Регуляторные аспекты биосинтеза эктоина у аэробных метилотрофных бактерий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Мустахимов, Ильдар Ильдусович

• Мустахимов, Ильдар Ильдусович
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Мустахимов, Ильдар Ильдусович

Список сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

ГЛАВА 1. Галофильные микроорганизмы.

1.1. Осмоадаптация.

1.2. Гиперосмотический шок.

1.3. Спектр совместимых растворимых веществ.

ГЛАВА 2. Биосинтез эктоипа и гидроксиэктоина.

2.1. Гены и ферменты биосинтез эктоина и гидроксиэктоина.

2.2. Регуляция биосинтеза эктоина.

ГЛАВА 3. MarR-семейство транскрипционных регуляторов.

3.1. Транскрипционные регуляторы MarR-семейства.

3.1.1. Регуляторы ответа на стресс и факторов вирулентности.

3.1.2. Регуляторы генов катаболизма ароматических соединений.

3.2. Структурная организация белков семейства MarR.

3.3. Механизм транскрипционного контроля экспрессии генов белками MarR-семейства.

ГЛАВА 4. Осмоадаптация аэробных метилотрофных бактерий.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 5. Материалы и методы исследования.

5.1. Культивирование бактерий.

5.2. Выделение геномной ДНК.

5.3. Расщепление ДНК эндонуклеазами рестрикции.

5.4. Очистка фрагментов ДНК.

5.5. Лигирование фрагментов ДНК.

5.6. Получение компетентных клеток и их трансформация.

5.7. Выделение плазмид из рекомбинантных клонов.

5.8. Полимеразная цепная реакция (ПЦР) и создание праймеров.

5.9. Определение и анализ последовательностей нуклеотидов.

5.10. Клонирование и экспрессия генов ectA и ectR.

5.11. Очистка и определение молекулярной массы рекомбинантных белков.

5.12. Определение активности и характеристика ДАБ-ацетилтрансфераз.

5.13. Делеция гена ectR у метанотрофа Methylomicvobium alcaliphilum 20Z.

5.14. Выделение РНК.

5.15. Метод удлинения праймера.

5.16. Анализ образования комплексов EctR - ДНК методом задержки в геле.

5.17. Защита ДНК белком от воздействия ДНКазы 1.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

ГЛАВА 6. Очистка и первичная характеристика рекомбинантных

ДАБ-ацетилтрансфераз метилотрофных бактерий.

ГЛАВА 7. Идентификация и определение функциональной активности генов ectR метилотрофных бактерий.

7.1. Идентификация генов ectR у метилотрофных бактерий.

7.2. Определение функциональной активности белка EctR Methylomicrobium alcaliphilum 20Z.

ГЛАВА 8. Определение стартовых точек транскрипции ес.7-оперона и гена ectR у Methylomicrobium alcaliphilum 20Z и Methylophaga thalassica.

8.1. Определение стартовой точки транскрипции ес/-оперона.

8.2. Определение стартовой точки транскрипции генов ectR.

ГЛАВА 9. Очистка и характеристика транскрипционных регуляторов EctR метилотрофных бактерий.

9.1. Сравнительный анализ белков EctR галофильных бактерий.

9.2. Очистка и первичная характеристика транскрипционных регуляторов EctR из Methylomicrobium alcaliphilum 20Z и Methylophaga thalassica.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляторные аспекты биосинтеза эктоина у аэробных метилотрофных бактерий»

Актуальность проблемы. Рост галофильных и галотолерантных микроорганизмов при повышенных концентрациях NaCl в среде сопровождается накоплением в клетках органических осмопротекторов в концентрациях, уравновешивающих внешнее осмотическое давление. Из (гипер)соленых и щелочных водоемов выделены галофильные и галотолерантные аэробные метилотрофы (Khmelenina et al., 1999; Kalyuzhnaya et al., 2001; Doronina et al., 2003), использующие в качестве источников углерода и энергии метан (метанотрофы) или его окисленные и замещенные производные (метилобактерии). Установлено, что облигатный метанотроф Methylomicrobium alcaliphilum 20Z и метилобактерии Methylophaga thai ass ic а и Methylophaga alcalica при росте на среде с повышенной концентрацией NaCl синтезируют циклическую иминокислоту - эктоин (1,4,5,6-тетрагидро-2-метил-4-пиримидин карбоксилат) в качестве основного осмопротектора (Khmelenina et al., 1999; Doronina et al., 2003). Детальное изучение регуляции биосинтеза эктоина галофильными бактериями обусловлено практическими задачами получения эктоина — полифункционального биопротектора, перспективного для использования в медицине и косметике, а также в научной практике в качестве водоудерживающего средства и стабилизатора биомолекул и целых клеток.

Биосинтез эктоина у галофильных бактерий начинается реакцией трансаминирования L-аспартилполуальдегида с последующим ацегилированием образующегося Ь-2,4-диаминобутирата (ДАБ) и завершается циклизацией А-ацетил-L-2,4-ДАБ в эктоин (Galinski, 1995). Эти реакции катализируются специфическими ферментами - ДАБ-ацетилтрансферазой (EctA), ДАБ-аминотрансферазой (EctB) и эктоинсинтазой (EctC). Недавно было показано, что у Mm. alcaliphilum 20Z, М. alcalica, М. thalassica последовательность реакций биосинтеза эктоина идентична таковой у галофильных гетеротрофов, а гены, кодирующие ферменты биосинтеза эктоина, сцеплены в ectABCask оперон, с дополнительным геном аспартаткиназы (ask) (Решетников и др., 2006).

Поскольку накопление осмолитов бактериями - процесс, зависимый от внешней солености, логично полагать, что существует специфическая регуляция биосинтеза эктоина на биохимическом и генетическом уровнях. Однако, несмотря на интенсивные исследования физиологии и биохимии продуцентов эктоина, ферменты, катализирующие реакции биосинтеза эктоина, частично охарактеризованы только у гетеротрофной бактерии Halomonas elongata (Ono et al., 1999), а сведения о факторах, влияющих на уровень транскрипции соответствующих генов, отсутствуют. В связи с вышеизложенным представлялось актуальным исследовать метаболические и генетические аспекты регуляции биосинтеза эктоина у метанотрофов и метилобактерий - свойства ферментов биосинтеза эктоина (на примере EctA) для выявления эффекторов, влияющих на их активность, а также регуляцию транскрипции оперона ectABCask у гало(алкало)фильных метилотрофных бактерий.

Цель и задачи исследования. Цель данной работы - изучение регуляции биосинтеза эктоина аэробными гало(алкало)фильными метано- и метилотрофными бактериями на уровне активности ферментов биосинтеза эктоина и транскрипции ectABCask оперона.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Выделить и охарактеризовать рекомбинантные ДАБ-ацетилтрапсферазы (EctA) из метанотрофа Mm. alcaliphilum 20Z и метилобактерий М. alcalica и М. thalassica.

2. Определить нуклеотидные последовательности генов ectR, кодирующих предполагаемые транскрипциоиные регуляторы ectABCask оперонов у Mm. alcaliphilum 20Z, М. alcalica и М. thalassica.

3. Определить промоторные области ectABCask оперонов и генов ectR у Mm. alcaliphilum 20Z и М. thalassica.

4. Выделить и охарактеризовать предполагаемые транскрипционные белки-регуляторы EctR из Mm. alcaliphilum 20Z и М. thalassica.

Научная новизна. Получены и охарактеризованы рекомбинантные ДАБ-ацетилтрансферазы. Показано, что свойства ДАБ-ацетилтрансферазы коррелируют с экофизиологическими особенностями изучаемых бактерий.

Впервые установлено, что регуляция биосинтеза эктоина у изучаемых метилотрофных бактерий происходит на уровне транскрипции ectABCask оперона. Определено, что оперон ectABCask у Mm. alcaliphilum 20Z и М. thalassica транскрибируется с двух промоторов (Р1 и Р2).

Выше ect-оперона обнаружены гены (ectR), кодирующие белки, гомологичные белкам-регуляторам семейства MarR. Получены и охарактеризованы гомогенные препараты белков EctR, показана их способность обратимо связываться с Р1 промоторной областью ес^-опсрона в пределах предполагаемой -10 последовательности. Уровень экспрессии с промотора Р1 регулируется белком EctR и увеличивается в условиях высокой осмолярности среды, тогда как с промотора Р2 осуществляется низкая конститутивная экспрессия генов биосинтеза эктоина, не регулируемая продуктом гена ectR.

Найдено, что у Mm. alcaliphilum 20Z, в отличие от М. thalassica, транскрипция гена ectR осуществляется с единственного промотора Pr, расположенного между промоторами

PI и P2 ес^-оперона. Предполагается, что транскрипция гена ectR у Mm. alcaliphilum 20Z контролируется собственным продуктом, т.е. EctR является ауторегулятором.

Практическое значение работы. Данная работа расширяет наши представления о регуляции биосинтеза эктоина и создает предпосылки для эффективной реализации биотехнологического потенциала гало(алкало)фильных метанотрофов и метилобактерий, как возможных продуцентов биопротектора эктоина.

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены на ежегодных отчетных конференциях ИБФМ РАН (2003-2007гг), на 8-, 9- и 10-ой международных школах-конференциях молодых ученых (Пущино, 2004-2006 гг.), на Всероссийской молодежной школе-конференции "Актуальные аспекты современной микробиологии" (Москва, 2005 и 2007), на международной научной конференции "Современные проблемы микробиологии и биотехнологии" (Одесса, 2007), на международной научной конференции "Современное состояние и перспективы развития микробиологии и биотехнологии" (Минск, 2008), на школе-конференции "Биология: традиции и инновации в 21 веке" (Казань, 2008).

Публикации. По материалам диссертации опубликованы 3 статьи и 7 тезисов.

Место проведения работы. Экспериментальная часть работы выполнена в лаборатории радиоактивных изотопов в рамках плана научно-исследовательских работ УРАН ИБФМ РАН по теме «Экстремофильные и экстремотолерантные аэробные метилотрофы» (№ Госрегистрации 01.2.00708221).

Благодарности. Автор благодарен сотрудникам УРАН ИБФМ РАН, способствовавшим выполнению и написанию данной диссертационной работы: д.б.н. Дорониной Н.В., к.х.н. Шляпникову М.Г., к.б.н. Ивашиной Т.В., к.б.н. Захаровой М.В., ст.лаб. Вотевой Г.В., а также сотрудникам УРАН ИБ РАН к.б.н. Ксензеко В.Н. и Глухову А.С. Особую признательность автор выражает своим научным руководителям - д.б.н., проф. Троценко Ю.А., д.б.н. Хмелениной В.Н. и к.б.н. Решетникову А.С.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 96 стр. машинописного текста, состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части, заключения, выводов и списка литературы, включающего 199 ссылкок, содержит 4 таблицы и 29 рисунков.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Мустахимов, Ильдар Ильдусович

выводы

1. Очищены и охарактеризованы рекомбинантные ДАБ-ацетилтрансферазы из Mm. alcaliphilum 20Z, М. alcalica и М. thalassica. Показано, что свойства ДАБ-ацетилтрансфераз коррелируют с экофизиологическими особенностями метилотрофных бактерий. Активность фермента из нейтрофила М. thalassica ингибируется карбонат-ионами, у Mm. alcaliphilum 20Z, в отличие от М. alcalica и М. thalassica, стимулируется в присутствии 0,3 М КС1 и NaCl.

2. Обнаружено, что оперон ectABCask Mm. alcaliphilum 20Z и М. thalassica транскрибируется с осморегулируемого Р1 и конститутивного Р2 промоторов. У данных метилотрофных бактерий предполагаемые -10 и -35 последовательности промотора Р1 идентичны.

3. Выше ectABCask оперона у Mm. alcaliphilum 20Z, М. alcalica и М. thalassica расположен ген ectR, кодирующий белок, проявляющий гомологию с регуляторными белками MarR-семейства. Открытые рамки считывания, гомологичные генам ectR, обнаружены у ряда галофильных гетеро- и автотрофных бактерий.

4. Впервые показано, что EctR Mm. alcaliphilum 20Z является транскрипционным репрессором, блокирующим экспрессию оперона ectABCask посредством связывания с предполагаемой -10 последовательностью промотора Р1.

5. Последовательности, аналогичные сайту связывания белка EctR Mm. alcaliphilum 20Z, обнаружены у М. thalassica, М. alcalica, Reinekea sp. и Oceanohacter sp., что свидетельствует об участии белка EctR в регуляции транскрипции генов биосинтеза эктоина у данных галофильных бактерий.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Нами впервые показано, что синтез эктоина, основного осмопротектора галофильных аэробных метилотрофных бактерий, регулируется на уровне активности ферментов и транскрипции генов. Регуляция транскрипции генов, кодирующих ферменты биосинтеза эктоина у этих метилотрофов, происходит с участием транскрипционного репрессора EctR, который связывается с Р1 промоторной областью оперона ectABCask и осуществляет негативный контроль экспрессии.

Обнаружение в геномах ряда синтезирующих эктоин галофильных бактерий ОРС, гомологичных генам ectR изучаемых метилотрофов, позволяет предполагать, что по крайней мере у некоторых галофилов биосинтез эктоина также контролируется транскрипционными белками-регуляторами EctR.

Регуляторы эктоинового оперона галофильных бактерий относятся к MarR-семейству транскрипционных регуляторов и формируют на филогенетическом дереве отдельный кластер. Белки EctR имеют более высокую идентичность предполагаемых ДНК-связываюгцих НТН мотивов, по сравнению с НТН мотивами у регуляторов MarR-семейства. Следовательно, белки EctR галофильных бактерий образуют обособленное подсемейство транскрипционных регуляторов. Несмотря на низкую идентичность аминокислотных последовательностей, транскрипционные регуляторы MarR-семейства и EctR имеют близкую пространственную структуру и участвуют в контроле процессов, связанных с адаптацией бактерий к неблагоприятным факторам внешней среды.

Полученные результаты позволили приблизиться к пониманию того, каким образом происходило приобретение метилотрофами способности синтезировать эктоин. Высокая гомология и организация ес/-генов, наличие гомологичных генов ectR, кодирующих транскрипционные репрессоры, одинаковая организация промоторных областей ес/-оперонов, содержащих сайты связывания для белков EctR у таксономически далеких групп прокариот, включая метанотрофов и метилобактерий, свидетельствуют о горизонтальном переносе генов биосинтеза эктоина от общего для данных микроорганизмов "донора".

Наши данные о регуляции биосинтеза эктоина на уровне активности ферментов и транскрипции генов у гало(алкало)фильных метилотрофов создают предпосылки улучшения процесса получения этого биопротектора на основе новых эффективных штаммов-продуцентов путем целенаправленного генно-инженерного конструирования, в том числе посредством увеличения дозы генов биосинтеза эктоина в хромосоме.

Осмоадаптация гало(алкало)фильных метилотрофов, кроме синтеза осмопротекторов (эктоина, глутамата и сахарозы), включает существенные структурно-функциональные изменения (Khmelenina et al., 1999). В настоящий момент не представляется возможным описать весь регуляторный каскад, начиная от восприятия клеткой сигналов об изменениях осмотических условий и заканчивая структурно-функциональными перестройками. Предложенная модель транскрипционной регуляции биосинтеза эктоина является первым этапом в исследовании механизмов, составляющих суть феномена бактериальной осмоадаптации. В дальнейшем предстоит выяснить природу первичного сигнала, определить осмосенсоры и механизмы передачи сигнала с клеточной мембраны на транскрипционые регуляторы EctR. Наконец, крайне важно определить другие осморегулируемые гены, а также выявить связи между системами ответа на различные стресс-факторы (такие как температура, осмолярность, рН и др.), что позволит понять и расшифровать сложный механизм адаптации бактерий к изменяющимся условиям окружающей среды.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Мустахимов, Ильдар Ильдусович, 2009 год

1. Андреищева Е.Н., Звягильская Р.А. (1999) Адаптация дрожжей к солевому стрессу. // Прикладная биохимия и микробиология. 35(3):243-256.

2. Гальченко В.Ф., Абрамочкина Ф.Н., Безрукова Л.В., Соколов Е.Н., Иванов М.В. (1988) Видовой состав аэробной метанотрофной микрофлоры Черного моря. // Микробиология. 57(2):305-311.

3. Дарбре А. (1989) Практическая химия белка. // Москва, Изд. "Мир", с.275-285.

4. Калюжная М.Г., Хмеленина В.Н., Старостина Н.Г., Баранова С.В., Сузина Н.Е., Троценко Ю.А. (1998) Новый умеренно галофильный метанотроф рода Methylobacter. // Микробиология. 67(4):532-539.

5. Калюжная М.Г., Хмеленина В.Н., Сузина Н.Е. Лысенко A.M., Троценко Ю.А. (1999) Новые метанотрофные изоляты из щелочных озер Южного Забайкалья. // Микробиология. 68(5):689-697.

6. Кашнер Д. (1981) Жизнь микробов в экстремальных условиях // Москва, Изд. "Мир", 520с.

7. Решетников А.С. (2006) Синтез эктоина аэробными метилотрофными бактериями: биохимические и генетические аспекты. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. ИБФМ РАН, Пущино.

8. Троценко Ю.А., Хмеленина В.Н. (2002) Особенности биологии и осмоадаптации галоалкалофильных метанотрофов. // Микробиология. 71(1): 149-159.

9. Хмеленина В.Н., Старостина Н.Г., Цветкова М.Г., Соколов А.П., Сузина Н.Е., Троценко Ю.А. (1996) Метанотрофные бактерии соленых водоемов Украины и Тувы. //Микробиология. 65(5):696-703.

10. Alekshun M.N. and Levy S.B. (1997) Regulation of chromosomally mediated multiple antibiotic resistance: the mar regulon. // Antimicrob. Agents Chemother. 41:2067-2075.

11. Alekshun M.N., Levy S.B., Mealy T.R., Seaton B.A. and Head J.F. (2001) The crystal structure of MarR, a regulator of multiple antibiotic resistance, at 2.3 A resolution. // Nature Struct. Biol. 8:710-714.

12. Bayles D.O. and Wilkinson B.J. (2000) Osmoprotectants and cryoprotectants for Listeria monocytogenes. II Letters Appl. Microbiol. 30:23-27

13. Bernard Т., Jebbar M„ Rassouli Y., Himidi-Kabbab S., Hamelin J., and Blanco C. (1993) Ectoine accumulation and osmotic regulation in Brevibacterium linens. // J. Gen. Microbiol. 139(1):129-136.

14. Bestvater T. and Galinski E.A. (2002) Investigation into a stress-inducible promoter region from Mcirinococcus halophilus using green fluorescent protein. // Extremophiles 6(1): 1520.

15. Boch J., Kempf В., and Bremer E. (1996) Synthesis of osmoprotectant glycine betaine in Bacillus subtilis: characterization of the gbsAB genes. // J. Bacteriol. 178(17):5121-5129.

16. Bordelon Т., Wilkinson S.P., Grove A., and Newcomer M.E. (2006) The crystal structure of the transcriptional regulator HucR from Deinococcus radiodurans reveals a repressor preconfigured for DNA binding. // J. Mol. Biol. 360:168-177.

17. Brown A.D. (1976) Microbial water stress. // Bacteriol. Rev. 40(4):803-846.

18. Buenger J. and Driller И. (2004) Ectoin: an effective natural substance to prevent UVA-induced premature photoaging. // Skin Pharmacol Physiol. 17(5):232-237.

19. Bursy J., Pierik A.J., PicaN., and Bi-emer E. (2007) Osmotically induced synthesis of the compatible solute hydroxyectoine is mediated by an evolutionarily conserved ectoine hydroxylase. //J. Biol. Chem. 282(43):31147-31155.

20. Canovas D., Borges N., Vargas C., Ventosa A., Nieto J.J., and Santos H. (1999) Role of A,r/-acetyldiaminobutyrate as an enzyme stabilizer and an intermediate in the biosynthesis of hydroxyectoine. // Appl. Environ. Microbiol. 65(9):3774-3779.

21. Caumette P., Cohen Y., and Matheron R. (1991) Isolation and characterization of Desulfovibrio halophilus sp. nov., a halophilic sulfate-reducing bacterium isolated from Solar Lake (Sinai). // Syst. Appl. Microbiol. 14:33-38.

22. Chomczynski P. and Sacchi N. (1987) Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. // Anal. Biochem. 162(1): 156-159

23. Cohen S.P., Haechler H., and Levy S. B. (1993). Genetic and functional analysis of the multiple antibiotic resistance {mar) locus in Escherichia coli, II J. Bacterid. 175:484-492.

24. Cohen S.P., Levy S.B., Foulds J., and Rosner J.L. (1993) Salicylate induction of antibiotic resistance in Escherichia coli: activation of the mar operon and a mar-independent pathway.// J. Bacteriol. 175(24):7856-62.

25. Desmarais D., Jablonski P.G., Fedarko N.S., and Roberts M.I. (1997) 2-sulfotrehalose, a novel osmolyte in haloalkaliphilic archaea. // J. Bacteriol. 179(10):3146-3153.

26. Desplats P., Folco E., and Salerno G.L. (2005) Sucrose may play an additional role to that of an osmolyte in Synechocystis sp. PCC 6803 salt-shocked cells. // Plant Physiol. Biochem. 43:133-138

27. Egland P.G. and Harwood C.S. (1999) BadR, a new MarR family member, regulates anaerobic benzoate degradation by Rhodopseudomonas palustris in concert with AadR, an Fnr family member. // J. Bacteriol. 181:2102-2109.

28. Empadinhas N., Albuquerque L., Costa J., Zinder S.H., Santos M.A.S., Santos H., and da Costa M.S. (2004) A gene from the mesophilic bacterium Dehalococcoides ethenogenes encodes a novel mannosylglycerate synthase. // J. Bacteriol. 186(13):4075-4084.

29. Evans K., Adewoye L. and Poole K. (2001) MexR repressor of the mexAB-oprM multidrug efflux operon of Pseudomonas aeruginosa: identification of MexR binding sites in the mexA-mexR intergenic region // J. Bacteriol. 183(3):807-812.

30. Felsenstein J. (2004) PHYLIP: Phylogeny inference Package Version 3.6.: University of Washington, Seattle.

31. Frings E., Kunte H. J., and Galinski E.A. (1993) Compatible solutes in representative of the genera Brevibacterium and Corynebacterium: occurrence of tetrahydropyrimidines and glutamine. // FEMS Microbiol. Lett. 109(l):25-32.

32. Fuangthong M. and Helmann J.D. (2002). The OhrR repressor senses organic hydroperoxides by reversible formation of a cysteine-sulfenic acid derivative. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 99:6690-6695.

33. Fuangthong M., Atichartpongkul S., Mongkolsuk S. and Helmann J. D. (2001) OhrR is a repressor of ohrA, a key organic hydroperoxide resistance determinant in Bacillus subtilis.// J. Bacteriol. 183:4134-4141.

34. Gajiwala K.S. and Burley S.K. (2000) Winged helix proteins. // Curr. Opin. Struct. Biol. 10:110-116.

35. Galan В., Kolb A., Sanz J.M., Garcia J.L., and Prieto M.A. (2003) Molecular determinants of the hpa regulatory system of Escherichia coli: the HpaR repressor. // Nucleic Acids Res. 31:6598-6609.

36. Galinski E.A. (1995) Osmoadaptation in bacteria. // Adv. Microb. Physiol. 37:273-328.

37. Galinski E.A. and Truper H.G. (1994) Microbial behaviour in salt-stressed ecosystems. // FEMS Microbiol. Rev. 15(2-3):95-108.

38. Galinski E.A., Pfeiffer H.P., and Truper H.G. (1985) l,4,5,6,-Tetrahydro-2-methyl-4-pyrimidinecarboxylie acid, a novel cyclic acid from halophilic phototrophic bacteria of the genus Ectothiorhodospira. // Eur.J.Biochem. 149(1):135-139.

39. Gilboa H., Kogut M., Chalamish S., Regev R, Avi-Dor Y., and Russell NJ. (1991) Use of

40. Na nuclear magnetic resonance spectroscopy to determine the true intracellular concentration of free sodium in a halophilic cubacterium. // J. Bacteriol. 173(21):7021-7023.

41. Gon9alves L.G., Huber R. da Costa M.S., and Santos H. (2003). A variant of the hyperthermophile Archaeoglobus fulgidus adapted to grow at high salinity. // FEMS Microbiol. Lett. 218:239-244.

42. Goude R., Renaud S., Bonnassie S., Bernard Т., and Blanco C. (2004) Glutamine, glutamate, and alpha-glucosylglycerate are the major osmotic solutes accumulated by Erwinia chrysanthemi strain 3937. // Appl. Environ. Microbiol. 70(11):6535-6541.

43. Gouesbet G., Blaca C., Hamelin J., and Bernard T. (1992) Osmotic adjustment in Bevibacterium ammoniagenes: pipecolic acid accumulation at elevated osmolalities. // J. Gen. Microbiol. 138:959-965.

44. Gouffi К., Bernard G., and Blanco C. (2000) Osmoprotection by pipecolic acid in Sinorhizobium meliloti-. specific effects of D and L isomers. // Appl. Environ. Microbiol. 66(6):2358-2364.

45. Grant W.D. (2004) Life at low water activity. // Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. 359:12491267.

46. Hanson R.S. and Hanson Т.Е. (1996) Methanotrophic bacteria. // Microbiol. Rev. 60(2):439-471.

47. Heermann R. and Jung K. (2004) Structural features and mechanisms for sensing high osmolarity in microorganisms. // Curr. Opin. Microbiol. 7(2): 168-174.

48. Helmann J.D. (1995) Compilation and analysis of Bacillus subtilis oA-dependent promoter sequences: evidence for extended contact between RNA polymerase and upstream promoter DNA. //Nucleic Acids Res. 23:2351-2360

49. Hershkovitz N., Oren A., and Cohen Y. (1991) Accumulation of trehalose and sucrose in cyanobacteria exposed to matric water stress. // Appl. Environ. Microbiol. 57(3):645-648.

50. Holtmann G., Bakker E.P., Uozumi N. and Bremer E. (2003) KtrAB and KtrCD: two K+ uptake in Bacillus subtilis and their role in adaptation to hypertonicity. // J. Bacteriol. 185(4): 1289-1298.

51. Hong M., Fuangthong M., Helmann J. D., and Brennan R.G. (2005). Structure of an OhrR-ohrA operator complex reveals the DNA binding mechanism of the MarR family. // Mol. Cell. 20:131-141

52. Ikai H. and Yamamoto S. (1997) Identification and analysis of a gene encoding L-2,4-diaminobutyrate: 2-ketoglutarate 4-aminotransferase involved in 1,3-diaminopropane production pathway in Acinetobacter baumannii. II J. Bacteriol. 179(16):5118-5125.

53. Imhoff J.E. (1986) Osmoregulation and compatible solutes in eubacteria. // FEMS Microbiol. Rev. 39(l-2):57-66.

54. Janvier M., Frehel C., Grimont F., and Gasser F. (1985) Methylophaga marina gen. nov., sp. nov. and Methylophaga thalassica sp. nov., marine methylotrophs. // Int. J. Syst. Bacteriol. 35:131-139.

55. Jebbar M., Champion С., Blanco С., and Bonnassie S. (1998) Carnitine acts as a compatible solute in Brevibacterium linens. II Res. Microbiol. 140(3):211-219.

56. Jebbar M., Talibart R., Gloux K., Bernard Т., and Blanco C. (1992) Osmoprotection of Escherichia coli by ectoine: uptake and accumulation characteristics. // J. Bacteriol. 174(15):5027-5035.

57. Jones, D.T. (1999) Protein secondary structure prediction based on position-specific scoring matrices. J. Mol. Biol. 292: 195-202.

58. Kaatz G.W., DeMarco C.E. and Seo S.M. (2006) MepR, a repressor of the Staphylococcus aureus MATE family multidrug efflux pump MepA, is a substrate-responsive regulatory protein// Antimicrob. Agents Chemother. 50(4): 1276-1281.

59. Kawano M., Abuki R., Igarashi K. and Kakinuma Y. (2000) Evidence for Na+ influx via the NtpJ protein of the Ktrll K+ uptake system in Enterococcus hirae. // J. Bacteriol. 182(9):2507-2512.

60. Kawano M., Igarashi K., and Kakinuma Y. (1999) Two major potassium uptake systems, Ktrl and Ktrll, in Enterococcus hirae. IIFEMS Microbiol.Lett. 176(2):449-453.

61. Kempf B. and Bremer E. (1995) OpuA, an osmotically regulated binding protein-dependent transport system for the osmoprotectant glycine betaine in Bacillus subtilis. 11 J. Biol. Chem. 270(28):16701-16713.

62. Kempf B. and Bremer E. (1998) Uptake and synthesis of compatible solutes as microbial stress responses to high-osmolality environments. // Arch. Microbiol. 170 (5):319-330.

63. Kenney L.J. (2002) Structure/function relationships in OmpR and other winged-helix transcription factors. // Curr. Opin. Microbiol. 5:135-141.

64. Kets E.P.W., Galinski E.A., de Wit M., de Bon J.A., and Heipieper H.J. (1996) Mannitol, a novel bacterial compatible solute in Pseudomonas putida SI2. // J. Bacteriol. 178(23):6665-6670.

65. Khmelenina V.N, Kalyuzhnaya M.G., Sakharovsky V.G., Suzina N.E., Trotsenko Y.A., and Gottschalk G. (1999) Osmoadaptation in halophilic and alkaliphilic methanotrophs. // Arch. Microbiol. 172(5):321-329.

66. Kraegeloh A. and Kunte H.J. (2002) Novel insights into the role of potassium for osmoregulation in Halomonas elongata. II Extremophiles 6:453-62.

67. Kuhlmann A.U. and Bremer E. (2002) Osmotically regulated synthesis of the compatible solute ectoine in Bacillus pasteurii and related Bacillus spp. // Appl. Environ. Microbiol. 68(2):772-783.

68. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. //Nature. 227(5259):680-685.

69. Lai M.-C, Sowers K.R., Robertson D.E., Roberts M.F., and Gunsalus R.P. (1991) Distribution of compatible solutes in halophilic methanogenic archaebacteria. // J. Bacteriol. 173(17):5352-5358.

70. Lamosa P., Martins L. O., da Costa M. S., and Santos H. (1998) Effects of temperature, salinity and medium composition on compatible solute accumulation by Thermococcus spp. //Appl. Environ. Microbiol. 64:3591-3598.

71. Lee E.-H., Rouquette-Loughlin C., Folster J.P., and Shafer W.M. (2003) FarR regulates the farAB-encoded efflux pump of Neisseria gonorrhoeae via an MtrR regulatory mechanism. //J. Bacteriol. 185:7145-7152.

72. Lim D., Poole K., and Strynadka N.C. (2002) Crystal structure of the mexR repressor of the mexRAB-oprM multidrug efflux operon of Pseudomonas aeruginosa. II J. Biol. Chem. 277:29253-29259.

73. Lomovskaya O., Lewis K., and Matin A. (1995) EmrR is a negative regulator of the Escherichia coli multidrug resistance pump EmrAB. // J. Bacteriol. 177:2328-2334.

74. Loomis W.F., Kuspa A., and Shaulsky G. (1998) Two component signal transduction systems in eukaryotic microorganisms. // Curr. Opin. Microbiol. 1:643-648.

75. Louis P. and Galinski E.A. (1997) Characterization of genes for the biosynthesis of the compatible solute ectoine from Marinococcus halophilus and osmoregulated expression in Escherichia coli. //Microbiology (UK) 143(4):1141-1149.

76. Machado M.C., Lopez C.S., Heras H., and Rivasa E.A. (2004) Osmotic response in Lactobacillus casei ATCC 393: biochemical and biophysical characteristics of membrane. // Arch, of Biochem. Biophys. 422:61-70.

77. Mackay M.A., Norton R.S., and Borowitzka L.J. (1984) Organic osmoregulatory solutes in cyanobacteria. //J. Gen. Microbiol. 130:2177-2191.

78. Malm G. and Lapidot A. (1996) Induction of synthesis tetrahydropyrimidine derivatives in Streptomyces strain and their effect on Escherichia coli in response to osmotic and heat stress.//J. Bacteriol. 17S(2):385-395.

79. Martin D.D., Ciulla R.A., and Roberts M.F. (1999) Osmoadaptation in archaea. // Appl. Environ. Microbiol. 65(5):1815-1825.

80. Martin R.G. and Rosner J.L. (1995) Binding of purified multiple antibiotic resistance repressor protein (MarR) to mar operator sequences. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92:5456-5460.

81. Martin R.G. and Rosner J.L. (2004) Transcriptional and translational regulation of the marRAB multiple antibiotic resistance operon in Escherichia coli. II J. Mol. Microbiol. 53:183-191.

82. Martins L.O. and Santos H. (1995) Accumulation of mannosylglycerate and di-myo-inositol-phosphate by pyrococcus furiosus in response to salinity and temperature // Appl. Environ. Microbiol. 61:3299-3303.

83. Martins L.O., Carreto L.S., da Costa M.S., and Santos H. (1996) New compatible solutes related to di-myo-inositol-phosphate in members of the order Thermotogales.il J. Bacteriol. 178:5644-5651.

84. Martins L.O., Huber R., Huber H., Stetter K.O., da Costa M. S., and Santos H. (1997) Organic solutes in hyperthermophilic Archaea И Appl. Environ. Microbiol. 63:896-902.

85. Marx C.J. and M.E. Lidstrom (2002) Broad-host-range cre-lox system for antibiotic marker recycling in gram-negative bacteria // Biotechniques. 33: 1062-7

86. Mattison K. and Kenney L. (2002) Phosphorylation alters the interaction of the response regulator OmpR with its sensor kinase EnvZ. // J. Biol. Chem. 277:11143-11148.

87. McLaggan D., Naprstek J., Buurman E.T., and Epstein W. (1994) Interdependence of K+ and glutamate accumulation during osmotic adaptation of Escherichia coli. II J. Biol. Chem. 269(3):1911-1917.

88. Murrell J.C., McDonald I.R., and Gilbert B. (2000) Regulation of expression of methane monooxygenases by copper ions. // Trends Microbiol. 8:221-225.

89. Nagata S., Adachi K., and Sano H. (1996) NMR analyses of compatible solutes in a halotolerant Brevibacterium sp. // Microbiology (UK) 142:3355-3362.

90. Nagata S., Adachi K., and Sano H. (1998) Intracellular changes in ions and organic solutes in halotolerant Brevibacterium sp. strain JCM 6894 after exposure to hyperosmotic shock // Appl. Environ. Microbiol. 64:3641-3647.

91. Nagata S., Adachi K., Shirai K. and Sano H. (1995) 23Na NMR spectroscopy of free Na+ in the halotolerant bacterium Brevibacterium sp. and Escherichia coli. II Microbiolology (UK) 141(3):729-736.

92. Nakamura Т., Yamamuro N., Stumpc S., Unemomoto Т., and Bakker E.P. (1998) Cloning of the trkA II gene cluster and characterization of the Trk K-uptake system of Vibrio alginolyticus. //Microbiology (UK) 144(8):2281-2289.

93. Neves C., da Costa M. S., and Santos H. (2005) Compatible solutes of the hyperthermophile Palaeococcus ferrophilus: osmoadaptation and thermoadaptation in the order Thermococcales. // Appl. Environ. Microbiol. 71:8091-8098.

94. Nunes O.C., Manaia C.M., da Costa M.S., and Santos H. (1995) Compatible solutes in the thermophilic bacteria Rhodothermus marinus and Therrnus thermophilus.il Appl. Environ. Microbiol. 61:2351-2357.

95. Nyyssola A., Kerovuo J., Kaukinen P., von Weymarn N. and Reinikainen T. (2000) Extreme halophiles synthesize betaine glycine by methylation. // J. Biol. Chem. 275(29):22196-22201.

96. Onraedt A., De Muynck C., Walcarius В., Soetaert W., and Vandamme E. (2004) Ectoine accumulation in Brevibacterium epidermis. // Biotechnol. Lett. 26:1481-1485.

97. Oren A. (1999) Bioenergetic aspects of halophilism. 11 Microbiol. Mol. Biol. Rev. 63(2):334-348.

98. Oscarsson J., Mizunoe Y., Uhlin B.E., and Haydon D.J. (1996) Induction of haemolytic activity in Escherichia coli by the slyA gene product. // Mol. Microbiol. 20:191-199.

99. Page-Sharp M., Behm C.A., and Smith G.D. (1999) Involvement of the compatible solutes trehalose and sucrose in the response to salt stress of a cyanobacterial Scytonema species isolated from desert soils. // Biochem. Biophys. Acta. 1472(3):519-528.

100. Park H.S. and Kim H.S. (2001) Genetic and structural organization of the aminophenol catabolic operon and its implication for evolutionary process // J. Bacteriol. 183:50745081.

101. Perego M. and Hoch J.A. (1988) Sequence analysis and regulation of the hpr locus, a regulatory gene for protease production and sporulation in Bacillus subtilis. II J. Bacteriol. 170:2560-2567.

102. Peters R., Galinski E.A. and Truper H.G. (1990) The biosynthesis of ectoine. // FEMS Microbiol. Lett. 71(1-2):157-162.

103. Pflughoeft K.J., Kierek K., and Watnick P.I. (2003) Role of ectoine in Vibrio cholerae osmoadaptation//Appl. Environ. Microbiol. 69(10):5919-5927.

104. Poolman B. and Glaasker E. (1998) Regulation of compatible solutes accumulation in bacteria. // Mol. Microbiol. 29(2):397-407.

105. Poolman В., Blount P., Folgering J.H., Friescn R.H., Мое P.С., and van der Heide T. (2002) How do membrane proteins sense water stress? // Mol. Microbiol. 44(4):889-902.

106. Prabhu J., Schauwecker F., Grammel N., Keller U., and Bernhard M. (2004) Functional expression of the ectoine hydroxylase gene (thpD) from Streptomyces chrysomallus in Halomonas elongata. // Appl. Environ. Microbiol. 70(5):3130-3132.

107. Praillet Т., Reverchon S., and Nasser W. (1997) Mutual control of the PecS/PecM couple, two proteins regulating virulence-factor synthesis in Erwinia chrysanthemi. // Mol. Microbiol. 24:803-814.

108. Pratt L.A. and Silhavy T.J. (1996) From acids to osmZ: multiple factor influence synthesis of the OmpF and OmpC porins in Escherichia coli. II Mol. Microbiol. 20:911-917.

109. Prieto M.A. and Garcia J.L. (1997) Identifcation of a novel positive regulator of the 4-hydroxyphenylacetate catabolic pathway of Escherichia coli. II Biochem. Biophys. Res. Commun. 232:759-765.

110. Prieto M.A., Diaz E., and Garcia J.L. (1996) Molecular characterization of the 4-hydroxyphenylacetate catabolic pathway of Escherichia coli W: engineering a mobile aromatic degradative cluster. // J. Bacteriol. 178:111-120.

111. Providenti M.A. and Wyndham R.C. (2001) Identification and functional characterization of CbaR, a MarR-like modulator of the сЬа/ШС-encoded chlorobenzoate catabolism pathway. // Appl. Environ. Microbiol. 67(8):3530-3541.

112. Rao D.R., Hariharan K., and Vijayalakshmi K. R. (1969) A study of the metabolism of L-ay-diaminobutyric acid in a.Xanthomonas species. //J. Biochem. 114(1): 107-115.

113. Reed R.H., Borowitzka L.J. Maekay M.A., Chudek J.A., Foster R., Warr S.R.C., Moore D.J., and Stewart W.D.P. (1986) Organic solute accumulation in osmotically stressed cyanobacteria. // FEMS Microbiol. Rev. 39(l-2):51-56.

114. Reed R.H., Richardson D.L., Warr S.R.C., and Stewart W.D.P. (1984) Carbohydrate accumulation and osmotic stress in cyanobacteria. // J. Gen. Microbiol. 130:1-4.

115. Reshetnikov A.S., Khmelenina V.N., and Trotsenko Y.A. (2006) Characterization of the ectoine biosynthesis genes of haloalkalotolerant obligate methanotroph "Methylomicrobium aIcaliphilum20Z''// Arch. Microbiol. 184:286-297

116. Reverchon S., Nasser W., and Robert-Baudouy J. (1994). pecS: a locus controlling pectinase, cellulase and blue pigment production in Erwinia chrysanthemi.il Mol. Microbiol 11:1127-1139.

117. Reverchon S., Rouanet C., Expert D., and Nasser W. (2002) Characterization of indigoidine biosynthetic genes in Erwinia chrysanthemi and role of this blue pigment in pathogenicity. IIS. Bacterid. 184:654-665.

118. Rezuchova B. and Kormanec J. (2001) A two-plasmid system for identification of promoters recognized by RNA polymerase containing extracytoplasmic stress response sigma(E) in Escherichia coli I I J. Microbiol. Methods 45:103-111

119. Roberts M.F. (2004) Osmoadaptation and osmoregulation in archaea: update. // Front. Biosci. 9:1999-2019.

120. Roberts M.F. (2005) Organic compatible solutes of halotolerant and halophilic microorganisms.// Saline Systems. VI:5.

121. Romeo Y., Bouver J., and Gutierrez C. (2007) Osmotic regulation of transcription in Lactococcus lactis: ionic strength-dependent binding of the BusR repressor to the busA promoter. //FEBS Lett. 581:3387-3390.

122. Roper D.I., Fawcett Т., and Cooper R.A. (1993). The Escherichia coli С homoprotocatechuate degradative operon: hpc gene order, direction of transcription and control of expression. // Mol. Gen. Genet. 237:241-250.

123. Ross W., Gosink K.K., Salomon J., Igarashi K., Zou C., Ishihama A., Severinov K., and Course R.L. (1993) A third recognition element in bacterial promoters: DNA binding by the a-subunit of RNA polymerase. // Science 262:1407-1412.

124. Rouaxiet С., Nomura К., Tsuyumu S., and Nasser W. (1999) Regulation of pelD and pelE, encoding major alkaline pectate lyases in Erwinia clvysanthemi: involvement of the main transcriptional factors. // J. Bacteriol. 181:5948-5957.

125. Saito K., Akama II., Yoshihara E., and Nakae T. (2003). Mutations affecting DNA-binding activity of the MexR repressor of mexRmexA-mexB-oprM operon expression. // J. Bacteriol. 185:6195-6198.

126. Sambrook J. and Russell D.W. (2001) Molecular cloning: a laboratory manual. // 3rd edn. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, NewYork

127. Santos H. and da Costa M.S. (2002) Compatible solutes of organisms that live in hot saline environments. //Environ. Microbiol. 4(9):501-509.

128. Saum S.H and Miiller V. (2008) Regulation of osmoadaptation in the moderate halophile Halobacillus halophilus: chloride, glutamate and switching osmolyte strategies. // Saline Systems 4:4

129. Seoane A.S. and Levy S.B. (1995) Characterization of MarR, the repressor of the multiple antibiotic resistance {mar) operone in Escherichia coli. // J. Bacteriol. 177:3414-3419.

130. Severin J., Wohlfarth A., and Galinski E.A. (1992) The predominant role of recently discovered tetrahydropyrimidines for the osmoadaptation of halophilic eubacteria. // J. Gen. Microbiol. 138(8): 1629-1638.

131. Shi Y., Latifi Т., Cromie M.J., and Groisman E.A. (2004) Transcriptional control of the antimicrobial peptide resistance ugtL gene by the Salmonella PhoP and SlyA regulatory proteins. // J. Biol. Chem. 279:38618-38625.

132. Sieburth J.N., Johnson P.W., Eberhardt M.A., Sieracki M.E., Lidstrom M.E., and Laux D. (1987) The first methane-oxidizing bacterium from the upper mixing layer of the deep ocean: Methylomonaspelagica sp.nov. // Curr. Microbiol. 14(5):285-293.

133. Silva Z., Alarico S., Nobre A., Horlacher R., Marugg J., Boos W., Mingote A.I., and da Costa M.S. (2003) Osmotic adaptation of Thermus thermophilus RQ-1: lesson from a mutant deficient in synthesis of trehalose. // J. Bacteriol. 185(20):5943-5952.

134. Sleator R.D. and Hill C. (2001) Bacterial osmoadaptation: the role of osmolytes in bacterial stress and virulence. // FEMS Microbiol. Rev. 26(1):49-71.

135. Smith L.T. and Smith G.M. (1989) An osmoregulated dipeptide in stressed Rhizobium meliloti. И J. Bacteriol. 171(9):4717-4717.

136. Smith L.T., Smith G.M., and Madkour M.A. (1990) Osmoregulation in Agrobacterium tumefaciens: accumulation of a novel disaccharide is controlled by osmotic strength and glycine betaine. // J. Bacteriol. 172(12):6849-6855.

137. So-Young, Jung-Ho Shin, and Jung-Hye Roe (2007) Dual role of OhrR as a repressor and an activator in response to organic hydroperoxides in Streptomyces coelicolor. И J. Bacteriol. 189(17):6284-6292.

138. Spory A., Bosserhoff A., von Rhein C., Goebel W., and Ludwig A. (2002) Differential regulation of multiple proteins of Escherichia coli and Salmonella enterica serovar Typhimurium by the transcriptional regulator SlyA. // J. Bacteriol. 184:3549-3459.

139. Srikumar R., Paul C.J., and Poole K. (2000) Influence of mutations in the mexR repressor gene on expression of the MexA-MexB-oprM multidrug efflux system of Pseudomonas aeruginosa. II J. Bacteriol. 182:1410-1414.

140. Stapleton M.R. Norte V.A., Read R.C., and Green J. (2002) Interaction of the Salmonella typhimurium transcription and virulence factor SlyA with target DNA and identification of members of the SlyA regulon. // J. Biol. Chem. 277:17630-17637.

141. Strovas T. J. and M. E. Lidstrom (2009) Population heterogeneity in Methylobacterium extorquens AMI // Microbiology 155: 2040-2048

142. Sulavik M.C., Dazer M., and Miller P.F. (1997) The Salmonella typhimurium mar locus: molecular and genetic analyses and assessment of its role in virulence. // J. Bacteriol. 179(6): 1857-66

143. Toney M.D., Hohenester E., Keller J.W., and Jansonius N. (1995) Structural and mechanistic analysis of two refined crystal structures of the pyridoxal phosphate-dependent enzyme dialkylglycine decarboxylase. // J. Mol. Biol. 245(2):151-179.

144. Tropel D. and van der Meer J.R. (2004) Bacterial transcriptional regulators for degradation pathways of aromatic compounds. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 68:474—500.

145. Trotsenko Y.A. and Khmelenina V.N. (2002) Biology of extremophilic and extremotolerant methanotrophs. //Arch. Microbiol. 177(2):123-131.

146. Triiper H.G. and Galinski E.A. (1986) Concentrated brines as habitats for microorganisms. // Experientia. 42:1182-1187.

147. Ventosa A. and Nieto J J. (1995) Biotechological applications and potentialities of halophilic microorganisms. // World J. Microbiol. Biotechnol. 1 l(l):85-94.

148. Ventosa A., Nieto J.J., and Oren A. (1998) Biology of moderately halophilic aerobic bacteria. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 62(2):504-544.

149. Welsh D.T. (2000) Ecological significance of compatible solute accumulation by microorganisms: from single cells to global climate. // FEMS Microbiol. Rev. 24(3):263-290.

150. Wilkinson S.P. and Grove A. (2004) HucR, a novel uric acid-responsive member of the MarR family of transcriptional regulators from Deinococcus radiodurans. II J. Biol. Chem. 279(49):51442-51450.

151. Wilkinson S.P. and Grove A. (2005) Negative cooperativity of uric acid binding to the transcriptional regulator HucR from Deinococcus radiodurans. II J. Mol. Biol. 350:617— 630.

152. Wilkinson S.P. and Grove A. (2006) Ligand-responsive transcriptional regulation by members of the MarR family of winged helix proteins. // Curr. Issues Mol. Biol. 8(1):51-62.

153. Wohlfarth A., Severin J., and Galinski E.A. (1990) The spectrum of compatible solutes in heterotrophic halophilic eubacteria of the family Halomonadaceae. II J. Gen. Microbiol. 136:705-712.

154. Wood J.M. (1999) Osmosensing by bacteria: signals and membrane-based sensors // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 63(l):230-262.

155. Wood J.M., Bremer E., Csonka L.N., Kramer R., Poolman В., van der Heide Т., and Smith L.T. (2001) Osmosensing and osmoregulatory compatible solute accumulation by bacteria. // Сотр. Biochem. Physiol. A. Mol. Integr. Physiol. 130(3):437-460.

156. Wosten M.M.S.M. (1998) Eubacterial sigma-factors. // FEMS Microbiol. Rev. 22(3):127-150.

157. Wu R.Y., Zhang R.G., Zagnitko O., Dementieva I., Maltzev N., and Watson J.D. (2003). Crystal structure of Enterococcus faecalis SlyA-like transcriptional factor. // J. Biol. Chem. 278:20240-20244.

158. Xiong A., Gottman A., Park C., Baetens M., Pandza S., and Matin A. (2000) The EmrR protein represses the Escherichia coli emrRAB multidrug resistance operon by directly binding to its promoter region. // Antimicrob. Agents Chemother. 44(10):2905-2907.

159. Yancey P. H. (2005) Organic osmolytes as compatible, metabolic and counteracting cytoprotectants in high osmolarity and other stresses // The Journal of Experimental Biology 208:2819-2830

160. Zhilina T.N. and Zavarzin G.A. (1990) Extremely halophilic, methylotrophic, anaerobic bacteria. // FEMS Microbiol. Rev. 87(3-4):315-322.