Различная в хромосомной локализации белка SUUR в развитии Drosophila melanogaster коррелируют с активностью генов и состоянием хроматина тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.07, кандидат наук Максимов, Даниил Александрович

• Максимов, Даниил Александрович
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Максимов, Даниил Александрович

Оглавление

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Организация хроматина

1.2 Локальная и глобальная регуляция транскрипционной активности хроматина

1.2.1 Неактивный хроматин у D. melanogaster

1.2.1.1 Рс-опосредованная инактивация

1.2.1.1 Рс-опосредованная инактивация

1.2.2 Типы хроматина у D. melanogaster

1.3 Репликация ДНК и ее связь с транскрипционной активностью хроматина

1.3.1 Регуляция времени репликации

1.3.1.1 Регуляция времени репликации |3-глобйНового локуса млекопитающих

1.3.1.2 Регуляция времени репликации Igh локуса грызунов

1.3.1.3 Глобальная регуляция времени репликации при дифференцировке клеток

1.3.1.4 Исследования времени репликации ДНК в культивируемых in vitro клетках дрозофилы

1.3.2 Время репликации и транскрипционная активность

1.3.3 Механизм репликации ДНК

1.3.4 Эндорепликация

1.3.5 Недорепликация политенных хромосом у D. melanogaster

1.4 Влияние белка SUUR на процесс репликации хромосом

D. melanogaster

1.5 Ассоциация белка SUUR с транскрипционно неактивным хроматином/), melanogaster

1.6 Заключение

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Создание набора генов для изучения районов недорепликации

2.2 Выявление районов, обладающих свойствами районов недорепликации

2.3 Выделение РНК и анализ экспрессии генов в развитии

2.4 Метод DamID

2.5 Молекулярное клонирование

2.6 Генетическая трансформация дрозофилы

2.7 Процедура DamID

2.8 Биоинформатическая обработка данных

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Связывание белка 81ДЖ с районами недорепликации политенных хромосом слюнных желез И. melanogaster

3.2 Организация генов в районах недорепликации

3.2.1 Районы недорепликации характеризуются низкой плотностью генов

3.2.2 Районы недорепликации обогащены семенник-специфичными генами

3.2.3 Предсказание районов недорепликации

3.3 Динамика связывания 81ЛЖ в развитии

3.4 Связь динамики белка 81ЛЖ с экспрессией генов в развитии

3.5 Динамика белка 81ЛЖ в контексте изменения состояния хроматина в развитии

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ

4.1 Особенности генетической организации районов, обогащенных белком 81ЛЖ

4.2 Динамика связывания белка 81ЛЖ и регуляция генов

4.3 Динамика 81ЛЖ в разных типах хроматина

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Список использованных сокращений:

кДНК - комплементарная ДНК

млн.п.н. - миллионов пар нуклеотидов

мРНК - матричная РНК

п.н. - пар нуклеотидов

ПЦР - полимеразная цепная реакция

т.п.н. - тысяч пар нуклеотидов

BDGP - Berkeley Drosophila Genome Project

GEO - Gene Expression Omnibus

PRC - Polycomb Repressive Complex

UAS - Upstream Activation Sequence

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Различная в хромосомной локализации белка SUUR в развитии Drosophila melanogaster коррелируют с активностью генов и состоянием хроматина»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Хромосомы высших эукариот состоят из протяженных доменов, служащих для обеспечения правильной активности генов в клетке. Эти домены поддерживают активное или репрессированное состояние расположенных в них генов, что также коррелирует с другими аспектами их функционирования. Так, известно, что репликация активных участков хромосом обычно проходит в начале 8-фазы клеточного цикла, тогда как неактивные районы реплицируются в конце Б-фазы, однако механизм, лежащий в основе этого явления, остается непонятым (БсЬиЬекг а1, 2002; МасА1рте ег а1, 2004).

Для разных групп организмов была установлена закономерность: районы, проявляющие транскрипционную активность в большинстве клеточных типов, характеризуются повышенной плотностью генов. В участках, обогащенных тканеспецифично экспрессирующимися генами, этот показатель обычно снижен, и в большинстве клеточных типов такие районы формируют неактивные домены (Ниуе1 е? а1., 2007; Нн^аш е? а1, 2008). Эти наблюдения говорят о том, что особенности расположения генов в геноме и регуляция хроматиновых доменов каким-то образом связаны между собой. При этом следует понимать, что расположение генов во всех клетках организма одинаково, в то время как состояние хроматина может изменяться в разных клеточных типах. Вероятно, сниженная плотность генов в районах, обогащенных тканеспецифичными генами, имеет отношение к регуляции их активности в процессе развития.

Политенные хромосомы слюнных желез личинок ОгояоркИа melanogaster содержат набор транскрипционно неактивных участков, характеризующихся недорепликацией, которая, по-видимому, является следствием их поздней репликации (2Ыши1еу а/., 1982). Недорепликация

проявляется в том, что эти районы содержат значительно меньшее число нитей ДНК, чем окружающие их участки политенных хромосом. Длина районов недорепликации может достигать нескольких сотен т.п.н. (Belyakin et al., 2005; Sher et al., 2012).

На небольшой выборке генов было показано, что эти районы могут быть обогащены тканеспецифичными генами, в частности, избирательно активными в семенниках (Belyakin et al2005). Таким образом, районы недорепликации в политенных хромосомах D. melanogaster проявляют признаки, делающие их похожими на домены, описанные у других организмов. Однако систематический анализ взаимного расположения и транскрипционной специфичности содержащихся в них генов не проводился.

Мутация гена SuUR (Suppressor of UnderReplication) ускоряет прохождение репликации в описанных выше неактивных районах политенных хромосом и приводит к их полной политенизации (Belyaeva et al., 1998; Sher et al., 2012). Иммуноокрашивание политенных хромосом показало, что белок SUUR в норме связывается с позднореплицируемыми районами (Makunin et al., 2002). Этот результат был подтвержден позднее в

_экспериментах по картированию бела SUUR методом DamID в культуре

клеток Кс Drosophila melanogaster (Pindyurin et al., 2007).

Механизм, в котором задействован белок SUUR, остается неизвестным, однако ясно, что он тесно ассоциирован с транскрипционно неактивными районами хромосом. В культуре клеток Кс белок SUUR является одним из основных компонентов всех трех репрессивных типов хроматина, выделенных на основании картирования 53 хроматиновых белков (Filion et al., 2010).

Хроматин является динамичной структурой и, как его белковый состав, так и транскрипционная активность, могут различаться между типами клеток и стадиями развития. В представленной работе был поставлен ряд вопросов о

функционировании и динамике доменов, связанных с белком 81ДЖ. Было неясно, обладают ли эти районы какими-либо особенностями расположения генов, как было описано для других организмов, где и когда эти гены активны, а также насколько эти домены изменяются в процессе развития £). те1апо£а81ег.

Цели и задачи исследования

Целью данной работы было изучение свойств транскрипционно неактивных районов хромосом, связанных с белком 81ЛЖ, в процессе развития Э. melanogaster. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

• Изучить особенности расположения генов в районах недорепликации политенных хромосом слюнных желез личинок дрозофилы

• Исследовать транскрипционную специфичность генов в районах недорепликации

• Получить полногеномные профили связывания белка БШ-Ж в разных типах клеток дрозофилы

• Исследовать различия в связывании белка 81ЛЖ в разных типах клеток

• Исследовать связь между изменением уровня связывания 8171111 в разных клеточных типах и активностью генов

Научная новизна

В представленной работе на молекулярном уровне показано, что районы недорепликации в хромосомах слюнных желез дрозофилы обогащены белком 81ШК. Установлено, что такие районы обладают сниженной плотностью генов и имеют длинные межгенные интервалы. Впервые показано, что эти характеристики, наряду с обогащением семенник-специфичными генами, свойственны в первую очередь хроматину,

связанному с белком 81ЛЖ. Установлено, что белок 81ЛЖ распределен в хроматине из разных тканей по-разному, причем наблюдаемая динамика отличается для разных типов хроматина, согласно классификации РШоп е1 а1. (2010). Показано, что участки хромосом, в которых изменяется уровень связывания белка 81ЯЖ в разных типах клеток, содержат преимущественно тканеспецифичные гены, имеющие разный уровень экспрессии между этими типами клеток.

Научно-практическая ценность

Получены данные об экспрессии 14056 генов дрозофилы на десяти разных стадиях развития от эмбриона до имаго обоих полов. Построены профили связывания белка 81ДЖ в эмбрионах, слюнных железах и мозговых ганглиях личинок дрозофилы. Создан алгоритм, позволяющий находить в геноме районы, обладающие низкой плотностью генов, длинными межгенными интервалами и обогащенные семенник-специфичными генами. С использованием этого алгоритма найдены 110 районов, характеризующихся сниженным уровнем политенизации и связыванием белка 81ЛЖ. Эти данные могут быть использованы для дальнейшего изучения организации тканеспецифичных генов дрозофилы. Предложен метод, позволяющий оценивать динамику хроматиновых белков в разных клеточных типах.

Объем работы

Диссертация изложена на 128 страницах машинописного текста и содержит 23 рисунка. Текст состоит из введения, обзора литературы, описания использованных в работе материалов и методов, результатов, обсуждения и выводов, а так же списка цитируемой литературы, в который входит 176 ссылок.

Апробация работы

Основные результаты работы были представлены на следующих конференциях:

Международная конференция "Хромосома-2009", Новосибирск, 2009 г. Международная Студенческая Конференция, Новосибирск, 2010 г. ESF-EMBO Conference on System Biology of Drosophila, Пултуск, Польша, 2012 г.

В материалах этих конференций были опубликованы следующие

тезисы:

1. Белякин С.Н., Бабенко В.Н., Максимов Д.А., Шлома В.В., Квон Е.З., Беляева Е.С., Жимулев И.Ф. Характеристики генной плотности в районах поздней репликации у Drosophila melanogasterll Международная конференция «Хромосома 2009», 2009, Новосибирск, Россия. С. 99.

2. Д.А. Максимов. Организация районов недорепликации в геноме D. melanogasterll Международная студенческая конференция «МНСК-2010», 2010, Новосибирск, Россия.

3. D.A. Maksimov, D.E. Koryakov, S.N. Belyakin. Developmental variation of the SUUR protein binding correlates with gene regulation and specific chromatin types in D. melanogaster II ESF-EMBO Conference on System Biology of Drosophila. May 22-25 2012, Pultusk, Poland.

Список публикаций по теме диссертации

1. Babenko V.N., Makunin I.V., Brusentsova I.V., Belyaeva E.S., Maksimov D.A., Belyakin S.N., Maroy P., Vasil'eva L.A., Zhimulev I.F. Paucity and preferential suppression of transgenes in late replication domains of the D. melanogaster genome // BMC Genomics. 2010. V. 11. P.318.

2. Belyakin S.N., Babenko V.N., Maksimov D.A., Shloma V.V., Kvon E.Z., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Gene density profile reveals the marking of late replicated domains in the Drosophila melanogaster genome // Chromosoma. 2010. V. 119(6). P. 589-600.

3. Жимулев И.Ф., Беляева E.C., Андреева E.H., Андреенкова Н.Г., Бабенко В.Н., Белякин С.Н., Болдырева JI.B., Брусенцова И.В., Демаков С.А., Зыков И.А., Кокоза Е.Б., Колесникова Т.Д., Максимов Д.А., Макунин И.В., Пиндюрин А.В., Семешин В.Ф., Хорошко В.А. Интеркалярный гетерохроматин в геноме Drosophila II Генетика. 2010. Т. 46(10). С. 14051408.

4. Koryakov D.E., Pokholkova G.V., Maksimov D.A., Belyakin S.N., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Induced transcription results in local changes in chromatin structure, replication timing, and DNA polytenization in a site of intercalary heterochromatin // Chromosoma. 2012. V. 121(6). P. 573-83.

5. Maksimov D.A., Koryakov D.E., Belyakin S.N. Developmental variation of the SUUR protein binding correlates with gene regulation and specific chromatin types in D. melanogaster!I Chromosoma. 2014. V. 123(3). P. 253264.

Вклад автора

Основные результаты получены автором самостоятельно. Работа по молекулярному клонированию векторов pUC18-Dam-Myc-SUUR и pUC18-Dam-Myc проведена С.Н. Белякиным. Работа по получению данных о транскрипции генов дрозофилы на 10 стадиях развития выполнена совместно с С.Н. Белякиным и В.В. Шломой. Разработка алгоритма предсказания районов недорепликации осуществлялась совместно с В.Н. Бабенко, И.Ф. Жимулевым, Е.С. Беляевой и С.Н. Белякиным.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Организация хроматина

Хроматин состоит из ДНК и взаимодействующих с ней белков. Основу этих взаимодействий образуют нуклеосомы, в которых нить ДНК, обернута вокруг гистонового кора - октамера из четырех пар гистонов Н2А, Н2В, НЗ и Н4 (Luger et al., 1997). Нуклеосомы могут быть соединены между собой линкерным гистоном HI, что. приводит к образованию 30 нм хроматиновой фибриллы, которая путем дальнейшего сворачивания образует саму хромосому (рис. 1)'(Felsenfeld, Groudine, 2003). Кроме гистонов с ДНК взаимодействуют многочисленные негйстоновые белки. К ним относятся транскрипционные факторы, инсуляторные белки, белки ремоделинга (перестройки) хроматина, а так же разнообразные модификаторы гистонов. Среди последних наиболее распространены ацетилтрансферазы и деацетилазы, метилтрансферазы и деметилазы, киназы и фосфатазы, а также убиквитин-лигазы. Столь сложная организация хроматина необходима для координированной экспрессии конкретных генов на определенном уровне в каждом типе клеток организма. При этом практически все белковые составляющие хроматина" так или иначе оказывают эффект на экспрессию генов.

1.2 Локальная и глобальная регуляция транскрипционной активности хроматина

Очевидно, что не все гены многоклеточного организма должны быть активны в каждом типе клеток. Так, помимо генов «домашнего хозяйства», которые необходимы для функционирования любой клетки, выделяют тканеспецифичные гены, которые активны лишь в определенном типе клеток и на определенной стадии развития организма (De Ferrari, Aitken, 2006; Chang et al., 2011).

Целая

митотическая хромосома

Центромера

штшшшшшЁШШЯртШШОЛбк

т

1400 нм i

Участок двойной сприали ДНК

Нуклеосомный уровень укладки

30-нм фибрилла из компактизованных нуклеосом

Участок

хроматина

Участок

конденсированного хроматина

*2 нм т

11 нм

X

X 30 нм

J

300 нм i

Рис. 1. Уровни организации хроматина у эукариот (из Felsenfeld and Groudine, 2003). Пояснения в тексте.

Следует отметить, что многие гены имеют очень неоднородный профиль активности в разных клеточных типах, в связи с чем их трудно четко отнести к тому или иному типу. Таким образом, в любом типе клеток присутствуют активные и неактивные гены, которые располагаются соответственно в активном и неактивном хроматине.

Активность гена во многом зависит от его доступности для энхансеров, специфических транскрипционных факторов, а так же для белков, осуществляющих сам процесс транскрипции. Очевидно, что доступность ДНК имеет обратную корреляцию с ее компактизацией. Например, в промоторах активных генов, наряду с отсутствием линкерного гистона HI, наблюдается удаление определенных нуклеосом, что способствует связыванию белков инициации транскрипции в этих участках (Boeger et al., 2008; Lam et al., 2008; Shivaswamy et al., 2008). Помимо этого, существует механизм, заставляющий нуклеосомы перемещаться на небольшие расстояния вдоль нити ДНК (Becker, Horz, 2002). За это ответственны комплексы ремоделинга хроматина, в частности у дрозофилы это белки комплекса Brahma (Kai et al., 2000). Такая подвижность нуклеосом приводит к тому, что участок ДНК, с которым должен взаимодействовать фактор транскрипции, может попасть в промежуток между нуклеосомами, где доступность ДНК достаточна для взаимодействия.

На доступность ДНК для факторов транскрипции могут влиять различные модификации гистоновых белков. Чаще всего модификации подвергаются «хвосты» гистонов, направленные наружу от нуклеосомы. Большинство модификаций составляют ацетилирование, метилирование либо убиквитинирование лизина, метилирование аргинина и фосфорилирование серина (Göll, Bestor, 2002; Zentner, Henikoff, 2013). Некоторые из этих модификаций взаимоисключающие, одни из них положительно, либо отрицательно коррелируют с другими, и их набор в

определенном участке хроматина может служить маркером транскрипционно активного, либо неактивного хроматина.

Примером влияния гистоновых модификаций на транскрипцию может служить дозовая компенсация у дрозофилы. Этот механизм активен у самцов, у которых число Х-хромосом в два раза меньше чем число наборов аутосом. Для компенсации этого дисбаланса у них активируется комплекс белков дозовой компенсации, который осуществляет ацетилирование 16-го лизина гистона Н4 на Х-хромосоме (Hallacli, Akhtar, 2009). Благодаря этому уровень транскрипции генов на X хромосоме самцов соответствует таковому у самок.

Кроме модификации гистонов, изменение активности хроматина может осуществляться и за счет смены целого гистона на его вариант. К примеру, у дрозофилы замена гистона НЗ на вариант НЗ.З свойственна для областей генома с активными генами (Ahmad, Henikoff, 2002).

Помимо модификации белкового состава хроматина, регуляция транскрипции происходит и на более высоком уровне. Показано, что положение участков хромосом в ядре коррелирует с активностью хроматина, и активные районы генома чаще располагаются в центральной части ядра, а инактивированные обычно встречаются на периферии (Hochstrasser et al., 1986; Hochstrasser, Sedat, 1987; Mathog, Sedat, 1989; Zink et al., 2004; Shevelyov et al., 2009). Домены со схожей активностью могут образовывать так называемые хромосомные территории. Классическим примером такой организации являются ядрышки, в которых группируются районы хромосом с активно транскрибируемыми генами рибосомных РНК.

Недавние успехи в развитии методов детекции хромосомных конформаций («ЗС», «4С», «5С» и «Hi-C»), позволили подробнее изучить организацию хромосомных территорий. Эти методики позволяют определять, какие участки генома находятся в непосредственной близости

друг к другу в интерфазном ядре. Было установлено, что геном дрозофилы отчетливо разбит на физические домены. Причем неактивные участки хроматина образуют блоки, которые группируются с другими такими же блоками даже из отдаленных участков генома (Sexton et al., 2012). Кроме того, было показано, что для активных районов хроматина характерны небольшие размеры формируемых доменов (Hou et al., 2012). Интересно, что границы хромосомных доменов часто имеют повышенную плотность генов, причем эти гены транскрибируются активнее, чем гены из внутренних участков домена (Hou et al., 2012).

1.2.1 Неактивный хроматин у D. melanogaster

Традиционно к неактивному хроматину у дрозофилы относят прицентромерный и интеркалярный гетерохроматин политенных хромосом. Изначально термин «гетерохроматин» использовали в цитологических исследованиях для обозначения дифференциально окрашенных компактных участков хромосом (Heitz, 1928). В отличие от эухроматина, который считался «открытым» и транскрипционно активным, гетерохроматин характеризовался неактивными генами. Позднее было установлено, что эта корреляция между цитологическим типом хроматина и активностью генов не абсолютна. Было показано, что в эухроматине могут содержаться неактивные гены, а в гетерохроматине встречаются активно транскрибируемые гены (Gilbert et al., 2004).

Прицентромерный гетерохроматин состоит из участков хромосом, прилегающих к центромере, характеризующихся высокой степенью компактизации и низкой плотностью генов. Также эти районы обогащены умеренными повторами ДНК и сателлитами (Birchler et al., 2000; Redi et al., 2001). Для таких участков ДНК характерна поздняя репликация в S-фазе клеточного цикла (Lima-de-Faria, Jaworska, 1968; Wintersberger, 2000).

Интеркалярным гетерохроматином называют множество неактивных доменов, разбросанных вдоль эухроматиновых плеч хромосом. Эти участки, также как и прицентромерный гетерохроматин, характеризуются транскрипционной неактивностью и поздней репликацией. Однако, в отличие от прицентромерного гетерохроматина, к интеркалярному относятся в основном районы с уникальными тканеспецифичными генами (Zhimulev, Belyaeva, 2003).

На молекулярном уровне неактивный хроматин характеризуется определенными наборами хроматиновых белков и модификаций гистонов. У дрозофилы выделяют два основных механизма инактивации хроматина, один из которых больше свойственен прицентромерному гетерохроматину, а другой - интеркалярному.

1.2.1.1 Рс-опосредованная инактивация

Репрессия, осуществляемая белками группы Polycomb (Рс) является одним из наиболее изученных механизмов инактивации хроматина у дрозофилы и свойственна многим участкам интеркалярного гетерохроматина. Белки этой группы необходимы для поддержания в неактивном состоянии генов-регуляторов развития организма, таких как гомеозисные гены (Simon, 1995).

Сам белок Polycomb действует в составе сложного комплекса PRC1 (Fritsch et al., 1999; Shao et al., 1999), который, наряду с двумя другими комплексами - PRC2 и PhoRC (Ng et al., 2000), относят к PcG (Polycomb group) белкам. Белки PRC1 комплекса связываются с участками ДНК, называемыми PRE (Polycomb response elements), после чего комплекс PRC2 получает возможность распространять свое репрессирующее влияние (триметилирование гистона НЗ по 27-му лизину, НЗК27теЗ) на близлежащий хроматин (рис. 2, А) (Сао et al., 2002; Czermin et al., 2002; Muller et al., 2002; Golbabapour et al., 2013). При этом, модификация

H3K27me3 может распространяться на значительные расстояния, то есть инактивации обычно подвергаются не отдельные гены, а целые группы (Schwartz et al, 2006).

1.2.1.2 НР1-опосредованная инактивация

Помимо Рс-опосредованной инактивации хроматина, у дрозофилы выделяют второй репрессирующий механизм - НР1 -зависимый. Этот механизм используется в основном для инактивации генов прицентромерного гетерохроматина, а так же отдельных участков интеркалярного гетерохроматина (James et al., 1989; Schotta et al., 2002; Greil et al., 2003).

Считается, что главными участниками этого механизма являются белки НР1 (Heterochromatin Protein 1) и SU(VAR)3-9 (Suppressor of variegation 3-9). Известно, что эти. белки взаимодействуют непосредственно друг с другом (Schotta et al., 2002). Белок НР1 узнает ди- и триметилированный по 9-му лизину гистон НЗ (H3K9me2/3) - маркер неактивного хроматина (Jacobs, Khorasanizadeh, 2002), после чего привлекает гистонметилтрансферазу SU(VAR)3-9, которая производит аналогичное _ метилирование близлежащих нуклеосом (рис. 2, Б) (Rea et al., 2000)., _

1.2.2 Типы хроматина у D.melanogaster

Недавние успехи в картировании сайтов связывания белков, взаимодействующих с ДНК, позволили описать принципиальные типы хроматина у дрозофилы, арабидопсиса и человека (Ernst, Kellis, 2010; Filion et al., 2010; Kharchenko et al., 2011; Ram et al., 2011; Roudier et al., 2011). Каждый тип хроматина выделяют как характерный набор белков, связанных с определенными участками генома. Для дрозофилы были разработаны две независимые модели, описывающие такие состояния хроматина.

Л PRC1

«о

транскрипция

ДНК:

PRE

PRC2

PRC1

H3K27me3

\

транскрипция

дик

H3K9me2/3

I

SU(VAR)3-9

SU(VAR)3-9

HP! HPT

транскрипция

Рис. 2. Механизмы организации неактивного состояния хроматина у D. melanogaster. А - Схема действия Рс-зависимого механизма инактивации. На первом этапе происходит привлечение PRC1 комплекса на PRE элементы генома. После этого привлекается комплекс PRC2, распространяющий репрессирующую модификацию НЗК27шеЗ, которая препятствует транскрипции генов. В процессах привлечения комплексов PRC1 и PRC2 активно участвуют длинные некодирующие РНК (нкРНК) (Kanhere et al., 2010; Guil et al., 2012). Б - Схематическое изображение действия НР1-опосредованного механизма инактивации генов. Белок НР1 опознает и связывается с маркером неактивного хроматина - H3K9me2/3. Это взаимодействие привлекает метилтрансферазу SU(VAR)3-9, которая метилирует НЗК9 в близлежащих нуклеосомах, что ведет к инактивации генов (Rea et al., 2000; Jacobs, Khorasanizadeh, 2002).

Первая модель была создана на основе профилей связывания 53 негистоновых хроматиновых белков в клеточной линии Кс (РШоп а1, 2010). Оказалось, что при таком разнообразии исследованных белков, профили связывания с хромосомами для многих из них поразительно схожи. Интересно, что помимо хорошо предсказываемых групп совместно действующих белков, таких как белки комплексов РсО или НР1, обнаружилось много других одинаково локализующихся белков. На основании данных о распределении этих 53 белков было выделено пять хроматиновых типов. Каждый из них состоит из многочисленных районов, длина которых варьирует от 1 до более, чем 52 т.п.н. Для удобства восприятия они были названы разными цветами - «красный», «желтый», «зеленый», «черный» и «синий».

«Красный» и «желтый» типы составляют транскрипционно активные домены, обогащенные модификациями гистона НЗ, характерными для активных генов (НЗК4ше2, НЗК79теЗ) и обедненные его репрессирующими модификациями (НЗК9те2, НЗК27теЗ). Оба этих типа рано реплицируются в 8-фазе клеточного цикла и имеют ряд общих белков. Однако существует набор белков, специфичный для каждого из них, к примеру, модификация НЗКЗбшеЗ практически отсутствует в «красном» типе, но ею обогащен «желтый» хроматин (РШоп et а1, 2010). Отличаются и гены, находящиеся в этих типах хроматина: в «желтом» чаще встречаются повсеместно активные «гены домашнего хозяйства», в то время как «красный» тип обогащен тканеспецифичными генами, активными в исследованных клетках.

Три других типа хроматина - «синий», «зеленый» и «черный» -транскрипционно неактивны, причем механизмы инактивации двух из них хорошо изучены. «Синий» хроматин содержит в основном белки РсО комплексов и обогащен маркером неактивного хроматина НЗК27шеЗ. «Зеленый» хроматин соответствует классическому НР1-зависимому гетерохроматину, расположен в основном в прицентромерных участках

хромосом, а так же повсеместно в четвертой хромосоме. Этот тип обогащен модификацией H3K9me2 (Filion et al., 2010).

Наибольший интерес представляет «черный» хроматин, который занимает почти половину генома клеток Кс. Размеры отдельных участков ДНК, занимаемых «черным» хроматином, значительно превышают таковые для остальных типов хроматина - многие из этих участков превышают 100 т.п.н в длину. Несмотря на это, «черный» хроматин очень беден генами, и медианное значение составляет 1 ген на 1 район. Интересен и тот факт, что из 53 исследованных белков, в «черном» хроматине обычно встречается всего 7 белков. В тоже время для «красного» типа характерно присутствие 38 белков. Обычно в «черном» хроматине можно встретить следующие белки: HI, отвечающий за компактизацию хроматина, IAL, ответственный за конденсацию митотических хромосом (Giet, Glover, 2001), белок LAM (белок ядерной оболочки), SUUR и D1.

Рассмотренная модель пяти хроматиновых типов получила интересное подтверждение в другой работе того же коллектива авторов. Используя ряд критериев, они отобрали 112 белков, которые ранее не были описаны как хроматиновые, однако содержащие ДНК- или РНК-связующие домены, либо взаимодействующие с другими хроматиновыми белками. При помощи метода DamID было установлено, что 42 белка из этого списка действительно связываются с хроматином в культуре клеток Кс. При разделении участков генома на отдельные типы с использованием этого нового списка белков, хроматин Кс клеток вновь разделился на те же ранее описанные пять типов. Таким образом, набор белков, образующих каждый тип хроматина, был обновлен и дополнен. При помощи метода байесовской сети для некоторых белков были установлены ранее неизвестные взаимодействия, часть из которых была подтверждена в дрожжевой двугибридной системе (van Bemmel et al., 2013).

Альтернативная модель разделения хроматина дрозофилы на отдельные типы основана на распределении 18 модификаций гистонов в геномах клеточных линий Б 2 и ВвЗ, имеющих самцовое происхождение. Согласно этой модели хроматин разделяется на девять основных типов (КЬагсЬепко еГ а1., 2011). К первому из них относятся промоторы активных генов, ко второму - экзоны активных генов, к третьему и четвертому -интроны таких же генов. Участки дозовой компенсации на Х-хромосоме образуют пятый тип хроматина. К шестому относятся в основном участки РсО-репрессированного хроматина, к седьмому типу - НР1-зависимые участки. Восьмой и девятый типы хроматина также являются неактивными и не имеют характерного белкового состава среди проанализированных 18 гистоновых модификаций.

Несмотря на то, что исходные данные, использованные при составлении этих двух моделей, имели разную природу, модели оказались очень похожими, что позволяет проводить между ними параллели. В обоих случаях выделяются активные и неактивные типы хроматина. Даже, несмотря на то, что для создания этих моделей использовались разные клеточные культуры, полученные из насекомых разных полов, отдельные типы хроматина со схожими свойствами хорошо перекрываются: активный «желтый» хроматин из модели БШоп а1. (2010) в основном пересекается с активными первым и вторым типами, выделенными КЬагсЬепко е/ а1. (2011). «Красный» хроматин часто перекрывается с третьим типом, в то время как «синий» хроматин обычно соответствует четвертому, шестому и девятому типам. «Зеленый» хроматин в основном представлен седьмым типом, а «черный» - преимущественно девятым типом (КЬагсЬепко а1, 2011). Несоответствие пятого типа хроматина ни одному из хроматинов модели созданной на основе БатГО в клетках Кс объясняется тем, что эти клетки имеют женское происхождение. В них неактивен комплекс дозовой

Заключение диссертации по теме «Молекулярная генетика», Максимов, Даниил Александрович

ВЫВОДЫ

1. Районы хромосом слюнных желез, в которых под действием белка 8ииЯ происходит недорепликация ДНК, характеризуются низкой плотностью генов, длинными межгенными интервалами и обогащены семенник-специфичными генами.

2. С помощью метода ЭашШ построены полногеномные профили связывания белка 81ЛЖ в слюнных железах и мозговых ганглиях личинок, а также в целых эмбрионах дрозофилы. Установлено, что существуют различия в связывании белка 8ШЖ в разных типах клеток.-Выявлены дифференциально связанные гены.

3. Показано, что относительное снижение связывания белка 81ЛЛ1 с хромосомами коррелирует с активацией части генов, связанных с физиологическими функциями исследованных клеточных типов.

4. Установлено, что разные типы хроматина, согласно классификации БШоп ег а1. (2010), демонстрируют различную степень варьирования связывания 81ЛЖ в разных клеточных типах. «Черный» и «желтый» хроматиновые типы наименее динамичны, а «синий» и, в особенности, «красный» демонстрируют более сильное варьирование связывания 81ЛЖ в разных клеточных типах.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Максимов, Даниил Александрович, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Жимулев И.Ф., Беляева Е.С., Андреенкова Н.Г., Андреева Е.Н., Белякин С.Н., Болдырева JI.B., Брусенцова И.В., Волкова Е.И., Демаков С.А., О.В. Демакова, Заруцкая Е.А., Зыков И.А., Кокоза Е.Б., Колесникова Т.Д., Комор У.А., Коряков Д.Е., Макунин И.В., Пиндюрин А.В., Похолкова Г.В., Семешин В.Ф., Шлома В.В., Юрлова

A.А. Ген SuUR - уникальный инструмент для изучения структуры и организации хромосом и генома дрозофилы // Вестник ВОГиС. 2008. Т. 12. С. 127-148.

2. Ahmad К., Henikoff S. Histone НЗ variants specify modes of chromatin assembly // Proc Natl Acad Sci USA. 2002. T. 99 Suppl 4. C. 1647716484.

3. Aladjem M.I., Groudine M., Brody L.L., Dieken E.S., Fournier R.E., Wahl G.M., Epner E.M. Participation of the human beta-globin locus control region in initiation of DNA replication // Science. 1995. T. 270. C. 815819.

4. Arbeitman M.N., Furlong E.E., Imam F., Johnson E., Null B.H., Baker

B.S., Krasnow M.A., Scott M.P., Davis R.W., White K.P. Gene expression during the life cycle of Drosophila melanogaster II Science. 2002. T. 297.

C. 2270-2275.

5. Arias E.E., Walter J.C. Strength in numbers: preventing rereplication via multiple mechanisms in eukaryotic cells // Genes Dev. 2007. T. 21. C. 497-518.

6. Becker P.B., Horz W. ATP-dependent nucleosome remodeling // Annual review of biochemistry. 2002. T. 71. C. 247-273.

Bell O., Schwaiger M., Oakeley EJ., Lienert F., Beisel C., Stadler M.B., Schubeier D. Accessibility of the Drosophila genome discriminates PcG repression, H4K16 acetylation and replication timing // Nature structural & molecular biology. 2010. T. 17. C. 894-900.

Bell O., Wirbelauer C., Hild M., Scharf A.N., Schwaiger M., MacAlpine D.M., Zilbermann F., van Leeuwen F., Bell S.P., Imhof A., Garza D., Peters A.H., Schubeier D. Localized H3K36 methylation states define histone H4K16 acetylation during transcriptional elongation in Drosophila II Embo J. 2007. T. 26. C. 4974-4984.

Bell S.P., Dutta A. DNA replication in eukaryotic cells // Annual review of biochemistry. 2002. T. 71. C. 333-374.

Belyaeva E.S., Boldyreva L.V., Volkova E.I., Nanayev R.A., Alekseyenko A.A., Zhimulev I.F. Effect of the Suppressor of Underreplication (SuUR) gene on position-effect variegation silencing in Drosophila melanogaster II Genetics. 2003. T. 165. C. 1209-1220.

Belyaeva E.S., Demakov S.A., Pokholkova G.V., Alekseyenko A.A., Kolesnikova T.D., Zhimulev I.F. DNA underreplication in intercalary heterochromatin regions in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster correlates with the formation of partial chromosomal aberrations and ectopic pairing // Chromosoma. 2006. T. 115. C. 355-366.

Belyaeva E.S., Zhimulev I.F., Volkova E.I., Alekseyenko A.A., Moshkin Y.M., Koryakov D.E. Su(UR)ES: a gene suppressing DNA underreplication in intercalary and pericentric heterochromatin of Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1998. T. 95. C. 7532-7537.

13. Belyakin S.N., Babenko V.N., Maksimov D.A., Shloma V.V., Kvon E.Z., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Gene density profile reveals the marking of late replicated domains in the Drosophila melanogaster genome // Chromosoma. 2010. T. 119. C. 589-600.

14. Belyakin S.N., Christophides G.K., Alekseyenko A.A., Kriventseva E.V., Belyaeva E.S., Nanayev R.A., Makunin I.V., Kafatos F.C., Zhimulev I.F. Genomic analysis of Drosophila chromosome underreplication reveals a link between replication control and transcriptional territories // Proc Natl Acad Sci USA. 2005. T. 102. C. 8269-8274.

15. Birchler J.A., Bhadra M.P., Bhadra U. Making noise about silence: repression of repeated genes in animals // Curr Opin Genet Dev. 2000. T. 10. C. 211-216.

16. Bischof J., Maeda R.K., Hediger M., Karch F., Basler K. An optimized transgenesis system for Drosophila using germ-line-specific phiC31 integrases // Proc Natl Acad Sci USA. 2007. T. 104. C. 3312-3317.

17. Blow J.J., Hodgson B. Replication licensing—defining the proliferative state? // Trends in cell biology. 2002. T. 12. C. 72-78.

18. Boeger H., Griesenbeck J., Kornberg R.D. Nucleosome retention and the stochastic nature of promoter chromatin remodeling for transcription // Cell. 2008. T. 133. C. 716-726.

19. Bolstad B.M., Irizarry R.A., Astrand M., Speed T.P. A comparison of normalization methods for high density oligonucleotide array data based on variance and bias // Bioinformatics. 2003. T. 19. C. 185-193.

20. Bonnefoy E., Bandu M.T., Doly J. Specific binding of high-mobility-group I (HMGI) protein and histone HI to the upstream AT-rich region of the murine beta interferon promoter: HMGI protein acts as a potential antirepressor of the promoter // Mol Cell Biol. 1999. T. 19. C. 2803-2816.

21. Bourouis M., Jarry B. Vectors containing a prokaryotic dihydrofolate reductase gene transform Drosophila cells to methotrexate-resistance // EmboJ. 1983. T. 2. C. 1099-1104.

22. Boyer L.A., Mathur D., Jaenisch R. Molecular control of pluripotency // Current opinion in genetics & development. 2006. T. 16. C. 455-462.

23. Brand A.H., Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes // Development. 1993. T. 118. C. 401-415.

24. Brown E.H., Iqbal M.A., Stuart S., Hatton K.S., Valinsky J., Schildkraut C.L. Rate of replication of the murine immunoglobulin heavy-chain locus: evidence that the region is part of a single replicon // Mol Cell Biol. 1987. T. 7. C. 450-457.

25. Brown J.B., Boley N., Eisman R., May G.E., Stoiber M.H., Duff M.O., Booth B.W., Wen J., Park S., Suzuki A.M., Wan K.H., Yu C., Zhang D., Carlson J.W., Cherbas L., Eads B.D., Miller D., Mockaitis K., Roberts J., Davis C.A., Frise E., Hammonds A.S., Olson S., Shenker S., Sturgill D., Samsonova A.A., Weiszmann R., Robinson G., Hernandez J., Andrews J., Bickel P.J., Carninci P., Cherbas P., Gingeras T.R., Hoskins R.A., Kaufman T.C., Lai E.C., Oliver B., Perrimon N., Graveley B.R., Celniker

5.E. Diversity and dynamics of the Drosophila transcriptome // Nature. 2014. T. C.

26. Budhavarapu V.N., Chavez M., Tyler J.K. How is epigenetic information maintained through DNA replication? // Epigenetics & chromatin. 2013. T.

6. C. 32.

27. Calvi B.R., Spradling A.C. Chorion gene amplification in Drosophila: A model for metazoan origins of DNA replication and S-phase control // Methods. 1999. T. 18. C. 407-417.

28. Cao R., Wang L., Wang H., Xia L., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Jones R.S., Zhang Y. Role of histone H3 lysine 27 methylation in Polycomb-group silencing // Science. 2002. T. 298. C. 1039-1043.

29. Castillo-Davis C.I., Mekhedov S.L., Hartl D.L., Koonin E.V., Kondrashov F.A. Selection for short introns in highly expressed genes // Nat Genet. 2002. T. 31. C. 415-418.

30. Chang C.W., Cheng W.C., Chen C.R., Shu W.Y, Tsai M.L, Huang C.L., Hsu I.C. Identification of human housekeeping genes and tissue-selective genes by microarray meta-analysis // PloS one. 2011. T. 6. C. e22859.

31. Chintapalli V.R., Wang J., Dow J. A. Using Fly Atlas to identify better Drosophila melanogaster models of human disease // Nat Genet. 2007. T. 39. C. 715-720.

32. Cimbora D.M., Schubeler D., Reik A., Hamilton J., Francastel C., Epner E.M., Groudine M. Long-distance control of origin choice and replication timing in the human beta-globin locus are independent of the locus control region // Mol Cell Biol. 2000. T. 20. C. 5581-5591.

33. Czermin B., Melfi R., McCabe D., Seitz V., Imhof A., Pirrotta V. Drosophila enhancer of Zeste/ESC complexes have a histone H3 methyltransferase activity that marks chromosomal Polycomb sites // Cell. 2002. T. 111. C. 185-196.

34. De Ferrari L., Aitken S. Mining housekeeping genes with a Naive Bayes classifier // BMC genomics. 2006. T. 7. C. 277.

35. de Wit E., Greil F., van Steensel B. Genome-wide HP1 binding in Drosophila: developmental plasticity and genomic targeting signals // Genome research. 2005. T. 15. C. 1265-1273.

36. Dej K.J., Spradling A.C. The endocycle controls nurse cell polytene chromosome structure during Drosophila oogenesis // Development. 1999. T. 126. C. 293-303.

37. Dimitrova D.S., Gilbert D.M. The spatial position and replication timing of chromosomal domains are both established in early Gl phase // Mol Cell. 1999. T. 4. C. 983-993.

38. Djebali S., Davis C.A., Merkel A., Dobin A., Lassmann T., Mortazavi A., Tanzer A., Lagarde J., Lin W., Schlesinger F., Xue C./Marinov G.K., Khatun J., Williams B.A., Zaleski C., Rozowsky J., Roder M., Kokocinski F., Abdelhamid R.F., Alioto T., Antoshechkin I., Baer M.T., Bar N.S., Batut P., Bell K., Bell I., Chakrabortty S., Chen X., Chrast J., Curado J., Derrien T., Drenkow J., Dumais E., Dumais J., Duttagupta R., Falconnet E., Fastuca M., Fejes-Toth K., Ferreira P., Foissac S., Fullwood M.J., Gao H., Gonzalez D., Gordon A., Gunawardena H., Howald C., Jha S., Johnson R., Kapranov P., King B., Kingswood C., Luo O.J., Park E., Persaud K., Preall J.B., Ribeca P., Risk B., Robyr D., Sammeth M., Schaffer L., See L.H., Shahab A., Skancke J., Suzuki A.M., Takahashi H., Tilgner H., Trout D., Walters N., Wang H., Wrobel J., Yu Y., Ruan X., Hayashizaki Y., Harrow J., Gerstein M., Hubbard T., Reymond A., Antonarakis S.E., Hannon G., Giddings M.C., Ruan Y., Wold B., Carninci P., Guigo R., Gingeras T.R. Landscape of transcription in human cells // Nature. 2012. T. 489. C. 101-108.

39. Edgar B.A., Orr-Weaver T.L. Endoreplication cell cycles: more for less // Cell. 2001. T. 105. C. 297-306.

40. Epner E., Rifkind R.A., Marks P.A. Replication of alpha and beta globin DNA sequences occurs during early S phase in murine erythroleukemia cells //Proc Natl Acad Sei USA. 1981. T. 78. C. 3058-3062.

41. Ernst J., Kellis M. Discovery and characterization of chromatin states for systematic annotation of the human genome // Nat Biotechnol. 2010. T. 28. C. 817-825.

42. Fanti L., Berloco M., Piacentini L., Pimpinelli S. Chromosomal distribution of heterochromatin protein 1 (HP1) in Drosophila: a cytological map of euchromatic HP1 binding sites // Genetica. 2003. T. 117. C. 135-147.

43. Felsenfeld G., Groudine M. Controlling the double helix // Nature. 2003. T. 421. C. 448-453.

44. Filion G.J., van Bemmel J.G., Braunschweig U., Talhout W., Kind J., Ward L.D., Brugman W., de Castro I.J., Kerkhoven R.M., Bussemaker H.J., van Steensel B. Systematic protein location mapping reveals five principal chromatin types in Drosophila cells // Cell. 2010. T. 143. C. 212-224.

45. Flickinger R. Replication timing and cell differentiation // Differentiation. 2001. T. 69. C. 18-26.

46. Follette P.J., Duronio R.J., O'Farrell P.H. Fluctuations in cyclin E levels are required for multiple rounds of endocycle S phase in Drosophila II Current biology : CB. 1998. T. 8. C. 235-238.

47. Friedman K.L., Diller J.D., Ferguson B.M., Nyland S.V., Brewer B.J., Fangman W.L. Multiple determinants controlling activation of yeast replication origins late in S phase // Genes Dev. 1996. T. 10. C. 15951607.

48. Fritsch C., Brown J.L., Kassis J.A., Muller J. The DNA-binding polycomb group protein pleiohomeotic mediates silencing of a Drosophila homeotic gene//Development. 1999. T. 126. C. 3905-3913.

49. Garrard W.T. Histone HI and the conformation of transcriptionally active chromatin // Bioessays. 1991. T. 13. C. 87-88.

50. Gaunt S.J., Drage D., Cockley A. Vertebrate caudal gene expression gradients investigated by use of chick cdx-A/lacZ and mouse cdx-l/lacZ reporters in transgenic mouse embryos: evidence for an intron enhancer // Mech Dev. 2003. T. 120. C. 573-586.

51. Giet R., Glover D.M. Drosophila aurora B kinase is required for histone H3 phosphorylation and condensin recruitment during chromosome condensation and to organize the central spindle during cytokinesis // J Cell Biol. 2001. T. 152. C. 669-682.

52. Gilbert D.M. Nuclear position leaves its mark on replication timing // J Cell Biol. 2001. T. 152. C.F11-15.

53. Gilbert D.M. Replication timing and transcriptional control: beyond cause and effect // Curr Opin Cell Biol. 2002. T. 14. C. 377-383.

54. Gilbert D.M. Temporal order of replication of Xenopus laevis 5S ribosomal RNA genes in somatic cells // Proc Natl Acad Sci USA. 1986. T. 83. C. 2924-2928.

55. Gilbert N., Boyle S., Fiegler H., Woodfine K., Carter N.P., Bickmore W.A. Chromatin architecture of the human genome: gene-rich domains are enriched in open chromatin fibers // Cell. 2004. T. 118. C. 555-566.

56. Golbabapour S., Majid N.A., Hassandarvish P., Hajrezaie M., Abdulla M.A., Hadi A.H. Gene silencing and Polycomb group proteins: an overview of their structure, mechanisms and phylogenetics // Omics : a journal of integrative biology. 2013. T. 17. C. 283-296.

57. Goll M.G., Bestor T.H. Histone modification and replacement in chromatin activation // Genes Dev. 2002. T. 16. C. 1739-1742.

58. Greil F., Moorman C., van Steensel B. DamID: mapping of in vivo proteingenome interactions using tethered DNA adenine methyltransferase // Methods Enzymol. 2006. T. 410. C. 342-359.

59. Greil F., van der Kraan I., Delrow J., Smothers J.F., de Wit E., Bussemaker H.J., van Driel R., Henikoff S., van Steensel B. Distinct HP1 and Su(var)3-9 complexes bind to sets of developmentally coexpressed genes depending on chromosomal location // Genes Dev. 2003. T. 17. C. 2825-2838.

60. Guil S., Soler M., Portela A., Carrere J., Fonalleras E., Gomez A., Villanueva A., Esteller M. Intronic RNAs mediate EZH2 regulation of epigenetic targets // Nature structural & molecular biology. 2012. T. 19. C. 664-670.

61. Hallacli E., Akhtar A. X chromosomal regulation in flies: when less is more // Chromosome Res. 2009. T. 17. C. 603-619.

62. Hammond M.P., Laird C.D. Chromosome structure and DNA replication in nurse and follicle cells of Drosophila melanogaster II Chromosoma. 1985. T. 91. C. 267-278.

63. Hangauer M.J., Vaughn I.W., McManus M.T. Pervasive transcription of the human genome produces thousands of previously unidentified long intergenic noncoding RNAs // PLoS genetics. 2013. T. 9. C. el003569.

64. Hatton K.S., Dhar V., Brown E.H., Iqbal M.A., Stuart S., Didamo V.T., Schildkraut C.L. Replication program of active and inactive multigene families in mammalian cells // Mol Cell Biol. 1988. T. 8. C. 2149-2158.

65. Heitz E. Das Heterochromatin der Moose // Planta. 1928. T. 69. C. 728818.

66. Hendren J.D., Shah A.P., Arguelles A.M., Cripps R.M. Cardiac expression of the Drosophila Sulphonylurea receptor gene is regulated by an intron

enhancer dependent upon the NK homeodomain factor Tinman // Mech Dev. 2007. T. 124. C. 416-426.

67. Heun P., Laroche T., Raghuraman M.K., Gasser S.M. The positioning and dynamics of origins of replication in the budding yeast nucleus // J Cell Biol. 2001. T. 152. C. 385-400.

68. Hiratani I., Ryba T., Itoh M., Yokochi T., Schwaiger M., Chang C.W., Lyou Y., Townes T.M., Schubeler D., Gilbert D.M. Global reorganization of replication domains during embryonic stem cell differentiation // PLoS Biol. 2008. T. 6. C. e245.

69. Hochstrasser ML, Mathog D., Gruenbaum Y., Saumweber H., Sedat J.W. Spatial organization of chromosomes in the salivary gland nuclei of Drosophila melanogaster IIJ Cell Biol. 1986. T. 102. C. 112-123.

70. Hochstrasser M., Sedat J.W. Three-dimensional organization of Drosophila melanogaster interphase nuclei. II. Chromosome spatial organization and gene regulation // J Cell Biol. 1987. T. 104. C. 1471-1483.

71. Hou C., Li L., Qin Z.S., Corces V.G. Gene density, transcription, and insulators contribute to the partition of the Drosophila genome into physical domains // Mol Cell. 2012. T. 48. C. 471-484.

72. Huang da W., Sherman B.T., Lempicki R.A. Systematic and integrative analysis of large gene lists using DAVID bioinformatics resources // Nat Protoc. 2009. T. 4. C. 44-57.

73. Huvet M., Nicolay S., Touchon M., Audit B., d'Aubenton-Carafa Y., Arneodo A., Thermes C. Human gene organization driven by the coordination of replication and transcription // Genome research. 2007. T. 17. C. 1278-1285.

74. Jacobs S.A., Khorasanizadeh S. Structure of HP1 chromodomain bound to a lysine 9-methylated histone H3 tail // Science. 2002. T. 295. C. 20802083.

75. Jakoby M., Schnittger A. Cell cycle and differentiation // Current opinion in plant biology. 2004. T. 7. C. 661-669.

76. James T.C., Eissenberg J.C., Craig C., Dietrich V., Hobson A., Elgin S.C. Distribution patterns of HP1, a heterochromatin-associated nonhistone chromosomal protein of Drosophila II European journal of cell biology. 1989. T. 50. C. 170-180.

77. Kal A.J., Mahmoudi T., Zak N.B., Verrijzer C.P. The Drosophila brahma complex is an essential coactivator for the trithorax group protein zeste // Genes Dev. 2000. T. 14. C. 1058-1071.

78. Kanhere A., Viiri K., Araujo C.C., Rasaiyaah J., Bouwman R.D., Whyte W.A., Pereira C.F., Brookes E., Walker K., Bell G.W., Pombo A., Fisher A.G., Young R.A., Jenner R.G. Short RNAs are transcribed from repressed polycomb target genes and interact with polycomb repressive complex-2 // Molecular cell. 2010. T. 38. C. 675-688.

79. Keller C., Ladenburger E.M., Kremer M., Knippers R. The origin recognition complex marks a replication origin in the human TOPI gene promoter//J Biol Chem. 2002. T. 277. C. 31430-31440.

80. Kharchenko P.V., Alekseyenko A.A., Schwartz Y.B., Minoda A., Riddle N.C., Ernst J., Sabo P.J., Larschan E., Gorchakov A.A., Gu T., Linder-Basso D., Plachetka A., Shanower G., Tolstorukov M.Y., Luquette L.J., Xi R., Jung Y.L., Park R.W., Bishop E.P., Canfield T.K., Sandstrom R., Thurman R.E., MacAlpine D.M., Stamatoyannopoulos J.A., Kellis M., Elgin S.C., Kuroda M.I., Pirrotta V., Karpen G.H., Park P.J.

Comprehensive analysis of the chromatin landscape in Drosophila melanogaster II Nature. 2011. T. 471. C. 480-485.

81. Kind J., Vaquerizas J.M., Gebhardt P., Gentzel M., Luscombe N.M., Bertone P., Akhtar A. Genome-wide analysis reveals MOF as a key regulator of dosage compensation and gene expression in Drosophila II Cell. 2008. T. 133. C. 813-828.

82. Kitsberg D., Selig S., Keshet I., Cedar H. Replication structure of the human beta-globin gene domain // Nature. 1993. T. 366. C. 588-590.

83. Knoblich J.A., Sáuer K., Jones L.,--Richardson H., Saint R., Lehner C.F. Cyclin E controls S phase progression and its down-regulation during Drosophila embryogenesis is required for the arrest of cell proliferation // Cell. 1994. T. 77. C. 107-120.

84. Kolesnikova T.D., Andreeva E.N., Pindiurin A.V., Anan'ko N.G., Beliakin S.N., Shloma V.V., Iurlova A.A., Makunin I.V., Pokholkova G.V., Volkova E.I., Zarutskaia E.A., Kokoza E.B-, Seneshin V.F., Beliaeva E.S., Zhimulev I.F. [Contribution of the SuUR gene to the organization of epigenetically repressed regions of Drosophila melanogaster chromosomes] // Genetika. 2006. T. 42. C. 1013-1028.

85. Kolesnikova T.D., Posukh O.V., Andreyeva E.N., Bebyakina D.S., Ivankin A.V., Zhimulev I.F. Drosophila SUUR protein associates with PCNA and binds chromatin in a cell cycle-dependent manner // Chromosoma. 2013. T. 122. C. 55-66.

86. Kondorosi E., Roudier F., Gendreau E. Plant cell-size control: growing by ploidy? // Current opinion in plant biology. 2000. T. 3. C. 488-492.

87. Koryakov D.E., Mal'ceva N.I., King R.C., Zhimulev I.F. Polytene chromosomes from ovarian nurse cells of Drosophila melanogaster otu mutants // Methods Mol Biol. 2004. T. 247. C. 139-161.

88. Koryakov D.E., Pokholkova G.V., Maksimov D.A., Belyakin S.N., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Induced transcription results in local changes in chromatin structure, replication timing, and DNA polytenization in a site of intercalary heterochromatin// Chromosoma. 2012. T. 121. C. 573-583.

89. Koryakov D.E., Reuter G., Dimitri P., Zhimulev I.F. The SuUR gene influences the distribution of heterochromatic proteins HP1 and SU(VAR)3-9 on nurse cell polytene chromosomes of Drosophila melanogaster II Chromosoma. 2006. T. 115. C. 296-310.

90. Koryakov D.E., Walther-M., Ebert A., Lein S5., Zhimulev I.F., Reuter G. The SUUR protein is involved in binding of SU(VAR)3-9 and methylation of H3K9 and H3K27 in chromosomes of Drosophila melanogaster II Chromosome Res. 2011. T. 19. C. 235-249.

91. Kwong C., Adryan B., Bell I., Meadows L., Russell S., Manak J.R., White R. Stability and dynamics of polycomb target sites in Drosophila development // PLoS Genet. 2008. T. 4. C. el000178.

92. Labib K., Gambus A. A key role for the GINS complex at DNA replication forks // Trends in cell biology. 2007. T. 17. C. 271-278.

93. Ladenburger E.M., Keller C., Knippers R. Identification of a binding region for human origin recognition complex proteins 1 and 2 that coincides with an origin of DNA replication // Mol Cell Biol. 2002. T. 22. C. 1036-1048.

94. Lam F.H., Steger D.J., O'Shea E.K. Chromatin decouples promoter threshold from dynamic range // Nature. 2008. T. 453. C. 246-250.

95. Lane M.E., Elend M., Heidmann D., Herr A., Marzodko S., Herzig A., Lehner C.F. A screen for modifiers of cyclin E function in Drosophila melanogaster identifies Cdk2 mutations, revealing the insignificance of

putative phosphorylation sites in Cdk2 // Genetics. 2000. T. 155. C. 233244.

96. Leach T.J., Chotkowski H.L., Wotring M.G., Dilwith R.L., Glaser R.L. Replication of heterochromatin and structure of polytene chromosomes // Mol Cell Biol. 2000. T. 20. C. 6308-6316.

97. Lee H.O., Davidson J.M., Duronio R.J. Endoreplication: polyploidy with purpose//Genes Dev. 2009. T. 23. C. 2461-2477.

98. Lee J.S., Shilatifard A. A site to remember: H3K36 methylation a mark for histone deacetylati'on // Mutation research. 2007. T. 618. C. 130-134.

99. Lilly M.A., Duronio R.J. New insights into cell cycle control from the Drosophila endocycle // Oncogene. 2005. T. 24. C. 2765-2775.

100. Lilly M.A., Spradling A.C. The Drosophila endocycle is controlled by Cyclin E and lacks a checkpoint ensuring S-phase completion // Genes Dev. 1996. T. 10. C. 2514-2526.

101. Lima-de-Faria A., Jaworska H. Late DNA synthesis in heterochromatin // Nature. 1968. T. 217. C. 138-142.

102. Liu H., Zheng H., Duan Z., Hu D., Li M., Liu S., Li Z., Deng X., Wang Z., Tang M., Shi Y., Yi W., Cao Y. LMP1-augmented kappa intron enhancer activity contributes to upregulation expression of Ig kappa light chain via NF-kappaB and AP-1 pathways in nasopharyngeal carcinoma cells // Mol Cancer. 2009. T. 8. C. 92.

103. Lozano E., Saez A.G., Flemming A.J., Cunha A., Leroi A.M. Regulation of growth by ploidy in Caenorhabditis elegans II Current biology : CB. 2006. T. 16. C. 493-498.

104. Lu Z.H., Sittman D.B., Romanowski P., Leno G.H. Histone HI reduces the frequency of initiation in Xenopus egg extract by limiting the assembly of

prereplication complexes on sperm chromatin // Mol Biol Cell. 1998. T. 9. C. 1163-1176.

105. Luger K., Mader A.W., Richmond R.K., Sargent D.F., Richmond T.J. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution // Nature. 1997. T. 389. C. 251-260.

106. MacAlpine D.M., Rodriguez H.K., Bell S.P. Coordination of replication and transcription along a Drosophila chromosome •// Genes Dev. 2004. T. 18. C. 3094-3105.

107. Maher J.F., Nathans D. Multivalent DNA-binding properties of the HMG-1 proteins // Proc Natl Acad Sci USA. 1996. T. 93.' C. 6716-6720.

108. Makunin I.V., Volkova E.I., Belyaeva E.S., Nabirochkina E.N., Pirrotta V., Zhimulev I.F. The Drosophila suppressor of underreplication protein binds to late-replicating regions of polytene chromosomes // Genetics. 2002. T. 160. C. 1023-1034.

109. Markstein M., Pitsouli C., Villalta C., Celniker S.E., Perrimon N. Exploiting position effects and the gypsy retrovirus insulator to engineer precisely expressed transgenes // Nature genetics. 2008. T. 40. C. 476-483.

110. Mathog D., Sedat J.W. The three-dimensional organization of polytene nuclei in male Drosophila melanogaster with compound XY or ring X chromosomes//Genetics. 1989. T. 121. C. 293-311.

111. Mehrotra S., Maqbool S.B., Kolpakas A., Murnen K., Calvi B.R. Endocycling cells do not apoptose in response to DNA rereplication genotoxic stress // Genes Dev. 2008. T. 22. C. 3158-3171.

112. Moshkin Y.M., Alekseyenko A.A., Semeshin V.F., Spierer A., Spierer P., Makarevich G.F., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. The bithorax complex of Drosophila melanogaster. Underreplication and morphology in polytene

chromosomes // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2001. T. 98. C. 570-574.

113. Muller J., Hart C.M., Francis N.J., Vargas M.L., Sengupta A., Wild B., Miller E.L., O'Connor M.B., Kingston R.E., Simon J.A. Histone methyltransferase activity of a Drosophila Polycomb group repressor complex//Cell. 2002. T. 111. C. 197-208.

114. Ng J., Hart C.M., Morgan K., Simon J.A. A}Drosophila ESC-E(Z) protein complex is distinct from other polycomb group complexes and contains covalently modified ESC // Mol Cell Biol. 2000. T. 20. C. 3069-3078.

115. Nordman J., Li S., Eng T., Macalpine Dl, Orr-Weaver T.L. Developmental control of the DNA replication and transcription programs // Genome research. 2011. T. 21. C. 175-181.

116. O'Keefe R.T., Henderson S.C., Spector D.L. Dynamic organization of DNA replication in mammalian cell nuclei: spatially and temporally defined replication of chromosome-specific alpha-satellite DNA sequences //J Cell Biol. 1992. T. 116. C. 1095-1110.

117. Pindyurin A.V., Boldyreva L.V., Shloma V.V., Kolesnikova T.D., Pokholkova G.V., Andreyeva E.N., Kozhevnikova E.N., Ivanoschuk I.G., Zarutskaya E.A., Demakov S.A., Gorchakov A.A., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Interaction between the Drosophila heterochromatin proteins SUUR and HP1 //J Cell Sci. 2008. T. 121. C. 1693-1703.

118. Pindyurin A.V., Moorman C., de Wit E., Belyakin S.N., Belyaeva E.S., Christophides G.K., Kafatos F.C., van Steensel B., Zhimulev I.F. SUUR joins separate subsets of PcG, HP1 and B-type lamin targets in Drosophila IIJ Cell Sci. 2007. T. 120. C. 2344-2351.

119. Pirrotta V. Polycombing the genome: PcG, trxG, and chromatin silencing // Cell. 1998. T. 93. C. 333-336.

120. Pollack J.R., Perou C.M., Alizadeh A.A., Eisen M.B., Pergamenschikov A., Williams C.F., Jeffrey S.S., Botstein D., Brown P.O. Genome-wide analysis of DNA copy-number changes using cDNA microarrays // Nat Genet. 1999. T. 23. C. 41-46.

121. Qu Z., Weiss J.N., MacLellan W.R. Regulation of the mammalian cell cycle: a model of the Gl-to-S transition // American journal of physiology. Cell physiology. 2003. T. 284. C. C349-364.

122. Ram O., Goren A., Amit I., Shoresh N., Yosef N., Ernst J., Kellis M., Gymrek M., Issner R., Coyne M., Durham T., Zhang X., Donaghey J., Epstein C.B., Regev A., Bernstein B.E. Combinatorial patterning of chromatin regulators uncovered by genome-wide location analysis in human cells //Cell. 201 l.T. 147. C. 1628-1639.

123. Ravid K., Lu J., Zimmet J.M., Jones M.R. Roads to polyploidy: the megakaryocyte example // Journal of cellular physiology. 2002. T. 190. C. 7-20.

124. Rea S., Eisenhaber F., O'Carroll D., Strahl B.D., Sun Z.W., Schmid M., Opravil S., Mechtler K., Ponting C.P., Allis C.D., Jenuwein T. Regulation of chromatin structure by site-specific histone H3 methyltransferases // Nature. 2000. T. 406. C. 593-599.

125. Reddi P.P., Urekar C.J., Abhyankar M.M., Ranpura S.A. Role of an insulator in testis-specific gene transcription // Ann N Y Acad Sci. 2007. T. 1120. C. 95-103.

126. Redi C.A., Garagna S., Zacharias H., Zuccotti M., Capanna E. The other chromatin // Chromosoma. 2001. T. 110. C. 136-147.

127. Reik A., Telling A., Zitnik G., Cimbora D., Epner E., Groudine M. The locus control region is necessary for gene expression in the human beta-

globin locus but not the maintenance of an open chromatin structure in erythroid cells // Mol Cell Biol. 1998. T. 18. C. 5992-6000.

128. Renz M., Day L.A. Transition from noncooperative to cooperative and selective binding of histone HI to DNA // Biochemistry. 1976. T. 15. C. 3220-3228.

129. Ringrose L., Paro R. Epigenetic regulation of cellular memory by the Polycomb and Trithorax group proteins // Annual review of genetics. 2004. T. 38. C. 413-443.

130. Roudier F., Ahmed I., Berard C., Sarazin A., Mary-Huard T., Cortijo S., Bouyer D., Caillieux E., Duvernois-Berthet E., Al-Shikhley L., Giraut L., Despres B., Drevensek S., Barneche F., Derozier S., Brunaud V., Aubourg S., Schnittger A., Bowler C., Martin-Magniette M.L., Robin S., Caboche M., Colot V. Integrative epigenomic mapping defines four main chromatin states in Arabidopsis // Embo J. 2011. T. 30. C. 1928-1938.

131. Rountree M.R., Bachman K.E., Baylin S.B. DNMT1 binds HDAC2 and a new co-repressor, DMAP1, to form a complex at replication foci // Nat Genet. 2000. T. 25. C. 269-277.

132. Sancar A., Lindsey-Boltz L.A., Unsal-Kacmaz K., Linn S. Molecular mechanisms of mammalian DNA repair and the DNA damage checkpoints // Annual review of biochemistry. 2004. T. 73. C. 39-85.

133. Schmegner C., Hameister H., Vogel W., Assum G. Isochores and replication time zones: a perfect match // Cytogenet Genome Res. 2007. T. 116. C. 167-172.

134. Schotta G., Ebert A., Krauss V., Fischer A., Hoffmann J., Rea S., Jenuwein T., Dorn R., Reuter G. Central role of Drosophila SU(VAR)3-9 in histone H3-K9 methylation and heterochromatic gene silencing // Embo J. 2002. T. 21. C. 1121-1131.

135. Schubeler D., Groudine M., Bender M.A. The murine beta-globin locus control region regulates the rate of transcription but not the hyperacetylation of histones at the active genes // Proc Natl Acad Sci U S A. 2001. T. 98. C. 11432-11437.

136. Schubeler D., Lorincz M.C., Cimbora D.M., Telling A., Feng Y.Q., Bouhassira E.E., Groudine M. Genomic targeting of methylated DNA: influence of methylation on transcription, replication, chromatin structure, and histone acetylation // Mol Cell Biol. 2000. T. 20. C. 9103-9112.

137. Schubeler D., Scalzo D., Kooperberg C., van Steensel B., Delrow J., Groudine M. Genome-wide DNA replication profile for Drosophila melanogaster. a link between transcription and replication timing // Nat Genet. 2002. T. 32. C. 438-442.

138. Schwaiger M., Stadler M.B., Bell O., Kohler H., Oakeley E.J., Schubeler D. Chromatin state marks cell-type- and gender-specific replication of the Drosophila genome // Genes & development. 2009. T. 23. C. 589-601.

139. Schwartz Y.B., Kahn T.G., Nix D.A., Li X.Y., Bourgon R., Biggin M., Pirrotta V. Genome-wide analysis of Polycomb targets in Drosophila melanogaster II Nat Genet. 2006. T. 38. C. 700-705.

140. Semeshin F., Belyaeva S., Zhimulev F. Electron microscope mapping of the pericentric and intercalary heterochromatic regions of the polytene chromosomes of the mutant Suppressor of underreplication in Drosophila melanogaster II Chromosoma. 2001. T. 110. C. 487-500.

141. Sexton T., Yaffe E., Kenigsberg E., Bantignies F., Leblanc B., Hoichman M., Parrinello H., Tanay A., Cavalli G. Three-dimensional folding and functional organization principles of the Drosophila genome // Cell. 2012. T. 148. C. 458-472.

142. Shabalina S.A., Ogurtsov A.Y., Spiridonov A.N., Novichkov P., Spiridonov N.A., Koonin E.V. Distinct patterns of expression and evolution of intronless and intron-containing mammalian genes // Mol Biol Evol. 2010. T. C.

143. Shao Z., Raible F., Mollaaghababa R., Guyon J.R., Wu C.T., Bender W., Kingston R.E. Stabilization of chromatin structure by PRC1, a Polycomb complex // Cell. 1999. T. 98. C. 37-46.

144. Sher N., Bell G.W., Li S., Nordman J., Eng T., Eaton M.L., Macalpine D.M., Orr-Weaver T.L. Developmental control of gene copy number by repression of replication initiation and fork progression // Genome research. 2012. T. 22. C. 64-75.

145. Sher N., Bell G.W., Li S., Nordman J., Eng T., Eaton M.L., Macalpine D.M., Orr-Weaver T.L. Developmental control of gene copy number by repression of replication initiation and fork progression // Genome research. 2011. T. C.

146. Shevelyov Y.Y., Lavrov S.A., Mikhaylova L.M., Nurminsky I.D., Kulathinal R.J., Egorova K.S., Rozovsky Y.M., Nurminsky D.I. The B-type lamin is required for somatic repression of testis-specific gene clusters // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2009. T. 106. C. 3282-3287.

147. Shivaswamy S., Bhinge A., Zhao Y., Jones S., Hirst M., Iyer V.R. Dynamic remodeling of individual nucleosomes across a eukaryotic genome in response to transcriptional perturbation // PLoS Biol. 2008. T. 6. C.e65.

148. Siegal M.L., Hartl D.L. Application of Cre/loxP in Drosophila. Site-specific recombination and transgene coplacement // Methods Mol Biol. 2000. T. 136. C. 487-495.

149. Simon I., Tenzen T., Mostoslavsky R., Fibach E., Lande L., Milot E., Gribnau J., Grosveld F., Fraser P., Cedar H. Developmental regulation of DNA replication timing at the human beta globin locus // Embo J. 2001. T. 20. C. 6150-6157.

150. Simon J. Locking in stable states of gene expression: transcriptional control during Drosophila development // Curr Opin Cell Biol. 1995. T. 7. C. 376385.

151. Singh N., Ebrahimi F.A., Gimelbrant A.A., Ensminger A.W., Tackett M.R., Qi P., Gribnau J., Chess A. Coordination of the random asynchronous replication of autosomal loci // Nat Genet. 2003. T. 33. C. 339-341.

152. Smith A. V., Orr-Weaver T.L. The regulation of the cell cycle during Drosophila embryogenesis: the transition to polyteny // Development. 1991. T. 112. C. 997-1008.

153. Stevenson J.B., Gottschling D.E. Telomeric chromatin modulates replication timing near chromosome ends // Genes Dev. 1999. T. 13. C. 146-151.

154. Struhl G., Basler K. Organizing activity of wingless protein in Drosophila II Cell. 1993. T. 72. C. 527-540.

155. Thomas S., Li X.Y., Sabo P.J., Sandstrom R., Thurman R.E., Canfield T.K., Giste E., Fisher W., Hammonds A., Celniker S.E., Biggin M.D., Stamatoyannopoulos J.A. Dynamic reprogramming of chromatin accessibility during Drosophila embryo development // Genome Biol. 2011. T. 12. C. R43.

156. Urata Y., Parmelee S.J., Agard D.A., Sedat J.W. A three-dimensional structural dissection of Drosophila polytene chromosomes // J Cell Biol. 1995. T. 131. C. 279-295.

157. van Bemmel J.G., Filion G.J., Rosado A., Talhout W., de Haas M., van Welsem T., van Leeuwen F., van Steensel B. A network model of the molecular organization of chromatin in Drosophila II Mol Cell. 2013. T. 49. C. 759-771.

158. van Steensel B., Henikoff S. Identification of in vivo DNA targets of chromatin proteins using tethered dam methyltransferase // Nat Biotechnol. 2000. T. 18. C. 424-428.

159. Versteeg R., van Schaik B.D., van Batenburg M.F., Roos M., Monajemi R., Caron H., Bussemaker H.J., van Kampen A.H. The human transcriptome map reveals extremes in gene density, intron length, GC content, and repeat pattern for domains of highly and weakly expressed genes // Genome research. 2003. T. 13. C. 1998-2004.

160. Weiss A., Herzig A., Jacobs H., Lehner C.F. Continuous Cyclin E expression inhibits progression through endoreduplication cycles in Drosophila II Current biology : CB. 1998. T. 8. C. 239-242.

161. White E.J., Emanuelsson O., Scalzo D., Royce T., Kosak S., Oakeley E.J., Weissman S., Gerstein M., Groudine M., Snyder M., Schubeler D. DNA replication-timing analysis of human chromosome 22 at high resolution and different developmental states // Proc Natl Acad Sci USA. 2004. T. 101. C. 17771-17776.

162. Wintersberger E. Why is there late replication? // Chromosoma. 2000. T. 109. C. 300-307.

163. Woodfine K., Fiegler H., Beare D.M., Collins J.E., McCann O.T., Young B.D., Debernardi S., Mott R., Dunham I., Carter N.P. Replication timing of the human genome // Hum Mol Genet. 2004. T. 13. C. 191-202.

164. Yang I.V., Chen E., Hasseman J.P., Liang W., Frank B.C., Wang S., Sharov V., Saeed A.I., White J., Li J., Lee N.H., Yeatman T.J.,

Quackenbush J. Within the fold: assessing differential expression measures and reproducibility in microarray assays // Genome biology. 2002. T. 3. C. research0062.

165. Zentner G.E., Henikoff S. Regulation of nucleosome dynamics by histone modifications // Nature structural & molecular biology. 2013. T. 20. C. 259-266.

166. Zhao K., Kas E., Gonzalez E., Laemmli U.K. SAR-dependent mobilization of histone HI by HMG-I/Y in vitro: HMG-I/Y is enriched in HI-depleted chromatin // Embo J. 1993. T. 12. C. 3237-3247.

167. Zhimulev I.F. Morphology and structure of polytene chromosomes // Adv Genet. 1996. T. 34. C. 1-497.

168. Zhimulev I.F. Polytene Chromosomes // ENCYCLOPEDIA OF LIFE SCIENCES. 2001.

169. Zhimulev I.F. Polytene chromosomes, heterochromatin, and position effect variegation // Adv Genet. 1998. T. 37. C. 1-566.

170. Zhimulev I.F., Belyaeva E.S. Intercalary heterochromatin and genetic silencing//Bioessays. 2003. T. 25. C. 1040-1051.

171. Zhimulev I.F., Belyaeva E.S., Makunin I.V., Pirrotta V., Volkova E.I., Alekseyenko A.A., Andreyeva E.N., Makarevich G.F., Boldyreva L.V., Nanayev R.A., Demakova O.V. Influence of the SuUR gene on intercalary heterochromatin in Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosoma. 2003a. T. 111. C. 377-398.

172. Zhimulev I.F., Belyaeva E.S., Semeshin V.F., Shloma V.V., Makunin I.V., Volkova E.I. Overexpression of the SuUR gene induces reversible modifications at pericentric, telomeric and intercalary heterochromatin of

&/)

Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Journal of cell science. 2003b. T. 116. C. 169-176.

173. Zhimulev I.F., Vlassova I.E., Belyaeva E.S. Cytogenetic analysis of the 2B3-4--2B11 region of the X chromosome of Drosophila melanogaster. III. Puffing disturbance in salivary gland chromosomes of homozygotes for mutation l(l)ppltl0 // Chromosoma. 1982. T. 85. C. 659-672.

174. Zhong W., Feng H., Santiago F.E., Kipreos E.T. CUL-4 ubiquitin ligase maintains genome stability by restraining DNA-replication licensing // Nature. 2003. T. 423. C. 885-889.

175. Zhou J., Ermakova O.V., Riblet R., Birshtein B.K., Schildkraut C.L. Replication and subnuclear location dynamics of the immunoglobulin heavy-chain locus in B-lineage cells // Mol Cell Biol. 2002. T. 22. C. 4876-4889.

176. Zink D., Amaral M.D., Englmann A., Lang S., Clarke L.A., Rudolph C., Alt F., Luther K., Braz C., Sadoni N., Rosenecker J., Schindelhauer D. Transcription-dependent spatial arrangements of CFTR and adjacent genes in human cell nuclei // J Cell Biol. 2004. T. 166. C. 815-825.