Структурные домены белка SUUR, контролирующего позднюю репликацию политенных хромосом Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.07, кандидат биологических наук Юрлова, Анна Александровна

• Юрлова, Анна Александровна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Юрлова, Анна Александровна

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Репликация.

1.1.1. Полиплоидия и политения как ее частный пример.

1.1.2. Клеточный цикл и эндоцикл: стадии и механизм регуляции.

1.1.3. Эндорепликация и амплификация хорионовых генов в фолликулярных клетках дрозофилы.

1.1.4. Поли генные хромосомы слюнных желез дрозофилы.

1.2 Хроматин.

1.2.1. Различные состояния хроматина, факторы, определяющие его свойства

1.2.2. Поведение гегерохроматина в эндоцикле.

1.2.3. Нсдорепликация ГХ районов на политенных хромосомах слюнных желез D. melanogaster.

1.3 Ген SuUR.

1.3.1 Влияние мутации SuURes на репликацию.

1.3.2 Характеристика белка SUUR.

Глава 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Линии дрозофилы и их ведение.

2.2. Список реактивов, наборов реагентов и растворов.

2.3. Выделение и анализ ДНК и РНК.

2.3.1. Выделение геномной ДНК дрозофилы.

2.3.2. Выделение ДНК из ядер фолликулярных клеток.

2.3.3. Выделение плазмидной ДНК.

2.3.4. Выделение тотальной РНК.

2.3.5. Полимеразная цепная реакция (ПЦР), обратная полимеразная реакция (ОТ-ПЦР), список олигонуклеотидов.

2.3.6. Электрофорез нуклеиновых кислот в агарозных гелях.

2.3.7. Элюция ДНК из агарозного геля.

2.3.8. Секвенирование плазмидной ДНК и PCR-фрагментов.

2.3.9. Мечение ДНК и количественная Саузерн-блот гибридизация.

2.4. Работа с бактериями и плазмидами.

2.4.1. Приготовление и трансформация химически компетентных клеток

Е. coli

2.4.2. Приготовление и электропорация «электро-компетентных» Е. coli.

2.4.3. Штаммы E. coli, основные этапы клонирования, полученные клоны ДНК, векюра.

2.5. Работа с белками.

2.5.1. Иммунизация кроликов.

2.5.2. Разделение белков в трис-глициновом SDS-полиакриламидном геле

2.5.3. Перенос белков и вестерн-блот гибридизация.

2.5.4. Иммуноокрашивание политенных хромосом.

2.5.5. Приготовление препаратов политенных хромосом для световой микроскопии.

2.6. Трансформация генома дрозофилы.

2.7. Компьютерный анализ данных.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. SuUR в эволюционном аспекте.

3.1.1. Характеристика гена SuUR и его мутации у D. melanogaster.

3.1.2. Обнаружение гена SuUR у других видов, его эволюционная характеристика.

3.1.3. Эволюционная характеристика консервативной uORF.

3.1.4. Выявление белка SUUR у других видов дрозофилы.

3.1.5. Эволюционный анализ белка SUUR у дрозофилы, скорость замен в белке

3.2. Получение мутаций в консервативных районах белка и их анализ.

3.2.1. Получение точечных мутаций.

3.2.2. Белок SUUR подавляет амплификацию кластера хорионовых генов в фолликулярных клетках.

3.2.3. Влияние замен в белке SUUR на эндорепликацию и амплификацию хорионовых генов.

3.2.4. Влияние мутаций на способность белка связываться с хромосомами и изменять структуру хроматина.

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Структурные домены белка SUUR, контролирующего позднюю репликацию политенных хромосом Drosophila melanogaster»

Актуальность проблемы

Время репликации ДНК в S-фазе клеточного цикла обычно коррелирует с транскрипционной активностью генов из соответствующих районов (Hagele, 1973; Schubeler et al., 2002; MacAIpine et al., 2004; Donaldson, 2005). Как правило, поздняя репликация наблюдается в транскрипционно неактивных районах хромосом, в большинстве случаев представленных прицентромерным гетерохроматином (ПГХ), которые находятся в конденсированном состоянии в интерфазных хромосомах. К поздно реплицирующимся районам относятся также и протяженные участки эухроматина (ЭХ) размером около 200-1000 т.п.н. (MacAIpine et al., 2004; White et al., 2004; Berezney et al., 2000).

У D. melanogaster процесс поздней репликации удобно изучать на политенных хромосомах слюнных желез, образующихся во время модифицированного клеточного цикла - эндоцикла. При эндорепликации отсутствует митоз, и G-фаза следующего цикла начинается до того, как успевает завершиться S-фаза предыдущего, поэтому многие поздно реплицирующиеся последовательности не успевают завершить репликацию к концу каждого эндоцикла и остаются недореплицированными (Gall et al., 1971; Smith and Orr-Weaver, 1991; Lilly and Spradling, 1996). Кроме районов прицентромерного гетерохроматина есть еще около 240 районов, разбросанных по эухроматиновым плечам хромосом, в которых наблюдается поздняя репликация. Эти районы характеризуются не только поздней репликацией, но и некоторыми другими признаками, свойственными гетерохроматину, - это компактное состояние и низкий уровень транскрипции (Zhimulev et al., 2003b). Для таких районов введен термин интеркалярный гетерохроматин (ИГХ).

Недорепликация в большой степени определяется продуктом гена SuUR, который кодирует белок, специфически связывающийся с районами ПГХ и ИГХ на политенных хромосомах слюнных желез личинок конца третьего возраста (Makunin et al., 2002; Zhimulev et al., 2003b; Pindyurin et al., 2007). У мутантов по гену SuUR (линия SiiURes) изменяется время репликации ДНК в поздно реплицирующихся районах - она заканчивается раньше, чем у мух дикого типа, поэтому уровень политснизации в районах ИГХ становится таким же, как и в ЭХ районах. Кроме того, происходит увеличение уровня политенизации многих последовательностей из района ПГХ, что сопровождается появлением дополнительного структурированного материала в районе хромоцентра (Ве1уаеуа & а1., 1998; МозЬкш е1 а1., 2001; гЫгтйеу е1 а1., 2003Ь). В свою очередь увеличение доз гена БииЯ приводит к увеличению уровня недорепликации в районах ИГХ (гЫти1еу е1 а1., 2003а; Ве1уакш е1 а1., 2005).

Поскольку БниЯ на сегодняшний день является единственным известным геном, способным оказывать влияние на время репликации и недорепликацию в ПГХ и ИГХ политенных хромосом слюнных желез £>. те.1апо£а$1ег. было бы интересно понять, в каких еще клетках он работает, у каких видов присутствует и насколько консервативен. Еще один вопрос, на который необходимо получить ответ, - это механизм действия гена ЯииЯ; отправной точкой в этом вопросе может служить изучение контроля экспрессии гена.

Цели и задачи исследования

Целью данной работы было изучение влияния белка 81ДЖ и его мутантных форм на процесс репликации ДНК, поиск функционально-значимых районов в белке. Для достижения этих целей были сформулированы следующие задачи:

• Провести детальный молекулярный анализ мутации 8и1ЖЕБ

• Провести эволюционный анализ гена

• Установить связь ортологов 81ДШ с процессом недорепликации ДНК

• Выявить консервативные районы в белке, получить точечные мутации в них, проверить влияние полученных мутаций на свойства белка.

• Исследовать влияние 81ЛЖ на процессы репликации ДНК в фолликулярных клетках ооцитов.

Научная новизна

В настоящей работе установлено, что в мутантной линии БииЛ^ присутствует два фрагмента РЖ БииЯ'. один до встройки транспозона, другой - после нее. Впервые выявлено, что эктопическая экспрессия белка 81ЛШ в фолликулярных клетках приводит к стерильности самок, причиной которой является подавление амплификации хорионовых генов. Эволюционный анализ гена 8и1Ж у насекомых показал, что он выявляется только у двукрылых, а белок Би1Ж принадлежит к группе быстро эволюционирующих белков. Впервые показано, что иОЛР БыИИ, находящаяся в 5'иТК гена является более консервативной по сравнению с (ЖР основного белка ЗиХЖ. На основании эволюционного анализа белка 11 видов рода Дрозофила определены консервативные районы в белке, получены точечные направленные мутации в двух консервативных районах, на К- и С- конце белка, проведен анализ влияния этих мутаций на функцию белка.

Практическая ценность

Показано, что продукт гена БиС/Я может влиять на процессы репликации ДНК не только в слюнной железе, по и в фолликулярных клетках овариев. Проведенный анализ белка 81ЛЖ позволил выявить эволюционную консервативность его структурно-функциональных доменов. Эти структурные данные о продукге гена 8ииЯ будут использованы для дальнейшего получения функционально значимых мутаций. Выявление высоко консервативной иОИР в 5"иТИ БииЯ служит базой для изучения механизмов контроля трансляции гена.

Объем работы

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, а также выводов и списка цитируемой литера I уры, в которые входит 161 ссылка. Работа изложена на 116 страницах машинописного текста, содержит 8 таблиц, 22 рисунка и приложение на 5 страницах.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная генетика», Юрлова, Анна Александровна

ВЫВОДЫ

1. Сравнительный анализ белка SUUR 11 видов рода Drosophila показал, что он содержит большое количество делеций и инсерций; соотношение числа синонимичных и несинонимичных замен позволяет отнести его к группе быстро эволюционирующих белков. Не выявлено ортологов SUUR за пределами двукрылых.

2. Последовательность uORF, находящейся в 5'UTR гена SuUR дрозофилы, более высоко консервативна, чем последовательность основной ORF, что предполагает ее роль в регуляции трансляции.

3. Установлено, что основные домены в белке SUUR у исследованных видов рода Drosophila сохраняются, при этом аминокислотные замены среди этих доменов распределены неравномерно: максимальное их количество приходится на среднюю часть белка, содержащую заряженные кластеры, однако суммарный заряд белка остается практически неизменным.

4. Показано, что наиболее консервативным является N-конец белка с гомологией к АТФ-азному домену белков группы хроматинового ремоделинга (SW1/SNF). Направленно полученные точечные замены аминокислот в этом домене, L57R и G58R, приводят к уменьшению интенсивности связывания белка с хромосомами, что в свою очередь ослабляет его влияние на процессы репликации и структуру хроматина.

5. С помощью Вестерн-блот гибридизации показано наличие белка у видов D. simulans и D. ananassae. У D. simulans разломы на политенных хромосомах, являющиеся маркером недорепликации, вызываются белком SUUR по тому же механизму, что и у D. melanogaster.

6. Методом количественной Саузерн-блот гибридизации показано, что стерильность самок дрозофилы при эктопической экспрессии белка SUUR в фолликулярных клетках ооцитов вызвана подавлением амплификации кластера хорионовых генов. Таким образом, белок SUUR способен оказывать влияние на репликацию в различных тканях.

7. Установлено, что у мутантов SuURcs транскрибируется две mPFIK: с нативного промотора до места встройки ретротранспозона в ген и после места инсерции вероятно, с промотора транспозона). Такие усеченные мРНК не могут обеспечить синтез нормального белка, что и приводит к мутантному фенотипу.

Заключение

Итак, механизм клеточного цикла - это сложная машина, в которой- все хорошо продуманно: время репликации, выбор ориджинов, которые должны активироваться в тот или иной момент, белки-маркеры для активных и неактивных ориджинов. И за всеми этими процессами существует строгий контроль -чекпойнты, в которых или происходит исправление ошибок и дальнейшая работа клеток или констатация нарушений, которые невозможно исправить и дальнйая гибель клетки. В эндоцикле - с одной строны все то же самое, а с другой -нарушено несколько важных правил: во-первых, происходит множество циклов репликации генома без последующего клеточного деления; во-вторых. ГХ последовательности не всегда успевают закончить репликацию во время S-фазы и, как следствие, остаются недорешшцированными (как это происходит в слюнных железах); в-третьих, эти нарушения не отслеживаются чекпойтами и не приводят к гибели клеток.

В наших руках оказалась уникальная линия, содержащая мутацию (SuURts), способную изменять скорость завершения репликации ГХ последовательностей в клетках слюнных желез D. melanogaster. Это единственная известная на сегодняшний день мутация в гене SuUR, она не является летальной, в линии, ее содержащей, не удается выявить белок, но не известно, является ли эта мутация нуль-аллелем. Большая часть работ по изучению роли белка была проведена на политенных клетках слюнных желез, таюке было показано слабое влияние белка на диплоидные ткани. Возниакет вопрос, способен ли белок SUUR оказывать влияние и на другие полиплоидные органы, работает ли он только в эндоцикле или и в обычном клеточном цикле. Также нам до сих пор не известен механизм работы белка и то, присутствует ли он у каких-либо других видов, кроме D. melanogaster, и сохраняет ли он у них свою функцию. С этой целью мы провели эволюционный анализ белка SUUR, выявили в нем консервативные районы, которые обычно являю гея функциональными, и попытались ответить на вопрос об их роли в работе белка, вводя точечные мутации в эти районы и анализируя их эффект.

Глава 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 2.1. Линии дрозофилы и их ведение

Линии мух Drosophila melanogaster, использованные в работе, перечислены и охарактеризованы в Таблице 1.

Название линии Генотип Источник

Oregon-R линия дикого типа фонд лаборатории yw y'w1 фонд лаборатории xv SuUR" w; SnURts фонд лаборатории w ruh SuURls w~; ru h SuURb* фонд лаборатории

4-bal y' w'; CyO, Cy' dp'vl pr' cn2/1(2) KrIJ'1; MKRS, M(3)76A1 kar1 ryr Sb1 е/ TM6B, Tb' AntpH"-' e1 ca' Cambridge University

1824 (AB1) у U'7 P{w'mWhs=GawB}ABl BSC*

C323 P{w>m" "s=GawB}c323a, w"'H BSC* cla-GA\A w; P{w+"=GAL4-da. G32} UH1 BSC* sgs3-GAL4 w'"H; P{wkmC Sgs3-GAL4.PD} Dr. L. Cherbas arm- GAL4 w~; P{w+ml~=arm-GAL4.} фонд лаборатории

U AS-SuUR У w'; P{w' ™ UASoAbhsp70:SuURJII фонд лаборатории

UAS -SuURVmul У w'; P{w*hs, UASoAihsp 70:Su UR}II Ю.А.А.

UAS-SuURcnu, y' w'; P{w+mlVMs, UASoAihsp70:SuUR}II Ю.А.А. ygs3-GAL4 SuUR1* w'"'\- P{w+mC=Sgs3-GAL4.PD}; SuURb* фонд лаборатории arm- GAL4 SuURts w; P{w+m<J=arm-GAL4}; SuUR" фонд лаборатории

UAS-SuUR SuURt,b y' w1; P{w UASGALhsp70:SuUR}II; SuUR** фонд лаборатории

UAS-SuURymti SuURes У w'; P{w"mn hs, UAScAi.hsp70:SuURJJI; SuURls Ю.А.А

UAS-SuURcmut SuURls У w'; P{w+mWMs, UASGALhsp70:SuUR}Il; SuURl s Ю.А.А - Bloomington Stock Center, Dr. К. Matthews

Наиболее полное описание генетических маркеров, перестроенных и балансерных хромосом приведено во FlyBase (flybase.bio.indiana.edu/). Помимо D. melanogaster в работе были, использованы лабораторные линии рода Drosophila. а именно D. simulans, D. yakuba, D. erecta, D. ananassae, D. pseudoobscura и D. virilis.

Линии мух вели при температуре 25°С (за исключением отдельно указанных случаев) в стеклянных стаканах на стандартном корме состава: агар-агар - 6-12 г, дрожжи (сухие) - 18 г, кукурузная крупа - 62 г, изюм - 40г, пропионовая кислота -0.8 мл, патока - 50 мл на 1 литр воды.

2.2. Список реактивов, наборов реагентов и растворов

В работе были использованы следующие реактивы и наборы: а-[32Р] dATP.Amersham Biosciences, США

EDTA.Sigma, США

Hexanucleotide Mix.Roche, Швейцария

IPTG.BTS GmbH, Германия

Plasmid Midi Kit.Q1AGEN GmbH, Германия

QIAquick Gel Extraction Kit.QIAGEN GmbH, Германия

SDS.Sigma, США

SlowFade® Antifade Kit.Molecular Probes, Нидерланды

TEMED.Reanal, Венгрия

Tris.Sigma. США

Triton Х-100.Serva, Германия

Tween 20.Serva, Германия

X-GAL.BTS GmbH, Германия

Wizard® Plus Minipreps

DNA Purification System.Promega GmbH, Германия

Агар.Difco, США

Агароза.GibcoBRL, Великобритания адъювант Фрейнда (полный).Sigma, США адъювант Фрейнда (неполный).Sigma, США акриламид.Serva, Германия бактотриптон.Difco, США глицерин.Serva, Германия глицин.Merck, Германия диспаза.Roche, Швейцария дрожжевой экстракт.Difco, США

TRIzol® Reagent.

AccessQuick™ RT-PCR System.

ECL Western Blotting Analysis System

I Ioechst 33342.

Voltalef oil 10S. диатомовая земля

Sigma, США .Invitrogen, США .Promega GmbH, Германия .Amersham Biosciences, США .Invitrogen, США .Atochem

Все ферменты были производства NEB (США), MBI Fermentas (Литва), GibcoBRL (Великобритания) или СибЭнзим (Новосибирск).

2.3. Выделение и анализ ДНК и РНК

2.3.1. Выделение геномной ДНК дрозофилы

Выделение геномной ДНК проводили из овариев самок или слюнных желез личинок дрозофилы, изолированных в Эффруси-Бидле (Э-Б: 128 мМ NaCl, 4,7 мМ KCl, 1,5 мМ СаС12) проводили согласно методики М. Лэмб и К. Лэйрд (Lamb and Laird, 1987). К 25 парам овариев или слюнных желез добавляли 700 мкл лизирующего буфера (100 мМ NaCl, 100 мМ Tris-HCl рН=9.1, 50 мМ EDTA, 200 мМ сахароза, 0,5 % SDS) и гомогенизировали инсулиновым шприцем на льду 1-2 минуты. К гомогенату добавляли РНКазу А 100 мг/мл и инкубировали 1 час при 37°С. 3aie\i добавляли активированную диспазу до концентрации 1 мг/мл и инкубировали при 56°С от 2 до 14 часов, после эюго к лизату добавляли равный объем ФХИ (фенол/хлороформ/изоамиловый спирт = 25/24/1), осторожно перемешивали 2 минуты, центрифугировали при комнатной температуре и 14000 об/мин 10 минут. Верхнюю фазу, содержащую водный раствор ДНК, отбирали, переносили в новую пробирку и повторяли процедуру с ФХ (фенол/хлороформ = 1/1) несколько раз до исчезновения интерфазы. Удаление остатков фенола проводили перемешиванием водной фазы с хлороформом с последующим центрифугированием при вышеописанных условиях. ДНК осаждали добавлением 1/10 объема 3 М CH3COONa рН=5.0 и 2,5 объемами 96% этанола. Смесь центрифугировали при 4000 об/мин в течение 5 минут. Осадок промывали 70% и 96% этанолом, подсушивали на воздухе и растворяли в воде.

2.3.2. Выделение ДНК из ядер фолликулярных клеток

Для выделения ДНК из ядер фолликулярных клеток были отобраны 1200 овариев линии c323>VAS-SuUR и 500 овариев линии Oregon-R на стадиях 10А и 11-14. Ядра были выделены и отсортированы согласно протоколу, описанному в статье М. Лили и А. Спрадлинга (Lilly and Spradling, 1996) с некоторыми изменениями. Оварии до выделения хранили при -70°С в ЭБ, потом размораживали на льду, добавляли 1/10 объема раствор коллагеназы (50% глицерин, 10 мМ Tris-НС1 рН=7.5, 2% коллагеназа) и инкубировали 20 минут при комнатной температуре. После этого супернатант удаляли, осадок промывали ЭБ (и снова удаляли супернатант). К осадку добавляли 425 мкл буфера для выделения ядер (15 мМ Tris-HCl рН=7.4, 60 мМ KCl, 15 мМ NaCl, 250 мМ сахароза, 1 мМ EDTA, 0,15 мМ спермин, 0,5 мМ спермидин) и 75 мкл 10% NP40. В пробирку, содержащую градиент 2,5 М; 1,6 М и 0,8 М сахарозы по 1 мл, наносили через шприц вышеописанный раствор и центрифугировали 20 минут на центрифуге Centricone с использованием ротора А21 при 13700 g, после центрифугирования верхние фракции удаляли, для дальнейшей работы использовали нижнюю фракцию. Качество разделения ядер фолликулярных и питающих клеток было проверено на свстой микроскопии после окраски бромистым этидием. К нижней фракции добавляли РНКазу А до концентрации 10 мкг/мл, инкубировали 15 минут при 37°С. добавляли активированную диспазу до концентрации 1 мг/мл и инкубировали ночь при 56°С. Дальнейшие процедуры проводили как при стандартном выделении ДНК, описанном выше.

2.3.3. Выделение плазмидной ДНК

ДНК плазмид выделяли методом щелочного лизиса, подробно описанным в ряде методических сводок (Маниатис и др., 1984; Мазин и др., 1990). 3 мл ночной культуры клеток осаждали центрифугированием при 5000 об/мин в течение 2 минут. Осадок клеток суспендировали в 200 мкл ресуспепдирующего раствора (50 мМ Tris-HCl рН=7.5, 10 мМ EDTA, 100 мкг/мл РНКаза А). После этого добавляли 200 мкл лизирующего раствора (0,2 N NaOH, 1% SDS) и осторожно перемешивали до iex пор, пока клеточная суспензия не становилась прозрачной и вязкой. Затем добавляли 200 мкл нейтрализирующего раствора (1,32 М СНЗСООК рН=4.8), перемешивали до формирования творожистого осадка и центрифугировали 5 минут при 14000 об/мин. Супернатант переносили в новую пробирку, при наличии примесей осадка центрифигуривали повторно, при их отсутствии к супернатанту добавляли для связывания ДНК 1 мл хорошо перемешанной смолы Wizard® Minipreps DNA purification resin (Promega) и оставляли на 5 минут. Иногда вместо смолы мы использовали диатомовую землю (66,84 г гуанидин хлорида растворяли в 33,3 мл нейтрализующего раствора в стеклянном стакане, находящемся на магнитной мешалке со слабым подогревом, полученый раствор титровали NaOH до рН=5.5, доводили водой конечный объем до 100 мл, перемешивали 5 минут, фильтровали через 0.4 мм фильтр в стеклянную колбу, содержащую 1,5 г диатомовой земли и хранили в темном месте при комнатной температуре). Полученную смесь наносили в шприц с микроколонкой (Wizard microcolumn, Promega) на конце, продавливали все это, после чего промывали колонку 2 мл раствора для промывания колонок (20mM NaCl, 20тМ Tris-HCl рН=7.5, 5тМ EDTA, 50% С2Н5ОН). После этого колонку помещали в 1,5 мл пробирки eppendorf и центрифугировали 30 секунд при 14000 об/мин для удаления остатков раствора. ДНК с колонок смывали водой (при 70°С) - 50 мкл наносили на колонку, оставляли на 1 минуту и 30 секунд центрифугировали. Выделенную таким способом ДНК использовали для клонирования и прочего.

Для получения больших количеств высокоочищенной плазмидной ДНК использовали Plasmid Midi Kit (Qiagen) и следовали рекомендациям производителей.

2.3.4. Выделение тотальной РНК

Выделение РНК проводили с использованием тризола (Invitrogen), согласно рекомедациям производителей. К 20 парам яичников добавляли 150 мкл тризола, суспендировали инсулиновым шприцем (50-100 раз) и инкубировали при комнатной температуре 5 минут. После этого добавляли 30 мкл хлороформа, резко встряхивали, инкубировали 2-3 минуты при комнатной температуре и центрифугировали 10 минут при 4°С на 10000 об/мин. Отбирали верхнюю бесцветную водную фракцию, добавляли 75 мкл изопропанола, перемешивали до помутнения, инкубировали 10 минут при комнатной температуре и центрифугировали при вышеописанных условиях. Супсрнатант удаляли, осадок промывали 75% этанолом, подсушивали и растворяли в воде.

При этом все, используемое при работе с РНК, было подвергнуто анти-РНКазной обработке.

2.3.5. Полимеразная цепная реакция (ПЦР), обратная полимеразная реакция (ОТ-ПЦР), список олигонуклеотидов

ПЦР проводили на амплификаторе Eppendorf Mastercycler personal с использованием Vent- или Taq-полимеразы согласно протоколам, описанным в руководстве Д. Сэмбрука и Д. Рассела (Sambrook and Russell, 2001). Реакционная смесь состояла из 1/10 объема Юхбуфера С1 (20 мМ MgC12, 650 мМ Tris-HCl pl 1=8.8, 160 мМ (NH4)2S04. 0,5% Tween 20) или Vent-буфера, 0,2 мМ эквимолярной смеси четырех dNTP, по 10 пмоль двух праймеров, 0,05-1 мкг ДНК-матрицы, 0,2-5 е.а. соответствующей полимеразы. Реакцию проводили при следующих условиях: 3 мин - денатурация ДНК при 95°С, после этого 25-35 циклов: 0,5 мин - денатурация при 94°С; 1 мин - отжиг праймеров при соответствующей температуре (50-62°С); 1-3 мин - синтез при 72°С, по завершении последнего цикла 3 мин при 72°С было для окончательного достраивания всех цепей.

Обратную полимеразную цепную реакцию проводили с использованием набора AccessQuick™ RT-PCR System (Promega). Реакцию проводили в 50 мкл, для одной реакции необходимы: AccessQuick™ Master Mix 2Х - 25 мкл, по 0,1 - 1 мкМ двух праймеров, 1 пг - 1 мкг РНК. Реакционную смесь инкубировали 45 минут при 48°С, после чего проводили стандартный ПЦР, по вышеописанному протоколу.

В работе были использованы стандартные плазмидные праймеры. соответствующие ТЗ и Т7 для pBluescript, HSP7 и SV40 для PUAST, а также следующие специфические праймеры, представленные в Таблице 2:

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Юрлова, Анна Александровна, 2010 год

1. Aggarwal B.D. and Calvi B.R. Chromatin regulates origin activity in Drosophila follicle cells // Nature. 2004. - Vol. 430. - № 6997. - P. 372-376.

2. Arbeitman M.N., Furlong E.E., Imam F., Johnson E., Null B.H., Baker B.S., Krasnow M.A., Scott M.P., Davis R.W. and White K.P. Gene expression during the life cycle of Drosophila melanogaster // Science 2002 - Vol. 297. - P. 2270-2275.

3. Ashburner M. Insect Cytogenetics. Tenth Symposium of the Royal Entomological Society. Oxford: Blackwell Scientific Publications, 1980. - 278c.

4. Austin R.J., Orr-Weaver T.L. and Bell S.P. Drosophila ORC specifically binds to ACE3, an origin of DNA replication control element // Genes Dev. 1999. - Vol. 13. - № 20. - P. 2639-2649.

5. Avedisov S.N., Rogozin I.B., Koonin E.V. and Thomas B.J. Rapid evolution of a cyclin A inhibitor gene, roughex, in Drosophila // Mol. Biol. Evol. 2001. - Vol. 18. -№ 11.-P. 2110-2118.

6. Bannister A.J., Zegerman P., Partridge J.F., Miska E.A., Thomas J.O., Allshire R.C. and Kouzarides T. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain // Nature. 2001. - Vol. 410. - № 6824. - P. 120-124.

7. Beall E.L., Manak J.R., Zhou S., Bell M., Lipsick J.S. and-Botchan M.R. Role for a Drosophila Myb-containing protein complex in site-specific DNA replication // Nature. 2002. - Vol. 420. - № 6911. - P. 833-837.

8. Beall E.L., Bell M., Georlette D. and Botchan M.R1 Dm-myb mutant lethality in Drosophila is dependent upon mipl30: positive and negative regulation of DNA replication // Genes Dev. 2004. - Vol. 18. - № 14. - P. 1667-1680.

9. Belyaeva E.S., Andreyeva E.N., Belyakin S.N., Volkova E.I. and Zhimulev I.F. Intercalary heterochromatin in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 2008. - Vol. 117. - № 5. - P. 411-418.

10. Berezney R., Dubey D.D. and Huberman J.A. Heterogeneity of eukaryotic replicons, replicon clusters, and replication foci // Chromosoma. 2000. - Vol. 108. - № 8. - P. 471-484.

11. Beye M., Hasselmann M., Fondrk M.K., Page R.E. and Omholt S.W. The gene csd is the primary signal for sexual development in the honeybee and encodes an SR-type protein // Cell. 2003. - Vol. 114. - № 4. - P. 419-429.

12. Bopp D., Horabin J.I., Lersch R.A., Cline T.W. and Schedl P. Expression of the Sex-lethal gene is controlled at multiple levels during Drosophila oogenesis // Development. -1993. Vol. 118. - № 3. - P. 797-812.

13. Bosco G., Du W. and Orr-Weaver T.L. DNA replication control through interaction of E2F-RB and the origin recognition complex // Nat. Cell. Biol. -2001. Vol. 3. - № 3. - P. 289-295.

14. Boutanaev A.M., Kalmykova A.I., Shevelyov Y.Y. and Nurminsky D.I. Large clusters of co-expressed genes in the Drosophila genome // Nature. 2002. - Vol. 420.-№6916.-P. 666-669.

15. Brand A.H. and Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes // Development. 1993. - Vol. 118. - № 2. - P. 401-415.

16. Brendel V., Bucher P., Nourbakhsh I.R., Blaisdell B.E. and Karlin S. Methods and algorithms for statistical analysis of protein sequences // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1992. - Vol. 89. - № 6. - P. 2002-2006.

17. Budirahardja Y. and Gonczy P. Coupling the cell cycle to development // Development. 2009. - Vol. 136. - № 17. - P. 2861-2872.

18. Burge C. and Karlin S. Prediction of complete gene structures in human genomic DNA // J. Mol. Biol. 1997. - Vol. 268. - № 1. - P. 78-94.

19. Calvi B.R., Lilly M.A. and Spradling A.C. Cell cycle control of chorion gene amplification // Genes Dev. 1998. - Vol. 12. - № 5. - P. 734-744.

20. Calvi B.R., Byrnes B.A. and Kolpakas A.J. Conservation of epigenetic regulation, ORC binding and developmental timing of DNA replication origins in the genus Drosophila // Genetics. 2007. - Vol. 177. - № 3. - P. 1291-1301.

21. Calvo S.E., Pagliarini D.J. and Mootha V.K. Upstream open reading frames cause widespread reduction of protein expression and are polymorphic among humans // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2005. Vol. 106. - № 18. - P. 7507-7512.

22. Capdevila J. and Guerrero I. Targeted expression of the signaling molecule decapentaplegic induces pattern duplications and growth alterations in Drosophila wings // EMBO J. -1994. Vol. 13. - № 19. - P. 4459-4468.

23. Cherbas L., Hu X., Zhimulev I., Belyaeva E. and Cherbas P. EcR isoforms in Drosophila: testing tissue-specific requirements by targeted blockade and rescue // Development. 2003. - Vol. 130. - № 2. - P. 271-284.

24. Chintapalli V.R., Wang J. and Dow J.A. Using FlyAtlas to identify better Drosophila melanogaster models of human disease // Nat. Genet. 2007. - Vol. 39.- № 6. P. 715-720.

25. Cho S., Huang Z.Y., Green D.R., Smith D.R. and Zhang J. Evolution of the complementary sex-determination gene of honey bees: balancing selection and trans-species polymorphisms // Genome Res. 2006. - Vol. 16. - № 11. - P. 13661375.

26. Claycomb J.M., MacAlpine D.M., Evans J.G., Bell S.P. and Orr-Weaver T.L. Visualization of replication initiation and elongation in Drosophila // J. Cell Biol. -2002. Vol. 159. - № 2. - P. 225-236.

27. Claycomb J.M., Benasutti M., Bosco G., Fenger D.D. and Orr-Weaver T.L. Gene amplification as a developmental strategy: isolation of two developmental amplicons in Drosophila // Dev. Cell. 2004. - Vol. 6. - № 1. - P. 145-155.

28. Claycomb J.M. and Orr-Weaver T.L. Developmental gene amplification: insights into DNA replication and gene expression // Trends Genet. 2005. - Vol. 21. - № 3. - P. 149-162.

29. Comeron J.M. K-Estimator: calculation of the number of nucleotide substitutions per site and the confidence intervals // Bioinformatics. 1999. - Vol. 15. - № 9. -P. 763-764.

30. Danis E., Brodolin K., Menut S., Maiorano D., Girard-Reydet C. and Mechali M. Specification of a DNA replication origin by a transcription complex // Nat. Cell Biol. 2004. - Vol. 6. - № 8. - P. 721-730.

31. De Cuevas M., Lilly M.A. and Spradling A.C. Germline cyst formation in Drosophila //Annu. Rev. Genet. 1997. - Vol. 31. - № - P. 405-428.

32. Dej KJ. and Spradling A.C. The endocycle controls nurse cell polytene chromosome structure during Drosophila oogenesis // Development. 1999. - Vol. 126. - № 2. - P. 293-303.

33. Deloger M., Cavalli F.M., Lerat E., Biemont C., Sagot M.F. and Vieira C. Identification of expressed transposable element insertions in the sequenced genome of Drosophila melanogaster // Gene. 2009. - Vol. 439. - № 1-2. - P. 5562.

34. Deng W.M., Althauser C. and Ruohola-Baker H. Notch-Delta signaling induces a transition from mitotic cell cycle to endocycle in Drosophila follicle cells // Development. 2001. - Vol. 128. - № 23. - P. 4737-4746.

35. Diffley J.F. Regulation of early events in chromosome replication // Curr. Biol. -2004. Vol. 14. - № 18. - P. R778-786.

36. Donaldson A.D. Shaping time: chromatin structure and the DNA replication programme // Trends Genet. 2005. - Vol. 21. - № 8. - P. 444-449.

37. Drysdale R.A., Crosby M.A., Gelbart W., Campbell K., Emmert D., Matthews B., Russo S., Schroeder A., Smutniak F., Zhang P., et al. FlyBase: genes and gene models // Nucleic Acids Res. 2005. - Vol. 33. - № Database issue. - P. D390-395.

38. Ebert A., Schotta G., Lein S. et al. Su(var) genes regulate the balance between euchromatin and heterochromatin in Drosophila // Genes Dev. 2004 - Vol. 18. -P. 2973-2983

39. Edgar B.A. and Orr-Weaver T.L. Endoreplication cell cycles: more for less // Cell. 2001. - Vol. 105. - № 3. - P. 297-306.

40. Gaba A., Jacobson A. and Sachs M.S. Ribosome occupancy of the yeast CPA1 upstream open reading frame termination codon modulates nonsense-mediated mRNA decay // Mol. Cell. 2005. - Vol. 20. - № 3. - P. 449-460.

41. Gall J.G., Cohen E.H. and Polan M.L. Reptitive DNA sequences in drosophila // Chromosoma. -1971. Vol. 33. - № 3. - P. 319-344.

42. Ganier O. and Mechali M. New cell or new cycle? // Genes Dev. 2008. - Vol. 22. -P. 2908-2913.

43. Grewal S.I. and Jia S. Heterochromatin revisited // Nat. Rev. Genet. 2007. - Vol. 8. - № 1. - P. 35-46.

44. Hagele K. Complementary DNA replication patterns in Drosophila melanogaster. // Chromosoma. 1973. - Vol. 41. - № 2. - P. 231-236.

45. Hammond M.P. and Laird C.D. Control of DNA replication and spatial distribution of defined DNA sequences in salivary gland cells of Drosophila melanogaster// Chromosoma. 1985a. - Vol. 91. - № 3-4. - P. 279-286.

46. Hammond M.P. and Laird C.D. Chromosome structure and DNA replication in nurse and follicle cells of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 1985b. -Vol. 91. - № 3-4. - P. 267-278.

47. Havas K., Whitehouse I. and Owen-Hughes T. ATP-dependent chromatin remodeling activities // Cell Mol. Life Sci. 2001. - Vol. 58. - № 5-6. - P. 673682.

48. Hayden C.A. and Bosco G. Comparative genomic analysis of novel conserved peptide upstream open reading frames in Drosophila melanogaster and other dipteran species // BMC Genomics. 2008. - Vol. 9. - № - P. 61.

49. Hochstrasser M. and Sedat J.W. Three-dimensional organization of Drosophila melanogaster interphase nuclei. I. Tissue-specific aspects of polytene nuclear architecture //J. Cell Biol. -1987. Vol. 104. - № 6. - P. 1455-1470.

50. Huynh J.R. and St Johnston D. The origin of asymmetry: early polarisation of the Drosophila germline cyst and oocyte // Curr. Biol. 2004. - Vol. 14. - № 11. - P. R438-449.

51. Intine R.V. and Nazar R.N. PCR-mediated mutagenesis in sequences recalcitrant to homogeneous amplification // Biotechniques. 1998. - Vol. 25. - № 3. - P. 364366.

52. Kent WJ. BLAT-the BLAST-like alignment tool // Genome Res. 2002. - Vol. 12. - № 4. - P. 656-664.

53. King R.C., Riley S.F., Cassidy J.D., White P.E. and Paik Y.K. Giant polytene chromosomes from the ovaries of a Drosophila mutant // Science. 1981. - Vol. 212.-№4493.-P. 441-443.

54. Kokoza E.B. and Zhimulev I.F. In situ hybridization of DNA of the Su(UR)ES gene in polytene chromosomes of several species of Dipterans // Drosophila information service. 2000. - Vol. 83. - № - P. 22.

55. Kozak M. A short leader sequence impairs the fidelity of initiation by eukaryotic ribosomes // Gene Expr. -1991. Vol. 1. - № 2. - P. 111-115.

56. Kozak M. Initiation of translation in prokaryotes and eukaryotes // Gene. 1999. -Vol. 234. - № 2. - P. 187-208.

57. Lachner M., O'carroll D., Rea S., Mechtler K. and Jenuwein T. Methylation of histone H3 lysine 9 creates a binding site for HP1 proteins // Nature. 2001. - Vol. 410. - № 6824. - P. 116-120.

58. Lamb M.M. and Laird C.D. Three euchromatic DNA sequences under-replicated in polytene chromosomes of Drosophila are localized in constrictions and ectopic fibers // Chromosoma. 1987. - Vol. 95. - № 4. - P. 227-235.

59. Leach T.J., Chotkowski H.L., Wotring M.G., Dilwith R.L. and Glaser R.L. Replication of heterochromatin and structure of polytene chromosomes // Mol. Cell Biol. 2000. - Vol. 20. - № 17. - P. 6308-6316.

60. Lee H.O., Davidson J.M. and Duronio R.J. Endoreplication: polyploidy with purpose // Genes Dev. 2009. - Vol. 23. - № 21. - P. 2461-2477.

61. Leievre G. A photographic representation and interpretation of the polytene chromosomes of Drosophila melanogaster salivary glands. London; New York. : Academic Press., 1976.

62. Lewis P.W., Beall E.L., Fleischer T.C., Georlette D., Link A.J. and Botchan M.R. Identification of a Drosophila Myb-E2F2/RBF transcriptional repressor complex // Genes Dev. 2004. - Vol. 18. - № 23. - P. 2929-2940.

63. Lilly M.A. and Spradling A.C. The Drosophila endocycle is controlled by Cyclin E and lacks a checkpoint ensuring S-phase completion // Genes Dev. 1996. - Vol. 10. -№ 19.-P. 2514-2526.

64. Lilly M.A. and Duronio R.J. New insights into cell cycle control from the Drosophila endocycle // Oncogene. 2005. - Vol. 24. - № 17. - P. 2765-2775.

65. Lin H. and Spradling A.C. Germline stem cell division and egg chamber development in transplanted Drosophila germaria // Dev. Biol. 1993. - Vol. 159. -№ 1. - P. 140-152.

66. Lopez-Schier H. and St Johnston D. Delta signaling from the germ line controls the proliferation and differentiation of the somatic follicle cells during Drosophila oogenesis // Genes Dev. 2001. - Vol. 15. - № 11. - P. 1393-1405.

67. MacAlpine D.M., Rodriguez H.K. and Bell S.P. Coordination of replication and transcription along a Drosophila chromosome // Genes Dev. 2004. - Vol. 18. - № 24. - P. 3094-3105.

68. Madigan J.P., Chotkowski H.L. and Glaser R.L. DNA double-strand break-induced phosphorylation of Drosophila histone variant H2Av helps prevent radiation-induced apoptosis // Nucleic Acids Res. 2002. - Vol. 30. - № 17. - P. 3698-3705.

69. Margolis J. and Spradling A. Identification and behavior of epithelial stem cells in the Drosophila ovary // Development. 1995. - Vol. 121. - № 11. - P. 3797-3807.

70. Mata J., Curado S., Ephrussi A. and Rorth P. Tribbles coordinates mitosis and morphogenesis in Drosophila by regulating string/CDC25 proteolysis // Cell. -2000. Vol. 101. -No 5.- P. 511-522.

71. Mechali M. DNA replication origins: from sequence specificity to epigenetics // Nat. Rev. Genet. 2001. - Vol. 2. - № 8. - P. 640-645.

72. Mehrotra S., Maqbool S.B., Kolpakas A., Murnen K. and Calvi B.R. Endocycling cells do not apoptose in response to DNA rereplication genotoxic stress // Dev. -2008. Vol. 22. - P. 3158-3171.

73. Mehta A., Trotta C.R. and Peltz S.W. Derepression of the Her-2 uORF is mediated by a novel post-transcriptional control mechanism in cancer cells // Genes Dev. -2006. Vol. 20. - № 8. - P. 939-953.

74. Mishra A. and Lakhotia S.C. Replication in Drosophila chromosomes. VII. Influence of prolonged larval life on patterns of replication in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 1982. - Vol. 85. - №2. P. 221-236.

75. Narbonne-Reveau K., Senger S., Pal M., Herr A., Richardson H.E., Asano M., Deak P. and Lilly M.A. APC/CFzr/Cdhl promotes cell cycle progression during the Drosophila endocycle // Development. 2008. - Vol. 135. - № 8. - P. 14511461.

76. O'neil M.T. and Belote J.M. Interspecific comparison of the transformer gene of Drosophila reveals an unusually high degree of evolutionary divergence // Genetics. 1992. - Vol. 131. - № 1. - P. 113-128.

77. Oliver B., Kim Y.J. and Baker B.S. Sex-lethal, master and slave: a hierarchy of germ-line sex determination in Drosophila // Development. 1993. - Vol. 119. - №3. P. 897-908.

78. Park S.Y. and Asano M. The origin recognition complex is dispensable for endoreplication in Drosophila // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2008. Vol. 105. -№ 34. - P. 12343-12348.

79. Pile L.A. and Wassarman D.A. Localizing transcription factors on chromatin by immunofluorescence // Methods. 2002. - Vol. 26. - № 1. - P. 3-9.

80. Richards E.J. and Elgin S.C. Epigenetic codes for heterochromatin formation and silencing: rounding up the usual suspects // Cell. 2002. - Vol. 108. - № 4. - P. 489-500.

81. Richards G. The polytene chromosomes in the fat body nuclei of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 1980. - Vol. 79. - № 2. - P. 241-250.

82. Robinson P.J., Fairall L., Huynh V.A. and Rhodes D. EM measurements define the dimensions of the "30-nm" chromatin fiber: evidence for a compact, interdigitated structure // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2006. Vol. 103. - № 17. - P. 6506-6511.

83. Rost B., Yachdav G. and Liu J. The PredictProtein server // Nucleic Acids Res. -2004. Vol. 32. -Web Server issue. - W. 321-326.

84. Royzman I., Austin R.J., Bosco G., Bell S.P. and Orr-Weaver T.L. ORC localization in Drosophila follicle cells and the effects of mutations in dE2F and dDP // Genes Dev. -1999. Vol. 13. - № 7. - P. 827-840.

85. Rubin G.M. and Spradling A.C. Genetic transformation of Drosophila with transposable element vectors // Science. 1982. - Vol. 218. - № 4570. - P. 348353.

86. Rudkin G.T. Non replicating DNA in Drosophila // Genetics. 1969. - Vol. 61. -№ 1. - P. Suppl: 227-238.

87. Rudkin G.T. Replication in polytene chromosomes // Results Probl. Cell Differ. -1972. Vol. 4. - № - P. 59-85.

88. Sachs M.S. and Geballe A.P. Downstream control of upstream open reading frames // Genes Dev. 2006. - Vol. 20. - № 8. - P. 915-921.

89. Sambrook J. and Russell D. V. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 2001. New York.

90. Sancar A., Lindsey-Boltz L.A., Unsal-Kacmaz K. and Linn S. Molecular mechanisms of mammalian DNA repair and the DNA damage checkpoints// Annu. Rev. Biochem. -2004. Vol. 73. - P. 39-85.

91. Sauer K., Knoblich J.A., Richardson H. and Lehner C.F. Distinct modes of cyclin E/cdc2c kinase regulation and S-phase control in mitotic and endorcduplication cycles of Drosophila embryogenesis // Genes Dev. 1995. - Vol. 9. - № 11. - P. 1327-1339.

92. Schmid K.J. and Tautz D. A screen for fast evolving genes from Drosophila // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1997. Vol. 94. - № 18. - P. 9746-9750.

93. Schwaiger M. and Schubeler D. A question of timing: emerging links between transcription and replication // Curr. Opin. Genet. Dev. 2006. - Vol. 16. - № 2. -P. 177-183.

94. Schwed G., May N., Pechersky Y. and Calvi B.R. Drosophila minichromosome maintenance 6 is required for chorion gene amplification and genomic replication // Mol. Biol. Cell. 2002. - Vol. 13. - № 2. - P. 607-620.

95. Schotta G., Ebert A., Krauss V., Fischer A., Hoffmann J., Rea S., Jenuwein T., Dorn R. and Reuter G. Central role of Drosophila SU(VAR)3-9 in histone H3-K9 methylation and heterochromatic gene silencing // EMBO J. 2002. - Vol. 21. -P. 1121-1131.

96. Sigrist S., Jacobs H., Stratmann R. and Lehner C.F. Exit from mitosis is regulated by Drosophila fizzy and the sequential destruction of cyclins A, B and B3 // EMBO J. 1995. - Vol. 14. - № 19. - P. 4827-4838.

97. Sigrist S.J. and Lehner C.F. Drosophila fizzy-related down-regulates mitotic cyclins and is required for cell proliferation arrest and entry into endocycles // Cell. 1997. - Vol. 90. - № 4. - P. 671-681.

98. Sinha P., Mishra A. and Lakhotia S.C. Chromosomal organization in Drosophila tumours. I polytene chromosome organization and DNA synthesis in ovarian pseudonurse cells in otu mutants of D. melanogaster. // Chromosoma. 1987. -Vol. 95. - №-P. 108-116.

99. Smith A.V. and Orr-Weaver T.L. The regulation of the cell cycle during Drosophila embryogenesis: the transition to polyteny // Development. 1991. -Vol. 112. - № 4. - P. 997-1008.

100. Spellman P.T. and Rubin G.M. Evidence for large domains of similarly expressed genes in the Drosophila genome // J. Biol. 2002. - Vol. 1. - № 1. - P. 5.

101. Spradling A.C. The organization and amplification of two chromosomal domains containing Drosophila chorion genes // Cell. 1981. - Vol. 27. - № 1 Pt 2. - P. 193-201.

102. Stokes D.G. and Perry R.P. DNA-binding and chromatin localization properties of CHD1 // Mol. Cell. Biol. 1995. - Vol. 15. - № 5. - P. 2745-2753.

103. Swanhart L., Kupsco J. and Duronio R.J. Developmental control of growth and cell cycle progression in Drosophila // Methods Mol. Biol. 2005. - Vol. 296. - №- P. 69-94.

104. Traas J., Hulskamp M., Gendreau E. and Hofte H. Endoreduplication and development: rule without dividing? // Curr. Opin. Plant. Biol. 1998. - Vol. 1. -№ 6. - P. 498-503.

105. Travers A. The location of the linker histone on the nucleosome // Tiends Biochem. Sci. 1999. - Vol. 24. - № 1. - P. 4-7.

106. Vogelauer M., Rubbi L., Lucas I., Brewer B.J. and Grunstein M. Histone acetylation regulates the time of replication origin firing // Mol. Cell. 2002. -Vol. 10. - № 5. - P. 1223-1233.

107. Wallace J.A. and Orr-Weaver T.L. Replication of heterochromatin: insights into mechanisms of epigenetic inheritance // Chromosoma. 2005. - Vol. 114. - № 6. -P. 389-402.

108. Wodarz A., Hinz U., Engelbert M. and Knust E. Expression of crumbs confers apical character on plasma membrane domains of ectodermal epithelia of Drosophila // Cell. 1995. - Vol. 82. - № 1. - P. 67-76.

109. Wong H., Victor J.M. and Mozziconacci J. An all-atom model of the chromatin fiber containing linker histones reveals a versatile structure tuned by the nucleosomal repeat length // PLoS One. 2007. - Vol. 2. - № 9. - P. e877.

110. Woodage T., Basrai M.A., Baxevanis A.D., Hieter P. and Collins F.S. Characterization of the CHD family of proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. US A.-1997. Vol. 94. - № 21. - P. 11472-11477.

111. Yuri ova A.A., Makunin I.V., Kolesnikova T.D., Posukh O.V., Belyaeva E.S. and Zhimulev I.F. Conservation of domain structure in a fast-evolving heterochromatic SUUR protein in drosophilids // Genetics. 2009. - Vol. 183. - № 1. - P. 119-129.

112. Zacharias H. Tissue-specific schedule of selective replication in Drosophila nasutoides // Roux's Archives of Developmental Biology. 1986. - Vol. 195. - № -P. 378-388.

113. Zhang G., Wang H., Shi J., Wang X., Zheng H., Wong G.K., Clark T., Wang W., Wang J. and Kang L. Identification and characterization of insect-specific proteins by genome data analysis // BMC Genomics. 2007. - Vol. 8. - № - P. 93.

114. Zhang H. and Tower J. Sequence requirements for function of the Drosophila chorion gene locus ACE3 replicator and ori-beta origin elements // Development. -2004. Vol. 131. - № 9. - P. 2089-2099.

115. Zhimulev I.F. Polytene chromosomes, heterochromatin and position effect variegation. Academic press, 1998. - 566c.

116. Zhimulev I.F., Makunin I.V., Volkova E.I., Pirrotta V. and Beliaeva E.S. Effect of four doses of the Su(UR)ES gene on intercalary heterochromatin in Drosophila melanogaster. // Genetika. 2000. - Vol. 36. - № 8. - P. 1061-1070.

117. Zhimulev I.F. and Belyaeva E.S. Intercalary heterochromatin and genetic silencing // Bioessays. 2003. - Vol. 25. - № 11. - P. 1040-1051.

118. Zhimulev I.F., Belyaeva E.S., Semeshin V.F., Koryakov D.E., Demakov S.A., Demakova O.V., Pokholkova G.V. and Andreyeva E.N. Polytene chromosomes: 70 years of genetic research // Int. Rev. Cytol. 2004. - Vol. 241. - № - P. 203275.

119. Zielke N., Querings S., Rottig С., Lehner С. and Sprenger F. The anaphase-promoting complex/cyclosome (APC/C) is required for rereplication control in endoreplication cycles // Genes Dev. 2008. - Vol. 22. - № 12. - P. 1690-1703.

120. Коряков Д.Е. и Жимулев И.Ф. Хромососы. Структура и функции -Новосибирск: Издательство СО РАН, 2009. 258с.

121. Мазин A.B., Кузнеделов К.Д., Краев A.C., Холодилов Н.Г., Блинов А.Г., Кузьминов A.B., Головин С.Я., Наякшин A.M., Соловьев В.В., Ямщиков

122. B.Ф., и др. Методы молекулярной генетики и генной инженерии. -Новосибирск: Наука. Сибирское отделение, 1990. 248с.

123. Маниатис Т., Фрич Э. и Сэмбрук Д. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. Москва: Мир, 1984. - 480с.

124. Прокофьева-Бельговская A.A. Гетерохроматические районы хромосом. -Москва: Наука 1986. 432с

125. Жимулев И.Ф. Политенные хромосомы: морфология и структуры. -Новосибирск: Новосибирск: "Наука" сибирское отделение, 1992. 480с.

126. Жимулёв И.Ф., Беляева Е.С., Андреенкова Н.Г., Андреева E.H. Белякин