awasthi S.K., Dryselius R., Larsson O., Nielsen P.E. Bactericidal antisense effects of peptide-PNA conjugates. II Nat. Biotechnol. 2001. V. 19. P. 360-364.

66. Nielsen P.E., Egholm M., Berg R.H., Buchardt O. Sequence-selective recognition of DNA by strand displacement with a thymine-substituted polyamide. // Science. 1991. V. 254. P. 14971500.

67. Egholm M. Peptide nucleic acid (PNA). Oligonucleotide analogues with an achiral peptide backbone. II J. Am. Chem. Soc. 1992. V. 114. P. 1895-1897.

68. Egholm M., Nielsen P.E., Berg R.H. Recognition of guanine and adenine in DNA by cytosine and thymine containing peptide nucleic acids (PNA). // J. Am. Chem. Soc. 1992. V. 114. P. 9677-9678.

69. Demidov V.V., Potaman V.N., Frank-Kamenetskii M.D., Egholm M., Buchard O., Sonnichsen S.H., Nielsen P.E. Stability of peptide nucleic acids in human serum and cellular extracts. I/Biochem. Pharmacol. 1994. V. 48. P. 1310-1313.

70. Nielsen P.E., Egholm M., Berg R.H., Buchardt O. Peptide nucleic acids (PNAs): potential antisense and anti-gene agents. // Anticancer Drug Des. 1993. V. 8. P. 53-63.

71. Hanvey J.C., Peffer N.J., Bisi J.E., Thomson S.A., Cadilla R., Josey J.A., Ricca D.J., Hassman C.F., Bonham M.A., Au K.G. Antisense and antigene properties of peptide nucleic acids. II Science. 1992. V. 258. P. 1481-1485.

72. Mollegaard N.E., Buchardt O., Egholm M., Nielsen P.E. Peptide nucleic acid.DNA strand displacement loops as artificial transcription promoters. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1994. V. 91. P. 3892-3895.

73. Zorzopulos J., de Long S., Chapman V., Kozloff L.M. Evidence for a net-like organization of lipopolysaccharide particles in the Escherichia coli outer membrane. // FEMS Microbiol. Lett. 1989. V. 52. P. 23-26.

74. Sekiguchi M., Iida S. Mutants of Escherichia coli permeable to actinomycin. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1967. V. 58. P. 2315-2320.

75. Normark S., Boman H.G., Matsson E. Mutant of Escherichia coli with anomalous cell division and ability to decrease episomally and chromosomally mediated resistance to ampicillin and several other antibiotics. И J. Bacteriol. 1969. V. 97. P. 1334-1342.

76. Beja O., Bibi E. Functional expression of mouse Mdrl in an outer membrane permeability mutant of Escherichia coli. И Proc. Natl Acad Sci. U.S.A. 1996. V. 93. P. 5969-5974.

77. Derossi D., Joliot A.H., Chassaing G., Prochiantz A. The third helix of the Antennapedia homeodomain translocates through biological membranes. // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 10444-10450.

78. Frankel A.D.,Pabo C.O. Cellular uptake of the tat protein from human immunodeficiency virus. II Cell. 1988. V. 55. P. 1189-1193.

79. Green M., Loewenstein P.M. Autonomous functional domains of chemically synthesized human immunodeficiency virus tat trans-activator protein. // Cell. 1988. V. 55. P. 1179-1188.

80. Elliott G., O'Hare P. Intercellular trafficking and protein delivery by a herpesvirus structural protein. // Cell. 1997. V. 88. P. 223-233.

81. Futaki S. Arginine-rich peptides: potential for intracellular delivery of macromolecules and the mystery of the translocation mechanisms. // Int. J. Pharm. 2002. V. 245. P. 1-7.

82. Morris M.C., Depollier J., Mery J., Heitz F., Divita G. A peptide carrier for the delivery of biologically active proteins into mammalian cells. // Nat. Biotechnol. 2001. V. 19. P. 1173-1176.

83. Wadia J.S., Dowdy S.F. Protein transduction technology. // Curr. Opin. Biotechnol. 2002. V. 13. P. 52-56.

84. Vaara M., Porro M. Group of peptides that act synergistically with hydrophobic antibiotics against gram-negative enteric bacteria . // Antimicrob. Agents Chemother. 1996. V. 40. P. 18011805.

85. Hancock R.E. The bacterial outer membrane as a drug barrier. II Trends Microbiol. 1997. V. 5. P. 37-42.

86. Lehrer R.I., Barton A., Ganz T. Concurrent assessment of inner and outer membrane permeabilization and bacteriolysis in E. coli by multiple-wavelength spectrophotometry. // J. Immunol. Methods. 1988. V. 108. P. 153-158.

87. Rapaport E., Levina A., Metelev V., Zamecnik P.C. Antimycobacterial activities of antisense oligodeoxynucleotide phosphorothioates in drug-resistant strains. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1996. V. 93. P. 709-713.

88. Takayama K., Armstrong E.L., Kunugi K.A., Kilburn J.O. Inhibition by ethambutol of mycolic acid transfer into the cell wall of Mycobacterium smegmatis. // Antimicrob. Agents Chemother. 1979. V. 16. P. 240-242.

89. Silve G., Valero-Guillen P., Quemard A., Dupont M.A., Daffe M., Laneelle G. Ethambutol inhibition of glucose metabolism in mycobacteria: a possible target of the drug. // Antimicrob. Agents Chemother. 1993. V. 37. P. 1536-1538.

90. Rastogi N., Goh K.S., David H.L. Enhancement of drug susceptibility of Mycobacterium avium by inhibitors of cell envelope synthesis. // Antimicrob. Agents Chemother. 1990. V. 34. P. 759-764.

91. Hoffner S.E., Kallenius G., Beezer A.E., Svenson S.B. Studies on the mechanisms of the synergistic effects of ethambutol and other antibacterial drugs on Mycobacterium avium complex. // Acta Leprol. 1989. V. 7. P. 195-199.

92. Cirillo J.D., Weisbrod T.R., Pascopella L., Bloom B.R., Jacobs W.R., Jr. Isolation and characterization of the aspartokinase and aspartate semialdehyde dehydrogenase operon from mycobacteria. // Mol. Microbiol. 1994. V. 11. P. 629-639.

93. Cirillo J.D., Barletta R.G., Bloom B.R., Jacobs W.R., Jr. A novel transposon trap for mycobacteria: isolation and characterization of IS 1096. // J. Bacteriol. 1991. V. 173. P. 77727780.

94. Martineau R., Kohlbacher M., Shaw S.N., Amos H. Enhancement of hexose entry into chick fibroblasts by starvation: differential effect on galactose and glucose. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1972. V. 69. P. 3407-3411.

95. Agrawal S., Tang J.Y., Brown D.M. Analytical study of phosphorothioate analogues of oligodeoxynucleotides using high-performance liquid chromatography. // J. Chromatogr. 1990. V. 509. P. 396-399.

96. Iseman M.D. Treatment of multidrug-resistant tuberculosis. // N. Engl. J. Med. 1993. V. 329. P. 784-791.

97. Harth G., Clemens D.L., Horwitz M.A. Glutamine synthetase of Mycobacterium tuberculosis: extracellular release and characterization of its enzymatic activity. // Proc. Natl. Acad. Sci.U.S.A. 1994. V. 91. P. 9342-9346.

98. Dryselius R., Aswasti S.K., Rajarao G.K., Nielsen P.E., Good L. The translation start codon region is sensitive to antisense PNA inhibition in Escherichia coli. // Oligonucleotides. 2003. V. 13. P. 427-433.

99. Huttenhofer A., Noller H.F. Footprinting mRNA-ribosome complexes with chemical probes. IIEMBOJ. 1994. V. 13. P. 3892-3901.

100. Knudsen H., Nielsen P.E. Antisense properties of duplex- and triplex-forming PNAs. // Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 494-500.

101. Gasparro F.P., Edelson R.L., O'Malley M.E., Ugent S.J., Wong H.H. Photoactivatable antisense DNA: suppression of ampicillin resistance in normally resistant Escherichia coli. // Antisense Res. Dev. 1991. V. 1. P. 117-140.

102. Belisle J.T., Vissa V.D., Sievert Т., Takayama K., Brennan P.J., Besra G.S. Role of the major antigen of Mycobacterium tuberculosis in cell wall biogenesis. // Science. 1997. V. 276. P. 1420-1422.

103. Lee B.Y., Horwitz M.A. Identification of macrophage and stress-induced proteins of Mycobacterium tuberculosis. И J. Clin. Invest. 1995. V. 96. P. 245-249.

104. Cohen S.P., Yan W., Levy S.B. A multidrug resistance regulatory chromosomal locus is widespread among enteric bacteria. II J. Infect. Dis. 1993. V. 168. P. 484-488.

105. Cohen S.P., Levy S.B., Foulds J., Rosner J.L. Salicylate induction of antibiotic resistance in Escherichia coli: activation of the mar operon and a mar-independent pathway. // J. Bacteriol. 1993. V. 175. P. 7856-7862.

106. Cohen S.P., Hachler H., Levy S.B. Genetic and functional analysis of the multiple antibiotic resistance (mar) locus in Escherichia coli. II J. Bacteriol. 1993. V. 175. P. 1484-1492.

107. Gambino L., Gracheck S.J., Miller P.F. Overexpression of the MarA positive regulator is sufficient to confer multiple antibiotic resistance in Escherichia coli. // J. Bacteriol. 1993. V. 175. P. 2888-2894.

108. George A.M., Levy S.B. Amplifiable resistance to tetracycline, chloramphenicol, and other antibiotics in Escherichia coli: involvement of a non-plasmid-determined efflux of tetracycline. // J. Bacteriol. 1983. V. 155. P. 531-540.

109. George A.M., Levy S.B. Gene in the major cotransduction gap of the Escherichia coli K-12 linkage map required for the expression of chromosomal resistance to tetracycline and other antibiotics. HJ. Bacteriol. 1983. V. 155. P. 541-548.

110. Goldman J.D., White D.G., Levy S.B. Multiple antibiotic resistance (mar) locus protects Escherichia coli from rapid cell killing by fluoroquinolones. // Antimicrob. Agents Chemother. 1996. V. 40. P. 1266-1269.

111. McMurry L.M., George A.M., Levy S.B. Active efflux of chloramphenicol in susceptible Escherichia coli strains and in multiple-antibiotic-resistant (Mar) mutants. // Antimicrob. Agents Chemother. 1994. V. 38. P. 542-546.

112. Ariza R.R., Cohen S.P., Bachhawat N., Levy S.B., Demple B. Repressor mutations in the marRAB operon that activate oxidative stress genes and multiple antibiotic resistance in Escherichia coli. // J. Bacteriol. 1994. V. 176. P. 143-148.

113. Asako H., Nakajima H., Kobayashi K., Kobayashi M., Aono R. Organic solvent tolerance and antibiotic resistance increased by overexpression of marA in Escherichia coli. // Appl. Environ. Microbiol. 1991. V. 63. P. 1428-1433.

114. White D.G., Goldman J.D., Demple В., Levy S.B. Role of the acrAB locus in organic solvent tolerance mediated by expression of marA, soxS, or robA in Escherichia coli. // J. Bacteriol. 1997. V. 179. P. 6122-6126.

115. Jayaraman K., McParland K., Miller P., Ts'o P.O. Selective inhibition of Escherichia coli protein synthesis and growth by nonionic oligonucleotides complementary to the 3' end of 16S rRNA. II Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1981. V. 78. P. 1537-1541.

116. Endo Y.,Wool I.G. The site of action of alpha-sarcin on eukaryotic ribosomes. The sequence at the alpha-sarcin cleavage site in 28 S ribosomal ribonucleic acid. // J. Biol. Chem. 1982. V. 257. P. 9054-9060.

117. Schindler D.G., Davies J.E. Specific cleavage of ribosomal RNA caused by alpha sarcin. // Nucleic Acids Res. 1977. V. 4. P. 1097-1110.

118. Endo Y., Huber P.W., Wool I.G. The ribonuclease activity of the cytotoxin alpha-sarcin. The characteristics of the enzymatic activity of alpha-sarcin with ribosomes and ribonucleic acids as substrates. II J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 2662-2667.

119. Ackerman E.J., Saxena S.K., Ulbrich N. Alpha-sarcin causes a specific cut in 28 S rRNA when microinjected into Xenopus oocytes. // J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 17076-17083.

120. Hobden A.N., Cundliffe E. The mode of action of alpha sarcin and a novel assay of the puromycin reaction. // Biochem. J. 1978. V. 170. P. 57-61.

121. Wool I.G. The mechanism of action of the cytotoxic nuclease alfa-sarcin and its use to analyze ribosome structure. // Trends.Biochem. Sci. 1984. V. 9. P. 14-17.

122. Chan Y.L., Endo Y., Wool I.G. The sequence of the nucleotides at the alpha-sarcin cleavage site in rat 28 S ribosomal ribonucleic acid. // J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 1276812770.

123. Gutell R.R., Schnare M.N., Gray M.W. A compilation of large subunit (23S- and 23S-like) ribosomal RNA structures. II Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 2095-2109.

124. Marchant A., Hartley M.R. Mutational studies on the alpha-sarcin loop of Escherichia coli 23S ribosomal RNA. // Eur. J. Biochem. 1994. V. 226. P. 141-147.

125. Tapio S., Isaksson L.A. Base 2661 in Escherichia coli 23S rRNA influences the binding of elongation factor Tu during protein synthesis in vivo. // Eur. J. Biochem. 1991. V. 202. P. 981984.

126. San Jose C., Kurland C.G., Stoffler G. The protein neighborhood of ribosome-bound elongation factor Tu . IIFEBS Lett. 1976. V. 72. P. 133 -137.

127. Correll C.C., Munishkin A., Chan Y.L., Ren Z., Wool I.G., Steitz T.A. Crystal structure of the ribosomal RNA domain essential for binding elongation factors. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998. V. 95. P. 13436-13441.

128. Macbeth M.R., Wool I.G. The phenotype of mutations of G2655 in the sarcin/ricin domain of 23 S ribosomal RNA. II J. Mol. Biol. 1999. V. 285. P. 965-975.

129. Endo Y., Gluck A., Chan Y.L., Tsurugi K., Wool I.G. RNA-protein interaction. An analysis with RNA oligonucleotides of the recognition by alpha-sarcin of a ribosomal domain critical for function. II J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 2216-2222.

130. Szewczak A.A., Chan Y.L., Moore P.B., Wool I.G. On the conformation of the alpha sarcin stem-loop of 28S rRNA. // Biochimie. 1991. V. 73. P. 871-877.

131. Shine J., Dalgarno L. Determinant of cistron specificity in bacterial ribosomes. // Nature. 1975. V. 254. P. 34-38.

132. Hagenbuchle O., Santer M., Steitz J.A., Mans R.J. Conservation of the primary structure at the 3' end of 18S rRNA from eucaryotic cells. // Cell. 1978. V. 13. P. 551-563.

133. Грязнов C.M., Горн В.В., Зарытова В.Ф., Кумарев В.П., Полищук А.С., Шабарова З.А. Автоматический синтез олигодезоксирибонуклеотидов фосфитамидным способом на установке "Виктория-4М". // Изв. СО АН СССР. Сер.Хим. 1987. Т. 1. С. 119-123.

134. Maxam A.M., Gilbert W. Sequencing end-labeled DNA with base-specific chemical cleavages. // Methods Enzymol. 1980. V. 65. P. 499-560.

135. Jones M.D. Reverse transcription of mRNA by Thermus aquaticus DNA polymerase followed by polymerase chain reaction amplification. // Methods Enzymol. 1993. V. 218. P. 413419.

136. Milligan J.F., Uhlenbeck O.C. Synthesis of small RNAs using T7 RNA polymerase. // Methods Enzymol. 1989. V. 180:51-62. P. 51-62.

137. Yamada T. Characterization of an SI-like protein in Mycobacterium smegmatis ribosomes. // FEBS Lett. 1982. V. 142. P. 267-270.

138. Kuzmic P. Program DYNAFIT for the analysis of enzyme kinetic data: application to HIV proteinase. // Anal.Biochem. 1996. V. 237. P. 260-273.

139. Rheinberger H.J., Geigenmuller U., Wedde M., Nierhaus K.H. Parameters for the preparation of Escherichia coli ribosomes and ribosomal subunits active in tRNA binding. // Methods Enzymol. 1988. V. 164. P. 658-670.

140. Heckler T.G., Roesser J.R., Xu C., Chang P.I., Hecht S.M. Ribosomal binding and dipeptide formation by misacylated tRNA(Phe),S. II Biochemistry. 1988. V. 20. P. 7254-7262.

141. Анкилова В., Горшкова И.Н., Кононова Т.А., Лаврик О.И., Ходырева С.Н. Блокирование тРНК-узнающего участка фенилаланин-тРНК-синтетазы из Е. coli MRE-600 с помощью N-хлор-амбуцилил-фенилаланин тРНК. // Молек. биолог. 1978. Т. 12. С. 10851095.

142. Marino J.P., Gregorian R.S., Jr., Csankovszki G. , Crothers D.M. Bent helix formation between RNA hairpins with complementary loops. // Science. 1995. V. 268. P. 1448-1454.

143. Mitas M., Yu A., Dill J., Kamp T.J., Chambers E.J., Haworth I.S. Hairpin properties of single-stranded DNA containing a GC-rich triplet repeat: (CTG)15. // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 1050-1059.

144. Bruzik J.P., Van Doren K., Hirsh D., Steitz J.A. Trans splicing involves a novel form of small nuclear ribonucleoprotein particles. II Nature. 1988. V. 335. P. 559-562.

145. Knaus Т., Nassal M. The encapsidation signal on the hepatitis В virus RNA pregenome forms a stem-loop structure that is critical for its function. // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 3967-3975.

146. Yang S., Temin H.M. A double hairpin structure is necessary for the efficient encapsidation of spleen necrosis virus retroviral RNA. // EMBOJ. 1994. V. 13. P. 713 -726.

147. Wilson K.S., von Hippel P.H. Transcription termination at intrinsic terminators: the role of the RNA hairpin. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1995. V. 92. P. 8793-8797.

148. Gacy A.M., McMurray C.T. Hairpin formation within the human enkephalin enhancer region. 1. Kinetic analysis. //Biochemistry. 1994. V. 33. P. 11951-11959.

149. Peronnet F., Becker J.L., Becker J., d'Auriol L., Galibert F., Best-Belpomme M. 1731, a new retrotransposon with hormone modulated expression. // Nucleic Acids Res. 1986. V. 14. P. 9017-9033.

150. Fourcade-Peronnet F., Codani-Simonart S., Best-Belpomme M. A nuclear single-stranded-DNA binding factor interacts with the long terminal repeats of the 1731 Drosophila retrotransposon . II J. Virol. 1992 . V. 66. P. 1682-1687.

151. Lacoste J., Fourcade-Peronnet F. The NssBF element, a sequence of the Drosophila melanogaster retrotransposon 1731 potentially implicated in transcriptional repression and replication. // FEBS Lett. 1995. V. 357. P. 283-286.

152. Lacoste J., Codani-Simonart S., Best-Belpomme M., Peronnet F. Characterization and cloning of pi 1, a transrepressor of Drosophila melanogaster retrotransposon 1731 . // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 5073-5079.

153. Teulade-Fichou M.P., Vigneron J.P., Lehn J.M. Molecular recognition of nucleosides and nucleotides by a water-soluble cyclo-bis-intercaland receptor based on acridine submits. // Supramolecular Chem. 1995. V. 5. P. 139-147.

154. Slama-Schwok A., Teulade-Fichou M.P., Vigneron J.P., Taillandier E., Lehn J.M. Selective binding of a macrocyclic bisacridine to DNA hairpins. // J. Am. Chem. Soc. 1995. V. 117. P. 6822-6830.

155. Fukui К., Tanaka K., Fujitsuka M., Watanabe A., Ito O. Distance dependence of electron transfer in acridine-intercalated DNA. II J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 1999. V. 50. P. 18-27.

156. Burrows C.J., Muller J.G. Oxidative nucleobase modifications leading to strand scission. // Chem. Rev. 1998. V. 98. P. 1109-1151.

157. Bruce A.G., Armitage E. Photocleavage of nucleic acids. // Chem. Rev. 1998. V. 98. P. 1171-1200.

158. Bhattacharyya A., Murchie A.I., Lilley D.M. RNA bulges and the helical periodicity of double-stranded RNA. // Nature. 1990. V. 343. P. 484-487.

159. Gohlke C., Murchie A.I., Lilley D.M., Clegg R.M. Kinking of DNA and RNA helices by bulged nucleotides observed by fluorescence resonance energy transfer. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1994. V. 91. P. 11660-11664.

160. Brossalina E., Pascolo E., Toulme J.J. The binding of an antisense oligonucleotide to a hairpin structure via triplex formation inhibits chemical and biological reactions. // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 5616-5622.

161. Borst P. Discontinuous transcription and antigenic variation in trypanosomes. // Annu. Rev. Biochem. 1986. V. 55. P. 701-732.

162. Pascolo E., Blonski C., Shire D., Toulme J.J. Antisense effect of oligodeoxynucleotides complementary to the mini-exon sequence of the protozoan parasite Leishmania amazonensis. // Biochimie. 1993. V. 75. P. 43-47.

163. Toulme J.J., Tinevez R.L., Brossalina E. Targeting RNA structures by antisense oligonucleotides. // Biochimie. 1996. V. 78. P. 663-673.

164. Brossalina E., Demchenko E., Vlassov V. Effect of magnesium ions and low pH on interaction of pyrimidine oligonucleotides with dsDNA: affinity modification study. // Nucleic Acids Symp. Ser. 1991. P. 107-111.

165. Maher L.J., Wold В., Dervan P.B. Inhibition of DNA binding proteins by oligonucleotide-directed triple helix formation. // Science. 1989. V. 245. P. 725-730.

166. Germann M.W., Kalisch B.W., van de Sande J.H. Relative stability of parallel- and antiparallel-stranded duplex DNA. // Biochemistry. 1988. V. 27. P. 8302-8306.

167. Otto C., Thomas G.A., Rippe K., Jovin T.M., Peticolas W.L. The hydrogen-bonding structure in parallel-stranded duplex DNA is reverse Watson-Crick. // Biochemistry. 1991. V. 30. P. 3062-3069.

168. Robinson H., van der Marel G.A., van Boom J.H., Wang A.H. Unusual DNA conformation at low pH revealed by NMR: parallel-stranded DNA duplex with homo base pairs. // Biochemistry. 1992. V. 31. P. 10510-10517.

169. Liu K., Miles H.T., Frazier J., Sasisekharan V. A novel DNA duplex. A parallel-stranded DNA helix with Hoogsteen base pairing. // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 11802-11809.

170. Meyer H.A., Triana-Alonso F., Spahn C.M., Twardowski Т., Sobkiewicz A., Nierhaus K.H. Effects of antisense DNA against the alpha-sarcin stem-loop structure of the ribosomal 23S rRNA. // Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 3996-4002.

171. Leffers H., Egebjerg J., Andersen A., Christensen Т., Garrett R.A. Domain VI of Escherichia coli 23 S ribosomal RNA. Structure, assembly and function. // J. Mol. Biol. 1988. V. 204. P. 507-522.

172. Petyuk V.A., Serikov R.N., Zenkova M.A., Vlassov V.V. Hybridization of antisense oligonucleotide with a-sarcin loop region of Escherichia coli 23 S rRNA. // Nucleosides Nucleotides and Nucleic Acids. 2004

173. Kandimalla E.R., Manning A., Lathan C., Byrn R.A., Agrawal S. Design, biochemical, biophysical and biological properties of cooperative antisense oligonucleotides. // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3578-3584.

174. Colossi N., Dervan P.B. Cooperative Binding of 8-mer Oligonucleotides Containing 5-(l-Propynyl)-2'-deoxyuridine to Adjacent DNA Sites by Triple-Helix Formation . // J. Am. Chem. Soc. 1994. V. 116. P. 785-786.

175. Jolles В., Refregiers M., Laigle A. Opening of the extraordinarily stable mini-hairpin d(GCGAAGC). // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4608-4613.

176. Lima W.F., Monia B.P., Ecker D.J., Freier S.M. Implication of RNA structure on antisense oligonucleotide hybridization kinetics. II Biochemistry. 1992. V. 31. P. 12055-12061.

177. Heym В., Cole S.T. Isolation and characterization of isoniazid-resistant mutants of Mycobacterium smegmatis and M. aurum. // Res. Microbiol. 1992. V. 143. P. 721-730.