Совместное использование активированного угля и микроорганизмов-деструкторов для очистки почвы, загрязненной 3,4-дихлоранилином тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.16, кандидат биологических наук Бахаева, Людмила Петровна

• Бахаева, Людмила Петровна
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Бахаева, Людмила Петровна

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. Трансформация хлоранилинов в почве.

1.1. Распределение между твердой, жидкой и газообразной фазами.

1.2. Химическая трансформация.

1.3. Трансформация под действием микроорганизмов и экзоферментов.

1.3.1. Ацилирование.

1.3.2. Окисление.

1.3.3. Восстановительное дехлорирование.

1.3.4. Полная биодеградация.

1.4. Биодоступность хлоранилинов в почве.

1.5. Персистентность хлоранилинов в почве.

2. Биоремедиация почв, загрязненных органическими химикатами.

2.1. Активизация аборигенных микроорганизмов-деструкторов химикатов в почве.

2.2. Интродукция культур микроорганизмов-деструкторов органических соединений в почву.

2.3. Причины неудачного применения микроорганизмов для очистки загрязненной почвы.

3. Применение активированных углей для детоксикации загрязненной почвы.

3.1. Структура и химические свойства активированных углей.

3.2. Сорбция органических соединений активированными углями.

3.3. Использование активированных углей в технологиях очистки загрязненной почвы.

4. Влияние сорбции на биодеградацию органических химикатов.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

1. Объекты и методы исследований.

1.1. Краткая физико-химическая, эколого-агрохимическая и токсико-гигиеническая характеристика 3,4-дихлоранилина.

1.2. Характеристика типов почв и активированных углей, использованных в экспериментах.

1.3. Характеристика использованных микроорганизмов-деструкторов хлоранилинов.

1.4. Определение 3,4-дихлоранилина в жидких средах фотоколориметрическим методом.

1.5. Определение 3,4-дихлоранилина в растворе методом газожидкостной хроматографии.

1.6. Определение степени дехлорирования 3,4-дихлоранилина потенциометрическим методом.-.

2. Техника эксперимента.

2.1. Изучение микробной доступности 3,4-дихлоранилина, сорбированного почвой и активированным углем.

2.1.1. Изотермы сорбции 3,4-дихлоранилина.

2.1.2. Насыщение серой лесной почвы и активированного угля 3,4-дихл оранилином.

2.1.3. Десорбция 3,4-дихлоранилина.

2.1.4. Микробное разложение 3,4-дихлоранилина в растворе в отсутствие и в присутствии активированного угля.

2.1.5. Доступность сорбированного 3,4-дихлоранилина Рагасоссш йетМАсат.

2.2. Изучение микробной трансформации 3,4-дихлоранилина в почве в присутствии активированного угля.

2.2.1. Влияние активированного угля "Агросорб" и Рагасосст с1епипАсат на содержание 3,4-дихлоранилина в почве.

2.2.2. Анализ почвы после применения метода сорбционно-биологической очистки на месте аварии по утечке пропанида в Краснодарском крае.

2.2.3. Влияние разных доз активированных углей на разложение в почве 3,4-дихлоранилина в присутствии Рагасосст с1епИгфсат.

2.2.4. Влияние Рагасосст (НетМфсат на содержание в почве связанного гидролизуемого 3,4-дихлоранилина.

2.2.5. Влияние минеральных удобрений и извести на остаточное загрязнение почвы 3,4-дихлоранилином.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Влияние сорбции на микробную деградацию 3,4-дихлоранилина.

1.1. Сорбция 3,4-дихлоранилина серой лесной почвой, цеолитом и активированными углями.

1.2. Десорбция 3,4-дихлоранилина.

1.3. Влияние активированного угля на микробное разложение 3,4-дихлоранилина в растворе.

1.4. Доступность сорбированного 3,4-дихлоранилина Рагасосст (¿епип/гсат.

2. Микробная трансформация 3,4-дихлоранилина в почве в присутствии активированного угля.

2.1. Влияние активированного угля "Агросорб" и Рагасосст <ЗепиИ/гсат на содержание в почве 3,4-дихлоранилина (Со=ТО г/кг).

2.2. Оценка остаточного загрязнения территории на месте аварийной утечки пропанида после применения сорбционно-биологического метода очистки почвы.

2.3. Влияние дозы активированного угля "СКТ" на деградацию в почве 3,4-дихлоранилина (Со=6,25 г/кг) в присутствии Paracoccus denitrificans.

2.4. Расчет дозы активированного угля, необходимой и достаточной для микробной очистки почвы от органических загрязнителей.

2.5. Применение активированных углей разных марок и Paracoccus denitrificans для очистки почвы от 3,4-дихлоранилина (С0=5 г/кг).

2.6. Влияние Paracoccus denitrificans на содержание в почве связанного гидролизуемого 3,4-дихлоранилина.

2.7. Влияние агрохимических факторов на остаточное загрязнение почвы 3,4-дихлоранилином.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Совместное использование активированного угля и микроорганизмов-деструкторов для очистки почвы, загрязненной 3,4-дихлоранилином»

Многолетнее использование пестицидов на огромных сельскохозяйственных и лесных территориях, часто с применением авиации привело к масштабному загрязнению окружающей среды. Более того, молекулы ядохимикатов (особенно это относится к стойким соединениям) включаются в природные процессы миграции и круговорота веществ и разносятся вместе с атмосферными потоками на большие расстояния. Но самое главное - они включаются в пищевые цепочки: из почвы попадают в воды и растения, затем в организмы животных и птиц, а в конечном счете - с пищей и водой - в организм человека. И на каждом этапе миграции они наносят вред и ущерб. Неблагоприятное воздействие пестицидов на отдельные популяции выражается в уничтожении полезных организмов (главным образом насекомых-опылителей и энтомофагов) и, следовательно, в нарушении стабильности экосистемы с последующим размножением нежелательных для человека видов.

Не вызывает сомнения то, что повышение культуры земледелия, улучшение технологии внесения пестицидов, ограничение их применения в районах, близко прилегающих к водоемам, строгая дозировка при внесении в почву, а также использование малоустойчивых соединений могут в значительной степени снизить их негативное воздействие.

Однако, многолетнее применение пестицидов в растениеводстве, а также потери при производстве, транспортировке и хранении могут привести в превышению критических нагрузок органических химикатов в почве. Все это указывает на необходимость разработки методов очистки почв, подвергшихся хроническому или аварийному загрязнению и совершенствования уже имеющихся технологий.

При длительном применении и накапливании одного и того же органического пестицида в почве избирательно концентрируется 7 микрофлора, способная утилизировать его. Использование биологических процессов для разрушения химикатов лежит в основе метода биоремедиации, который получает все более широкое распространение для очистки почв, загрязненных органическими ксенобиотиками. Однако, высокие концентрации химиката, губительные для микроорганизмов-деструкторов являются одним из ограничений применения данного метода. Для решения данной проблемы полезным может оказаться применение сорбента, обеспечивающего быструю локализацию загрязнения и микроорганизмов-деструкторов, способных осуществить последующую ремедиацию загрязненной территории. Данный подход был успешно применен в 1992 году для очистки почвы от пропанида и его метаболита 3,4-дихлоранилина (3,4-ДХА) после аварийной утечки 17 тонн гербицида.

Цель настоящей работы заключалась в разработке принципов совместного использования сорбентов и микроорганизмов-деструкторов для очистки почвы, сильно загрязненной органическим химикатом (в частности 3,4-дихлоранилином) и установлении параметров, обеспечивающих наиболее эффективную очистку.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Экология», Бахаева, Людмила Петровна

ВЫВОДЫ

1. Проведенные исследования установили высокое сродство активированных углей к 3,4-дихлоранилину, которое указывает на возможность их использования для устранения токсичного действия высоких концентраций химиката на микроорганизмы-деструкторы в почве.

Исследованные активированные угли располагаются в следующий ряд по убыванию сорбционной емкости: "Агросорб" АГ-3>"СКТ"-6А>"РС", которая коррелирует с их удельной площадью поверхности (г=0,99) и объемом микропор (г=0,97).

2. Установлено, что в суспензии насыщенного 3,4-дихлоранилином сорбента Рагасосст (НепЫпАсат способны минерализовать большую часть химиката, сорбированного серой лесной почвой (96% за 2,5 месяца) или активированными углями (81-87% за 7 месяцев), если его концентрация в супернатанте не превышает уровень токсичности по отношению к микроорганизмам-деструкторам. Показано, что микроорганизмы-деструкторы утилизируют 3,4-дихлоранилин после его десорбции с активированного угля и скорость данного процесса зависит от структуры и количества угля. Остаточное содержание 3,4-дихлоранилина в активированном угле тем меньше, чем меньше объем его микропор.

3. Доказано, что очистка серой лесной почвы, сильно загрязненной 3,4-дихлоранилином (10 г/кг) возможна лишь в результате комбинированного внесения активированного угля и микроорганизмов-деструкторов. В результате очистки в лабораторных условиях за 4 недели минерализовалось 58%) исходного химиката, в то время как раздельное внесение угля и Рагасоссия (¡епИп^1сат не вызывали разложения 3,4-дихлоранилина.

4. Выведено уравнение, позволяющее расчитать количество активированного угля, необходимое для микробной очистки почвы при аварийном загрязнении токсичным органическим соединением.

Показана максимальная эффективность рассчитанных доз сорбента: внесение в серую лесную почву, загрязненную 3,4-дихлоранилином (5 г/кг) 0,4% Агросорба; 0,5% СКТ или 0,6% РС совместно с Рагасосст (ЯетМ/гсат в лабораторных условиях позволило снизить уровень загрязнения на 95-98% за 2 месяца. Применение активированного угля с меньшим объемом микропор (РС), оказалось наиболее рациональным, т.к. привело к двухкратному снижению остаточного загрязнения почвы 3,4-дихлоранилином по сравнению с другими марками углей (Агросорбом и СКТ).

5. Показано, что изменение агрохимических показателей почвы, обусловленное внесением азотного (16-64 мг N/100 г почвы), либо фосфорного (8-32 мг Р/100 г) удобрений, либо извести (150-1200 мг/100 г) не вызывало высвобождения в почвенный раствор связанных углем и почвой остатков 3,4-дихлоранилина.

6. Установлено, что остаточное загрязнение почвы 3,4-дихлоранилином практически не оказывает токсичного действия на растения и почвенные микроорганизмы, на что указывает анализ почвы с места аварии по утечке пропанида в Краснодарском крае (исходное загрязнение до 15000 мг/кг), проведенный через 2 года после сорбционно-биологической очистки почвы.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Аварийная утечка 17 тонн пропанида в Краснодарском крае в 1992 году вызвала необходимость разработки методов для ее ликвидации. Поскольку пропанид, довольно быстро разлагаясь в почве, образует устойчивое соединение 3,4-ДХА, возникла опасность загрязнения обширной территории этим ксенобиотиком. К тому времени было известно 3 бактериальных штамма, способных утилизировать 3,4-ДХА, но основная сложность их использования для очистки почвы заключалась в очень высоких концентрациях ксенобиотика в почвенном растворе, которая губительно действовала на микробные сообщества. Для снижения концентрации 3,4-ДХА в почвенном растворе ранее было предложено вместе с микроорганизмами-деструкторами вносить в почву активированный уголь, который, сорбируя значительную часть химиката, способствовал созданию оптимальных условий для жизнедеятельности микроорганизмов. Однако применение такого высокоактивного сорбента, как активированный уголь могло привести к длительному сохранению сорбированных ксенобиотиков в почве. Кроме того, из литературы известно, что почва обладает высокой сорбционной способностью по отношению к хлоранилинам и, попадая в неё, значительная часть этих соединений связывается почвенным органическим веществом. Все это побудило нас к исследованию сорбции 3,4-ДХА почвой и активированным углем, доступности сорбированного ксенобиотика микроорганизмам-деструкторам, а также к изучению влияния различных факторов (свойств и количества активированного угля, микроорганизмов-деструкторов и агрохимических факторов) на трансформацию 3,4-ДХА в почве.

Сорбционные эксперименты показали, что серая лесная почва способна сорбировать 3,4-ДХА, незначительно снижая его концентрацию в растворе, причем изотерма сорбции линейна и может быть описана уравнением

Фрейндлиха. Большая часть 3,4-ДХА после максимального насыщения почвы находится в обратимо сорбированном состоянии и почти полностью может десорбироваться водой. Остальные 3,8% сорбированного почвой 3,4-ДХА образуют неэкстрагируемые остатки, которые удается извлечь только в результате щелочного гидролиза. Кроме того, согласно литературным данным, такое же количество 3,4-ДХА, по-видимому, связывается с почвой негидролизеумыми связями (Hsu, Bartha, 1973).

Способность цеолита сорбировать 3,4-ДХА оказалась очень низкой, что исключило его использование в дальнейших экспериментах.

Активированные угли показали замечательную сорбционную способностью по отношению к 3,4-ДХА, которая оказалась в среднем на 2 порядка выше, чем у почвы. Разница в сорбционных ёмкостях трех марок углей обусловлена, вероятно, в большей степени различием их- удельных площадей поверхности и объемов мезо- и микропор. От половины до двух третей (в зависимости от марки угля) сорбированного 3,4-ДХА после полного насыщения активированных углей довольно легко вымывается водой, после чего процесс десорбции значительно замедляется и остальную часть химиката удается извлечь ацетоном. Причем, наиболее легко десорбируется 3,4-ДХА, сорбированный АУ "PC", что обусловлено большим объемом макро- и мезопор (и соответственно меньшим объемом микропор) в данной марке угля по сравнению с двумя остальными. Этот факт косвенно свидетельствует о локализации водоэкстрагируемой фракции сорбированных молекул 3,4-ДХА преимущественно в макро- и мезопорах, а ацетон-экстрагируемой фракции - в микропорах.

Таким образом, сорбционно-десорбционные эксперименты показали, что практически весь изначально сорбированный серой лесной почвой или активированными углями 3,4-ДХА можно извлечь из фазы сорбента элюированием водой, ацетоном либо в результате щелочного гидролиза. Причем, энергия сорбции разных частей 3,4-ДХА различна и зависит от локализации химиката в фазе сорбента (макро-, мезо- или микропоры АУ; поверхность или более глубокие части почвенных частиц), а также от характера взаимодействия химиката с сорбентом (ван-дер-ваальсово взаимодействие, гидрофобные либо химические связи). То есть, уголь с меньшим объемом микропор ("РС") обладает более низкой сорбционной ёмкостью по сравнению с "Агросорбом" и "СКТ", но обеспечивает более легкую десорбцию химиката.

Установлено, что сорбция активированным углем может существенно замедлять биодеградацию 3,4-ДХА в среде, и степень замедления сильно зависит от дозы внесенного сорбента. Тем не менне, обратимо сорбированный почвой и активированными углями 3,4-ДХА, в основном доступен микробному разложению. Показано, что практически весь обратимо сорбированный и часть связанного гидролизуемого 3,4-ДХА, присутствующего в почве, могут сравнительно быстро утилизироваться микроорганизмами при условии, что исходная концентрация растворенного химиката не превышает предельный уровень токсичности для микроорганизмов-деструкторов. Вследствие низкой микробной доступности связанного гидролизуемого 3,4-ДХА его присутствие в небольших концентрациях по окончании биологической очистки почвы, по-видимому, неизбежно.

Сопоставление сравнительных величин диаметров пор активированных углей, бактериальных клеток и молекул 3,4-ДХА (табл. 7) указывает на способность бактерий проникать только в макро-поры, а следовательно для утилизации 3,4-ДХА микроорганизмами необходима его десорбция из порового пространства к внешней поверхности угольных частиц, которая происходит вследствие диффузии, обусловленной градиентом концентрации химиката. Из-за более высокой энергии сорбции органических молекул внутри микропор активированных углей скорость диффузии этой части химиката, а следовательно и ее разложение, должны быть замедлены. Отсюда следует, что скорость микробной утилизации 3,4-ДХА, сорбированного активированным углем, сильно зависит от локализации химиката в макро-, мезо- или микропорах и от соотношения объема этих пор в углях.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Бахаева, Людмила Петровна, 2002 год

1. Адсорбция органических веществ из воды./ Под ред. Когановского A.M. Л.: "Химия". 1990. 256 с.

2. Ананьева Н.Д., Галиулин Р.В. Влияние 3,4-дихлоранилина на содержание сапрофитных бактерий в серой лесной почве.// Химия в с.х. 1980. N2. С.56-57.

3. Андресон Р.К., Багаутдинов Ф.Я., Бойко Т.Ф., Даниленко JI.A., Хазиев Ф.Х. Использование микробиологического метода для очистки нефтезагрязненных почв. Тезисы докладов конф. «Интродукция микроорганизмов в окружающую среду». М. 1994. С. 10.

4. Борзенков B.J1. Микробиологические способы очистки почвы, загрязненной нефтью. Тезисы докладов конф. «Интродукция микроорганизмов в окружающую среду». М. 1994. С. 17.

5. Васильева Т.К., Киселев Г.Г. Определение дехлорирования пестицидов для оценки их биодеградации в воде и почве. Методические рекомендации. ОНТИНЦБИ: Пущино. 1982.14 с.

6. Васильева Г.К., Суровцева Э.Г., Ивойлов В.Т. Приживаемость в почве штамма Pseudomonas diminuta ИНМИ КС-7, утилизирующего хлоранилины.//Микробиология 1990. Т.59. Вып.З. С.482-490.

7. Васильева Т.К., Суровцева Э.Г., Белоусов В.В. Разработка микробиологического способа для очистки почвы от загрязненияпропанидом и 3,4-дихлоранилином.// Микробиология. 1994. Т.63. N1. С. 129-144.

8. Васильева Г.К., Суровцева Э.Г., Глаголев М.В., Семенюк H.H., Паников Н.С. Метод определения численности микроорганизмов-деструкторов хлоранилинов в почве по периоду полуразложения субстрата.// Микробиология. 1995. Т.64. N.4. С.

9. Васильева Г.К., Суровцева Э.Г., Иванникова JI.A., Бахаева Л.П. Многолетняя динамика утилизирующих хлоранилины бактерий после внесения в серую лесную почву.// Микробиология. 1996. Т.65. N4. С.554-559.

10. Галиулин Р.В., Соколов М.С., Рыжая М.А. Стандартизация условий для исследования разложения в почве гербицидов и их метаболитов.// Агрохимия. 1977. N 1. С. 118-123.

11. Галиулин Р.В., Соколов М.С., Пачепский Я.А., Рыжая М.А. Действие некоторых экофакторов на разложение в почве пропанида, линурона и продукта их трансформации 3,4-дихлоранилина. Изв. АНСССР (сер. Биология). 1978. N 5. С. 683-699.

12. Галиулин Р.В., Соколов М.С., Сухопарова В.П., Золотарева Б.Н. Разложение линурона, монолинурона и их производных в различных типах почв в зависимости от температурных условий.// Агрохимия. 1979. N6. С.109-116.

13. Грызлова Г.К. Фотохимическое разложение некоторых гербицидов.// Химия в с.х. 1976. N 9. С.62-65.

14. Гузев В.Т., Кураков A.B., Бондаренко Н.Г., Мирчинк Т.Г. Действие извести и минеральных удобрений на микробную систему дерново-подзолистой почвы.//Микробиология. 1984. Т.53. N 4. С.669.

15. Гусева Л.Г., Бат И.И., Овчинников Р.Н., Знаменская М.А. Термическая стойкость м- и п-хлоранилинов и 3,4-дихлоранилина. В кн.: труды Гос. Инст. Прикладной химии. Л.: 1969. N 62. С.139-143.

16. Дубоносов В.Т., Белоусов B.C., Шмелев С.И. Рекомендации по применению активных углей для детоксикации почв, загрязненных остатками пестицидов. Краснодар. 1990. 12 с.

17. Ивашина С.А. Микробиологическая трансформация метилнитрофоса в почве. Бюл. ВНИИСХМБ. 1987. N 46. С. 15-17.

18. Карасевич Ю.Н. Основы селекции микроорганизмов, утилизирующих органические соединения. М.: Наука. 1982. 142 с.

19. Кельцев Н.В. Основы адсорбционной техники. М.: "Химия". 1984. 591 с.

20. Кинг X, Бадер X. Активные угли и их применение. Д.: «Химия». 1984. 210 с.

21. Кныр Л.Л., Соколов М.С., Перфилова Н.В., Сухопарова В.П. Методы определения пропанида, линурона и 3,4-дихлоранилина в воде, почве и донных отложениях.// Химия в сельском хозяйстве. 1976. N 9. С. 65-68.

22. Когановский С.А., Левченко Т.М., Кириченко В.А. Адсорбция растворенных веществ. Киев: «Наукова Думка». 1977. 222 с.

23. Колышкин Д.А., Михайлова К.К. Активные угли. Справочник. Л.: «Химия». 1972. С. 5-7.

24. Кодрашов В.А. Токсикология хлоранилинов и амина. Труды Гос. Инст. прикладной химии. Л.: «Химия». 1964. Т. 62. С. 150.

25. Лысак Л.В., Лалыгина Е.В. Интродукция микроорганизмов-деструкторов углеводородов в почву загрязненную нефтью. Тезисы докладов конф. «Интродукция микроорганизмов в окружающую среду». М. 1994. С. 32.

26. Мухин В.М., Дубоносов В.Т., Шмелев С.И. Применение активных углей для детоксикции почв, загрязненных остатками пестицидов.// Росс. хим. журн. 1995. N6. С. 135-138.

27. Пашин Ю.В., Казаченко В.И., Зацеликов Т.А., Бахитова Л.М. Химические мутации окружающей среды. М.: «Наука». 1983. 138 с.

28. Пилыцикова H.A. Использование активированных углей, отработанных в промышленности, для детоксикации почв, загрязненных гербицидами. Автореферат канд. дисс. 1993. 21 с.

29. Поляков Н.С., Петухова Г.А. Современное состояние теории объемного заполнения микропор.// Журн. ВХО им. Д.И. Менделеева. 1995. Т.39. N6. С.7-14.

30. Понизишвили К.П., Кубинидзе Н.Д. Использование углеводородокисляюгцих бактерий для окультуривания почвы, загрязненной нефтью. Бюл. ВНИИСХМБ. 1987. N 46. С. 28-30.

31. Соколов М.С., Олейников P.P. Пути предотвращения загрязнения почвы остатками пестицидов. М.: ВНИИТЭИСХ. 1976. 51с.

32. Соколов М.С., Кныр JI.JI., Чубенко А.П. Гербициды в рисоводстве. М. : «Наука». 1977. 142 с.

33. Спиридонов Ю.Л., Шестаков В.Т., Матвеев Ю.М., Бондарев B.C., Спиридонова Т.С. Влияние удобрений на уровень гербицидной активности пиклорана и его устойчивость в почве.// Агрохимия. 1982. N 2. С. 100-105.

34. Справочник химика. М. 1963. 2-ое изд. Т.З.

35. Суровцева Э.Г., Васильева Г.К., Баскунов Б.П., Волнова А.И. Разложение 3,4-дихлоранилина Alcaligenes faecalis.ll Микробиология. 1981. Т.50 N4. С.740-743.

36. Суровцева Э.Г., Ивойлов B.C., Карасевич Ю.Н. и Васильева Т.К. Хлоранилины как источник углерода, азота и энергии для Pseudomonas diminuta.ll Микробиология. 1985. Т.54. С.948-952.

37. Суровцева Э.Г., Ивойлов B.C., Васильева Г.К., Беляев В.Н., Разложение хлоранилинов некоторыми представителями родов Aquaspiriílum и Paracoccus.il Микробиология. 1996. Т.65. N5. С. 563-638.

38. Ткачев П.Г. Гигиенические характеристики анилина, содержащегося в атмосферном воздухе. В сб-ке: Предельно допустимые концентрации атмосферных загрязнений. 1964. N 8. С.41-54.

39. Фокина В.Д. Способы разложения остатков пестицидов.// Защита растений. 1987. N3. С. 59.

40. Фунтикова Н.С., Суровцева Э.Г. Адсорбция гербицидов производных фенилмочевины и хлорзамещенных анилинов микроорганизмами.// Микробиология. 1979. Т. 48. Вып. 6. С. 1068.

41. Шмелев С.И., Зыкова Г.П., Белоусов B.C. Деструкция хлорсульфурона, адсорбированного активированным углем (АУ). В кн.: Мониторинг загрязнения почв ксенобиотиками и адсорбционные методы детоксикации. Краснодар. 1993. С.99-100.

42. Асеа М., Moore C.R., Alexander M. Survival and growth of bacteria introduced into soil.// Soil Biol. Biochem. 1988. V.20. P.509-515.

43. Alexander M. Biodegradation and bioremediation. San Diego: "Academic Press". 1994. 302 p.

44. Alexander M. How Toxic are toxic chemicals in soil.// Env. Sei. Technol. 1995. V.29. P.2713-2717.

45. Anagnostopoulus E., Scheunert I., Klein W., Korte F. Contribution of p-chloroaniline-14C in green algae and water.// Chemosphere. 1978. V.7 N4. P.351-357.

46. Annadurai G., Babu S.R., Mahesh K.P.O., Murugesan T. Adsorption and biodegradation of phenol by chitosan-immobilized Pseudomonas putida (NICM 2174).// Bioprocess Eng. 2000.V 22. N 6. P 493-501.

47. Atlas R.M., Busdosh M. In .-"Proceedings of the Third International Biodégradation Symposium. 1976. P. 79-85.

48. Attaway H.H., Camper N.D., Paynter M.J. Anaerobic microbial degradation of diuron by pond sediment.// Pesticide Biochemistry and Physiology. 1982. V.17. N1. P.96-101.

49. Audus L.J. The biological detoxication of hormone herbicides in soil.// Plant Soil. 1951. N3. P.170-192.

50. Bansal R.Ch., Donnet J.-B., Stoeckli F. Active carbon. N.Y.: "Basel". 1988. 500 p.

51. Barles R.W., Danghton C.G., Hrich D.P.H. Accelerated parathion degradation in soil inoculated with acclimated bacteria under field conditions.// Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1979. V 8. P. 647-660.

52. Bartha R., Pramer D. Pesticide transformation to aniline and azo compaunds in soil.// Science. 1967. V. 156. P. 1617-1618.

53. Bartha R. Biochemical transformation of anilide herbicides in soil.// J. Agr. Food Chem. 1968. V.16. N4. P.602-604.

54. Bartha R., Pramer D. Transformation of the herbicide methyl-N-(3,4-dichlorophenil)-carbamate (swep) in soil.// Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1969. V.4. P.240-245.

55. Bartha R. Fate of herbicide-derived chloranilines in soil.// J. Agr. Food Chem. 1971. V. 19. P. 385-387.

56. Bollag J.M., Russel S. Aerobic versus anaerobic metabolism of galogenated anilines by a Paracoccus sp.// Microbial Ecilogy. 1976. V.3. N1. P. 65-73.

57. Bordeleau L.M., Bartha R. Biochemical transformation of herbicide-derived anilines in culture medium and in soil.// Can. J. Microbiol. 1972a. V.18. N12. P.1857-1864.

58. Bordeleau L.M., Bartha R. Biochemical transformation of herbicide-derived anilines. Purification and characterization of causative enzymes/// Can. J. Microbiol. 1972b. V.18. N12. P. 1865-1871.

59. Bordeleau L.M., Rosen I.D., Bartha R. Herbicide-derived chloroazobenzene residues: parthways of formation.// J. Agr. Food Chem. 1972. V.20. N3. P.573-578.

60. Briggs G.G., Ogilive S.Y. Metabolism of 3-chloro-4-metthoxyaniline and some N-acylderivatives in soil.// Pest. Sci. 1971. V.2. N4. P. 165-168.

61. Briggs G.G., Walker N. Microbial metabolism of 4-chloroaniline.// Soil Biol. Biochem. 1973. V.5. N5. P.695-697.

62. Brodie B.B. Pathways of drug metabolism.// J. Pharm. And Pharmacol. 1956. V.8. N1. P.l-17.

63. Brunner W., Sutherland F.H., Focht D.D. Enhanced biodégradation of polychlorinated byphenils in soil by analogous enrichment and bacterial inoculation.// J. Environ. Qual. 1985. N14. P.324-328.

64. Burge W.D. Microbial population hydrilyzing propanil and accumulation of 3,4-dichloroaniline and 3,4,3,4-tetrachloroazobenzene in soils.// Soil Biol. Biochem. 1972. V. 4. N4. P.379-386

65. Burge W.D., Cross L.E. Determination of IPC, CI PC , propanil and some metabolites of these pesticides in soil incubation studies.// Soil Science. 1972. V. 114. N6. P.440-443.

66. Calderbank A. The occurence and significance of bound pesticide residues in soil.//Rev. Environ. Contam. and Toxicol. 1989. V. 108. P.71-103.

67. Capriel P., Haisch A., Kahn S.U. Distribution and nature of bound (nonextractable) residues of atrazine in a mineral soil nine years after herbicide application.// J. Agric. Food Chem. 1985. V. 33. P. 567-569.

68. Chatterjie D.K., Kibbane J.J., Chakrabarty A.M. Biodégradation of 2,4,5-trichlorophenoxyacetic acid in soil by a pure culture of Ps. cepacia.// Appl. Environ. Microbiol. 1982. V. 44. P.514-516.

69. Chisaka H., Kearney P.C. Metabolism of propanil in soils.// J. Agr. Food Chem. 1970. V. 18. P. 854-858.

70. Clark C.G., Wright S J.L. Detoxication of isopropyl N phenylcarbamate (IPC) and isopropyl N-3-chlorphenylcarbamate C1PC) in soil and isolation of IPC-metaboliyzing bacteria.// Soil Biol. Biochem. 1970. V. 2. P. 19-26.

71. Coley G., Stutz C.N. Parathion waste treatment and other organics.// J. Water Pollut. Control Fed. 1966. V. 38. P. 1345-1349.

72. Crowford R.L., Mohn W.W. Microbial removal of PCP fromv soil using Flavobacterium.il Enzyme and microbial technology. 1985. V. 7. N 12. P. 617-620.

73. Daughton C.G., Hsick D.P. Accelerated parathion degradation in soil by inoculation with parathion-utilizing bacteria.// Bull. Environ. Contam and Toxicol. 1977. V. 18. N 1. P. 48-56.

74. Dec J., Bollag J.-M. Microbial release and degradation of catechol and chlorophenols bound to synthetic humic acid.// Soil Sci. Soc. Am. J. 1988. V. 52. P. 1366-1371.

75. Edgehill R.U., Finn R.K. Microbial treatment of soil to remove pentachlorphenol.// Appl. Environ. Microbiol. 1983. V. 45. N. 3. P. 11221125.

76. Edmonds R.L.// Appl. Environ. Microbiol. 1976. V.32. P.537-546.

77. Electer C.L., Kaufman D.D. Hydroxylation of monochloroaniline pesticide residues by Fusarium oxysporum// J/ Agr. Food Chem. 1979. V.27. N5. P.1127-1130

78. Gannon J.T., Mingelgrin U., Alexander M., Wagenet R.J.// Soil Biol. Biochem. 1991. V.23. P.l 155-1160.

79. Goldstein R.M., Malory L.M., Alexander M. Reasons for possible failure of inoculation to enhance biodégradation.// Appl. Environ. Microbiol. 1985. V. 50. P. 977-983.

80. Guerin W.F., Boyd S.A. Bioavailability of naphthalene associated with natural and synthetic sorbents.// Water Res. 1997.V 31. N 6. P. 1504-1512.

81. Guo L., Jury W.A., Wagenet R.J., Flury M. Dependence of pesticide degradation on sorption: nonequilibrium model and application to soil reactors.// J. of Contam. Hydrol. 2000. V 43. N 1. P 45-62.

82. Hages A.F., Corke C.T. Formation of tetrachloroazobenzene in some Canadian soils treated with propanil and 3,4-dichloroaniline// Can. J. Microbiol. 1974. V. 20. N1. P.35-39.

83. Harms H., Zehnder A. Bioavailability of sorbed 3- chlorodibenzofuran.// Appl. Environ. Microbiol. 1995. V. 61 N1. P. 27-33.

84. Hassink J., Bouwman L.A., Zwart K.B., Brussard L. // Soil Biol. Biochem. 1993. V. 25. P. 47-55.

85. Helling C.S. Dinitroaniline herbicide bound residues in soil. In: Bound and Conjugated Pesticide Residues. 1976. ACS Symposium Series 29. P. 366-367.

86. Helling C.S., Krivonak A.E. Physicochemical characteristics of bound dinitroaniline herbicides in soils.// J. Agric. Food Chem. 1978. V. 26. P. 11561163.

87. Hepple S.// Trans. Br. Mycol. Soc. 1960. V.43. P.73-79.

88. Howe R.H.L. Toxic waste dergadation and disposal.// Process Biochem. 1969. N4. P. 25-28.

89. Hsu T.S., Bartha R. Intaraction of pesticide-derived chloroaniline residues with soil organic matter.// Soil Sci. 1973. V. 116. N. 4. P. 444-452.

90. Hsu T.S., Bartha R. Biodégradation of chloroaniline-humus in soil and culture solution.// Soil Sci. 1974. V. 118. N. 3. P. 213-220.

91. Hsu T.S., Bartha R. Hydrolyzable and nonhydrolyzable 3,4-dichloroaniline-humus complex and their respictive rates of biodégradation.// J. Agr. Food Chem. 1976. V. 24. P. 118-122.

92. Kaufman D.D., Blake J. Microbial degradation of several acetamide acylanilide, carbamate, toluidine and urea pesticides.// Soil Biol. Biochem. 1973. V. 5. P. 297-308

93. Kearney P.C., Woolson J.R., Plimmer J.R. Decontamination of pesticides in soil.//Residue Rev. 1969. V. 29. P. 137-149.

94. Khan S.U. The interection of organic matter with pesticide. Amsterdam e.a. 1978. P. 135-171.

95. Lange B.M., Hertkorn N., Sandermann H. Chloranilin/Lignin Conjugates as Model System for Nonextractable Pesticide Residues in Crop Plants// Env. Sci. Technol. 1998. V. 32. P. 2113-2118

96. Latorre J., Reineke W., Knackmuss H.-J. Microbial metabolism of chloroanilines: enhansed evolution by natural genetic exchange.// Arch. Microbiol. 1984. V. 140. P. 159-165.

97. Lichtenstein E.P. "Bound" residues in soils and transfer of soil residues in crops.// Res. rev. 1981. V.76. P. 147-153.

98. Liu S.-Y., Lu M.-H., Bollag J.-M. //Biodégradation. 1990. V.l. P.9-17.

99. Loidl M., Hinteregger C., Ditzelmuller G. Degradation of aniline and monochlorinated anilines by soil-born Ps. Acidovorans strains.// Arch. Microbiol. 1990. V. 155. P. 56-61.

100. Loidl M., Stockinger J., Hinteregger C., Streichsbier F. Evaluation of the effect of a polyurethane Carrier on the degradation of chlorinated anilines by Pseudomonas acidovorans CA50.// Acta Biotechnol. 1994. V. 14. P. 3-12.

101. Lu P.-J., Metcalf R.L. Environmental fate and biodegradability of benzene derivatives as studied in a model aquatic ecosystem// Environ. Health Perspectives. 1975. V. 10. P. 269-284.

102. MacRae I.C., Alexander M.// J. Agric. Food Chem. 1965. V.13. P.72-76.

103. Madsen E.L., Alexander M.// Soil Sci. Soc. Am. 1982. V.46. P.557-560.

104. Makulinen R., Valo R. Bioremediation of chlorphenol-contaminated soil.// Kemia-Kemi. 1991. V.18. N10. P. 966.

105. McClure G.W. Degradation of anilide herbicides by prophamadapted microorganisms.// Weed Science. 1974. V.22. N4. P.323-329.

106. Milhomme H., Vega D., Marty J.-L. Degradation of herbicide clorpropham in soil: importance of inoculation Ps. alcaligenes and Ps. cepacia.// Soil Biol, and Biochem. 1989. V.21. N.2. P.307-311.

107. Moreal A., VanBladel R. Influence of soil properties on absorption of pesticide-derived p-chloroaniline and aniline.// J. of Soil Science. 1976. V.27. P.48-57.

108. O'Brien G. Estimation of the removal of organic priority pollutants by the powdered activated carbon treatment process.// Water Environ Res. 1992. V. 64. P. 877-883.

109. Parris G.E. Enviromental and metabolic transformation of primery aromatic anilines and related compaunds.// Res. Rev. 1980. V.76. P.l-30.

110. Plimmer J.R., Kearney P.C., Chisaka H., Jount J.B., Klingebiel U.I. Biochemical transformation of anilide herbicides in soil.// J. Agr. Food Chem. 1968. V.16.N4. P.602-604.

111. Prasard I., Pramer D. Cytgenic effects of propanil and its degradation products of Allim sepa L.// Cytologia. 1969. V.31. N2. P. 351-352.

112. Prasard I. Mutagenic effects of the herbicide 3,4-dichloropropionaniliede and its degradation products.// Can. J. Microbil. 1970. V. 16. P. 369-372.

113. Raske K.D., Lichtenstein E.P. Effect of soil microorganisms on the release of bound 14C residues from soil previously treated with 14C-parathion.// J. Agric. Food Chem. 1985. V. 33. P. 938-943.

114. Rashid M., Magandor J. Effect of carbonates and anilines on Ps. putida and soil microbia activity.// Ann. Microbiol. 1974. V. 125A. N2. P. 193-200.

115. Rosenberg E., Zegmann R., Rushmaro A. Petroleum bioremediation a multiphase problem.// Biodégradation. 1992. N 3. P.337-350.

116. Roy D., Maillacheruvu K., Mouthon J. Bioregeneration of granular activated carbon loaded with 2,4-D.// J. Environ. Sci Health Part B-Pestic. Contam. Agric. Wastes. 1999. V 34. N5. P. 769-791.

117. Russel S., Bollag J.M. Aerobic and anaerobic metabolism of 4-chloroaniline by a Micrococcus sp.// Abstr. Ann. Meet. Am. Soc. Microbiol. Q49. 1975.

118. Russel S., Bollag J.M. Formilation and acetylation of 4-chloroaniline by Streptomices//Acta microbial polonica. 1977. V.26. N1. P.59-64.

119. Shea, P.J., Strek H.J., Weber J.B. Polychlorinated biphenils: absorption and bioaccuumulation by goldfish (Carassius auratus) and inactivation by activated carbon.// Chemosphere. 1980. V. 9. P. 157.

120. Skladany G.J., Metting F.B. Bioremediation of contaminated soil. In: Soil Microbial Ecology. 1992.

121. Smith R.V., Rosazza J.P. Microbial models of mamalian metabolism aromatic hydroxylation.// Arch. Biochem. Biophys. 1974. V.162. N2. P.551-558.

122. Speitel G.E, Lu C.J, Zhu X.J. Biodégradation of trace concentrations of substituted phenols in granular activated carbon columns.// Environ Sci Technol. 1989. V. 23. P. 68-74.

123. Stevenson F.J. Organic matter reactions involving herbicides in soil.// J. Environ. Qual. 1972. V.l. P.333-343.

124. Strek H.J., Weber J.B., Shea P.J., Mrozek E.Jr., Overcash M.R. Reduction of polychorinated biphenyl toxicity and uptake of carbon-14 activity by plants through the use of activated carbon.// J Agr Food Chem. 1981. V.29 P.288-293.

125. Struijs J., Rogers J.E. Reductive dehalogination of dichloroanilines by anaerobic microorganisms in fresh and dichlorophenol-acclimated pond sediment.//Appl. Environ Microbiol. 1989. V.55. P.2527-2531.

126. Suba-Rao R.V., Rubin H.E., Alexander M.// Appl. Environ. Microbiol. 1982. V.43.P.1139-1150.

127. Swoboda A.R., Kunze G.W. Reactivity of montmorillonite surfaces with weak organic bases.// Soil Sci. Soc. Amer. Proc. 1968. V.32. N.6. P.806-811.

128. Tessmer C.H., Vidic R.D., Uranowski L.J. Impact of oxygen-containing surface functional groups on activated carbon adsorption of phenols.// Environ Sci Technol. 1997. V. 31. P.1872-1878.

129. Thompson F.R., Corke C.T. Persistence and effect of some chlorinated anilines on nitrification in soil.// Canad. J. Microbiol. 1969. V.15. N7. P.791-796

130. Tweedy B.G., Leeppky C., Ross J.A. Metabolism of 3-(p-bromphenyl)-l-methoxy-l-methylurea (metobromuron) by selected soil microorganisms.// J. Agr. Food Chem. 1970. V. 18. P.851-853.

131. Vasilyeva, G.K., Kreslavski, V.D., Oh, B.-T., Shea, P.J. Potential of activated carbon to decrease 2,4,6-trinitrotoluene toxicity and accelerate soil decontamination.//Environ. Toxicol. Chem. 2001. (in press).

132. Vidic R.D., Suidan M.T., Brenner R.C. Oxidative coupling of phenols on activated carbon: Impact on adsorption equilibrium.// Environ Sci Technol. 1993. V. 27.P. 2079-2085.

133. Vinitnantharat S., Baral A., Ishibashi Y., Ha S.R. Quantitative bioregeneration of granular activated carbon loaded with phenol and 2,4-dichlorophenol.//Environ. Technol. 2001. V. 22. N3. P. 339-344.

134. Weber J.B. Fixed and biologicaly available soil bound pesticides. In: Bound ,and conjugated pesticide residues. ACS Symp. Series 29 1976. P.354-355.

135. Wiswanathan R., Scheunart I., Kohli J., Klein W., Korte F. Long-term studies on the fate of 3,4-dichloroaniline-14C in a plant-soil-system under outdoor conditions//J. Environ. Sci. Health. 1978. V.13. N3. P.243-259.

136. Wszolec P.C., Alexander M. Effect of desorption rate on the biodégradation of n-alkylamines bond to clay.// J. Agr. Food Chem. 1979. V.27. P.410-414.

137. You I-S., Bartha R. Metabolism of 3,4-DCA by Ps. putida.ll J. Agric. Food Chem. 1982. V. 30. P. 274-277.

138. Zaidi B.R., Murakami Y., Alexander M.// Environ. Toxicol. Chem. 1988. V.7. P. 143-151.

139. Zaidi B.R., Murakami Y., Alexander MM Environ. Sci. Technol. 1989. V. 23. P. 859-863.

140. Zeyer J., Kearney P.C. Microbial degradation of p-CA as sole carbon and nitrogen sourse.//Pesticide Biochem. Physiol. 1982a. V. 17. P. 215-223.

141. Zeyer J., Kearney P.C. Microbial metabolism of propanii and 3,4-dichloroaniline.//Pesticide Biochem. Physiol. 1982b. V.17. P.224-231.

142. Zeyer J., Wasserfallen A., Timmis K.N. Microbial mineralisation of ring-substitute anilines through on ortho-cleavage pathway.// Appl. Environ. Microbiol. 1985. V. 50. P. 447-453.