Новый подход к повышению селективности взаимодействия олигонуклеотидов и их производных с нуклеиновыми кислотами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Пышный, Дмитрий Владимирович

• Пышный, Дмитрий Владимирович
• кандидат химических наук
• 1998

Оглавление диссертации кандидат химических наук Пышный, Дмитрий Владимирович

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ б

1. МАЛОБОРОЗДОЧНОЕ И ИНТЕРКАЛЯЦИОННОЕ СВЯЗЫВАНИЕ 8 НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ ОРГАНИЧЕСКИХ ЛИГАНДОВ С

ДВУХСПИРАЛЬНЫМИ НУКЛЕИНОВЫМИ КИСЛОТАМИ (Обзор литературы)

1.1. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1.2. ИНТЕРКАЛЯЦИЯ

1.2.1. Типы интеркаляции

1.2.2. Формирование интеркаляционного комплекса

1.2.3. Влияние структуры НК на интеркаляцию

1.2.4. Сайт интеркаляции

1.2.5. Специфичность интеркаляции

1.2.6. Термостабильность интеркаляционных комплексов

1.3. ВНЕШНЕЕ СВЯЗЫВАНИЕ

1.3.1. Специфичность связывания малобороздочных лигандов

1.3.2. Размер сайз?а связывания

1.3.3. Стехиометрия связывания

1.3.4. Влияние структуры лиганда на связывание

1.3.5. Кинетика и термодинамика малобороздочного ком- 33 плексообразования

1.4. ДРУГИЕ ТИПЫ СВЯЗЫВАНИЯ

1.5. КОНЪЮГАТЫ ОЛИГОНУКЛЕОТИДОВ И ОРГАНИЧЕСКИХ ЛИГАНДОВ

1.5.1. Конъюгаты олигонуклеотидов с малобороздочными ли- 40 гандами

1.5.2. Конъюгаты олигонуклеотидов с интеркалирующими ли- 45 гандами

1.5.3. Феназиниевые производные олигонуклеотидов - эф- 50 фекторы модификации мишени реакционноспособными производными олигонуклеотидов

2. СЕЛЕКТИВНОСТЬ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ОЛИГОНУКЛЕОТИДОВ И ИХ 53 АЛКИЛИРУЮЩИХ ПРОИЗВОДНЫХ С ДНК-МИШЕНЬЮ В СОСТАВЕ

ТАНДЕМНЫХ КОМПЛЕКСОВ (Результаты и обсуждение)

2.1. ЭФФЕКТИВНОСТЬ И СЕЛЕКТИВНОСТЬ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ОЛИГО-

НУКЛЕОТИДОВ С ДНК-МИШЕНЬЮ В СОСТАВЕ ТАНДЕМНЫХ КОМПЛЕКСОВ

2.1.1. Термостабильность комплексов олигонуклеотид•ми- 54 шень

2.1.2. Термостабильность комплексов олигонуклео- 55 тид-мишень в тандемных системах

2.1.3. Термостабильность комплексов мишени и тетрамера в 60 составе трехкомпонентных тандемов

2.1.3.1. Влияние эффекторов - нативных октануклеотидов и 60 их дифеназиниевых производных на термостабильность комплекса мишени и тетрануклеотида

2.1.3.2. Влияние расположения остатков феназиния эффек- 63 торов в трехкомпонентном тандеме на термостабильность дуплекса тетрануклеотида с мишенью

2.1.3.3. Термостабильность комплексов стероидсодержащих

трехкомпонентных тандемов

2.1.4. Селективность взаимодействия олигонуклеотидов с

ДНК-мишенью в составе тандемных комплексов

2.1.4.1. Влияние эффектора на селективность взаимодейст- 67 вия мишени с олигонуклеотидами в зависимости от

их длины

2.1.4.2. Стабильность комплексов мишени с тетрануклеоти- 7 0 дом, содержащим все возможные однобуквенные замены,г в составе трехкомпонентных тандемов

2.2. ЗАКОНОМЕРНОСТИ ВЛИЯНИЯ ЭФФЕКТОРОВ НА СЕЛЕКТИВНОСТЬ 7 4 УЗНАВАНИЯ ДНК-МИШЕНИ ОЛИГОНУКЛЕОТИДАМИ В ТАНДЕМНЫХ КОМПЛЕКСАХ ПО ДАННЫМ ТЕРМОДИНАМИЧЕСКОГО АНАЛИЗА РАВНОВЕСНОГО РАСПРЕДЕЛЕНИЯ ФОРМ

2.2.1. Определение термодинамических параметров незави- 7 6 симого комплексообразования

2.2.2. Определение термодинамических параметров коопера- 77 тивного взаимодействия в тандемных комплексах

2.2.3. Зависимость температуры плавления и степени ассо- 78 циации комплекса мишень•олигонуклеотид от стехио-метрического соотношения его компонентов

2.2.4. Независимое и тандемное комплексообразование

2.2.4.1. Независимое и тандемное комплексообразование в 83 составе тандемных систем

2.2.4.2. Специфичность связывания олигонуклеотидов в со- 85 ставе тандема

2.2.5. Селективность взаимодействия олигонуклеотидов 88 разной длины с ДНК-мишенью в тандемных комплексах

2.3. ЭФФЕКТИВНОСТЬ И СЕЛЕКТИВНОСТЬ МОДИФИКАЦИИ ДНК-МИШЕНИ 94 АЛКИЛИРУЮЩИМИ ПРОИЗВОДНЫМИ ОЛИГОНУКЛЕОТИДОВ В СОСТАВЕ ТАНДЕМНЫХ КОМПЛЕКСОВ

2.3.1. Влияние комплексообразующей способности олигонук- 94 леотидных реагентов на эффективность модификации

мишени в независимых и тандемных комплексах при постоянной температуре

2.3.1.1. Влияние комплексообразующей способности олиго- 96 нуклеотидных реагентов на эффективность модификации мишени в независимых комплексах

2.3.1.2. Влияние комплексообразующей способности олиго- 97 нуклеотидных реагентов на эффективность модификации мишени в тандемных комплексах

2.3.2. Зависимость эффективности модификации мишени ал- 98 килирующими производными олигонуклеотидов в независимых и тандемных комплексах от температуры

2.3.2.1. Модификация мишени додекануклеотидным реагентом 98 в независимом и тандемных комплексах

2.3.2.2. Модификация мишени октануклеотидным реагентом в 101 независимом и тандемных комплексах

2.3.3. Зависимость эффективности модификации мишени тет- 103 рануклеотидным реагентом в тандемных комплексах

от типа используемых эффекторов

2.3.3.1. Модификация мишени тетрануклеотидным реагентом

в составе комплексов двухкомпонентных тандемов

2.3.3.2. Модификация мишени тетрануклеотидным реагентом 105 в составе комплексов трехкомпонентных тандемов

2.3.3.3. Зависимость эффективности модификации мишени 107 тетрануклеотидным реагентом от локализации фе-назиниевых остатков эффекторов в структуре тан-

демных комплексах

2.3.3.4. Влияние остатков стероидов, введенных в компо- 108 ненты тандема, на модификацию мишени алкилирую-

щим реагентом на основе тетрануклеотида и его гидрофобных производных

2.3.4. Зависимость фактора дискриминации мисматча при 111 модификации мишени в тандемных комплексах от гиб-ридизационной способности олигонуклеотидных реагентов

2.3.5. Зависимость эффективности модификации мишени в 114 тандемных комплексах от конформационных особенностей дуплексов мишень-реагент

2.3.6. Параллельные пути расходования реагента при моди- 117 фикации мишени

2.3.7. Селективность модификации мишени тетрануклеотид- 121 ным реагентом в составе тандемных систем

3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

3.1. ИСХОДНЫЕ МАТЕРИАЛЫ

3.2. ОСНОВНЫЕ МЕТОДЫ РАБОТЫ 129 ВЫВОДЫ 134 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 136 ПРИЛОЖЕНИЕ

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

В настоящей работе использованы символы и сокращения структурных компонентов нуклеиновых кислот и их производных в соответствии с рекомендациями Комиссии по номенклатуре Международного Союза чистой и прикладной химии (IUPAC) и Международного Союза биохимиков (IUB), а также следующие сокращения:

НК нуклеиновая кислота

РНК рибонуклеиновая кислота

ДНК дезоксирибонуклеиновая кислота

N нуклеотидное звено

Ри пуриновый нуклеозид

Ру пиримидиновый нуклеозид

pNn 5'-фосфорилированный олигонуклеотид

poly(N) полирибонуклеотид

poly(dN) полидезоксирибонуклеотид

Acr 2-метокси, б-хлоро, 9-аминоакридин

Phn остаток N-(2-гидроксиэтил)феназиния

Chs остаток холестерина

Est остаток эстрона

RC1 остаток 4-(Ы-2-хлорэтил-Ы-метиламино)бензилметиламина

Ах оптическое поглощение раствора на длине волны X

Sx молярный коэффициент поглощения

Ст суммарная концентрация олигонуклеотидов в растворе

а степень ассоциации олигонуклеотидов в дуплексной форме

Тт температура, при которой степень ассоциации комплекса

олигонуклеотидов равна 0.5 Ттах температура максимума первой производной зависимости Ах

от температуры раствора АН0, AS0 энтальпия, энтропия образования комплекса олигонуклеотидов, рассчитанные по уравнению Вант-Гоффа

Префикс «с1» при написании структуры олигодезоксирибонуклеотидов, нуклеотидных пар и мономерных звеньев дезоксирибо-ряда для краткости написания опущен.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Новый подход к повышению селективности взаимодействия олигонуклеотидов и их производных с нуклеиновыми кислотами»

ВВЕДЕНИЕ

Олигонуклеотиды, их производные и аналоги находят широкое применение для создания на их основе молекулярных инструментов исследования НК-зависимых процессов, терапевтических препаратов для подавления экспрессии определенных генов, диагностики вирусных и наследственных заболеваний и т.д. Однако с тех пор как было показано, что олигонуклеотиды, благодаря своему уникальному и универсальному сродству к нуклеиновым кислотам, могут служить адресующей частью реагентов для направленной модификации НК [1], конструирование олигонуклеотидных производных остается одной из основных проблем биоорганической химии из-за того, что требования предъявляемые к таким олигонуклеотидным конструкциям - одновременное сайт-специфичное, селективное и эффективное взаимодействие их с нуклеиновыми кислотами - являются частично взаимоисключающими друг друга.

Эффективность узнавания олигонуклеотидами определенных последовательностей в НК напрямую зависит от их комплексообразующей способности - чем больше нуклеотидных пар образуется при взаимодействии олигонук-леотидов с НК, тем эффективнее их связывание. Сайт-специфичность -взаимодействие только с заранее заданной и уникальной последовательностью - также определяется числом образуемых комплементарных пар, поскольку вероятность встречаемости в протяженных НК конкретных последовательностей убывает с увеличением их длины. Селективность взаимодействия определяется как способность олигонуклеотидов образовывать только правильные комплексы с мишенью, дискриминируя последовательности, отличающиеся от сайта связывания хотя бы одним нуклеотидом. Если для усиления сайт-специфичности и эффективности взаимодействия с НК необходимо использовать олигонуклеотиды с протяженностью сайтов узнавания примерно в 20 мономеров, которые обладают высокой комплексообразующей способностью, то для повышения селективности при физиологических температурах необходимо, напротив, использовать олигонуклеотиды, обладающие слабой гибридизационной способностью, для которых появление одного нуклеотидного несоответствия в сайте связывания должно приводить к резкому падению их сродства к НК.

Компромиссным вариантом решения этой комплексной проблемы могут быть тандемные системы, т.е. наборы коротких олигонуклеотидов, имеющих в последовательности НК прилегающие сайты связывания, суммарная протяженность которых обеспечивает сайт-специфичное связывание с НК. Тандемы, предложенные для направленной модификации нуклеиновых кислот, содержат реакционноспособное производное короткого олигонуклеотида (реагент), эффективность модификации НК которым повышается в присутст-

вии олигонуклеотидных эффекторов благодаря возникновению в тандемном комплексе кооперативных взаимодействий между дуплексными участками эффектора и олигонуклеотидного реагента [2,3]. Действие эффекторов, фланкирующими реагент при их совместном связывании с НК, усиливается введением в них Ы-(2-гидрокси-этил)феназиниевых группировок, повышающих комплексообразующую способность олигонуклеотида [4] . В присутствии дифеназиниевых эффекторов даже реагент на основе такого короткого олигонуклеотида как тетрамер [5-8] способен модифицировать ДНК-мишень сайт-специфично [5-8], т.е. только в пределах того участка, который представляет один непрерывный сайт связывания полного тандема [5].

Поскольку короткие олигонуклеотиды неспособны образовывать прочные несовершенные комплексы с мишенью, можно предполагать, что узнавание сайта связывания реагента на основе короткого олигонуклеотида в составе тандема может быть не только сайт-специфично и относительно эффективно, но также и высокоселективно, что позволит дискриминировать в НК-мишени сайты связывания, содержащие однонуклеотидные несоответствия .

Цель данной работы состояла в исследовании возможности повышения селективности взаимодействия олигонуклеотидов с ДНК мишенью при физиологических условиях путем замены протяженных олигомеров на тандемы коротких олигонуклеотидов. Для ответа на вопрос, возможно ли селективное взаимодействие НК мишеней с короткими олигонуклеотидами или их производными в составе тандемов, необходимо выяснить а) как влияют эффекторы на комплексообразование олигонуклеотида в составе тандема при снижении гибридизационной способности олигомера за счет сокращения его длины или введения в его структуру однонуклеотидного несоответствия с сайтом связывания в НК-мишени и б) какими должны быть компоненты тандема для осуществления селективного воздействия на НК в условиях, приближенных к физиологическим. Для решения поставленной задачи было проведено сравнительное исследование взаимодействия олигонуклеотидов с ДНК-мишенью в тандемных комплексах различного состава путем установления закономерности влияния эффекторов на термостабильность олигонукле-отидных комплексов и особенности алкилирования мишени олигонуклеотид-ными реагентами в правильных и несовершенных комплексах олигонуклео-тид■ДНК-мишень.

«...as usual, the simplicity or complexity depends on the point of view of observer and the methods used for observation» Dietmar Porschke. Biochemistry. 1993.

1. МАЛ0Б0Р03Д0ЧН0Е И ИНТЕРКАЛЯЦИОННОЕ СВЯЗЫВАНИЕ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ ОРГАНИЧЕСКИХ ЛИГАНДОВ С ДВУХСПИРАЛЬНЫМИ НУКЛЕИНОВЫМИ КИСЛОТАМИ

(Обзор литературы) Процессы, связанные с взаимодействием низкомолекулярных органических лигандов с нуклеиновыми кислотами, представляют одно из наиболее интенсивно исследуемых направлений в современной биоорганической химии. Существует много причин, определяющих повышенный интерес к этой области, основными из которых являются, во-первых, выявление фундаментальных принципов, обеспечивающих специфическое связывание лигандов с биомолекулами и, во-вторых, создание соединений, обладающих направленной биологической активностью, с целью получения новых эффективных терапевтических препаратов. Кроме того, накапливающаяся в результате исследований информация расширяет представления о принципах структурной организации природных и синтетических биополимеров. В данном обзоре рассмотрены работы, направленные на изучение взаимодействия различных органических соединений с двухцепочечными нуклеиновыми кислотами.

К настоящему времени изучено взаимодействие нуклеиновых кислот с чрезвычайно широким спектром низкомолекулярных органических лигандов. Эти соединения можно условно разделить на два основных класса по типу их связывания с двухцепочечными НК. К первому классу относятся соединения, взаимодействие которых с биополимером происходит при полном или частичном встраивании между парами оснований внутри двойной спирали НК. Такие соединения характеризуются внутренним типом связывания и их принято называть интеркаляторами. Во втором классе объединяются соединения с внешним типом связывания, молекулы которых локализуются на поверхности двухцепочечной НК и эффективно взаимодействуют с элементами структуры полимера, экспонированными в среду. Как тип связывания, так и специфичность последнего зависят от структуры лиганда, которая определяет возможные варианты взаимодействия и относительную их эффективность в составе межмолекулярного комплекса, при этом наиболее эффективно взаимодействие в комплексе достигается при реализации принципа структурной комплементарное™ между молекулами «гостя» и «хозяина». В связи с этим очевидно, что нуклеотидная последовательность НК и связанные с ней принципиальные особенности строения биомолекулы также играют важную роль в процессах межмолекулярного узнавания.

1.1. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Образование межмолекулярного нековалентного комплекса приводит к изменению тех или иных физико-химических характеристик взаимодействующих молекул. Это обстоятельство играет основополагающую роль для изучения процессов межмолекулярного взаимодействия. Существует целый спектр экспериментальных методов, разработанных для описания процессов взаимодействия лигандов с нуклеиновыми кислотами, которые позволяют избирательно следить за состоянием как лиганда, так и заполняемой им двухцепочечной НК.

К наиболее часто используемым методам регистрации межмолекулярных взаимодействий органических лигандов с НК относятся:

1.Различные типы спектрофотометрии

* спектроскопия электронного поглощения (ЦУ-УТБ);

* спектрофлюорометрия;

* спектрополяриметрия.

2.Вискозиметрия.

3.Различные типы калориметрии (дифференциальная сканирующая калориметрия, калориметрия смешения).

4.Химическая или ферментативная модификация (футпринтинг). 5.10 и 2Б-ЯМР спектроскопия.

6.Рентгеностуктурный анализ.

Как правило, первоначальное описание системы взаимодействующих компонентов проводится с использованием методов, дающих некоторые комплексные характеристики равновесных процессов, что позволяет делать выводы об эффективности комплексообразования и дает предварительную информацию о характере связывания лиганда с биополимером.

Оптические методы являются наиболее часто используемыми для регистрации связывания лигандов с нуклеиновыми кислотами. Как интеркаля-ция, так и малобороздочное связывание органических соединений с НК в большинстве случаев характеризуются существенным гипохромным эффектом, смещением полос в спектре электронного поглощения лиганда в сторону больших длин волн, изменением его спектра флюоресценции [9,10]. На регистрации изменения оптических характеристик как лиганда, так и НК основаны методы количественного титрования, термической денатурации, кинетической релаксации.

При изотемпературном титровании одного взаимодействующего компонента другим оценивают размер сайта и плотность связывания лигандов с нуклеиновыми кислотами [11,12]. Термическая денатурация стабилизированных связанным лигандом полимерных [13,14] и олигонуклеотидных дуплексов [15,16], наряду с количественным титрованием, позволяет полу-

чать термодинамические характеристики взаимодействия лигандов с нуклеиновыми кислотами. Величины энтальпии связывания лигандов обычно определяют из температурной серии кривых титрования, а также по изменению температуры плавления двухцепочечной структуры НК в зависимости от степени насыщения ее лигандом [13,17], хотя возможно и прямое измерение энтальпии связывания при использовании различных типов калориметрии [18] .

Исследования зависимости эффективности связывания лигандов от ионной силы раствора [16] или давления [11] позволяют оценить количество противоионов и воды, высвобождаемых в процессе связывания лиганда с НК, которое в случае интеркаляторов определяет энтропийную обусловленность их связывания с биополимерами.

Для установления типов связывания лиганда с НК в ряде случаев используют прямые измерения кинетики образования и диссоциации соответствующих комплексов, поскольку внешнее малобороздочное связывание протекает быстрее, чем интеркаляция лиганда [10] . Очень быстрые кинетические процессы регистрируются с помощью методов скачка температуры [9] или давления [19], медленные - методом остановленного потока [20-22]. С помощью последнего, например, можно однозначно различить типы интер-каляции (пронизывающую и классическую), которые в ряде случаев характеризуются близкими значениями равновесных констант связывания.

Достоверно регистрировать образование комплексов НК с органическими соединениями позволяют методы кругового (СВ) и линейного дихроизма (ЬО) , поскольку большинство органических лигандов являются ахиральными молекулами и не обладают оптической активностью, а связывание их с хи-ральными двухцепочечными НК приводит к появлению индуцированной оптической активности [23-26]. Теоретические расчеты спектров индуцированного дихроизма комплекса интеркалирующего лиганда с НК показывают, что амплитуда и знак индуцированного СБ в этом случае зависят от расположения хромофора относительно главной оси спирали НК и изменяются при замене прилегающих к хромофору пар оснований. В случае малобороздочно-го связывания амплитуда СБ сигнала всегда выше, чем при интеркаляции [10,27-29].

Вискозиметрический метод основан на зависимости вязкости растворов биополимеров от их линейных размеров. Интеркаляция лиганда в НК, в отличие от внешнего малобороздочного связывания, вызывает удлинение спирали НК, что приводит к увеличению вязкости водных растворов таких комплексов [17]. Поэтому, данные полученные этим методом, практически всегда лежат в основе определения типа связывания с НК новых соединений [23,30] .

Незаменимым методом определения сайтов связывания лигандов с фрагментами природных нуклеиновых кислот является ферментативный [31,32] или химический футпринтинг [33], который основан на экранировании нуклеотидных последовательностей, формирующих специфический комплекс с лигандом, от неспецифического воздействия на НК модифицирующим их агентом. Более эффективного метода выявления истинной сиквенс-специфичности связывания лигандов с нуклеиновыми кислотами, по-видимому, не существует. Этот метод используют также для определения количественных характеристик эффективности связывания лигандов [34].

Использование ЯМР-спектроскопии для изучения типа связывания основано на изменении химических сдвигов сигналов необмениваемых протонов лигандов, связанных с НК, относительно их свободных форм, а также протонов и ядер фосфора нуклеотидных компонентов при комплексообра-зовании [30,35]. Возможность установления типа связывания основана на анизотропном влиянии ароматических систем на величины химических сдвигов близкорасположенных протонов [30,36]. Интеркаляция органического соединения в структуру двойной спирали вызывает смещение в сильное поле сигналов как ароматических протонов лиганда [10,30], так и протонов оснований дуплекса [37]. В свою очередь малобороздочное связывание чаще характеризуется смещением ароматических протонов лиганда в слабое поле [36]. Кроме того, спектры ЯМР дают информацию об обменных процессах в составе комплексов, что позволяет делать выводы о влиянии связанного лиганда на жесткость структуры спирали НК [38].

Полная информация о структуре формируемых комплексов может быть получена при проведении кристаллографических (рентгеноструктурных) исследований [39] и с помощью 2Б ЯМР-спектроскопии [36,40].

Таким образом, наиболее полное описание взаимодействия лигандов с НК возможно только в результате использования совокупности различных методов [22,30,36,41] при проведении сравнительного изучения взаимодействий ряда близких по структуре лигандов с одинаковой НК-матрицей [36,39,42] или ряда различающихся по структуре нуклеиновых кислот с одним интересующим лигандом [12,13,18].

1.2. ИНТЕРКАЛЯЦИЯ

Наличие в структуре нуклеиновых кислот стопкообразно расположенных гетероциклических оснований определяет возможность эффективного связывания с ними целого класса соединений, основной характеристикой строения которых является присутствие полициклической ароматической системы. Интеркаляция наблюдается для широкого спектра «вытянутых»

ароматических соединений на основе конденсированных полициклов (нафталина, антрацена) или различных гетероциклов (фенантридина, акридина, феназина, феноксазина).

Реже происходит встраивание в двойную спираль нуклеиновых кислот соединений, содержащих неслитые ароматические циклы, т.е. обладающих набором несопряженных ароматических систем. Соединения этого типа, в отличие от первого, могут осуществлять локальную подстройку собственной структуры (межплоскостных углов) под геометрию пары оснований дуплекса, планарность которой для В-формы ДНК нарушена [30,43].

N N

N ^ N ^

производные пиримидина

Внутреннему связыванию ароматических лигандов во всех случаях предшествует неспецифическое внешнее «налипание» лиганда на поверхности спирали НК в малой или большой бороздках [44]. Поверхностное связывание обусловлено, в основном, либо силами электростатической природы, если соединение несет в своей структуре положительный заряд, либо, в случае незаряженных соединений, - силами гидрофобного и поляризационного взаимодействий [45]. Скорость процесса налипания весьма велика и характеризуется величинами констант 107-108 М~1с"1, которые являются типичными для контролируемых диффузией бимолекулярных процессов с участием сольватированных частиц [17].

Необходимость разрушения сольватной оболочки вокруг молекулы лиганда и биополимера [11], а также низкая вероятность формирования подходящего сайта внутреннего связывания в регулярной структуре спиральной НК [19] лимитируют встраивание интеркалятора вглубь спирали. Встраивание лиганда протекает лишь при появлении полости в спирали НК в результате нарушения тесного вертикального контакта между парами оснований. Такие флуктуации структуры возможны при локальном раскручивании или изгибе двойной спирали, вызываемых ее тепловыми колебаниями

[19,42]. Так, интеркаляция этидия в двойную спираль природной ДНК характеризуется величиной константы скорости ассоциации, равной 2.7-106 М~

V1

[9], а пропидия,

его более объемного аналога, - 1.06-106 М хс 1

[20] .

2й "Л

этидии

пропидии

Увеличение температуры приводит к возрастанию скорости ассоциации этидия с природной ДНК, и этот процесс характеризуется положительной величиной энергии активации, равной 26 ккал/моль [9].

Процесс разрушения интеркаляционного комплекса всегда протекает с энергетическими затратами. Величины энергий активации диссоциации комплексов зависят от природы ДНК и лиганда и изменяются в интервале от 9 ккал/моль для диссоциации антрахинонового лиганда из АТ-ДНК [4 6] и до 24 ккал/моль при высвобождении этидия из статистической природной двухцепочечной ДНК [9] . В большинстве случаев диссоциация лигандов из состава их комплексов с СС-содержащим полимером протекает значительно медленнее, чем из АТ-содержащей спирали ДНК [21,22,42,46].

1.2.1. Типы интеркаляции

Наличие в структуре ароматического соединения объемного бокового заместителя может стерически затруднять или полностью препятствовать внедрению лиганда вглубь двойной спирали НК [20-22,42,47-49].

интеркалятор

О О

N-3=0 О

Н

Н

+

-ш,

не интеркалятор О О

II II А

N-3=0 О 0 =

+

•ш,

Производные антрахинона

Влияние заместителя настолько существенно, что лиганды, характеризующиеся внутренним типом связывания, можно разделить на два основных типа: классические и пронизывающие интеркаляторы [21].

Классическая интеркаляция наблюдается для ароматических соединений, содержащих один или несколько близко расположенных объемных заместителей, которые остаются в одной из бороздок (большой или малой) двухцепочечной структуры НК после встраивания хромофорной части молекулы лиганда между парами оснований спирали. Пронизывающая интеркаляция, напротив, характеризуется размещением боковых заместителей одновременно в обоих бороздках двойной спирали.

Принципиальное различие между соединениями этих типов обусловлено числом и местом присоединения объемных заместителей к ароматической системе лиганда. Влияние расположения боковых заместителей относительно ароматической системы лиганда на тип интеркаляционного связывания может быть продемонстрировано на серии дизамещенных антрахинонов [21]:

Интеркаляторы на основе дизамещенных антрахинонов

классические

О ЫН(СН2)2ЫНЕ1:2

О ЫН(СН2)2ЫР^

пронизывающие О

К2Ш(СН2)2СОШ

ШСО(СН2)2ШК

+ + EtNH (СН2) 2га о га (сн2) ^НЕ'Ь,

о гасо(сн2)2шш2

и шксн ) СОЫН о

В то время как 1,4- и 1,8-замещенные антрахиноны характеризуются интеркаляцией в двойную спираль классического типа, 1,5- и 2,6- замещенные аналоги проявляют свойства типичные для пронизывающих интерка-ляторов.

Очевидно, что необходимость пронизывания одним из боковых заместителей полости между парами оснований для достижения оптимального положения хромофорной части лиганда внутри спирали в значительной степени замедляет скорость ассоциации пронизывающих интеркаляторов. С другой стороны, расположенные в разных бороздках спирали НК боковые заместители замедляют и процесс диссоциации соответствующих лигандов из состава комплекса с ДНК по сравнению с классически интеркалирующими соединениями [21,42]. Например, энергия активации диссоциации антрахино-новых лигандов из природной ДНК возрастает при изменении механизма их интеркаляции с классического на пронизывающий с 18 до 23 ккал/моль [21] .

1.2.2. Формирование интеркаляционного комплекса.

Внедрение ароматического соединения между парами оснований двойной спирали разрушает их стэкинг-взаимодействие и вовлекает их п-системы во взаимодействие с ароматической системой лиганда [17,18,50]. Поэтому интеркаляция в структуру двойной спирали НК возможна только в том случае, когда эффективность межплоскостного взаимодействия пар оснований меньше или сопоставима с эффективностью взаимодействия разделенных пар оснований с ароматической системой встроенного между ними лиганда. Силы, удерживающие стопкообразные структуры ароматических соединений, определяются различными типами индукционных и дисперсионных эффектов, возникающих при сближении плоских ароматических систем. Вертикальный стэкинг между нуклеотидными основаниями и интеркалированным лигандом, как и между основаниями в структуре нативной НК, характеризуется эффективностью я-я-взаимодействия ароматических систем. Важную роль при этом оказывают ориентационные диполь-дипольные взаимодействия ароматических систем лиганда и оснований, а также локальные донорно-акцепторные взаимодействия между отдельными структурными элементами компонентов этого комплекса [51-53] .

Согласно классическим представлениям эффективность реализации стэкинг-взаимодействия между ароматическим соединением с сопряженной я-системой и парами оснований в ДНК возрастает пропорционально увеличению поляризуемости ароматической системы лиганда, а в случае органических катионов с неслитой трициклической ароматической системой решающую роль играет полярность молекулы лиганда [43].

Важную роль для обеспечения интеркаляции играет размер ароматической системы лиганда. Если бициклические производные хинолина или нафталина преимущественно связываются на поверхности двойной спирали, то их трициклические аналоги, производные акридина и антрацена соответственно, являются классическими интеркаляторами [43].

Лиганды на основе

нафталина

хинолина

антрацена

акридина

внешнее связывание

интеркаляция

В то же время увеличение площади тетрациклической ароматической системы эллиптицина до пентациклических производных практически не изменяет характера связывания таких лигандов с НК [54].

Производные эллиптицина

И^-Н, -ОСН3

Эллиптицин (К1=-Н)

К2=-Н,-ОН

-Н

-с5н11

Находясь во встроенном состоянии, ароматическая система красителя может совершать локальные движения - повороты лиганда вокруг оси спирали и плоскостные перемещения относительно пар оснований [55], поскольку отдельные составляющие стэкинг-взаимодействия слабо зависят от относительной ориентации хромофорных компонентов [51,52,56].

ЫН302СН3

СН30

9-аминоакридины Л

Н

И

амсакрины

СОЫН(СН2)2Ш(СН3)2 Н

ССШСНз

СОЫН(СН2)2ОН

СОШ(СН2)3ОН

СОШСН2СН (ОН) СН2ОН

СОЫН(СН2)2Ы(СН3)2

СОЫН (СН2) 2ЫН (СН2) 20Н

СОЫН(СН2)3Ы(СН3)2

сошсн2со1га (сн2) 2ын (сн2) 2он

Ориентацию хромофора относительно пар оснований в комплексе и его относительную подвижность во многом определяет наличие объемных боковых заместителей в структуре лиганда. При переходе от 9-аминоакридина - классического ин-теркалятора, к родственным ему амсакри-нам - пронизывающим интеркаляторам, геометрия расположения хромофорной части лигандов относительно пар оснований спирали практически не изменяется, обеспечивая максимальное перекрывание их я-систем [9]. Карбоксамидная группи-

ровка амсакринов локализуется строго в малой бороздке спирали ДНК, вступая, по-видимому, в дополнительные взаимодействия с нуклеотидными остатками. Строгое расположение бокового заместителя в составе интеркаляционных комплексов наблюдается и при связывании ряда природных антибиотиков дауномицина, актиномицина Б, ногаломицина с ДНК. Моносахаридные остатки дауномицина и ногаломицина, как и олигопептидные цепи актиномицина, локализуются в малой бороздке

3

ДНК-спирали, а их хромофорные остатки лежат перпендикулярно длинной оси пар оснований для первых двух и параллельно для последнего [13,40,57-59].

Оптимальная геометрия интеркаляционного комплекса антрахинонового лиганда митоксантрона характеризуется расположением боковых заместителей в большой бороздке спирали ДНК и поперечной укладкой хромофорной части молекулы относительно длинной оси плоскости пар оснований [50].

сн,

H3C~N СН,

n - сн,

L-MeVal

0 =

\

N

Sar

О / 0=| СН,

L-Pro

D-ValHV„ СН3

-L-Pro

0

СН,

СН,

он о он ногаломицин

О ОН

СН30 0 ОН н

он о nhch2ch2nhch2ch2oh

он о nhch2ch2nhch2ch2oh

актиномицин

дауномицин

митоксантрон

1.2.3. Влияние структуры НК на интеркаляцию

Важную роль в процессе образования интеркаляционного комплекса играет природа и структура НК-полимера. Полимерные ДНК-дуплексы poly(dAdT) или poly(dldC) характеризуются низкой термодинамической устойчивостью и, следовательно, в большей степени подвержены флуктуаци-

онным перестройкам структуры их спирали. Это обусловливает повышенную скорость интеркаляции в них различных ак~ ридиниевых лигандов или нафталендиимида по сравнению со случаями, когда в качестве НК-матрицы были использованы прочные poly(dGdC), природная ДНК [20, 42], или неальтернирующие дуплексные структуры poly(dA)■poly(dT). Например, несмотря на то, что процесс диссоциации пропидия из комплексов с неаль-

нафталендиимид

тернирующим или альтернирующим АТ-содержащим полимером характеризуется практически одинаковыми величинами кинетических констант, проникновение лиганда в оНдо (<1А) • оИдо (сГГ) тракты крайне затруднено [60,61]. Это связано с уникальностью структуры таких участков ДНК: крайней узостью малой борозды двойной спирали [62] и с высокой степенью ее гидра-тирования [11,18]. Резкое возрастание эффективности внедрения пропидия происходит при появлении внутри гомо-с!А- гомо-сИ1 участка хотя бы одного сайта сильного связывания этого лиганда. Так, наличие одиночного ди-нуклеотидного звена АТ в центральной области додекануклеотида резко изменяет характер заполнения дуплекса с1 [ААААААТТТТТТ]2 по сравнению с его гомо-с1А- гомо-с1Т аналогом [61].

Взаимодействие этидия, пропидия и профлавина более эффективно реализуется в структуре А-формы спирали РНК [15,18], в то время как ряд других интеркалирующих лигандов, например, митоксантрон и коралин предпочитают встраиваться в В-форму спирали АТ-содержащего ДНК-полимера [14] .

При титровании левозакрученной г-формы ДНК этидием [63] или фена-зиновым производным N0-182 [23] происходит трансформация невыгодной для связывания г-формы в подходящую В-форму ДНК. На примере взаимодействия этидия с модельными шпилечными структурами, формируемыми олиго-нуклеотидами с! (ССОСТпОССС) , где п=3,5 и 7, показана возможность связывания интеркалятора с частично упорядоченной одноцепочечной формой ДНК [16]. Причем эффективность встраивания этого лиганда в структуру петли шпильки ниже, чем в ее дуплексную часть [16,64].

Встраивание плоских ароматических систем происходит также и в триплексные структуры НК. Этидий, коралин, бербериум, 9-аминоакридин, производные хинолина и ряд других соединений эффективно взаимодействуют с трехцепочечными ДНК, вызывая их значительную стабилизацию

профлавин

N0182

\

[23,24,31,65-67].

коралин

з бербериум

В[7,8]IQ

производные хинолина

Сульфамидные производные антрахинона, например, специфически стабилизируют триплексную структуру poly(dT)-poly(dA)-poly(dT), не оказывая существенного влияние на poly(dT)-poly(dA) дуплекс [68].

О

/ nr. r

12

i rx=h, r2=ch2ch2ch2nh2

II R^Rj^^C^C^N^

'i nrxr2

производные антрахинона

2.2.4. Сайт интеркаляции

Интеркаляция лиганда в двойную спираль НК вызывает локальное нарушение регулярной структуры биополимера. Хотя такое связывание лиганда не вызывает разрыва водородных связей уотсон-криковских пар оснований, но приводит к удлинению структуры биополимера, сопряженному с локальным раскручиванием двойной спирали. Встраивание каждой молекулы интеркалятора вызывает раскручивание спирали ДНК на 10-20° [42,58]. Как правило, внутреннее встраивание одного лиганда в НК препятствует свя-

ДА/ЛТ

260

с. 4Л

2.0

<.0 4.0 2.0 0 «.о

4.0

to о

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Пышный, Дмитрий Владимирович

ВЫВОДЫ

Предложен новый подход к повышению селективности взаимодействия олигонуклеотидов и их производных с ДНК-мишенью, основанный на использовании тандемов коротких олигонуклеотидов состава октануклетид+тетранук-леотид+октануклеотид, где тетрануклеотид и октамеры-эффекторы могут содержать, в зависимости от требований и условий, различные функциональные группировки.

I.Проведено сравнительное исследование влияния эффекторов - октануклеоти-дов и их производных - на стабильность (температуру плавления) правильных и несовершенных комплексов 20-звенной ДНК-мишени с додека-, окта- и тетрануклеотидом в тандемных комплексах мишень-олигонуклеотид+эффек-тор (ы) в одинаковых буферных условиях при концентрации компонентов комплекса 13 мкМ каждого. Показано, что:

1) влияние эффекторов (октануклеотида и его 5',3'-ди-Ы-(2-гидрокси-этил)феназиниевого производного) на стабильность дуплекса мишень-олигонуклеотид увеличивается с сокращением длины олигонуклеотида или при введении в его структуру однонуклеотидной замены, причем стабилизирующее влияние эффекторов тем выше, чем ниже собственная гибридиза-ционная способность олигонуклеотидов;

2) максимальная стабилизация дуплекса мишень-тетрануклеотид, неформирую-щегося в отсутствие эффекторов, может быть достигнута в присутствии пары фланкирующих эффекторов, которые обеспечивают реализацию в тандемных комплексах двух кооперативных контактов: а) в случае нативного тетрануклеотида - с парой феназиний-содержа-щих эффекторов, обеспечивающих локализацию феназиниевых группировок на стыках дуплексов мишень-тетрануклеотид и мишень-эффектор; б) в случае производного тетрануклеотида, несущего на 3'-конце остаток стероида (холестерина или эстрона) - с парой 5' -холес-терил,3'-феназиний-содержаидах эффекторов, обеспечивающих создание гидрофобной «скрепки» между 3'-концевым остатком стероида в структуре тетрануклеотида и 5'-концевым - в структуре эффектора;

3) из всех рассмотренных олигонуклеотидов максимальной селективностью связывания с мишенью в тандемных комплексах при 37°С обладает тетрануклеотид в составе тандема эффектор+тетрануклеотид+эффектор.

II.Исследовано влияние эффекторов на модификацию 20-звенной ДНК-мишени в правильных и несовершенных комплексах алкилирующими 5'-(Ы-2-хлорэтил-Ы-метиламино)бензилметилфосфамидными производными олигонуклеотидов с различной гибридизационной способностью (додека-, окта- и тетрануклеотидов и их производных) в присутствии эффекторов, локализующихся в тандемном комплексе мишень•эффектор+реагент вблизи реакционной группировки олигонуклеотидного реагента (в одинаковых буферных условиях при концентрации мишени 5-КГ7 М, реагента и эффектора (ов) - по 1-Ю"5 М каждого) .

Показано, что:

1) усиление гибридизационной способности олигонуклеотидного реагента может приводить не только к повышению степени модификации мишени благодаря увеличению степени ассоциации мишени с реагентом, но и к понижению эффективности алкилирования мишени, вследствие затруднений локальных перестроек жесткой структуры дуплекса вблизи реакционного центра, определяющих направленность химического превращения в составе комплекса мишень ■ реагент;

2) эффектор снижает эффективность модификации мишени олигонуклеотидным реагентом, образующим прочный дуплекс с жесткой структурой (например, додекануклеотидный реагент), и всегда способствует увеличению степени алкилирования мишени реагентом, обладающим низкой гибридизационной способностью и образующим слабые рыхлые комплексы с мишенью;

3) в тандемных комплексах алкилирующие производные окта- и додекануклео-тидов малоэффективно дискриминируют комплексы с мисматчем, поскольку модификация мишени в составе их неправильных комплексов более эффективна благодаря нарушению регулярной структуры дуплекса, вызываемой наличием мисматча;

4)реагент на основе тетрануклеотида в присутствии пары дифеназиние-вых октануклеотидных эффекторов высокоселективно модифицирует мишень, дискриминируя все возможные однонуклеотидные несоответствия в сайте связывания тетрануклеотидного реагента.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Пышный, Дмитрий Владимирович, 1998 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Belikova AM, Zarytova VF, Grineva N1. Synthesis of ribonucleotides and diribonucleotides phosphates containing 2-chloroethylamine and nitrogen mustard residues. Tetrahedron Lett. 1967. № 37. P. 35573562.

2. Kutyavin IV, Podyminogin MA, Bazhina YN, Fedorova OS, Knorre DG, Levina AS, Mamaev SV, Zarytova VF. N- (2-Hyroxyethyl) phenazinium derivatives of oligonucleotides as effectors of the sequence-speciic modification of nucleic acids. FEBS Lett. 1988. V. 238. P. 35-38.

3. Зарытова ВФ, Кутявин ИВ, Мамаев СВ, Подыминогин МА. Эффективная и селективная модификация одноцепочеченого фрагмента ДНК алкилирую-щими производными коротких олигодезоксирибонуклеотидов в присутствии эффекторов реакции N- (2-гидроксиэтил)феназиниевых производных олигодезоксирибонуклеотидов. Биоорган, химия . 1990. Т. 16. С. 1653-1660.

4. Lokhov SG, Podyminogin MA, Sergeev DS, Silnikov VN, Kutyavin IV, Shishkin GV, Zarytova VF. Synthesis and high stability of complementary complexes of N-(2-hydroxyethyl) phenazinium derivatives of oligonucleotides. Bioconjugate Chem. 1992. V. 3. P. 414419.

5. Кутявин ИВ, Мамаев СВ, Подыминогин МА. Сайт-направленная химическая рестрикция одноцепочечного фрагмента ДНК алкилирующим производным тетрануклеотида d (pApGpCpA) в присутствии тетрануклеотидных эффекторов. Биоорган, химия. 1992. Т. 18. С. 895-900.

6. Табатадзе ДР, Третьякова ЛВ, Левина АС, Пышный ДВ, Иванова ЕМ, Зарытова ВФ. Взаимодействие производных коротких олигонуклеотидов с нуклеиновыми кислотами. III. Фотомодификация ДНК- мишеней при использовании тандемов производных коротких олигонуклеотидов. Биоорган. химия. 1997. Т. 23. С. 642-647.

7. Pyshnyi D, Pyshnaya I, Sergeev D, Vorobjev P, Lokhov S, Ivanova E, Zarytova V. A new approach to potentiate site-specific hybridization: a set of hydrophobic heterofunctional short oligodeoxyribonucleotides. Nucleosides Nucleotides. 1995. V. 14. P. 1065-1068.

8. Воробьев ПЕ, Маркушин ЮЯ, Сергеев ДС, Зарытова ВФ. Повышение эффективности сайт-специфического расщепления ДНК-мишени блеомицино-вым производным тетрануклеотида с помощью олигонуклеотидов-эффекторов. Биоорган, химия. 1996. Т. 22. С. 111-116.

9. Meyer-Aimer FG, Porschke D. Mehanism of intercalation into the double helix by ethidium. Biochemistry. 1993. V. 32. P. 4246-4253.

10. Tanious FA, Veal JM, Buczak H, Ratmeyer LS, Wilson WD. DAPI (4',6-diamido -2 -phenyl indole) binds differently to DNA and RNA: minor-groove binding at AT site and intercalation at AU site. Biochemistry. 1992. V. 31. P. 3103-3112.

11. Marky LA, Macgregor RB Jr. Hydration of dA-dT polymers: Role of water in the termodynamics of ethidium and propidium intercalation. Biochemistry. 1990. V. 29. P. 4805-4811.

12. Pilch DS, Kirolos MA, Breslauer KJ. Berenil binding to higher ordered nucleic acid structures: complexation with a DNA and RNA triple helix. Biochemistry. 1995. V. 34. P. 16107-16124.

13. Remeta DP, Mudd CP, Berger RL, Breslauer KJ. Thermodynamic characterization of Daunomycin-DNA interactions: comparison of

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

complete binding profile of DNA host duplexes. Biochemistry. 1993. V. 32. P. 5064-5073.

Wilson WD, Ratmeyer L, Zhao M, Strekowski L, Boykin D. The search for structure-specific nucleic acid-interactive drugs: effect of compound structure on RNA versus DNA interaction stength. Biochemistry. 1993. V. 32. P. 4098-4104.

Nelson JW, Tinoco I Jr. Intecalation of ethidium ion into DNA and RNA oligonucleotides. Biopolymers. 1984. V. 23. P. 213-233.

Rentzeperis D, Alessi K, Marky LA. Thermodynamics of DNA haipins: contribution of loop size to hairpin stability and ethidium binding. Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 2683-2689.

Schawaller C-A, Dodin G, Aubard J. Thermodynamics of drug-DNA interaction: entropy-driven intercalation and enthalpy-driven outside binding in the ellipticine series. Biopolymers. 1991. V. 31. P. 519-527.

Chou WY, Marky LA, Zaunczkowski D, Breslauer KJ. The thermodymamics of drug-DNA interactions: ethidium bromide and propidium iodide. J. Biomol. Struct. Dyn. 1987. V. 5. P. 345-359.

Macgregor RB Jr, Clegg RM, Jovin TM. Viscosity dependence of ethidium-DNA intercalation kinetics. Biochemistry. 1987. V. 26. P. 4008-4016.

Tanious FA, Yen S-H, Wilson WD. Kinetic and equilibrium of a threading intercalation mode: DNA sequence and ion effect. Biochemistry. 1991. V. 30. P.1813-1819.

Tanious FA, Jenkins TC, Neidle S, Wilson WD. Substituent position dictate the intercalative DNA-binding mode for antracene-9,10-dione antitumor drug. Biochemistry. 1992. V. 31. P. 11632-11640.

Veal JM, Li Y, Zimmerman SC, Lamberson CR, Cory M, Zon G, Wilson WD. Interection of a macrocyclic bisacridine with DNA. Biochemistry. 1990. V. 29. P. 10918-10927.

Tarui M, Doi M, Ishida T, Inoue M, Kitamura K. DNA- binding characterization of a novel anti-tumour benzo[aJphenazine derivative NC-182: spectroscopic and viscometric studies. Biochem. J. 1994. V. 304. P. 271-279.

Kim H-K, Kim J-M, Kim SK, Rodger A, Norden B. Interaction of intercalative and minor groove binding ligands with triplex poly (dA) [poly (dT) ]2 and duplex poly (dA)poly (dT) and poly [ (dAdT) ]2 studied by CD, LD, and normal absorbtion. Biochemistry. 1996. V.35. P. 1187-1194.

Kim SK, Norden B. Methyl Green. A DNA major-groove binding drug. FEBS Lett. 1993. V. 31. P. 61-64.

Monnot M, Mauffret O, Lescot E, Fermandjian S. Probing intercalation and conformational effects of the anticancer drug 2-methyl-9-hydroxyellipticinium acetate in DNA fragments with circular dichroism. Eur. J. Biochem. 1992. V. 204. P. 1035-1039.

Lyng R, Harg T, Norden B. Induced CD of DNA intercalations: electric dipol allowed transitions. Biopolymers. 1987. V. 26. P. 1327-1345.

Lyng R, Rodger A, Norden B. The CD of ligand-DNA systems. I. Poly(dG-dC) B-DNA. Biopolymers. 1991. V. 31. P. 1709-1720.

Lyng R, Rodger A, Norden B. The CD of ligand-DNA systems. 2. Poly(dA-dT) B-DNA. Biopolymers. 1992. V. 32. P. 1201-1214.

Wilson WD, Tanious FA, Watson RA, Barton HJ, Strekowski A, Harden D.B., Strekowski L. Interaction of unfused tricyclic aromatic

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

cations with DNA: A new class of intercalators. Biochemistry. 1989. V. 28. P. 1984-1992.

Chandler SP, Strekowski L, Wilson WD, Fox KR. Footprinting studies of ligands which stabilize DNA triplexes: effects on stringency within a parallel triple helix. Biochemistry. 1995. V. 34. P. 7234-7242.

Trauger JW, Baird EE, Dervan PB. Recognition of DNA by designed ligands at subnanomolar concentrations. Nature. 1996. V. 382. P. 559-561.

Bailly C, Michaux C, Colson P, Houssier C, Sun J-S, Garestier T, Helene C, Hanichart J-P, Rivalle C, Bisagni E, Waring MJ. Reaction of a distamycin-ellipticine hybrid ligand with DNA. Mode and sequence specificity of binding. Biochemistry. 1994. V. 33. P. 15348-15364.

White S, Baird EE, Dervan PB. Effect of the degeneracy of pyrrole-imidazole polyamide recognition in the minor groove of DNA. Biochemistry. 1996. V. 35. P. 12532-12537.

Веселков АН, Дымант JIH, Болотин ПА, Барановский СФ, Дэвис Д. Термодинамика взаимодействия красителя бромистого этидия с дезокси-тетрануклеотидом 5'-d(ApCpGpT). Биополимеры и клетка. 1995 Т. 11. С. 37-45.

Lombardy RL, Tanious FA, Ramachandran К, Tidwell RR, Wilson WD. Synthesis and DNA interactions of benzimidazole dications which have activity against opportunistic infections. J. Med. Chem. 1996. V. 39. P. 1452-1462.

Assa-Munt N, Denny WA, Leupin W, Kearns DR. 2H NMR study of the binding of bis (acridines) to d (AT) 5d (AT) 5. 1. Mode of binding. Biochemistry. 1985. V. 24. P. 1441-1449.

Assa-Munt N, Denny WA, Leupin W, Kearns DR. 1H NMR study of the binding of bis (acridines) to d (AT) 5d(AT) 5. 2. Dynamic aspects. Biochemistry. 1985. V. 24. P. 1449-1460.

Laughton CA, Tanious F, Nunn CM, Boykin DW, Wilson WD, Neidle S. A crystallografic and spectroscopic study of the complex between d(CGCGAATTCGCG)2 and 2,5-bis(4-guanylphenyl)furan, an analogue of berenil. Structural origin of enhanced DNA-binding affinity. Biochemistry. 1996. V. 35. P. 5655-5661.

Zhang X, Patel DJ. Solution structure of the nogalamycin-DNA complex. Biochemistry. 1990. V. 29. P. 9451-9466.

Tanious FA, Ding D, Patrick DA, Tidwell RR, Wilson WD. A new type of DNA minor-groove complex: carbazole dication-DNA interactions. Biochemistry. 1997. V. 36. P. 15315-15325.

Wakelin LPG, Chetcuti P, Denny WA. Kinetic and equilibrium binding studies of amsacrine-4-carboxamides: A class of asymmetrical DNA-intercalating agents which bind by threading through the DNA helix. J. Med. Chem. 1990. V. 33. P. 2039-2044.

Strekowski L, Mokrosz JL, Wilson WD, Mokrosz MJ, Strekowski A. Stereoelectronic factors in the interaction with DNA of small aromatic molecules substituted with a short cationic chain: importance of the polarity of the aromatic system of the molecule. Biochemistry. 1992. V. 31. P. 10802-10808.

Rodger A, Taylor S, Adlam G, Blagbrough IS, Haworth IS. Multiple DNA binding modes of anthracene-9-carbonyl-Nl-spermine. Bioorg. Med. Chem. 1995. V. 6. P. 861-872.

45

46

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

Dodin G, Schwaller M-A, Aubard J, Paoletti C. Binding of ellipticine base and ellipticinum cation to calf-timus DNA. Eur. J. Biochem. 1988. V. 176. P. 371-376.

Krishnamoorthy CR, Yen S-F, Smith JC, Lown JW, Wilson WD. Stopped-flow kinetic analysis of the interaction of anthraqunone anticancer drugs with calf thymus DNA, poly[d(GC)]-poly[d(GC) ], and poly [d (AT) ] • poly [d (AT) ]. Biochemistry. 1986. V. 25. P. 59335940.

Макаров JIB, Полетаев АИ, Свешников ПГ, Кондратьева НО, Писменский ВФ, Доскочил Я, Коуделка Я, Волькенштеин MB. Круговой дихроизм комплексов ДНК с красителями. III. Эффект скрытой оптической активности и структура комплексов. Молекулярн. биол. 1979. Т. 13. С. 450-468.

Monnot М, Mauffret О, Simon V, Lescot Е, Psaume В, Saucier JM, Belehradek J Jr, Fermandjian S. A CD study of interactions of ellipticine derivatives with DNA. Relations with the in vitro cytotoxicity. FEBS Lett. 1990. V. 273. P. 71-74.

Breslin DT, Yu C, Ly D, Schuster GB. Structural modification changes the DNA binding Mode of cation-substitued antraquinone photonucleases: Association by intercalation or minor groove binding determines the DNA cleavage efficiency. Biochemistry. 1997. V. 36. P. 10463-10473.

Chen K-H, Gresh N, Pullman B. A theoretical investigation on the sequence selective binding of mitoxantrone to double-standed tetranucleotides. Nucleic Acids Res. 1986. V. 14. P. 3799-3812.

Пюльман Б. Межмолекулярные взаимодействия: от двухатомных молекул до биополимеров: Пер. с англ. М.: Мир. 1981.

Ратайчак Г. Орвилл-Томас У. Молекулярные взаимодействия: Пер. с англ. М.: Мир. 1984.

Шабарова ЗА, Богданов АА. Химия нуклеиновых кислот и их компонентов. М.: Химия, 1978.

Behravan G, Leijon M, Sehlstedt U, Norden B, Vallberg H, Bergman J, Graslund A. The interaction of ellipticine derivatives with nucleic acids studied by optical and 1H-NMR spectroscopy: effect of size of the heterocyclic ring system. Biopolymers. 1994. V. 34. P. 599-609.

Schurr JM, Fulimoto BS. The amplitude of local angular motion of intercalated dye and bases in DNA. Biopolymers. 1988. V. 27. P. 1543-1569.

Stark D, Hamed AA, Pedersen EB, Jacobsen JP. Bisintercalation of homodimeric thiazole orange dye in DNA: Effect of modifying the linker. Bioconjugate Chem. 1997. V. 8. P. 869-877.

Jones RL, Scott EV, Zon G, Marzilli LG, Wilson WD. An NMR investigation of the binding of the anticancer drug actinomycin D to oligodeoxyribonucleotides with isolated 5'd(GC)3' binding site. Biochemistry. 1988. V. 27. P. 6021-6026.

Зенгер В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот: Пер. с англ. М.: Мир. 1987.

Кривцова МА, Морошкина ЕБ, Глибин ЕН, Фрисман ЭВ. Взаимодействие ДНК с низкомолекулярными лигандами различной структуры. II. Комплексы ДНК с актиномином и его аналогами. Молекулярн. биол. 1982. Т. 16. С. 149-155.

Wilson WD, Wang YH, Krishnamoorthy CR, Smith JC. Poly (dA) poly (dT) exists in an unusual conformation under physiological condition:

61

62

63

64

65

66

67

68

69

70

71

72

73

74

75

propidium binding to poly (dA)poly (dT) and poly [d (A-T) ]poly [d (AT) ] . Biochemistry. 1985. V. 24. P. 3991-3999.

Jones RL, Zon G, Krishnamoorthy CR, Wilson WD. Sequence-dependent cooperative interaction in A/T-containing oligo- and polydeoxyri-bonucleotides. Biochemistry. 1986. V. 25. P. 7431-7439.

Alexeev DG, Lipanov AA, Skuratovskii IYa. Poly (dA) .poly(dT) is a B-type double helix with a distinctively narrow minor groove. Nature. 1987. V. 325. P. 821-823.

Kubista M, Akerman B, Norden B. Characterization of interaction between DNA and 4',6-diamidino-2-phenylindole by optical spectroscopy. Biochemistry. 1987. V.^ 26. P. 4545-4553.

Davies DB, Pahonov VI, Veselkov AN. NMR determination of the conformational and drug binding properties of the DNA heptamer d (GpCpGpApApGpC) in aqueous solution. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4523-4531.

Scaria PV, Shafer RH. Binding of ethidium bromide to a DNA triple helix. J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 5417-5423.

Lee JS, Latimer LJ, Hampel KJ. Coralyne binds tightly to both TAT and CGC+-containing DNA triplexes. Biochemistry. 1993. V. 32. P. 5591-5597.

Nguyen CH, Marchand C, Delage S, Sun J-S, Garestier T, Helene C, Bisagni E. Synthesis of 13H-benzo[6,7]- and 13H-benzo[4,5]indolo[2,3-c]-quinolines: a new series of potent specific ligands for triplex DNA. J. Am. Chem. Soc. 1998. V. 120. P. 2501-2507.

Kan Y, Armitage B, Schuster GB. Selective stabilization of triplex DNA by anthraquinone sulfonamide derivatives. Biochemistry. 1997. V. 36. P. 1461-1466.

Patel DJ, Canuel LL. Biphasic helix-coil transition of the ethidium bromide poly(dA-dT) and the propidium diiodide poly (dA-dT) complexes. Stabilization of base pair regions centered about the intercalation site. Biopolymers. 1977. V. 16. P.857-873.

Liu C, Chen F-M. Oligonucleotide studies of sequence-specific binding of chromomycin A3 to DNA. Biochemistry. 1994. V. 33. P. 1419-1424.

Antonini I, Polucci P, Jencins TC, Kelland LR, Menta E, Pescalli N, Stefanska B, mazerski J, Martelli S. 1-[ (co-aminoalkyl) amino]-4-[N- (co-aminoalkyl) carbomoyl]-9-oxo-9,10-dihydroacridines as intercalating cytotoxic agents: synthesis, DNA binding, and biological evavuation. J. Med. Chem. 1997. V. 40. P. 3749-3755.

Liu ZR, Hecker KH, Rill RL. Selective DNA binding of (N-alkylamine)-substituted naphthalene imides and diimides to G+C-rich DNA. J. Biomol. Struct. Dyn. 1996. V. 14. 331-339.

Lokey RS, Kwok Y, Guelev V, Purshell CJ, Hurley LH, Iverson BL. A new class of polyintercalating moleculs. J. Am. Chem. Soc. V. 119. P. 7202-7210.

Kapuscinski J, Darzynkiewicz Z. Interaction of acridine orange with double sranded nucleic acids. Spectral and affinity studies. J. Biomol. Struct. Dyn. 1987. V. 5. P. 127-143.

White SA, Draper DE. Single base bulges in small RNA hairpins enhance ethidium binding and promote an allosteric transtion. Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 4049-4064.

76

77

78

79

80

81

82

83

84

85

86

87

88

89

90

91

Lee C-H, Tinoco I. Mutagen-oligonucleotide complexes with a bulged base as models for frameshift mutation. Nature. 1978. V. 274. P. 609-610.

Liu C, Chen FM. Actinomycin D binds strongly and dissociates slowly at the dGpdC site with flanking T/T mismatches. Biochemistry. 1996. V. 35. P. 16346-16353.

Bustamante C, Stigter D. Intercalation of cat ionic dyes in the DNA double helix: introductory theory. Biopolymers. 1984. V. 23. P. 629-645.

Clark GR, Gray EJ, Neidle S, Li YH, Leupin W. Isohelicity and phasing in drug--DNA sequence recognition: crystal structure of a tris(benzimidazole)--oligonucleotide complex. Biochemistry. 1996. V. 35. P. 13745-13752.

Rao KE, Dasgupta D, Sasisekharan V. Interaction of synthetic analogues of distamycin and netropsin with nucleic acids. Does curvature of ligand play a role in distamycin-DNA interactions? Biochemistry. 1988. V. 27. P. 3018-3024.

Akimenko NM, Garabadgiu AV, Skuratovskii IYa, Sagi J, Szabolcs A, Ebinger K. Interaction specificity of benzimidazole group compounds with AT-containing polynucleotides. J. Biomol. Struct. Dyn. 1995. V. 12. P. 1121-1127.

Zimmer C, Wahnert U. Nonintercalating DNA-binding ligands: specificity of the interaction and their use in biophysical, biochemical and biological investigations of the genetic material. Prog. Biophys. Molec. Biol. 1986. V. 47. P. 31-112.

Pilch DS, Kirolos MA, Breslauer KJ. Berenil binding to higher ordered nucleic acid structures: complexation with a DNA and RNA triple helix. Biochemistry. 1995. V. 34. P. 16107-16124.

Abu-Daya A, Brown PM, Fox KR. DNA sequence preferences of several AT-selective minor groove binding ligands. Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3385-3391.

Abu-Daya A, Fox KR. Interaction of minor groove binding ligands with long AT tracts. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4962-4969.

Pjura PE, Grzeskowiak K, Dickerson RE. Binding of Hoechst 33258 to the minor groove of B-DNA. J. Mol. Biol. 1987. V. 197. P. 257-271.

Spink N, Brown DG, Skelly JV, Neidle S. Sequence-dependent effect in drug-DNA interaction: the crystal structure of Hoechst 33258 bound to the d (CGCAAATTTGCG) 2 duplex. Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. P. 1607-1612.

Bruice TC, Mei H-Y, He G-X, Lopez V. Rational design of substituted tripyrrole peptides that complex with DNA by both selective minor-groove binding and electrostatic interaction with the phosphate backbone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 17001704.

Mrksich M, Wade WS, Dwyer TJ, Geierstanger BH, Wemmer DE, Dervan PB. Antiparallel side-by-side dimeric motif for sequence-specific recognition in the minor groove of DNA by the designed peptide 1-methylimidazole-2-carboxamide netropsin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 7586-7590.

Cho J, Parks ME, Dervan PB. Cyclic polyamides for recognition in the minor groove of DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 10389-10392.

Geierstanger BH, Mrksich M, Dervan PB, Wemmer DE. Design of a G.C-specific DNA minor groove-binding peptide. Science. 1994. V. 266. P. 646-650.

92. White S, Baird EE, Dervan PB. On the pairing rules for recognition in the minor groove of DNA by pyrrole-imidazole polyamides. Chem. Biol. 1997. V. 4. P. 569-578.

93. White S, Szewczyk JW, Turner JM, Baird EE, Dervan PB. Recognition of the four Watson-Crick base pairs in the DNA minor groove by synthetic ligands. Nature. 1998. V. 391. P. 468-471.

94. Rydzewski JM, Leupin W, Chazin W. The width of the minor groove affects the binding of the bisquaternary heterocycle SN-6999 to duplex DNA. Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 1287-1293.

95. Squire CJ, Clark GR, Denny WA. Minor groove binding of a bis-quaternary ammonium compound: the crystal structure of SN 1161 bound to d(CGCGAATTCGCG) 2. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4072-4078.

96. Бородулин ВБ, Михейкин АЛ, Гроховский СЛ, Никитин AM, Салманова ДВ, Жузе АЛ, Гурский ГВ, Шафер Р, Заседателей АС. Новые структурные мотивы взаимодействия лигандов с ДНК: тримерный тип комплекса бис-нетропсина с поли (dA-dT) -поли (dA-dT) . Молекулярн. биол. 1996. Т. 30. С. 1107-1114.

97. Boger DL, Sakya SM. СС-1065 partial structures: enhancement of noncovalent affinity for DNA minor groove binding through introduction of stabilizing electrostatic interactions. J. Org. Chem. 1992. V. 57. P. 1277-1284.

98. Clark GR, Squire CJ, Gray EJ, Leupin W, Neidle S. Designer DNA-binding drugs: the crystal structure of a meta-hydroxy analogue of Hoechst 33258 bound to d(CGCGAATTCGCG) 2 • Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 4882-4889.

99. Rentzeperis D, Marky LA, Dwyer TJ, Geierstanger BH, Pelton JG, Wemmer DE. Interaction of minor groove ligands to an AAATT/AATTT site: correlation of thermodynamic characterization and solution structure. Biochemistry. 1995. V. 34. P. 2937-2945.

100.Blasko A, Bruice TC. Stoichiometry and structure of complexes of DNA oligomers with microgonotropens and distamycin by 1H NMR spectroscopy and molecular modeling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. V. 90. P. 10018-10022.

101. Mohan S, Yathindra N. Flexibility of DNA in 2:1 drug-DNA complexes—simultaneous binding of two DAPI molecules to DNA. J. Biomol. Struct. Dyn. 1992. V. 9. P. 695-704.

102. Fagan P, Wemmer DE. Cooperative binding of distamycin-A to DNA in the 2:1 mode. J. Am. Chem. Soc. 1992. V. 114. P. 1080-1081.

103.Conte MR, Jenkins TC, Lane AN. Interaction of minor-groove-binding diamidine ligands with an asymmetric DNA duplex. NMR and molecular modelling studies. Eur. J. Biochem. 1995. V. 229. P. 433-444.

104. Marky LA, Kupke DW. Probing the hydration of the minor groove of A-T synthetic DNA polymers by volume and heat changes. Biochemistry. 1989. V. 28. P. 9982-9988.

105. Gupta G, Sarma MH, Sarma RH. Structure and dynamics of netropsin-poly (dA-dT) .poly (dA-dT) complex: 500 MHz JH NMR studies. J. Biomol. Struct. Dyn. 1984. V. 1. P. 1457-1472.

106. Ha Duong T, Zakrzewska K. Influence of drug binding on DNA flexibility: a normal mode analysis. J. Biomol. Struct. Dyn. 1997. V. 14. P. 691-701.

107. Fairley ТА, Tidwell RR, Donkor I, Naiman NA, Ohemeng KA, Lombardy RJ, Bentley JA, Cory M. Structure, DNA minor groove binding, and base pair specificity of alkyl- and aryl-linked bis (ami-

dinobenzimidazoles) and bis (amidinoindoles) . J. Med. Chem. 1993. V. 36. P. 1746-1753.

108. Cory M, Tidwell RR, Fairley TA. Structure and DNA binding activity of analogues of 1,5-bis (4-amidinophenoxy)pentane. J. Med. Chem. 1992. V. 35. P. 431-438.

109. Boykin DW, Kumar A, Xiao G, Wilson WD, Bender BC, McCurdy DR, Hall JE, Tidwell RR. 2,5-bis [4-(N-alkylamidino)phenyl] furans as anti-Pneumocystic carinii agents. J. Med. Chem. 1998. V. 41. P. 124129.

110. Wilson WD, Tanious FA, Barton HJ, Jones RL, Fox K, Wydra RL, Strekowski L. DNA sequence dependent binding modes of 4',6-diamidino-2-phenyl indole (DAPI). Biochemistry. 1990. V. 29. P. 8452-8461.

111. Schmitz HU, Hubner W. A thermodynamic and spectroscopic study on the binding of berenil to poly d(AT) and to poly (dA) x poly (dT) . Biophys. Chem. 1993. V. 48. P. 61-74.

112. Fish EL, Lane MJ, Vournakis JN. Determination of equilibrium binding affinity of distamycin and netropsin to the synthetic deoxy-oligonucleotide sequence d(GGTATACC)2 by quantitative DNase I footprinting. Biochemistry. 1988. V. 27. P. 6026-6032.

113. Rentzeperis D, Ho J, Marky LA. Contribution of loop and nicks to the formation of DNA bumbbells: melting behavior and ligand binding. Biochemistry. 1993. V. 32. P. 2564-2572.

114. Haq I, Ladbury JE, Chowdhry BZ, Jenkins TC, Chaires JB. Specific binding of Hoechst 33258 to the d(CGCAAATTTGCG)2 duplex: calo-rimetric and spectroscopic studies. J. Mol. Biol. 1997. V. 271. P. 244-257.

115. Norden B, Tjerneld F, Palm E. Linear dichroism studies of binding site structures in solution. Complexes between DNA and basic aryl-methane dyes. Biophys. Chem. 1978. V. 1. P. 1-15.

116.Dassonneville L, Hamy F, Colson P, Houssier C, Bailly C. Binding of Hoechst 33258 to the TAR RNA of HIV-1. Recognition of a pyrimidine bulge-dependent structure. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4487-4492.

117. Sehlstedt U, Kim SK, Carter P, Goodisman J, Vollano JF, Norden B, Dabrowiak JC. Interaction of cationic porphyrins with DNA. Biochemistry. 1994. V. 33. P. 417-426.

118.Constant JF, Laugaa P, Roques, Lhomme J. Heterodimeric molecules including nucleic acid bases and aminoacridine. Spectoscopic studies, conformations, and interactions with DNA. Biochemistry. 1988. V. 27. P. 3997-4003.

119.Berthet N, Constant J-F, Demeunynck M, Michon P, Lhomme J. Search for DNA repair inhibitors: selective binding of nucleic bases -acridine conjugates to a DNA duplex containing an abasic site. J. Med. Chem. 1997. V. 40. P. 3346-3352.

120.Delbarre A, Delepierre M, D'Estaintot BL, Igolen J. Bisintercala-tion of ditercalinium into a d[CpGpCpG]2 minihelix: structure and dynamics aspects - 400-MHz 1H-NMR study. Biopolymers. 1987. V. 26. P. 1001-1033.

121. Pascual-Teresa B, Gallego J, Ortiz AR, Gago F. Molecular dynamic simulation of the bis-intercalated complexes of Ditercalinium and Flexi-Di with the hexanucleotide d(GCGCGC)2: theoretical analysis of the interaction and rationale for the sequence binding specificity. J. Med. Chem. 1996. V. 39. P. 4810-4824.

122.Charies JB, Leng F, Przewloka T, Fokt I, Ling У-Н, Perez-Soler R, Priebe W. Structure-based design of a new bisintercalating Antra-cycline antibiotic. J. Med. Chem. 1997. V. 40. P. 261-266.

123. Slama-Schwok A, Peronnet F, Hantz-Brachet E, Taillandier E, Teu-lade-Fichou M-P, Vigneron J-P, Best-Belpomme M, Lehn J-M. A macro-cyclic bis-acridine shift equilibrium from duplex towards DNA hairpins. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 2574-2581.

124. Goulaouic H, Carteau S, Subra F, Mouscadet JF, Auclair C. Selective binding to polynucleotides of the hybrid intercalating groove binder bis (pyrrolecarboxamide)-oxazolopyridocarbazole: a molecular modeling study. Biochemistry. 1994. V.33. P. 1412-1418.

125. Bourdouxhe-Housiaux C, Colson P, Houssier C, Waring MJ, Bailly C. Interaction of a DNA-threading netropsin-amsacrine combilexin with DNA and chromatin. Biochemistry. 1996. V. 35. P. 4251-4264.

126.Boitte N, Pommery N, Colson P, Houssier C, Waring MJ, Henichart JP, Bailly C. Synthesis, DNA-binding and cytotoxic properties of a bis (netropsin)-anthracenedione conjugate. Anticancer Drug Des. 1997. V. 12. P. 481-501.

127.Asseline U, Thuong NT, Helene C. Synthesis and properties of oligonucleotides covalently linked to intercalating agents. New J. Chem. 1997. V. 21. P. 5-17.

128. Wiederholt K, Rajur SB, McLaughlin LW. Oligonucleotide tethering Hoechst 33258 derivatives: Effect of the conjugation site on duplex stabilization and fluorescence properties. Bioconjugate Chem. 1997. V. 8. P.119-126.

129. Wiederholt K, Rajur SB, Giuliano J, O'Donnell MJ, McLaughlin LW. DNA-tethered Hoechst groove-binding agent: duplex stabilization and fluorescence characteristics. J. Am. Chem. Soc. 1996. V. 118. P. 7055-7062.

130.Levina AS, Metelev VG, Cohen AS, Zamecnik PC. Conjugates of minor groove DNA binders with oligonucleotides: synthesis and properties. Antisense Nucl. Acid Drug Dev. 1996. V. 6. P. 75-85.

131.Sinyakov AN, Lokhov SG, Kutyavin IV, Gamper HB, Meyer RB. Exep-tional and selective stabilization of A-T rich DNA-DNA duplexes by N-methylpyrrole carboxamide peptides conjugated to oligodeoxynu-cleotides. J. Am. Chem. Soc. 1995. V.117. P. 4995-4996.

132.Рябинин BA, Горбунов ЮА, Синяков АН. Сиквенс специфичные конъюгаты малобороздочнего лиганда с инозинсодержащими олигодезокирибонукле-отидами. Биоорган, химия. 1997. Т. 23. С. 539-543.

133.Синяков АН, Рябинин ВА, Серегин СВ, Лохов СГ, Кутявин ИВ, Гэмпер ХБ, Мейер РБ. Селективная стабилизация AT-богатых ДНК-дуплексов конюгатами олигодезоксирибонуклеотидов и аналогов дистамицина. Биоорган, химия. 1997. Т. 23. С. 544-552.

134. Lukhtanov ЕА, Kutyavin IV, Gamper HB, Meyer RB. Oligonucleotides with conjugated dihydropyrroloindole oligopeptides: preparation and hybridization properties. Bioconjugate Chem. 1995. V. 6. P. 418-426.

135. Lukhtanov EA, Kutyavin IV, Meyer RB. Direct, solid phase assembly of dihydropyrroloindole peptides with conjugated oligonucleotides. Bioconjugate Chem. 1996. V. 7. P. 564-567.

136. Kutyavin IV, Lukhtanov EA, Gamper HB, Meyer RB. Oligonucleotides with conjugated dihydropyrroloindole tripeptides: base composition and backbone effects on hybridization. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3718-3723.

137. Kumar S, Reed MW, Gamper HB, Gorn VV, Lukhtanov EA, Foti M, West J, Meyer RB, Schweitzer BI. Solution structure of a highly stable DNA duplex conjugated to a minor groove binder. Nucleic Asids Res. 1998. V. 26. P. 831-838.

138.Afonina I, Kutyavin I, Lukhtanov E, Meyer RB, Gamper H. Sequence-specific arrest of primer extention on single-stranded DNA by an oligonucleotide-minor groove binder conjugate. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 3199-3204.

139.Afonina I, Zivarts M, Kutyavin I, Lukhtanov E, Gamper H, Meyer RB. Efficient priming of PCR with short oligonucleotides conjugated to a minor groove binder. Nucleic Asids Res. 1997. V. 25. P. 26572660.

140.Asseline U, Thuong NT, Helene C. Oligonucleotides covalently linked to intercalating agents. Influence of positively charged substituents on biding to complementary sequences. J. Biol. Chem. 1985. V. 260. P. 8936-8941.

141.Durand M, Maurizot JC, Asseline U, Barbier C, Thoung NT, Helene C. Oligonucletide covalently linked to an acridine derivative and with modified phosphdiester backbone: circular dichroism study of their interaction with complementary sequence. Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 1823-1837.

142.Sun J-S, Asseline U, Rousaud D, Montenay-Garestier T, Thoung NT, Helene C. Oligo-[a]-deoxynucleotides covalently linked to an intercalating agent. Double helices with parallel strands are formed with complementary olig-[/3]-deoxynucleotides. Nucleic Asids Res. 1987. V.15. P. 6149-6158.

143.3арытова ВФ, Кутявин ИВ, Лохов СГ, Сергеев ДС. Модификация нуклеиновых кислот в стабилизированных комплементарных комплексах. V. Термодинамические параметры комплексообразования олигонуклеотидов с ковалентно присоединеным остатком N- (2-оксиэтил)феназиния. Сиб.хим.журнал. 1991. Биоорган, химия. Вып. 3. С. 24-29.

144. Амирханов НВ, Зарытова ВФ, Левина АС, Лохов СГ. Реакционноспособ-ные производные олигонуклеотидов, содержащих метилфосфонатные группы. IV. Стабилизация комплементарных комплексов метилфосфонат-ных аналогов октатимидилата с помощью остатка II-(2-гидроксиэтил)феназиния. Биоорган, химия. 1989. Т. 15. С. 16181626.

145. Amirkhanov NV, Zarytova VF. The derivatives of phosphorothioate oligonucleotides. Nucleosides Nucleotides. 1997. V. 16. P. 15631564.

146.Maltseva TV, Agback P, Repkova MN, Venyaminova AG, Ivanova EM, Sandstrom A, Zarytova VF, Chattopadhyaya J. The solution structure of a 3'-phenazinium (Pzn) tethered DNA_RNA duplex with a dangling adenosine: r(5rGAUUGAA3') :d(5rTCAATC3'-Pzn). Nucleic Asids Res. 1994. V. 22. P. 5590-5599.

147. Asseline U, Delarue M, Lancelot G, Toulme F, Thuong NT, Montenay-Garestier T, Helene C. Nucleic acid-binding molecules with high affinity and base sequence specificity: interacting agents covalently linked to oligonucleotides. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P. 3297-3301.

148.Balbi A, Sottofattori E, Grandi T, Mazzei M, Abramova T, Lokhov S, Lebedev A. Synthesis and complementary complex formation properties of oligonucleotides covalently linked to new stabilizing agents. Tetrahedron. 1994. V. 50. P. 4009-4018.

149. Koshkin AA, Kropachev K, Mamaev SV, Bulychev NV, Lokhov SG, Vlassov VV, Lebedev AV. Ethidium and azidoethidium oligonucleotide derivatives: synthesis, complementary complex formation and sequence-specific photomodification of the single-stranded and double-stranded target oligo- and polynucleotides. J. Mol. Recognit. 1994 V. 7. P. 177-188.

150. Balbi A, Sottofattori E, Grandi T, Mazzei M, Pyshnyi DV, Lokhov SG, Lebedev AV. Synthesis and hybridization properties of the conjugates of oligonucleotides and stabilization agents—II. Bioorg. Med. Chem. 1997. V. 5. P.1903-1910.

151.Asseline U, Bonfils E, Dupre D, Thuong NT. Synthesis and binding properties of oligonucleotides covalently linked to an acridine derivative: New study of the influence of the dye attachment site. Bioconjugate Chem. 1996. V. 7. P. 369-379.

152.Levina AS, Tabatadse DR, Khalimskaya LM, Prichodko ТА, Shishkin GV, Alexandrova LA, Zarytova VP. Oligonucleotide derivatives bearing reactive and stabilizing groups attached to C5 of de-oxyuridine. Bioconjugate Chem. 1993. V. 4. P. 319-325.

153. Zarytova VF, Ivanova EM, Levina AS. Steroid and N-(2-hydroxyethyl)phenazinium oligonucleotides. Nucleosides Nucleotides. 1991. V. 10. P. 295-298.

154.Durand M, Maurizot JC, Asseline U, Thuong NT, Helene C. Oligo-a-thymidylates covalently linked to an intercalating agent: circular dichroism studies of their interaction with complementary sequences. Bioconjugate Chem. 1993. V. 4. P. 206-211.

155. Лохов СГ. Термодинамика стабилизированных комплексов олигонуклео-тидов: влияние интеркалирующих красителей на кооперативные взаимодействия. Дис. канд. хим. наук. Новосибирск. НИБХ СО РАН, 1995. С. 107-145.

156.Maltseva Т, Sandstrom A, Ivanova ЕМ, Sergeyev DS, Zarytova VF, Chattopadhyaya J. Structural studies of the 5'-phenazinium-tethered matched and G-A-mismatched DNA duplexes by NMR spectroscopy. J. Biochem. Biophys. Methods. 1993. V. 26. P. 173-236.

157. Лохов СГ, Кошкин AA, Кутявин ИВ, Митякин МП, Подыминогин МА, Лебедев АВ. Влияние интеркалирующих красителей этидия и феназиния, ко-валентно присоединенных к 5'- или 3'-концу пентануклеотида d(pGAAAG), на термодинамику комплементарного и кооперативного взаимодействия. Биоорган, химия. 1995. Т. 21. С. 197-205.

158. Биченкова ЕВ, Горенштейн ЛА, Воробьев ЮН, Тэннэ ЕЮ, Зарытова ВФ, Иванова ЕМ, Мальцева ТВ, Лебедев АВ. Исследования пространственной структуры дуплекса (Phn-NH(CH2) 2NH)pd (ССАААСА) ■ pd (TGTTTGGC) скова-лентно присоединенным 10-(2-гидроксиэтил)феназинием в водном растворе методом 2М-1Н-ЯМР-спектроскопии и методом ограниченной молекулярной механики. Биоорган, химия. 1992. Т. 18. С. 901-910.

159.Cieplak Р, Rao SN, Helene С, Montenay-Garestier Т, Kollman PA. Conformation of duplex structures formed by oligonucleotides covalently linked to the intercalator 2-methoxy-6-chloro-9-aminoacridine. J. Biomol. Struct. Dyn. 1987. V. 5. P. 361-382.

160. Lancelot G, Asseline U, Thuong NT, Helene C. Proton and phosphorus nuclear magnetic resonance of an oligothymidylate covalently linked to an acridine derivative and its binding to complementary sequences. Biochemistry. 1985. V. 24. P. 2521-2529.

161. Lancelot G, Thuong NT. Nuclear magnetic resonance studies of complex formation between the oligonucleotide d(TATC) covalently

linked to an acridine derivative and its complementary sequence d(GATA). Biochemistry. 1986. V. 25. P. 5357-5363.

162. Guesnet J-L, Vovelle F, Thuong NT, Lancelot G. 2D NMR studies and 3D structure of the parallel-stranded duplex oligonucleotide Acrm5-[a] -d(TCTAAACTC) - [J3] -d (AGATTTGAG) via complete relaxation matrix analysis of the NOE effects and molecular mechanics calculations. Biochemistry. 1990. V. 29. P. 4982-4991.

163.3енкова MA, Карпова ГГ, Левина AC, Мамаев CB, Назарова ЮН, Федорова ОС. Комплементарно адрессованное алкилирование 16S рРНК Escherichia Coli 2',3'-О-[4-N-метил-N-(2-хлорэтил)-амино]бензи-лиденовыми производными олигодезоксирибонуклеотидов. V. Исследование факторов, влияющих на селективность модификации. Биоорган, химия. 1991. Т. 17. С. 470-481.

164.Fedorova OS, Adeenah-Zadah A, Bichenkova EV, Knorre DG. Thermodynamic and structural features of cooperative interactions in tandem oligonucleotide derivatives arranged at the complementary template. Chemical modification data. J. Biomol. Struct. Dyn. 1995. V. 13. P. 145-166.

165. Adeenah-Zadah A, Knorre DG, Fedorova OS. Cooperative interaction of the oligodeoxyribonucleotides on the complimentary template. The influence of the chemical groups and mismatched nucleotides at the 5'- and З'-ends of oligonucleotides on the parameters of coop-erativity. J. Biomol. Struct. Dyn. 1997. V. 15. P. 369-380.

166.Федорова ОС, Одинаев АД, Горн ВВ, Максакова ГА, Перебоева ОС, Кнорре ДГ. Количественные характеристики модификации нуклеиновых кислот алкилирующими производными олигонуклеотидов в присутствии олигонуклеотидных эффекторов. Биоорган, химия. 1994. Т. 20. С. 932-943.

167. Адина-зада А, Федорова ОС. Изучение кооперативных взаимодействий производных дезоксирибоолигонуклеотидов при связывании с ДНК методом химической модификации. Биоорган, химия. 1995. Т. 21. С. 703708.

168. Кнорре ДГ, Адина-зада А, Федорова ОС. Кооперативные взаимодействия в тандемах олигонуклеотидов и их производных на комплементарной матрице. Молекулярн. биол. 1998. Т. 32. С. 141-147.

169. Knorre DG, Chimitova ТА. Equation of the kinetic curves of affinity labelling of biopolymers with the reagents consumed in parallel reaction in solution. FEBS Lett. 1981. V. 131. P. 249252.

170. Амирханов HB, Зарытова ВФ, Левина AC. Реакционные производные олигонуклеотидов,, содержащих метилфосфонатные группы VI. Повышение эффективности направленного воздействия на нуклеиновые кислоты ал-килирующих производных метилфосфонатных аналогов олигонуклеотидов в присутствии эффекторов-3',5'-бис-N-(2-гидроксиэтил)феназиниевых производных олигонуклеотидов. Биоорган, химия. 1990. Т. 16. С. 1523-1530.

171.Zarytova VF, Sergeeva ZA, Lochov SG, Venyaminova AG. Seguence specific modification of DNA and RNA by alkylating derivatives of oligo (2'-O-methylribonucleotides). IVth International Symposium on bioorganic chemistry. Biarritz. France. June 1-6. 1997. P62.

172.Elliott JA, Wilson WD, Shea RG, Hartley JA, Reszka K, Lown JW. Interaction of bisantrene anti-cancer agents with DNA: footprinting, structural requirements for DNA unwinding, kinetics and mechanism of binding and correlation of structural and kinetic parameters with anti-cancer activity. Anticancer Drug Des. 1989. V 3. P. 271282.

173.Queener SF, Bartlett MS, Nasr M, Smith JW. 8-aminoquinolines effective against Pneumocystis carinii in vitro and in vivo. Antimi-crob Agents Chemother. 1993. V. 37. P. 2166-2172.

174. Gatto B, Zagotto G, Sissi C, Cera C, Uriarte E, Palu G, Capranico G, Palumbo M. Peptidyl anthraquinones as potential antineoplastic drugs: synthesis, DNA binding, redox cycling, and biological activity. J. Med. Chem. 1996. 39. P. 3114-3122.

175. Henichart JP, Waring MJ, Riou JF, Denny WA, Bailly C. Copper-dependent oxidative and topoisomerase II-mediated DNA cleavage by a netropsin/4'-(9-acridinylamino)methanesulfon-m-anisidide combi-lexin. Mol. Pharmacol. 1997. V. 51. P. 448-461.

176. Frau S, Bernadou J, Meunier B. Nuclease activity and binding characteristics of a cationic "manganese porphyrin-bis (benz-imidazole) dye (Hoechst 33258)" conjugate. Bioconjugate Chem. 1997. V. 8. P. 222-231.

177. . Kukreti S, Sun JS, Garestier T, Helene C. Extension of the range of DNA sequences available for triple helix formation: stabilization of mismatched triplexes by acridine-containing oligonucleotides. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4264-4270

178. Knorre DG, Vlassov VV, Zarytova VF, Lebedev AV, Fedorova OS. Design and targeted reaction of oligonucleotide derivatives. Boca Raton; Ann Arbor; London; Tokyo: CRC Press. 1994

179.Duhl DM, Gillespie DD, Sulser F. Ethidium bromide fluorescence of 28S ribosomal RNA can be used to normalize samples in northern or dot blots when analyzing small drug-induced changes in specific mRNA. J. Neurosci. Methods. 1992. V. 42. P. 211-218.

180. Greiner-Stoeffele T, Grunow M, Hahn U. A general ribonuclease assay using methylene blue. Anal Biochem. 1996. V. 240. P. 24-28.

181. Nelson NC, Hammond PW, Matsuda E, Goud AA, Becker MM. Detection of all single-base mismatches in solution by chemiluminescence. Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 4998-5003.

182. Yamamoto N, Okamoto T. A rapid detection of PCR amplification product using a new fluorescent intercalator; the pyrylium dye, P2. Nucleic Acids Res. 1995. V.23. P. 1445-1446.

183. Wagner RW, Matteucci MD, Grant D, Huang T, Froehler BC. Potent and selective inhibition of gene expression by an antisense heptanu-cleotide. Nat. Biotechnol. 1996. V. 14. P. 840-844.

184.Duroux I, Godard G, Boidot-Forget M, Schwab G, Helene C, Saison-Behmoaras T. Rational design of point mutation-selective antisense DNA targeted to codon 12 of Ha-ras mRNA in human cells. Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3411-3418.

185. Woolf TM, Melton DA, Jennings GB. Specificity of antisense oligonucleotides in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 7305-7309.

186. Kandimalla ER, Manning A, Lathan C, Byrn RA, Agrawal S. Design, biochemical, biophysical and biological properties of cooperative antisense oligonucleotides. Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3578-3584.

187.Monia BP, Johnston JF, Ecker DJ, Zounes MA, Lima WF, Freier SM. Selective inhibition of mutant Ha-ras mRNA expression by antisense oligonucleotides. J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 19954-19962.

188. Breslauer KJ, Frank R, Blocker H, Marky LA. Prediction DNA duplex stability from the base sequence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 3746-3750.

189.Allawi HT, SantaLucia J. Nearest-neighbor thermodynamic parameters for internal G-A mismatches in DNA. Biochemistry. 1998. V. 37. P. 2170-2179.

190. Денисов АЮ, Пышный ДВ, Пышная ИА, Иванова ЕМ, Зарытова ВФ. Пространственная структура 5'- и 3'-эстроновых эфиров тетра-нуклеотида CAGC по данным 2М-ЯМР и ограниченного молекулярного моделирования. Биоорган, химия. 1996. Т. 22. С. 117-125.

191.Gryaznov SM, Lloyd DH. Modulation of oligonucleotide duplex and triplex stability via hydrophobic interactions. Nucleic Acids Res. 1993 V. 21. P. 5909-5915.

192.Denisov AYu, Sandstrom A, Maltseva TV, Pyshnyi DV, Ivanova EM, Zarytova VF, Chattopadhyaya J. The NMR structure of estrone (Es)-tethered tandem DNA duplex: (d (5 'pCAGC3 ') -Es) + (Es-d (5 'рТССАЗ ') ) : d(5' pTGGAGCTG3'). J. Biomol. Struct. Dyn. 1997. V. 15. P. 499-516.

193.Allawi HT, SantaLucia J. Thermodynamics and NMR of internal G-T mismatches in DNA. Biochemistry. 1997. V. 36. P. 10581-10594.

194. Petersheim M, Turner DH. Base-stacking and base-pairing contributions to helix stability: thermodynamics of double-helix formation with CCGG, CCGGp, CCGGAp, ACCGGp, CCGGUp, and ACCGGUp. Biochemistry. 1983. V. 22. P. 256-263.

195.SantaLucia J. A unified view of polymer, dumbbell, and oligonucleotide DNA nearest-neighbor thermodynamics. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 1460-1465.

196. Roll C, Ketterle C, Faibis V, Fazakerley GV, Boulard Y. Conformation of nicked and gaped DNA structures by NMR and molecular dynamic simulation in water. Biochemistry. 1998. V. 37. P. 40594070.

197.Knorre DG and Vlassov VV. Affinity modification of biopolymers. Boca Raton, CRC Press Inc., Florida, pp.129-165 (1989).

198. Vlassov VV, Zarytova VF, Kutyavin IV, Mamaev SV, Podyminogin MA. Complementary addressed modification of a single stranded DNA fragment with alkylating oligonucleotide derivatives. Nucleic Acids Res. 1986. V. 14. P. 4065-4076.

199. Федорова ОС, Подуст JIM, Горн BB, Максакова ГА. Строение одноцепо-чечной ДНК-мишени как фактор, влияющий на эффективность ее модификации в комплексе с комплементарным реагентом. Биоорган, химия. 1992. Т. 18. С. 1496-1504.

200.Lefevre J-F, Lane AN, Jardetzky О. Nuclear magnetic resonance study of the proton exchange rate in the operator-promoter DNA sequence of the trp operon of Escherichia coli. J. Mol. Biol. 1985. V. 185. P. 689-699.

201. Воробьев ЮН. Исследование структурно-энергитических аспектов комплементарно-адресованной модификации нуклеиновых кислот методом молекулярной механики. Конформационные возможности алкилирования 4-[N-MeT^-N- (2-хлорэтил) ] -аминобензил-5' -фосфамидными производными олигонуклеотидов. Биоорган, химия. 1990. Т. 16. С. 69-82.

202.Рубин АБ. Биофизика. М.: Высш. шк., 1987. С.144-184.

203. Воробьев ЮН. Исследование методом молекулярной механики структурно-энергитических аспектов комплементарно-адресованной модификации нуклеиновых кислот реакционноспособными 4-[N-мeтил-N-(2-хлорэтил)амино]бензил-3'- или 5'-фосфамидными производными олигонуклеотидов. Биоорган, химия. 1991. Т. 17. С. 197-210.

204. Пышный ДВ, Кривенко АА, Лохов СГ, Иванова ЕМ, Дымшиц ГМ, Зарытова ВФ. Взаимодействие производных коротких олигонуклеотидов с нуклеи-

новыми кислотами VI. Дискриминация комплексов с мисматчем при ли-гировании тандема коротких олигонуклеотидов. Биоорган, химия. 1998. Т. 24. С. 32-37.

205. Пышный ДВ, Кривенко АА, Лохов СГ, Иванова ЕМ, Дымшиц ГМ, Зарытова ВФ. Взаимодействие производных коротких олигонуклеотидов с нуклеиновыми кислотами. V Лигирование коротких олигонуклеотидов в тандеме на комплементарной матрице ДНК. Биоорган, химия. 1998. Т. 24. С. 25-31.

206. Зарытова ВФ, Иванова ЕМ, Романенко ВП. Синтез олигонуклеотидов в хлороформе триэфирным методом. Биоорган, химия. 1983. Т. 9. С. 516-521.

207. Зарытова ВФ, Иванова ЕМ, Часовских МН. Синтез стероидсодержащих олигонуклеотидов и их алкилирующих производных. Биоорган, химия. 1990. Т. 16. С. 610-616.

208.Zarytova VF, Godovikova TS, Kutyavin IV, Khalimskaya LM. Reactive oligonucleotides as affinity reagents and probes in molecular biology. // Biophosphates and their analogues - synthesis, structure, metabolism and activity./ Eds. Bruzik,K.S., Stec,W.J. Amsterdam: Elsevier Science Publishers, 1987. P. 149-164.

209.Барам ГИ, Бунева BH, Добрикова ЕЮ, Петров ВН. Множественность аффинной модификации РНКазы при алкилировании ее реакционноспособным аналогом 5'-дезоксирибонуклеотида. Биоорган, химия. 1986. Т. 12. С. 613-620.

210.Cantor CR, Tinoco I. Absorbtion and optical rotatory dispertion of seven trinucleotide diphosphates. J. Mol. Biol. 1965. V. 13. P. 65-77.

211.Berkner KL, Folk WR. Polynucleotide kinase exchange reaction. Quantative assay for restriction endonuclease-generated 5'-phosphoryl termini in DNAs. J. Biol. Chem. 1977. V. 252. P. 31763184.

212.Гринева НИ, Ломакина ТС, Тигеева НГ, Чимитова AT. Кинетика ионизации C-Cl-связи в 4- (Ы-2-хлорэтил-1Я-метиламино) бензил-5г -фосфамидах нуклеозидов и олигонуклеотидов. Биоорган, химия. 1977. Т. 3. С. 210-214.

213.Maxam AM, Gilbert W. Sequencing end-labeled DNA with base-specific chemical cleavage. Methods Enzymol. 1980. V. 65. P. 499-560.

214.Коробко ВГ, Грачев CA. Определение нуклеотидной последовательности в ДНК модифицированным химическим методом. Биоорган, химия. 1977. Т. 3. С. 1420-1422.