Строение и развитие туловищного мозга в онтогенезе Nereididae (Annelida, Polychaeta) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.04, кандидат биологических наук Старунов, Виктор Вячеславович

• Старунов, Виктор Вячеславович
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Старунов, Виктор Вячеславович

СОДЕРЖАНИЕ

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Краткая характеристика объектов исследования

2.2. Краткое описание развития А1Ша уггет и Platynereis с1итегйИ

2.3. Представления о сегментном составе тела аннелид

2.4. Данные о сегментном составе личинки нереидид

2.5. Молекулярно-биологические данные о характере сегментации полихет

2.6. Строение заднего конца тела полихет

2.7. Общие сведения о строении нервной системы нереидид

2.8. Особенности распределения и роль катехоламинов, серотонина и РМКРамида в нервной системе аннелид

2.9. Развитие нервной системы у полихет

3. МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

3.1. Сбор, содержание и постановка эмбриональной культуры А1Ша уггет

3.2. Особенности содержания лабораторной культуры Platynereis с1итегНи

3.3. Использованные гистологические методики

3.4. Методы флуоресцентного и непрямого иммуногистохимического окрашивания

3.5. Методы электронной микроскопии

3.6. Список использованных обозначений

4. РЕЗУЛЬТАТЫ

4.1. Строение полностью сформированного постларвального сегмента

4.1.1. Краткая характеристика строения постларвальных туловищных сегментов

4.1.2. Серотонинергическая нервная система постларвальных туловищных сегментов

4.1.3. РМКРамидергическая нервная система постларвальных туловищных

сегментов

4.1.4. Катехоламинергическая нервная система постларвальных туловищных сегментов

4.2. Строение заднего конца тела червя

4.2.1. Строение пигидия и зоны роста

4.2.2. Зона формирования постларвальных сегментов

4.3. Строение подглоточного ганглия и ганглиев первых щетинконосных сегментов

4.4. Развитие нервной системы в морфогенезе

4.4.1. Серотонинергическая нервная система

4.4.2. РМКРамидергическая нервная система

4.4.3. Катехоламинергическая нервная система

4.5. Развитие параподий ларвальных сегментов укет

5. ОБСУЖДЕНИЕ

5.1. Строение ганглия типичного туловищного сегмента

5.2. Строение подглоточного ганглия и ганглиев первых щетинконосных сегментов

5.3. Строение и иннервация заднего конца тела

5.4. Нервная система и параподии в личиночном развитии

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

7. ВЫВОДЫ

8. БЛАГОДАРНОСТИ

9. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

10. ПРИЛОЖЕНИЯ

193

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Строение и развитие туловищного мозга в онтогенезе Nereididae (Annelida, Polychaeta)»

1. ВВЕДЕНИЕ

Нервная система считается одной из наиболее эволюционно-консервативных систем органов. Данные о ее строении часто используются при анализе филогенетических взаимоотношений [Orrhage, Müller, 2005]. Широкое распространение методов иммуногистохимии и конфокальной сканирующей микроскопии спровоцировало новый виток в изучении нервной системы. Также стало возможным проследить процесс нейрогенеза на уровне отдельных нейронов и их проекций [Незлин, 2010]. Тем не менее, на данный момент существует удивительно мало данных о строении ганглиев брюшной нервной цепочки и развитии нервной системы аннелид, полученных с помощью этих методов [Brinkmann, Wanninger, 2008].

В последнее время полихеты семейства Nereididae, а именно два вида, Alitta (раннее Nereis) virens и Platynereis dumerilii стали одними из модельных объектов для многих дисциплин биологии, главным образом, для молекулярной биологии развития. Было выяснено, что некоторые гены, играющие важную роль в развитии и росте, в частности гены Нох- и РдгаЯох-кластеров, имеют домены экспрессии, помимо прочего и в различных частях брюшной нервной цепочки [Kulakova et al., 2007; Kulakova et al., 2008]. Таким образом, для понимания процессов, происходящих во время личиночного развития и постларвального роста, нам представляется важным охарактеризовать строение и этапы формирования нервной системы у этих организмов.

Согласно теории первичной гетерономности сегментов П.П. Иванова, все тело аннелид можно подразделить на два отдела: ларвальный и постларвальный, которые различаются по строению и механизмам формирования [Иванов, 1937; 1944]. Из гипосферы трохофоры единовременно образуется группа сегментов, называемых ларвальными. После образования личиночного тела начинается развитие так называемых постларвальных сегментов в предпигидиальной области. Они закладываются последовательно

один за другим.

В то же время существуют и альтернативные точки зрения [Mantón, 1949; Anderson, 1959; 1966]. По мнению этих авторов, первичная гетерономность тела связана лишь с особенностями личиночного развития.

В состав тела представителей Nereididae входят как ларвальные, так и постларвальные сегменты: перистомиум и первые два щетинконосных сегмента являются по своему происхождению ларвальными, в то время как все последующие туловищные сегменты — постарвальными. Для проверки теории первичной гетерономности представляется необходимым провести сравнительный анализ строения сегментов и процессов их формирования в ларвальном и постларвальном отделах. Параподии, обладающие большим количеством элементов и различающиеся по своему строению в ларвальном и постларвальном отделах тела [Хлебович, 1996], являются одним из удобных объектов для подобного рода анализа.

Нервная система играет существенную роль при формировании сегментов тела у полихет. Было показано, что удаление брюшной нервной цепочки в заднем конце тела ведет к образованию сегментов, лишенных параподий и брюшного кровеносного сосуда [Combaz, Boilly, 1970]. Поэтому строение и развитие параподий следует рассматривать в непосредственной связи со строением брюшного мозга.

Цель работы: Выявить основные особенности организации и этапы формирования брюшного мозга в контексте строения и развития ларвальных и постларвальных сегментов тела у полихет Alitta virens и Platynereis dumerilii.

В соответствии с этой целью были поставлены следующие задачи:

1. Проанализировать строение ганглия брюшной нервной цепочки постларвального туловищного сегмента.

2. Описать и проанализировать общее строение и иннервацию заднего конца тела (пилидий, зону роста и зону формирования сегментов).

3. Проанализировать строение ганглиев и параподий первых щетинконосных сегментов червя.

4. Проследить и проанализировать развитие нервной системы и параподий ларвальных сегментов в ходе личиночного развития.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Краткая характеристика объектов исследования

Семейство Nereididae является третьим по числу видов в классе полихет и насчитывает примерно 40 родов с более чем 450 видами. Это наиболее широко распространенное семейство полихет. Нереидиды - гетеронимно сегментированные черви, тело которых состоит из простом ума, несущего чувствительные образования (глаза, пара антенн, пальпы, нухальные органы), перистомиум, несущего рот и четыре пары перистомиальных усиков, туловищных сегментов и хвостовой лопасти или пигидия, несущего два хвостовых усика. На туловищных или щетинконосных сегментах червя имеются параподии со щетинками. Параподии первых двух туловищных сегментов отличаются по строению от последующих [Хлебович, 1996].

Вид Alitta virens (М. Sars, 1835) ранее относили к роду Nereis. Название Nereis virens широко используется специалистами различных отраслей биологии, однако в последнее время этот вид относят к роду Alitta (Kinberg, 1866) на основании особенностей строения нотоподий [Хлебович, 1996; Жирков, 2001].

A. virens - вид, характерный для бореальной зоны, обитает на литорали и сублиторали морей и эстуариев. Этот вид образует плотные поселения. Черви поселяются в норах, уходящих в грунт почти на полметра [Жирков, 2001]. Размножение червей происходит один раз на третьем году жизни. После нереста все особи погибают.

Вид Platynereis dumerilii (Audouin and Milne Edwards, 1833) - широко распространенный в тропических и субтропических водах, заходящий в бореальные воды вид [Хлебович, 1996]. Он имеет небольшие размеры тела (до 5 см) и относительно короткий жизненный цикл (около 4 месяцев). Благодаря возможности содержания всех стадий жизненного цикла в лабораторных условиях, P. dumerilii стал одним из модельных объектов биологии развития, нейробиологии и токсикологии.

2.2. Описание развития Л litt a virens и Platynereis dumerilii

В литературе известно немало описаний развития представителей семейства Nereididae: Nereis (Neanthes) succinea [Banse, 1954], N. diversicolor [Dales, 1950; Cazaux, 1969],N.pelagica [Wilson, 1932], N. irrorata [Cazaux, 1969], N.fucata [Gilpin-Brown, 1959], N. grubei [Reish, 1954], Neanthes caudata [Reish, 1957], Perinereis cultifera [Cazaux, 1969], Micronereis nanaimoensis [Berkeley, Berkeley, 1953]. Способы развития и размножения их разнообразны. Чаще всего встречается вариант развития с пелагической личинкой, однако отмечены варианты с прямым развитием, а также с развитием в слизистых кладках [Свешников, 1978]. В большинстве случаев для упомянутых выше видов описываются процессы размножения и эмбрионального развития. Наиболее подробные описания развития A. virens были сделаны Басс и Брэфилд [Bass, Brafield, 1972] и В. А. Свешниковым [Свешников, 1978], а развития P. dumerilii - Фишером [Fischer et al., 2010].

Неоплодотворенная яйцеклетка шарообразная, у А. virens диаметр её около 200 мкм [Свешников, 1978]. Яйцеклетки Р. dumerilii более мелкие, всего 160 мкм в диаметре [Fischer et al., 2010]. Дробление типичное спиральное неравномерное. Гаструляция идет одновременно путем инволюции и эпиболии. Бластопор возникает на оральном полюсе зародыша в виде небольшого отверстия. В это же время определяется и экваториальное положение прототроха. Трохофора лецитотрофная, и в случае А. virens не несет апикального султанчика ресничек. На стадии метатрохофоры появляются паратрохи и шесть пар хетоносных мешков - три пары дорсальных и три пары вентральных.

На стадии нектохеты параподии уже хорошо обособлены, появляется первая пара перистомиальных усиков. Три щетинконосных сегмента легко различимы. Первая пара параподий немного меньше, чем две последующие. Последующее увеличение количества сегментов осуществляется при помощи зоны роста, расположенной непосредственно перед пигидием. Клетки этой зоны делятся и дифференцируются. В результате образуются постларвальные сегменты, которые располагаются между последним ларвальным сегментом и самой зоной роста [Bass, Brafield, 1972].

Сравнение процессов развития A. virens и P. dumerilii проводилось в связи с изучением паттернов экспрессии Яох-генов в личиночном развитии этих полихет [Rulakova et al., 2007]. Результаты исследования приведены в таблице 1. Позднее, специально для P. dumerilii была разработана несколько иная система периодизации [Fischer et al., 2010], приведенная в таблице 2, которая и будет использоваться в настоящей работе.

2.3. Представления о сегментном составе тела аннелид

Рост аннелид связан с увеличением числа сегментов (метамер). В. Н. Беклемишев определяет метамерию, как особый вид симметрии. «Метамерно симметричным - пишет Беклемишев - является такое тело, которое совпадает само с собой при передвигании его вдоль прямой линии -оси переноса, или оси метамерии - на некоторое расстояние, обозначаемое, как длина метамеры» [Беклемишев, 1964, стр. 176]. У полихет метамерно повторяющимися частями можно считать сегменты. Туловищные сегменты полихет в общем случае несут параподии с пучками щетинок, мускулатуру, пару целомических мешков с целомодуктами, пару гонад, пару нефридиев; метамерна и нервная система. Метамерны также группы и пояски ресничного эпителия, сохраняющиеся у многих полихет. Число сегментов может быть весьма велико. Таким образом, полихеты являют собой пример высокоразвитой метамерии.

Существует три различных теории происхождения метамерии аннелид [Беклемишев, 1964]. 1-теория происхождения метамерии аннелид от антимерии кишечнополостных 2 - теория возникновения метамерии аннелид путем метамерной дифференцировки и упорядочения органов. 3 - теория происхождения её путем подавленного поперечного деления (стробиляционная теория). Согласно первой гипотезе, выдвинутой Седжвиком [Sedgewick, 1884 -по Беклемишев, 1964] и развиваемой в наши дни В.В. Малаховым [Малахов, 2004], аннелиды происходят от предков, сходных с Anthozoa (по мнению В.В. Малахова, вендских билатерально-симметричных кишечнополостных). Рот и анус произошли из сифоноглифов щелевидного замкнувшегося рта, радиальные камеры кишечника замкнулись и превратились

Таблица 1.

Соотношение стадий личиночного развития

полихет А1Ша уггет (при 10,5°С) и Р1а1упеге18 сЬтегИи (при 18°С)

Из Киккоуа <й а1., 2007

Название стадии Краткое описание главных особенностей строения Приблизительное время развития в часах после оплодотворения

А. уггет Р. (1итегИи

Ранняя трохофора Трохобласты с ресничками, стомодеум не сфомирован 44-62 12-16

Средняя трохофора Личинка идеально сферической формы, стомодеум полностью сформирован, стомодеум лежит близко к будущей анальной области, вентральная пластинка слабо развита 63-85 17-23

Поздняя трохофора Гипосфера удлинена, на заднем конце ее формируется телотрох; стомодеум и будущая анальная область удаляются друг от друга; Становятся различимы хетоносные мешки 86-105 24-29

Ранняя метатрохо-фора Заметны первые признаки наружной метамерии; начинают развиваться щетинки в двух передних парах хетоносных мешков. 106-122 30-40

Средняя метатрохо-фора Щетинки двух передних пар хетоносных мешков выдаются из тела личинки, начинают формироваться щетинки третьего ларвального сегмента. 123-152 41-52

Поздняя метатрохо-фора Тело личинки постепенно удлиняется; появляются параподиальные выросты; начало формирования пигидиальной (анальной) лопасти. 153-180 53-72

Нектохета Функционирующие параподии, хорошо выделенная голова с головными придатками. 181-390 73-120

Ювениль Начинает формироваться четвертый туловищный (первый постларвальный) сегмент 16-17 дней 5 дней

Таблица 2.

Описание стадий личиночного развития Р1а1упеге1$ сЬлтегИи

По р18Ьег е1 а1., 2010 с сокращениями

Название стадии Время в часах после оплодотворения Краткое описание

Претрохо-фора 13-24 Появляется прототрох и апикальный султанчик ресничек

Ранняя трохофора 24-26 Выход личинки из слизистых оболочек. Формируется телотрох. Различимы личиночные глаза

Средняя трохофора 26-40 Увеличивается количество пигмента в ларвальных глазах. Начинается изменение формы тела из сферической к конической. Появление положительного фототаксиса.

Поздняя трохофора 40-48 Различимы стомодеум и три ларвальных сегмента в гипосфере. Видны первые щетинки.

Ранняя метатрохо -фора 48-51 Образование первого паратроха на задней границе второго ларвального сегмента. Щетинки прободают стенку тела и выходят во внешнюю среду

Средняя метатрохо -фора 51-60 Хорошо различим пигмент в дефинитивных глазах в эписфере. Удлинение щетинок. Различим зачаток кишки. Начинается конвергентное вытяжение в нейроэктодерме. Появляется второй паратрох на задней границе первого ларвального сегмента.

Поздняя метатрохо -фора 60-66 Параподии различимы, но не функционируют. Форма тела становится торпедообразной. Начинается формирование акротроха.

Ранняя нектохета 66-75 Параподии начинают двигаться. Быстрое удлинение тела. Различим зачаток проктодеума

Средняя нектохета 75-96 Образование первой пары перистомиальных усов, антенн и анальных усов. Форма тела становится червеобразной. Выделяется головной отдел.

Поздняя нектохета 5-7 дней Антенны удлиняются. Различимы пальпы. Начало активного питания. Быстрый рост челюстей.

Ювениль более 7 дн. Начинается развитие четвертого сегмента.

в целомические мешки, а щупальца полипа дали начало конечностям. Таким образом, брюшная поверхность аннелид гомологична оральной поверхности тела Anthozoa.

Вторая гипотеза предполагает происхождение ларвальной метамерии аннелид путем метамерной дифференцировки первоначально однородного тела. Некоторые авторы выводили, таким образом, метамерию аннелид из метамерии трикладид [Lang, 1881 - по Беклемишев, 1964; Meyer, 1890 - по Беклемишев, 1964]. Появление щетинок и параподий для передвижения сыграло, вероятно, главную роль в появлении метамерии мускулатуры и полости тела [Meyer, 1890 - по Беклемишев, 1964], то есть в распространении метамерии на мезодермальные органы. Похожие взгляды о влиянии параподий на становление сегментации аннелид высказывает и Вестхаиде [Westheide et al., 1999]. По его мнению, межсегментные перегородки появились вследствие необходимости приобретения поперечных кровеносных сосудов. Формирование септ и, соответственно, сегментации могли быть непосредственно связаны с развитием параподий и в таком случае параподия со щетинками должна быть частью плана строения первичных аннелид.

По мнению сторонников стробилярной гипотезы [Hatschek, 1878; 1891 - по Беклемишев, 1964] предком аннелид был трохозоон, организм сходный по строению с трохофорой, который размножался путем поперечного деления с последующей регенерацией недостающих частей. В дальнейшем это деление стало неполным и стало приводить к возникновению цепочкообразных колоний. Постепенно колония объединилась в особь высшего порядка, а отдельные части её дифференцировались и стали отдельными частями нового единого организма.

Даже неполный перечень разнообразных теорий о происхождении аннелид показывает, что этот вопрос разработан ещё не достаточно и требуются дальнейшие морфологические и молекулярно-биологические исследования на модельных объектах из разных семейств полихет. Для семейства Nereididae одними из удобных объектов являются A. virens и P. dumerilii.

Развитие полихет протекает с метаморфозом. Сначала во время превращения трохофоры в метатрохофору образуются так называемые

ларвальные сегменты. Позднее в предпигидиальной зоне путем вставочного роста образуются постларвальные сегменты. Развитие и план строения аннелид объясняет теория П. П. Иванова о первичной гетерономности сегментов [Ivanoff, 1928; Иванов, 1937, 1944]. Согласно этой теории всё тело червя можно подразделить на два отдела: ларвальный и постларвальный. Процесс последовательной метамеризации тела, как правило, начинается после того, как передний участок зародыша приобретет определенную организацию, сопровождающуюся метамеризацией некоторых органов этого участка. То есть, образуется группа сегментов, называемых ларвальными. Эти сегменты формируются одновременно из гипосферы трохофоры и всегда различимы на сегментированной личинке. Мезодерма ларвальных сегментов по своему происхождению не метамерна. Она появляется в виде пары полосок, которые частично или полностью и подразделяется на сегменты под влиянием эктодермальной метамерии. После образования личиночного тела начинается развитие постларвальных сегментов в предпигидиальной области. Образование этих сегментов связано с деятельностью особой зоны роста. Мезодерма постларвальных сегментов метамерна с самого начала. Она либо обособляется в виде парных групп клеток, и каждая группа дает сомит, либо отделяется от концевой первичной мезодермальной клетки в виде ряда отдельных крупных клеток, каждая из которых дает отдельный сомит.

П. П. Иванов указывает и на то, что мезодерма ларвальных и постларвальных сегментов имеет различное происхождение. Для ларвальных сегментов источником мезодермы являются потомки 4d бластомера. Для постларвальных это часто производные эктодермальных клеток - потомки 2d бластомера. Однако, это правило не универсально и у некоторых полихет (Polygordius, Aricia) источником мезодермы постларвальных сегментов также являются потомки бластомера 4d [Иванов, 1937; 1944].

Существуют также и анатомические различия ларвальных и постларвальных сегментов. В ларвальных сегментах не происходит созревание половых клеток, не образуются хлорагогенные клетки. Ганглии брюшной нервной цепочки в ларвальных сегментах часто сближены и лежат более глубоко, чем остальные [Иванов, 1937; 1944].

Отличия ларвальных сегментов от постларвальных проявляются и при регенерации полихет [Короткова, 1997]. Кусок тела, вырезанный из середины червя, на переднем конце восстанавливает только ларвальные сегменты, в то время как задний конец формирует пигидий и зону роста, которая последовательно пролиферирует постларвальные сегменты. Однако, следует отметить, что регенерация переднего и заднего отделов тела может происходить по-разному, в зависимости от того, насколько велико отличие ларвальных сегментов от постларвальных. Способность к регенерации также может определяться и числом сегментов в регенерате. Так, после перерезания тела непосредственно за перистомиумом (в области ларвальных сегментов) головной конец плохо восстанавливает постларвальные сегменты. Некоторые полихеты (в том числе А. уггет) вообще не способны к регенерации головного конца. Существуют и другие варианты. Так, например, у сидячих полихет С1утепе\1а и АхШЬеИа восстанавливается то число сегментов, которое было утрачено при операции. Регенерации переднего и заднего концов тела полихеты происходят сходным образом [Короткова, 1997].

Существуют и другие примеры «первичной гетерономности». Так, например, Старобогатов пишет, что представители семейств АгешсоШае, АтрЫс1ешс1ае и, вероятно, БаЬеПагпёае имеют по крайней мере один «ларвальный» сегмент, расположенный перед пигидием [Старобогатов, 1992]. Такие сегменты Старобогатов предложил называть задними протосомитами.

Теория П. П. Иванова признается большинством российских исследователей и некоторыми западными. В. Н. Беклемишев считал метамерию ларвальных сегментов метамерией дифференцировки и упорядочивания. Постларвальную же метамерию этот автор считал аналогичной ларвальной [Беклемишев, 1964]. Беклемишев отмечает, что изредка часть ларвальных сегментов развивается аналогично постларвальным. Таким образом, по его мнению, постларвальная метамерия представляет собой технический прием для наиболее удобного построения сильно вытянутого в длину тела.

О. М. Иванова-Казас в какой-то степени разделяет мнение Беклемишева [Иванова-Казас, 1978]. Она связывает явление первичной гетерономности сегментов с приобретением нового способа развития сегментов. По мнению

Ивановой-Казас, этот «новый способ формирования сегментов из зоны роста представляет собой полезное с точки зрения «онтомеханики» приобретение». Естественно предположить, что в эволюции развития метамерных животных должна проявляться тенденция к сокращению числа сегментов, развивающихся по менее рациональному типу, вплоть до полного их исчезновения.

Окессон [Äkesson, 19676] также считает явление первичной гетерономности сегментов примитивным признаком, который может утрачиваться у некоторых форм. В качестве доказательства этот автор приводит ряд видов семейства Eunicidae. У Eunice cobiensis и Diopatra cuprea прослеживается первичная гетерономность сегментов, в то время, как у Diopatra variabilis и Marphysa sp. не обнаруживается и следов гетерономности и все сегменты формируются один за другим.

Помимо концепции П. П. Иванова о первичной гетерономности сегментов существуют и другие гипотезы. Мэнтон, изучая развитие онихофор, пришла к выводу о первичности последовательного добавления сегментов, подобно наблюдаемому у онихофор [Mantón, 1949]. Наличие в развитии ларвальных сегментов она считает вторичным явлением, связанным с необходимостью приспособления личинки к условиям среды. Андерсон [Anderson, 1959; 1966] также не считает первичную гетерономность сегментов свойством всех аннелид. По мнению этого автора, у видов, имеющих планктотрофную личинку и обширный бластоцель, мезодермальные ленты разделяются в ходе роста на серии парных сплошных блоков, которые затем становятся полыми. В том случае, когда развитие личинок идет из богатых желтком яиц и бластоцель почти не выражен, парные целомические полости появляются в мезодермальных полосках без предварительного разделения и в этом случае характер образования сомитов лимитирован величиной доступного пространства. Таким образом, Андерсон связывает первичную гетерономность тела с лецитотрофным развитием личинки и рассматривает ее как преадаптацию к жизни взрослой особи. Первичное образование наружной сегментации ларвальных сегментов у Nereididae, Serpulidae и Tomopteridae, по мнению Андерсона, связано с личиночной специализацией первых туловищных сегментов и особенностями развития, поскольку яйца нереидид, серпулид и

томоптерид богаты желтком. Под влиянием внешней сегментации, происходит развитие парных целомических мешков соответствующих сегментов из несегментированных мезодермальных полосок, исходно общих для всех ларвальных сегментов. Андерсон считает самым примитивным развитие гомономно сегментированного Scoloplos armiger, все сегменты которого формируются в строгой передне-задней последовательности. Крайнюю противоположность S. armiger представляет гетерономно сегментированный Eupomatus uncinatus, имеющий три специализированных ларвальных сегмента и двойственность происхождения сомитов [Anderson, 1959; 1966].

Подобной точки зрения, по всей видимости, придерживается и Нильсен [Nielsen, 2004; 2005]. По мнению этого автора, зона, расположенная между прототрохом и телотрохом целиком уходит на формирование перистомиума, а все сегменты образуются последовательно вследствие работы зоны роста, расположенной непосредственно перед телотрохом. В своих работах он ни разу не упоминает о теории первичной гетерономности сегментов и полностью поддерживает мнение Андерсона.

2.4. Данные о сегментном составе личинки нереидид

У ювенильной особи происходит обособление простомиума и формирование перистомиума. Простомиум, по мнению большинства авторов, происходит из эписферы трохофоры. Что касается перистомиума, то существуют различные мнения по поводу формирования этого отдела тела во время метаморфоза. Трактовка этого процесса во многом определяется теоретическими представлениями о сегментарном составе тела червя.

В. Н. Беклемишев [Беклемишев, 1964] обозначает сегмент, изначально несущий ротовое отверстие, как метастомиум. Перистомиум - продукт слияния метастомиума с одним или несколькими последующими туловищными сегментами. В. Н. Беклемишев считал, что в состав перистомиума Nereis sp. входят все три слившихся вместе ларвальных сегмента, присутствующих в теле личинки.

Басс и Брэфилд [Bass, Brafield, 1972] считают, что в состав перистомиума A. virens входит всего один, первый ларвальный щетинконосный сегмент. Он

теряет свои щетинки, вентральная лопасть параподии полностью редуцируется, а от дорсальной ветви остается лишь средняя лопасть нотоподии. Далее весь сегмент сливается с неким перистомиальным сегментом, происхождение которого никак не объясняется. Таким образом, перистомиум червя образуется из так называемого перистомиального и первого ларвального щетинконосного сегмента. При слиянии сегментов средняя лопасть нотоподии первого ларвального сегмента дает начало третьей паре перистомиальных усов. Подобная картина описывается и у других видов рода Nereis [Banse, 1954; Wilson, 1932; Gilpin-Brown, 1959]. По поводу образования четвертой пары перистомиальных усов Басс и Брэфилд [Bass, Brafield, 1972] ничего не пишут, складывается впечатление, что она развивается de novo.

Описание по Басс и Брэфилд [Bass, Brafield, 1972] развития головного конца A. virens во многом сходно с описаниями В. А. Свешникова [Свешников, 1978]. По мнению этого автора, голову нектохеты можно разделить на простомиальную и перистомиальную зоны. Граница между зонами проходит по прототроху. Ротовое отверстие расположено на брюшной стороне за прототрохом. Свешников определяет перистомиальную зону как перистомиум и считает его первым сегментом туловища. В результате, у нектохеты тело состоит не из трех, а из четырех ларвальных сегментов. В доказательство этот автор приводит данные о существовании у метатрохофоры четырех пар ганглиев брюшной нервной цепочки [Свешников, 1978], однако не приводит ни одной ссылки или рисунка. В работах по развитию нервной системы у A. virens [Ушакова, Евдонин, 1985; 1988] также нет указаний на существование четырех пар ганглиев брюшной нервной цепочки на этой стадии.

Первые две пары усиков по данным Свешникова [Свешников, 1978] появляются латерально в перистомиальной области личинки. В дальнейшем, происходит слияние перистомиума с первым щетинковым сегментом, параподии которого к этому времени претерпевают значительную редукцию. Щетинки и ацикулы постепенно утрачиваются, ветви параподий почти полностью исчезают, но удлиняются спинные усики. Именно из них, по мнению Свешникова, образуется третья пара тентакулярных усиков. Четвертая пара усиков образуется из невроподиальных усиков первого личиночного сегмента.

Подобный способ формирования постериорных перистомиальных усов отмечен для P. dumerilii [Hempelmann,1911 - по Bass, Brafield, 1972].

По наблюдениям Свешникова [Свешников, 1978], перистомиальная зона головы сливается с первым ларвальным сегментом и образует метастомий или метастомиум. Свешников называет метастомием продукт слияния двух сегментов. Такие представления не согласуются с определением В.Н.Беклемишева [Беклемишев, 1964], поскольку перистомиум является продуктом слияния метастомиума с последующими сегментами, а не наоборот.

Судьба остальных (второго и третьего) ларвальных сегментов прослежена разными авторами. Ларвальные сегменты, не вошедшие в состав перистомиума, остаются в составе тела червя в качестве щетинковых сегментов. Первые два или три щетинконосных сегмента несут одноветвистую параподию [Хлебович, 1996]. Редукции подвергается нотоподия. Параподиальные лопасти становятся коренастыми и мускулистыми. Предполагается, что они помогают червю при рытье нор [Bass, Brafield, 1972].

2.5. Молекулярно-биологические данные о характере сегментации полихет

Наряду с классическими морфологическими исследованиями большую актуальность приобретают исследования в области молекулярной биологии развития. Наибольший интерес представляют данные по экспрессии гомеозисных генов (Яох-генов) у A. virens [Щербинина и др., 2000; Корчагина и др., 2001; Бакаленко и др., 2006; Бакаленко и др., 2009; Новикова и др., 2009; Бакаленко и др., 2011; Andreeva et al., 2001; Kulakova et al., 2002; 2007]. Эти гены были обнаружены у представителей основных типов животных и, по всей вероятности, присущи всем Metazoa, пространственная организация которых предполагает дифференциацию тела вдоль основной оси.

Яох-гены характеризуются кластерностью, то есть образованием генных комплексов со строго фиксированной и консервативной очередностью генов, входящих в кластер, а также коллинеарностью, то есть соответствием положения в хромосоме и позиции или времени экспрессии в развивающемся зародыше. Все Яох-гены в высшей степени консервативны. У A. virens и

P dumerilii Яох-гены не являются исключением и тоже образуют кластер в геноме [Корчагина и др., 2001; Andreeva et al., 2001]. Был изучен характер экспрессии этих генов в процессе развития полихет A. virens и P. dumerilii [Щербинина и др., 2000; Бакаленко и др., 2006; Kulakova et al., 2002; 2007]. Выяснилось, что все гены Яох-кластера экспрессируются во время развития личинки, причем область их экспрессии находится в зоне ларвальных сегментов, зачастую ещё до проявления морфологической сегментации. Экспрессия Лох-генов у A. virens происходит в соответствии с правилами экспрессии этих генов, описанными для животных, входящих в состав групп Ecdysozoa и Deuterostomia. Авторы считают свои данные подтверждением гипотезы П. П. Иванова [Иванов, 1937, 1944]. По их мнению, нектохета нереидид с позиций организации генетических программ развития, соответствует телу взрослых животных с прямым типом развития.

В ходе постларвального развития A. virens и P. dumerilii наблюдается иная картина экспрессии генов Яох-кластера [Korchagina et al., 2008]. Было обнаружено, что каждый постларвальный сегмент в своем развитии обладает картиной экспрессии Лох-генов похожей на таковую, наблюдаемую у трехсегментной личинки целиком. В дальнейшем формируются передне-задние градиенты экспрессии, при этом экспрессия часто наблюдается в различных отделах брюшной нервной цепочки. Протяженность градиента и его крутизна уникальны для каждого Нох-гена. Возможно, такая система перекрывающихся градиентов экспрессии определяет позиционные значения положения каждого из многочисленных сегментов. Характер экспрессии Яох-генов при регенерации согласуется с этим предположением [Бакаленко и др., 2006; Новикова и др., 2009; Бакаленко и др., 2011].

Существуют и иные молекулярные данные касающиеся расчленения тела личинки. Известно, что гены парности сегментов дрозофилы engrailed и wingless участвуют в формировании сегментов и их границ у дрозофилы. Характер экспрессии ортологичных генов у P. dumerilii позволяет предположить, что у полихет эти гены выполняют примерно те же функции [Prud'homme et al., 2003]. Разница заключается только в последовательности расположения этих генов. По мнению авторов, это объясняется

происхождением артропод и аннелид от общего предка с последующим ранним расхождением этих двух групп в филогенезе. Таким образом, сегменты аннелид авторы считают возможным гомологизировать парасегментам артропод.

Существенный интерес для изучения процессов развития нервной системы и постларвального роста имеют также гены РагаНох-кластера. Впервые они были описаны у ланцетника как паралоги генов Яох-кластера [Brooke et al., 1998]. Всего было обнаружено три РагаНох-тсна: Gsx, Xlox и Cdx. Для них была описана коллинеарная экспрессия и было сделано предположение, что эти гены ответственны за осевое паттернирование пищеварительного тракта. Позднее гены ParaHox-кластера были описаны и у других животных. При этом выяснилось, что передний ParaHox-тш (Gsx) у вторичноротых экспрессируется главным образом в мозгу, а не в передней части кишки. Считается, что это вторичное явление, связанное с изменениями в механизме паттернирования позиции рта у вторичноротых [Holland, 2001].

Среди полихет, экспрессия генов ParaHox-кластера была изучена у Capitella sp. I, A. virens и Р dumerilii [Rosa de et al., 2005; Frobius, Seaver, 2006; Kulakova et al., 2008; Hui et al., 2009]. Установлено, что у Capitella sp. I экспрессия гена Capl-Gsx наблюдается лишь временно в передних нейроэктодермальных клетках перед интернализацией и отделением будущего головного мозга от эктодермального эпителия [Frobius, Seaver, 2006]. В дальнейшем, каких-либо следов экспрессии Capl-Gsx не было обнаружено ни на одной из стадий развития червя. Экспрессия Pdu-Gsx и Nvi-Gsh (ортологов гена Capl-Gsx у Р dumerilii и A. virens, соответственно) в области формирующегося головного мозга очень динамична и начинается на стадии ранней метатрохофоры [Kulakova et al., 2008; Hui et al., 2009]. Для Pdu-Gsx показана экспрессия в предположительно сенсорно-нейросекреторных клетках [Tessmar-Raible et al., 2007]. Кроме того, экспрессия Pdu-Gsx и Nvi-Gsh обнаружена в области стомодеума и в нескольких парах нейроэктодермальных клеток формирующегося брюшного мозга первого и второго ларвальных сегментов [Kulakova et al., 2008; Hui et al., 2009].

Экспрессия в туловищной нейроэктодерме личинки показана также для Pdu-Xlox и Nvi-Xlox [Kulakova et al., 2008; Hui et al., 2009]. Экспрессия Capl-

Xlox была обнаружена исключительно в области средней кишки на поздних стадиях эмбриогенеза Capitella sp. I. [Fróbius, Seaver, 2006].

Наиболее сложно устроен паттерн экспрессии у ортологов гена Cdx. Экспрессия Pdu-Cdx и Nvi-Cad наблюдается в области средней и задней кишки, эктодермы и, возможно, мезодермы [Rosa de et al., 2005; Kulakova et al., 2008; Huí et al., 2009]. У Capitella sp. I. экспрессия Capl-Cdx показана также в передних отделах нервной системы [Fróbius, Seaver, 2006].

В ходе постларвального развития у Р. dumerilii и A. virens наблюдается экспрессия ортологов гена Cdx в кольце из клеток, расположенных непосредственно перед пигидием [Rosa de et al., 2005; Kulakova et al., 2008]. Эксперименты с включением бромдезоксиуредина — модифицированного аналога тимидина, показали, что в эти клетки синхронно включают метку и, вероятно, являются клетками зоны роста [Rosa de et al., 2005]. Подобная экспрессия ортологов Cdx в зоне роста была выявлена и у членистоногих. Было высказано предположение, что Cdx играет важную роль в процессах сегментации и вставочного роста [Copf et al., 2004]. У Capitella sp. I подобного предпигидиального кольца экспрессии Capl-Cdx обнаружено не было [Fróbius, Seaver, 2006]. Тем не менее, эксперименты с включением бромдезоксиуредина свидетельствуют о наличии активно работающей зоны роста [Seaver et al., 2005]. По всей видимости, данная ситуация является вторичной утратой, не характерной для аннелид в целом.

Экспрессия всех трех генов РагаНох-кластера была также обнаружена и в развитии ганглиев брюшной нервной цепочки A. virens в ходе постларвального роста [Kulakova et al., 2008]. В каждом отдельном нейромере экспрессия подчиняется правилу пространственной коллинеарности: Nvi-Gsh выявлен в передней части ганглия, расположенной на территории предыдущего сегмента тела, Nvi-Xlox обнаруживается в средней части ганглия, а экспрессия Nvi-Cad ограничена задней его частью.

2.6. Строение заднего конца тела полихет

Задний конец тела червя заканчивается пигидием. Существует несколько точек зрения о природе и строении этого образования. По мнению одних

авторов [Ливанов, 1940; Беклемишев, 1964; Anderson, 1966], пигидий представляет собой нижнюю часть гипосферы личинки, лишен полостей и мезодермальных образований. С другой стороны, часть исследователей, без объяснений, считает пигидий последним сегментом тела червя [Хлебович, 1996; Nusbaum, 1908].

В руководстве по зоологии Н. А. Ливанов утверждает, что в пигидии отсутствует целом [Ливанов, 1940]. Он считает, что целом является чисто метамерным образованием и может присутствовать только в головной лопасти «как вторичное разрастание полости первого сомита». Из этого объяснения становится понятным, что пигидий у полихет является неметамерным образованием, то есть частью ларвального тела. В. Н. Беклемишев полностью разделяет такую точку зрения [Беклемишев, 1964]. По мнению Андерсона [Anderson, 1966], пигидий представляет собой часть тела, образованную только эпителиальными клетками, иногда с нитевидными отростками, формирующими анальные нити.

В. В. Хлебович называет пигидий последним сегментом тела [Хлебович, 1996]. Также, без особых объяснений, определяют пигидий и другие авторы [Nusbaum, 1908, Herlant-Meewis, Nokin, 1963]. В описаниях по регенерации задней части тела различных представителей Nereididae [Herlant-Meewis, Nokin, 1963; Hofmann, 1966; Boilly, 1969; Combaz, Boilly, 1974] отмечают в пигидии полость, иногда обозначая её как целом, хотя никаких доказательств в пользу этого утверждения не приводят. В литературе, посвященной строению аннелид, пигидию обычно уделяется очень мало внимания. Описания его крайне скудны и не достаточны для составления отчетливой картины строения. Без знания морфологии этого образования трудно судить и о его природе.

Формирование сегментов у полихет происходит перед пигидием. Оно не так упорядочено как у олигохет и пиявок [Weistblat, Shankl, 1985; Goto, 1999а; 1999Ь; Shimizu, Nakamoto, 2001; Weistblat, Huang 2001]. У личинок разных видов полихет описана пара мезодермальных телобластических М-клеток, которые отделяют от себя мезодермальные клеточные полоски. Эктодерма

планктотрофных трохофор формируется посредством работы кольца эктотелобластов, расположенных перед телотрохом. У лецитотрофных трохофор эктотелобласты остаются недифференцированными [Anderson, 1959; 1966]. У представителей Nereididae 4d мезодермальные телобласты дают, по крайней мере, сомиты первых трех сегментов, но происхождение сегментов, формирующихся после метаморфоза, не было описано [Wilson, 1892; Anderson, 1959; Fisher, Dorresteijn, 2004].

Зона роста у взрослых червей изучена значительно хуже, чем у личинок и описана, в основном, в опытах по регенерации [Nussbaum 1908; Herlant-Meewis, Nokin, 1963; Hofmann, 1966; Boilly, 1969; Combaz, Boilly, 1974]. Имеются указания на наличие перианального кровеносного синуса в этом районе [Herlant-Meewis, Nokin, 1963; Combaz, Boilly, 1974]. В этой зоне при восстановлении тела обнаруживается кольцо недифференцированных клеток [Hofmann, 1966]. Происхождение этих клеток, несмотря на большое количество работ по этой теме, до сих пор остается предметом споров. За время исследования регенерации аннелид было выдвинуто три основных гипотезы относительно происхождения клеточного материала регенерата, которые постепенно сменяли друг друга в течение XX века.

К приверженцам первой гипотезы можно отнести исследователей, которые полагали, что все новообразующиеся ткани, или, по крайней мере, эктодерма и мезодерма происходят в ходе регенерации из эпидермиса [Nussbaum 1908; Abel, 1902 - по Hill, 1970]. Согласно второй гипотезе, в теле червя присутствуют полипотентные клетки - необласты, которые обеспечивают регенерацию [Randolph, 1892 - по Hill, 1970]. Однако, в экспериментах с радиоактивной [Hill, 1970] и флуоресцентной [Paulus, Müller, 2006] метками не было обнаружено клеточных элементов, мигрировавших к месту ранения. Не были найдены необласты и в ходе экспериментов с воздействием рентгеновского излучения на регенерационные процессы [Boilly, 1969].

На основании экспериментальных данных [Boilly, 1965; 1969; Hill, 1970] сформировалась третья точка зрения. По мнению этих авторов, для развития полноценного регенерата необходимы производные всех трех зародышевых

листков. Покровные клетки являются зачатком эктодермы регенерата, клетки кишечного эпителия - зачатком энтодермы, а мезодермальный зачаток может происходить из разных источников. По мнению Боилли [Boilly, 1965; 1969] он образуется из клеток спланхноплевры, по мнению Кларк и Кларк [Clark, Clark, 1962] - из дедифференцированных мускульных клеток.

На основании изучения развития параподий была выявлена зона формирования сегментов [Старунов и др., 2006]. В этой зоне происходит не только развитие параподий, но и закладка основных органов метамеров. Этот процесс в целом довольно слабо освещен в литературе.

Данных о формировании ганглиев очень мало. У всех полихет ганглий появляется за счет делений клеток, расположенных вентрально по обе стороны от средней линии тела. Развитие ганглиев начинается почти одновременно с началом развития хетоносных мешков. Ганглии в молодых сегментах не отличимы друг от друга. В более зрелых сегментах они обособляются за счет тонких полосок эпителия между ними и оформляются благодаря радиальным делениям клеток. Впоследствии ганглии мигрируют вглубь, отделяясь от поверхностного слоя клеток [Anderson, 1966].

Существует представление о том, что брюшная нервная цепочка играет большую роль в процессе регенерации [Durchon, 1956; Combaz, Boilly 1970; Combaz, Boilly, 1974; Короткова, 1997]. Она может «сообщать» регенератам позиционную информацию об их положении в теле. При удалении части нервной цепочки сразу после ампутации хвостовой части у Nereis, регенерат не образует параподии, пигидиальные нити и брюшной кровеносный сосуд [Boilly, Combaz, 1970; Combaz, Boilly, 1974]. Следовательно, можно предположить, что нервная система выполняет организующую роль в процессах развития постларвальных сегментов у полихет.

Таким образом, подавляющее большинство авторов концентрирует внимание лишь на отдельных морфогенетических процессах. Тем не менее, события, происходящие при образовании сегментов, сложны и требуют комплексного подхода к изучению. Необходимо рассматривать задний конец тела червя как единую систему.

2.7. Общие сведения о строении нервной системы нереидид

Нервная система кольчатых червей образована неметамерным отделом, принадлежащим головной лопасти - головным мозгом, стоматогастрической нервной системой кишечника, а также метамерной брюшной нервной цепочкой с периферическими нервами сомита [Ливанов, 1940]. Несмотря на общий план организации, строение нервной системы различных представителей аннелид может существенно различаться. Эти различия касаются всех частей брюшной нервной цепочки: ганглиев, коннективов, комиссур, сегментарных и продольных нервов. Подробный сравнительный анализ строения нервной системы различных семейств полихет приведен в обзоре Оррадж и Мюллер [Orrhage, Müller, 2005].

У представителей семейства Nereididae было обнаружено несоответствие границ, маркируемых диссепиментами и мускулатурой, и положением ганглиев в сегментах [Hamaker, 1898; Smith, 1957]. Поэтому у разных авторов различается нумерация нервных корешков, отходящих от соответствующих ганглиев. Одно из первых наиболее полных описаний строения туловищного мозга A virens принадлежит Хэмэкеру [Hamaker, 1898]. По данным этого автора из каждого ганглия выходит пять пар крупных сегментарных нервов. Кроме того, есть еще множество более мелких нервов, состоящих всего из нескольких волокон. Поскольку границы ганглия не совпадают с границами сегмента, то одному нейросомиту, по мнению Хэмэкера, одновременно принадлежат нервы двух ганглиев. Первая пара сегментарных нервов располагается в передней части сегмента, позади межсегментной перегородки. Вторая пара сегментарных нервов является наиболее мощной из всех пяти и иннервирует параподии. Третья пара сегментарных нервов относительно тонкая и идет к задней части основания параподии. В отличие от предыдущих пар, четвертая пара нервов выходит из передней трети следующего ганглия и идет параллельно нервам первой пары следующего сегмента. Пятая пара сегментарных нервов наиболее тонкая, лежит непосредственно за четвертой парой очень близко к межсегментной перегородке, продолжаясь до основания параподии.

Смит [Smith, 1957] и Лагутенко [Лагутенко, 1981], также изучавшие строение нейросомита нереидид, указывают иное количество нервных

корешков, отходящие от сегментарных ганглиев. По данным этих авторов от сегментарного ганглия отходят только четыре пары нервов. Лагутенко, помимо этого, предлагает иную нумерацию сегментарных нервов, согласно которой, первая пара сегментарных нервов соответствует четвертой паре по описанию Смита. В данной работе использована нумерация, предложенная Лагутенко.

Методом суправитального окрашивания метиленовым синим были получены данные о клеточном строении ганглия туловищного мозга у различных представителей нереидид [Лагутенко, 1981; Hamaker, 1898; Smith, 1957; Retzius, 1895 - по Bullock, Horridge, 1965]. Наиболее подробные описания приведены в работах Смита [Smith, 1957] и Лагутенко [Лагутенко, 1981]. Было детально охарактеризовано более сорока пар нейронов, а также прослежены их проекции. Наиболее многочисленными оказались ассоциативные нейроны, не имеющие отростков, выходящих из ганглия в составе сегментарных нервов. Смит выделял два типа таких нейронов: длинноаксонные и короткоаксонные. Первые характеризуются, как и следует из названия, длинными аксонами, которые входят в продольные нервные тракты, несут короткие коллатерали и могут быть прослежены на протяжении нескольких сегментов. Таких нейронов обнаружено около двадцати пар. Короткоаксонные нейроны имеют относительно короткие, разветвленные отростки, не выходящие за пределы ганглия. Это наиболее многочисленные нейроны в ганглии. Они, в свою очередь, могут быть подразделены на вентрально расположенные нейроны с вертикально восходящими аксонами и дорсолатерально расположенные нейроны с горизонтально направленными аксонами. Первых насчитывается от тридцати до сорока, наибольшее их количество наблюдается в областях, смежных с основаниями сегментарных нервов. Вторых меньше, от десяти до пятнадцати и они располагаются, в основном, у оснований сегментарных нервов.

Лагутенко иначе классифицирует ассоциативные нейроны [Лагутенко, 1981]. Согласно данным этого автора, у нереидид существует мало нервных элементов, которые не распространяют свои отростки за пределы ганглия. Все ассоциативные нейроны он предлагает разделить по расположению их отростков в вентральной или дорсальной ассоциативных

областях нейропиля. Отростки ассоциативных нейронов дорсальной области формируют две пары неясно очерченных продольных пучков. Большая часть тел этих нейронов расположена на вентральной стороне ганглия, хотя есть нейроны, занимающие латеральное и дорсальное положение. Всего в состав дорсальной ассоциативной области входит 12 пар нейронов. Вентральная ассоциативная область занимает самый нижний слой нейропиля. В нее также входит 12 пар клеток, тела которых расположены вентрально.

К ассоциативным элементам относят и систему гигантских нервных волокон, детально описанную Хэмэкером [Hamaker, 1898] и Смитом [Smith, 1957]. Эти образования не окрашиваются метиленовым синим и могут быть обнаружены лишь на гистологических срезах. В составе туловищного мозга нереидид выявлено одно непарное медиальное волокно, пара латеральных и пара парамедиальных гигантских волокон.

Мотонейронов было обнаружено гораздо меньше. Смит насчитывает всего 6-7 пар таких клеток на ганглий [Smith, 1957]. Столь малое количество моторных нейронов плохо согласуется с большим объемом мускулатуры. Смит объясняет это несоответствие наличием вставочных нейронов на периферии, за счет ветвления которых осуществляется иннервация мускулатуры.

По данным Лагутенко [Лагутенко, 1981], в ганглиях туловищного мозга Nereis diversicolor насчитывается 15 пар моторных нейронов. Это более чем в два раза превышает количество, указанное Смитом. Следовательно, не исключена возможность существования большего количества мотонейронов, которые по тем или иным причинам окрашиваются чрезвычайно редко или вовсе не могут быть обнаружены при использовании метода суправитального окрашивания метиленовым синим.

Количество нейронов в сформированном ганглии A. virens остается неизменным в течение всей жизни червя вне зависимости от размеров его тела [Hulsebosch, Bittner, 1981]. Всего в туловищном ганглии A. virens было обнаружено чуть меньше двух тысяч нейронов (1820±130). Таким образом, количество описанных нейронов не покрывает и пятой части всех нейронов ганглия, что говорит о существенной неполноте наших знаний о строении туловищного мозга.

Ганглии первых туловищных сегментов нереидид сливаются с образованием подглоточного ганглия. Подобная ситуация характерна и для некоторых других семейств полихет, а также для олигохет и пиявок [Bullock, Horridge, 1965]. В большинстве работ, посвященных строению туловищного мозга, подглоточному ганглию практически не уделяется внимания.

В составе стенки тела сегмента также обнаруживаются многочисленные нервные элементы. В основном это биполярные чувствительные клетки, хотя встречаются и мультиполярные элементы [Smith, 1957; Лагутенко, 1981]. У основания параподии по ходу параподиального нерва располагается небольшое скопление нейронов, называемое параподиальным ганглием. На данный момент нет однозначного мнения о его функциональном назначении. Одни исследователи считают параподиальный ганглий исключительно чувствительным образованием, другие считают, что в его состав входят и мотонейроны [Лагутенко, 1981].

Параподии также богаты разнообразными нервными элементами [Dorsett, 1964]. Наиболее многочисленны они в параподиальных усиках, которые считаются хеморецепторными образованиями. В составе прочих частей параподии описаны и другие типы нейронов, такие как биполярные стречрецепторы в толще нотоподий и невроподий, а также биполярные и мультиполярные сенсорные нейроны связанные со щетинками.

2.8. Особенности распределения и роль катехоламинов, серотонина и FMRFaivii^a в нервной системе аннелид

Несмотря на хорошую изученность общего строения и нейрональных отношений, наши знания о химической специфичности нейронов и распределении различных нейротрансмиттеров по нервной системе аннелид остаются весьма ограниченными [Евдонин, 1986]. Одним из наиболее изученных нейромедиаторов является ацетилхолин, представляющий собой эфир холина и уксусной кислоты. Чаще всего выявление ацетилхолинергических структур проводится опосредовано, при помощи гистохимической реакции выявления ацетилхолинэстеразы. С помощью этого метода было выявлено строение холинергической нервной системы у

различных представителей полихет [Бубко, Миничев, 1972; 1978; Миничев, Бубко, 1973; 1978; Dhainaut-Courtois, 1977; Dhainaut-Courtios et al., 1979]. Использование этого метода позволило детально охарактеризовать общее строение нервной системы, что позволило выдвинуть гипотезу о независимом происхождении решеткоподобной нервной системы у аннелид и плоских червей [Миничев, Бубко, 1973, 1978; Бубко, Миничев, 1978]. Наиболее примитивной по мнению этих авторов, можно считать системы плексусного типа, характерные для Oweniidae [Бубко, Миничев, 1972].

Другой важной группой нейротрансмиттеров являются моноамины, в частности катехоламины и серотонин (5-гидрокситриптамин). К катехоламинам относятся дофамин, норадреналин (норэпинефрин) и адреналин (эпинефрин). Синтез этих веществ происходит из тирозина через промежуточное соединение, называемое ДОФА. Катехоламины (главным образом дофамин и норадреналин) обнаружены почти во всех группах беспозвоночных [Евдонин, 1985].

Считается, что катехоламины у аннелид участвуют в сенсорной модуляции локомоции [Gardner, Walker, 1982]. Инкубация части тела дождевого червя с дофамином и норадреналином усиливает ритмические сокращения стенки тела. При удалении брюшной нервной цепочки этот эффект исчезает. Предполагается, что катехоламинергические нейроны могут участвовать в фоторецепции и тактильной рецепции [Beiger, Hornykiewicz, 1972, - по Gardner, Walker, 1982].

Серотонин относится к группе индолалкиламинов и синтезируется из триптофана [Siegel, 2006]. На данный момент серотонин обнаружен у всех изученных в этом отношении многоклеточных животных от кишечнополостных до позвоночных [Fujii, Takeda, 1988; Siegel, 2006; Azmitia, 2010].

Серотонин у аннелид, участвует в регуляции тонуса мускулатуры стенки тела и, предположительно, играет роль тормозного медиатора в центральной нервной системе [Gardner, Walker, 1982]. Считается, что он участвует в регуляции сложных двигательных реакций, таких как плавание и пищевое поведение у пиявок и, возможно, даже в механизмах обучения и памяти [Lent, 1985; Azmitia, 2010].

Гистохимическое выявление катехоламинов и серотонина у различных

аннелид проводили при помощи метода конденсации моноаминов с формальдегидом [Clarck, 1966; Myhrberg, 1967; Dhainaut-Courtois, 1972; Manaranche, L'Hermite, 1972]. При этом серотонин светится желтым, а катехоламины сине-зеленым или зеленым.

У Nephtys было обнаружено три пары катехоламин-положительных и от пятнадцати до восемнадцати пар серотонин-положительных нейронов [Clarck, 1966]. Выявленные моноаминергические нейроны расположены преимущественно на брюшной стороне ганглия. Катехоламинергические сенсорные нейроны и их волокна, а также волокна серотонинергических нейронов входят и в состав периферической нервной системы сегмента. Клеточных тел серотонинергических нейронов вне ганглиев брюшной нервной цепочки обнаружено не было.

Похожие результаты получены и для других аннелид. В сегментарных ганглиях Nereis обнаружено до двух пар катехоламинергических и большое количество серотонинергических нейронов [Dhainaut-Courtois, 1972]. У Glycera convoluta в ганглиях брюшной нервной цепочки также найдены катехоламин- и серотонин-положительные нейроны, однако авторы ничего не сообщают об их количестве [Manaranche, L'Hermite, 1972]. Всего два катехоламинергических и около 50 серотонинергических нейронов обнаружено в ганглиях туловищного мозга олигохеты Lumbricus terrestris [Myhrberg, 1967]. В периферической нервной системе L. terrestris найдено большое количество биполярных и мультиполярных моноаминергических нейронов. В основном это катехоламин-содержащие клетки.

У полихеты Ophryotrocha puerilis строение катехоламинергической системы было изучено с помощью метода конденсации с глиоксиловой кислотой, дающей более детальные картины [Schlawny et al., 1991]. В нейропиле туловищного мозга выявлено четыре катехоламин-положительных нервных ствола, идущих от подглоточного ганглия до пигидия. В каждом из ганглиев брюшной нервной цепочки располагается по четыре униполярных катехоламинергических нейрона. В составе стенки тела и параподий и пигидиальных лопастей обнаружены биполярные нейроны, выполняющие, по всей видимости, сенсорную функцию.

С использованием методов авторадиографии в ганглиях брюшной неровной цепочки Nereis diversicolor были описаны многочисленные серотонин-положительные клетки [Dhainaut-Courtois et al., 1979; 1986]. Выявлено, что они собраны в три группы, вдоль передне-задней оси тела. Также была отмечена серотонин-положительная иммунореактивность в нейропиле туловищного мозга и вокруг медиального гигантского нервного волокна.

Развитие методов иммуногистохимии позволило более точно охарактеризовать распределение нейронов. Первой и одной из наиболее подробных работ подобного рода было исследование серотонин-положительной системы у Harmothoe imbricata [Mirón, Anetil, 1988]. В сегментарном ганглии этого червя имеется от 42 до 48 серотонин-иммунореактивных клеток. Большинство выявленных нейронов расположено симметричными парами вдоль средней линии. Две или три пары иммунореактивных клеток расположено на латеральных сторонах ганглия. По мнению авторов статьи, эти латерально расположенные нейроны могут быть эффекторными, в то время как клетки, занимающие вентральное положение, вероятнее всего, являются интернейронами.

В периферической нервной системе серотонин-положительная иммунореактивность была обнаружена в нейронах параподиального ганглия, а также в нервных волокнах стенки тела, параподий и элитр.

Среди олигохет серотонинергическая система лучше всего изучена у L. terrestris [Spörhase-Eichmann et al., 1987«, Ь]. В сегментарных ганглиях обнаружено от 42 до 140 нейронов, собранных в 7 групп. В ганглиях сегментов, взятых из середины тела, количество нейронов одинаково, оно существенно увеличивается в области пояска. В подглоточном ганглии L. terrestris насчитывается до 334 серотонин-иммунореактивных клеток. Ганглии первых туловищных сегментов также имеют большее число нейронов, чем последующие.

Методами конфокальной сканирующей микроскопии в комбинации с иммуногистохимическим маркированием была изучена серотонинергическая система туловищного мозга трех видов наидид [Hessling et al., 1999]. Сегментарные ганглии этих олигохет содержат относительно мало серотонин-

иммунореактивных нейронов (5-6 клеток). Некоторые из этих клеток лежат асимметрично и расположение их относительно средней линии тела зеркально меняется от ганглия к ганглию. Авторы считают такое расположение нейронов аутапоморфией, характерной для Naididae.

Количество серотонин-положительных нейронов в передних пяти сегментах тела наидид больше чем в последующих. Они распределены симметричными парами относительно средней линии. Очень похожая ситуация наблюдается у других представителей олигохет [Hessling, Westheide, 1999; Hessling, Purschke, 2000], а также у Dinophilidae и Dorvilleidae, строение нервной системы первых туловищных сегментов которых отличается от последующих [Müller, Westheide, 2002].

Таким образом, строение подглоточного ганглия и ганглиев первых сегментов у изученных в этом отношении аннелид заметно отличается от последующих сегментов. До сих пор точно не выяснено, с чем связаны эти различия. Не исключено, что они могут быть связаны с онтогенетическими различиями. Для решения этой проблемы требуется использование эмбриологических данных о развитии нервной системы.

Серотонин-положительные клетки были обнаружены и в составе эпителия средней кишки у различных полихет [Пунин, 2001]. Подавляющее большинство этих клеток относится к элементам закрытого типа. У представителей Nereididae не было обнаружено таких интраэпителиальных клеток, однако в мышечной стенке средней кишки была выявлена система волокон и единичных отростков с варикозными расширениями.

Еще один, часто использующийся при изучении строения и развития нервной системы трансмиттер - FMRFaMEm относится к обширной группе нейропептидов. Среди нейропептидов, выделенных из беспозвоночных, FMRFaMHfl является одним из наиболее хорошо изученных. Впервые он был выделен как кардиоактивный пептид у моллюска Macrocallista nimbosa [Price, Greenberg, 1977]. Он состоит из четырех аминокислот и аминогруппы (Phe-Met-Arg-Phe-NH2). Впоследствии было обнаружено множество подобных пептидов, названных РМЛРамид-подобными пептидами (FaRPs - FMRFamide Related Peptides) [López-Vera et al., 2008]. РМ1*Рамид-подобные пептиды были найдены

у представителей различных групп живых организмов, тем не менее, БМЯРамид, как таковой, обнаружен лишь у моллюсков и аннелид [Price, Greenberg, 1989; Walker et al., 2009].

Наиболее хорошо изучены FMRFамид-подобные пептиды у нематод, членистоногих и позвоночных. Они играют ключевые роли в физиологии всех многоклеточных организмов, например в физиологии питания или размножения. Также они играют определенную роль в передаче сенсорной информации, в частности, связанной со зрением. Возможно, что FMRFaMHfl-подобные пептиды участвуют в нейро-мышечной и нейрон-нейронной передаче во всех группах. Часто наблюдается их колокализация с ацетилхолином и многими другими группами «классических» нейротрансмиттеров. Кроме того, есть данные, что FMRF амид-подобные пептиды модулируют метаморфоз, рост, развитие и движение личинок [Walker et al., 2009].

FMRFaMHfl вовлечен в регуляцию сердечной деятельности, двигательной активности и осморегуляции у пиявок, а также влияет на частоту и амплитуду сокращения мускулистого желудка и зоба дождевого червя L. terrestris [Walker et al., 2009]. У полихет FMRF амид вызывает расслабление мускулатуры пищевода (на примере A. virens;) и продольной мускулатуры стенки тела (в случае Sabellastarte magnifica) [Krajniak, Greenberg, 1992; Díaz-Miranda et al., 1992]. Было также показано, что РМЛРамид-подобные иммунореактивные волокна напрямую участвуют в сокращении мускулатуры стенки тела олигохет [Walker et al., 2009]. FMRF амид-подобная иммунореактивность была обнаружена и в сенсорных нейронах различных видов полихет и олигохет [Voronezhskaya et al., 2003; Forest, Lindsay, 2008; Walker et al., 2009].

Распределение FMRFaмид-пoлoжитeльныx нейронов в ганглиях туловищного мозга было изучено при помощи иммунохимических методов у различных представителей типа аннелид. Следует, однако, отметить, что положительный результат иммунохимической реакции не может считаться абсолютным свидетельством присутствия того или иного пептида в организме; для этого необходимо выявить его при помощи биохимических методов [Porchet, Dhainaut-Courtois, 1988].

Среди олигохет распределение FMRFaмид-пoлoжитeльныx нейронов в

центральной нервной системе и РМЯРамид-положительная иннервация различных органов и тканей была наилучшим образом изучена у L. terrestris [Reglódi et al., 1997] и Eisenia foetida [Fujii et al., 1989]. Результаты обоих исследований во многом схожи, поэтому в настоящем обзоре приводятся данные только для более подробно изученного L. terrestris. Было описано 160-180 нейронов в подглоточном ганглии и по 80-90 нейронов последующих ганглиях брюшной нервной цепочки. В передней части подглоточного ганглия нейроны расположены, главным образом, вентромедиально. В кауцальной части подглоточного ганглия РМЯРамид-положительные нейроны расположены также и на латеральных сторонах ганглия вокруг центрального нейропиля.

Распределение РМКРамид-иммунореактивных нейронов в ганглиях брюшной нервной цепочки подобно таковому в каудальной части подглоточного ганглия. Нейроны в этих ганглиях обычно имеют грушевидную форму и аксоны большинства из них входят в нейропиль. По мнению авторов, многие из этих нейронов являются ассоциативными и, таким образом, БМИГамид может быть вовлечен в центральные интегративные процессы.

Среди полихет при помощи иммуногистохимических методов были охарактеризованы нейроны, обладающие РМЛРамид-подобной иммунореактивностью в брюшном мозгу A. virens [Krajniak, Greenberg, 1992]. Выявлено, что во всех ганглиях брюшной нервной цепочки FMRFaMHfl-положительные нейроны располагаются билатерально-симметричными парами. Каждый ганглий содержит около 50 РМКРамид-иммунореактивных нейронов. Отростки этих нейронов были найдены во всех четырех парах сегментарных нервов, а также межсегментных коннективах. Кроме того, были обнаружены иммунореактивные отростки с варикозными расширениями в параподиях, стенке тела и пальпах.

Очень похоже строение РМКРамидергической системы и у седентарной полихеты Sabellastarte magnifica [Díaz-Miranda et al., 1991]. Иммунореактивные нейроны располагаются в основном на вентральной стороне сегментарных ганглиев. Отростки этих клеток прослеживаются в брюшных нервных стволах, сегментарных нервах, а также по ходу продольных мускульных лент.

РМКРамид-иммунореактивные клетки были обнаружены Пуниным в

кишечнике у различных видов полихет [Пунин, 2001]. Практически все они относятся к элементам закрытого типа и, располагаются в основном по одиночке. Клетки имеют отростки, тянущиеся по направлению к соседним базальным клеткам, либо оканчивающиеся между основаниями обычных интраэпителиальных клеток.

У Nereis pelagica FMRFамид-п ол ожите л ьных структур в кишечнике обнаружено не было [Пунин, 2001], однако немногочисленные FMRFaMim-положительные нейроны были найдены в кишке A. virens - другого представителя семейства Nereididae [Krajniak, Greenberg, 1992]. Подобная ситуация выглядит неоднозначно и требует дополнительной проверки.

2.9. Развитие нервной системы у полихет

Одни из первых данных о строении нервной системы личинок полихет были получены Кляйненбергом [Kleinenberg, 1886 - по Ákesson, 1967а] на примере трохофоры Lopadorhynchus. По мнению этого автора, она устроена следующим образом: под прототрохом имеется кольцевой нерв, с которым связаны три группы нейронов. В эписфере располагаются две пары клеток, формирующие нервное кольцо, лежащее параллельно нерву прототроха, а также пара клеток около апикального конца личинки. В гипосфере находится дорсомедиальный нерв, который раздваивается перед анусом и охватывает его. Позднее, Мейер описал у личинки Lopadorhynchus нервную систему иного строения, подобную ортогону турбеллярий, состоящую из трех нервных колец в эписфере, кольца под прототрохом и соединяющих их 7 пар меридиональных нервов. В гипосфере им обнаружено пять продольных нервов, соединенных комиссурами и сливающихся в циркумбластопоральное нервное сплетение [Meyer, 1901 - по Беклемишев, 1964].

Вольтерек, исследуя развитие PoJygordius, также сделал описание строения нервного аппарата трохофоры. Согласно данным этого автора, от мозга, расположенного в эписфере, отходит восемь меридиональных нервов, соединенные по экватору радиальной комиссурой (нервом прототроха). В гипосферу продолжается лишь одна пара меридиональных нервов, которая соединяется с зачатками брюшных нервных стволов [Woltereck, 1902; 1904 - по

Беклемишев, 1964]. Такое строение считалось упрощенным вариантом по отношению к нервной системе Ьорас!огкупскт. Упрощение связывали с некротическим метаморфозом Ро^огсНия [Беклемишев, 1964].

Представление о нервной системе трохофоры, как об ортогоне сохранялось до середины 60-х годов XX века, когда Б. Окессон заново исследовал строение нервной системы ЬорскЗогкупскт [Акезвоп, 1967<я]. Он не обнаружил ортогоноподобной системы, описанной Мейером. По данным Окессона нервная система личинки состоит из нерва прототроха, диффузной нервной сети и вентрального чувствительного органа. Таким образом вновь возник вопрос о существовании ортогона у личинок полихет.

Ю. С. Миничев и О. В. Бубко, используя метод выявления ацетилхолинэстеразной активности, описали развитие нервной системы у личинок различных видов полихет [Бубко, Миничев, 1978; Бубко и др., 1979; Миничев, Бубко, 1995]. Полученные данные позволили этим авторам сделать заключение о независимом происхождении нервных систем турбеллярий и полихет от диффузного нервного плексуса. Кроме того, были обнаружены значительные различия в архитектонике нервных систем личинок и взрослых червей, что позволило выдвинуть гипотезу о многоэтапности формирования нервной системы полихет в онто- и филогенезе. Данная гипотеза была развита О. В. Ушаковой и Л. А. Евдониным в работах по изучению развития нервной системы у А. \irens [Ушакова и Евдонин, 1985; 1988].

Лакалли по сериям ультратонких срезов реконструировал строение нервной системы у трохофоры Бр1гоЪгапсЬ.ш [ЬасаШ, 1984]. Согласно данным этого автора, личиночная нервная система состоит из двух частей, которые действуют как отдельные функциональные и организационные единицы: претрохальной системы, иннервирующей прототрох, апикальный орган и ларвальные глаза, и системы нервов, обслуживающей ротовой аппарат, глотку, суборальную область и метатрох. Обе части отделены друг от друга анатомически и развиваются независимо. Полученные результаты трудно сопоставить с данными предыдущих исследований. Наилучшим образом согласуются они с результатами, полученными Окессоном [Акеввоп, 1967а].

Качественно новый этап в изучении развития нервной системы начался с

распространением иммунохимических методов и их использовании совместно с лазерной конфокальной сканирующей микроскопией [Незлин, 2010]. При этом развитию нервной системы аннелид уделяется крайне мало внимания. На данный момент существуют лишь единичные статьи, посвященные этой теме. Изучен нейрогенез Polygordius lacteus [Hay-Schmidt, 1995], Pomatoceros lamarckii [McDougall et al., 2006], Phyllodoce maculata [Voronezhskaya et al., 2003], Sabellaria alveolata [Brinkmann, Wanninger, 2008] и Spirorbis cf. spirorbis [Brinkmann, Wanninger, 2009]. Результаты этих исследований показали, что в личиночном развитии нервная система не имеет общих черт с ортогоном турбеллярий ни на одной из стадий.

На основании результатов последних исследований, а также сравнения развития нервной системы полихет и моллюсков, была разработана концепция существования пионерных нейронов в развитии Lophotrochozoa [Воронежская, Ивашкин, 2010]. Было показано, что самыми первыми в развитии дифференцируются периферические нервные клетки, расположенные в местах, не совпадающих с известными зонами закладки центральных ганглиев. На основе сложного контура отростков этих клеток дифференцируются нейроны дефинитивной нервной системы. Функциональное значение пионерных нейронов личинок трохофорных животных, по мнению авторов, заключается в обеспечении быстрого перехода от личиночной жизненной формы к взрослой во время метаморфоза.

Была предпринята попытка изучения нервной системы и у P. dumerilii [Fischer et al., 2010]. Приведено подробное описание развитие системы нервных волокон иммунореактивных к ацетилированному а-тубулину, а также беглое описание последовательности появления серотонин-иммунореактивных нейронов без какого-либо дальнейшего анализа.

Таким образом, данные о строении и нервной системы личинок полихет до сих пор остаются недостаточными, разрозненными и, зачастую, противоречивыми. Наиболее детальную картину удается получить лишь с использованием специальных гистохимических и иммуногистохимических методик, однако количество существующих в настоящее время данных чрезвычайно мало.

3. МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

3.1. Сбор, содержание и постановка эмбриональной культуры Alitta virens

Черви A. virens были собраны в акватории Чупинской губы Кандалакшского залива Белого моря, в течение полевых сборов 2004-2008 годов на литорали острова Матренин. Изучение собранного материала проводилось на базе МБС СПбГУ и на кафедре зоологии беспозвоночных биолого-почвенного факультета СПбГУ. Особи размером более двадцати сантиметров были зафиксированы сразу после сбора. Более молодые черви содержалась в чашках Петри при комнатной температуре по одиночке во избежание случаев каннибализма. Кормление производилось листьями салата, подвергшимися обработке низкими температурами (заморозка).

Для постановки эмбриональной культуры, в конце июня — начале июля 2005-2010 годов производили отлов эпитокных самцов и самок A. virens. Черви отсаживались в отдельные емкости для предотвращения неконтролируемого смешивания половых продуктов. Для оплодотворения половые продукты смешивались попарно: от одного самца и одной самки. После оплодотворения культуру отмывали от слизи и содержали при постоянном перемешивании в помещении с температурой +10 - +11 °С. По достижении личинками питающихся стадий, производили кормление вареным и мелко растертым куриным или перепелиным желтком, а также мелко растертыми листьями салата.

Ювенильных червей, имевших по 10-15 сегментов в составе тела, отсаживали и содержали отдельно в чашках Петри диаметром 40 мм при температуре 18°С. Раз в неделю проводили смену воды и кормление червей.

3.2. Особенности содержания лабораторной культуры Platynereis dumerilii

Червей P. dumerilii содержали в соответствии с методикой описанной на сайте http://www.uni-giessen.de [Fischer, Dorresteijn, 2011] с незначительными

изменениями. Червей содержали в термостатируемом боксе при постоянной температуре 18°С. В боксе поддерживался световой режим, состоящий из 18 часового светового и 6 часового темнового периодов. Каждые четыре недели для имитации лунного цикла включали дополнительную лампу, работающую круглосуточно в течение одной недели. Для содержания взрослых червей использовали пищевые контейнеры из поликарбоната. Личинок и молодых червей содержали в стеклянных чашках Петри диаметром 150 мм. Содержание всех стадий жизненного цикла червей производилось с использованием искусственной морской воды, приготовленной из дистиллята с добавлением соли "Red Sea Coral Pro Salt" или "Instant Ocean". Количество соли в воде контролировали опосредовано при помощи аквариумного ареометра «Sera Saltwater hydrometer, 08910, Sera». Плотность воды держали в пределах от 1,023 до 1,026 кг/м3. Смену воды осуществляли один раз в две недели.

Кормление червей производили один раз в неделю. Взрослых червей кормили мелко нарезанными и предварительно промороженными листьями шпината, а также живыми науплиусами Artemia salina. Личинок и ювенильных червей кормили сваренным вкрутую растертым перепелиным желтком или гомогенатом из листьев шпината.

Эпитокных червей отсаживали в специальные контейнеры с дополнительной аэрацией. Самцов и самок содержали раздельно. Готовых к размножению червей ссаживали попарно в стеклянную кастрюлю, объемом 250 мл с небольшим объемом морской воды. После вымета половых продуктов, червей удаляли, а оплодотворенную икру промывали трижды свежими порциями морской воды и оставляли развиваться при температуре +18°С. Через 24 часа после оплодотворения кастрюлю с личинками подносили к точечному источнику света и при помощи пипетки переносили собравшихся на свет личинок в чашку Петри со свежей порцией морской воды.

Кормление личинок начинали через неделю после оплодотворения. Один раз в неделю чашки с личинками просматривали и отсаживали наиболее быстро сегментирующих особей в контейнеры для взрослых червей.

3.3. Использованные гистологические методики

Фиксация червей проводилась с использованием жидкости Буэна. Для предотвращения нежелательного сжатия и деформации материала червей анестезировали в растворе гвоздичного масла (1 капля масла на 100 мл морской воды) и расправляли на куске влажной фильтровальной бумаги в чашке Петри. После этого по каплям добавляли фиксатор до полного покрытия объектов слоем фиксатора. Через несколько минут после этой процедуры объекты переносили в другую порцию фиксатора в стеклянный бюкс. Длительность фиксации составляла около 8 часов, после чего объекты были перенесены в 70% спирт.

Для изучения внешнего строения заднего конца тела червя, фиксированный материал был заключен в глицерин и изучен с помощью бинокулярного микроскопа Leica EZ4D. Фотографии были выполнены при помощи встроенной камеры.

Изучение внутреннего строения сегментов червя было сделано по сериям гистологических срезов, толщиной до 3 мкм. Срезы были изготовлены по стандартной методике [Роскин, 1946]. Объекты были обезвожены в спиртах и залиты в парапласт (Paraplast plus embedding media, Sigma P3683). Срезы были изготовлены при помощи микротома Reicherdt. Полученные серии срезов были окрашены гематоксилином Эрлиха-эозином и заключены в даммар или полистирол. Было сделано более 50 серий срезов через задний конец тела червя.

Для изучения внутреннего строения заднего отдела тела в норме и при регенерации были сделаны гистологические срезы по методике описанной выше. Для более детального понимания строения заднего отдела тела червя были сделаны графические реконструкции по сериям продольных и поперечных срезов. Было выполнено более 10 реконструкций.

Изучение полученных срезов проводилось при помощи бинокулярного микроскопа МБС-9, а также микроскопов JTOMO МБИ-3, Leica DM RXA и Karl Zeiss Jenaval. Микрофотографии были получены с использованием микроскопа Leica DM RXA и камеры Leica DC 500. Рисунки были сделаны с помощью

IРОССИЙСКАЯ

¡ГОСУДАРСТВЕННАЯ | БИБЛИОТЕКА }

микроскопа Karl Zeiss и рисовального аппарата РА-7 УХЛ 4.2. Реконструкции были выполнены с использованием программы Reconstruct.

3.4. Методы флуоресцентного и непрямого иммуногистохимического окрашивания.

Для выявления топографии нервной системы заднего конца тела червя были использованы методы иммуногистохимии с применением флуоресцирующих красителей. Червей анестезировали в гвоздичном масле и фиксировали в 4% параформальдегиде на однократном фосфатном буфере (PBS, pH = 7,4) в течение 4-8 ч при 4°С и затем отмывали в том же буфере (3 отмывки по 10 минут). Хранение материала осуществлялось при 4°С в однократном PBS с добавлением 0,1% NaN3 в качестве консервирующего агента.

Обработка антителами была проведена в соответствии с протоколом 1 (приложение 1). Были использованы следующие первичные антитела:

1. Monoclonal Anti-Tubulin, acetylated antibody produced in mouse, T6793,

Sigma. Разведение 1:500 — 1:1000.

2. Anti-Serotonin antibody produced in rabbit, S5545, Sigma. Разведение 1:1000.

3. FMRFamide antibody, rabbit polyclonal, ab 10352, Abcam. Разведение 1:1000 — 1:2000.

В качестве отрицательного контроля проводили обработку по протоколу 1 с использованием однократного PBS вместо раствора первичных антител.

Вторичные антитела использовались в разведении 1:400 — 1:800. Были использованы следующие антитела:

1. Alexa Fluor® 488 goat anti-rabbit IgG (H+L) *2 mgdnL, A-11008, Invitrogen.

2. Alexa Fluor® 633 goat anti-mouse IgG (H+L) *2 mginL, A-21050, Invitrogen.

В качестве положительного контроля вместо указанных антител были использованы следующие вторичные антитела (разведение 1:400):

1. Cascade Blue® goat anti-mouse IgG (H+L) *2 mghaL, C-962, Invitrogen.

2. Alexa Fluor® 594 donkey anti-rabbit IgG (H+L) *2 mginL, A-21207, Invitrogen.

В качестве отрицательного контроля проводили обработку по протоколу 1 с использованием однократного PBS вместо раствора вторичных антител.

Для визуализации мышечного актина червей помещали в раствор TRITC-фаллоидина (разведение 1:500 — 1:1000) на однократном PBS (pH = 7,4) на 1 -2 ч, после чего отмывали в том же буфере (3 смены по 10 мин).

Ядра клеток были подкрашены раствором красителя HOEHST 33258 (HI398, Invitrogen) на однократном PBS в течение 5 минут.

После всех обработок образцы заключали между двух покровных стекол в 80% глицерин на PBS. Также для заключения использовали смолу DPX (Fluka) (Приложение 2). Время нахождения объектов в каждой среде подбиралось экспериментально и составляло от 10 до 60 минут.

Обработанный таким образом материал изучали с помощью инвертированного конфокального микроскопа Leica TCS SP 5 или прямого конфокального микроскопа Leica TCS SPE.

3.5. Методы электронной микроскопии

Строение и развитие параподий изучалось с помощью сканирующего электронного микроскопа. Для этого образцы были обездвижены при помощи 10% раствора MgCl2 и фиксировались шутаровым альдегидом. После обезвоживания в нескольких порциях этанола возрастающих концентраций образцы были переведены в изоамилацетат и высушены при критической точке. Далее было произведено напыление золотом. Исследование образцов производилось с использованием сканирующего электронного микроскопа Jeol JSM 35С.

Также в работе использованы сканограммы, любезно предоставленные лабораторией экспериментальной цитологии.

3.6. Список использованных обозначений

А — анус Ас - ацикулы

AdE - зачатки глаз взрослого червя

Ant — антенны или простомиальные усики

С - целомическая полость

Са Ру - полость пигидия

ChS — хетоносный мешок

СМ — кольцевые мышцы

СМР - кольцевой мускул передней части пигидия P. dumerilii Con — окологлоточные коннективы Си - кутикула Di — диссепимент

DML - спинные ленты продольной мускулатуры

DV— спинной кровеносный сосуд

Е - поверхностный эпителий

ЕА — эозинофильный амебоцит

FB - фронтальные тела

FZ - зона формирования

GC — клетки ганглия

GP - пигидиальные железы

/ — кишка

IN - нервные волокна кишечника М — мезентерии

MP — мускульные волокна пигидия МРг - мускулатура параподий NN - непарный нерв

Nef - метанефридий

А/О — отросток нотоподии ларвальных сегментов личинки NPL — продольные нервы пигидия PC 1-4 - перистомиальные усики 1-4 пар Ра - пальпы

РСо — пигидиальная комиссура Ру - пигидий

Ре - целомическая выстилка

PF — пигидиальные нити

PG — параподиальный ганглий

РМ1 — продольный мускул пигидия P. dumerilii

РМ2 — поперечные мышцы пигидия P. dumerilii

PNR — пигидиальное нервное кольцо

PV— перианальный сосуд

SNI — IV- сегментарные нервы

SOG — подглоточный ганглий

VD — сосуд диссепимента

VML - вентральные ленты продольной мускулатуры

VMP — брюшная мускульная сеть пигидия A. virens

VNC - брюшная нервная цепочка

VV — брюшной кровеносный сосуд

а 7 - первая мозговая дуга эписферы трохофоры

а2 - вторая мозговая дуга эписферы трохофоры

се —катехоламин-положительные нейроны, головного отдела личинки

сев — катехоламин-положительные нейроны, связанные с глазами взрослого

червя

с/ - катехоламин-положительные нейроны ларвальных сегментов

ст1, ст2 - комиссуры в эписфере трохофоры

ср - катехоламин-положительные нейроны прототроха

et — зоны сгущения терминальных ветвлений нервных волокон кишечника

de — дорзальный усик

dcmll-lll - дорсальные комиссуры

di — дорзальная лопасть

din — дорсолатеральные нервы

dmn — дорсомедиальный нерв

dpa - дорсальный параподиальный зачаток

off - спинной бугорок

fe — FMRFамид-положительные нейроны эписферы трохофоры

fh - постериорно расположенные FMRFамид-положительные нейроны

гипосферы метатрохофоры-нектохеты

fll — РМКРамид-положительные нейроны ларвальных сегментов

fml — медиально расположенные РМ11Рамид-положительные нейроны в области

первого ларвального сегмента

fp — FMRF амид-положительные нейроны в области прототроха

fph — FMRF амид-положительная иннервация глотки

fpg — FMRFaмид-пoлoжитeльныe нейроны параподиальных ганглиев

gb — граница между ганглиями

glands - кожные железы

gsn - медиальные серотонин-положительные нервы нектохеты 1с - латеральные комиссуры метатрохофоры

In — латеральные FMRF амид-положительные волокна сегментарного ганглия med — серотонин-положительные волокна непарного нерва ml — средняя лопасть пс — нервы перистомиальных усов

ni — нотоподиальная лопасть 1 и 2 щетинконосных сегментов взрослого червя пр — нерв прототроха

рсс — постериорные катехоламин-положительные клетки трохофоры phn - фарингеальные нервы рп — нервы пальп

sb — граница между сегментами тела

ее — серотонин-положительные нейроны эписферы трохофоры в/7 — пионерный серотонин-положительный нейрон гипосферы трохофоры в/ - серотонин-положительные нейроны ларвальных сегментов ус — вентральный усик VI - вентральная лопасть у1п - вентральные нервы метатрохофоры УО - невроподиальные выросты нектохеты ура — вентральный параподиальный зачаток — вентральный бугорок

47

4. РЕЗУЛЬТАТЫ

Тело взрослого червя состоит из различных по строению и происхождению сегментов [Старунов и др., 2006]. Второй и третий ларвальные сегменты личинки обнаруживаются в туловищном отделе тела, как первый и второй щетинконосные сегменты. Остальное тело представлено постларвальными сегментами, которые образуются в зоне роста перед пигидием. Здесь сегменты находятся на разных этапах формирования, постепенно достигая своего дефинитивного состояния. Для понимания морфогенетических процессов, происходящих в ходе развития, описание следует начинать с краткой характеристики строения уже сформированных постларвальных сегментов и их ганглиев.

Оба изученных вида обладают очень схожим внутренним строением. Поэтому дальнейшее изложение применимо как к А1Ша уггет, так и к Р1а1упеге18 с1итегИи. Отличия, где они имеют место, будут охарактеризованы отдельно.

4.1. Строение полностью сформированного постларвального сегмента

4.1.1. Краткая характеристика строения постларвальных туловищных сегментов

Сформированный постларвальный сегмент в поперечном сечении имеет округлые очертания, иногда он несколько уплощен в дорсо-вентральном направлении (рис. 1А). По средней линии тела с вентральной стороны червя проходит бороздка, соответствующая положению брюшной нервной цепочки. По бокам сегмента располагаются двуветвистые параподии со щетинками. Строение параподий постларвальных сегментов было подробно изучено на примере А \1гет [Старунов и др., 2006].

DV

^^ / i/i /-— /

- -л*.. / '

Заключение диссертации по теме «Зоология», Старунов, Виктор Вячеславович

7. ВЫВОДЫ

1. Обнаружена пространственная дорсо-вентральная регионализация ганглия туловищного сегмента Nereididae в отношении распределения серотонинергических нейронов и ростро-каудальная регионализация в отношении FMRF амид- и катехоламинергических нейронов.

2. Строение и иннервация пигидия Nereididae не соответствует классическим представлениям о пигидии полихет. В нем содержится целом и мускульные элементы. Иннервация пигидиального отдела представлена терминальными отделами брюшных нервных стволов с разветвленными отростками и циркумпигидиальном нервным кольцом.

3. Строение ганглиев ларвальных и постларвальных сегментов Nereididae, несмотря на схожесть начальных этапов формирования, различно. Обнаружены существенные несоответствия в количестве и распределении нейронов в ганглиях ларвальных и постларвальных сегментов. Полученные результаты согласуются с концепцией П.П. Иванова о первичной гетерономности сегментов у аннелид.

4. Развитие нервной системы Nereididae начинается с образования серотонин-положительного нейрона в гипосфере личинки и РМ1*Рамидергических нейронов в апикальном органе. Дифференцировка нейронов ганглиев ларвальных сегментов личинки происходит в ростро-каудальном направлении на основе каркаса противоположно-направленных отростков пионерного серотонин-положительного нейрона.

5. В состав тела личинки Nereididae входят четыре ларвальных сегмента: сильно эмбрионизированный «нулевой», а также хорошо развитые первый, второй и третий ларвальные сегменты.

175

8. БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает глубокую благодарность ЦКП «Хромас», сотрудникам кафедры цитологии и гистологии за предоставленную возможность работы на оборудовании, а также сотрудникам лаборатории экспериментальной цитологии БиНИИ СПбГУ за возможность работать на базе лаборатории, предоставленный материал и ценные советы при написании. Особую благодарность выражаю О.Б. Лавровой за неоценимую всестороннюю помощь в разрешении различных вопросов при выполнении и написании работы.

Автор благодарен В.А. Крапивину, Г.К. Федорову и К.В. Шунькиной за помощь в сборе материала. Также автор благодарит проф., д.б.н. за помощь при изучении материала и поддержку при

Ю.В. Мамкаева выполнении исследования. Отдельную благодарность выражаю доц., к.б.н. И.А. Тихомирову сыгравшему важную роль в становлении моего научного мировоззрения. Также выражаю благодарность зав. лаборатории эволюционной морфологии Зоологического института РАН, д.б.н. О.В. Зайцевой, и д.б.н. Е.Е. Воронежской (Институт биологии развития РАН) за помощь и ценные советы, данные в процессе написания диссертации.

Отдельно выражаю глубокую благодарность своему научному руководителю, д.б.н., проф. Г.С. Опосареву за терпение, помощь и всестороннюю поддержку, оказанную при выполнении исследования и написании диссертации.

Работа поддержана грантами РФФИ (06-04-48544-а), РФФИ (09-04-01309-а), РФФИ (09-04-10108-к) и РФФИ (10-04-10039-к).

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Суммируя полученные данные, следует отметить несколько важных моментов. Ганглий брюшной нервной цепочки состоит из определенного количества нейронов, расположение которых строго детерминировано. Первые два щетинконосных сегмента по своему происхождению являются вторым и третьим ларвальными сегментами. Строение ганглиев и параподий этих сегментов отличается от последующих. Таким образом, строение ларвальных и поетларвальных сегментов существенно различается. Данное утверждение хорошо согласуется с теорией первичной гетерономности сегментов П.П. Иванова.

С другой стороны, параподии на ларвальных и поетларвальных сегментах изначально имеют сходное строение. При сравнении развития параподий на ларвальных и поетларвальных сегментах видно, что исчезновению подвергаются те части ларвальной параподии, которые в морфогенезе постларвальной параподии формируются позже всего. В развитии туловищного мозга также обнаруживаются сходные черты. Так закладка ганглиев ларвальных сегментов происходит не единовременно, а последовательно в передне-заднем направлении, что характерно для постларвального роста. Схожи и начальные этапы развития серотонин- и катехоламинергической систем ганглиев ларвальных и поетларвальных сегментов. Следовательно, различия между ларвальными и постларвальными сегментами можно считать чисто онтогенетическими [Иванова-Казас, 1978]. Наличие первичной гетерономности может отражать процесс разделения изначально единой программы развития сегмента на ларвальную и постларвальную.

В литературе существуют противоречивые мнения относительно сущности ларвальных и поетларвальных сегментов. Вслед за О.М. Ивановой-Казас [Иванова-Казас, 1978] мы считаем, следует говорить не о более старых или молодых сегментах, но о древнем или новом способе их формирования. Исходя из результатов данного исследования и анализа литературы мы склоняемся к стробиляционной гипотезе образования сегментированного тела. Вероятно, изначально не доведенное до конца деление привело к появлению организмов, состоящих из небольшого числа метамер. Позднее, возможно, вследствие повторного включения механизмов деления, сформировалась постоянно действующая зона роста, добавляющая новые метамеры в передне-заднем направлении. Похожая ситуация наблюдается у олигохет, бесполое размножение которых является, по всей видимости, регулируемой активацией регенерационных процессов [Ве1у, \Vray, 2001]. Так, вероятно, произошло разделение способов формирования ларвальных и постларвальных сегментов на основе изначально единого механизма образования новых метамер.

Специализация передних сегментов тела нереидид привела к превращению параподий двух сегментов в перистомиальные усы. Со временем произошло слияние этих сегментов с образованием перистомиума и значительной редукцией переднего сегмента. Следовательно, в развитии нереидид изначально закладывается не три, как считалось ранее, а четыре ларвальных сегмента. Самый передний - так называемый нулевой сегмент не формирует параподий, а сразу дает начало перистомиальнм усам. Далее и первый ларвальный сегмент повторяет его судьбу. Формируется слитное образование - перистомиум, составленное из двух ларвальных сегментов. Это настоящий перистомиум в определении Беклемишева.

174

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Старунов, Виктор Вячеславович, 2011 год

9. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Бакаленко Н.И., Кулакова М.А., Новикова Е.Л., Михайлова К.А, Нестеренко А.Ю., Андрееева Т.Ф. Нох-тевы Nereis virens: генетический контроль становления передне-задней оси тела нектохеты и взрослого животного // VII научная сессия Морской Биологической Станции Санкт-Петербургского государственного университета. Тезисы докладов, 2006. С. 92-93.

2. Бакаленко Н.И. и др. Экспрессия гомеобокссодержащих генов Nvi-Hox2, Nvi-НохЗ и Nvi-Cad в субтерминальной зоне роста полихеты Nereis virens П Международная научная конференция "Каспар Фридрих Вольф и современная биология развития" 24-25 ноября 2009. СПб., 2009. С. 30-31.

3. Бакаленко Н.И., Новикова Е.Л., Кулакова М.А. Экспрессия генов Нох кластера в постларвальном развитии и при регенерации Alitta (Nereis) virens и Platynereis dumerilii (Annelida, Polychaeta) // Всероссийская конференция «Морфогенез в индивидуальном и историческом развитии». М.: ПИН РАН, 2011.

4. Беклемишев В.Н. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных. Т. 1. Проморфология. М.: Наука, 1964. с. 432.

5. Бубко О.В., Миничев Ю.С. Нервная система Oweniidae (Polychaeta) // Зоологический журнал. 1972. № 51. С. 1288-1298.

6. Бубко О.В., Миничев Ю.С. Нервная система личинок полихет // Труды Петергофского биологического института. 1978. № 26. С. 37-50.

7. Бубко О.В., Миничев Ю.С., Львова Т.Г., Кулаковский Э.Е. Развитие нервной системы Nephtys minuta (Polychaeta) // Зоологический журнал. 1979. №63. С. 949-958.

8. Воронежская Е.Е., Ивашкин Е.Г. Пионерные нейроны: основа или ограничивающий фактор разнообразия нервных систем Lophotrochozoa? // Онтогенез. 2010. № 41. С. 403-413.

9. Евдонин JI.A. Холин- и моноаминергические нейроны многощетинковых червей // Многощетинковые черви. Морфология, систематика, экология / под ред. Скарлато O.A. Л., 1986. С. 30-34.

10. Жирков И.А. Полихеты Северного Ледовитого океана. М.: Янус-К, 2001. 632 с.

11. Иванов П.П. Общая и сравнительная эмбриология. М.: Биомедгиз, 1937. 809 с.

12. Иванов П.П. Первичная и вторичная метамерия тела // Журнал общей биологии. 1944. № 5. С. 61-95.

13. Иванова-Казас О.М. Современное состояние теории первичной гетерономности сегментов // Зоологический журнал. 1978. № LVTI. С. 1605-1617.

14. Короткова Г.П. Регенерация животных. С-Пб.: Издательство СПбГУ, 1997. с. 480.

15. Корчагина Н.М., Андреева Т.Ф., Дондуа А.К. Исследование кластерной организации Яох-генов полихеты Nereis virens II Вестник СПбГУ Сер.З. 2001. №2. С. 138-141.

16. Кулакова М.А., Новикова Е.Л, Елисеева Е.В., Андреева Т.Ф. Экспрессия генов Нох-кластера в постларвальном развитии полихеты Nereis virens в норме и при регенерации // Цитология. 2004. № 46. С. 931-932.

17. Лагутенко Ю.П. Структурная организация туловищного мозга аннелид. Л.: Наука, 1981. с. 128.

18. Лагутенко Ю.П. Клеточная организация нейросомита филлодоцид (Polychaeta, Phyllodocidae) // Исследования фауны морей. 1992. № 43. С. 25-31.

19. Ливанов H.A. Класс полихет (Polychaeta) // Руководство по зоологии. Т. 2. Беспозвоночные: кольчатые черви, моллюски. Л., 1940. С. 10-136.

20. Малахов В.В. Происхождение билатерально-симметричных животных (Bilateria) //Журнал общей биологии. 2004. № 65. С. 371-388.

21. Миничев Ю.С., Бубко О.В. Некоторые особенности эволюции нервного аппарата трохофорных животных // Зоологический журнал. 1973. № 52. С. 637-648.

22. Миничев Ю.С., Бубко О.В. Анатомические особенности нервной системы кольчатых червей (Annelida) // Труды Петергофского биологического института1. 1978. №26. С. 17-36.

23. Миничев Ю.С., Бубко О.В. Нервная система трохофоры Harmothoe imbricata (Polychaeta) (к вопросу о наличии у личинок трохофорных животных ортогона) // Зоологический журнал. 1995. № 74. С. 49-57.

24. Незлин Л.П. Золотой век сравнительной морфологии: лазерная сканирующая микроскопия и нейрогенез трохофорных животных // Онтогенез. 2010. № 41. С. 370-380.

25. Новикова Е.Л., Бакаленко Н.И., Старунов В.В., Кулакова М.А. Динамика экспресии Лох-генов полихеты Nereis virens при каудальной регенерации // Международная научная конференция "Каспар Фридрих Вольф и современная биология развития" 24-25 ноября 2009. СПб., 2009. С. 50-52.

26. Пунин М.Ю. Гистологическая организация кишечных эпителиев приапулид, брахиопод, двустворчатых моллюсков и полихет. СПб.: Наука, 1991.248 с.

27. Пунин М.Ю. Кишечная регуляторная система беспозвоночных животных и ее предполагаемая функция у многоклеточных / под ред. Алимов А.Ф. Санкт-Петербург, 2001. 166 с.

28. Роскин Г.И. Микроскопическая техника. М.: Советская наука, 1946. 328 с.

29. Свешников В.А. Морфология личинок полихет. М.: Наука, 1978. с. 125.

30. Старобогатов Я.И. Являются ли полихеты единым классом или собранием нескольких типов животных // Исследования фауны морей 43(51).

Многощетинковые черви и их экологическое значение. 1992. С. 69-95.

31. Старунов В.В. Строение пигидия и зоны роста у Nereis virens II XVII международная научная конференция студентов, аспирантов и молодых ученых "Ломоносов-2010." Москва, 2010. С. 131.

32. Старунов В.В., Лаврова О.Б. Серотонинэргические клетки в брюшной нервной цепочке полихет Nereis virens (Nereididae) и Phyllodoce groenlandica (Phyllodocidae) // XI научная сессия морской биологической станции Санкт-Петербургского Государственного Университета. Санкт-Петербург, 2010. С. 46-47.

33. Старунов В.В., Лаврова О.Б. Серотонин и ГМЕРамидергические нейроны в ганглии брюшной нервной цепочки у полихет Platynereis dumerilii и Phyllodoce groenlandica II Современные проблемы эволюционной морфологии животных / под ред. О.Н. Пугачева. СПб: ЗИН РАН, 2011. С. 326-329.

34. Старунов В.В., Тихомиров И.А. Развитие параподий Nereis virens (Sars, 1835) II проблемы эволюционной морфологии животных. Санкт-Петербург, 2006а. С. 112-113.

35. Старунов В.В., Тихомиров И.А. Развитие постларвальных параподий Nereis virens (Sars, 1835) I I VII научная сессия морской биологической станции Санкт-Петербургского Государственного Университета. Санкт-Петербург, 20066. С. 75-76.

36. Старунов В.В., Тихомиров И.А. Развитие параподий Nereis virens Sars, 1835 (Annelida: Polychaeta: Nereididae) // Труды С-Петербургского общества естествоиспытателей. Серия 1. 2009. № 97. С. 103-109.

37. Старунов В.В., Тихомиров И.А., Сотникова Е.В. Развитие ларвальных и постларвальных параподий полихеты Nereis virens (Sars, 1835). Annelida: Polychaeta: Nereididae II Вестник СПбГУ Сер.З. 2006. № 4. С. 53-60.

38. Старунов В.В., Тихомиров И.А., Лаврова О.Б. Строение пигидия Nereis

virens (Sars, 1835) // VIII научная сессия морской биологической станции Санкт-Петербургского Государственного Университета. Санкт-Петербург, 2007. С. 67-68.

39. Старунов В.В., Тихомиров И.А., Лаврова О.Б. Изучение строения пигидия полихеты Nereis virens методами конфокальной микроскопии // Международный научно-методический семинар "современные методы микроскопии в исследовании живых систем". Санкт-Петербург, 2008. С. 38.

40. Старунов В.В., Лаврова О.Б., Тихомиров И.А. Морфологическое исследование клеточных источников роста полихеты Nereis virens // X научная сессия морской биологической станции Санкт-Петербургского Государственного Университета. Санкт-Петербург, 2009. С. 53-54.

41. Старунов В.В., Лаврова О.Б., Тихомиров И.А. Первичная гетерономность сегментов у полихет и рост Nereis virens II Вестник СПбГУ Сер.З. 2010. №2. С. 13-19.

42. Ушакова О.О., Евдонин Л.А. Архитектоника нервной системы личиночных стадий Nereis virens Sars (Polychaeta, Nereidae) // Многощетинковые черви. Морфология, систематика, экология. 1985. С. 128-132.

43. Ушакова О.О., Евдонин Л.А. Архитектоника нервной системы в личиночном развитии многощетинковых червей // Нервная система морских беспозвоночных. Л., 1988. С. 78-93.

44. Хлебович В.В. Многощетинковые черви семейства Nereididae морей России и сопредельных вод // Фауна России и сопредельных стран. Многощетинковые черви. Т. 3. СПб.: Наука, 1996. с. 224.

45. Шунькина К.В., Старунов В.В. Некоторые данные о строении нервной системы пресноводной мшанки Cristatella mucedo (Cuvier, 1798) // Современные проблемы эволюционной морфологии животных. Материалы школы для молодых специалистов и студентов к 105-летию со дня

рождения академика A.B. Иванова. Санкт-Петербург, 2011. С. 144-146

46. Щербинина М.А., Андреева Т.Ф., Дондуа А.К. Экспрессия Яох-генов у полихеты Nereis virens II Вестник СПбГУ Сер.З. 2000. № 2. С. 142-144.

47. Äkesson В. On the Nervous System of the Lopadorhynchus Larva (Polychaeta) //Arkiv För Zoologi. 1967a. V. 20. P. 55-78.

48. Äkesson В. The embryology of Polychaete Eunice cobiensis II Acta Zoologica. 1967b. V. 48. P. 141-192.

49. Anderson D. The embryology of the polychaete Scoloplos armiger // QJ Microsc. Sei. 1959. V. 100. P. 89-166.

50. Anderson D. The comparative embryology of the Polychaeta // Acta Zoologica. 1966. V. 47. P. 1-42.

51. Andreeva T.F., Kuk C., Korchagina N.M., Eikern M., Dondua A.K. Cloning and analysis of structural organization of Hox genes in the Polychaete Nereis virens I I Ontogenez. 2001. V. 32. P. 225-233.

52. Arendt D., Tessmar-Raible K., Snyman H., Dorresteijn A.W., Wittbrodt J. Ciliary photoreceptors with a vertebrate-type opsin in an invertebrate brain // Science (New York, N.Y.). 2004. V. 306. P. 869-871.

53. Arendt D., Hausen H., Purschke G. The "division of labour" model of eye evolution // Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 2009. V. 364. P. 2809-2817.

54. Azmitia E.C. Evolution of Serotonin: Sunlight to Suicide // Handbook of the Behavioral Neurobiology of Serotonin / ed. C.P. Müller, B.L. Jacobs. Elsevier, 2010. P. 3-22.

55. Banse К. Über Morphologie und Larvalentwicklung von Nereis (Neanthes) succinea (Leuckart) 1847 (Polychaeta errantia) II Zoologische Jahrbücher Abteilung fiier Anatomie und Ontogenie Tiere. 1954. V. 74. P. 160-171.

56. Bass N.R., Brafield A.E. The Life-Cycle of the Polychaete Nereis virens П

Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 1972. V. 52. P. 701-726.

57. Bely E., Wray G. Evolution of regeneration and fission in annelids: insights from engrailed- and orthodenticle-class gene expression // Development (Cambridge, England). 2001. V. 128. P. 2781-2791.

58. Berkeley E., Berkeley C. Micronereis nanaimoensis sp. n.: with some Notes on its Life-History I I Journal of the Fisheries Research Board of Canada. 1953. V. 10. P. 85-95.

59. Boilly B. Origine de mesoderme dans la régénération postérieure chez Syllis arnica Quatrefages (Annélide Polychète) Il C. R. Acad. Sci. Groupe 12. 1965. V. 261. P. 1561-1564.

60. Boilly B. Origine des cellules régénératrices chez Nereis diversicolor O. F. Mtiller (Annelide Polychete) Il Development Genes and Evolution. 1969. V. 162. P. 286-305.

61. Brinkmann N., Wanninger A. Larval neurogenesis in Sabellaria alveolata reveals plasticity in polychaete neural patterning // Evolution & development. 2008. V. 10. P. 606-618.

62. Brinkmann N., Wanninger A. Neurogenesis suggests independent evolution of opercula in serpulid polychaetes // BMC evolutionary biology. 2009. V. 9. Iss. 270. P 1-13.

63. Brooke N.M., Garcia-Fernàndez J., Holland P.W. The ParaHox gene cluster is an evolutionary sister of the Hox gene cluster // Nature. 1998. V. 392. P. 920-922.

64. Bullock T.H., Horridge G.A. Structure and function in the nervous systems of invertebrates. 1965. Vol. 2. San Francisco: WH Freeman, 798 p.

65. Cazaux C. Etude morphologique du développement larvaire d'Annélides Polychètes (bassin d'Arcachon) II. Phyllodocidae, Syllidae, Nereidae // Arch, zool. exptl. gén. 1969. Y. 110. P. 145-202.

66. Clark M.E. Histochemical Localization of Monoamines in the Nervous System of the Polychaete Nephtys II Proceedings of the Royal Society Ser. B: Biological Sciences. 1966. V. 165. P. 308-325.

67. Clark R.B. The influence of size on the structure of the brain of Nephtys II Zool. Jahrb. Physiol. 1957. V. 67. P. 261-282.

68. Clark M.E., Clark R.B. Growth and regeneration in Nephtys // Zool. Jahrb. Physiol. 1962. V. 70, P. 271-315.

69. Combaz A., Boilly B. Étude expérimentale et histologique de la régénération caudale en l'absence de chaîne nerveuse chez les Nereidae (Annélides Polychètes) // C. R. Acad Sci. série D. 1970. V. 271. P. 92-95.

70. Combaz A., Boilly B. Influence de la chaîne nerveuse sur la régénération caudale de Nereis diversicolor O.F. Muller (Annélide Polychète) // Annales d'Embryologie, de Morphogenése. 1974. V. 7. P. 171-197.

71. Copf T., Schroder R., Averof M. Ancestral role of caudal genes in axis elongation and segmentation // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2004. V. 101. P. 17711-17715.

72. Croll R.P., Voronezhskaya E.E. Hiripi L., Elekes K. Development of catecholaminergic neurons in the pond snail, Lymnaea stagnalis: II. Postembryonic development of central and peripheral cells // The Journal of comparative neurology. 1999. V. 404. P. 297-309.

73. Dales R.P. The reproduction and larval development of Nereis diversicolor O.F. Muller // J. mar. boil. Ass. U.K. 1950. V. 29. P. 321-360.

74. Dhainaut-Courtois N. Étude en microscopie électronique et en fluorescence des médiateurs chimiques du système nerveux des Nereidae (Annélides Polychètes) // Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 1972. V. 126. P. 90-103.

75. Dhainaut-Courtios, N. Localisation en microscopies photonique et électronique de l'activité cholinestérasique chez un Invertébré marin (Nereis pelagica L.,

Annélide, polychéte) // C.R. Acad. Sci. Paris. Ser. D. 1977. V. 284. P 941-944.

76. Dhainaut-Courtois N. Étude cytophysiologique des systèmes monoaminergiques et cholinergique des Nereis (Annélides Polychètes). II. Système nerveux central //Arch. Biol. 1979. V. 90. P. 273-288.

77. Dhainaut-Courtois N., Tramu G., Beauvillain J.C., Masson M. A qualitative approach of the Nereis neuropeptides by use of antibodies to several vertebrate peptides //Neurochemistry international. 1986. V. 8. P. 327-338.

78. Díaz-Miranda L., Escalona de Motta G., García-Arrarás J.E. Localization of neuropeptides in the nervous system of the marine annelid Sabellastarte magnifica // Cell and tissue research. 1991. V. 266. P. 209-217.

79. Díaz-Miranda L., de Motta G.E., García-Arrarás J.E. Monoamines and neuropeptides as transmitters in the sedentary polychaete Sabellastarte magnifica: actions on the longitudinal muscle of the body wall // The Journal of experimental zoology. 1992. V. 263. P. 54-67.

80. Dorresteijn A. Cell lineage and gene expression in the development of polychaetes //Hydrobiologia. 2005. V. 535/536. P. 1-22.

81. Dorsett D. The sensory and motor innervation of Nereis II Proceedings of the Royal Society of London. Series B,. 1964. V. 159. P. 652-667.

82. Durchon M. Influence du cerveau sur les processus de régénération caudale chez les Néréidiens (Annélides Polychètes) // Archives de Zoologie expérimentale et générale. 1956. V. 94. P. 1-9.

83. Fischer A., Dorresteijn A. Culturing Platynereis dumerilii. [Электронный ресурс]. URL: http://www.uni-giessen.de/~gfl307/breeding.htm (дата обращения: 01.08.2011)

84. Fischer A., Dorresteijn A. The polychaete Platynereis dumerilii (Annelida): a laboratory animal with spiralian cleavage, lifelong segment proliferation and a mixed benthic/pelagic life cycle // BioEssays: news and reviews in molecular, cellular and developmental biology. 2004. V. 26. P. 314-325.

85. Fischer A.H., Henrich T., Arendt D. The normal development of Platynereis dumerilii (Nereididae, Annelida) // Frontiers in zoology. 2010. V. 7. P. 1-31.

86. Forest D.L., Lindsay S.M. Observations of serotonin and FMRFamide-like immunoreactivity in palp sensory structures and the anterior nervous system of spionid polychaetes // Journal of morphology. 2008. V. 269. P. 544-551.

87. Frobius A.C., Seaver E.C. ParaHox gene expression in the polychaete annelid Capitella sp. I // Development genes and evolution. 2006. V. 216. P. 81-88.

88. Fujii K., Ohta N., Sasaki T., Sekizawa Y., Yamada C., Kobayashi H. Immunoreactive FMRFamide in the Nervous System of the Earthworm, Eisenia foetida: Endocrinology//Zoological science. 1989. V. 6. P. 951-961.

89. Fujii K., Takeda N. Phylogenetic detection of serotonin immunoreactive cells in the central nervous system of invertebrates // Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Comparative Pharmacology. 1988. V. 89. P. 233-239.

90. Gardner C.R., Walker R.J. The roles of putative neurotransmitters and neuromodulators in annelids and related invertebrates // Progress in Neurobiology. 1982. V. 18. P. 81-120.

91. Gilpin-Brown J.B. The reproduction and larval development of Nereis fucata II J. mar. boil. Ass. U.K. 1959. V. 38. P. 65-80.

92. Goto A., Kitamura K., Arai A., Shimizu T. Cell fate analysis of teloblasts in the Tubifex embryo by intracellular injection of HRP // Development, growth & differentiation. 1999a. V. 41. P. 703-713.

93. Goto A., Kitamura K., Shimizu T. Cell lineage analysis of pattern formation in the Tubifex embryo. I. Segmentation in the mesoderm // The International journal of developmental biology. 1999b. V. 43. P. 317-327.

94. Grimmelikhuijzen C.J., Westfall J.A. The nervous systems of cnidarians // The nervous systems of invertebrates: an evolutionary and comparative approach / ed. Olaf Breidbach, Wolfram Kutsch. Basel: Birkhauser Verlag, 1995. P. 7-24.

95. Hamaker J.I. The nervous system of Nereis virens Sars: a study in comparative

neurology//Bul. Mus. Comp. Zool. Harv. 1898. V. XXXII. P. 89-124.

96. Hay-Schmidt A. The Larval Nervous System of Polygordius lacteus Scheinder, 1868 (Polygordiidae, Polychaeta): Immunocytochemical Data // Acta Zoologica. 1995. V. 76. P. 121-140.

97. Herlant-Meewis H., Nokin A. Cicatrisation et premiers stades de régénération pygidiale chez Nereis diversicolor II Annls Soc. r. zool. Belg. 1963. V. 93. P. 137-154.

98. Hessling R., Müller M.C., Westheide W. CLSM analysis of serotonin-immunoreactive neurons in the central nervous system of Nais variabilis, Slavina appendiculata and Stylaria lacustris (Oligochaeta: Naididae) // Hydrobiologia. 1999. V. 406. P. 223-233.

99. Hessling R., Purschke G. Immunohistochemical (cLSM) and ultrastructural analysis of the central nervous system and sense organs in Aeolosoma hemprichi (Annelida, Aeolosomatidae) // Zoomorphology. 2000. V. 120. P. 65-78.

100. Hessling R., Westheide W. CLSM analysis of development and structure of the central nervous system of Enchytraeus crypticus ("Oligochaeta", Enchytraeidae) 11 Zoomorphology. 1999. V. 119. P. 37-47.

101. Hill S.D. Origin of the Regeneration Blastema in Polychaete Annelids // Integrative and Comparative Biology. 1970. V. 10. P. 101-112.

102. Hofmann D. Untersuchungen zur regeneration des hinterendes bei Platynereis dumerilii (Audouin et Milne-Edwards) (Annelida, Polychaeta) // Zool. Jb. Abt. Allg. Zool. Physiol. 1966. V. 72. P. 374-430.

103. Holland P.W. Beyond the Hox: how widespread is homeobox gene clustering? // Journal of anatomy. 2001. V. 199. P. 13-23.

104. Hui J., Raible F., Korchagina N., Dray N, Samain S., Magdelenat G., Jubin C., Segurens B., Balavoine G., Arendt D., Ferrier D.E.K. Features of the ancestral bilaterian inferred from Platynereis dumerilii ParaHox genes // BMC biology. 2009. V. 7. p. 43.

105. Hulsebosch C.E., Bittner G.D. Morphology and number of neurons in two species of polychaetes // The Journal of comparative neurology. 1981. V. 198. P. 65-75.

106. Iwanoff P. Die entwicklung der larvalsegmente bei den anneliden // Zoomorphology. 1928. V. 10. P. 62-161.

107. Kirschstein R.L., Skirboll L.R. Stem cells: scientific progress and future research directions. National Institutes of Health, Dept. of Health and Human Services, 2001. 222 p.

108. Korchagina N.M., Bakalenko N.I., Novikova E.L., Kulakova M.A. Akam M.E., Andreeva T.F. Characteristics of //ox-genes expression in the postlarval development of Nereis virens. Perspectives on the Evolution of Animal Form // Final session of Zoonet network. Cambrige: Cambridge University Press, 2008. P. 13.

109. Kourakis M.J., Master V.A., Lokhorst D.K., Nardelli-Haefliger D., Wedeen C.J., Martindale M.Q., Shankland M. Conserved anterior boundaries of Hox gene expression in the central nervous system of the leech Helobdella II Developmental biology. 1997. V. 190. P. 284-300.

110. Krajniak K.G., Greenberg M.J. The localization of FMRFamide in the nervous and somatic tissues of Nereis virens and its effects upon the isolated esophagus // Comparative biochemistry and physiology. C, Comparative pharmacology and toxicology. 1992. Y. 101. P. 93-100.

111. Kulakova M. A., Kostyuchenko R.P., Andreeva T.F., Dondua A.K. The abdominal-B-like gene expression during larval development of Nereis virens (polychaeta) // Mechanisms of development. 2002. V. 115. P. 177-179.

112. Kulakova M. A., Bakalenko N., Novikova E., Cook C.E., Eliseeva E., Steinmetz P.R.H., Kostyuchenko R.P., Dondua A., Arendt D., Akam M., Andreeva T. Hox gene expression in larval development of the polychaetes Nereis virens and Platynereis dumerilii (Annelida, Lophotrochozoa) // Development genes and

evolution. 2007. V. 217. P. 39-54.

113. Kulakova M. A., Cook C.E., Andreeva T.F. ParaHox gene expression in larval and postlarval development of the polychaete Nereis virens (Annelida, Lophotrochozoa) // BMC developmental biology. 2008. V. 8. P. 61.

114. Lacalli T. Structure and organization of the nervous system in the trochophore larva of Spirobranchus // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 1984. V. 306. P. 79-135.

115. Lacalli T.C. The larval reticulum in Phyllodoce (Polychaeta, Phyllodocida) // Zoomorphology. 1988. V. 108. P. 61-68.

116. Lent C.M. Serotonergic modulation of the feeding behavior of the medicinal leech // Brain research bulletin. 1985. V. 14. P. 643-55.

117. Lindvall O., Bjorklund A. The glyoxylic acid fluorescence histochemical method: a detailed account of the methodology for the visualization of central catecholamine neurons //Histochemistry. 1974. V. 39. P. 97-127.

118. Lopez-Vera E., Aguilar M.B., Heimer de la Cotera E.P. FMRFamide and related peptides in the phylum mollusca // Peptides. 2008. V. 29. P. 310-317.

119. Manaranche R., L'Hermite P. Etude des Amines Biogenes de Glycera convoluta K. (Annelide Polychete) // Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 1973. V. 137. P. 21-36.

120. Manton S. Studies on the Onychophora. VII. The early embryonic stages of Peripatopsis, and some general considerations concerning the morphology and phylogeny of the Arthropoda // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 1949. V. 233. P. 483-580.

121. McDougall C., Chen W.-C., Shimeld S.M., Ferrier D.E.K. The development of the larval nervous system, musculature and ciliary bands of Pomatoceros lamarckii (Annelida): heterochrony in polychaetes // Frontiers in zoology. 2006. V. 3. P. 16.

122. Miron M.J., Anctil M. Serotoninlike immunoreactivity in the central and

peripheral nervous system of the scale worm Harmothoe imbricata (Polychaeta) I I The Journal of comparative neurology. 1988. V. 275. P. 429-440.

123. Myhrberg H.E. Monoaminergic Mechanisms in the Nervous System of Lumbricus terrestris (L.) // Cell & Tissue Research. 1967. V. 81. P. 311-343.

124. Miiller M.C.M., Westheide W. Comparative analysis of the nervous systems in presumptive progenetic dinophilid and dorvilleid polychaetes (Annelida) by immunohistochemistry and cLSM //Acta Zoologica. 2002. V. 83. P. 33-48.

125. Nardelli-Haefliger D., Shankland M. Lox2, a putative leech segment identity gene, is expressed in the same segmental domain in different stem cell lineages // Development (Cambridge, England). 1992. V. 116. P. 697-710.

126. Nezlin L.P., Voronezhskaya E.E. Novel, posterior sensory organ in the trochophore larva of Phyllodoce maculata (Polychaeta) // Proceedings. Biological sciences / The Royal Society. 2003. V. 270 Supp. 1. P. SI59-62.

127. Nielsen C. Trochophora larvae: cell-lineages, ciliary bands, and body regions. 1. Annelida and Mollusca // Journal of experimental zoology. Part B, Molecular and developmental evolution. 2004. V. 302. P. 35-68.

128. Nielsen C. Trochophora larvae and adult body regions in annelids: some conclusions // Hydrobiologia. 2005. V. 535/536. P. 23-24.

129. Nusbaum J. Weitere Regenerationsstudien an Polychaeten. liber Regeneration von Nereis diversicolor IIZ. Wiss. Zool. 1908. V. 89. P. 109-163.

130. Orrhage L., Miiller M.C.M. Morphology of the nervous system of Polychaeta (Annelida) // Hydrobiologia. 2005. V. 535-536. P. 79-111.

131. Paulus T., Miiller M.C.M. Cell proliferation dynamics and morphological differentiation during regeneration in Dorvillea bermudensis (Polychaeta, Dorvilleidae) // Journal of morphology. 2006. V. 267. P. 393-403.

132. Porchet M., Dhainaut-Courtois N. Neuropeptides and monoamines in annelids // Neurohormones in Invertebrates / ed. M.C. Thomdyke, G. Goldsworthy. Cambrige: Cambridge University Press, 1988. P. 219-234.

133. Price D., Greenberg M.J. Structure of a molluscan cardioexcitatory neuropeptide // Science. 1977. V. 197. P. 670-671.

134. Price D.A., Greenberg M.J. The hunting of the FaRPs: the distribution of FMRFamide-related peptides // The Biological Bulletin. 1989. V. 177. P. 198205.

135. Prud'homme B., de Rosa R., Arendt D., Julien J.F., Pajaziti R., Dorresteijn A.W.C., Adoutte A., Wittbrodt J., Balavoine G. Arthropod-like Expression Patterns of engrailed and wingless in the Annelid Platynereis dumerilii Suggest a Role in Segment Formation // Current Biology. 2003. V. 13. P. 1876-1881.

136. Reglodi D., Slezak S., Lubics A., Szelier M., Elekes K., Lengvari I. Distribution of FMRFamide-like immunoreactivity in the nervous system of Lumbricus terrestris I I Cell and tissue research. 1997. V. 288. P. 575-582.

137. Reish D.J. The life history and ecology of the polychaetous annelid Nereis grubei (Kinberg) // Occ. Pap. Allan Hancock Fdn. 1954. V. 14. P. 1-46.

138. Reish D.J. The life history of polychaetous annelid Neanthes caudata (delle Chiaje) including a summary of development of nereid family // Pacif. Sci. 1957. V. 2. P. 216-228.

139. Rosa de R., Prud'homme B., Balavoine G. Caudal and even-skipped in the annelid Platynereis dumerilii and the ancestry of posterior growth // Evolution & development. 2005. V. 7. P. 574-587.

140. Schlawny A., Hamann T., Miiller M. A., Pfannenstiel H.-D. The catecholaminergic system of an annelid (Ophryotrocha puerilis, Polychaeta) // Cell and Tissue Research. 1991. V. 265. P. 175-184.

141. Seaver E.C., Thamm K., Hill S.D. Growth patterns during segmentation in the two polychaete annelids, Capitella sp. and Hydroides elegans: comparisons at distinct life history stages // Evolution & development. 2005. V. 7. P. 312-326.

142. Shimizu T., Nakamoto A. Segmentation in Annelids: Cellular and Molecular Basis for Metameric Body Plan // Zoological Science. 2001. V. 18. P. 285-298.

143. Siegel G.J. Basic neurochemistry / ed. G.J. Siegel. Oxford: Elsevier Academic Press, 2006. V. 7. 992 p.

144. Smith J.E. The nervous anatomy of the body wall segments of Nereidid polychaetes // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. B, Biological Sciences. 1957. V. 240. P. 135-196.

145. Smith S. A., Nason J., Croll R.P. Distribution of catecholamines in the sea scallop, Placopecten magellanicus II Canadian Journal of Zoology. 1998. V. 76. P. 1254-1262.

146. Sporhase-Eichmann U., Gras H., Schurmann F.-W. Patterns of serotonin-immunoreactive neurons in the central nervous system of the earthworm Lumbricus terrestris L. I. Ganglia of the ventral nerve cord // Cell and tissue research. 1987a. V. 249. P. 601-614.

147. Sporhase-Eichmann U., Gras H., Schurmann F.-W. Patterns of serotonin-immunoreactive neurons in the central nervous system of the earthworm Lumbricus terrestris L. II. Rostral and caudal ganglia // Cell and tissue research. 19876. V. 249. P. 625-632.

148. Steinmetz P.R.H., Zelada-Gonzales F., Burgtorf C., Wittbrodt J., Arendt D. Polychaete trunk neuroectoderm converges and extends by mediolateral cell intercalation // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2007. V. 104. P. 2727-2732.

149. Steinmetz P.R.H., Kostyuchenko R.P. Fischer A., Arendt D. The segmental pattern of otx, gbx, and Box genes in the annelid Platynereis dumerilii II Evolution & development. 2011. V. 13. P. 72-79.

150. Tessmar-Raible K., Raible F., Christodoulou F., Guy K., Rembold M., Hausen H., Arendt D. Conserved sensory-neurosecretory cell types in annelid and fish forebrain: insights into hypothalamus evolution // Cell. 2007. V. 129. P. 1389-1400.

151.Tzetlin A.B., Filippova A.V. Muscular system in polychaetes (Annelida) //

Hydrobiologia. 2005. V. 535-536. P. 113-126.

152. Voronezhskaya E.E., Tyurin S.A., Nezlin L.P. Neuronal development in larval chiton Ischnochiton hakodadensis (Mollusca: Polyplacophora) I I The Journal of Comparative Neurology. 2002. V. 444. P. 25-38.

153. Voronezhskaya E.E., Tsitrin E.B., Nezlin L.P. Neuronal development in larval polychaete Phyllodoce maculata (Phyllodocidae) // The Journal of comparative neurology. 2003. V. 455. P. 299-309.

154. Walker R.J., Holden-Dye L., Franks C.J. Physiological and pharmacological studies on annelid and nematode body wall muscle // Comparative Biochemistry and Physiology. Part C: Pharmacology, Toxicology and Endocrinology. 1993. V. 106. P. 49-58.

155. Walker R.J., Papaioannou S., Holden-Dye L. A review of FMRFamide- and RFamide-like peptides in metazoa // Invertebrate neuroscience: IN. 2009. V. 9. P. 111-153.

156. Weisblat D. A., Huang F.Z. An overview of glossiphoniid leech development // Canadian Journal of Zoology. 2001. V. 79. P. 218-232.

157. Weisblat D., Shankland M. Cell lineage and segmentation in the leech // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. B, Biological Sciences. 1985. V. 312. P. 39.

158. Westheide W., McHugh D., Purschke G. Systematization of the Annelida: different approaches // Hydrobiologia. 1999. V. 402. P. 291-307.

159. Wilson E.B. The cell-lineage of Nereis. A contribution to the cytogeny of the annelid body // Journal of Morphology. 1892. V. 6. P. 361^180.

160. Wilson D.P. The development of Nereis pelagica Linnaeus // J. mar. biol. Ass. U.K. 1932. V. 18. P. 203-217.