Анализ экспрессии Нох-генов в ходе постларвального развития полихеты Alitta virens (Annelida, Lophotrochozoa) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.05, кандидат наук Бакаленко, Надежда Игоревна

• Бакаленко, Надежда Игоревна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Бакаленко, Надежда Игоревна

Содержание

1. Введение

2. Обзор литературы

2.1. Генетические основы эволюции морфогенезов. Нох-гены

2.2. Структурные и функциональные особенности Нох-генов

2.2.1. Структура гомеобокса и гомеодомена

2.2.2. Структурная и функциональная консервативность

2.2.3. Кластерная организация

2.2.4. Коллинеарность

2.2.5. Основные функции: регионализация и спецификация переднезадней оси

2.2.6. Корреляция границ зон экспрессии Нох-генов и границ отделов тела

2.2.7. Постериорное доминирование

2.2.8. Коопции Нох-генов

2.3. Регуляция экспрессии Нох-генов

2.3.1. Регуляция коллинеарной активации Нох-генов

2.3.2. Поддержание экспрессии Нох-генов

2.3.3. Участие некодирующей РНК в регуляции экспрессии Нох-генов

2.4. ЬорЬо^осЬогоа

2.4.1. Разнообразие ЬорЬо^осЬогоа

2.4.2. Общая характеристика спирального дробления

2.4.3. Личинка трохофора

2.4.4. Экспрессия Нох-генов у представителей ЬорЬо^осЬогоа

2.5. Экспрессия Нох-генов у взрослых организмов

2.6. Аннелиды семейства №ге1<Шае как модельные объекты эволюционной

биологии развития

2.6.1. Филогенетическое положение

2.6.2. Развитие представителей семейства №ге1с11с1ае

2.6.3. Постларвальное развитие, внешнее строение тела и нервная система А1Ша \irens

2.6.4. Первичная и вторичная метамерия. Теория первичной гетерономности сегментов

2.6.5. "Модульный" характер развития аннелид

3. Материалы и методы

3.1. Животные

3.2. Фиксация материала

3.3. Клонирование фрагментов 1Му-Нох-генов

3.4. Характеристики рекомбинантной плазмиды T-Easy Vector

3.5. Принцип метода гибридизации in situ

3.6. Приготовление DIG-меченого РНК-зонда

3.7. Гибридизация in situ на тотальных препаратах (Whole mount in situ hybridization

( WMISH)). Протокол работы

3.8. Адаптация метода WMISH для работы с ювенильными червями Alitta virens

3.9. Необходимые контроли

3.10. Рабочие растворы и реагенты

3.11. Анализ результатов гибридизации

4. Результаты

4.1. Экспрессия Nvi-Нох-генов

4.2. Антисмысловые транскрипты

5. Обсуждение

5.1. Коллинеарность экспрессии Нох-генов

5.1.1. Пространственная и временная коллинеарность экспрессии Нох-генов в развитии

Alitta virens

5.1.2. Пространственная и временная коллинеарность экспрессии Нох-генов у аннелид

5.2. Корреляция границ доменов экспрессии с морфологическими границами тела у аннелид

5.3. Ларвальная и постларвальная программы развития аннелид

5.4. Возможные функции Нох-генов Alitta virens в посларвальном развитии

5.4.1. Участие в регионализации сегментов вдоль преднезадней оси тела

5.4.2. Создание и поддержание позиционной информации

5.4.3. Нох-гены в регионализации и спецификации нервной системы

5.4.4. Участие Нох-генов в работе зоны роста

5.4.5. Коопцитарные функции Нох-генов A. virens

5.5. Антисмысловые транскрипты Нох-генов Alitta virens

6. Заключение. Нох-гены н многоступенчатый онтогенез аннелид

7. Выводы

8. Благодарности

9. Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Анализ экспрессии Нох-генов в ходе постларвального развития полихеты Alitta virens (Annelida, Lophotrochozoa)»

1. Введение

Удивительное разнообразие планов организации билатеральных животных обусловлено структурной и регуляторной эволюцией генов, напрямую связанных с процессами морфогенеза. Особенный интерес в этом отношении представляют Нох-гены, играющие ключевую роль в регионализации переднезадней оси билатеральных животных.

Объём наших знания о функциях Нох-генов и даже просто о паттерне их экспрессии не одинаков для разных ветвей Bilateria. Если в пределах Deuterostomia и Ecdysozoa функции Нох-генов подробно исследованы хотя бы на примере позвоночных и членистоногих, то для ветви Lophotrochozoa эти исследования находятся на начальном этапе. Экспрессионный паттерн всех генов Нох-кластера описан в единичных работах, посвященных этой группе животных. Между тем, Lophotrochozoa - группа непревзойдённая по числу разнообразных планов организации тела и очень перспективная для изучения эволюции морфогенезов.

Одним из центральных типов внутри группы Lophotrochozoa является Annelida. Polychaeta традиционно рассматривается как базальнын класс Annelida. Для многих представителей этой группы характерно непрямое развитие, проходящее через стадии не сегментированной трохофорной личинки (это общая черта полихет со многими другими типами Lophotrochozoa) и сегментированной личинки - нектохеты. После метаморфоза большинство аннелид формирует постларвальные сегменты за счёт субтерминальной зоны роста.

Представители различных таксонов подтает обладают различной сегментной морфологией. Среди них есть формы с морфологически сходными сегментами и гетерономно сегментированные формы, у которых сегменты организованы в тагмы. Экспрессия Нох-генов была исследована у двух гетерономно сегментированных полихет — Capitella teleta и Chaetoptems sp. (Irvine and Martindale, 2000; Frobius ct al, 2008). Как и у большинства билатеральных животных, у этих червей границы зон экспрессии Нох-генов соотносятся с морфологическими границами отделов тела. Такой паттерн экспрессии хорошо согласуется с возможной ролью Нох-генов, связанной с морфологической спецификацией сегментов вдоль переднезадней оси.

Наш объект - представитель семейства Nereididae Al it ta virens. Это эррантный гомономно сегментированный червь. В его онтогенезе присутствуют личинки трохофора и нектохета, и многосегментный червь, который растёт большую часть жизни. В геноме Alitta virens содержится весь характерный для Lophotrochozoa набор Нох-генов (de Rosa et al., 1999). Ранее мы исследовали ларвальную экспрессию Нох-генов этой полихеты. Расположение доменов экспрессии Нох-генов вдоль переднезадней оси нектохеты вводит сегментированную личинку нереид в «большой клуб» билатеральных животных, чей план организации

определяется генами Нох-кластера в соответствии с принципом пространственной коллинеарности (Kulakova et al., 2007).

В постларвалыюм развитии Aliita virens формирование новых сегментов в зоне роста продолжается практически в течение всей жизни червя. При этом все постларвальные сегменты остаются морфологически сходными, в теле A. virens нет никаких внешних морфологических границ. Возникает вопрос о возможной роли Нох-генов у подобного животного.

Помимо морфологической гетерономности, у полихет существует также первичная гетерономность сегментов, которая основана на различиях между ларвальными и постларвальными метамерами (Иванов, 1944). Многие исследователи указывают на существенные различия в способе их закладки, строении и способности к регенерации. Для множества полихет характерно наличие и ларвального, и постларвального способа сегментации. Однако существуют группы, которые используют лишь один из этих механизмов. Полихеты семейства Dinophilidae характеризуются наличием только «ларвальных» сегментов, а тело представителей Polygordiidae состоит только из постларвальных сегментов. У представителей разных таксонов стадия трохофорной или нектохетной личинки может «выпадать» из жизненного цикла без ущерба для предыдущих и последующих стадий.

Эволюционная и онтогенетическая пластичность полихет наводит на мысль, что этапы их развития управляются разными морфогенетическими программами. В этом случае мы вправе ожидать, что экспрессия Нох-генов в ларвальном и постларвалыюм развитии полихет, в частности, Alitta virens, будут различаться.

Данная работа с помощью метода гибридизации in situ на целых животных (Whole Mount In Situ Hybridization (WMISH)) описывает экспрессию Нох-генов в ходе постларвального развития Alitta virens. Помимо данного исследования, постларвальная экспрессия Нох-генов к настоящему моменту исследована только у одной полихеты - Capitella teleta. Филогенетическая удаленность капителлид от базовых представителей типа делает ее не самым удачным объектом для поиска анцестральных морфогенетических программ. Alitta virens сохраняет многие анцестральные черты, характерные для Annelida. Анализ закономерностей её развития на уровне регуляторных программ необходим для понимания эволюционных стратегий, которые легли в основу масштабной дивергенции билатеральных животных.

Цель данной работы: исследовать характер экспрессии Нох-генов на различных стадиях постларвального роста полихеты Alilta virens.

Задачи работы:

1. Описать экспрессию всех 11 Нох-генов A. virens в постларвальный период.

2. Оценить соответствие постларвальной экспрессии Nvi-Нох-генов универсальному для Нох-кластера правилу пространственной коллинеарности.

3. Соотнести характер экспрессии генов Нох-кпастера с планом организации ювенильного червя.

4. Оценить соответствие картин экспрессии Нох-генов в ларвальный и постларвальный период гипотезе о первичной гетерономии сегментов.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Формирование постларвальных сегментов A. virens сопровождается коллинеарной экспрессией Нох-генов.

2. Ларвальное и постларвальное развитие полихет находится под контролем разных морфогенетических программ, что подтверждается различиями в закономерностях экспрессии Нох-генов на этих этапах онтогенеза.

3. Возможная функция Нох-генов в постларвальный период связана с установлением и поддержанием позиционных значений в границах постоянно растущего тела.

4. Наличие антисмысловых транскриптов Нох-генов у представителя Lophotrochozoa указывает на универсальность этого явления среди Bilateria.

Основные положения работы доложены и обсуждены на 13-ом конгрессе Европейского сообщества эволюционной биологии (Тюбинген, Германия, 2011), конференции «Progress In Understanding The Origins of Biodiversity" (Ювяскуля, Финляндия, 2012) и конференции европейского сообщества EvoDevo (Лиссабон, Португалия, 2012). Основные результаты работы опубликованы в журнале EvoDevo: Bakalenko et al., EvoDevo 2013, 4:13 doi: 10.1186/2041-91394-13.

2. Обзор литературы

2.1. Генетические основы эволюции морфогенезов. Нох-гены.

В ходе эволюции билатеральных животных было достигнуто огромное разнообразие планов строения тела. Несомненно, что ключевую роль в этом процессе сыграли регуляторные гены, контролирующие этапы индивидуального развития. Продукты этих генов -транскрипционные факторы и компоненты межклеточного сигналинга - формируют сложную регуляторную сеть, предопределяющую индивидуальный план строения тела, детерминацию и дифференцировку отдельных тканей и органов. В ходе развития зародыша группы генов последовательно включаются в соответствии с их положением в регуляторном каскаде. Первым этапом развития является регионализация зародыша, т. е. подразделение одного морфогенетического поля зиготы на отдельные клеточные домены. Затем происходит спецификация этих доменов, детерминация судеб клеток в их пределах. Понимание механизмов морфологической эволюции может быть достигнуто только на основе понимания того, как организованы генетические регуляторные программы развития и каковы принципы и возможности их изменений в ходе эволюционного процесса. Сам эволюционный процесс можно рассматривать как последовательность изменяющихся программ развития.

К настоящему времени идентифицированы многие ключевые участники регуляторных каскадов, отвечающих за установление и спецификацию осей тела, сегментацию, развитие различных органов. Оказалось, что эти молекулы принадлежат к ограниченному числу эволюционно-консервативных семейств генов (А^гау, 2003). При этом консервативными оказались не только отдельные гены, но и целые комплексы генов, и регуляторные отношения между ними (рисунок 1).

14. и 1x2 1- Нох-с

15. В1х /

16. Ои!

17. стх

14. Ар

15. т

ОгоэорИНа

Л///л

Рисунок 1. Многие гены, кодирующие ключевые регуляторы развития, экспрессируются в сходных пространственных доменах у развивающгася зародышей Drosophila melanogaster и Mus musculus. Ортологичные гены отмечены одинаковыми номерами. По Wray, 2003.

Особенно ярко это показано для генов, устанавливающих оси тела билатеральных животных. За регионализацию частей тела вдоль переднезадней оси отвечают гены Нох-кластера. Открытие Нох-генов произошло в результате изучения гомеозисных мутаций -мутаций, при которых сегмент одного типа трансформировался в сегмент другого типа. У некоторых из описанных мутантов части антенны были заменены гомологичными частями нош, например, кончик антенны был заменен коготком. У других мутантов вся антенна была заменена ногой. Некоторые мутанты вместо гальтер (жужжальца мухи на третьем грудном сегменте) имели крылья, приобретая, таким образом, сходство с более примитивными четырехкрылыми насекомыми. Мутации такого рода были описаны еще в позапрошлом веке Уильямом Бэтсоном, и им же в 1894 году введен сам термин «гомеозис» (от греческого ôjioiôttiç - уподобление, подобие) (цит. по Рэфф, Кофмен, 1986).

Первые исследования, посвященные клонированию, секвснированию и анализу экспрессии Нох-генов проводились на дрозофиле. Оказалось, что Нох-гены кодируют транскрипционные факторы с очень характерным консервативным ДНК-связывающим доменом, который назвали гомеодоменом, а кодирующий его нуклеотидныи фрагмент из 180 пар оснований - гомеобоксом. Обнаружилось также, что у дрозофилы они линейно сцеплены. Кроме того, выяснилось, что гены Нох-кластера экспрессируются упорядоченно вдоль переднезадней оси, причем в соответствии со своим положением на хромосоме, то есть первый ген (на 3' конце ДНК) экспрессируется в передней части эмбриона, а последний (на 5' конце ДНК) в задней его части (Papageorgiou, 2007).

Вскоре Нох-гены были обнаружены у позвоночных (Fibi et al., 1988), а затем и у многих других билатеральных животных. Эти работы выявили необычайную структурную и функциональную консервативность Нох-комплекса (Carroll et al, 2001).

Важное обобщение, проистекающее из консерватизма структуры и функции Нох-гспов, сделал Слэк (Slack et al., 1993). Он ввел понятие «зоотипа» и «филотипической» стадии, которую проходят в своем развитии все билатеральные животные и которая характеризуется пространственно-коллинеарной экспрессией Нох-генов. Такое принципиальное сходство легко объяснить общностью происхождения современных билатеральных животных от единого предка, который тоже использовал Нох-гены для регионализации тела вдоль переднезадней оси.

Анализ аминокислотной последовательности гомеодоменов и фланкирующих гомеодомен участков у животных, принадлежащих к разным типам, сильно изменили устоявшуюся филогению билатеральных животных (de Rosa et al., 1999). Согласно новой филогенетической системе, все билатеральные животные делятся на Deuterostom ia (в том числе Echinodermata и Chordata) и Protostomia, среди которых, в свою очередь, выделяют 2 группы: Ecdysozoa (сюда относятся, например, Arthropoda, Nematoda, Priapulida) и Lophotrochozoa (например, Mollusca, Annelida, Plathelminthes) (рисунок 2).

Bracbopods

Bryozoans

Phoforads

4

Urochofdates Heirxhof dates Echinoderms

SipuncJans

Moftjscs

EcSunans

Pogonophorans

Annelids

Onychophorans

Tardkjrades

Arthropods

GnathostomuSds ¡Rotifers Gastrotichs

4_

Pnapuids Kmorhynchs

Platytiefcmmhes Nemerteans Entoprocts

CCtenoptvorans Cndariarts

— Ponferans

— Plants

— Fungi

s 5?

2 с

3 5

« 9

8?

II 2 *

ré

Vertebrates Cephalochordates Urochordates Hermchordates Echinoderms____

5?" I

Bryozoans Entoprocts Platyhelmnthes

Pogonophorans

Brachtopods

Phoronnh

Nemerteans

Amebds

Echwrans

Moluscs

Sipuncuians

Gnathostomukds

Rotifers

Gastrotnchs

Nematodes

PnapUids

Kmorhynchs

Onychophorans

Tardigrade s

Arthropods

В

Fungi •Plants

Рисунок 2. Филогенетические системы многоклеточных организмов (по А<1оиПе <?/ о/., 2000). Слева показана традиционная филогенетическая система, справа - новая филогения, основанная на данных молекулярно-генетических исследований.

Эта новая «молекулярная» филогения, совпала с выстроенной ранее, но не принятой всерьез филогенией по 18s рРНК (Field et al., 1988) и, несколько позже, по митохондриальной ДНК (Cohen et al., 1998b).

2.2. Структурные н функциональные особенности Нох-генов

2.2.1. Структура гомеобокса и гомеодомсна

Гомеобокс-содержащие гены кодируют белковые регуляторные факторы, осуществляющие ко}ггроль над экспрессией генов мишеней, за счет связывания с cis-регуляторнымн сайтами этих генов. Общая структурная черта всех представителей суперсемейства гомеобоксных генов — наличие гомеобокса, который представляет собой 180-ти нуклеотидную последовательность, кодирующую белковый ДНК-связывающий домен -гомеодомен. Гомеодомен состоит из 60-ти аминокислотных остатков, уложенных в три а-спирали, две из которых антипараллельны, а третья (на С-конце) им перпендикулярна. Мотив, образуемый второй и третьей спиралью, получил название «helix-turn-helix» (спираль-поворот-спираль). Распознающая спираль — третья. Она специфическим образом входит в большую бороздку спирали ДНК. Минимальный сайт для посадки гомеодоменного белка представляет собой короткую последовательность TAAT[t/g][a/g]. Ее распознают аминокислотные остатки Ile47, GIn50, Asn51 и Met54 третьей а-спирали, а также Arg5 на N-конце белка. Тонкая специфика в распознании регуляторной зоны реализуется за счет соседних областей гомеодоменного белка, в частности, за счет домена YPWM, который взаимодействует с кофакторами. Классические примеры таких взаимодействий описаны для Нох-генов дрозофилы и позвоночных. Например, Extradenticle (EXD) - гомеодоменный фактор из класса TALE образует димер с продуктом Нох-гена Ultrabitora\ (Ubx) на энхансере подконторолыюго гена decapentaplegic (dpp). Показано, что взаимодействие с EXD обеспечивает верную специфнкационную функцию Ubx в первом абдоминальном (А1) сегменте мухи. В отсутствии Exd, сегмент специфицировался по типу A3 (Raskolb and Wieschaus, 1994). У позвоночных, гомолог EXD - PDX1, ко-фактор НОХ-белков из 1-10 паралогичных групп, а НОХ-белки-паралоги из 11-13 - групп, образуют димеры с другим кофактором - MEIS1 (или Homothorax (НТН) у Drosophila) (Shen et al., 1997). Взаимодействия такого рода способны очень тонко координировать работу НОХ-фактора.

2.2.2. Структурная и функциональная консервативность

Для Нох-генов характерна высокая структурная и функциональная консервативность. Последовательности гомеодоменов очень сходны, особенно участки, отвечающие за распознавание и связывание с регуляторным сайтом гена-мишени. Например, последовательность гомеодомсна LsIioxJ немертины Linneus sanguineus на 90% идентична

последовательности его ортолога AmphiHoxl у ланцетника Branchiostoma floridae (Kmitu-Cunisse et al, 1998). Функциональная консервативность подтверждается экспериментами по компенсации эффекта мутации гена labial Drosophila melanogasler путем трансформации мух вектором экспрессии, несущим гомолог labial - Hox-bl - цыпленка (Lutz et al, 1996). Даже минимальные вариации в структуре гомеодомена могут изменить весь спектр мишеней транскрипционного фактора. Тем не менее, примеры таких изменений встречаются. Например, важнейший ген, определяющий передний конец тела, bicoid (bed) у Drosophila произошел от гена НохЗ. Ключевое изменение в последовательности гомеодомена, благодаря которому bed имеет совершенно иные гены мишени - замена глутамина в положении 9 гомеодомена на лизин, что приводит к изменению сродства белка к последовательности ТААТ (Hanes and Brent, 1991). Вариации за пределами гомеобокса встречаются достаточно часто. Например, у предка насекомых за пределами гомеодомена НОХ-белка Ubx появился дополнительный аланин, что привело к способности репрессировать транскрипцию гена distal-less, универсального индуктора проксимо-дистальных осей у Bilateria.

2.2.3. Кластерная организация

Нох-гены организованы в кластеры.

По наличию последовательностей, кодирующих маркерные аминокислоты в пределах гомеодомена и консервативные пептиды вне его, любой Нох-ген можно отнести к той или иной группе гомологичных генов.

Принято различать:

- паралогичные гены - гомологичные гены внутри одного генома, произошедшие путем дупликации предкового гена; количество паралогичных генов (паралогичных групп) может отличаться в разных эволюционных ветвях;

- ортологичные гены - гомологичные гены в геномах разных организмов, принадлежащие к одной и той же паралогичной группе.

В ходе эволюции билатеральных животных паралогичные гены сильно разошлись как по нуклеотндным последовательностям, так и по функциям. Среди ортологов одного гена, гена одной паралогичной группы, прослеживается значительно большее сходство и значительный функциональный консерватизм.

Гены Нох-кластера билатеральных животных, относятся к четырем подсемействам:

1. Антериорные гены (Паралогические группы (PG)l-2 у хордовых или lab, pb насекомых)

2. ЯохЗ-подобные гены (PG3; НохЗ/zerí)

3. Центральные гены (PG4-8; Dfd-abdA)

4. Постериорные гены (PG9-14; AbdB)

Кластерная организация является структурным свидетельством происхождения Нох-генов путем тандемной дупликации. Таким образом, кластерность - анцестральная характеристика их организации. Пути эволюции Нох-кластера до конца не ясны. У губки Amphimedon queenslandica не обнаружено ни одной последовательности, родственной Нох/РагаНох- генам. Однако, у нее есть родственный кластер гомеобокс-содержащих генов -/VX-кластер, состоящий из тех же генов, которые характерны для Bilateria (Larroux et al., 2007). У гребневика Mnemiopsis leidyi также были обнаружены представители семейства NK-генов и ряд других гомеодоменных транскрипционных факторов, однако, как и у губок, Нох- и ParaHox-гены найдены не были (Ryan et al., 2010). Таким образом, группы Porifera и Ctenophora отделились от общего ствола эволюционного древа животных до появления ProtoHox-гена. Остальные группы животных - Placozoa, Cnidaria и Bilateria можно назвать ParaHoxozoa (Ryan et al., 2010). У представителя Placozoa Trichoplax обнаружен единственный Нох/РагаНох ген, который рассматривается как прямой потомок ProtoHox-гена (Jakob et al., 2004). Дупликации ProtoHox-гена привели к появлению ProtoHox-кластера, давшего начало Нох- и РагаНох-кластерам. Предполагается, что ProtoHox-кластер появился у общего предка Eumetazoa (Hui et al., 2012; Garcia-Fernandez, 2005). В настоящий момент нет единого мнения о том, сколько генов входило в состав ProtoHox-кластера до его разделения на РагаНох и Нох, и к каким паралогичным группам относились эти гены. Авторы одного из подобных исследований предполагают, что он мог состоять из двух генов - гена паралогичной группы 3 (PG3) и общего предка генов центральной и задней групп (С/Р), трех генов - PG1, PG3, и С/Р, или четырех генов PG1, PG3, С (общего предка генов центральной группы) и Р (общего предка генов задней группы) (Thomas-Chollier et al., 2010). Эти три модели представлены на рисунке 3.

[таце .'"р]-ProtoHox

-|PGÍ~|-[РВ5Ц с Нох

\ Gsx iffloxTj Cdx I---РагаНох

{¡223(1^0

-РагаНох

-[pgí"|-[Р5?У[~с"1Г"р~}- Нох

УЧ Gsx Ц ХТох ]-| Cdx I------ РагаНох

-----ПДЕЛ

- РагаНох

-|PG1 |-|PG3l-|С I Pf- ProtoHox

-[reí]-ДГс^ГП-нох

-^Ч^П^ГН^П—Х— РагаНох ^—Ж OR

-ВИ-Х- РагаНох

-JpgT]-[тет|(~с~| r~F>ProtoHox

Рисунок 3. Возможные сценарии возникновения Нох- и РагаНох-кластеров из предкового ProtoHox-кластера. По Thomas-Chollier et al., 2010.

В ходе дальнейшей эволюции, в результате дупликации генов-предшественников центральных и задних Нох-генов, образовались Нох-кластеры билатеральных животных

различных филогенетических групп. При сравнении гомеодоменов генов Нох-кластеров разных билатеральных животных было обнаружено, что первые пять паралогичных групп (РО) генов встречаются у всех ВПа1епа. Остальные центральные и задние Нох-гены у представителей трех различных эволюционных ветвей билатеральных животных не удалось отнести к одним и тем же паралогичным группам (рисунок 4).

Frurt fly

-Onychophoran К Ш Zj □ 0 2 □ □

é-

0

Ф

см-м

Nematode

ft»- Рт- Pea- Peo- ft»- Pea- РеяМ> р» ft»H«3 DH HBt НВ2 № J Ubi

Priaputid U Я C3 ['J ШШШ1

fh, гм-

^ ^ б», ^ ж Щ

UmT

Leeches

.Лг»! UHiмЗ UHoU

NernefteanT^

Рпш O OthaG

Flatworms IV w

Lax6 LoxTO

□ Ш

Loj£ Lai Lai 4

ñmr О OfhmG Of DftoiС И ОвтС (Mat

Prmtil»

iB I — Gastropod

Brachmnori Hf

Pc*-*bas Pt+hBd

N*- N*- HUI- N* «И-

'*»« La6 иx2 fto-PM'

р*> Лик fvu- Pvu Ptu-

f/fil ^ Mftí Q

ter>- Uff> tjrv

-i- ¡-p, — g

Mouse

^^^ ^ LJ—¿I ни ЩЙ1 1*1 |T"l l"l \2 У-

Sp Sp Sp Sp Sp Sp Sp Sp Sp

. , atai oat Sottas? Hmiii 'jet ул! чаи! мсвшл нохщэь

Sea urchin -£_HZ>—--С—1HJ—Q—LJ—-Q—

Рисунок 4. Филогения Bilateria, построенная на основании данных структурной организации Нох генов. Вертикальные белые линии показывают группы структурно (и эволюционно) родственных генов (de Rosa et al., 1999).

Это означает, что у общего предка всех билатеральных животных игЫЫепа Нох-кластер состоял, по меньшей мере, из 7 генов - 5 генов паралогичных групп 1-5, предшественник остальных центральных Нох-генов и предок задних Нох-генов. У общего предка Первичноротых было уже 2 центральных гена, помимо генов Рв4 и РС5,- ген, давший начало ортологам //7 и АЫр у Есдувогоа и ортологам Ьох5 и Нох7 у ЬорИо^осЬогоа, и предшественник генов иЬх/АЬ(М и Ьох2/Ьох4 Есс^огоа и ЬорЬоЦ-осЬогоа, соответственно. Задние Нох-гены эволюционировали независимо у представителей всех трех ветвей билатеральных животных (ёе

Rosa et al., 1999). Эти представления подтвердились в последующих исследованиях, проведенных на более широком круге объектов и использующих сравнение консервативных мотивов, лежащих вне гомеодомена (Ogishima and Tanaka, 2007). По другим данным, уже у общего предка Первично- и Вторичноротых было 4 гена центральной группы - PG4, PG5, PG6/7, PG8. Ген PG6/7 у Ecdysozoa поделился на ftz и Antp, у Lophotrochozoa дал начало Lox5 и Нох7, у Deuterostomia - Нохб и Нох7. Ген PG8 является предком Ubx/AbdA, Lox2/Lox4, Нох8 в группах Ecdysozoa, Lophotrochozoa и Deuterostomia, соответственно (Matus et al., 2007). Гены PG6/7 у Первичноротых имеют большее сходство с Нохб/7 позвоночных, чем Шх-подобные гены (Ubx, AbdA, Lox2, Lox4) с Hox8. t/ôx-подобные гены приобрели не встречающийся у Вторичноротых специфический пептид, фланкирующий гомеодомен с З'-стороны. Ген Lox5 у всех изученных представителей Spiralia также имеет специфический пептид, отсутствующий у представителей других групп (Matus et al., 2007).

Эволюция Нох-кластеров в разных эволюционных ветвях включала дупликации и потери отдельных Нох-генов. Лучше всего изучена организация Нох-кластеров у Deuterostomia. Предковый, архетипический кластер представителей этой эволюционной ветви включал гены передней группы Hoxl и Нох2, ген НохЗ, центральные гены Нох4, Нох5, Нохб, Нох7 и Нох8 и гены задней группы Нох9, HoxlO, Hoxll, Нох12 и Нох13 (Garcia-Fernandez, 2005). У представителей Cephalochordata обнаружено еще 2 Нох-гена задней группы — Нох14 и Нох15 (Lanfear, 2009). В ходе эволюции позвоночных животных вследствие нескольких последовательных раундов дупликации всего генома произошло увеличение числа Нох-кластеров до четырех у наземных позвоночных (А, В, С и D-кластеры) и до 14 у лучеперых рыб (у радужной форели) (Hooman et al., 2005). При этом происходила потеря отдельных Нох-генов, разных в разных кластерах. У представителей других классов Deuterostomia - Urochordata и Echinodermata Нох-кластер один, но гены некоторых паралогичных групп были утрачены в ходе эволюции этих животных.

Предполагается, что общий предок Ecdysozoa имел Нох-кластер, состоящий из 10 генов: передние lb (PG1) и pb (PG2), ИохЗ, центральные dfd (PG4), Ser (PG5),ftz, Antp, Ubx и Abd-A, и задний Нох-ген Abd-B. Состав Нох-генов в кластере консервативен для представителей Arthropoda, но в ходе эволюции насекомых последовательности некоторых Нох-генов существенно изменились. Так, например, НохЗ у базальных артропод (Myriapoda, Chelicerata) однозначно определяется как Нох-ген (Hughes and Kaufman, 2002), в то время как у насекомых в кластере обнаружено 3 гена (zen, z2 и bicoid), возникших в результате дупликации предкового ИохЗ. Последовательности этих генов дивергировали настолько, что первоначально, до описания кластера дрозофилы, их не относили к Нох-генам. Разумеется, изменение последовательности привело и к смене функции. Потомки ИохЗ утратили характерную для Нох-

генов функцию в регионализации переднезадней оси и приобрели новые роли. Гены zen и z2 экспрессируются у дрозофилы во внезародышевой амниосерозе и принимают участие в формировании внезародышевых тканей и спецификации дорсо-вентралыюй оси, а ген bicoid (bed) стал важнейшим детерминатором переднего отдела зародыша (Hughes and Kaufman, 2002). Ген ftz у насекомых также "выпал" из программы патернирования переднезадней оси и включился в программу сегментации как pair-rule ген. Изменение функции этого гена связано с появлением нового мотива, лежащего за пределами гомеодомена - LXXLL, который опосредует взаимодействие с кофактором Fíz-Fl. В линии высших Díptera был утрачен характерный для Нох-белков мотив YPWM, необходимый для взаимодействия с кофактором Extradenticle (Exd), что привело к полной утрате ftz дрозофилы способности работать как Нох-белок (Alonso et al, 2001). Для представителей другого типа в эволюционной ветви Ecdysozoa - Nematoda -характерна утрата ряда Нох-генов. Так, у нематоды Caenorhabditis elegans, Нох-кластер содержит всего 6 Нох-генов. Потеря многих Нох-генов и высокая скорость их изменчивости отмечена и у других нематод (Aboobaker and Blaxter, 2003).

Архетипический для группы Lophotrochozoa Нох-кластер включал 11 генов: передние PG1 и PG2, PG3, центральные PG4, PG5, Lox5, Нох7 (Antp), Lox4, Lox2, задние Post}, Post2. Нох-кластеры современных представителей этой группы мало изучены. На основании имеющихся на сегодняшний день данных можно отметить, что многие представители этой эволюционной ветви имеют тенденцию к сохранению предкового кластера. Все 11 Нох-генов обнаружены у полихет Alitta virens, Plalynereis diimerilii и Capitella teleta (de Rosa et al., 1999; Kulakova et al., 2007; Fröbius et al., 2008), y многих представителей Mollusca (Iijima et al., 2006). У ряда представителей Lophotrochozoa не обнаружены Нох-гены некоторых паралогнчных групп. Так, например, у пиявки Ilelobdella sp. не найдены гены PG2 и 3, у хитона Nuttallochiton mirandas - Нох-гены PG3,4 и Lox4 (Kourakis et al., 1997; Iijima et al., 2006). Гены не всех паралогнчных групп обнаружены у плоских червей и немертин. Известны также случаи дупликации отдельных Нох-генов у Lophotrochozoa. У представителей различных классов моллюсков найдено по 2 гена парапогнчной группы 5 (Dentalium (Paradentalium) oetangiilatiim (Scaphopoda), Chaetoderma japónica (Caudofoveata), Acanthopleiira japónica (Polyplacophora), Patinopecten yessoensis (Bivalvia). Такое широкое распространение этой дупликации указывает на то, что она могла произойти на ранних этапах эволюции моллюсков (Ilijima et al., 2006). Множество дупликаций обнаружено в Нох-кластере олнгохеты Perionyx excavatus. У этого червя обнаружено 3 гена паралогичной группы 1 и по 2 гена паралогнчных групп 3 и 4 (Cho et al., 2011).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Бакаленко, Надежда Игоревна, 2014 год

9. Список литературы

1. Бакаленко Н. И., Кулакова М. А., Киселев А. М., Старунов В. В., Лаврова О. Б. Экспрессия гомеобохсодержащих генов Nvi-Hox2, Nvi-НохЗ и Nvi-Cad в субтерминалыюй зоне роста полихеты Nereis virens. // Сборник тезисов Международной научной конференции "Каспар Фридрих Вольф и современная биология развития". — 2009.-С. 30-31.

2. Беклемишев, В.Н. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных // Москва: Наука -1964.

3. Дондуа А.К. Биология развития. Начала сравнительной эмбриологии. Санкт-Петербург: Изд-во Санкт-Петербургского университета. - 2005. - Т 1.

4. Дондуа А.К. Влияние актиномицина D и сибиромицина на эмбриональное и лчиночное развитие Nereis virens Sars. // Онтогенез. - 1975. - Т 6. - С. 475-484.

5. Иванов П. П. Первичная и вторичная метамерия тела. // Журнал общей биологии - 1944. -Т5.-С. 61-95.

6. Иванов П.П. Регенеративные процессы у многощетинковых червей и отношение их к онтогенезу и морфологии аннелид. // Санкт-Петергбург: Типография М.М. Стасюлевича. -1912.

7. Иванова-Казас О. М. Сравнительная эмбриология беспозвоночных животных // Москва: Наука. - 1977.

8. Иванова-Казас. О.М. Эволюционная эмбриология животных // Санкт-Петербург: Наука. - 1995.

9. Костюченко Р.П., Дондуа А.К. Ооплазматическая сегрегация и формирование морфологических осей зародыша полихеты Nereis virens.// Онтогенез. - 2000. — Т 31. — №2.-С. 120-131.

10. Костюченко Р.П., Дондуа А.К. Закономерности формирования прототроха в эмбриональном развитии полихеты Nereis virens. // Онтогенез. - 2006. - Т 37. - №2. — С. 91-99.

11. Рэфф Р., Кофмен Т. Эмбрионы, гены, эволюция: Пер. с англ. // Москва: Мир. — 1986.

12. Старунов В.В., Лаврова О.Б., Тихомиров И.А. Первичная гетерономность сегментов у полихет и рост Nereis virens // Вестник СПбГУ, Сер. 3. - 2010. - №2. - С. 13-19.

13. Старунов В.В. Строение и развитие туловищного мозга в онтогенезе Nereididae (Annelida, Polychaeta). Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук: 03.02.04./ Санкт-Петербург. - 2011. - 194 с.

14. Светлов П.Г. О первичной гетерономноети состава тела позвоночных // Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. - 1957. - Т 34. - №2. - С. 3-22.

15. Токин Б.П. Общая эмбриология. Издание четвертое. // Москва: Высшая школа. - 1987.

16. Aboobaker А.А. Blaxtcr M.L. Нох gene loss during dynamic evolution of the nematode cluster // Current Biology. - 2003. - V 13. - P. 1-4.

17. Adoutte A., Balavoine G., Lartillot O., de Rosa R. The new animal phylogeny: reliability and impligations // Proceedings of the National Academy of Science. — 2000. - V 97 - №9. - P. 4453-4456.

18. Akam M. Hox genes, homeosis and the evolution of segment identity: no need for hopeless monsters // Integrative Journal of Developmental Biology. - 1998. -V 42. - P. 445-451.

19. Akesson B. The embryology of Polychaete Eunice cobiensis II Acta Zoologica. — 1967b. - V 48.-P. 141-192.

20. Alonso C.R., Maxton-Kuechenmeister J., Akam M. Evolution of Ftz protein in insects // Current Biology.-200 l.-V 11.-P. 1473-1478.

21. Anderson D. T. Comparative embryology of the Polychaeta // Acta Zoologica. - 1966. - V 47.

22. Arenas-Men a C., Martinez P., Cameron A.R., Davidson E.H. Expression of the Hox gene complex in the indirect development of sea urchin // Proceedings of the National Academy of Science. - 1998. - V 95. - P. 13062-13067.

23. Arendt D. Comparative aspects of gastrulation //Gastrulation// CSHL Press, cold spring harbour, New-York. - 2004. - P. 679-695.

24. Arendt D., Technau U., Wittbrodt J. Evolution of the bilaterian larval foregut // Nature. - 2001. -V409.-P. 81-85.

25. Aronowicz J., Lowe C.J. Hox gene expression in the hemichordate Saccoglossus kowalevskii and the evolution of deuterostome nervous systems. Integrative and Comparative Biology. -2006. - V 46(6). - P. 890-901.

26. Aulehla A., Pourquie O. More Than Patterning—Hox Genes and the Control of Posterior Axial Elongation // Developmental Cell. - 2009. - V 17. - P. 439-440.

27. Averof M., Akam M. Hox genes diversification of insect crustacean body plans // Nature. -1995.-V376.-P. 420-423.

28. Bakalenko N.I., Novikova E.L., Nesterenko A.Y., Kulakova M.A. Hox gene expression during postlarval development of the polychaete Alitta virens // EvoDevo. - 2013. - 4:13 -doi:10.1186/2041-9139-4-13.

29. Brena C., Chipman A.D., Minelli A., Akam M. Expression of trunk Hox genes in the centipede Strigamia maritima: sense and anti-sense transcripts. // Evolution and Development. - 2006. -V 8. -№ 3. — P. 252-265.

30. Brock H.W., Hodgson J.W., Petruk S., Mazo A. Regulatory noncoding RNAs at Hox loci // Biochemistry and Cell Biology. - 2009. - V 87. - P. 27-34.

31. Burke A.C., Nelson C., Morgan B., Tabin C. Hox genes and evolution of vertebrate axial morphology//Development. - 1995.-V 121.-P. 333-346.

32. Burke A.C., Nowicki J.L. Hox genes and axial specification in vertebrates // American Zoology. - 2001. - V 41. - P. 687-697.

33. Carroll S. B. Evolution at Two Levels: On Genes Form // PLoS Biology. - 2005. - V 3. - P. 1159-1166.

34. Carroll S.B., Grenier J.K., Weatherbee S.D. From DNA to diversity // Blackwell Science, 2001.

35. Cho S-J., Vallès Y., Min kim K., Chul Ji S., Han S., Park S.C. Additional duplicated Hox genes in the earthworm: Perionyx excavatus Hox genes 2 consist of eleven paralog groups. // Gene. -2011. - V 493. - № 2. - P. 260-266.

36. Christodoulou F., Raible F., Tomer R., Simakov O., Trachana K., Klaus S., Snyman H., Hannon G.J., Bork P., Arendt D. Ancient animal microRNAs and the evolution of tissue identity // Nature. - 2010. - V 463(7284). - P. 1084-1088.

37. Cohen B.L., Stark S., Gawthrop A.B., Burke M.E., Thayer C.W. Comparison of articulate brachiopod nuclear and mitochondrial gene trees leads to a clade-based redefinition of protostomes (Protostomozoa) and deuterostomes (Deuterostomozoa) // Proceedings of the Royal Society of London Series B - Biological Sciences. - 1998b. - V 265. - P. 475-482.

38. Conway Morris S. The Crucible of Creation. The Burgess Shale and the Rise of Animals.// Oxford: Oxford University Press. - 1998.

39. Copf T., Schroder R., Averof M. Ancestral role of caudal genes in axis elongation and segmentation // PNAS. - 2004. - V 101. - № 51. - P. 17711 -17715.

40. Daftary G.S., Taylor H.S. Endocrine regulation of HOX genes. // Endocrinology Review. -2006. - V 27(4). - P. 331 -355.

41. de Rosa R., Grenier J.K., Andreeva T., Cook C., Adoutte A., Akam M., Carroll S., Balavoine G. Hox genes in brachiopods and priapulids and protostome evolution // Nature - 1999. -V399. - № 6738. - P. 772-776.

42. de Rosa R., Prud'homme B., Balavoine G. caudal and even-skipped in the annelid Platynereis dumerilii and the ancestry of posterior growth. // Evolution & Development. - 2005. - V 7:6. -P. 574-587.

43. Durston A, Wacker S, Bardine N, Jansen H. Time space translation: a hox mechanism for vertebrate a-p patterning // Current Genomics. - 2012. - V 13. - №4. - P. 300-307.

44. Erwin D.H., Davidson E.H. The last common bilaterian ancestor // Development. - 2002. - V 129.-№13. -P. 3021-3032.

45. Ferrier D.E.K. Evolutionary crossroads in developmental biology: annelids. // Development. -2012. - V 139. - P. 2643-2653.

46. Fibi M., Kessel M., Gruss P. Murine Hox genes - a multigene family // Current Topics of Microbiology and Immunology. - 1988. - V 137. - P. 82-86.

47. Fischer A.H.L., Arendt D. Mesoblast-like Mesodermal Stem Cells in the Polychaete Annelid Platinereis dumerilii (Nereididae). // Journal of Experimental Zoology. - 2013. - V 320B. - P. 94-104.

48. Fischer A., Dorrestejin A. The polychaete Platynereis dumerilii (Annelida): a laboratory animal with spiralian cleavage, lifelong segment proliferation and a mixed benthic/pelagic life cycle // BioEssays. - 2004. - V 26. - P. 314-325.

49. Field K.G., Olsen G.J., Lane D.J., Giovannoni S.J., Ghiselin M.T., Raff E.C. Molecular phylogeny of the animal kingdom // Science. - 1988 - V 239. - P. 748-753.

50. Ferrier D.E.K., Minguillon C. Evolution of the Hox/ParaHox gene clusters. // Integrative Journal of Developmental Biology. - 2003. - V 47. - P. 605-611.

51. Frôbius A.C., Seaver E.C. ParaHox gene expression in the polychaete annelid Capitella sp.I // Development Genes and Evolution. - 2006. - V 216. - P. 81-88.

52. Garcia-Fernandez J. Hox, ParaHox, ProtoHox : facts and guesses // Heredity. - 2005. - V 94. -P.145-152.

53. Gazave E., Béhague J., Laplane L., Guillou A., Préau L., Demilly A., Balavoine G., Vervoort M. Posterior elongation in the annelid Platynereis dumerilii involves stem cells molecularly related to primordial germ cells. // Developmental Biology. - 2013. -http://dx.doi.Org/10.1016/j.ydbio.2013.07.013i

54. Giangrande A., Gambi M.C. Metamerism and life-style within polychaetes: morpho-functional aspects and evolutionary implications. // Italian Journal of Zoology. - 1998. - V 65(1). - P. 3950.

55. Gibson G.D., Gibson A.J.F. Heterochrony and the evolution of poecilogony: generating larval diversity. // Evolution. - 2004. - V 58(12). - P. 2704-2717.

56. Hanes S.D., Brent R. A genetic model for interaction of the homeodomain recognition helix with DNA. // Science. - 1991. - V 251 (4992). - P. 426-430.

57. Henry J.J., Martindale M. Q. Conservation and innovation in spiralian development // Hydrobiologia. - 1999. - V 402. - P. 255-265.

58. Hinman V.F., O'Brien E.K., Richards G.S., Degnan B.M. Expression of anterioir Hox genes during larval development of the gastropod Haliotis asinine // Evolution & Development. -2003. - V 5. -№5. - P. 508-521.

59. Hoegg S., Meyer A. Hox clusters as models for vertebrate genome evolution // Trends Genetics. - 2005. - V 21. - P. 421-424.

60. Hooman K., Moghadam H.K., Ferguson M.M., Danzmann R.G. Organisation of Hox gene clusters in rainbow trout (Oncorhunchus mukkis): a tetrapode model species // Journal of Molecular Evolution. - 2005. - V 30. - P. 61-72.

61. Hughes C.L., Kaufman T.C. Hox genes and the evolution of the arthropod body plan // Evolution & Development. - 2002. - V 4. - №6. - P. 459-499.

62. Hui J.H., McDougall C., Monteiro A.S., Holland P.W., Arendt D., Balavoine G., Ferrier D.E. Extensive chordate arid annelid macrosynteny reveals ancestral homeobox gene organization. // Molecular Biology and Evolution. - 2012. - V 29 (1). - P. 157-165.

63. Iijima M., Akiba N., Sarashina I., Kuratani S., Endo K. Evolution of Hox genes in Molluscs: A Comparison among Morphologically Diverse Classes. // Journal of Molluscan Studies. - 2006.

- V 72. — P. 259-266.

64. Iimura T., Pourquié O. Hox genes in time and space during vertebrate body formation. // Development, Growth & Differentiation. - 2007. - V 49 - № 4. - P. 265-275.

65. Ikuta T., Yoshida N., Satoh N. et al. Ciona intestinalis Hox gene cluster: Its dispersed structure and residual colinear expression in development // Proceedings of the National Academy of Science. - 2004. - V 101. - № 42. - P. 15118-15123.

66. Irvine S.Q., Martindale M.Q. Expression pattern of anterior Hox genes in the polychaete Chaetopterus: Correlation with morphological boundaries // Developmental Biology. - 2000. -V217.-P. 333-351.

67. Irvine S.Q., Chaga O., Martindale M.Q. Larval Ontogenetic Stages of Chaetopterus: Developmental Heterochrony in the Evolution of Chaetopterid Polychaetes // Biological Bulletin. - 1999. - V 197. - P. 319-331.

68. Jakob W., Sagasser S., Dellaporta S., Holland P., Kuhn K., Schierwater B. The Trox-2 Hox/ParaHox gene of Trichoplax (Placozoa) marks an epithelial boundary. // Dev Genes Evol.

- 2004.-V 214.-P. 170-175.

69. Janssen R., Budd G.E: Gene expression suggests conserved aspects of Hox gene regulation in arthropods and provides additional support for monophyletic Myriapoda. // EvoDevo. -2010. -1:4.

70. Janssen R., Eriksson B.J., Tait N.N., Budd G.E. Deciphering the origin of the segmentation gene cascade: Hox and Segment Polarity gene expression in an Onychophoran. // Abstract book of Euro Evo Devo Meeting 2012, Lisbon, July, 10-13.

71. Janssen R., Le Gouar M., Pechmann M., Poulin F., Bolognesi R., Schwager E.E., Hopfen C., Colbourne J.K., Budd G.E., Brown S.J., Prpic N.M., Kosiol C., Vervoort M., Damen W.G., Balavoine G., McGregor A.P. Conservation, loss, and redeployment of Wnt ligands in protostomes: implications for understanding the evolution of segment formation. // BMC Evolutionary Biology. - 2010. - 10:374.

72. Kerner P., Simionato E., Gouar M.L., Vervoort M. Orthologs of key vertebrate neural genes are expressed during neurogenesis in the annelid Platynereis dumerilii // Evolution & Development. - 2009. - V 11:5. - P. 513-524.

73. Kesaniemi J.E., Geuverink E., Knott K.E. Polymorphism in Developmental Mode and Its Effect on Population Genetic Structure of a Spionid Polychaete, Pygospio elegans. // Integrative and Comparative Biology.-2012. - V 52(1).-P. 181-196.

74. Kmita M., Duboule D. Organizing axes in time and space; 25 years of collinear tinkering // Science. - 2003. - V 301. - P. 331-333.

75. Kmita-Cunisse M., Loosli F., Bierne J., Gehring W.J. Homeobox genes in the ribbonworm Linneus sanguineus: evolutionary implications // Proceedings of the National Academy of Science. - 1998. - V 95. - P. 3030-3035.

76. Kourakis M.J., Martindale M.Q., Master, V.A. et al. Conserved anterior boundaries of Hox gene expression in the central nervous system of the leech Helobdella // Developmental Biology. - 1997. - V 190. - P.284-300.

77. Kourakis M.J., Martindale M.Q. Combined-method phylogenetic analysis of Hox and ParaHox genes of the metazoan // Journal of Experimental Zoology. - 2000. - V 15. - №288. - P. 175191.

78. Kulakova M., Bakalenko N., Novikova E., Cook C.E, Eliseeva E., Steinmetz P.R., Kostyuchenko R.P, Dondua A., Arendt D., Akam M. Hox gene expression in larval development of the polychaetes Nereis virens and Platynereis dumerilii (Annelida, Lophotrochozoa) // Development Genes and Evolution. - 2007. - V 217. - P. 39-54.

79. Kulakova M.A., Cook C.E., Andreeva T.F. ParaHox gene expression in larval and postlarval development of the polychaete Nereis virens (Annelida, Lophotrochozoa). // BMC Developmental Biology. - 2009. - 8:61.

80. Kulakova M.A., Kostyuchenko R.P., Andreeva T.F., Dondua A.K. The abdominal-B-like gene expression during larval development of Nereis virens (polychaeta). // Mechanisms of Development.-2002.-V 115(1-2).-P. 177-179.

81. Lanfear R. Are the Deuterostome Posterior Hox Genes a Fast-Evolving Class? // Hox Genes' Studies from the 20th to the 21st Century. - под редакцией Jean Deutsch. - Landes Bioscience. - 2009.

82. Larroux C., Fahey В., Degnan S.M., Adamski M., Rokhsar D.S. and Degnan B.M. The NK Homeobox Gene Cluster Predates the Origin of Hox Genes. // Current Biology. -2007. - V 17. -P. 706-710.

83. Lee P.N., Callaerts P., de Couet H.G., Martindale M.Q. Cephalopod Hox genes and the origin of morphological novelties. // Nature. - 2003. - V 424. - P. 1061 -1065.

84. Liu P.Z., Kaufman T.C. Short and long germ segmentation: unanswered questions in the evolution of a developmental mode // Evolution & Development. - 2005. - V 7(6). - P. 629646.

85. Lutz В., Lu H.C., Eichele G., Miller D., Kaufman T.C. Rescue of Drosophila labial null mutant by the chicken ortholog Hoxb-1 demonstrates that the function of Hox genes is phylogenetically conserved.//Genes & Development. - 1996.-V 10.-№2.-P. 176-184.

86. Martin B.L., Kimelman D. Wnt Signaling and the Evolution. Minireview of Embryonic Posterior Development // Current Biology. - 2009. - V 19. - P. 215-219.

87. Mattick J.S., Makunin I.V. Non-coding RNA. // Human Molecular Genetics. - 2006. - V 15. -P. 17-29.

88. Matus D.Q., Halanych K.M., Martindale M.Q. TheHoxgene complement of a pelagic chaetognath, Flaccisagitta enflata. // Integrative and Comparative Biology. - 2007. - V 47. -№ 6. - P. 854-864.

89. Matzke M.A., Birchler J.A. RNAi-mediated pathways in the nucleus. // Nature Review Genetics. - 2005. - V 6(1). - P. 24-35.

90. Nardelli-Haefliger D., Shankland M. Lox2, a putative leech segment identity gene, is expressed in the same segmental domain in different stem cell lineages // Development. — 1992. - V 116(3).-P. 697-710.

91. Nicolas S., Papillon D., Perez Y., Caubit X., Le Parco Y. The spatial restrictions of 5"HoxHoxC genes expression are maintained in adult newt spinal cord. // Biology of the Cell. - 2003. - V 95. - P. 589-594.

92. Nielsen C. Trochophora larvae: cell-lineages, ciliary bands, and body regions. 1. Annelida abd Mollusca. // Journal of Experimental Zoology. -2004. - V 302B. - P. 35-68.

93. Novikova E.L., Bakalenko N.L, Nesterenko A.Y., Kulakova M.A. Expression of Hox genes during regeneration of nereid polychaete Alitta (Nereis) virens (Annelida, Lophotrochozoa). // Evodevo.-2013.-4:14.

94. Niwa N., Akimoto-Kato A., Sakuma M., Kuraku S., Hayashi S. Homcogenetic inductive mechanism of segmentation in polychaete tail regeneration. // Developmental Biology. -2013. -V381(2).-P. 460-470.

95. Nogi T., Watanabe K. Position-spicific and non-colinear expression of the planarian posterior (Abdominal-B-like) gene // Development, Growth & Differentiation. - 2001. - V 43. - P. 147184.

96. Noordermeer D., Leleu M., Splinter E., Rougemont J., De Laat W., Duboule D. The Dynamic Architecture of Hox Gene Clusters. // Science. - 2011. - V 334. - P. 222-225.

97. Ogishima S., Tanaka H. Missing link in the evolution of Hox clusters. // Gene. - 2007. - V 387.-P. 21-30.

98. Orii H., Kato K., Umesono Y., Sakurau T., Agata K., Watanabe K. The planarian HOM/HOX Homeobox genes (Plox) expressed along the anteroposterior axis. // Developmental Biology. -1999.-V210.-P. 456-468.

99. Osborn K.J., Rouse G.W., Goffredi S.K., Robinson B.H. Description and Relationships of Chaetopterus pugaporcinus, an Unusual Pelagic Polychaete (Annelida, Chaetopteridae). // Biological Bulletin. - 2007. - V 212. - P. 40-54.

100. Papageorgiou S. Hox Gene Expression // Landes Bioscience and Springer Science + Business Media, 2007.

101. Pascual-Anaya J., Adachi N., Alvarez S., Kuratani S., D'Aniello S., Garcia-Fernandez J. Broken colinearity of the amphioxus Hox cluster. // EvoDevo. - 2012. - 3:28.

102. Peterson K., Cameron R.A., Davidson E.H. Bilaterian origins: significance of new experimental observations // Developmental Biology. - 2000. - V 219. - P. 1-17.

103. Petruk S., Sedkov Y., Brock H. W„ Mazo A. A Model for Initiation of Mosaic HOX Gene Expression Patterns by Non-Coding RNAs in Early Embryos // RNA biology. - 2007. — V4.-P. 1-6.

104. Pfeifer K., Dorresteijn A.W.C., Frobius A.C. Activation of HoxHox genes during caudal regeneration of the polychaete annelid Platynereis dumerilii. // Development Genes & Evolution. - 2012. - V 222. - P. 165-179.

105. Prince V.E., Moens C.B., Kimmel C.B., Ho R.K. Zebrafish hox genes: Expression in the hindbrain region of wild-type mutants for the segmentation gene, valentine // Development. - 1998.— V 125.-P. 393—406.

106. Prud'homme B., de Rosa R., Arendt D., Jean-Francois J., Pajaziti.R., Dorrestejin A., Adoutte A., Wittbrodt J., Balavoine G. Arthropod-like expression patterns of engrailed and wingless in the annelid Platynereis dumerilii suggest a role in segment formation // Current Biology.-2003.-V 13.-P. 1876-1881.

107. Raible F., Arendt D. Metazoan Evolution: Some Animals are More Equal than Others // Current Biology.-2004.-V 14.-P. 106-108.

108. Rank G., Prestel M., Paro R. Transcription through intergenic chromosomal memory elements of the Drosophila bithorax complex correlates with an epigenetic switch // Molecular and Cellular Biology. - 2002. - V 22. - P. 8026-8034.

109. Rauskolb C., Wieschaus E. Coordinate regulation of downstream genes by extradenticle and the homeotic selector proteins. // The EMBO Journal. - 1994. - V 13. - №15. - P. 35613569.

110. Rebscher N., Lidke A.K., Ackermann C.F. hidden in the crowd: primordial germ cells and somatic stem cells in the mesodermal posterior growth zone of the polychaete Platynereis dumerilii are two distinct cell populations. // EvoDevo. -2012.-3:9.

111. Rinn J.L., Kertesz M., Wang J.K., Sharon L., Squazzo S.L., Xu X., Brugmann S.A., Goodnough H., Helms J.A., Farnham P.J., Segal E., Chang H.Y. Functional demarcation of active and silent chromatin domains in human HOXHOX loci by non-coding RNAs. // Cell. -2007.-V 129(7).-P. 1311-1323.

112. Ryan J.F., Pang K., Mullikin J.C., Martindale M.Q., Baxevanis A.D. The homeodomain complement of the ctenophore Mnemiopsis Ieidyi suggests that Ctenophora and Porifera diverged prior to the ParaHoxozoa. // EvoDevo. -2010.-1:9.

113. Samadi L., Steiner G. Expression of HoxHox genes during the larval development of the snail, Gibbula varia (L.)-further evidence of non-colinearity in molluscs. // Development, Genes & Evolution. - 2010. - V 220(5-6). - P. 161-172.

114. Saudemont A., Dray N., Hudry B., Le Gouar M., Vervoort M., Balavoine G. Complementary striped expression patterns of NK homeobox genes during segment formation in the annelid Platynereis // Developmental Biology. - 2008. - V 317. - P. 430-443.

115. Schubert M., Yu J.K., Holland N.D., Escriva H., Laudet V., Holland L.Z., et al. Retinoic acid signaling acts via Hoxl to establish the posterior limit of the pharynx in the chordate amphioxus.//Development.-2005.-V 132.-P. 61-73.

116. Seaver E.C., Shankland M. Establishment of segment polarity in the ectoderm of the leech Helobdella. //Development. -2001. -V 128(9). -P. 1629-1641.

117. Seaver E.C, Shankland M. Leech segmental repeats develop normally in the absence of signals from either anterior or posterior segments. // Developmental Biology. - 2000. - V 224(2). - P. 339-353.

118. Seo H.C., Edvardsen R.B., Maeland A.D. et al. Hox cluster disintegration with persistent anteroposterior order of expression in Oikopleura dioica. // Nature. - 2004. - V 431. -P. 67-71.

119. Sessa L., Breiling A., Lavorgna G., Silvcstri L., Casari G., Orlando V. Noncoding RNA synthesis and loss of Polycomb group repression accompanies the colinear activation of the human HOXA cluster. // RNA. - 2007. - V 13. -№ 2. - P. 223-239.

120. Shankland M., Bruce A.E. Axial patterning in the leech: developmental mechanisms and evolutionary implications. // The Biological Bulletin. - 1998. - V 195(3). - P. 370-372.

121. Shankland M., Seaver E.C. Evolution of the bilaterian body plan: What have we learned from annelids? // PNAS. - 2000. - V 97. - № 9. - P. 4434-4437.

122. SharmaP.P., Schwager E.E., Extavour C.G., Giribet G. Hox gene expression in the harvestman Phalangium opilio reveals divergent patterning of the chelicerate opisthosoma // Evolution & Development. - 2012. - V 14:5. - P. 450-463.

123. Shen Wei-F., Rozenfeld S., Lawrence H.J. and Largman C. The Abd-B-like Hox Homeodomain Proteins Can Be Subdivided by the Ability to Form Complexes with Pbxla on a Novel DNA Target.//Issue ofMarch 28.-1997.-V 272.-№ 13.-P. 8198-8206.

124. Slack J.M.W., Holland P.W.H., Graham C.F. The zootype the phylotypic stage // Nature. - 1993. - V361. - P. 490-492.

125. Sly B.J., Snoke M.S., RAFF R.A. Who came first - larvae or adults? Origins of bilaterian metazoan larvae // Integrative Journal of Developmental Biology. - 2003. - V 47. -P. 623-632.

126. Song M.H., Huang F.Z., Chang G.Y., Weisblat D.A. Expression and function of an even-skipped homolog in the leech Helobdella robusta. // Development. - 2002. - V 129(15) -P. 3681-3692.

127. Soshnikova N, Duboule D. Epigenetic regulation of vertebrate Hox genes: a dynamic equilibrium // Epigenetics. - 2009. - V 4. - № 8. - P. 537-540.

128. Spitz F., Gonzalez F., Duboule D. A global control region defines a chromosomal regulatory landscape containing the HoxD cluster. // Cell. - 2003. - V 113. - № 3. — P. 405417.

129. Spitz F., Herkenne C., Morris M.A., Duboule D. Inversion-induced disruption of the Hoxd cluster leads to the partition of regulatory landscapes. // Nature Genetics. - 2005. - V 37. - № 8. - P. 889-893.

130. Steinmetz P.R.H., Kostyuchenko R.P., Fischer A., Arendt D. The segmental pattern of otx, gbx, and Hox genes in the annelid Platynereis dumerilii // Evolution & Development. -2011.-V 13:1.-P. 72-79.

131. Struck T.H., Paul C., Hill N., Hartmann S., Hösel C., Kube M., Lieb B., Meyer A., Tiedemann R., Purschke G., Bleidorn C. Phylogenomic analyses unravel annelid evolution. // Nature.-2011.-471 (7336).-P. 95-98.

132. Tara A., Christof N., Robb K. Hox Genes and Segmentation of the Hindbrain and Axial Skeleton // Cell and Developmental Biology. - 2009. - V 25. - P. 431-456.

133. Thamm K., Seaver E.C. Notch signaling during larval and juvenile development in the polychaete annelid Capitella sp. I. // Developmental Biology. - 2008. - V 320(1). - 304-318.

134. Tessmar-Raible K., Arendt D. Emerging systems: between vertebrates and arthropods, the Lophotrochozoa. // Current Opinion in Genetics & Development. - 2003. - V 13. - P. 331340.

135. Thomas-Chollier M., Ledent V., Leyns L., Vervoort M. A non-tree-based comprehensive study of metazoan Hox and ParaHox genes prompts new insights into their origin and evolution. // BMC Evolutionary Biology. -2010. - 10:73.

136. Wang K.C., Helms J.A., Chang H.Y. Regeneration, repair and remembering identity: the three Rs of Hox gene expression. // Trends in Cell Biology. - 2009. - V 19. - № 6. - P. 268-275.

137. Wang K.C., Yang Y.W., Liu B., Sanyal A., Corces-Zimmerman R., Chen Y., Lajoie B.R., Protacio A., Flynn R.A., Gupta R.A., Wysocka J., Lei M., Dekker J., Helms J.A., Chang H.Y. A long noncoding RNA maintains active chromatin to coordinate homeotic gene expression // Nature. - 2011. - V 472 - P. 120-124.

138. Westheide W., McHugh D., Purschke G., Rouse G. Systematization of the Annelida: different approaches. // Hydrobiologia. - 1999. - V 402. - P. 291-307.

139. Winchell C.J., Valencia J.E., Jacobs D.K. Confocal analysis of nervous system architecture in direct-developing juveniles of Neanthes arenaceodentata (Annelida, Nereididae). // Frontiers in Zoology. -2010.-7:17.

140. Wilson E. B. Cell-lineage of Nereis // Boston: Ginn and company. - 1892.

141. Wolpert L., Bedington R., Brockes J., Jessell T., Lawrence P., Meyerowitz E. Developmental biology comes of age: Principles of Development, 2nd. - Principles of Development., Oxford. - 1998.

142. Woltering J.M., Durston A.J. MiR-10 Represses HoxBla and HoxB3a in Zebrafish // PLoS ONE.-2008.-3:1.-el396.

143. Wray G.A. Transcriptional regulation and the evolution of development // Introduction Journal of Development Biology. - 2003 - V 47 - P. 675-684.

144. Yekta S., Tabin C.J., Bartel D.P. MicroRNAs in the Hox network: an apparent link to posterior prevalence // Nature Review Genetics. - 2008. - V 9(10). - P. 789-796.