Стратегия идентификации генетических локусов при гетерогенных менделирующих наследственных заболеваниях тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.26, доктор биологических наук Поляков, Александр Владимирович

• Поляков, Александр Владимирович
• доктор биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации доктор биологических наук Поляков, Александр Владимирович

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

I. Генетическое картирование наследственных заболеваний.

1.1 Стратегия позиционного клонирования

1.2. Методы генетического картирования.

1.3. Проблема идентификации локуса заболевания для семей ограниченного размера.

I.4 Разработка алгоритма идентификации патологического гена при генетически гетерогенных менделирующих заболеваниях.

И. Установление генетической природы заболевания при нейросенсорной тугоухости на основе анализа частых мутаций в локусе

П. 1 Общая характеристика НСТ

II.2 Локус несиндромальной тугоухости ЭРКВ1 и мутации в нем 44 II.3 Анализ частых мутации в локусе ВРЫВ1.

II.4. Обсуждение результатов

III. Установление генетической природы заболевания при атипичных спинальных амиотрофиях на основе анализа частой мутации в гене 8М1Ч

III. 1. Общая характеристика спинальных амиотрофий

111.2. Генетическая природа САМ

111.3. Поиск мутаций и анализ сцепления с геном 8М№ при атипичных САМ

111.4. Обсуждение результатов

IV. Анализ генов-кандидатов для установления локуса заболевания при зонулярной катаракте.

IV. 1. Общая характеристика наследственных катаракт

IV.2. Гены, ответственные за возникновение катаракт и мутации в них 83 ^.3. Анализ сцепления с кандидатными локусами и поиск мутации, приводящей к заболеванию, в семье с порошкообразной зонулярной катарактой

IV.4. Обсуждение результатов

V. Анализ генов-кандидатов для определения локуса заболевания и мутаций в семье с аутосомно-рецессивной пигментной дегенерацией сетчатки.

V. 1. Общая характеристика ПДС

V.2. Структура, функции и мутации гена PNR

V.3. Описание клинического фенотипа и родословной семьи с ПДС

V.4. Анализ сцепления с кандидатными локусами в семье с ПДС

V.5. Поиск мутаций в гене PNR

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Стратегия идентификации генетических локусов при гетерогенных менделирующих наследственных заболеваниях»

Актуальность темы:

В настоящее время картировано большинство моногенных заболеваний человека. Показана генетическая гетерогенность многих заболеваний, например, таких, как наследственные моторно-сенсорные нейропатии. пигментная дегенерация сетчатки, наследственные катаракты и др.

Стратегия генетического картирования и позиционного клонирования, с помощью которой идентифицировано большинство генов, ответственных за моногенные наследственные болезни, эффективна для локализации генов, повреждения в которых приводят к заболеванию, в семьях с большим количеством больных или при отсутствии генетической гетерогенности в исследуемой выборке семей. С этой целью для генетического картирования выбираются семьи, соответствующие жестким клиническим критериям. Такой подход позволяет находить новые локусы наследственных заболеваний, но оставляет открытым вопрос о генетической природе заболевания в семьях с атипичными клиническими формами. Не исключено, что данные формы имеют своей причиной повреждения в тех же генах, но, возможно, отличные от наблюдаемых при классическом течении заболевания.

Вопрос о том, как применить имеющиеся генетические данные для определения локуса заболевания в одной конкретно взятой семье ограниченного размера с несколькими пораженными, не пригодной для классического полногеномного скрининга, на сегодняшний день остается открытым. При решении данной задачи исследователь сталкивается как минимум с двумя проблемами. Первая - как определить локус заболевания для семьи среди уже известых генных локусов данной нозологии. Возможно при этом, что в какой-либо семье за заболевание будет ответственен ранее не идентифицированный локус. Вторая задача проистекает из значительной клинической вариабельности многих наследственных заболеваний. Многие из них имеют различное клиническое проявление даже внутри одной семьи и, наоборот, различные заболевания имеют одни и те же клинические симптомы. Поэтому проверке на генетическое сцепление должны подвергаться локусы пе одного заболевания, а всех тех, которые могут дать сходную клиническую картину, что еще более усложняет исследование.

Таким образом, необходима новая стратегия, сочетающая в себе различные подходы к генетическому картированию и поиску мутаций, приводящих к наследственным заболеваниям, пригодная для идентификации генетического локуса заболевания в семьях с несколькими или даже одним пораженным.

Разработка данной стратегии была проведена нами для частых заболеваний человека из разных областей медицинской генетики: нейрогенетики (спинальные амиотрофии, наследственные моторно-сенсорные нейропатии), офтальмогенетики (пигментная дегенерация сетчатки, зонулярная катаракта) и особо сложного раздела клинической генетики - генетики нейросенсорной тугоухости.

Применение такой стратегии на практике позволит, с одной стороны, проводить эффективное молекулярно-генетическое консультирование конкретных семей, что и является одной из конечных задач современной генетики человека. С другой стороны, накопление молекулярно-генетических данных о локусах заболеваний и мутациях в них позволит выявить взаимосвязи между клиническим полиморфизмом и генетической гетерогенностью того или иного заболевания, определить характерные клинические особенности определенной генетической формы заболевания. Накопление знаний в области клинико-генетических корреляций при гетерогенных менделирующих заболеваниях позволяет эффективно определять локус заболевания для конкретной семьи и проводить прогнозирование течения заболевания в данной семье, доклиническую и дородовую ДНК-диагностику.

Накопление данных по генетическому сцеплению и разнообразию мутаций, приводящих к заболеванию, открывает возможности для совершенствования классификации наследственных заболеваний и построения ее с учетом данных о генетической причине заболевания.

Информация о первичном генетическом дефекте приобретает особое значение в связи с разрабатываемыми подходами к генотерапии некоторых заболеваний. В более общем смысле картирование и идентификация генов, ответственных за наследственные болезни человека, остается одним из основных путей получения информации о молекулярных основах функционирования человеческого организма.

Цель и задачи иследования

Целью настоящей работы является создание стратегии, позволяющей эффективно определять генетический локус и мутации в нем при гетерогенных менделирующих наследственных заболеваниях в семьях ограниченного размера и разработка рекомендаций для ДНК-диагностики таких заболеваний.

В связи с этим в работе ставились следующие задачи:

1. Создать алгоритм генетического анализа семьи с гетерогенным менделирующим заболеванием, направленный на идентификацию патологического гена и мутаций в нем.

2. Оценить возможности анализа мажорных мутаций в соответствующих генах для генодиагностики нейросенсорной тугоухости и редких атипичных форм спинальной амиотрофии.

3. Методом анализа генов-кандидатов установить генетическую природу заболевания в семье с порошкообразной зонулярной катарактой.

4. Используя анализ генов-кандидатов определить локус заболевания и ответственные за него мутации в семье с рецессивным типом пигментной дегенерации сетчатки.

5. В двух больших семьях провести анализ генетического сцепления НМСН II-фенотипа с известными локусами АД НМСН I и НМСН II. В случае исключения сцепления с известными локусами, провести поиск сцепления с функциональными генами кандидатами и/или полногеномный скрининг для определения локуса заболевания в исследуемых семьях.

Научная новизна:

Разработан гибкий алгоритм идентификации патологических генов в семьях с наследственными заболеваниями, характеризующимися клиническим полиморфизмом и генетической гетерогенностью. Алгоритм учитывает степень изученности генетической структуры болезни и ее гетерогенности, а также особенности спектра мутаций, приводящих к заболеванию и размер изучаемой семьи. Алгоритм включает этапы анализа частых мутаций и поиска мутаций в кодирующих областях известных генов, ответственных за возникновение болезни; анализ генетического сцепления с известными локусами заболевания, анализ сцепления с функциональными генами-кандидатами и полногеномный скрининг. Разработанная система позволяет проводить дифференциальную диагностику заболеваний со сходным клиническим течением и различных генетических форм внутри одной нозологической единицы. Накопление данных по клинико-генетическим корреляциям при гетерогенных заболеваниях позволяет уточнить классификационную систематику таких заболеваний

Обнаружены делеции 7-8 экзонов гена SMNt при двух формах атипичных САМ с аутосомно-рецессивным наследованием. Исключено сцепление заболевания с геном SMNt в семье с доброкачественным вариантом проксимальной САМ

Впервые на территории России определены частоты двух мажорных мутаций в локусе DFNB1, приводящих к HCT. Установлена генетическая природа заболевания у 55% больных, у которых в анамнезе не было выявлено влияния внешнесредовых факторов риска HCT.

В гене коннексина 50 (GJA8). ответственном за одну из форм порошкообразной зонулярной катаракты, обнаружена ранее не описанная мутация Ile247Met. Данная мутация расположена в последнем внутриклеточном домене белка коннексина 50, что обусловливает клинические особенности заболевания в изученной семье.

Описана новая клиническая форма рецессивной пигментной дегенерации сетчатки. Данная форма имеет своими отличительными признаками врожденный характер и непрогрессирующее течение. Заболевание картировано на 15 хромосоме человека, в области между маркерами 0158123 и 0158979, включающей ген РМЯ, ответственный за некоторые формы ПДС. В гене PNR, обнаружена ранее не описанная мутация. Выявлен клинический полиморфизм среди заболеваний, причиной которых являются мутации в гене РИЛ.

В двух семьях с аксональным типом моторно-сенсорной нейропатии показано отсутствие сцепления НМСН II фенотипа с ранее описанными локусами НМСН I и II типа. Таким образом, показана дальнейшая генетическая гетерогенность НМСН II.

Картирован новый локус аксональной формы НМСН (НМСН2Е) и впервые идентифицирован ген (МЕБЬ), мутации в котором приводят к аксональной форме НМСН. Идентификация первого гена НМСН II имеет фундаментальное значение для генетики этого заболевания, поскольку раскрывает молекулярные механизмы патогенеза НМСН II и дает ключ к поиску новых генов, ответственных за это заболевание.

Картирован новый локус аксональной формы НМСН (НМСН2Р), определена минимальная область локализации гена, ответственного за данную форму НМСН.

Практическая значимость

Решена важная для практического здравоохранения задача - показана возможность проведения прямой и косвенной ДНК-диагностики для отдельно взятой семьи при различных типах частых генетически гетерогенных заболеваний. Разработаны рекомендации проведения ДНК-диагностических процедур в семье при миодистрофии Дюшенна, спинальной амиотрофии, фенилкетонурии, муковисцидозе, врожденной гиперплазии коры надпочечников, наследственной моторно-сенсорной нейропатиии, болени Вильсона-Коновалова, несиндромальной тугоухости, синдроме удлиненного С)Т-интервала, X-сцепленной агаммаглобулинемии, изолированной катаракте, пигментной дегенерации сетчатки.

В результате обнаружения первого гена, ответственного за аксональную форму НМСН, впервые становится возможной прямая ДНК-диагностика в семьях с НМСН II, что является первым шагом на пути к разработке адекватной терапии этого заболевания.

Положения, выносимые на защиту:

1. Разработан алгоритм идентификации патологических генов в семьях с наследственными заболеваниями, отличающимися широким клиническим полиморфизмом и выраженной генетической гетерогенностью.

2. Показана эффективность анализа частых мутаций для установления генетической природы заболевания на примере нейросенсорной тугоухости и атипичных САМ. Доказано отсутствие нозологической самостоятельности скапуло-перонеальной САМ с ранним началом и проксимальной САМ с артрогрипозом. Впервые на территории России определены частоты двух мажорных мутаций, приводящих к НСТ.

3. Методом анализа генов-кандидатов определен локус заболевания в семье с поршкообразной зонулярной катарактой. Несмотря на относительно низкое значение Ьос1-балла, полученное при анализе сцепления, в гене коннексина 50 (ОМ8) обнаружена ранее неизвестная мутация, приводящая к заболеванию.

4. Описана новая клиническая форма пигментной дегенерации сетчатки. Анализ сцепления с локусами генов-кандидатов позволил картировать заболевание в локусе ^24. Обнаружена ранее не известная мутация в гене ядерного рецептора, специфичного для клеток фоторецепторов (Р№1), сегрегирующая совместно с заболеванием в данной семье.

5. Методом исключения генетического сцепления с известными локусами НМСН обнаружены две новые генетические формы аксональной формы НМСН.

6. Методом анализа сцепления с функциональными генами-кандидатами выявлен новый генетический локус аксонального типа НМСН, обозначенный "НМСН2Е". Локус картирован на хромосоме 8р21, между маркерами Б88136 иБ881769;

7. Причиной развития НМСН 2Е являются мутации в гене легкой цепи нейрофиламента (Ь'ИРЬу.

8. Методом полногеномного скрининга выявлен новый генетический локус аксонального типа НМСН, обозначенный "НМСШБ". Локус картирован на хромосоме 11-21, между маркерами Э78672 и 0782421.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Материалы исследования

Работа выполнена на образцах ДНК пациентов научно-консультативного отдела МГНЦ РАМН, Центра нервно-мышечных заболевания при РГМУ, отделения патологии глаз у детей Института глазных болезней им. Гельмгольца МЗ РФ, Межрегиональной генетической консультации г. Воронежа, кафедры нервных болезней Саранского Государственного университета, С.-Петербургского НИИ уха, горла, носа и речи, С.-Петербургского городского детского сурдологического центра, а также медико-генетических консультаций ряда городов России.

В качестве контроля в работе использованы образцы ДНК 90 здоровых лиц из банка ДНК лаборатории ДНК-диагностики ГУ МГНЦ РАМН.

В работе использовались реактивы следующих производителей:

1) "Реахим": уксусная кислота, соляная кислота, гидроксид натрия, фенол, хлороформ, этиловый спирт; 2)"Serva": агароза, натрия додецилсульфат (SDS), аммония сульфат ([NH4]2S04)j натрия гидрофосфат (Na2HP03), калия дигидрофосфат (КН2Р04), натрия хлорид (NaCl), формамид; Ъ)"Sigma": IM раствор магния хлорида (MgCl2), Triton Х-100, Tween-20, глицерин, масло минеральное; 4)"Sigma" или "Helicon": ЭДТА динатриевая соль, персульфат аммония (ПСА), TEMED; 5)"ДиаМ" (пр-во Германия): борная кислота; 6)"Pr omega", "Sigma", или "Helicon": акриамид; l)"Promega": метилен-бисакриламид, Tris-основание, мочевина, легкоплавкая агароза, 100 мМ растворы дезоксинуклеозид-трифосфатов (dATP, dGTP, dCTP и dTTP); а также следующие готовые наборы: "Wizard® PCR Preps DNA Purification", "DNA Sequencing Reagents", и "Silver Sequence".

2. Забор венозной крови.

Кровь у больных и членов их семей была взята методом венопункции в одноразовые пластиковые пробирки с консервантом. В качестве консерванта использовали 0.5М ЭДТА, рН 8.0. При заборе крови к 0.5 мл консерванта добавляли 5 мл крови и хорошо перемешивали (конечная концентррация ЭДТА равнялась 50 мМ). Собранные в экспедиционных поездках образцы крови хранили замороженными при -20°С.

3. Выделение геномной ДНК из цельной крови.

ДНК была выделена из замороженной периферической крови больных и их клинически здоровых родственников. Для получения ДНК необходимой степени чистоты и достаточного молекулярного веса использовали фенол-хлороформный метод выделения ДНК из крови (Уапёепр1аз е1 а1, 1984) с небольшими изменениями:

1. Кровь замораживали при -20°С в течение ночи.

2. После размораживания к одному объему крови добавляли один объем однократного буфера РВ8 (1тМ КН2Р045 5.6 тМ Ка2НР04, 154тМ №С1), перемешивали и центрифугировали при 7000 g в течение 15 мин.;

3. Супернатант удаляли, осадок ресуспендировали в 1 объеме 1х буфера 88С (150 тМ 1МаС1, 15 тМ цитрат натрия) и центрифугировали при тех же условиях;

4. Супернатант удаляли, ядерный осадок растворяли в 1 мл буфера ТЕ (10 тМ трис- НС1, рН 8.0, 1.0 тМ ЭДТА, рН 8.0). Добавляли протеиназу К до концентрации 50 мкг/мл и 10% 8Б8 до конечной концентрации 0.5%. Образец тщательно перемешивали;

5. Инкубировали образец в течение ночи при 37°С;

6. Последовательно проводили экстракцию равными объемами фенола, смеси фенол-хлороформ (в соотношении 1:1), и хлороформа с центрифугированием при 5000 g в течение 10 минут после каждого этапа.

7. ДНК осаждали из раствора добавлением 2.5 объемов охлажденного 96% этанола. Образец выдерживали 30 мин. при -20°С;

8. Сформировавшуюся ДНК растворяли в 50-200 мкл ТЕ (рН 8.0). Полученные образцы ДНК хранили при -20°С.

Для выделения ряда образцов ДНК был использован набор реагентов и протокол для выделения ДНК из различного биологического материала фирмы БШотТМ ОКАРгер 100 (Россия).

4. Полимеразная цепная реакция (ПЦР).

Полимеразную цепную реакцию проводили на программируемом термоциклере МС2 производства фирмы "ДНК-технология" (Россия) с использованием ДНК-полимеразы Тегтш aquaticus производства института прикладной энзимологии "Ферментас" г. Вильнюса, а также ДНК-полимеразы ВЫая ("БиоМастер").

ПЦР проводили по следующей схеме: 0.1-1 мкг геномной ДНК, 0.25 мкМ каждого олигопраймера, 250 мкМ каждого дезоксинуклеозидтрифосфата помещали в 25 мкл однократного буфера для ПЦР следующего состава: 67 тМ Тпэ-На, рН 8.8, 16,6тМ (ЫН^С^, 0.01 % Twin-20, добавляли 1.5 единицы термофильной ДНК-полимеразы, 20-30 мкл минерального масла. Оптимальная концентрация ]У^С12 и температура отжига праймеров были подобраны экспериментальным путем для каждой используемой пары олигопраймеров. Проводили 30 циклов ПЦР в следующем режиме: первоначальная денатурация 95°С - 3-5 минут

94°С - 45 секунд, 55°С - 65°С - 45 секунд, 72°С - 45 секунд, финальная достройка 72°С - 7 минут.

Праймеры и условия амплификации, используемые в данной работе, приведены в Приложении 1.

Последовательности праймеров, использованных в работе, выбирались на основе нуклеотидных последовательностей анализируемых фрагментов ДНК, имеющихся в базе данных GeneBank. Для анализа кодирующих частей исследованных генов, включая сайты сплайсинга, использовали праймеры, выбранные из прилежащих интронных последовательностей. Для анализа длинных экзонов, их последовательности разбивали на несколько перекрывающихся ПЦР-фрагментов, которые амплифицировали и анализировали по отдельности.

5. Электрофорез в полиакриламидном и агарозном гелях

Аллели микросателлитных полиморфных маркеров, используемых для анализа генетического сцепления, разделяли с помощью электрофореза в 8% неденатурирующем ПААГ (соотношение АА:бисАА = 29:1.3), длиной 20 см, , для анализа неполиморфных фрагментов использовали 7% гель (соотношение АА:бисАА = 29:1). Гели готовили на 1х буфере TBE (0.089 М трис-борат, 0.089 М борная кислота, 2.0 шМ ЭДТА). Проводили префорез в течение 20 мин. Перед нанесением на гель 10 мкл амплификата смешивали с 3 мкл буфера для нанесения, содержащего смесь маркерных красителей бромфенолового синего и ксилолцианола.

Наносили приготовленные пробы в лунки и проводили электрофорез в течение 3 - 5 часов при напряжении 240 - 260 V при комнатной температуре. В качестве маркера молекулярного веса использовали ДНК фага лямбда, расщепленную эндонуклеазой рестрикции Pst I. После разделения ДНК-фрагментов, гель окрашивали в растворе бромистого этидия (0.1 мкг/мл в IxTBE) в течение 10 минут, промывали водой, и фотографировали в проходящем ультрафиолетовом свете при длине волны 312 нм.

Для оценки эффективности амплификации фрагментов экзонов исследуемых генов перед проведением SSCP -анализа, 5 мкл амплификата каждого образца смешивали с 2 мкл буфера для нанесения и проводили электрофорез в 1% горизонтальном агарозном геле, приготовленном на 1х ТАЕ

0.04 М трис-ацетат, 2.0mM ЭДТА), и содержащем 0.1 мкг/мл бромистого этидия. Результаты фиксировали, фотографируя гель в проходящем ультрафиолетовом свете.

6. Обработка продуктов ПЦР эндонуклеазами рестрикции

Для повышения эффективности поиска мутаций методом SSCP-анализа в длинных ПЦР-фрагментах экзонов, для анализа делеций в 7, 8 экзонах гена SMNt, для подтверждения изменения нуклеотидной последовательности, определенного методом прямого автоматического секвенирования и для проверки сегрегации с заболеванием обнаруженной мутации в исследуемой семье, а также для скрининга на данную мутацию ДНК здоровых лиц использовались эндонуклеазы рестрикции.

В работе использованы эндонуклеазы производства НПО "Fermentas", фирм "Promega" и "Ammersham", реакцию проводили согласно протоколу фирмы-производителя.

7. Поиск точковых мутаций методом SSCP-анализа

Поиск мутаций в кодирующих областях исследуемых генов проводился методом SSCP-анализа (single-strand conformation polymorphysm, Orita et al., 1989),. Перед проведением SSCP-анализа продукты ПЦР размером более 300 н.п. разрезали на более короткие фрагменты, используя эндонуклеазы рестрикции.

С целью повышения эффективности выявления мутаций, SSCP-анализ одних и тех же фрагментов проводили параллельно, используя разные модификации этого метода: 1) применяли температурную или щелочную денатурации; 2) проводили электрофорез в ПААГ как в присутствии 5% глицерина, так и без глицерина; 3) проводили электрофорез в ПААГ как при комнатной температуре, так и при температуре +4°С.

Протокол SSCP анализа в случае щелочной денатурации состоял из следующих этапов:

1) после проведения ПЦР 15 мкл амплификата смешивали с 5 мкл 0.5 М NaOH и и 0.5 мкл 0.5 М ЭДТА;

2) смесь нагревали до 42°С в течение 15 минут;

3) добавляли 5 мкл формамидного буфера (95% формамид, 0.5% бромфеноловый синий и 0.5% ксилолцианол);

4) 15-20 мкл смеси наносили на 10% неденатурирующий ПААГ (АА:бисАА = 29:1), приготовленный на 0.5х буфере TBE, и содержащий 5% глицерин, или не содержащий глицерин;

5) проводили электрофорез в ПААГ длиной 20 см и толщиной 1 мм при комнатной температуре и напряжении 110 вольт в полукратном буфере TBE в течение 15-24 часов (в зависимости от длины фрагментов);

6) после проведения электрофореза гель окрашивали нитратом серебра, используя набор "Silver Sequence" ("Promega"), согласно протоколу фирмы: 1) гель фиксировали в 10%-ном растворе уксусной кислоты в течение 2-х часов; 2) промывали гель в течении 2-х минут в 0.5 л бидистиллированной воды - три раза; 3) инкубировали гель в течении 30 минут при покачивании в 0.2% водном растворе нитрата серебра, содержащем 0.075% формальдегида; 4) гель быстро промывали бидистиллированной водой и проявляли, покачивая, в 6% растворе карбоната натрия, содержащем 0.05% формалин; 5) после развития окраски гель фиксировали 10%-ным раствором уксусной кислоты и промывали в большом количестве воды, после чего хранили герметично запаянным в полиэтилен или фотографировали в проходящем свете видимого спектра.

Протокол SSCP анализа в случае температурной денатурации состоял из следующих этапов:

1) после проведения ПЦР 5 мкл амплификата смешивали с 20 мкл формамидного буфера (95% формамид; 20 мМ ЭДТА, pH 8.0; 0.5% бромфеноловый синий; 0.5% ксилолцианол);

2) смесь нагревали при 95°С в течение 3 минут; затем немедленно переносили на ледяную баню, далее - согласно пунктам 4)-6) протокола SSCP-анализа с щелочной денатурацией.

Для последующего элюирования фрагмента одноцепочечной ДНК с измененной электрофоретической подвижностью, проводили SSCP с щелочной денатурацией, после чего окрашивали гель раствором бромистого этидия (0.1 мкг/мл).

8. Определение нуклеотидной последовательности.

Определение нуклеотидной последовательности образцов, в которых были выявлены изменения при SSCP-анализе, проводилось методом прямого автоматического секвенирования продукта ПЦР как с прямого, так и с обратного праймера, на основе ферментативного сиквенса rio методу Сэнгера (Sanger et al., 1977). В лаборатории ДНК-диагностики МГНЦ РАМН секвенирование проводили согласно протоколу секвенирования DNA

TM

Sequencing System фирмы "Promega" на автоматическом секвенаторе ALF фирмы "Pharmacia Biotech", с использованием флуоресцентно-меченых праймеров.

Перед проведением реакции секвенирования продукт ПЦР очищали с помощью электрофореза в 1% геле, приготовленном из легкоплавкой агарозы на 1х буфере ТАЕ. Фрагмент ДНК для секвенирования выделяли из геля, используя набор "Wizard® PCR Preps DNA Purification" ("Promega").

9. Полногеномный скрининг на наличие сцепления

Полногеномный скрининг на наличие генетического сцепления в семье В. с HMCHII был проведен на базе лаборатории молекулярной генетики Университета г. Антверпена (Бельгия). Для скрининга был использован набор флюоресцентно меченых праймеров - Human Gene Mapping kit (Weber set, version 6, Isogen Bioscience BV, Maarssen, The Netherlands), позволяющий амплифицировать полиморфные ДНК-маркеры, распределенные псевдоравномерно по геному. Среднее расстоянием между маркерами составляло 10.52 сМ Генотипироваиие проводили на автоматическом секвенаторе ABI 377, для первичной обработки данных использовали программы ABI GENESCAN (версия 2.0.2) и GENOTYPER (версия 2.0) (Perkin Elmer-Applied Biosystems, Foster-City, CA, USA).

10. Анализ сцепления

Оценку сцепления локуса заболевания с геномными маркерами проводили на основании статистического анализа сегрегации заболевания в семье с аллелями полиморфных маркеров, используя метод максимального правдоподобия (Ott, 1991).

Двухлокусный анализ сцепления осуществлялся с помощью программы MLINK, входящей в пакет программ "LINKAGE", версия 5.1 (Lathrop et al, 1985). Для мультилокусного анализа сцепления использовалась программа LINKMAP, входящая в пакет программ "FASTLINK", версия 4.1Р. Спинальную амиотрофию и пигментную дегенерацию сетчатки рассматривали как аутосомно-рецессивные заболевания, а наследственную моторно-сенсорную нейропатию и порошкообразную зонулярную катаракту - как аутосомно-доминантные. Для всех заболеваний пенетрантность принимали равной 100%. Частота заболеваний была задана равной 0.0001. Частоты аллелей полиморфных маркеров были заданы в соответствии с частотами, представленными в базе данных GenomeDatabase (URL=http://gdbwww.gdb.org). Если информация о частоте аллелей маркера отсутствовала в базе данных, то она оценивалась приблизительно, исходя из частоты встречаемости аллелей в хромосомах неродственного происхождения в анализируемой семье.

Значение 6, которому соответствовало максимальное значение Lod-балла, вычислялось с помощью программы MLINK. Преобразование частоты рекомбинации 9 в генетическое расстояние X, измеряемое в сантиморганидах, осуществлялось по формуле Косамби (Ott, 1991):

За область исключения принималась область, прилежащая к данному геномному маркеру, внутри которой значение Lod-балла было меньше или равно - 2. Значение частоты рекомбинации 9, которому соответствовал Lod-балл=-2, определялось методом подбора задаваемых значений 8. Размер области исключения рассчитывался из величины 9, соответствующей значению Lod=-2, и выражался в сантиморганидах (сМ).

11. Компьютерные база данных

Использованы следующие интернет-базы данных:

- для анализа и сбора информации о заболеваниях - OMIM (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Omim/)

- для анализа последовательностей ДНК генов и полиморфных маркеров -The Genome Database (http://gdbwww.gdb.org/) и GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez)

- для анализа уникальности выбранных олигопраймеров и поиска гомологичных последовательностей - BLAST (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/)

- для построения физических карт и карт сцепления - Map Viewer.( http://www.ncbi.nlm.nih.gov/cgi-bin/Entrez/mapsearch) и Human Genome Working Draft (http://genome.ucsc.edu/)

- для анализа данных об известных мутациях в генах - Human Gene Mutation Database (http://archive.uwcm.ac.uk/uwcm/mg/hgmdO.html)

Заключение диссертации по теме «Молекулярная генетика», Поляков, Александр Владимирович

ВЫВОДЫ:

1. Разработан алгоритм идентификации патологических генов в семьях с генетически гетерогенными наследственными заболеваниями, учитывающий изученность генетической структуры болезни, степень ее гетерогенности, особенности спектра мутаций, приводящих к заболеванию, а также размер изучаемой семьи. Алгоритм включает этапы анализа частых мутаций, анализа сцепления с известными локусами заболевания и с функциональными генами-кандидатами, а также полногеномный скрининг на наличие генетического сцепления.

2. Анализ мажорных мутаций эффективен для генодиагностики в семьях с генетически гетерогенными заболеваниями. При исследовании частых мутаций в локусе ОРКВ1 у 245 российских больных с нейросенсорной тугоухостью (НСТ) мутация 35<1еЮ в гене коннексина 26 (01В2) выявлена у 72% больных с отягощенным семейным анамнезом и в 42% изолированных случаев заболевания. Доля мутации 35ёеЮ составила 82% среди всех мутаций в локусе

3. Анализ частых мутаций эффективен для установления этиологии заболеваний с выраженным клиническим полиморфизмом и генетической гетерогенностью. Выявленные делеции 7-8 экзонов гена 8М№ у больных со скапуло-перонеальной САМ с ранним началом и проксимальной САМ с артрогрипозом свидетельствуют об отсутствии нозологической самостоятельности этих форм заболевания, в то время как причиной проксимальной САМ с доброкачественным течением не являются мутации в локусе 5ц13.

4. Анализ сцепления с известными локусами эффективен для установления генетической природы аутосомно-доминантных заболеваний без выраженных мажорных мутаций. В семье с ограниченным числом больных с порошкообразной зонулярной катарактой показано сцепление заболевания с локусом гена коннексина 50 (С1А8), расположенного на хромосоме Ц21-25. Несмотря на то, что при анализе сцепления получено сравнительно низкое максимальное значение Ьоё-балла - 0.89, в последнем внутриклеточном домене гена С1А8 обнаружена новая мутация Ие247Ме1:.

5. Анализ генов-кандидатов эффективен для установления локуса заболевания с выраженной генетической гетерогенностью. В результате анализа генетического сцепления с известными локусами пигментной дегенерации сетчатки в двупоколенной семье с атипичной формой ПДС заболевание картировано на хромосоме 15q24 в интервале между маркерами D15S123 и D15S211. При двухлокусном анализе сцепления максимальное значение Lod-балла составило 3.66 при отсутствии рекомбинаций (0 = 0.00). Методом прямого секвенирования проведен анализ кодирующей области гена PNR, обнаружена ранее не описанная мутация del А481, приводящая к сдвигу рамки считывания и появлению преждевременного стоп-кодона.

6. На основании исключения сцепления заболевания с известными аутосомно-доминантными локусами НМСН в двух больших российских семьях обнаружено существование двух новых генетических форм наследственной моторно-сенсорной нейропатии второго типа - НМСН 2Е (OMIM* 162280) и НМСН 2F (ОМ1М*606595).

7. Анализ сцепления заболевания с функциональными генами кандидатами позволил картировать локус НМСН 2Е вблизи генов NEFL и NEFM на хромосоме 8р21 между маркерами D8S136 и D8S1769 в генетическом интервале размером 16 сМ. При двухлокусном анализе сцепления максимальное значение Lod-балла составило 5.93 при отсутствии рекомбинаций (9 = 0.00). Обнаружена замена А998С в 1-м экзоне гена NEFL, приводящая к замене аминокислоты Gln333Pro в высококонсервативном а-спиральном домене белка NEFL и сегрегирующая совместно с заболеванием в данной семье.

8. Методом полногеномного скрининга на наличие сцепления локус НМСН 2F картирован на хромосоме 7qll-21. При двухлокусном анализе сцепления максимальное значение Lod-балла составило 6.43 при отсутствии рекомбинаций (9 = 0.00) для полиморфного маркера D7S2204. Определена наиболее вероятная область локализации гена, ответственного за НМСН 2F, с генетическим размером 5.4 сМ, ограниченная маркерами D7S672 и D7S2421.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

На сегодняшний день показана генетическая гетерогенность многих моногенных заболеваний человека. Число известных локусов для некоторых заболеваний варьирует от нескольких до нескольких десятков. Для значительного числа наследственных болезней гены, которые их обуславливают, не только не идентифицированы, но и не картированы до сих пор. Применение имеющихся молекулярно-генетических данных для определения генетической природы болезни в конкретной семье должно опираться на клинико-генетические особенности заболевания, учитывать число известных локусов патологии и спектр мутаций в них, а также размер изучаемой родословной и число больных в ней.

Нами обоснована необходимость и предложена стратегия определения генетического локуса заболевания в отдельно взятой семье с генетически гетерогенным менделирующим заболеванием. Предложенная стратегия включает следующие этапы: анализ мажорных мутаций в известных генах, ответственных за развитие заболевания; поиск сцепления с известными локусами патологии для семей ограниченного размера; анализ генетического сцепления с функциональными генами-кандидатами; полногеномный скрининг для достаточно больших семей в которых исключено сцепление с известными локусами заболевания.

В случае установления сцепления патологического фенотипа в семье с известным или новым локусом болезни проводится поиск мутаций в уже известных генах или позиционных генах-кандидатах.

Эффективность поиска частых мутаций для установления генетической природы заболевания в семье ограниченного размера или даже для отдельного больного показана нами на примере нейросенсорной тугоухости и спинальных амиотрофий.

Изучение двух частых мутаций 35с1еЮ и делеции 342 тнп. в генах коннексинов в1В2 и СШ6, соответственно, в локусе БРКВ1 позволило подтвердить генетическую природу тугоухости и установить ее причину на уровне ДНК у 44% из 245 изученных неродственных больных. Особенно высокой оказалась доля выявленных мутаций - 72% - в группе больных с отягощенным семейным анамнезом (Некрасова и др., 2002). Полученные данные подтверждают, что около 40%) всех случаев НСТ обусловлено мутациями в локусе БЕКВ1. У одного больного выявлено двойное гетерозиготное носительство мутаций в двух родственных генах коннексинов 01В2 и 01В6. Эти данные подтверждают возможность дигенного наследования НСТ в локусе БЕШ1.

Анализ частой мутации - делеции 7-го и/или 8-го экзона гена 8ММ позволил установить генетическую причину заболевания у 95-98% больных с различными формами спинальной амиотрофии (81^та е! а!., 2001). Проведенное нами исследование 32 больных с одиннадцатью редкими и атипичными вариантами САМ выявило данную мутацию в 5 из 6 пораженных неродственных хромосом у больных со скапуло-перонеальной САМ и у обоих неродственных больных САМ с артогрипозом в гомозиготном состоянии. Полученные данные позволили сделать вывод об ответственностии гена 8М№ за эти формы САМ и об отсутствии их нозологической самостоятельности .

Эффективность поиска частых мутаций для определения генетического локуса и установления природы заболевания были показаны нами в предшествующих и параллельных исследованиях для ряда других менделирующих заболеваний. Например, поиск делеций промоторной области и 19 экзонов гена дистрофина позволяет зарегистрировать мутацию у 60% больных миодистрофией Дюшенна/Беккера (Вагапоу У.8., е1; а!., 1993), анализ трех частых мутаций в гене СУР21В, информативен для установления природы заболевания у 78% больных с врожденной гиперплазией коры надпочечников (Evgrafov й а\., 1995; Ро1уакоу ег а1., 1998). Эффективен поиск частой мутации -НМСН 1А дупликации - для определения генетической природы такого гетерогенного заболевания, как моторно-сенсорная нейропатия первого типа. Дупликацию удается обнаружить у 54% больных с НМСН I (Мегауапоуа с! а!.,

2000а). Нами были разработаны простые эффективные тест-системы на основе мультиплексной ПЦР для анализа 11 и 8 наиболее частых мутаций при муковисцидозе и фенилкетонурии, соответственно. Использование систем позволяет выявлять мутации в 73% пораженных хромосом при муковисцидозе и в 85% - при ФКУ (СИиЬгоуа А. е! а1., 2001). Даже для такого генетически гетерогенного заболевания, каким является синдром удлиненного С^-Т интервала, приводящий к внезапной смерти больных, поиск мутаций в «горячих» участках четырех генов, ответственных за разные формы заболевания, позволил нам установить его природу у 60% изученных больных (У.аЫуаггшшкауа й а1., 2001).

Таким образом, исследование частых мутаций или поиск мутаций в кодирующих областях известных генов, вовлеченных в развитие патологии, является весьма эффективным инструментом для установления генетической природы заболевания в конкретной семье. Отрицательный результат поиска мутаций позволяет, с одной стороны, пересмотреть возможные клинические диагнозы в данной семье и расширить их число, а, с другой - перейти к анализу сцепления с другими кандидатными локусами.

При наличии большого числа известных локусов заболевания и отсутствии для него мажорных мутаций, в качестве первоочередного шага установления генетического локуса заболевания в семье ограниченного размера нами предложено проводить анализ сцепления с этими известными локусами. Данный подход может быть использован, когда поиск частых мутаций в семье в соответствующих генах не дал результата. На этом этапе при анализе малых родословных необходимо добиваться полной информативности всех доступных для анализа в семье мейозов за счет привлечения дополнительных полиморфных маркеров. Такой подход позволяет получать максимально возможное для данной семьи значение Ьос1-балла, а также эффективно исключать сцепление с анализируемыми локусами, поскольку не остается не зафиксированных рекомбинаций между аллелем полиморфного маркера и патологическим фенотипом в семье. При установлении очередности анализа локусов на сцепление с заболеванием в данной семье следует учитывать клинические особенности в семье и таковые, описанные для известных локусов болезни.

Эффективность анализа генетического сцепления с уже известными локусами заболевания продемонстрирована нами на примере семейных случаев порошкообразной зонулярной катаракты и пигментной дегенерации сетчатки.

В семье ограниченного размера с катарактой в трех поколениях нами было обнаружено сцепление с локусом гена коннексина 50 (GJA8), мутации в котором приводят к развитию порошкообразной зонулярной катаракты. В кодирующей части гена обнаружена ранее не известная мутация Ile247Met, сегрегирующая с заболеванием в семье (Polyakov et al, 2001). Описанная нами мутация, является третьей из известных на сегодняшний день в гене GJA8, она расположена в последнем внутриклеточном домене белка Сх50, что обусловливает особенности клинической картины порошкообразной зонулярной катаракты в изученной семье.

Анализ клинических особенностей и локализации известных генов, ответственных за развитие заболевания, позволил нам провести эффективный выбор первоочередных кандидатных локусов для пигментной дегенерации сетчатки в семье с атипичным АР случаем болезни. Анализ сцепления позволил локализовать патологический ген в 30-сантиморганидном интервале между маркерами D15S123 и D15S211 на хромосоме 15q23. Часть маркеров внутри критической области была полностью информативна в семье, для них был получен максимальный Lod-балл Z=3.66, при отсутствии рекомбинаций. В гене PNR, расположенном в области сцепления, идентифицирована ранее не известная мутация del А481, которая приводит к синтезу укороченного белкового продукта с функциональным ДНК-связывающим доменом и отсутствием лиганд-связывающего домена.

В случаях, когда сцепление со всеми известными локусами заболевания исключено, может быть проведен анализ генетического сцепления с функциональными генами-кандидатами патологии или генами, высокогомологичными тем, для которых уже показана вовлеченность в этиологию определенной нозологической формы. Для больших семей в случае исключения кандидатных локусов всех типов может быть проведен полногеномный скрининг на наличие сцепления. Этот подход был нами реализован на примере двух семей с моторно-сенсорной нейропатией второго типа.

Для всех шести известных АД локусов НМСН I и II типов (НМСН1А, НМСН1В, ЕОи, НМСН2А, НМСН2В и НМСН20) в обеих семьях были получены результаты, исключающие сцепление заболевания с каждым из них. Это позволило сделать вывод, что заболевание в семьях не сцеплено с известными АД локусами НМСН I и II типов, и, таким образом, выявить новые генетические варианты аксональной формы наследственной моторно-сенсорной нейропатии, котором мы присвоили обозначение НМСН 2Е (ОМ1М* 162280) и НМСН 2Б ((ЭМ1М*606595).

Анализ сцепления заболевания с функциональными генами-кандидатами позволил картировать локус НМСН 2Е на хромосоме 8р21-р22 в области, где расположены два гена нейрофиламентов, АШРЬ и МЕЕМ, кодирующие, соответственно, легкую и среднюю цепи этого белка. При двухлокусном анализе сцепления максимальное значение ИСЮ-балла, равное 5.93 при 9 = 0.0, получено для микросателлитного маркера (СТ-повтора) из 5'-некодирующей области гена легкой цепи нейрофиламента АШЕЬ. Поиск мутаций в кодирующих областях обоих генов выявил в 333 ко доне гена КЕБЕ замену нуклеотида А998-»С (САв-> ССв), которая приводит к доминантной миссенс-мутации -замене аминокислоты глутамин-333 на пролин (СЛпЗЗЗРго). Данная мутация сегрегировала совместно с заболеванием в семье и не была выявлена у 90 здоровых неродственных индивидуумов (Мегауапоуа е1 а1, 20006). Таким образом, идентифицирован первый ген, ответственный за аксональный тип моторно-сенсорной нейропатии - ген легкой цепи нейрофиламента - МЕРЕ.

Для семьи с формой НМСН 2Б проведен полногеномный скрининг на наличие сцепления. Локус заболевания картирован на хромосоме 7qll-ц21между маркерами 0782435 и 078806. Максимальный ЕосЕбалл при двухлокусном анализе сцепления 7=5.87 получен для маркера 0782204 при отсутствии рекомбинаций (ЪтаНоу е1 а1, 2001). Анализ гаплотипов в семье с привлечением максимального числа маркеров из интервала сцепления позволил определить наиболее вероятную область локализации патологического гена в интервале 5.4 сМ между маркерами 078672 и Э782421.

Итак, нами разработана стратегия определения генетического локуса в отдельно взятой семье с гетерогенным менделируюгцим заболеванием. Эффективность различных этапов предложенного алгоритма показана для достаточного числа распространенных моногенных заболеваний человека. Она определяется степенью изученности генетической структуры заболевания и его гетерогенностью, спектром мутаций, приводящих к болезни, а также размером изучаемой семьи.

Применение предложенной нами стратегии на практике позволяет подтверждать генетическую природу заболевания, проводить эффективное медико-генетическое консультирование конкретных семей, что и является одной из конечных задач современной медицинской генетики человека. Накопление молекулярно-генетических данных о локусах заболеваний и мутациях в них позволит установить клинико-генетические корреляции, определить характерные клинические особенности определенной генетической формы заболевания. Накопление данных о таких корреляциях повышает эффективность определения локуса заболевания для конкретной семьи и проводить прогнозирование течения заболевания в даной семье, доклиническую и дородовую ДНК-диагностику.

Накопление данных по генетическому сцеплению и разнообразию мутаций приводящих к заболеванию, открывает возможности для совершенствования классификации наследственных заболеваний и построения ее с учетом данных о генетической причине заболевания. Информация о первичном генетическом дефекте приобретает особое значение в связи с разрабатываемыми подходами к генотерапии некоторых заболеваний. В более общем смысле картирование и идентификация генов, ответственных за наследственные болезни человека, остается одним из основных путей получения информации о молекулярных основах функционирования человеческого организма.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Поляков, Александр Владимирович, 2002 год

1. Блюмина М.Г., Московкина А.Г. Частота и типы наследования генетической нейросенсорной тугоухости у детей. Вестник оториноларингологии. 1981 №3 с.21-25

2. Блюмина М.Г., Московкина А.Г. Этиология нейросенсорной тугоухости у детей, имеющих родителей с нормальным слухом. Вестник оториноларингологии. 1982 №1 с. 23-25

3. Дадали E.JI Наследственные нервно-мышечные заболевания: диагностика и медико-генетическое консультирование. Диссертация на соискание ученой степени доктора медицинских наук. Москва, -1999.- 266 с.

4. Дадали E.JL, Мальмберг С.А., Шагина И.А., Ситников В.Ф., Евграфов. Диагностика и профилактика проксимальных спинальных амиотрофий. // Неврологический журнал,-1997-.№ 4.-е. 14-18.

5. Дейвис К. (ред.) Анализ генома. Методы, (пер. с англ.) Москва, "Мир", 1990.

6. Загорянская М.Е., Румянцева М.Г.Даменецкая С.Б. Нарушение слуха у взрослых и детей (эпидемиологическое исследование). М, 1997 Московский НИИ Уха, горла, носа МЗРФ. С.48-51

7. Краснов M.JI. Терапевтическая офтальмология.-М. «Медицина» 1985, -559с

8. Некрасова Н.Ю., Шагина И.А., Поляков A.B. Молекулярно-генетическое обследование слабослышащих и глухих детей. Новости оториноларингологии и логопатологии №1 (29) 2002 г С. 82-83.

9. Тарасов Д.И., Наседкин А.Н., Лебедев В.П. и др. Тугоухость у детей. М., 1984

10. A. Jordaeva, С. Boerkoel, Н. Takashima, et al. (2001) Novel mutations in the NEFL gene. (Abstract) // European Charcot-Marie-Tooth Consortium 10th Annual Symposium, November 23-24, 2001, Antwerpen, Belgium, Abstract book

11. Alzheimer's Disease Collaborative Group (1995) The structure of the presenilin 1 (SI82) gene and identification of six novel mutations in early onset AD families. Nature Genet. 11: 219-222, 1995

12. Anichkina A, Kulenich T, Zinchenko S, Shagina I, Polyakov A, Ginter E, Evgrafov O, Viktorova T, Khusnitdonova E. On the origin and frequency of the 35delG allele in GJB2-linked deafness in Europe. Eur J Hum Genet. 2001 Feb;9(2):151

13. Antonarakis SE. (1994) Genome linkage scanning: systematic or intelligent? Nature Genet 8: 211-212.

14. Armitage, M. M.; Kivlin, J. D.; Ferrell, R. E. (1995) A progressive early onset cataract gene maps to human chromosome 17q24. Nature Genet 9: 37-40

15. Armstrong JD, Meyer D, Xu S, Elfervig JL. Long-term follow-up of Stargardt's disease and fundus flavimaculatus //J.Ophthalmology.-1998 v.105, №3,- P 448-457.

16. Bergoffen J, Scherer SS, Wang S, Oronzi Scott M, Bone LJ, Paul DL, Chen K et al (1993) Connexin mutation in X-linked Charcot-Marie-Tooth disease. Science262:2039-2042

17. Berry, V.; Ionides, A. C. W.; Moore, A. T.; Plant, C.; Bhattacharya, S. S.; Shiels, A. (1996) A locus for autosomal dominant anterior polar cataract on chromosome 17p. Hum. Molec. Genet. 5: 415-419

18. Berson EL. Retinitis pigmentosa. The Friedenwald Lecture. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1993 34:1659-1676

19. Bird T, Kraft GH (1978) Charcot-Marie-Tooth disease: data for genetic counseling relating age to risk. Clin Genet 14(1): 43-9;

20. Bird, T. D.; Ott, J.; Giblett, E. R. (1982) Evidence for linkage of Charcot-Marie-Tooth neuropathy to the Duffy locus on chromosome 1. Am. J. Hum. Genet. 34: 388-394;

21. Birouk N, LeGuern E, Maisonobe T, Rouger H, Gouider R et al (1998) X-Iinked Charcot-Marie-Tooth disease with Connexin 32 (Cx32) point mutation: evidence of a primary axonal neuropathy in 48 cases. Neurology 50: 1074-1082;

22. Blumberg B, Evans RM (1998) Orphan nuclear receptors new Iigands and new possibilities. Genes Dev 12:3149-3155

23. Bolino A, Muglia M, Conforti FL, LeGuern E, Salih MAM, Georgiou D-M, Christodoulou K, et al. (2000). Charcot-Marie-Tooth type 4B is caused by mutations in the gene encoding myotubularin-related protein-2. Nature Genet. 25: 17-19

24. Bonders F. Beitraege sur pathologischen Anatomic des Auges. 2. Pigmentbildung in der Netzhaut. Arch Fr Ophthalmol. 1857:3:139-165

25. Bort, S.; Martinez, F.; Palau, F. Prevalence and parental origin of de novo 1.5Mb duplication in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A. (Letter) Am. J. Hum. Genet. 60: 230-233, 1997.

26. Botstein D, White RL, Skolnick M, Davis RW. (1980) Construction of a genetic linkage map in man using restriction fragment length polymorphisms. Am J Hum Genet 32: 314-31

27. Boughman JA, Conneally PM, Nance WE. Population genetic studies of retinitis pigmentosa. Am J Hum Genet. 1980 -532:223-235.

28. Bouhouche A, Benomar A, Birouk N, Mularoni A, Meggouh F, Tassin J, Grid D, et al. (1999) A locus for an axonal form of autosomal recessive Charcot-Marie-Tooth disease maps to chromosome Iq21.2-q21.3. Am J Hum Genet ;65(3):722-7

29. Brook, M. A. Clinicians View of Neuromuscular Diseases.// Baltimore: Williams and Williams. 1986.

30. Bruzzone R, White TW, Goodenough DA (1996) The cellular Internet: on-line with connexins. Bioessays 18: 709-18

31. Brzustowicz L.M., Lehner T., Castilla, L.H., Penchaszadeh, G.K, Wilhelmsen, K.C., Daniels, R.J., Davies, K.E., Leppert, M., Ziter, F., Wood, D., Dubowittz, V., Zerres, K., Hausmanova-Petrusewics, I., Ott,J., Munsat, T.L., and Gilliam, T.C.

32. Genetic mapping of chronic childhood-onset spinal muscular atrophy to chromosome 5ql 1.2 ql3.3. //Nature - 1990 .-v. 344,-p. 540-541.

33. Buhler D., Raker V., Luhrmann R., Fischer U. Essential role for the tudir domain of SMN in spliceosomal U snRNP assembly: implications for spinal muscular atrophy.//Hum.Mol.Genet.-1999-v.8.-p.2351-2357.

34. Burglen, L., Lefebvre, S., Clermont, 0., Burlet, P., Viollet, L., Cruaud, C., Munnich, A., and Melki, J. Structure and organization of the human survival motor neuron (SMN) gene. // Genomics -1996a -v.32-p.479-482.

35. Campbell L., Potter A., Ignatius J., Dubowitz V., Davies K. Genomics variation and gene conversion in spinal muscular atrophy: implications for disease process and clinical phenotypes. // Am.J.Hum.Genet.-1997-v.61.-p.40-50.

36. Carpenter DA, Ip W (1996) Neurofilament triplet protein interactions: evidence for the preferred formation of NF-L-containing dimers and a putative function for the end domains. J Cell Sci 109: 2493-2498;

37. Chance P.F., Abbas N., Lensch M.W., Pentao L., Roa B.B., Patel P.I., Lupski J.R. (1994) Two autosomal dominant neuropathies result from reciprocal DNA duplication/deletion of a region on chromosome Yl.Hum. Mol. Genet. 3: 223-228.

38. Charcot JM, Marie P (1886). Sur une forme paticuliere d'atrophie musculaire progressive souvent familial debutant par les pieds et les jambes et atteignant plus tard les mains. Rev Med 6: 97-138;

39. Chuhrova A., I. Shagina, N. Petrova, A. Polyakov. A simple and rapid assay of the 11 more frequent mutations in CFTR gene. 10th Int Congress of Human Genetics, Vienna, Austria, May 2001./ Europ. J. Hum. Genet. May 2001 v.9 suppl. 1: p.405.

40. Church, R. L.; Wang, J.-H.; Steele, E. (1995) The human lens intrinsic membrane protein MP70 (Cx50) gene: clonal analysis and chromosomemapping. Curr. Eye Res. 14: 215-221

41. Chylack, L. (1981) Sugar cataracts possibly the beginning of medical anti-cataract therapy in Mechanisms of Cataract Formation in the Human Lens

42. Duncan, G., ed.), pp. 237-252, Academic Press

43. Cobben JM, van der Steege G, Grootscholten P, de Visser M, Scheffer H, Buys CH. Deletion of the survival motor neuron (SMN) gene in unaffected siblings of patients with spinal muscular atrophy (SMA). // Amer. J. Hum. Genet -1995.-v.57.-p.805-808.

44. Collins FS (1995) Positional cloning moves from perditional to traditional. Nat Genet 9:347-50

45. Coovert D.D., Le T.T., McAndrew P.E., Strasswimmer J., Crawford T.O., Mendell J.R., Coulson S.E., Androphy E.J. , Prior T.W., Burghes A.H. The survival motor neuron protein in spinal muscular atrophy. // Hum.Mol.Genet.-1997-v.6.-p.1205-1214.

46. Cowchock FS, Duckett SW, Streletz LJ, Graziani LJ, Jackson LG (1985) X-linked motor-sensory neuropathy type-II with deafness and mental retardation: a new disorder. Am. J. Med. Genet. 20: 307-315

47. Cvekl A, Piatigorsky J (1996) Lens development and crystalline gene expression: many roles for Pax-6. BioEssays 18:621-630

48. Czeizel A, Hamula J. A hungarian study on Werdnig-Hoffmann disease. J Med Genet. 1989 Dec;26(12):761-3.

49. De Jonghe P, Mersivanova I, Nelis E, Del Favero J, Martin JJ, Van Broeckhoven C, Evgrafov O, Timmerman V. Further evidence that neurofilament light chain gene mutations can cause Charcot-Marie-Tooth disease type 2E. Ann Neurol. 2001 Feb;49(2):245-9.

50. De Jonghe P, Timmerman V, Nelis E, Martin J-J, Van Broeckhoven C (1997) Charcot-Marie-Tooth disease and related peripheral neuropathies. J. Peripheral Nerv. System 2: 370-387.

51. De Long R., Siddique T. A large New England kindred with autosomal dominant neurogenic scapuloperoneal amyotrophy with unique features. // Arch. Neurol. 1992.-v.49.-p.905-908.

52. Delaye M, Tardieu A (1983) Short-range order of crystalline proteins accounts for eye lens transparency. Nature 302:415-417

53. Devriendt K., Lammens M., Schollen E., Van Hole C., Dom R., Devlieger H., Cassiman J.J., Fryns J.P., Matthijs G. Clinical and molecular genetic features of congenital spinal muscular atrophy. // Ann.Neurol.-1996-v.40.-p.731-738.

54. Donahue, R. P.; Bias, W. B.; Renwick, J. H.; McKusick, V. A. (1968) Probable assignment of the Duffy blood group locus to chromosome 1 in man. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.61, 949-955

55. Dryja TP, Finn JT, Peng YW, McGee TL, Berson EL, Yau KW. Mutations in the gene encoding the alpha subunit of the rod cGMP-gated channel in autosomal recessive retinitis pigmentosa. Proc NatlAcadSci USA. 1995 -92:10177-10181.

56. Dryja TP, Li T. Molecular genetics of retinitis pigmentosa. Hum Mol Genet. 1995 54: 1739~i743

57. Dubowitz V. Chaos in classification of the spinal muscular atrophies of childhood. // Neuromuscular disor.-1991.-v. 1.-p.77-80.

58. Dubowitz, V. Muscle Disorders in Childhood. // 1978-Philadelphia: W.B. Saunders).

59. Dyck PJ, Chance P, Lebo R, Carney JA. (1993) Hereditary motor and sensory neuropathies. In: Peripheral Neuropathy (eds: Dyck PJ, Thomas PK, Griffin JW, Low PA, Poduslo JF) Philadelphia, W.B. Saunders Company, 1993, pp. 1094-1136;

60. Dyck PJ, Lambert EH (1968) Lower motor and primary sensory neuron disease with peroneal muscular atrophy. Neurologic, genetic, and electrophysiologic findings in various neuronal degenerations. Arch. Neurol. 18: 603-618 (part I) and 619-625 (part II)

61. Dyck, P. J. (1966) Histologic measurements and fine structure of biopsied sural nerve: normal, and in peroneal muscular atrophy, hypertrophic neuropathy, and congenital sensory neuropathy. Mayo Clin. Proc. 41: 742-774;

62. Eiberg, H.; Lund, A. M.; Warburg, M.; Rosenberg, T. (1995) Assignment of congenital cataract Volkmann type (CCV) to chromosome lp36. Hum. Genet. 96:33-38.

63. Eiberg, H.; Marner, E.; Rosenberg, T.; Mohr, J. (1988) Marner's cataract (CAM) assigned to chromosome 16: linkage to haptoglobin. Clin. Genet. 34: 272275,.

64. Emery A. E.H. The nosology of spinal muscular atrophies. // J. Med. Genet. -1971,-v. 8.-p.481-495.

65. Emery AEH (1991) Population frequencies of inherited neuromuscular diseases a world survey. Neuromusc. Disord. 1: 19-29;

66. Enmark E, Gustafs-son JA Blindness and partial sight in England and Wales Orphan nuclear receptors the first eight years. (1996) Mol Endocrinol 10:12931307

67. Estivill X, Fortina P, Surrey S, Rabionet R, Melchionda S, DAgruma L, Mansfield E, Rappaport E, Govea N, Mila M, Zelante L, Gasparini P. Connexin-26 mutations in sporadic and inherited sensorineural deafness //Lancet -1998. -Vol.351 P.394-398.

68. Evans, J. et al.(1996) Blindness and partial sight in England and Wales: April 1990-March 1991. Health Trends 28, 5-12

69. Evgrafov O.V., Polyakov A.V., Dzenis I.G., Baharev V.A. Preliminary investigation of mutations in 21-hydroxylase gene in patients with congenital adrenal hyperplasia in Russia. Human Mutation. -1995.- 5: PI31-136.

70. Favre, M.: A propos de deux cas de degenerescence hyaloideoretinienne. Two cases of hyaloid-retinal degeneration. Ophthalmologica. 135: 604-609, 1958

71. Feigenbaum J.,Munsat T.L. A nevromuscular syndrome of scapuloperoneal distribution. // Bull Los Ang. Neurol. Soc. -1970.-v.35.-47-57.

72. Finkel N. A Forma pseudomiopatica tardia da atrofla muscular progressiva heredofamilial. // Arqu.neuropaiquiatr. -1962.-v.20.-p.307-322.

73. Fischer U., Liu Q., Dreyfuss G. The SMN-SIP1 complex has an essential role in spliceosomal snRNP biogenesis. // Cell.-1997-v.90.-p.l023-1029.

74. Fishman GA. Retinitis pigmentosa. Genetic percentages. Arch Ophthalmol. 1978 -596:822-826.

75. Franceschetti, A.: Ueber tapeto-retinale Degenerationen in Kindesalter.In:

76. Entwicklung und Fortschitt in der Augenkeilkunde. : Stuttgart: Enke Verlag (pub.) 1963. Pp. 107-120.

77. Francis PJ, Berry V, Moore AT, Bhattacharya S (1999) Lens biology: development and human cataractogenesis. Trends Genet 15 : 191-196

78. Francois, J. (1982) Genetics of cataract. Ophthalmologica 184, 61-71

79. Freund CL, Wang QL, Chen S, Muskat BL, Wiles CD, Sheffield VC, Jacobson SG, Mclnnes RR, Zack DJ, Stone EM. De novo mutations in the CRX homeobox gene associated with Leber congenital amaurosis. Nat Genet. 1998 ; 18:311-312.

80. Furukawa T, Morrow EM, Cepko CL. Crx, a novel otx-like homeobox gene, shows photoreceptor-specific expression and regulates photoreceptor differentiation. Cell. 1997; 91:531-541.

81. Fuse Y, Doi K, Hasegawa T, Sugii A, Hibino H, Kubo T. Three novel connexin26 gene mutations in autosomal recessive non-syndromic deafness. Neuroreport. 1999 Jun 23; 10(9): 1853-7.

82. Geisler N, Weber K (1981) Self-assembly in vitro of the 68,000 molecular weight component of the mammalian neurofilament triplet protein into intermediate-sized filaments (Letter). Mol Biol 151: 565-571;

83. Gencic, S.; Abuelo, D.; Ambler, M.; Hudson, L. D.: Pelizaeus-Merzbacher disease: an X-linked neurologic disorder of myelin metabolism with a novel mutation in the gene encoding proteolipid protein. Am. J. Hum. Genet. 45: 435442, 1989.

84. Gill SR, Wong PC, Monteiro MJ, Cleveland DW (1990) Assembly properties of dominant and recessive mutations in the small mouse neurofilament (NF-L) subunit. J Cell Biol 111(5 Pt 1): 2005-19;

85. Gilliam TC, Brzustowicz LM, Castilla LH, Lehner T, Penchaszadeh GK, Daniels RJ, Byth BC, Knowles J, Hislop JE, Shapira Y, et al. Genetic homogeneity between acute and chronic forms of spinal muscular atrophy. // Nature .-1990.-v.345.-p.823-825.

86. Goldfarb LG, Park KY, Cervenakova L, Gorokhova S, Lee HS, Vasconcelos O, Nagle JW, et al. (1998) Missense mutations in desmin associated with familial cardiac and skeletal myopathy. Nat Genet 19: 402-3;

87. Gong, X.; Li, E.; Klier, G.; Huang, Q.; Wu, Y.; Lei, H.; Kumar, N. M.; Horwitz, J.; Gilula, N. B. (1997) Disruption of alpha-3 connexin gene leads to proteolysis and cataractogenesis in mice. Cell 91: 833-843

88. Gorlin R. J., Toriello H.V., Cohen M.M. Hereditary hearing loss and its syndromes. -N.Y.; Oxford , 1995.-457p.

89. Gruijters WT, Kistler J, Bullivant S, Goodenough DA (1987) Immunolocalization of MP70 in lens fiber 16-17-nm inter-cellular junctions. J Cell Biol 104:565-572

90. Guilford, P.; Ben Arab, S.; Blanchard, S.; Levilliers, J.; Weissenbach, J.; Belkahia, A.; Petit, C. :A non-syndromic form of neurosensory, recessive deafness maps to the pericentromeric region of chromosome 13q. Nature Genet. 6: 24-28, 1994.

91. Guo SW, Xiong M. Estimating the age of mutant disease alleles based on linkage disequilibrium. Hum Hered. 1997 Nov-Dec;47(6):315-37.

92. Haim M, Holm NV, Rosenberg T. Prevalence of retinitis pigmentosa and allied disorders in Denmark. I. Main results. Acta Ophthalmol (Copenh). 1992; 70:178-186

93. Ham M. Retinitis pigmentosa: problems associated with genetic classification. Clin Genet. 1993 -544: 62-70.

94. Hardcastle AJ, Thiselton DL, Zito I, Ebenezer N, Mah TS, Gorin MB, Bhattacharya SS. Evidence for a new locus for X-linked retinitis pigmentosa (RP23). Invest Ophthalmol Vis Sci. 2000 541:2080-2086.

95. Harding AE (1995) From the syndrome of Charcot, Marie and Tooth to disorders of peripheral myelin proteins. Brain 118(Pt 3): 809-18;

96. Harding AE, Thomas PK (1980) The clinical features of hereditary motor and sensory neuropathy types I and II. Brain 103: 259-280;

97. Hayasaka K, Himoro M, Sato W, Takada G, Uyemura K, Shimizu N, Bird TD, Conneally PM, Chance PF (1993b) Charcot-Marie-Tooth neuropathy type IB is associated with mutations of the myelin P(0) gene. Nature Genet. 5: 31-34;

98. Hayasaka K, Himuro M, Wang Y, Takata M, Minoshima S, Shimizu N, Miura M, Uyemura K, Takada G (1993a) Structure and chromosomal localization of the gene encoding the human myelin protein zero (MPZ). Genomics 17: 755-758

99. Head MW, Sedowofia K, Clayton RM (1995) Beta B2-crys-tallin in the mammalian retina. Exp Eye Res 61:423^128

100. Heckenlively JR, Yoser SL, Friedman LH, Oversier JJ. Clinical findings and common symptoms in retinitis pigmentosa. Am J Ophthalmol 1988; 1 05 304-5 1 1 .

101. Heon, E.; Liu, S.; Billingsley, G.; Bernasconi, O.; Tsifildis, C.; Schorderet, D. F.; Munier, F. L. (1998) Gene localization for aculeiform cataract, on chromosome 2q33-35. (Letter) Am. J. Hum. Genet. 63: 921-926,

102. Heon, E.; Priston, M.; Schorderet, D. F.; Billingsley, G. D.; Girard, P. O.; Lubsen, N.; Munier, F. L. (1999) The gamma-crystallins and human cataracts: a puzzle made clearer. Am. J. Hum. Genet. 65: 1261-1267,

103. Hisanaga S, Kusubata M, Okumura E, Kishimoto T (1991) Phosphorylation of neurofilament H subunit at the tail domain by CDC2 kinase dissociates the association to microtubules. J Biol Chem 266: 21798-803;

104. Hoffman PN, Lasek RJ (1975) The slow component of axonal transport. Identification of major structural polypeptides of the axon and their generality among mammalian neurons. J Cell Biol 66: 351-66;

105. Holz FG, Evans K, Gregory CY, Bhattacharya S, Bird AC. Autosomal dominant macular dystrophy simulating North Carolina macular dystrophy. //Ophthalmol.- 1995.- V. 113.-P. 178-184.

106. Hood D.C., Cideciyan A.V., Roman A J & Jacdbson, S.G. Enhanced S cone syndrome: evidence for an abnormally large number of S cones. Vision Res. 35,1473-1481 1995

107. Hsieh, C.-L.; Kumar, N. M.; Gilula, N. B.; Francke, U : Distribution of genes for gap junction membrane channel proteins on human and mouse chromosomes. Somat. Cell Molec. Genet. 17: 191-200, 1991.

108. Inglehearn CF. (1997) Intelligent linkage analysis using gene density estimates. Nature Genet 16: 15;

109. Inglehearn CF. Molecular genetics of human retinal dystrophies. Eye 1998; 12:571-579

110. Ionasescu VV, Searby C, Ionasescu R, Neuhaus IM, Werner R. (1996a). Mutations of the noncoding region of the connexin32 gene in X-linked dominant Charcot-Marie-Tooth neuropathy. Neurology 47: 541-544;

111. Ionides A, Francis P, Berry V, Mackay D, Bhattacharya S, Shiels A, Moore A. (1999) Clinical and genetic heterogeneity in autosomal dominant congenital cataract. Br. J. Ophthalmol. Jul;83(7):802-8

112. Ionides, A. C. W.; Berry, V.; Mackay, D. S.; Moore, A. T.; Bhattacharya, S. S.; Shiels, A. (1997) A locus for autosomal dominant posterior polar cataract on chromosome lp. Hum. Molec. Genet. 6: 47-51.

113. Isozumi K., DeLong R., Kaplan J., Deng H.X., Iqbal Z., Hung W-Y., Wilhelmsen K.C., Hentati A., Pericak-Vance M.A., Siddique T. Linkage of scapuloperoneal spinal muscular atrophy to chromosome 12q24.1-q24.31. // Hum.Mol.Genet.-1996-v.5.-p. 1377-1382.

114. Itabashi, R.; Katsumi,0.; Mehta, M.C.; et al. Stargardt's disease/fundus flavimaculatus: psychophysical and electrophysiologic results. //Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol.- 1993.-V.231, № 10,- P.555-562.

115. Jacobson JT. Nosology of deafness. J Am Acad Audiol. 1995 Jan;6(l):15-27. Review.

116. Jay M. On the heredity of retinitis pigmentosa. Br J Ophthalmol. 1992; 66:405-416.

117. Julien JP, Mushynski WE (1998) Neurofilaments in health and disease. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 61: 1 -23;

118. Kaeser H.E. Die familiare scapuloperoneale muskelatrophie. // Dt. Z. nervenheilk.-l 964,-v. 186.-p.379-394.

119. Kajiwara K, Berson EL, Dryja TP. Digenic retinitis pigmentosa due to mutations at the unlinked peripherin/RDS and ROMi loci. Science. 1994 -5264:1604-1608

120. Kajiwara, K.; Sandberg, M.A.; Berson, E.L. A null mutation in human peripherin/RDS gene in a family with autosomal dominant retinitis punctata albencens //Nature Genet. 1993. -№ 3,- P.208-212.

121. Kalaydjieva L, Gresham D, Gooding R, Heather L, Baas F, de Jonge R, Blechschmidt K, et al. (2000) N-myc downstream-regulated gene 1 is mutated in hereditary motor and sensory neuropathy-Lom. Am J Hum Genet 67(l):47-58;

122. Kalaydjieva L, Hallmayer J, Chandler D, Savov A, Nikolova A, Angelicheva D, King RHH, et al. (1996) Gene mapping in Gypsies identifies a novel demyelinating neuropathy on chromosome 8q24. Nature Genet. 14: 214-217;

123. Kantorow M, Horwitz J, Sergeev YV, Hejtmancik JF, Piati-gorsky J (1997) Extralenticular expression cAMP-dependent kinase phosphorylation and autophosphorlyation of betaB2-crystallin. Invest Ophthalmol Vis Sci Suppl 38:S205-S205

124. Kantorow M, Piatigorsky J (1994) Alpha-crystallin/small heat shock protein has autokinase activity. Proc Natl Acad SciUSA 91:3112-3116

125. Katsanis, N.; Shroyer, N. F.; Lewis, R. A.; Cavender, J. C.; Al-Rajhi, A. A.; Jabak, M.; Lupski, J. R.: Fundus albipunctatus and retinitis punctata albescens in a pedigree with an R150Q mutation in RLBP1. Clin. Genet. 59: 424-429, 2001.

126. Kelley, P. M.; Harris, D. J.; Comer, B. C.; Askew, J. W.; Fowler, T.; Smith, S. D.; Kimberling, W. J. : Novel mutations in the connexin 26 gene (GJB2) that cause autosomal recessive (DFNB1) hearing loss. Am. J. Hum. Genet. 62: 792-799, 1998.

127. Kelsell DP, Dunlop J, Stevens HP, Lench NJ, Liang JN, Parry G, Mueller RF,Leigh IM. Connexin 26 mutations in hereditary non-syndromic sensorineural deafness. Nature. 1997 May l;387(6628):80-3.

128. Kelsell, D. P.; Di, W.-L.; Houseman, M. J.: Connexin mutations in skin disease and hearing loss. Am. J. Hum. Genet. 68: 559-568, 2001.

129. Kennedy W.R., Alter M., Sung J.H. Progressive prooimal spinal and bulbar muscular atrophy of late onset: a seo -linked recessive trait. // Neurology.-1968.-v.18.-p.677-680.

130. Kiang,D.T., Jin,N., Tu,Z.J. and Lin,H.H. Upstream genomic sequence of the human connexin26 gene Gene 199 (1-2), 165-171 (1997)

131. Kikuchi T, Kimura RS, Paul DL, Adams JC. Gap junctions in the rat cochlea: immunohistochemical and ultrastructural analysis. Anat Embryol (Berl). 1995 Feb; 191 (2): 101-18

132. Kobayashi, M.; Takezawa, S.; Hara, K.; Yu, R. T.; Umesono, Y.; Agata, K.; Taniwaki, M.; Yasuda, K.; Umesono, K. (1999) Identification of a photoreceptor cell-specific nuclear receptor. Proc. Nat. Acad. Sci. 96: 4814-4819

133. Korinthenberg R., Sauer M., Ketelsen U.P., Haneman C.O., Stoll G., Graf M., Baborie A., Volk V., Wirth B., Rudnik-Schoneborn S., Zerres K. Congenital axonal neurophathy caused by deletions in the SMA region. // Ann.Neurol.- 1997-v.42,-p.364-368.

134. Kramer, P.; Yount, J.; Mitchell, T.; LaMorticella, D.; Carrero-Valenzuela, R.; Lovrien, E.; Maumenee, I.; Litt, M. (1996) A second gene for cerulean cataracts maps to the beta crystallin region on chromosome 22. Genomics 35: 539-542

135. Krill, A. E.; Woodbury, G.; Bowman, J. E. (1969) X-chromosomal-linked sutural cataracts. Am. J. Ophthal. 68: 867-872

136. Krill, A.E. Hereditary retinal and choroidal diseases: fleked retina disease. //Hagerstown: Harper and Row (pub.) 2 1977.-P.739-819.

137. Kubisch, C.; Schroeder, B. C.; Friedrich, T.; Lutjohann, B.; El-Amraoui, A.; Marlin, S.; Petit, C.; Jentsch, T. J. : KCNQ4, a novel potassium channel expressedin sensory outer hair cells, is mutated in dominant deafness. Cell 96: 437-446, 1999.

138. Lalwani, A. K.; Goldstein, J. A.; Kelley, M. J.; Luxford, W.; Castelein, C. M.; Mhatre, A. N. : Human nonsyndromic hereditary deafness DFNA17 is due to a mutation in nonmuscle myosin MYH9. Am. J. Hum. Genet. 67: 1121-1128, 2000.

139. Lathrop GM, Lalouel JM, Julier C, Ott J (1985) Multilocus lineage analysis in humans: detection of linkage and estimation of recombination. Am J Hum Genet 37: 482-498

140. Lathrop GM, Lalouel JM, Julier C, Ott J. Strategies for multilocus linkage analysis in humans. Proc Natl Acad Sci USA. 1984 Jun;81(l l):3443-6.

141. Lebo RV, Chance PF, Dyck PJ, Redila-Flores MT, Lynch ED, Golbus MS, Bird TD, King MC, Anderson LA, et al. (1991) Chromosome 1 Charcot-Marie-Tooth disease (CMT1B) locus in the Fc-gamma receptor gene region. Hum. Genet. 88: 1-12;

142. Lee MK, Marszalek JR, Cleveland DW (1994) A mutant neurofilament subunit causes massive, selective motor neuron death: implications for the pathogenesis of human motor neuron disease. Neuron 13: 975-988;

143. Lee MK, Xu Z, Wong PC, Cleveland DW (1993) Neurofilaments are obligate heteropolymers in vivo .J Cell Biol 122: 1337-50;

144. Lee,S.W., Tomasetto,C., Paul,D.L., Keyomarsi,K. and Sager,R. Transcriptional downregulation of gap-junction proteins blocks junctional communication in human mammary tumor cell lines J. Cell Biol. 118, 1213-1221 (1992)

145. Lefebvre S, Burglen L, Reboullet S, Clermont O, Burlet P, Viollet L, Benichou B, Cruaud C, Millasseau P, Zeviani M, et al. Identification and characterization of a spinal muscular atrophy-determining gene. // Cell.- 1995.-v.80.-p.155-165.

146. Lefebvre S., Burglen L., Frezal J., Munnich A., Melki J. The role of the SMN gene in proximal spinal muscular atrophy. // Hum. Mol.Genet.-1998-v.7.-p.l5311536.

147. Lefebvre S., Burlet P., Liu Q., Bertrandy S., Clermont O., Munnich A., Dreyfuss G., Melki J. Correlation between severity and SMN protein level in spinal muscular atrophy. // Nat.Genet.-1997-v.l6.-p.265-269.

148. Lench, N.; Houseman, M.; Newton, V.; Van Camp, G.; Mueller, R. : Connexin-26 mutations in sporadic non-syndromal sensorineural deafness. Lancet 351: 415 only, 1998

149. Lerer I, Sagi M, Ben-Neriah Z, Wang T, Levi H, Abeliovich D A deletion mutation in GJB6 cooperating with a GJB2 mutation in trans in non-syndromic deafness: A novel founder mutation in Ashkenazi Jews. Hum Mutat 2001 Nov;18(5):460

150. Li, X. C.; Everett, L. A.; Lalwani, A. K.; Desmukh, D.; Friedman, T. B.; Green, E. D.; Wilcox, E. R. : A mutation in PDS causes non-syndromic recessive deafness. (Letter) Nature Genet. 18: 215-217, 1998.

151. Litt, M.; Kramer, P.; LaMorticella, D. M.; Murphey, W.; Lovrien, E. W.; Weleber, R. G. (1998) Autosomal dominant congenital cataract associated with a missense mutation in the human alpha crystallin gene CRYAA. Hum. Mol. Genet.7, 471-474

152. Liu, X.-Z.; Walsh, J.; Mburu, P.; Kendrick-Jones, J.; Cope, M. J. T. V.; Steel, K. P.; Brown, S. D. M. ¡Mutations in the myosin VIIA gene cause non-syndromic recessive deafness. Nature Genet. 16: 188-190,1997

153. Loprest LJ, Pericak-Vance MA, Stajich J, Gaskell PC, Lucas AM, Lennon F, Yamaoka LH, et al. (1992) Linkage studies in Charcot-Marie-Tooth disease types 1 and 2 are distinct genetic entities. Neurology 42:597-601;

154. Lorson C.L., Hahnen E., Androphy E.J., Wirth B. A single nucleotide in the SMN gene regulates splicing and is responsible for spinal muscular atrophy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999: 96: 6307-6311

155. Lorson CL, Strasswimmer J, Yao JM, Baleja JD, Hahnen E, Wirth B, Le T, Burghes AH, Androphy EJ. SMN oligomerization defect correlates with spinal muscular atrophy severity.Nat Genet. 1998 May;19(l):63-6.

156. Lubsen NH, Aarts HJ, Schoenmakers JG. (1988) The evolution of lenticular proteins: the beta and gamma crystallin supergene family. Prog. Biophys. Mol. Biol.51,47-76

157. Lubsen, N. H.; Renwick, J. H.; Tsui, L.-C.; Breitman, M. L.; Schoenmakers, J. G. G. (1987) A locus for human hereditary cataract is closely linked to the gamma-crystallin gene family. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.84, 489-492

158. Lupski J.R., Wise C.A., Kuwano A., Pentao L., Parker J., Glaze D., Ledbetter d., Greenberg F., Patel P.I. (1992) Gene dosage is a mechanism for Charcot-Marie-Tooth disease type 1A. Nature Genet. 1: 29-33;

159. Lupski JR, Monies de Oca-Luna R, Slaugenhaupt S, Pentao L, Guzzetta V, Trask BJ, Saucedo-Cardenas O, et al. (1991) DNA duplication associated with Charcot-Marie-Tooth disease type 1A. Cell 66: 219-239;

160. Lynch, E. D.; Lee, M. K.; Morrow, J. E.; Welcsh, P. L.; Leon, P. E.; King, M.-C. : Nonsyndromic deafness DFNA1 associated with mutation of the human homolog of the Drosophila gene diaphanous. Science 278: 1315-1318, 1997.

161. Mackay, D.; Ionides, A.; Berry, V.; Moore, A.; Bhattacharya, S.; Shiels, A.1997) Autosomal dominant congenital cataract linked to chromosome 13. Am. J. Hum. Genet.60,1474-1478

162. Mackay, D.; Ionides, A.; Kibar, Z.; Rouleau, G.; Berry, V.; Moore, A.; Shiels, A.; Bhattacharya, S. (1999) Connexin46 mutations in autosomal dominant congenital cataract. Am. J. Hum. Genet. 64: 1357-1364,

163. Majumder PP, Ramesh A, Chinnappan D. On the genetics of prelingual deafness. Am J Hum Genet. 1989 Jan;44(l):86-99.

164. Marrosu MG, Vaccargiu S, Marrosu G, Vannelli A, Cianchetti C and Muntoni F1998) Charcot-Marie-Tooth disease type 2 associated with mutation of the myelin protein zero gene. Neurology 50:1397-1401;

165. Maw MA, Kennedy B, Knight A, Bridges R, Roth KE, Mani EJ, Mukkadan JK, Nancarrow D, Crabb JW, Denton MJ. Mutation of the gene encoding cellular retinaldehyde-binding protein in autosomal recessive retinitis pigmentosa. Nat Genet. 1997; 17: 198-200

166. Maw, M. A.; Allen-Powell, D. R; Goodey, R. J.; Stewart, I. A.; Nancarrow, D. J.; Hayward, N. K.; Gardner, R. J. M. :The contribution of the DFNB1 locus to neurosensory deafness in a Caucasian population. Am. J. Hum. Genet. 57: 629635, 1995

167. McAvoy, J. (1981) Developmental biology of the lens in Mechanisms of Cataract Formation in the Human Lens (Duncan, G., ed.), pp. 7^46, Academic Press

168. Meadous J.C., Marsden C D. A distal form of chronic spinal muscular atrophy. //Neurol. (Minneap.)-1969-v.l9-p.53-58.

169. Melki J, Abdelhak S, Sheth P, Bachelot MF, Burlet P, Marcadet A, Aicardi J, Barois A, Carriere JP, Fardeau M, et al. Gene for proximal spinal muscular atrophy maps to chromosome 5 q. // Nature.- 1990a.- v. 344.-p.767-768.

170. Melki J, Sheth P, Abdelhak S, Burlet P, Bachelot MF, Lathrop MG, Frezal J, Munnich A. Mapping of acute (type I) spinal muscular atrophy to chromosome 5ql2-ql4. The French Spinal Muscular Atrophy Investigators // Lancet.- 1990b.-v.336.-p.271-273.

171. Mercuri E., Goodwin F., Sewry C., Dubowitz V., Muntoni F. Diaphragmatic spinal muscular atrophy with bulbar weakness. // Europ.J.Paediatr. Neurol.-2000-v.4-p.69-72.

172. Miller, B. A.; Jaafar, M. S.; Capo, H. (1992) Chromosome 14-terminal deletion and cataracts. Arch. Ophthal. 110: 1053

173. Miyasaka H, Okabe S, Ishiguro K, Uchida T, Hirokawa N (1993) Interaction of the tail domain of high molecular weight subunits of neurofilaments with the COOH-terminal region of tubulin and its regulation by tau protein kinase II. J

174. Biol Chem 268(30) :22695-702

175. Moller P, Moe N, Saugstad OD, Skullerud K, Velken M, Berg K, Nitter-Hauge S, Borresen AL. Spinal nuscular atrophy type 1, combined with atrial septal defect in tree sibs. // Clin genet.- 1990., v.38- p.81-83.

176. Monaghan AP, Grau E, Bock D, Schütz G (1995) The mouse ho-molog of the orphan nuclear receptor tailless is expressed in the developing forebrain. Development 121:839-853

177. Morton N.E. Genetic epidemiology of hearing impairment //Ann. N.Y. Acad. Sei. 1991,-Vol. 630.-P. 16-31.

178. Munsat T.L. International SMA collaboration workshop report. // Neuromuscular disorders .-1991.-v.l.-p.81.

179. Murgia A, Orzan E, Polli R, Martella M, Vinanzi C, Leonardi E, Arslan E, Zacchello F. Cx26 deafness: mutation analysis and clinical variability. J Med Genet. 1999 Nov;36(l l):829-32.

180. Nakagawa T, Chen J, Zhang Z, Kanai Y, Hirokawa N (1995) Two distinct functions of the carboxyl-terminal tail domain of NF-M upon neurofilament assembly: cross-bridge formation and longitudinal elongation of filaments. J Cell Biol 129(2): 411-29;

181. Nelis E, Haites N and Van Broeckhoven C (1999) Mutations in the peripheral myelin genes and associated genes in inherited peripheral neuropathies. Hum Mutat 13:11-28;

182. Nelis E., Van Broeckhoven C. and coautors. (1996) Estimation of the mutation frequencies in Charcot-Marie-Tooth disease type 1 and hereditary neuropathy with liability to pressure palsies: a European collaborative study. Eur. J. Hum. Genet. 4: 25-33;

183. Nelson, J. W.; Amick, L. D. heredofamilial progressive spinal muscular atrophy: a clinical and electromyographic study of a kinship. Neurology 16: 306only, 1966.

184. Nettleship, F. and Ogilvie, F. (1906) A peculiar form of congenital cataract. Trans. Ophth. Soc. 26, 191-206

185. Neuhaus IM, Bone LJ, Wang S, Ionasescu VV, Werner R. (1996) The human connexin32 gene is transcribed from two tissue-specific promotors. Biosci Reports 16: 239-248;

186. Nicholson GA, Dawkins JL, Blair IP, Kennerson ML, Gordon MJ, Cherryson AK, Nash J, Bananis T. (1996) The gene for hereditary sensory neuropathy type I (HSN-1) maps to chromosome 9q22.1-q22.3. Nature Genet. 13: 101-104;

187. Ohara O, Gahara Y, Miyake T, Teraoka H, Itamura TK (1993) Neurofilament deficiency in quail caused by nonsense mutation in neurofilament-L gene. J Cell Biol 121: 387-395;

188. Omran H., Ketelsen U.P., Heinen F., Sauer M., Rudnik-Schoneborn S., Wirth B., Zerres K., Kratzer W., Korinthenberg R. Axonal neurophathy and predominance of type II myofibres in SMA I. // Child Neurol.-1998-v.l3.-p.327-331.

189. Orita M., Suzuki Y., Hayashi K. Rapid and sensitive detection of point mutations and DNA polymorphisms using the polymerase chain reaction. // Genomics.-1989-v.5.-p.874-879.

190. Ott J (1991) Analysis of Human Genetic Linkage, revised edition. Johns Hopkins University Press, Baltimore

191. Padma, T.; Ayyagari, R.; Murty, J. S.; Basti, S.; Fletcher, T.; Rao, G. N.; KaiserKupfer, M.; Hejtmancik, J. F. (1995) Autosomal dominant zonular cataract with sutural opacities localized to chromosome 17qll-12. Am. J. Hum. Genet. 57: 840845

192. Palczewski K, Kumasaka T, Hori T, Belinke CA, Motoshima H, Fox BA, Le TI, Teller DC, Okada T, Stenkamp RE, Yamamoto M, Miyano M. Crystal structure of rhodopsin: a G protein-coupled receptor. Science. 2000 289:739-745.

193. Pande, A.; Pande, J.; Asherie, N.; Lomakin, A.; Ogun, O.; King, J. A.; Lubsen, N. H.; Walton, D.; Benedek, G. B. (2000) Molecular basis of a progressive juvenile-onset hereditary cataract. Proc. Nat. Acad. Sei. 97: 1993-1998,

194. Payne AM, Khaliq S, Hameed A, Ismail M, Anwar K, Bessant D, Mehdi SQ, Bhattacharya SS. A new locus for autosomal recessive retinitis pigmentosa mapping to chromosome 4q32~34. Invest Ophthalmol Vis Sei. 2000;41:S194

195. Pearce W.G. Hereditary macular dystrophy. A clinical and genetic study of two specifuc form. //Canad. J. Ophthalmol.- 1975.-№ 10,- P.319-325.

196. Pearn J.H. Classification of spinal muscular atrophies. // Lancet- 1980-p.919-922.

197. Pearn J.K. Carter C.O., Welson J. The genetic identity of acute infantile spinal muscular atrophy. // Brain 1973.-v.96.-p.463-470.

198. Pellizzoni L., Baccon J., Charroux B., Dreyfuss G. The survival motor neurons (SMN) protein interacts with the snoRNP proteins fibrillarin and Garl. // Curr.Biol.-2001-v.24.-p. 1079-1088.

199. Pellizzoni L.,Kataoka N., Charroux B., Dreyfuss G. A novel function for SMN, the spinal muscular atrophy desease gene product, in pre-mRNA splicing. // Cell.-1998-v.95.-p. 615-624.

200. Pentao L, Wise CA, Chinault AC, Patel PI, Lupski JR (1992) Charcot-Marie-Tooth type 1A duplication appears to arise from recombination at repeat sequences flanking the 1.5 Mb monomer unit. Nat Genet 2: 292-300;

201. Phelan JK, Bok D. A brief review of retinitis pigmentosa and the identified retinitis pigmentosa genes. Mol Vis. 2000;6: 116-124.

202. Piatigorsky J, Kantorow M, Gopal-Srivastava R, Tomarev SI. (1994) Recruitment of enzymes and stress proteins as lens crystallins. E.X.S.71, 241— 250

203. Piatigorsky, J. (1998) Gene sharing in lens and cornea: facts and implications. Prog. Retin. Eye Res. 17, 145-174

204. Polyakov A.V., Shagina I.A., Khlebnikova O.V., Evgrafov O.V. (2001) Mutation in the connexin 50 gene (GJA8) in a Russian family with zonular pulverulent cataract. Clinical Genetics 60 (6): 476-478.

205. Raeymaekers P, Timmerman V, Nelis E, De Jonghe P, Hoogendijk JE, Baas F, Barker DF, et al. (1991) Duplication in chromosome 17pll.2 in Charcot-Marie-Tooth neuropathy type la (CMT la). Neuromusc Disord 1: 93-97;

206. Raskind, W. H.; Williams, C. A.; Hudson, L. D.; Bird, T. D.: Complete deletion of the proteolipid protein gene (PLP) in a family with X-linked Pelizaeus-Merzbacher disease. Am. J. Hum. Genet. 49: 1355-1360, 1991.

207. Rattner A, Sun H, Nathans J. Molecular genetics of human retinal disease. AnnuRev Genet. 1999 -33:89-131

208. Renwick JH (1969) Progress in mapping human autosomes. Br Med Bull 25(1): 65-73;

209. Renwick, J. and Lawler, S. (1963) Probable linkage between a congenital cataract locus and the Duffy blood group locus. Ann. Hum. Genet.27, 67-84

210. Rodrigues N.R., Owen N., Talbot K., Ignatius J., Dubowitz V., Davies K.E. Gene deletions in spinal muscular atrophy. // J.Med.Genet.-1996-v.33.-p.93-96.

211. Rogaev EI, Sherrington R, Rogaeva EA, Levesque G, Ikeda M, Liang Y, Chi H, et al. (1995) Familial Alzheimer's disease in kindreds with missense mutations in a gene on chromosome 1 related to the Alzheimer's disease type 3 gene. Nature 376: 775-778;

212. Rosenmann A., Arab I. Arthrogriposis multiplex congenital: neurogenic type with autosomal recessive inheritance. // J. med. Genet. -1974,-v.l l.-p.91-94.

213. Rouger H, LeGuern E, Birouk N, Gouider R, Tardieu S, Plassart E, Gugenheim M, et al. (1997) Charcot-Marie-Tooth disease with intermediate motor nerve conduction velocities: characterization of 14 Cx32 mutations in 35 families. Hum Mutat 10(6): 443-52;

214. Roussy, G.; Levy, G. Sept cas d'une maladie familiale particulaiere. Rev. Neurol. 45: 427-450, 1926

215. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencingwith chain-terminating inhibitors. // Proc.Natl.Acad.Sci.USA.-1977-v.74.-p.5463-5467.

216. Saugier-Veber P, Munnich A, Bonneau D, Rozet J-M, LeMerrer M, Gil R, Boespflug-Tanguy O (1994) X-linked spastic paraplegia and Pelizaeus-Merzbacher disease are allelic disorders at the proteolipid protein locus. Nature Genet. 6: 257-262;

217. Scharf J.M., Endrizzi M.G., Wetter A., Huang S., Thompson T.G., Zerres K., Dietrich W.F., Wirth B., Kunkel L.M. Identification of a candidate modifying gene for spinal muscular atrophy by comparative genomics. // Nature Genet.-1998-v.20.-p.83-86.

218. Scherer SS, Deschenes SM, Xu YT, Grinspan JB, Fischbeck KH, Paul DL (1995) Connexin32 is a myelin-related protein in the PNS and CNS. J Neurosci 15:8281-94;

219. Schuler GD, Boguski MS, Stewart EA, Stein LD, Gyapay G, Rice K, White RE, et al. (1996) A gene map of the human genome. Science 274: 540-546;

220. Scott MH, Hejtmancik JF, Wozencraft LA, Reuter LM, Parks MM, KaiserKupfer MI (1994) Autosomal dominant con-genital cataract: interocular phenotypic heterogeneity. Oph-thalmology 101:866-871

221. Shagina I., Dadali H.L., Kolokolov A., Evgrafov O.V. Analysis of deletion of SMN gene in different forms of recessive and dominant spinal muscular atrophy. // Abst. 28th Annual meeting of the European Society Hum. Genet. -London. -1996.- P.60.

222. Shagina, A. Polyakov, O. Evgrafov. A simple and rapid assay of gene-conversion in 8th exon of SMN gene. 10th Int Congress of Human Genetics, Vienna, Austria, May 2001./ Europ. J. Hum. Genet. May 2001 v.9 suppl. 1: p.402.

223. Shiels, A.; Mackay, D.; Ionides, A.; Berry, V.; Moore, A.; Bhattacharya, S. (1998) A missense mutation in the human connexin 50 gene (GJA8) underlies autosomal dominant 'zonular pulverulent' cataract, on chromosome lq. Am. J. Hum. Genet.62, 526-532

224. Shiels, A.; Mackay, D.; Ionides, A.; Berry, V.; Moore, A.; Bhattacharya, S. (1997) A missense mutation in the GJA8 gene underlies autosomal dominant cataract on human chromosome lq.(Abstract) Am. J. Hum. Genet 61 (suppl.): A21

225. Shyamala V, Schneider E, Ferro-Luzzi Ames G (1990). Tandem chromosomal duplication: role of REP sequences in the recombination event at the join-point. EMBO Journal 9:939-946;

226. Simard L.R., Rochette C., Semionov A., Morgan K., Vanasse M. SMN(T) and NAIP mutations in Canadian families with spinal muscular atrophy (SMA): genetype/phenotype correlation with disease severity. // Am.J.Med.Genet.-1997-v.6.-p.497-500.

227. Skre H, Mellgren SI, Bergsholm P, Slagsvold JE. Unusual type of neural muscular atrophy with a possible X-chromosomal inheritance pattern. // Acta Neurol Scand-1978-v.58.-p.249-260.

228. Skre H. (1974) Genetic and clinical aspects of Charcot-Marie-Tooth's disease. Clin. Genet. 6: 98-118;

229. Smith MD, Morris PJ, Dawson SJ, Schwartz ML, Schlaepfer WW, Latchman DS (1997) Coordinate induction of the three neurofilament genes by the Brn-3a transcription factor. J Biol Chem 272(34): 21325-33;

230. Smith SD. Overview of genetic auditory syndromes. J Am Acad Audiol. 1995 Jan;6(l):l-14. Review.

231. Snell, R. and Lemp, M. (1989) Clinical Anatomy of the Eye. Blackwell Scientific

232. Sosinsky G. Mixing of connexins in gap junction membrane channels //Proc. Natl. Acad. Sei. USA 1995.-Vol. 92.-P. 9210-9214.

233. Staal A., Went L.N., Busch H.F. An unusual form of spinal muscular atrophy with mental retardation occurin in an inbred population. // J. Neurol. Sci.-1975.-v.24.-p. 57-67.

234. Stargardt, K.: Ueber familiare, progressive Degeneration in der Makulagegend des Auges. Albrecht von Graefes Arch. Klin. Exp. Ophthal. 71: 534549, 1909

235. Stark P. Etude clinique et genetique d'une famielle atteinte d'atrophie musculaire progressive neuronale (amyotrophic de Charcot-Marie). // J. Genet. Hum.-1958.-v.7.-p. 1-32.

236. Steen V.M., Molven A., Aarskog N.K., Gulbrandsen A-K. Homologous unequal cross over involving a 2.8 kb direct repeat as a mechanism for thegeneration of allelic variants of the human cytochrome P450 CYP2D6 gene. //

237. Hum.Mol.Genet.-1995 -v. 12.-p.2251 -2257.

238. Strasswimmer J., Lorson C.L., Breiding D.E., Chen J.J., Burghes A.H., Androphy E.J. Identification of survival motor neuron as a transcriptional activator-binding protein. // Hum.Mol.Genet.-1999-v.8.-p.l219-1226.

239. Suchowersky 0.,Lowry R.,Brownell A. A novel form of autosomal dominant non progressive SMA. // Clin invest. Med.-1993.-v. 16.-N.4 suppl. P.89.

240. Suchyna TM, Xu LX, Gao F, Fourtner CR, Nicholson BJ. (1993) Identification of a proline residue as a transduction element involved in voltage gating of gap junctions. Nature365, 847-849

241. Suter U, Welcher AA, Ozcelik T, Snipes GJ, Kosaras B, Francke U, Billings-Gagliardi S, Sidman RL, Shooter EM (1992a) Trembler mouse carries a point mutation in a myelin gene. Nature 356: 241-244;

242. Szel A, Juliusson B, Bergstrom A, Wilke K, Ehinger B, van Veen T. Reversed ratio of color-specific cones in rabbit retinal cell transplants. Brain Res., 81, 1-9 (1994b).

243. Szel, A., van Veen T, Rohlich. P. Retinal cone differentiation. Nature 370, p.336 (1994a).

244. Thomas N.H., Dubowitz V. The natural history of type I (severe) spinal muscular atrophy. // Neuromusc.disord.-l994.-v.4.-p.497-502.

245. Timmerman V, De Jonghe P, Ceuterick C, De Vriendt E, Lofgren A, Nelis E, Warner LE, et al. (1999). Novel missense mutation in the early growth response 2 gene associated with Dejerine-Sottas syndrome phenotype. Neurology 52: 182732;

246. Timmerman V, De Jonghe P, Spoelders P, Simokovic S, Lofgren A, Nelis E, Vance J et al (1996a) Linkage and mutation analysis of Charcot-Marie-Tooth neuropathy type 2 families with chromosomes Ip35-p36 and Xql3. Neurology 46:1311-18;

247. Tooth, H. H. :The Peroneal Type of Progressive Muscular Atrophy. London: H. K. Lewis (pub.) 1886.

248. Trofatter, J. A.; Dlouhy, S. R.; DeMyer, W.; Conneally, P. M.; Hodes, M. E.: Pelizaeus-Merzbacher disease: tight linkage to proteolipid protein gene exon variant. Proc. Nat. Acad. Sci. 86: 9427-9430, 1989.

249. Urabe K., Kimura A., Harada F., Iwanaga T., Sasazuki T. Gene conversion in steroid 21-hydroxylase genes. //Am.J.Hum.Genet.-1990-v.46.-p.l 178-1186.

250. Van Soest S, Westerveld A, de Jong PT, Bleeker-Wagemakers EM, Bergen AA. Retinitis pigmentosa: defined from a molecular point of view. Surv Ophthalmol. 1999 -543: 21-334

251. Vance JM, Nicholson GA, Yamaoka LH, Stajich J, Stewart CS, Speer MC, Hung WY, Roses AD, Barker D, Pericak-Vance MA. Linkage of Charcot-Marie-Tooth neuropathy type la to chromosome 17. Exp Neurol. 1989 May;104(2):186-9.

252. Vandenplas S., Wiid I., Grobler-Rabie A., Brebner K., Ricketts M., Wallis G., Bester A., Boyd C., Mathew C. Blot hybridisation analysis of genomic DNA. // J Med Genet. 1984-V.21. -p. 164-72

253. Verhoeven, K.; Van Laer, L.; Kirschhofer, K.; Legan, P. K.; Hughes, D. C.; Schatteman, I.; Verstreken, M.; Van Hauwe, P.; Coucke, P.; Chen, A.; Smith, R. J.

254. Vogel P, Gabriel M, Goebel HH, Dyck PJ. (1985) Hereditary motor sensory neuropathy type II with neurofilament accumulation: new finding or new disorder? Ann Neurol, 17: 455;

255. Wang Q, Chen Q, Zhao K, Wang L, , Wang L, Traboulsi E. Update on the molecular genetics of retinitis pigmentosa. Ophthalmic Genetics 2001, Vol. 22 No. 3,pp. 133-154

256. Warner LE, Garcia CA, Lupski JR (1999) Hereditary peripheral neuropathies: clinical forms, genetics, and molecular mechanisms. Annu Rev Med 50: 263-275;

257. Warner LE, Mancias P, Butler IJ, McDonald CM, Keppen L, Koob KG, Lupski JR (1998) Mutations in the early growth response 2 (EGR2) gene are associated with hereditary myelinopathies. Nature Genet. 18: 382-384;

258. Weil, D.; Kussel, P.; Blanchard, S.; Levy, G.; Levi-Acobas, F.; Drira, M.; Ayadi, H.; Petit, C. : The autosomal recessive isolated deafness, DFNB2, and the Usher IB syndrome are allelic defects of the myosin-VIIA gene. Nature Genet. 16: 191193, 1997.

259. White, T. et al. (1992) Mouse Cx50, a functional member of the connexin family of gap junction proteins, is the lens fibre protein MP70. Mol. Cell Biol.3, 711-720

260. Williams B.Y., Hamilton S.L., Sarkar H.K. The survival motor neuron protein interacts with the transactivator FUSE binding protein from human fetal brain. // FEBS-Lett- 2000 Mar 24;470(2):207-10

261. Wirth B. An update of the mutation spectrum of the survival motor neuron gene (SMN1) in autosomal recessive spinal muscular atrophy (SMA). // Hum.Mutation.-2000-v. 15.-p.228-237.

262. Young P.J., Man N.T., Lorson C.L., Le T.T., Androphy E.J., Burghes A.H., Morris G.E. The exon 2b region of the spinal muscular atrophy protein, SMN, is involved in self-association and SIP1 binding. // Hum.Mol.Genet.-2001-v.10.-p.88.

263. Yu RT, McKeown M, Evans RM, Umesono K (1994) Relationship between Drosophila gap gene tailless and vertebrate nuclear receptor TLX. Nature 370:375-379

264. Zaklyazminskaya E, T. Kovalevskaya, S. Chuprova, A. Polyakov, O. Evgrafov. Molecular Investigation Lqt-syndromes In Russian Families. 10th Int Congress of Human Genetics, Vienna, Austria, May 2001./ Europ. J. Hum. Genet. May 2001 v.9 suppl. 1: p.418.

265. Zelante, L.; Gasparini, P.; Estivill, X.; Melchionda, S.; DAgruma, L.; Govea, N.; Mila, M.; Delia Monica, M.; Lutfi, J.; Shohat, M.; Mansfield, E.; Delgrosso, K.;

266. Rappaport, E.; Surrey, S.; Fortina, P.: Connexin26 mutations associated with the most common form of non-syndromic neurosensory autosomal recessive deafness (DFNB1) in Mediterraneans. Hum. Molec. Genet. 6: 1605-1609, 1997

267. Zhu Q, Couillard-Despres S, Julien JP (1997) Delayed maturation of regenerating myelinated axons in mice lacking neurofilaments. Exp Neurol 148: 299-316;