Пространственно-временная организация репликации в политенных хромосомах дрозофилы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.07, доктор наук Колесникова Татьяна Дмитриевна

• Колесникова Татьяна Дмитриевна
• доктор наук
• 2022

Оглавление диссертации доктор наук Колесникова Татьяна Дмитриевна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования

Цели и задачи:

Научная новизна

Практическая значимость

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Вклад автора

Структура и объем работы

Публикации по теме диссертации

Благодарности

Сокращения и некоторые термины, принятые в работе

1. Пространственно-временная организация репликации ДНК в геномах эукариот (обзор литературы)

1.1 Понятие о репликационном тайминге и репликационных доменах

1.2 Инициация репликации у эукариот

1.3 Инициация репликации и регуляторы клеточного цикла, "ранние" и "поздние" ориджины

1.4 Скорость движения репликационных вилок

1.5 Исследования репликации в культурах клеток D. melanogaster

1.6 Политенные хромосомы

1.6.1. Детали морфологии политенных хромосом слюнных желез D. melanogaster

1.6.2. Связь дискового рисунка ПХ с геномной картой

1.6.3. Репликационный тайминг в ПХ СЖ

1.7 Белок SUUR - регулятор репликационного тайминга в ПХ СЖ

2. Материалы и методы

2.1. Линии D. melanogaster

2.2. Условия выращивания личинок D. melanogaster

2.3. Приготовление давленых препаратов политенных хромосом слюнных желез

2.4. Анализ препаратов

2.6. Иммуноокрашивание политенных хромосом

2.7. Детекция и картирование репликации в ПХСЖ

2.8. Метод молекулярного комбинга

2.9. Получение геномных координат дисков политенных хромосом на геномной карте

2.10. Биоинформатический анализ данных

3. Разработка подхода для установления геномных координат черных дисков политенных хромосом. Картирование rb-дисков хромосомы 2R

3.1. Проверка гипотезы о том, что хроматин ruby является маркером черных дисков политенных хромосом. Rb-диски

3.2. Картирование rb-дисков хромосомы 2R

3.3. Модель четырех состояний хроматина как инструмент для предсказания геномных координат морфологических структур ПХ (обсуждение)

4. Цитологическое исследование репликации в ПХ СЖ

4.1. Разработка и адаптация новых подходов к цитологическому исследованию

репликации ДНК в ПХ СЖ

4.1.1. Детекция репликации и стадий эндоцикла в клетках СЖ D. melanogaster при помощи антител к белку репликационной вилки PCNA

4.1.2. Зависимость распределения частот встречаемости ядер на разных этапах эндоцикла от возраста личинок и температуры их выращивания

4.1.2. Детекция репликации в ПХ СЖ методами клик-химии

4.1.3. Направленное манипулирование эндоциклом для повышения доли ядер СЖ на ранних стадиях S-фазы

4.1.4. Атаптация метода молекулярного комбинга для исследований репликации ДНК в ПХ СЖ дрозофилы

4.2.Расписание репликации всех rb-дисков хромосомы 2R

4.3 Сравнение репликационного тайминга в ПХ с репликационным таймингом в диплоидных клетках

4.3.1. Расписание репликации rb-дисков сходно в разных типах клеток

4.3.2. Факты в пользу отсутствия инициации репликации в rb- дисках

4.3.3. Картина инициации репликации в ПХ СЖ имеет сходство с таковой в культурах клеток

4.3.4. Тканеспецифические изменения репликационного тайминга

4.4. Модель асинхронной инициации репликации в ПХ. Сходства и различия

инициации репликации в ПХ и хромосомах диплоидных клеток (обсуждение)

4.5. Доказательство асинхронной инициации репликации в ПХ при помощи микроскопии сверхвысокого разрешения со структурированным освещением 3D-SIM

4.5.1. 3D-SIM позволяет исследовать репликацию в политенных хромосомах на ультраструктурном уровне

4.5.2. Анализ очень ранней репликации в политенных хромосомах слюнных желез личинок дикого типа

5. Исследование молекулярной организации rb-дисков - доменов хромосом D. melanogaster, характеризующихся поздней репликацией в S-фазе

5.1. Rb-диски и интервалы между ними отличаются по плотности распределения генов, их уровню экспрессии и тканеспецифичности

5.2. Белковый состав и особенности организации хроматина в rb-дисках, INTs и на их границах

5.3. Черные диски политенных хромосом соответствуют топологическим доменам

5.4. Rb-дикси и INTs как основа пространственно-временной организации репликации у дрозофилы (обсуждение)

6. Особенности эволюции поздно реплицирующихся районов генома дрозофилы

6.1. Особенности эволюции порядка генов в поздно реплицирующихся доменах генома дрозофилы

6.1.1. Соответствие доменов поздней репликации протяженным синтенным блокам

6.1.2. Районы недорепликации D.melanogaster сохраняют свои свойства и у других видов рода Drosophila

6.2. Анализ особенностей эволюции генов и некодирующих последовательностей в районах недорепликации политенных хромосом дрозофилы

6.2.1. Особенности эволюции генов в районах недорепликации

6.2.2. Районы недорепликации обогащены высоко консервативными некодирующими элементами

6.3. Перспективы изучения эволюции генома дрозофилы с использованием политенных хромосом (Обсуждение)

7. Поиск молекулярных механизмов действия белка SUUR - регулятора репликационного тайминга в ПХ СЖ. Новые факторы, влияющие на репликационный тайминг в ПХ

7.1. Исследование динамики связывания SUUR с политенными хромосомами в эндоцикле

7.2. Анализ влияния избыточной экспрессии SuUR в слюнных железах на S-фазу эндоцикла

7.3. Влияние гистона Н1 на связывания SUUR с ПХ

7.4. Цитологический анализ «пузырей» - обратимых вздутий, возникающих в гетерохроматиновых районах политенных хромосом слюнных желез при оверэкспрессии SuUR

7.5. Эффекты оверэкспрессии фрагментов и мутантов SUUR

7.5.1. Для связывания анти гамма-Н2АХ с хромосомами необходим С-концевой домен белка SUUR

7.5.2. Средняя часть белка SUUR необходима для взаимодействия SUUR и НР1

7.5.3. Влияние мутации в предполагаемом АТФ-связывающем домене белка SUUR на способность белка связываться с хромосомами и изменять структуру хроматина

7.5.4. Эффекты оверэкспрессии фрагментов и мутантов SUUR - инструмент для анализа функциональной значимость отдельных участков белка (обсуждение)

7.6. Влияние мутации Su(VAR)3-906 на репликационный тайминг в ПХ СЖ

7.7 Белок SUUR - регулятор скорости движения репликационных вилок (обсуждение)

7.8. Влияние белка Rif1 на недорепликацию гетерохроматиновых районов политенных хромосомах слюнных желез D. melanogaster

7.9. Репликация перицентромерного гетерохроматина в политенных хромосомах мутантов по гену Rif1

• Заключение

Выводы

Список литературы

• Приложение 1. Этапы картирования rb-дисков и примеры сложных случаев для картирования

Приложение 2. Цитологическое картирование сайтов связывания антител к белку PCNA в хромосоме 2R

• Приложение 4 Сравнение полученных в данной работе результатов о последовательности выхода из репликации дисков политенных хромосом с результатами других авторов

• Приложение 5. Анализ онтологии генов, попадающих гЬ-диски и интервалы между ними

Приложение 6. Частоты разломов в районах ИГХ политенных хромосом в контрольных линиях и в линиях с нокдауном по гистону Н1

• Приложение 7. ПУБЛИКАЦИИ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Пространственно-временная организация репликации в политенных хромосомах дрозофилы»

Актуальность исследования

Синтез ДНК в эукариотических клетках происходит на стадии S-фазы клеточного цикла. У большинства организмов транскрипционно активный хроматин реплицируется в первой половине S-фазы, а молчащий хроматин реплицируется поздно. Пространственно-временная картина репликации является важной эпигенетической характеристикой клеток. Она является наследуемой и стабильной в поколениях клеток одной линии дифференцировки, в то время как в эмбриогенезе и при дифференцировке является динамичной, отражая соответствующее эпигенетическое состояние. Нарушения точной последовательности репликации генома приводит к геномной нестабильности, нарушениям конденсации хромосом, когезии сестринских хроматид и часто наблюдается при злокачественной трансформации клеток.

Геном эукариот организован в структурно-функциональные домены, имеющие определенное положение в ядре, одновременно вступающие в репликацию и, в некоторых случаях, скоординированно поддерживающие активный или неактивный транскрипционный статус. Предполагается, что именно время репликации такого домена в S-фазе является важным механизмом эпигенетического наследования его хроматинового состава в клеточных поколениях, и, как следствие, регуляции экспрессии генов у эукариот. Более того, предполагается, что изменение времени репликации хроматинового домена в онтогенезе может быть важным механизмом инактивации, то есть, программирования мочащего состояния района для последующих клеточных поколений. Таким образом, исследование эпигенетической регуляции репликации ДНК, в частности, регуляции последовательности репликации генома, является очень актуальным и активно разрабатываемым направлением.

Политенные хромосомы (ПХ) слюнных желез дрозофилы являются уникальной моделью интерфазной хромосомы. Их гигантский размер позволяет визуализировать процессы репликации и транскрипции, изучать на цитологическом уровне распределение хромосомных белков и картировать гены. Для политенных хромосом характерен рисунок поперечных полос - так называемых дисков и междисков, что многие годы используется для тонкого картирования различных цитогенетических маркеров. В дисках ДНК находится в очень компактном состоянии, в то время как в междисках ДНК значительно декомпактизована. До последнего времени вопрос о соответствии этих морфологических структур и молекулярной карты генома дрозофилы оставался открытым. В результате, не было возможности сопоставить данные по морфологии хромосом и данные по

картированию на геномном уровне различных хроматиновых белков и других особенностей хроматина. Многолетние исследования, проводимые в лабораториях молекулярной цитогенетики и хромосомной инженерии ИМКБ СО РАН, привели к прорыву в данной области исследований (см. Zhimulev et al., 2014). В последнее время стало понятно, что выявляемая цитологически организация политенных хромосом отражает организацию генома дрозофилы и его консервативную в разных тканях упаковку (Vatolina et al., 2011, Zhimulev et al., 2014, Kolesnikova et al., 2018). Именно консервативность свойств хроматиновых доменов, соответствующих хорошо выявляемым в световой микроскоп морфологическим структурам политенных хромосом в разных тканях дрозофилы, позволяет экстраполировать результаты, полученные цитологически на политенных хромосомах, на другие клетки. Биоинформатический анализ распределения междисковых белков позволил подразделить геном дрозофилы на четыре дискретных типа хроматина, названных «aquamarine», «lazurite», «malachite» и «ruby» (Zhimulev et al, 2014, Boldyreva et al., 2017). Хроматин aquamarine в культурах клеток значительно обогащен всеми белками, характерными для междисков ПХ, в частности, белком CHRIZ/CHROMATOR, белками и модификациями гистонов, характерных для открытого хроматина, комплексами ремоделинга хроматина и транскрипционными факторами. Хроматин lazurite отличается отсутствием CHRIZ. Он обогащен белками, участвующими в элонгации транскрипции и, как правило, в нем лежат тела активных генов (Boldyreva et al., 2017). Хроматин ruby характеризуется отсутствием междиск-специфических белков, соответствует молчащим типам хроматина в культурах клеток (типы хроматина в соответствии с данными: Filion et al., 2010, Kharchenko et al.,2011), обогащен белками Lamin, SUUR и белками, связанными с Polycomb-сайленсингом (Zhimulev et al., 2014, Boldyreva et al., 2017, Khoroshko et al., 2016). Хроматин malachite, вероятно, соответствует универсальным переходным зонам между парами контрастных состояний хроматина. Он обогащен инсуляторными белками CP190, SU(HW) и mod 2.2 (Khoroshko et al., 2016). Оказалось, что распределение в геноме четырех типов хроматина тесно связано с морфологией ПХ, что делает ее перспективным инструментом для установления геномных координат дисков и их границ.

Еще в семидесятые годы XX века было впервые проведено картирование временных параметров репликации ДНК в политенных хромосомах слюнных желез. Для такого картирования применялось импульсное мечение 3H тимидином. Такой подход давал достаточно низкое разрешение, был длительным и трудоемким. Современные подходы к визуализации репликации - антитела к белкам репликационной вилки, меченые аналоги нуклеотидов нового поколения, таких как 5- этинил-2'-дезоксиуридин (EdU), микроскопия

сверхвысокого разрешения, позволяют достичь очень высокого качества цитологического картирования реплицирующихся сайтов и одновременно позволяет локализовать хроматиновые белки. Применение таких подходов к ПХ является очень перспективным. В то же время, политенные хромосомы возникают в очень специфическом клеточном цикле, эндоцикле. Такой цикл имеет особенности, не свойственные диплоидным клеткам: выход из S-фазы до завершения репликации всего генома приводит к недорепликации последовательностей ДНК, реплицирующихся последними. Само по себе наличие недорепликации говорит об изменении работы системы контроля за повреждениями ДНК. В этих клетках выключен механизм апоптоза (Hassel et al., 2014); скорость движения репликационных вилок и скорость репликации выделенных районов генома существенно ниже, чем в диплоидных клетках; гены, связанные с репликацией ДНК экспрессируются на относительно низком уровне; не известно, происходит ли в принципе в этих клетках активация поздних ориджинов репликации (Lee, Davidson, Duronio 2009, Sher et al., 2013, Maqbool et al., 2010, Edgar et al., 2014). Для дальнейшего использования модели политенных хромосом и интерпретации полученных результатов требуется детальный анализ пространственно-временной организации репликации и ее регуляции в клетках с политенными хромосомами.

Важной особенностью ПХ является недорепликация гетерохроматиновых последовательностей. Мутация приводит к полной супрессии недорепликации в

интеркалярном гетерохроматине и частичной политенизации прицентромерного гетерохроматина (Belyaeva et al., 1998). Недавно было показано, что консервативный белок Rif1 также влияет на политенизацию в ПХ и может взаимодействовать с белком SUUR (Munden et al., 2018). Исследование механизма действия белков SUUR и Rif1 на недорепликацию, а также поиск новых факторов, влияющих на степень представленности поздно реплицирующейся ДНК в ПХ, позволяет существенно расширить знания о регуляции поздней репликации.

Цели и задачи:

Целью работы было исследование пространственно-временной организации репликации в политенных хромосомах слюнных желез D. melanogaster, ее связи с организацией генома, исследование молекулярных механизмов действия белка SUUR и поиск новых факторов, влияющих на репликационный тайминг в политенных хромосомах дрозофилы.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. На базе модели четырех ^стояний хроматина разработать подход для картирования видимых в световой микроскоп дисков политенных хромосом, характеризующихся высокой компактностью (черных дисков). Прокартировать все черные диски в ПХ 2R.

2. Разработать новые подходы для исследования репликации в ПХ СЖ. Получить детальное расписание репликации всех прокартированных дисков в политенных хромосомах слюнных желез при помощи иммунодетекции репликационных вилок антителами к белку PCNA.

3. Используя данные по геномному картированию репликационного тайминга в культурах клеток из ранее опубликованных работ, сопоставить временную организацию репликации в ПХ и хромосомах диплоидных клеткок.

4. Используя данные по экспрессии генов, генной онтологии, локализации хроматиновых белков в хромосомах культуральных клеток и хромосомах СЖ, провести исследование молекулярной организации доменов ПХ, характеризующихся поздней репликацией в S-фазе.

5. Исследовать особенности эволюции порядка генов и последовательностей ДНК в районах наиболее поздней репликации - районах ИГХ.

6. Исследовать динамику связывания SUUR с хромосомами в ходе эндоцикла, исследовать необходимость гистона Н1 для связывания SUUR с хроматином, исследовать эффект избытка SUUR на репликацию ДНК в ПХ.

7. Исследовать влияние мутаций в генах Ш/1 и $>и(\ат)3-906 на время репликации гетерохроматиновых последовательностей в ПХ СЖ.

Научная новизна

Впервые получены геномные координаты всех компактных (то есть, большинства видимых в световой микроскоп) дисков целого плеча политенной хромосомы. Проведено цитологическое картирование последовательности репликации дисков ПХ с недостижимым ранее разрешением. Проведено детальное сопоставление опубликованных ранее геномных профилей репликации в диплоидных клетках и репликационных паттернов, наблюдаемых в ПХ. Впервые показано, что около 60% эухроматиновых плеч соответствует районам, сходным по многим свойствам и ИГХ - районам недорепликации ПХ, ранее считавшихся очень специфическими районами хромосом, «более гетерохроматиновыми», чем основная масса эухроматина. Показано, что в основе репликационного тайминга у дрозофилы лежит чередование в геноме дрозофилы двух

типов доменов, соответствующих морфологическим структурам ПХ - черным дискам и интервалам между ними. Выдвинута и экспериментально подтверждена модель, объясняющая логику смены репликационных паттернов в ПХ и связь этих паттернов с событиями, происходящими на уровне последовательности ДНК. Впервые показано, что районы поздней репликации соответствуют участкам генома с консервативным порядком генов, обогащены высоко консервативными некодирующими последовательностями и характеризуются особым паттерном эволюции генов. В рамках исследования механизма действия белка SUUR обнаружены новые свойства этого белка, а именно: впервые показано, что связывание SUUR с хроматином динамично в клеточном цикле, впервые экспериментально показана роль гистона Н1 в связывании SUUR с ПХ. Выявлены новые факторы, оказывающие влияние на время репликации и, как следствие, недорепликацию отдельных районов ПХ: белок ША, гистон Н1 и гистонметилтрансфераза Su(VAR)3-9.

Практическая значимость

Результаты работы позволяют обобщить и переосмыслить большой массив имеющихся к настоящему времени данных по доменной организации хроматина и репликации в хромосомах дрозофилы. Они также показывают, что политенные хромосомы дрозофилы сохраняют свою актуальность в качестве модели исследования пространственно-временной организации репликации. Получение геномных координат всех компактных (то есть, большинства видимых в световой микроскоп) дисков для целого плеча политенной хромосомы, а также разработка алгоритма для дальнейшего картирования, дает в руки исследователей уникальную возможность сопоставлять результаты, полученные цитологическими методами на ПХ с координатами на геномной карте и, соответственно, с данными по локализации эпигенетических маркеров, полученными при помощи геномных технологий. Разработка новых подходов к анализу репликации и детальная характеристика репликационных паттернов в ПХ делает эти хромосомы удобной моделью для исследования динамики связывания белков с хромосомами в ходе S-фазы.

Некоторые результаты работы использованы в курсе лекций «Материальные основы наследственности», читаемом автором на четвертом курсе Факультета естественных наук Новосибирского Национального Исследовательского Государственного Университета.

Положения, выносимые на защиту

Дисковый рисунок политенных хромосом отражает разделение генома Drosophila на два глобальных типа доменов с контрастными свойствами, которое консервативно в разных тканях и определяет репликационный тайминг у дрозофилы. Эти два типа доменов соответствуют разным морфологическим структурам ПХ - черным дискам и интервалам между ними, представленным чередованием серых дисков и междисков. Черные диски ПХ, характеризующиеся наличием хроматина ruby, соответствуют 60% эухроматиновой части хромосомы 2R, по размеру они лежат в диапазоне 15-500 тпн. Черные диски характеризуются низкой плотностью генов и содержат преимущественно тканеспецифические гены. В разных тканях они представлены молчащими типами хроматина. Границы черных дисков хорошо соответствуют границам топологических доменов и границам зон обогащения H3K27me3, белками SUUR и LAMIN.

Существует значительное сходство пространственно-временной организации репликации в ПХ и хромосомах диплоидных клеток. В обоих типах хромосом интервалы между черными дисками соответствуют зонам ранней инициации репликации. Внутри черных дисков события инициации репликации практически отсутствуют, и репликация в них идет преимущественно от краев к середине. Наблюдается корреляция между временем окончания репликации и размером диска.

Районы поздней репликации являются зонами с консервативным порядком генов и характеризуются низким уровнем разрывов синтении. Они обогащены высоко консервативными некодирующими последовательностями, что позволяет сформулировать гипотезу о наличии в этих районах сложной сети регуляторных элементов, определяющей высокую консервативность порядка генов в этих районах. В пределах рода Drosophila районы ИГХ сохраняют в эволюции низкую плотность распределения генов и репрессивный статус хроматина, оставаясь такими же молчащими, поздно реплицируемыми доменами.

Белок SUUR динамично связывается ПХ в ходе эндоцикла, во время поздней S-фазы его локализация совпадает с локализацией PCNA.

Белок Rifl влияет на репликацию гетерохроматиновых районов политенных хромосом, в том числе на протяженные блоки сателлитной ДНК, и это влияние почти не затрагивает время активации ориджинов, но определяет вероятность их активации.

Степень достоверности и апробация результатов

Все результаты, полученные в ходе выполнения работы, достоверны, что подтверждается логическим обоснованием выводов и согласованностью результатов

данной работы с результатами, полученными другими научными группами. сновные результаты были представлены на более чем двадцати международных конференциях, симпозиумах и конгрессах в России, США, Италии и Китае, Бразилии и Франции, в том числе, были сделаны устные доклады на международной конференции "Дрозофила в генетике и медицине" (Гатчина, Россия, 2020), 14 международной конференции по гетерохроматину дрозофилы (Сполето, Италия, 2019), 26th Wilhelm Bernhard Workshop on the Cell Nucleus (Дижон, Франция, 2019), 25th Wilhelm Bernhard Workshop on the Cell Nucleus (Нижний новгород, Россия, 2017), 13th International conference on Drosophila heterochromatin (Кальяри, Италия, 2017), Международной мини-конференции "Chromosomes and Mitosis - 2016" (Новосибирск, Россия, 2016), Международной конференции «Хромосома» (Новосибирск, Россия, 2009, 2012, 2015), 12 международной конференции по гетерохроматину дрозофилы (Палермо, Италия, 2015), BIT's 5th Annual World Congress of Molecular & Cell Biology (Нанкин, Китай, 2015), 8-й, 9-й и 10-й международных конференциях по гетерохроматину дрозофилы (Губбио, Италия, 2007, 2009, 2011).

Вклад автора

Все основные результаты, вошедшие в диссертацию, получены автором лично как в индивидуальных, так и коллективных исследованиях. Все выводы и теоретические обобщения сделаны автором самостоятельно.

Цитологические исследования на ПХ делались в сотрудничестве с И. Ф. Жимулевым, Е. Н.Андреевой, Е. С.Беляевой, А. А. Юрловой, Д. С.Бебякиной, Д. А.Калашниковой, Болдыревой Л.В., О. В.Демаковой, Г. В.Похолковой. Биоинформатическая часть работы сделана совместоно с Ф. М.Гончаровым и И. В. Макуниным, Д. Прокоповым. Разработанный автором подход для установления геномных координат rb-дисков политенных хромосом D. melanogaster базируется на результатах, полученных И. Ф. Жимулевым, Е. С. Беляевой, Ф. П. Гончаровым, Т. Ю. Зыковой. Отработка метода молекулярного комбинга проводилась совместно с А. В. Иванкиным и С. А. Демаковым. Часть работы по анализу репликации в политенных хромосомах слюнных желез D. melanogaster проводились совместно с Е. Н. Андреевой, О. В. Демаковой, Г. В. Похолковой, Д. А. Калашниковой и А.В. Колодяжной. Микродиссекция и создание микродиссекционных библиотек проведено совместно с С. Романенко. Работы по эволюции районов поздней репликации сделаны совместно с И.В. Макуниным и Н.Г. Андреенковой. Исследования механизма действия белка SUUR проводили совместно с Е. Н. Андреевой, О. В. Посух, Д. С. Бебякиной, Е. С. Беляевой. Анализ эффектов

оверэкспрессии SUUR, его фрагментов и мутантов проводили совместно с Е. Н. Андреевой, Д.С. Калашниковой, А. А. Юрловой. Работы по исследованию влияния гистона Н1 на связывание SUUR с хроматином и репликацию ДНК проводили совместно с Е. Н. Андреевой, Д. Федоровым и группой исследователей из Медицинского колледжа им. Альберта Эйнштейна, Бронкс, Нью-Йорк. Микроскопия сверхвысокого разрешения проводилась совместо с Файтом Шубертом, в институте генетики растений и исследования сельскохозяйственных культур им. Лейбница (1РК) (Гатерслебен, Германия).

Структура и объем работы

Диссертация состоит из семи глав: «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Разработка подхода для установления геномных координат черных дисков политенных хромосом. Картирование гЬ-дисков хромосомы 2Я», «Цитологическое исследование репликации в политенных хромосомах», «Исследование молекулярной организации гЬ-дисков - доменов хромосом Б. melanogaster, характеризующихся поздней репликацией в S-фазе», «Особенности эволюции порядка генов в поздно реплицирующихся доменах генома дрозофилы», «Поиск молекулярных механизмов действия белка SUUR -регулятора репликационного тайминга в политенных хромосомах слюнных желез. Новые факторы, влияющие на репликационный тайминг в политенных хромосомах». Объем диссертации составляет 244 машинописных страницы, включая 68 рисунков, четыре таблицы, семь приложений. Список литературы содержит 351 ссылку.

Публикации по теме диссертации

По теме диссертации опубликовано 25 статей в рецензируемых международных и отечественных журналах (все статьи опубликованы в журналах из списка, рекомендованного Перечнем ВАК РФ) и 2 главы в книге.

Благодарности

Работа выполнена в лаборатории молекулярной цитогенетики Федерального государственного бюджетного учреждения науки Институт молекулярной и клеточной биологии Сибирского отделения Российской академии наук, г. Новосибирск.

Автор выражает благодарность своим учителям и коллегам, без участия которых эта работа не была бы выполнена - И. Ф. Жимулеву, Е. С. Беляевой, И. В. Макунину, Е. Н. Андреевой, Е. И. Волковой, С. А. Демакову, А. А. Юрловой, Н. Г.

Андреенковой, Д. С. Бебякиной, Д. А. Калашниковой, О. В,.Демаковой, Г. В. Похолковой, Л. В. Болдыревой, Ф. П. Гончарову, О. В. Посух, А. В. Иванкину, Д. Е. Корякову, А. В. Колодяжной, В. В. Довгань и всем сотрудникам Лаборатории молекулярной цитогенетики ИМКБ СО РАН.

Сокращения и некоторые термины, принятые в работе

BSA - Bovine serum albumin - бычий сывороточный альбумин

CDK - Cycline dependent kinase - Циклин зависимая киназа

CHK1 - Checkpoint kinase 1 - Чекпоинт киназа 1

CldU- 5-хлор-2'-дезоксиуридин

DamID - DNA adenine methyltransferase identification

DAPI - 4, 6-диамидино-2-фенилиндол

DMSO - Dimethyl sulfoxide

EdU -5-этинил-2'-дезоксиуридин

FISH - флуоресцентная гибридизация in situ

GO - Gene Ontology - биоинформатический проект, унифицировавший терминологию для аннотации генов и их продуктов всех биологических видов (Ashburner et al., 2000) HP1 - Heterochromatin Protein 1, Гетерохроматиновый Белок 1 HU - гидроксимочевина

INTs - районы политенных хромосом, лежащие между rb-дисками. Представлены чередованием серых дисков политенных хромосом и междисков. JdU - 5-йод-2'-дезоксиуридин

LADs - Lamina-Associated Domains, домены, ассоциированные с ядерной ламиной

MCM - Minichromosome Maintains Protein

ORC - Origin Recognition Complex

PBS - phosphate buffer solution - фосфатный буфер

PBST - фосфатный буфер с детергентом

PC - белок Polycomb

PCNA Proliferating cell nuclear antigen

pre-IC - preInitniation Complex - пререпликационный комплекс pre-RC - preReplicating Complex - преинициаторный комплекс PP1 - Protein Phosphatase 1 (PP1). Rif1 - Rap1 interacting factor 1

rb-диски - диски политенных хромосом, соответствующие участкам генома дрозофилы, маркированным хроматином ruby согласно модели 4-х состояний хроматина (Zhimulev et al., 2014). Кроме хроматина ruby включают и другие типы хроматина. Соответствуют черным, то есть, наиболее компактным дискам политенных хромосом. RPA - Replication Protein A SDS - Sodium Dodecyl Sulfate

SSC - standard saline citrate solution - стандартный солевой буфер

SuUR - ген Suppressor of Underreplication, кодирующий белок SUUR

UR(B) - Underreplication according to Belyaeva et al., 2012 - 60 районов интеркалярного

гетерохроматина, геномные координаты и детальное описание которых приведены в статье

Беляевой с соавторами (Belyaeva et al., 2012).

wt - wild type - дикий тип

ИГХ - интеркалярный гетерохроматин

киназа ATM (ataxia telangiectasia mutated) ATM serine/threonine kinase киназа Cdc7 в комплексе с регуляторной субъединицей Dbf4

киназf - ATR (ATM and Rad3-related). ataxia telangiectasia and Rad3-related protein

Серин/треониновая протеинкиназа ATR также известная как атаксия-телеангиэктазия и

Rad3-родственный белок

м.п.н. - миллион пар нуклеотидов

т.п.н. - тысяча пар нуклеотидов

п.н. - пара нуклеотидов

ПХ - политенные хромосомы

ПЦР - полимеразная цепная реакция

Репликационный тайминг - Replication timing - последовательность, в которой участки генома реплицируются в ходе S-фазы. Как правило, речь идет о результатах анализа больших популяций клеток, когда рассматривается соотношение вероятность репликации в ранней и поздней S-фазе для каждой последовательности генома.

СБ и IGA. СБ - синтенные блоки с консервативным порядком генов («orthologous

landmarks», как они названы в первоисточнике), для девяти видов рода Drosophila: D.

melanogaster, D. erecta, D. yakuba, D. ananassae, D. pseudoobscura, D. willistoni, D. virilis, D.

mojavensis и D. grimshawi (von Grotthuss2010). Для построения СБ авторы использовали не

гены напрямую, а «независимые генные якоря» (independent gene anchors или IGA),

которые не учитывают размеры гена. Каждый из якорей соответствует одному гену либо

группе физически связанных (перекрывающихся) генов и считается при этом одной

эволюционной единицей (von Grotthuss2010).

СЖ - слюнные железы

т.п.н. - тысяча пар нуклеотидов

ТАД - топологически ассоциированный домен

ЭМ - электронно-микроскопические

1. Пространственно-временная организация репликации ДНК в геномах эукариот (обзор литературы)

1.1 Понятие о репликационном тайминге и репликационных доменах

У всех эукариот процесс репликации ДНК очень точно регулируется, что необходимо для стабильности генома и поддержания в клеточных поколениях эпигенетических маркеров (Blow, Dutta, 2005; DePamphilis et al., 2006; Groth et al., 2007; Hiratani, Gilbert, 2009; Marchal et al., 2019; Vouzas, Gilbert, 2021). Все районы генома реплицируются в определенном порядке (Zink, 2006; Gilbert et al., 2010; Gillespie, Blow, 2010). Впервые существование определенной последовательности репликации разных участков геномов увидели на цитологическом уровне. Импульсное включение радиоактивно меченого тимидина с последующей визуализацией показало, что гетерохроматиновые районы реплицируются позднее, чем основная масса эухроматина (Lima de Faria 1959). В настоящее время для многих модельных организмов получены детальные геномные профили «репликационного тайминга». Для получения такого профиля, как правило, проводят импульсное включение меченого аналога тимидина ДНК в несинхронизированные клетки, с последующим фракционированием клеток по количеству ДНК, которое отражает стадию клеточного цикла. Как правило, выделяют 2-3 фракции, соответствующие ранней, средней и поздней S-фазе (Gilbert, Cohen, 1987; Schuebeler et al., 2002; Schwaiger et al., 2009; Hulke et al., 2020). Профиль репликации каждому району генома ставит в соответствие соотношение вероятностей его репликации в ранней или поздней фракции. Условно считается, что он отражает время в S-фазе, когда последовательность реплицируется.

Временной профиль репликации отражает неоднородную организацию хроматина, которая, в свою очередь, связана с неоднородной организацией генома. У большинства организмов транскрипционно активный хроматин реплицируется в первой половине S-фазы, в то время как молчащий хроматин реплицируется преимущественно позднее (Gilbert, 2002; Hiratani et al., 2009; Schwaiger et al., 2009; Hansen et al., 2010). Пространственно-временная картина репликации может быть различной в разных типах клеток, отражая различия в эпигенетическом состоянии определенных участков генома (Hiratani et al., 2008; 2010; Pope et al., 2010; Schwaiger et al., 2009). Нарушения временной регуляции репликации приводят к нестабильности генома, дефектам в конденсации хроматина, нарушениям когезии сестринских хроматид и, как следствие, к злокачественной трансформации клеток (Hiratani, Gilbert, 2009).

Репликационный тайминг может регулироваться на уровне протяженных хромосомных доменов (Berezney et al. 2000; Hiratani and Gilbert 2009; Gillespie and Blow 2010). Понятие о протяженных доменах ранней и поздней репликации возникло, в первую очередь, после получения полногеномных профилей репликации из клеток млекопитающих (Hiratani et al., 2008; Pope et al., 2010). У мыши и человека протяженные участки генома, около 1 мпн, характеризуются относительно синхронной инициацией репликации, а их распределение в геноме хорошо соответствует подразделению генома на домены открытого и закрытого хроматина (Ma et al., 1998; Jackson, Pombo, 1998; Julienne et al., 2013). Исследования на дрожжах и клетках млекопитающих показали, что в установлении репликационного тайминга такого домена ключевую роль играет время активации ориджинов репликации (то есть, инициация репликации) (Gillespie and Blow 2010; Jackson et al. 2006). У дрозофилы размер репликационных доменов меньше, и многие поздно реплицирующиеся домены практически не содержат внутри активных ориджинов (Sher et al. 2012). Таким образом, эти участки генома реплицируются поздно не только из-за поздней инициации репликации, но также по причине отсутствия внутри инициации и, как следствие, очень длинных репликонов. Неравномерное распределение ориджинов репликации играет важную роль в организации репликационного тайминга и у млекопитающих Протяженные участки, лишенные сайтов инициации и дающие очень длинные репликоны, в некоторых случаях связаны с нестабильностью хромосом (Cadoret et al. 2008, Debatisse et al., 2012; Durkin and Glover, 2007; Letessier et al., 2011; Norio et al., 2005), поэтому вопросы изучения регуляции репликации в таких районов является важной практической задачей.

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Колесникова Татьяна Дмитриевна, 2022 год

• Список литературы

1. Achary P. M , Majumdar K., Duttagupta A., Mukherjee A. S. Replication of DNA in larval salivary glands of Drosophila after in vivo synchronization // Chromosoma. 1981. V.82. N.4. P.505-514.

2. Aggarwal B. D., Calvi B. R., Chromatin regulates origin activity in Drosophila follicle cells // Nature. 2004. V.430. N.6997. P.372-376.

3. Alabert C., Barth T. K., Reveron-Gomez N., Sidoli S., Schmidt A., Jensen O. N., Imhof A., Groth A.. Two distinct modes for propagation of histone PTMs across the cell cycle // Genes Dev. 2015. V.29. N.6. P.585-590.

4. Alabert C., Bukowski-Wills J. C., Lee S. B., Kustatscher G., Nakamura K., de Lima Alves F., Menard P., Mejlvang J., Rappsilber J., Groth A. Nascent chromatin capture proteomics determines chromatin dynamics during DNA replication and identifies unknown fork components // Nat. Cell. Biol. 2014. V.16. N.3. P.281-293.

5. Alabert C., Groth A. Chromatin replication and epigenome maintenance // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2012. V.13. N.3. P.153-167.

6. Alexandrow M. G., Hamlin J. L. Chromatin decondensation in S-phase involves recruitment of Cdk2 by Cdc45 and histone H1 phosphorylation // J. Cell Biol. 2005. V. 168. P. 875-886.

7. Allemand J. F., Bensimon D., Jullien L., Bensimon A. and Croquette V. pH-dependent specific binding and combing of DNA // Biophys. J. 1997. V. 73. P. 2064-2070.

8. Anan'ev E. V., Iurov Iu B. and Polukarova L. G. [Rate of DNA synthesis and the size of replication units in cell culture of Drosophila melanogaster] // Mol. Biol. (Mosk). 1976. V. 10. P. 987-997.

9. Ananiev E. V., Polukarova L. G., Yurov Y. B., Replication of chromosomal DNA in diploid Drosophila melanogaster cells cultured in vitro // Chromosoma. 1977. V.59. N.3. P.259-272.

10. Andreyenkova N. G, Kokoza E. B., Semeshin V. F, Belyaeva E. S., Demakov S. A., Pindyurin A. V., Andreyeva E. N., Volkova E. I., Zhimulev I. F. Localization and characteristics of DNA underreplication zone in the 75C region of intercalary heterochromatin in Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosoma. 2009. V.118. P.747-761.

11. Andreyenkova N. G., Kolesnikova T. D., Makunin I. V., Pokholkova G. V., Boldyreva L. V., Zykova T. Y., Zhimulev I. F., Belyaeva E. S. Late replication domains are evolutionary conserved in the Drosophila genome // PLoS One. 2013. 8(12): e83319.

12. Andreyeva E.N., Kolesnikova T.D., Demakova O.V., Mendez-Lago M., Pokholkova G.V., Belyaeva E.S., Rossi F., Dimitri P., Villasante A., Zhimulev I.F. High-resolution analysis of Drosophila heterochromatin organization using SuUR Su(var)3-9 double mutants // PNAS. 2007. V.104. P. 12819-12824.

13. Andreyeva E. N., Kolesnikova T. D., Belyaeva E. S., Glaser R. L., Zhimulev I. F. Local DNA underreplication correlates with accumulation of phosphorylated H2Av in the Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosome Res. 2008. V. 16. P. 851-862.

14. Anglana M., Apiou F., Bensimon A., Debatisse M. Dynamics of DNA replication in mammalian somatic cells: nucleotide pool modulates origin choice and interorigin spacing // Cell. 2003. V. 114. P.385-394.

15. Aparicio J. G., Viggiani C. J., Gibson D. G., Aparicio O. M., The Rpd3-Sin3 histone deacetylase regulates replication timing and enables intra-S origin control in Saccharomyces cerevisiae // Mol. Cell Biol. 2004. V.11. P.4769-4780.

16. Arbeitman M. N., Furlong E. E., Imam F., Johnson E., Null B. H., Baker B. S., Krasnow M. A., Scott M. P., Davis R. W., White K. P.. Gene expression during the life cycle of Drosophila melanogaster // Science. 2002. V. 297. P. 2270-2275.

17. Arias E. E., Walter J. C. Strength in numbers: preventing rereplication via multiple mechanisms in eukaryotic cells // Genes Dev. 2007. V. 21. P 497-518.

18. Armstrong R. L., Penke T. J. R., Strahl B. D., Matera A. G., McKay D. J., MacAlpine D. M., Duronio R. J. Chromatin conformation and transcriptional activity are permissive regulators of DNA replication initiation in Drosophila // Genome Res. 2018. V. 28. N. 11. P. 1688-1700.

19. Armstrong R. L., Penke T. J. R., Chao S. K., Gentile G. M., Strahl B. D., Matera A. G., McKay D. J., Duronio R. J. H3K9 Promotes Under-Replication of Pericentromeric Heterochromatin in Drosophila Salivary Gland Polytene Chromosomes // Genes (Basel). 2019. V. 10. N. 2. Pii. E93.

20. Asano M., Wharton R.P. E2F mediates developmental and cell cycle regulation of ORC1 in Drosophila // EMBO J. 1999. V. 18. P. 2435-2448.

21. Ashburner M., Ball C. A., Blake J. A., Botstein D., Butler H., Cherry J. M., Davis A. P., Dolinski K., Dwight S. S., Eppig J. T., Harris M. A., Hill D. P., Issel-Tarver L., Kasarskis A., Lewis S., Matese J. C., Richardson J. E., ... Sherlock G. Gene ontology: tool for the unification of biology. The Gene Ontology Consortium // Nat. Genet. 2000. V. 25. P. 25-29.

22. Babenko V. N., Makunin I. V., Brusentsova I. V., Belyaeva E. S., Maksimov D.A., Belyakin S. N, Maroy P., Vasil'eva L. A., Zhimulev I. F. Paucity and preferential suppression of transgenes in late replication domains of the D. melanogaster genome // BMC Genomics. 2010. V. 21. 11:318.

23. Baker A., Audit B., Chen C. L., Moindrot B., Leleu A., Guilbaud G., Rappailles A., Vaillant C., Goldar A., Mongelard F., d'Aubenton-Carafa Y., Hyrien O., Thermes C., Arneodo A. Replication fork polarity gradients revealed by megabase-sized U-shaped replication timing domains in human cell lines // PLoS Comput. Biol. 2012. V. 8, e1002443.

24. Bannister A. J., Zegerman P., Partridge J. F., Miska E. A., Thomas J. O., Allshire R. C., Kouzarides T. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain // Nature. 2001. V. 410. N. 6824. P. 120-124.

25. Bar-Ziv R., Voichek Y., Barkai N. Chromatin dynamics during DNA replication // Genome Res. 2016. V. 26. N. 9. P. 1245-1256.

26. Beermann W. Chromomerenkonstanz und spezifische Modifikationen der Chromosomenstruktur in der Entwicklung und Organdifferenzierung von Chironomus tentam // Chromosoma. 1952. V. P. 139-198.

27. Beermann W. Structure and function of interphase chromosomes // In: Gerts S. J., editor. Genetics Today: XI International Congress of Genetics; Pergamon Press, Oxford/London/Edinburgh/NewYork/Paris/Frankfurt; 1965. P. 375-384.

28. Bell S. P., Dutta A. DNA replication in eukaryotic cells // Ann. Rev. Biochem. 2002.V. 71. P.333- 374.

29. Belyaeva E. S., Zhimulev I. F., Volkova E. I., Alekseenko A. A., Moshkin Yu. M., Koryakov D. E. Su(UR)ES - a gene supressing DNA underreplication in intercalary and pericentric heterochromatin of Drosophila melanogaster polytene chromosomes // PNAS. 1998. V. 95. P. 7532 - 7537.

30. Belyaeva E. S., Boldyreva L. V., Volkova E. I., Nanayev R. A., Alekseyenko A. A., Zhimulev I. F. Effect of the Suppressor of Underreplication (SuUR) gene on position-effect variegation silencing in Drosophila melanogaster // Genetics. 2003. V. 165. N. 3. P. 1209-1220.

31. Belyaeva E. S., Demakov S. A., Pokholkova G. V., Alekseyenko A. A., Kolesnikova T. D., Zhimulev I. F. DNA underreplication in intercalary heterochromatin regions in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster correlates with the formation of partial chromosomal aberrations and ectopic pairing // Chromosoma. 2006. V.115. N. 5. P. 355-366.

32. Belyaeva E. S., Goncharov F. P., Demakova O. V., Kolesnikova T. D., Boldyreva L. V., Semeshin V. F., Zhimulev I. F. Late replication domains in polytene and non-polytene cells of Drosophila melanogaster // PLoS One. 2012. 7: e30035.

33. Belyakin S. N., Christophides G. K., Alekseyenko A. A., Kriventseva E. V., Belyaeva E. S., Nanayev R. A., Makunin I. V., Kafatos F. C., Zhimulev I. F. Genomic analysis of Drosophila chromosome underreplication reveals a link between replication control and transcriptional territories // PNAS. 2005. V. 102. N. 23. P. 8269-8274.

34. Belyakin S. N., Babenko V. N., Maksimov D. A., Shloma V. V., Kvon E. Z., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Gene density profile reveals the marking of late replicated domains in the Drosophila melanogaster genome // Chromosoma. 2010. V. 119. P. 589-600.

35. Bensimon A., Simon A., Chiffaudel A., Croquette V., Heslot F., Bensimon D. Alignment and sensitive detection of DNA by a moving interface // Science. 1994. V. 265. P. 2096—2098.

36. Bensimon D., Simon A. J., Croquette V. V., Bensimon A. Stretching DNA with a receding meniscus: Experiments and models // Phys. Rev. Lett. 1995. V. 74. P. 4754-4757.

37. Berbenetz N. M., Nislow C., Brown G. W. Diversity of eukaryotic DNA replication origins revealed by genome-wide analysis of chromatin structure // PLoS genetics. 2010. V. 6. N. 9. e1001092.

38. Berendes H. D. Differential replication of male and female X-chromosomes in Drosophila // Chromosoma. 1966. V. 20. N. 1. P. 32-43.

39. Berezney R., Dubey D. D., Huberman J. A. Heterogeneity of eukaryotic replicons, replicon clusters,and replication foci // Chromosoma. 2000. V.108. P.471-484.

40. Berghella L., Dimitri P. The heterochromatic rolled gene of Drosophila melanogaster is extensively polytenized and transcriptionally active in the salivary gland chromocenter // Genetics. 1996. V. 144. P. 117 - 125.

41. Bhutkar A., Schaeffer S. W., Russo S. M., Xu M., Smith T. F., Gelbart W. M. Chromosomal rearrangement inferred from comparisons of 12 Drosophila genomes // Genetics. 2008. V. 179. N. 3. P. 1657-1680.

42. Bickmore W. A., Carothers A. D. Factors affecting the timing and imprinting of replication on a mammalian chromosome // J. Cell Sci. 1995. V.108. P.2801-2809.

43. Bleichert F., Botchan M.R., Berger J.M . Mechanisms for initiating cellular DNA replication // Science. 2017. V. 355. N. 6327. eaah6317.

44. Blow J. J., Dutta A. Preventing re-replication of chromosomal DNA // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2005. V. 6. N. 6. P. 476-486.

45. Boldyreva L. V., Goncharov F. P., Demakova O. V., Zykova T. Y., Levitsky V. G., Kolesnikov N. N., Pindyurin A. V., Semeshin V. F., Zhimulev I. F. Protein and genetic composition of four chromatin types in Drosophila melanogaster cell lines // Curr. Genomics. 2017. V. 18. P. 214-226.

46. Borowiec J. A., Schildkraut C. L. Open sesame: activating dormant replication origins in the mouse immunoglobulin heavy chain (Igh) locus // Curr. Opin. Cell. Biol. 2011. V. 23. P. 284292.

47. Bridges C. B. Salivary chromosome map with a key to the banding of the chromosomes of Drosophila melanogaster // J. Hered. 1935. V.26. P.60 - 64.

48. Bridges C. B., Bridges P. N. Reference map of the salivary gland 2R-chromosome of Drosophila melanogaster // J. Hered. 1939. V. 30. P. 475-476.

49. Brinton B. T., Caddie M. S., Heintz N. H. Position and orientation-dependent effects of a eukaryotic Z-triplex DNA motif on episomal DNA replication in Cos-7 cells // J. Biol. Chem. 1991. V.266. P.5153-5161.

50. Cadoret J. C., Meisch F., Hassan-Zadeh V., Luyten I., Guillet C., Duret L., Quesneville H. and Prioleau M.N. Genome-wide studies highlight indirect links between human replication origins and gene regulation // PNAS. 2008. V. 105. P. 15837-15842.

51. Chan T. F., Ha C., Phong A., Cai D., Wan E., Leung L., Kwok P. Y., Xiao M. A simple DNA stretching method for fluorescence imaging of single DNA molecules // Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. e113.

52. Cardoso-Moreira M., Emerson J. J., Clark A. G., Long M. Drosophila duplication hotspots are associated with late-replicating regions of the genome // PLoS Genet. 2011. V. 7. N. 11. e1002340.

53. Cayrou C., Coulombe P., Vigneron A., Stanojcic S., Ganier O., Peiffer I., Rivals E., Puy A., Laurent-Chabalier S., Desprat R., Mechali M. Genome-scale analysis of metazoan replication origins reveals their organization in specific but flexible sites defined by conserved features. // Genome research. 2011. V. 21. P. 1438-1449.

54. Celniker S. E., Dillon L. A., Gerstein M. B., Gunsalus K. C., Henikoff S., Karpen G. H., et al. Unlocking the secrets of the genome // Nature. 2009. V. 459. P. 927-930.

55. Chagin V.O., Casas-Delucchi C.S., Reinhart M., Schermelleh L., Markaki Y., Maiser A., Bolius J.J., Bensimon A., Fillies M., Domaing P., Rozanov Y.M., Leonhardt H., Cardoso M.C. 4D Visualization of replication foci in mammalian cells corresponding to individual replicons // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 11231.

56. Cherbas L., Hu X., Zhimulev I., Belyaeva E., Cherbas P. EcR isoforms in Drosophila: testing tissue-specific requirements by targeted blockade and rescue // Development. 2003. V. 130. P. 271-284.

57. Collart C., Allen G. E., Bradshaw C. R., Smith J. C., Zegerman P. Titration of four replication factors is essential for the Xenopus laevis midblastula transition // Science. 2013. V. 341. N. 6148. P. 893-896.

58. Collins N., Poot R. A., Kukimoto I., García-Jiménez C., Dellaire G., Varga-Weisz P. D. An ACF1-ISWI chromatin-remodeling complex is required for DNA replication through heterochromatin // Nat. Genet. 2002. V.32. N. 4. P. 627-632.

59. Comoglio F., Paro R. Combinatorial modeling of chromatin features quantitatively predicts DNA replication timing in Drosophila // PLoS Comput. Biol. 2014. V. 10. e1003419.

60. Conti C., Sacca B., Herrick J., et al. Replication fork velocities at adjacent replication origins are coordinately modified during DNA replication in human cells // Mol. Biol. Cell. 2007. V. 18. P. 3059-3067.

61. Cuenca J. B., Galindo M. I., Saura A. O., Sorsa V., de Frutos R. Ultrastructure of regions containing homologous loci in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster and Drosophila subobscura // Chromosoma. 1998; 107: 113-126.

62. De Ferrari L., Aitken S. Mining housekeeping genes with a Naive Bayes classifier // BMC Genomics. 2006. V. 7. 277.

63. de Wit E., van Steensel B. Chromatin domains in higher eukaryotes: insights from genome-wide mapping studies // Chromosoma. 2009. V. 118. N. 1. P. 25-36

64. Deal R. B., Henikoff J. G., Henikoff S. 2010. Genome-wide kinetics of nucleosome turnover determined by metabolic labeling of histones // Science. 2010. V. 328. P. 1161-1164.

65. Debatisse M., Le Tallec B., Letessier A., Dutrillaux B., Brison O. Common fragile sites: mechanisms of instability revisited // Trends Genet. 2012. V. 28. N. 1. P. 22-32.

66. Dej K., Spradling A. C. The endocycle controls nurse cell polytene chromosome structure during Drosophila oogenesis // Development. 1999. V.126. P.293-303.

67. Dellino G. I., Cittaro D., Piccioni R., Luzi L., Banfi S., Segalla S., Cesaroni M., Mendoza-Maldonado R., Giacca M., Pelicci P. G. Genome-wide mapping of human DNA-replication origins: levels of transcription at ORC1 sites regulate origin selection and replication timing // Genome Res. 2013. V. 23. N. 1. P. 1-11.

68. Demakov S., Gortchakov A., Schwartz Y., Semeshin V., Campuzano S., Modolell J., et al. Molecular and genetic organization of Drosophila melanogaster polytene chromosomes: evidence for two types of interband regions // Genetica. 2004. V. 122. P. 311-324.

69. Demakov S. A., Vatolina T. Y., Babenko V. N., Semeshin V. F., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Protein composition of interband regions in polytene and cell line chromosomes of Drosophila melanogaster // BMC Genomics. 2011. V. 12. P. 566.

70. Demakova O. V., Pokholkova G. V., Kolesnikova T. D., Demakov S. A., Andreyeva E. N., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. The SU(VAR)3-9/HP1 complex differentially regulates the compaction state and degree of underreplication of X chromosome pericentric heterochromatin in Drosophila melanogaster // Genetics. 2007. V. 175. N. 2. P. 609-620.

71. Demakova O.V., Demakov S.A., Boldyreva L.V., Zykova T.Y., Levitsky V.G., Semeshin V.F., Pokholkova G.V., Sidorenko D.S., Goncharov F.P., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Faint gray bands in Drosophila melanogaster polytene chromosomes are formed by coding sequences of housekeeping genes // Chromosoma. 2020. V. 129. N. 1. P. 25-44.

72. DePamphilis M. L. Replication origins in metazoan chromosomes: fact or fiction? // BioEssays. 1999. V.21. P. 5-16.

73. DePamphilis M. L. The 'ORC cycle': a novel pathway for regulating eukaryotic DNA replication // Gene. 2003. Vol. 310. P. 1-15.

74. DePamphilis M. L., Blow J. J., Ghosh S., Saha T., Noguchi K., Vassilev A. Regulating the licensing of DNA replication origins in metazoa // Curr. Opin. Cell. Biol. 2006. V. 18. P. 231239.

75. Desprat R., Thierry-Mieg D., Lailler N., Lajugie J., Schildkraut C., Thierry-Mieg J., Bouhassira E. E. Predictable dynamic program of timing of DNA replication in human cells // Genome Res. 2009. V. 19. P. 2288-2299.

76. Devlin R. H., Bingham B., Wakimoto B. T. The organization and expression of the light gene, a heterochromatic gene of Drosophila melanogaster // Genetics. 1990. V. 125. P. 129 -140.

77. Diffley J. F., Labib K. The chromosome replication cycle // J. Cell Sci. 2002. V.115. N.5. P. 869-872.

78. Dijkwel P. A., Vaughn J. P., Hamlin J. L. Replication initiation sites are distributed widely in the amplified CHO dihydrofolate reductase domain // Nucleic Acids Res. 1994. V.22. P.4989-4996.

79. Dimitrova D. S., Gilbert D. M. The spatial position and replication timing of chromosomal domains are both established in early G1 phase // Mol. Cell. 1999. V. 4. P. 983-993.

80. Dixon J. R., Selvaraj S., Yue F., Kim A., Li Y., Shen Y., Hu M., Liu J. S., Ren B. Topological domains in mammalian genomes identified by analysis of chromatin interactions // Nature. 2012. V. 85. P. 376-380.

81. Donaldson A. D., Raghuraman M. K., Friedman K. L., Cross F. R., Brewer B. J., Fangman W. L. CLB5-dependent activation of late replication origins in S. Cerevisiae// Mol. Cell. 1998. V.2. N.2. P.173-82.

82. Doronkin S., Djagaeva I., Beckendorf S. K. The COP9 signalosome promotes degradation of Cyclin E during early Drosophila oogenesis. Dev. Cell. 2003. V. 4. N. 5. P. 699-710.

83. Drysdale R. FlyBase: a database for the Drosophila research community // Methods Mol. Biol. 2008. V. 420. P. 45-59.

84. Durkin S. G., Glover T. W. Chromosome fragile sites // Annu. Rev. Genet. 2007. V. 41. P. 169-192.

85. Duronio R. J., O'Farrell P. H., Xie J. E., Brook A., Dyson N. The transcription factor E2F is required for S phase during Drosophila embryogenesis // Genes Dev. 1995. V. 9. N. 12. P. 1445-1455.

86. Duronio R. J., O'Farrell P. H. Developmental control of the G1 to S transition in Drosophila: cyclin E is a limiting downstream target of E2F // Genes Dev. 1995. V. 9. N. 12. P. 1456-1468.

87. Dvorackova M., Raposo B., Matula P., Fuchs J., Schubert V., Peska V., Desvoyes B., Gutierrez C., Fajkus J.J. Replication of ribosomal DNA in Arabidopsis occurs both inside and outside the nucleolus during S phase progression // Cell Sci. 2018. V. 31. N. 2. jcs202416.

88. Ea V., Baudement M. O., Lesne A., Forne T. Contribution of Topological Domains and Loop Formation to 3D Chromatin Organization // Genes. 2015. V. 6. N. 3. P. 734-750.

89. Eagen K. P., Hartl T. A., Kornberg R. D. Stable Chromosome Condensation Revealed by Chromosome Conformation Capture // Cell. 2015. V. 163. P. 934-946.

90. Eaton M. L., Galani K., Kang S., Bell S. P., MacAlpine D. M. Conserved nucleosome positioning defines replication origins // Genes Dev. 2010. V. 24. P. 748-753.

91. Eaton M. L., Prinz J. A., MacAlpine H. K., Tretyakov G., Kharchenko P. V., MacAlpine D. M. Chromatin signatures of the Drosophila replication program // Genome Res. 2011. V. 21. P. 164-174.

92. Eden E., Navon R., Steinfeld I., Lipson D., Yakhini Z. GOrilla: a tool for discovery and visualization of enriched GO terms in ranked gene lists // BMC Bioinformatics. 2009. V. 10. P. 48.

93. Edenberg H. J., Huberman J. A. Eukaryotic chromosome replication // Annu. Rev. Genet. 1975. V. 9. P. 245-284.

94. Edgar B. A., Orr-Weaver T. L. Endoreplication Cell Cycles: More for Less// Cell. 2001. V.105. P.297-306.

95. Edgar B. A., Zielke N., Gutierrez C. Endocycles: a recurrent evolutionary innovation for post-mitotic cell growth // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2014. V. 15. P. 197-210.

96. El-Sharnouby S., Fischer B., Magbanua J. P., Umans B., Flower R., Choo S. W., Russell S., White R. Regions of very low H3K27me3 partition the Drosophila genome into topological domains // PLoS One. 2017. V. 12. e0172725.

97. Engström P. G., Ho Sui S. J., Drivenes O., Becker T. S., Lenhard B. Genomic regulatory blocks underlie extensive microsynteny conservation in insects // Genome Res. 2007. V. 17. P. 1898-1908.

98. Farkash-Amar S., Lipson D., Polten A., Goren A., Helmstetter C., Yakhini Z., Simon I. Global organization of replication time zones of the mouse genome // Genome Res. 2008. V. 18. P. 1562-1570.

99. Field Y., Kaplan N., Fondufe-Mittendorf Y., Moore I.K., Sharon E., Lubling Y., Widom J., Segal E. Distinct modes of regulation by chromatin encoded through nucleosome positioning signals // PLoS Comput. Biol. 2008. V. 4. e1000216.

100. Filion G. J., van Bemmel J. G., Braunschweig U., Talhout W., Kind J., Ward L.D., Brugman W., de Castro I. J., Kerkhoven R. M., Bussemaker H. J., van Steensel B. Systematic protein location mapping reveals five principal chromatin types in Drosophila cells // Cell. 2010. V. 143. P. 212-224.

101. Flickinger R. A. Possible role of H1 histone in replication timing // Dev. Growth Differ. 2015. V. 57. N. 1. P. 1-9.

102. Gall J. G., Cohen E. H., Polan M. L. Repetitive DNA sequences in Drosophila // Chromosoma. 1971. V.33. P.319-344.

103. Ghavi-Helm Y., Klein F. A., Pakozdi T., Ciglar L., Noordermeer D., Huber W., Furlong E. E. Enhancer loops appear stable during development and are associated with paused polymerase // Nature. 2014. V. 512. N. 7512. P. 96-100.

104. Giardine B., Riemer C., Hardison R. C., Burhans R., Elnitski L., Shah P., Zhang Y., Blankenberg D., Albert I., Taylor J., Miller W., Kent W. J., Nekrutenko A. Galaxy: a platform for interactive large-scale genome analysis // Genome Res. 2005. V. 15. P. 1451-1455.

105. Gibert J. M., Karch F. The Polycomb group protein CRAMPED is involved with TRF2 in the activation of the histone H1 gene // Chromosoma. 2011. V. 120. P. 297-307.

106. Gilbert D. M. Replication timing and metazoan evolution // Nat. Genet. 2002. V.32. P.336-337.

107. Gilbert D. M., Cohen S. N. Bovine papilloma virus plasmids replicate randomly in mouse fibroblasts throughout S phase of the cell cycle // Cell. 1987. V. 50. N. 1. P. 59-68.

108. Gilbert D. M., Takebayashi S. I., Ryba T., Lu J., Pope B. D., Wilson K .A. ,Hiratani I. Space and time in the nucleus: developmental control of replication timing and chromosome architecture // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 2010. V. 75. P. 143-153.

109. Gillespie P. J., Blow J. J. Clusters, factories and domains: the complex structure of S-phase comes into focus // Cell Cycle. 2010. V. 9. P. 3218-3226.

110. Goren A., Tabib A., Hecht M. and Cedar H. DNA replication timing of the human beta-globin domain is controlled by histone modification at the origin // Genes Dev. 2008. V. 22. P. 1319-1324.

111. Gortchakov A. A., Eggert H., Gan M., Mattow J., Zhimulev I. F., Saumweber H. Chriz, a chromodomain protein specific for the interbands of Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosoma. 2005. V. 114. P. 54-66.

112. Gros J., Kumar C., Lynch G., Yadav T., Whitehouse I., Remus D. Post-licensing Specification of Eukaryotic Replication Origins by Facilitated Mcm2-7 Sliding along DNA // Mol. Cell. 2015. V. 60. N. 5. P. 797-807.

113. Groth A., Rocha W., Verreault A., Almouzni G. Chromatin challenges during DNA replication and repair // Cell. 2007. V. 128. P. 721-733.

114. Guglielmi B., La Rochelle N., Tjian R. Gene-specific transcriptional mechanisms at the histone gene cluster revealed by single-cell imaging // Mol. Cell. 2013. V. 51. N. 4. P. 480-492.

115. Guilbaud G., Rappailles A., Baker A., Chen C. L., Arneodo A., Goldar A., d'Aubenton-Carafa Y., Thermes C., Audit B., Hyrien O. Evidence for sequential and increasing activation of replication origins along replication timing gradients in the human genome // PLoS Comput. Biol. 2011. V. 7. e1002322.

116. Haerty W., Jagadeeshan S., Kulathinal R. J., Wong A., Ravi Ram K., Sirot L. K., Levesque L., Artieri C. G., Wolfner M. F., Civetta A., Singh RS. Evolution in the fast lane: rapidly evolving sex-related genes in Drosophila // Genetics. 2007. V. 177. N. 3. P. 1321-1335.

117. Hagele K., Kalisch W. E. Initial phases of DNA synthesis in Drosophila melanogaster. I. Differential participation in replication of the X chromosomes in males and females // Chromosoma. 1974. V. 47. N. 4. P. 403-413.

118. Hamlin J. L., Mesner L. D., Lar O., Torres R., Chodaparambil S. V., Wang L. A revisionist replicon model for higher eukaryotic genomes // J. Cell Biochem. 2008. 105, 321-329.

119. Hansen R. S., Thomas S., Sandstrom R., Canfield T. K., Thurman R. E., Weaver M., Dorschner M. O., Gartler S. M., Stamatoyannopoulos J. A. Sequencing newly replicated DNA reveals widespread plasticity in human replication timing // PNAS. 2010. V. 107. P. 139-144.

120. Harmston N., Ing-Simmons E., Tan G., Perry M., Merkenschlager M., Lenhard B. Topologically associating domains are ancient features that coincide with Metazoan clusters of extreme noncoding conservation // Nat. Commun. 2017. V. 8. P. 441.

121. Harris M. A., Clark J., Ireland A., Lomax J., Ashburner M., Foulger R. , et al. The Gene Ontology (GO) database and informatics resource // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32 (Database issue). D258-261.

122. Hassel C., Zhang B., Dixon M., Calvi B. R. Induction of endocycles represses apoptosis independently of differentiation and predisposes cells to genome instability // Development. 2014. V. 141.N. 1. P. 112-123.

123. Hayashi M. T., Takahashi T. S., Nakagawa T., Nakayama J., Masukata H. The heterochromatin protein Swi6/HP1 activates replication origins at the pericentromeric region and silent mating-type locus // Nat. Cell Biol. 2009. V. 11. P. 357-362.

124. Heichinger C., Penkett C. J., Bahler J., Nurse P. Genome-wide characterization of fission yeast DNA replication origins // EMBO J. 2006. V. 25. P. 5171-5179.

125. Hendricks S. P., Mathews C. K. Differential effects of hydroxyurea upon deoxyribonucleoside triphosphate pools, analyzed with vaccinia virus ribonucleotide reductase // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 29519-29523.

126. Herrick J. Genetic variation and DNA replication timing, or why is there late replicating DNA? // Evolution. 2011. V. 65. P. 3031-3047.

127. Herrick J., Bensimon A. Global regulation of genome duplication in eukaryotes: an overview from the epifluorescence microscope // Chromosoma. 2008. V. 117. P. 243-260.

128. Herrick J., Michalet X., Conti C., Schurra C, Bensimon A. Quantifying single gene copy number by measuring fluorescent probe lengths on combed genomic DNA // PNAS. 2000. V. 97. P. 222-227.

129. Hiratani I., Gilbert D. M. Replication timing as an epigenetic mark // Epigenetics. 2009. V. 4. P. 93-97.

130. Hiratani I., Ryba T., Itoh M., Rathjen J., Kulik M., Papp B., Fussner E., Bazett-Jones D. P., Plath K., Dalton S., Rathjen P. D., Gilbert D. M. Genome-wide dynamics of replication timing revealed by in vitro models of mouse embryogenesis // Genome Res. 2010. V. 20. P. 155-169.

131. Hiratani I., Ryba T., Itoh M., Yokochi T., Schwaiger M., Chang C. W., Lyou Y., Townes T. M., Schubeler D., Gilbert D. M. Global reorganization of replication domains during embryonic stem cell differentiation // PLoS Biol. 2008. V. 6. e245.

132. Hiratani I., Takebayashi S., Lu J., Gilbert D. M. Replication timing and transcriptional control: beyond cause and effect—part II // Curr. Opin. Genet. Dev. 2009. V. 19. P. 142-149.

133. Hoskins R. A., Carlson J. W., Wan K. H., Park S., Mendez I., Galle S. E., Booth B. W., Pfeiffer B. D., George R. A., Svirskas R., Krzywinski M., Schein J., Accardo M. C., Damia E. et al. The Release 6 reference sequence of the Drosophila melanogaster genome // Genome Res. 2015. V. 25. N. 3. P. 445-458.

134. Hou C., Li L., Qin Z. S., Corces V. G. Gene density, transcription, and insulators contribute to the partition of the Drosophila genome into physical domains // Mol. Cell. 2012. V. 48. P. 471-484.

135. Hu Y., Sopko R., Chung V., Studer R. A., Landry S. D., Liu D., Rabinow L. ,Gnad F., Beltrao P., Perrimon N. iProteinDB: an integrative database of Drosophila post-translational modifications // G3 (Bethesda). 2019. V. 9. N. 1. P. 1-11.

136. Hulke M.L., Massey D.J., Koren A. Genomic methods for measuring DNA replication dynamics // Chromosome Res. 2020. V. 28. N. 1. P. 49-67.

137. Hyrien O., Rappailles A., Guilbaud G., Baker A., Chen C. L., Goldar A., Petryk N., Kahli M., Ma E., d'Aubenton-Carafa Y., Audit B., Thermes C., Arneodo A. From simple bacterial and archaeal replicons to replication N/U-domains // J. Mol. Biol. 2013. V. 425. N. 23. P. 4673-4689.

138. Ibarra A., Schwob E., Mendez J. Excess MCM proteins protect human cells from replicative stress by licensing backup origins of replication // PNAS. 2008. V. 105. P. 8956-8961.

139. Ilves I., Petojevic T., Pesavento J. J., Botchan M. R. Activation of the MCM2-7 helicase by association with Cdc45 and GINS proteins // Mol. Cell. 2010. V. 37. P. 247-258.

140. Jackson D. A., Pombo A. Replicon clusters are stable units of chromosome structure: evidence that nuclear organization contributes to the efficient activation and propagation of S phase in human cells // J. Cell Biol. 1998. V.140. N.6. P.1285-1295.

141. Jackson L. P., Reed S. I., Haase S. B. Distinct mechanisms control the stability of the related S-phase cyclins Clb5 and Clb6 // Mol Cell Biol. 2006. V. 26. P. 2456-2466.

142. Jeon Y., Bekiranov S., Karnani N., Kapranov P., Ghosh S., MacAlpine D., Lee C., Hwang D.S., Gingeras T.R., Dutta A. Temporal profile of replication of human chromosomes // PNAS. 2005. V. 102. P. 6419-6424.

143. Jorgensen H. F., Azuara V., Amoils S., Spivakov M., Terry A., Nesterova T., Cobb B. S., Ramsahoye B., Merkenschlager M., Fisher A. G. The impact of chromatin modifiers on the timing of locus replication in mouse embryonic stem cells // Genome Biol. 2007. V. 8. R169.

144. Julienne H., Zoufir A., Audit B., Arneodo A. Human genome replication proceeds through four chromatin states // PLoS Comput. Biol. 2013. V. 9. N. 10. e1003233.

145. Karolchik D., Hinrichs A. S., Furey T. S., Roskin K. M., Sugnet C. W., Haussler D., Kent W. J. The UCSC Table Browser data retrieval tool // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32 (Database issue). D493-6.

146. Karpen G. H., Spradling A. C. Reduced DNA polytenization of a minichromosome region undergoing position-effect variegation in Drosophila // Cell. 1990. V. 63. P. 97-107.

147. Katsuno Y., Suzuki A., Sugimura K., Okumura K., Zineldeen D.H., Shimada M., Niida H., Mizuno T., Hanaoka F., Nakanishi M. Cyclin A-Cdk1 regulates the origin firing program in mammalian cells // PNAS. 2009. V. 106. P. 3184-3189.

148. Kaufmann B. Distribution of induced breaks along the X-chromosome of Drosophila melanogaster // PNAS. 1939. V. 25. P. 571-577.

149. Kavi H., Emelyanov A. V., Fyodorov D. V., Skoultchi A. I. Independent biological and biochemical functions for individual structural domains of Drosophila linker histone H1 // J. Biol. Chem. 2016. V. 291. N. 29. P. 15143-15155.

150. Kerem B. S., Goitein R., Diamond G., Cedar H., Marcus M. Mapping of DNAase I sensitive regions on mitotic chromosomes // Cell. 1984. V. 38. P. 493-499.

151. Kharchenko P. V., Alekseyenko A. A., Schwartz Y. B., Minoda A., Riddle N. C., Ernst J., et al. Comprehensive analysis of the chromatin landscape in Drosophila melanogaster // Nature. 2011. V. 471. P. 480-485.

152. Khoroshko V. A., Levitsky V. G., Zykova T. Y., Antonenko O. V., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Chromatin heterogeneity and distribution of regulatory elements in the late-replicating intercalary heterochromatin domains of Drosophila melanogaster chromosomes // PLoS One. 2016. V. 11. e0157147.

153. Kim M., Ekhteraei-Tousi S., Lewerentz J., Larsson J. The X-linked 1.688 Satellite in Drosophila melanogaster Promotes Specific Targeting by Painting of Fourth // Genetics. 2018. V. 208. P. 623-632.

154. Knoblich J.A., Sauer K., Jones L., Richardson H., Saint R., Lehner C.F. Cyclin E controls S phase progression and its down-regulation during Drosophila embryogenesis is required for the arrest of cell proliferation // Cell. 1994. V. 77. N. 1. P. 107-120.

155. Kolesnikova T. D., Goncharov F. P., Zhimulev I. F. Similarity in replication timing between polytene and diploid cells is associated with the organization of the Drosophila genome // PLoS One. 2018. V. 13. N. 4. e0195207.

156. Kolesnikova T. D., Makunin I. V., Volkova E. I., Pirrotta V., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Functional dissection of the Suppressor of UnderReplication protein of Drosophila melanogaster: identification of domains influencing chromosome binding and DNA replication // Genetica. 2005. V. 124. P. 187-200.

157. Kolesnikova T. D., Posukh O. V., Andreyeva E. N., Bebyakina D. S., Ivankin A. V., Zhimulev I. F. Drosophila SUUR protein associates with PCNA and binds chromatin in a cell cycle-dependent manner // Chromosoma. 2013. V. 122. P. 55-66.

158. Kolesnikova T. D., Semeshin V. F., Andreyeva E. N., Zykov I. A., Kokoza E. B., Kalashnikova D. A., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Induced decondensation of heterochromatin in Drosophila melanogaster polytene chromosomes under condition of ectopic expression of the Supressor of underreplication gene // Fly. 2011. V. 5. N. 3. P. 181-190.

159. Koryakov D. E., Alekseenko A. A., Zhimulev I. F. Dynamic organization of the ß-heterochromatin in the Drosophila melanogaster politene X chromosome // Mol. Gen. Genet. 1999. V. 260. P.503-509.

160. Koryakov D. E., Domanitskaya E. V., Belyakin S. N., Zhimulev I. F. Abnormal tissue-dependent polytenization of a block of chromosome 3 pericentric heterochromatin in Drosophila melanogaster // J. Cell Sci. 2003. V.116. Pt.6. P.1035-1044.

161. Koryakov D. E., Pokholkova G. V., Maksimov D. A., Belyakin S. N., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Induced transcription results in local changes in chromatin structure, replication

timing, and DNA polytenization in a site of intercalary heterochromatin // Chromosoma. 2012. V. 121.P. 573-583.

162. Koryakov D. E., Reuter G., Dimitri P., Zhimulev I. F. The SuUR gene influences the distribution of heterochromatic proteins HP1 and SU(VAR)3-9 on nurse cell polytene chromosomes of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 2006. V. 115. P. 296-310.

163. Koryakov D. E., Walther M., Ebert A., Lein S., Zhimulev I. F., Reuter G. The SUUR protein is involved in binding of SU(VAR)3-9 and methylation of H3K9 and H3K27 in chromosomes of Drosophila melanogaster // Chromosome Res. 2011. V. 19. N. 2. P. 235-249.

164. Koryakov D. E., Zhimulev I. F. DNA replication in nurse cell polytene chromosomes of Drosophila melanogaster otu mutants // Chromosoma. 2015. V. 124. P. 95-106.

165. Kozlova T., Semeshin V. F., Tretyakova I. V., Kokoza E. B., Pirrotta V., Grafodatskaya V. E., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Molecular and cytogenetical characterization of the 10A1-2 band and adjoining region in the Drosophila melanogaster polytene X chromosome // Genetics. 1994. V. 136. P. 1063-1073.

166. Krasinska L., Besnard E., Cot E., Dohet C., Mechali M., Lemaitre J. M., Fisher D. Cdk1 and Cdk2 activity levels determine the efficiency of replication origin firing in Xenopus // EMBO J. 2008. V. 27. P. 758-769.

167. Krishna T. S., Kong X. P., Gary S., Burgers P. M., Kuriyan J. Crystal structure of the eukaryotic DNA polymerase processivity factor PCNA // Cell. 1994. V. 79. N. 7. P. 1233-1243.

168. Kurat C. F., Yeeles J. T. P., Patel H., Early A., Diffley J. F. X. Chromatin controls DNA replication origin selection, lagging-strand synthesis, and replication fork rates // Mol. Cell. 2017. V. 65. N. 1. P. 117-130.

169. Lachner M., O'Carroll D., Rea S., Mechtler K., Jenuwein T. Methylation of histone H3 lysine 9 creates a binding site for HP1 proteins // Nature. 2001. V. 410. N. 6824. P. 116-120.

170. Lakhotia S. C., Sinha P. Replication in Drosophila chromosomes. X. Two kinds of active replicons in salivary gland polytene nuclei and their relation to chromosomal replication patterns // Chromosoma. 1983. V.88. N.4. P.265-276.

171. Lande-Diner L., Zhang J., Cedar H. Shifts in replication timing actively affect histone acetylation during nucleosome reassembly // Mol. cell. 2009. V. 34. P. 767-774.

172. Lebofsky R., Bensimon A. Single DNA molecule analysis: applications of molecular combing // Brief Funct. Genomic Proteomic. 2003. V. 1. P. 385-396.

173. Lebofsky R., Heilig R., Sonnleitner M., Weissenbach J., Bensimon A. DNA replication origin interference increases the spacing between initiation events in human cells // Mol. Biol. Cell. 2006. V. 17. P. 5337-5345.

174. Lee H. O., Davidson J. M., Duronio R. J. Endoreplication: polyploidy with purpose // Genes Dev. 2009. V. 23. P. 2461-2477.

175. Lefevre G. A photographic representation and interpretation of the polytene chromosomes of Drosophila melanogaster salivary glands // Eds. M. Ashburner, E. Novitski. London; New York. Academic Press. 1976. V.1a. P.31-66.

176. Letessier A., Millot G. A., Koundrioukoff S., Lachages A. M., Vogt N., Hansen R. S., Malfoy B., Brison O., Debatisse M. Cell-type-specific replication initiation programs set fragility of the FRA3B fragile site // Nature. 2011. V. 470. N. 7332. P. 120-123.

177. Lilly M. A., Spradling A. C. The Drosophila endocycle is controlled by Cyclin E and lacks a checkpoint ensuring S-phase completion // Genes Dev. 1996. V.10. P.2514-2526.

178. Lima-de-Faria A. Differential uptake of tritiated thymidine into hetero- and euchromatin inMelanoplus and Secale // J. Biophys. Biochem. Cytol. 1959. V. 6. N. 3. P. 457-466.

179. Loupart M.-L., Krause S. A., Heck M. M. S. Aberrant replication timing induces defective chromosome condensation in Drosophila ORC2 mutants // Curr. Biol. 2000. V.10. P.1547-1556.

180. Lu X., Wontakal S. N., Emelyanov A. V., Morcillo P., Konev A. Y., Fyodorov D. V., Skoultchi A. I. Linker histone H1 is essential for Drosophila development, the establishment of pericentric heterochromatin, and a normal polytene chromosome structure // Genes Dev. 2009. V. 23. N. 4. P. 452-465.

181. Lu Z. H., Sittman D. B., Romanowski P., Leno G. H. Histone H1 reduces the frequency of initiation in Xenopus egg extract by limiting the assembly of prereplication complexes on sperm chromatin // Mol. Biol. Cell. 1998. V. 9. N. 5. P. 1163-1176.

182. Lubelsky Y., Prinz J. A., DeNapoli L., Li Y., Belsky J. A., MacAlpine D.M. DNA replication and transcription programs respond to the same chromatin cues // Genome Res. 2014. V. 24. P.1102-1114.

183. Lubelsky Y., Sasaki T., Kuipers M. A., Lucas I., Le Beau M. M., Carignon S., Debatisse M., Prinz J. A., Dennis J. H., Gilbert D. M. Pre-replication complex proteins assemble at regions of low nucleosome occupancy within the Chinese hamster dihydrofolate reductase initiation zone // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39. N. 8. P. 3141-3155.

184. Ma H., Samarabandu J., Devdhar R. S., Acharya R., Cheng P. C., Meng C., Berezney R. Spatial and temporal dynamics of DNA replication sites in mammalian cells // J. Cell. Biol. 1998. V. 143. P.1415-1425.

185. MacAlpine D. M., Rodriguez H. K., Bell S. P. Coordination of replication and transcription along a Drosophila chromosome// Genes Dev. 2004. V.18. N.24. P.3094-3105.

186. MacAlpine H. K., Gordân R., Powell S. K., Hartemink A. J., MacAlpine D. M. Drosophila ORC localizes to open chromatin and marks sites of cohesin complex loading // Genome Res. 2010. V. 20. P. 201-211.

187. Madigan J. P., Chotkowski H. L., Glaser R. L. DNA double-strand break-induced phosphorylation of Drosophila histone variant H2Av helps prevent radiation-induced apoptosis // Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. N. 17. P. 3698-3705.

188. Maksimov D. A., Koryakov D. E., Belyakin S. N. Developmental variation of the SUUR protein binding correlates with gene regulation and specific chromatin types in D. melanogaster // Chromosoma. 2014. V. 123. P. 253-264.

189. Makunin I. V., Volkova E. I., Belyaeva E. S., Nabirochkina E. N., Pirrotta V., Zhimulev I. F. The Drosophila Suppressor of Underreplication protein binds to late-replicating regions of polytene chromosomes // Genetics. 2002. V.160. P.1023-1034.

190. Makunin I. V., Shloma V. V., Stephen S. J., Pheasant M., Belyakin S. N. Comparison of ultra-conserved elements in drosophilids and vertebrates // PLoS One. 2013. V. 8. N. 12. e82362.

191. Mal'ceva N. I., Gyurkovics H., Zhimulev I. F. General characteristics of the polytene chromosome from ovarian pseudonurse cells of the Drosophila melanogaster otu11 and fs(2)B mutants // Chromosome Res. 1995. V. 3. P. 191-200.

192. Mantiero D., Mackenzie A., Donaldson A., Zegerman P. Limiting replication initiation factors execute the temporal programme of origin firing in budding yeast // EMBO J. 2011. V. 30. N. 23. P. 4805-4814.

193. Maqbool S. B., Mehrotra S., Kolpakas A., Durden C., Zhang B., Zhong H., Calvi B. R. Dampened activity of E2F1-DP and Myb-MuvB transcription factors in Drosophila endocycling cells // J. Cell Sci. 2010. V. 123. Pt 23. P. 4095-4106.

194. Marchal C., Sima J., Gilbert D.M. Control of DNA replication timing in the 3D genome // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2019. V. 20. N. 12. P. 721-737.

195. Marheineke K., Hyrien O., Krude T. Visualization of bidirectional initiation of chromosomal DNA replication in a human cell free system // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. N. 21. P. 6931-6941.

196. Marheineke K., Hyrien O. Control of replication origin density and firing time in Xenopus egg extracts: role of a caffeine-sensitive, ATR-dependent checkpoint // The J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 28071-28081.

197. Maya-Mendoza A., Petermann E., Gillespie D. A., Caldecott K. W., Jackson D. A. Chk1 regulates the density of active replication origins during the vertebrate S phase // The EMBO J. 2007. V. 26. P. 2719-2731.

198. McCune H. J., Danielson L. S., Alvino G. M., Collingwood D., Delrow J. J., Fangman W. L., Brewer B. J., Raghuraman M. K. The temporal program of chromosome replication: genomewide replication in clb5{Delta} Saccharomyces cerevisiae // Genetics. 2008. V. 180. P. 1833-1847.

199. McGuffee S. R., Smith D. J., Whitehouse I. Quantitative, genome-wide analysis of eukaryotic replication initiation and termination // Mol. Cell. 2013. V. 50. N. 1. P. 123-135.

200. McIntosh D., Blow J.J. Dormant origins, the licensing checkpoint, and the response to replicative stresses // Cold Spring Harb. Perspect Biol. 2012. V. 4. N. 10. a012955.

201. Mechali M. Eukaryotic DNA replication origins: many choices for appropriate answers // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2010. V. 11. P. 728-738.

202. Mejlvang J., Feng Y., Alabert C., Neelsen K. J., Jasencakova Z., Zhao X., Lees M., Sandelin A., Pasero P., Lopes M., Groth A. New histone supply regulates replication fork speed and PCNA unloading // J. Cell Biol. 2014. V. 204. N. 1. P. 29-43.

203. Mesner L. D., Valsakumar V., Karnani N., Dutta A., Hamlin J. L., Bekiranov S. Bubble-chip analysis of human origin distributions demonstrates on a genomic scale significant clustering into zones and significant association with transcription // Genome Res. 2011. V. 21. P. 377-389.

204. Mesner L. D., Valsakumar V., Cieslik M., Pickin R., Hamlin J. L., Bekiranov S. Bubble-seq analysis of the human genome reveals distinct chromatin-mediated mechanisms for regulating early- and late-firing origins // Genome Res. 2013. V. 23. N. 11. P. 1774-1788.

205. Meyer L. R., Zweig A. S., Hinrichs A. S., Karolchik D., Kuhn R. M., Wong M., Sloan C. A., Rosenbloom K. R., Roe G., Rhead B. et al. The UCSC Genome Browser database: extensions and updates // 2013. Nucleic Acids Res. 2013. V. 41 (Database issue). D64-9.

206. Miao H., Seiler J. A., Burhans W. C. Regulation of cellular and SV40 virus origins of replication by Chk1-dependent intrinsic and UVC radiation-induced checkpoints // J. Biol. Chem. 2003. V.278. N.6. P.4295-4304.

207. Michalet X., Ekong R., Fougerousse F., Rousseaux S., Schurra C., Hornigold N., van Slegtenhorst M., Wolfe J., Povey S., Beckmann J. S., Bensimon A. Dynamic molecular combing: stretching the whole human genome for high-resolution studies // Science. 1997. V. 277. P. 15181523.

208. Miklos G. L., Yamamoto M. T., Davies J., Pirrotta V. Microcloning reveals a high frequency of repetitive sequences characteristic of chromosome 4 and the beta-heterochromatin of Drosophila melanogaster // PNAS. 1988. V. 85. N. 7. P. 2051-2055.

209. Milon B., Sun Y., Chang W., Creasy T., Mahurkar A., Shetty A., Nurminsky D., Nurminskaya M. Map of open and closed chromatin domains in Drosophila genome // BMC Genomics. 2014. V. 15. P. 988.

210. Miotto B., Ji Z., Struhl K. Selectivity of ORC binding sites and the relation to replication timing, fragile sites, and deletions in cancers // PNAS. 2016. V. 113. N. 33. E4810-9.

211. Mishra A., Lakhotia S. C. Replication in Drosophila chromosomes. VII. Influence of prolonged larval life on patterns of replication in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 1982. V.85. N.2. P.221-236.

212. ModENCODE Consortium, Roy S., Ernst J., Kharchenko P. V., Kheradpour P., Negre N., Eaton M. L., Landolin J. M., Bristow C. A., Ma L. et al. Identification of functional elements and regulatory circuits by Drosophila modENCODE // Science. 2010. V. 330. N. 6012. P. 1787-1797.

213. Moldovan G. L., Pfander B., Jentsch S. PCNA, the maestro of the replication fork // Cell. 2007. V. 129. N. 4. P. 665-679.

214. Munden A., Rong Z., Sun A., Gangula R., Mallal S., Nordman J. T. Rif1 inhibits replication fork progression and controls DNA copy number in Drosophila. Elife. 2018. V. 7. e39140.

215. Musialek M. W., Rybaczek D. Behavior of replication origins in Eukaryota - spatiotemporal dynamics of licensing and firing // Cell Cycle. 2015. V. 14. N. 14. P. 2251-2264.

216. Nakanishi M., Katsuno Y., Niida H., Murakami H., Shimada M. Chk1-cyclin A/Cdk1 axis regulates origin firing programs in mammals // Chromosome research. 2010. V. 18. P. 103-113.

217. Nakayama J., Rice J. C., Strahl B. D., Allis C. D., Grewal S. I. Role of histone H3 lysine 9 methylation in epigenetic control of heterochromatin assembly // Science. 2001. V. 292. N. 5514. P. 110-113.

218. Naruyama H., Shimada M., Niida H., Zineldeen D.H., Hashimoto Y., Kohri K., Nakanishi M. Essential role of Chk1 in S phase progression through regulation of RNR2 expression // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2008. V. 374. P. 79-83.

219. Nordman J. T., Kozhevnikova E. N., Verrijzer C. P., Pindyurin A. V., Andreyeva E. N., Shloma V. V., Zhimulev I. F., Orr-Weaver T. L. DNA copy-number control through inhibition of replication fork progression // Cell Rep. 2014. V. 9. N. 3. P. 841-849.

220. Nordman J. T., Orr-Weaver T. L. Understanding replication fork progression, stability, and chromosome fragility by exploiting the Suppressor of Underreplication protein // Bioessays. 2015. V. 37. N. 8. P. 856-861.

221. Norio P., Kosiyatrakul S., Yang Q., Guan Z., Brown N. M., Thomas S., Riblet R., Schildkraut C. L. Progressive activation of DNA replication initiation in large domains of the immunoglobulin heavy chain locus during B cell development // Mol. Cell. 2005. V. 20. P. 575587.

222. Nozaki T., Imai R., Tanbo M., Nagashima R., Tamura S., Tani T., Joti Y., Tomita M., Hibino K., Kanemaki M. T., Wendt K. S., Okada Y., Nagai T., Maeshima K. Dynamic

organization of chromatin domains revealed by super-resolution live-cell imaging // Mol. Cell. 2017. V. 67. N. 2. P. 282-293. e7.

223. Pak D. T., Pflumm M., Chesnokov I., Huang D. W., Kellum R., Marr J., Romanowski P., Botchan M. R. Association of the origin recognition complex with heterochromatin and HP1 in higher eukaryotes // Cell. 1997. V.91. N.3. P.311-323.

224. Patel P. K., Kommajosyula N., Rosebrock A., Bensimon A., Leatherwood J., Bechhoefer J., Rhind N. The Hsk1(Cdc7) replication kinase regulates origin efficiency // Mol. Biol. Cell. 2008. V. 19. P. 5550-5558.

225. Paulsen R. D., Cimprich K. A. The ATR pathway: fine-tuning the fork // DNA Repair. 2007. V. 6. P. 953-966.

226. Pavan C. Morphological and physiological aspects of chromosomal activities. In: Proc. X lnt. Congr. Genet. Toronto: Univ. of Toronto Press. 1959. P. 321-336.

227. Pereira P. D., Serra-Caetano A., Cabrita M., Bekman E., Braga J., Rino J., Santus R., Filipe P. L., Sousa A. E., Ferreira J. A.Quantification of cell cycle kinetics by EdU (5-ethynyl-2'-deoxyuridine)-coupled-fluorescence-intensity analysis // Oncotarget. 2017. V. 8. N. 25. P. 4051440532.

228. Peric-Hupkes D., Meuleman W., Pagie L., Bruggeman S. W., Solovei I., Brugman W., Gräf S., Flicek P., Kerkhoven R. M., van Lohuizen M., Reinders M., Wessels L., van Steensel B. Molecular maps of the reorganization of genome-nuclear lamina interactions during differentiation // Mol. Cell. 2010. V. 38. N. 4. P. 603-613.

229. Petermann E., Caldecott K. W. Evidence that the ATR/Chk1 pathway maintains normal replication fork progression during unperturbed S phase // Cell cycle. 2006. V. 5. N. 2203-2209.

230. Petermann E., Maya-Mendoza A., Zachos G., Gillespie D. A., Jackson D. A., Caldecott K. W. Chk1 requirement for high global rates of replication fork progression during normal vertebrate S phase // Mol. Cell. Biol. 2006. V. 26. P. 3319-3326.

231. Petrov D. A. DNA loss and evolution of genome size in Drosophila // Genetica. 2002. V. 115. N. 1. P. 81-91.

232. Petruk S., Black K. L., Kovermann S. K., Brock H. W., Mazo A. Stepwise histone modifications are mediated by multiple enzymes that rapidly associate with nascent DNA during replication // Nat Commun. 2013. V. 4. P. 2841.

233. Petruk S., Cai J., Sussman R., Sun G., Kovermann S. K., Mariani S. A., Calabretta B., McMahon S. B., Brock H. W., Iacovitti L., Mazo A. Delayed accumulation of H3K27me3 on nascent DNA is essential for recruitment of transcription factors at early stages of stem cell differentiation // Mol. Cell. 2017. V. 66. N. 2. P. 247-257.

234. Petruk S., Sedkov Y., Johnston D. M., Hodgson J. W., Black K. L., Kovermann S. K., Beck S., Canaani E., Brock H. W., Mazo A. TrxG and PcG proteins but not methylated histones remain associated with DNA through replication // Cell. 2012. V. 150. N. 5. P. 922-933.

235. Petryk N., Kahli M., d'Aubenton-Carafa Y., Jaszczyszyn Y., Shen Y., Silvain M., Thermes C., Chen C. L., Hyrien O. Replication landscape of the human genome // Nat. Commun. 2016. V. 7. P. 10208.

236. Pickersgill H., Kalverda B., de Wit E., Talhout W., Fornerod M., van Steensel B. Characterization of the Drosophila melanogaster genome at the nuclear lamina // Nat. Genet. 2006. V. 38. N. 9. P. 1005-1014.

237. Pindyurin A. V., Boldyreva L. V., Shloma V. V., Kolesnikova T. D., Pokholkova G. V., Andreyeva E. N., Kozhevnikova E. N., Ivanoschuk I. G., Zarutskaya E. A., Demakov S. A., Gorchakov A. A., Belyaeva E. S., Zhimulev I, F. Interaction between the Drosophila heterochromatin proteins SUUR and HP1 // J. Cell Sci. 2008. V. 121. P. 1693-1703.

238. Pindyurin A. V., Moorman C., de Wit E., Belyakin S. N., Belyaeva E. S., Christophides G. K., Kafatos F. C., van Steensel B., Zhimulev I. F. SUUR joins separate subsets of PcG, HP1 and B-type lamin targets in Drosophila // J. Cell Sci. 2007. V. 120. P. 2344-2351.

239. Pokholkova G. V., Koryakov D. E., Pindyurin A. V., Kozhevnikova E. N., Belyakin S. N., Andreyenkov O. V., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Tethering of SUUR and HP1 proteins results in delayed replication of euchromatic regions in Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosoma. 2015. V. 124. N. 2. P. 209-220.

240. Pope B. D., Hiratani I., Gilbert D. M. Domain-wide regulation of DNA replication timing during mammalian development // Chromosome Res. 2010. V. 18. P. 127-136.

241. Posukh O. V., Maksimov D. A., Laktionov P. P., Koryakov D. E., Belyakin S. N. Functional dissection of Drosophila melanogaster SUUR protein influence on H3K27me3 profile // Epigenetics Chromatin. 2017. V. 10. N. 1. P. 56.

242. Posukh O. V., Maksimov D. A., Skvortsova K. N., Koryakov D. E., Belyakin S. N. The effects of SUUR protein suggest its role in repressive chromatin renewal during replication in Drosophila // Nucleus. 2015. V. 6. N. 4. P. 249-253.

243. Powell S. K., MacAlpine H. K., Prinz J. A., Li Y., Belsky J. A., MacAlpine D. M. Dynamic loading and redistribution of the Mcm2-7 helicase complex through the cell cycle // EMBO J. 2015. V. 34. P. 531-543.

244. Prioleau M. N., MacAlpine D. M. DNA replication origins-where do we begin? // Genes Dev. 2016. V. 30. P. 1683-1697.

245. R Development Core Team R: A Language and Environment for Statistical Computing // Vienna, Austria. 2011. http://www.R-project.org.

246. Raghuraman M. K., Winzeler E. A., Collingwood D., Hunt S., Wodicka L., Conway A., Lockhart D. J., Davis R. W., Brewer B. J., Fangman W.L. Replication dynamics of the yeast genome // Science. 2001. V.294. N.5540. P.115-121.

247. Raghuraman M. K., Brewer B. J., Fangman W. L. Cell cycle-dependent establishment of a late replication program // Science. 1997. Vol. 276. P. 806-809.

248. Razin S. V., Ulianov S. V. Gene functioning and storage within a folded genome // Cell. Mol. Biol. Lett. 2017. V. 22. P. 18.

249. Rea S., Eisenhaber F., O'Carroll D., Strahl B. D., Sun Z. W., Schmid M., Opravil S., Mechtler K., Ponting C. P., Allis C. D., Jenuwein T. Regulation of chromatin structure by site-specific histone H3 methyltransferases // Nature. 2000. V. 406. N. 6796. P. 593-599.

250. Redfern C. P. DNA replication in polytene chromosomes: similarity of termination patterns in somatic and germ-line derived polytene chromosomes of Anopheles stephensi Liston (Diptera: Culicidae) // Chromosoma. 1981. V. 84. P. 33-47.

251. Rhind N., Yang S. C., Bechhoefer J. Reconciling stochastic origin firing with defined replication timing // Chromosome Res. 2010. V. 18. N. 1. P. 35-43.

252. Richards S., Liu Y., Bettencourt B. R., Hradecky P., Letovsky S., Nielsen R., Thornton K., Hubisz M. J., Chen R., Meisel R. P., Couronne O., Hua S., Smith M. A. et al. Comparative genome sequencing of Drosophilapseudoobscura: chromosomal, gene, and cis-element evolution // Genome Res. 2005. V. 15. N. 1. P. 1-18.

253. Riera A., Barbon M., Noguchi Y., Reuter L. M., Schneider S., Speck C. From structure to mechanism-understanding initiation of DNA replication // Genes Dev. 2017. V. 31. N. 11. P. 1073-1088.

254. Rivera-Mulia J.C., Buckley Q., Sasaki T., Zimmerman J., Didier R.A., Nazor K., Loring J.F., Lian Z., Weissman S., Robins A.J., Schulz T.C., Menendez L., Kulik M.J., Dalton S., Gabr H., Kahveci T., Gilbert D.M. Dynamic changes in replication timing and gene expression during lineage specification of human pluripotent stem cells // Genome Res. 2015. V. 25. N. 8. P. 10911103.

255. Rivera-Mulia J.C., Gilbert D.M. Replicating Large Genomes: Divide and Conquer // Mol Cell. 2016. V. 62. N. 5. P. 756-765.

256. Royzman I., Orr-Weaver T. L. S phase and differential DNA replication during Drosophila oogenesis// Genes to Cells. 1998. V.3. P.767-776.

3 3

257. Rudkin G. T., Woods P. S. Incorporation of H Cytidine and H Thymidine into Giant Chromosomes of Drosophila during Puff Formation // PNAS. 1959. V. 45. P. 997-1003.

258. Salic A., Mitchison T. J. A chemical method for fast and sensitive detection of DNA synthesis in vivo // PNAS. 2008. V. 105. N. 7. P. 2415-2420.

259. Sauer K., Knoblich J. A., Richardson H., Lehner C. F. Distinct modes of cyclin E/cdc2c kinase regulation and S-phase control in mitotic and endoreduplication cycles of Drosophila embryogenesis // Genes Dev. 1995. V.9. N.11. P.1327-1339.

260. Saura A. Electron microscopic mapping of the second polytene chromosome of Drosophila melanogaster // University of Helsinki. Dept. of Genetics. Ph. D.Thesis. 1986.

261. Saura A. O., Heino T. I., Sorsa V. Electron micrograph map of the Drosophila melanogaster polytene chromosome 3R divisions 81 through 90 // Hereditas. 1994. V. 121. N. 1. P. 1-20.

262. Saura A. O., Heino T. I., Sorsa V. Electron micrograph map of the Drosophila melanogaster polytene chromosome 3R divisions 91 through 100 // Hereditas. 1996. V. 124. N. 1. P. 71-90.

263. Saura A. O., Heino T. I., Sorsa V. Electron micrograph maps of divisions 51 through 60 of thin sectioned polytene 2R chromosome of Drosophila melanogaster // Hereditas. 1991. V. 114. N. 1. P. 15-34.

264. Schubeler D., Scalzo D., Kooperberg C., van Steensel B., Delrow J., Groudine M. Genome-wide DNA replication profile for Drosophila melanogaster: a link between transcription and replication timing // Nat. Genet. 2002. V.32. N.3. P.438-442.

265. Schwaiger M., Kohler H., Oakeley E. J., Stadler M. B., Schubeler D. Heterochromatin protein 1 (HP1) modulates replication timing of the Drosophila genome // Genome Res. 2010. V. 20. P. 771-780.

266. Schwaiger M., Stadler M. B., Bell O., Kohler H., Oakeley E. J., Schubeler D. Chromatin state marks cell-type- and gender-specific replication of the Drosophila genome // Genes Dev. 2009. V. 23. P. 589-601.

267. Sclafani R. A., Holzen T. M. Cell cycle regulation of DNA replication // Annu. Rev. Genet. 2007. V. 41. P. 237-280.

268. Seller C. A., O'Farrell P. H. Rif1 prolongs the embryonic s phase at the Drosophila mid-blastula transition // Plos biol. 2018. V. 16. N. 5. E2005687.

269. Sequeira-Mendes J., Diaz-Uriarte R., Apedaile A., Huntley D., Brockdorff N., Gomez M. Transcription initiation activity sets replication origin efficiency in mammalian cells // PLoS Genet. 2009. V. 5. e1000446.

270. Sexton T., Yaffe E., Kenigsberg E., Bantignies F., Leblanc B., Hoichman M., Parrinello H., Tanay A., Cavalli G. Three-dimensional folding and functional organization principles of the Drosophila genome // Cell. 2012. V. 148. P. 458-472.

271. Shechter D., Gautier J. ATM and ATR check in on origins: a dynamic model for origin selection and activation // Cell cycle. 2005. V. 4. P. 235-238.

272. Shechter D., Costanzo V., Gautier J. ATR and ATM regulate the timing of DNA replication origin firing // Nat. Cell Biol. 2004. V. 6. P. 648-655.

273. Sher N., Bell G. W., Li S., Nordman J., Eng T., Eaton M. L., Macalpine D. M., Orr-Weaver T. L. Developmental control of gene copy number by repression of replication initiation and fork progression // Genome Res. 2012. V. 22. P. 64-75.

274. Sher N., von Stetina J. R., Bell G. W., Matsuura S., Ravid K., Orr-Weaver T. L. Fundamental differences in endoreplication in mammals and Drosophila revealed by analysis of endocycling and endomitotic cells // PNAS. 2013. V. 110. N. 23. P. 9368-9373.

275. Shevelyov Y. Y., Lavrov S. A., Mikhaylova L. M., Nurminsky I. D., Kulathinal R. J., Egorova K. S., Rozovsky Y. M., Nurminsky D. I. The B-type lamin is required for somatic repression of testis-specific gene clusters // PNAS. 2009. V. 106. N. 9. P. 3282-3287.

276. Shinomiya T., Ina S. DNA replication of histone gene repeats in Drosophila melanogaster tissue culture cells: multiple initiation sites and replication pause sites // Mol. Cell Biol. 1993. V. 13. N. 7. P. 4098-4106.

277. Shirahige K., Hori Y., Shiraishi K., Yamashita M., Takahashi K., Obuse C., Tsurimoto T., Yoshikawa H. Regulation of DNA-replication origins during cell-cycle progression // Nature. 1998. V. 395. N. 6702. P. 618-621.

278. Siepel A., Bejerano G., Pedersen J. S., Hinrichs A. S., Hou M., Rosenbloom K., Clawson H., Spieth J., Hillier L. W., Richards S., Weinstock G. M., Wilson R. K., Gibbs R. A., Kent W. J., Miller W., Haussler D. Evolutionarily conserved elements in vertebrate, insect, worm, and yeast genomes // Genome Res. 2005. V. 15. N. 8. P. 1034-1050.

279. Sinha P., Mishra A., Lakhotia S. C.. Chromosomal organization of Drosophila tumours. I. Polytene chromosome organization and DNA synthesis in ovarian pseudonurse cells in otu mutants of D. melanogaster // Chromosoma. 1987. V. 95. P. 108-116.

280. Siriaco G., Deuring R., Chioda M., Becker P. B., Tamkun J. W. Drosophila ISWI regulates the association of histone H1 with interphase chromosomes in vivo //. Genetics. 2009. V. 182. N. 3. P. 661-669.

281. Smith A. V., Orr-Weaver T. L. The regulation of the cell cycle during Drosophila embryogenesis: the transition to polyteny // Development. 1991. V. 112. P. 997-1008.

282. Sorsa V. Chromosome Maps of Drosophila. Vol. 2 // Boca Raton. Florida. CRC Press. Inc. 1988.

283. Sorsa V. Ultrastructure of the 5S RNA locus in salivary gland chromosomes of Drosophila melanogaster // Hereditas. 1973. V. 74. N. 2. P. 297-301.

284. Spierer A., Spierer P. Similar level of polyteny in bands and interbands of Drosophila giant chromosomes // Nature. 1984. V. 307. P. 176-178.

285. Spradling A. C., Stern D., Beaton A., Rhem E. J., Laverty T., Mozden N., Misra S., Rubin G. M. The Berkeley Drosophila Genome Project gene disruption project: Single P-element insertions mutating 25% of vital Drosophila genes // Genetics. 1999. V. 153. N. 1. P. 135-177.

286. Sreesankar E., Bharathi V., Mishra R. K., Mishra K. Drosophila Rif1 is an essential gene and controls late developmental events by direct interaction with PP1-87B // Sci. Rep. 2015. V. 5. P. 10679.

287. Stadler M. R., Haines J. E., Eisen M. B. Convergence of topological domain boundaries, insulators, and polytene interbands revealed by high-resolution mapping of chromatin contacts in the early Drosophila melanogaster embryo // Elife. 2017. V. 6. e29550.

288. Steinemann M. Chromosomal replication in Drosophila virilis. III. Organization of active origins in the highly polytene salivary gland cells // Chromosoma. 1981a. V. 82. N. 2. P. 289-307.

289. Steinemann M. Chromosomal replication of Drosophila virilis. II. Organization of active origins in diploid brain cells // Chromosoma. 1981b. V. 82. N. 2. P. 267-288.

290. Su T. T., O'Farrell P. H. Chromosome association of minichromosome maintenance proteins in Drosophila endoreplication cycles // J. Cell Biol. 1998. V. 140. N. 3. P. 451-460.

291. Syljuasen R. G., Sorensen C. S., Hansen L. T., Fugger K., Lundin C., Johansson F., Helleday T., Sehested M., Lukas J., Bartek J. Inhibition of human Chk1 causes increased initiation of DNA replication, phosphorylation of ATR targets, and DNA breakage // Mol. Cell. Biol. 2005. V. 25. P. 3553-3562.

292. Tamura K., Dudley J., Nei M., Kumar S. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0 // Mol. Biol. Evol. 2007. V. 24. N. 8. P. 1596-1599.

293. Tanaka S., Nakato R., Katou Y., Shirahige K., Araki H. Origin association of Sld3, Sld7, and Cdc45 proteins is a key step for determination of origin-firing timing // Curr. Biol. 2011. V. 21. N. 24. P. 2055-2063.

294. Tautz D., Hancock J.M., Webb D.A., Tautz C., Dover G.A. Complete sequences of the rRNA genes of Drosophila melanogaster // Mol. Biol. Evol. 1988. V. P. 366-376.

295. Thiriet C., Hayes J. J. Linker histone phosphorylation regulates global timing of replication origin firing // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. N. 5. P. 2823-2829.

296. Touchon M., Nicolay S., Audit B., Brodie of Brodie E. B., d'Aubenton-Carafa Y., Arneodo A., Thermes C. Replication-associated strand asymmetries in mammalian genomes: toward detection of replication origins // PNAS. 2005. V. 102. N. 28. P. 9836-9841.

297. Traverse K. L., Pardue M. L. Studies of He-T DNA sequences in the pericentric regions of Drosophila chromosomes // Chromosoma. 1989. V. 97. P. 261- 71.

298. Tulin A.V., Kogan G.L., Filipp D., Balakireva M.D., Gvozdev V.A. Heterochromatic Stellate gene cluster in Drosophila melanogaster: Structure and molecular evolution // Genetics. 1997. V. 146. P. 253-262.

299. Ulianov S. V., Khrameeva E. E., Gavrilov A. A., Flyamer I. M., Kos P., Mikhaleva E. A., Penin A. A., Logacheva M. D., Imakaev M. V., Chertovich A., Gelfand M. S., Shevelyov Y. Y., Razin S.V. Active chromatin and transcription play a key role in chromosome partitioning into topologically associating domains // Genome Res. 2016. V. 26. N. 1. P. 70-84.

300. van Bemmel J. G., Pagie L., Braunschweig U., Brugman W., Meuleman W., Kerkhoven R. M., van Steensel B. The insulator protein SU(HW) fine-tunes nuclear lamina interactions of the Drosophila genome // PLoS One. 2010. V. 5. e15013.

301. Van Bortle K., Nichols M. H., Li L., Ong C. T., Takenaka N., Qin Z. S., Corces V. G. Insulator function and topological domain border strength scale with architectural protein occupancy // Genome Biol. 2014. V. 15. R82.

302. van Steensel B., Braunschweig U., Filion G. J., Chen M., van Bemmel J. G., Ideker T. Bayesian network analysis of targeting interactions in chromatin // Genome Res. 2010. V. 10. P. 200-190.

303. Vatolina T. Y., Boldyreva L. V., Demakova O. V., Demakov S. A., Kokoza E. B., Semeshin V. F., Babenko V. N., Goncharov F. P., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Identical functional organization of nonpolytene and polytene chromosomes in Drosophila melanogaster // PLoS One. 2011. V. 6. e25960.

304. Vogelauer M., Rubbi L., Lucas I., Brewer B. J., Grunstein M. Histone acetylation regulates the time of replication origin firing // Mol. Cell. 2002. V.10. P.1223-1233.

305. Volkova E. I., Yurlova A. A., KolesnikovA T. D., Makunin I. V., Zhimulev I. F. Ectopic expression of the Suppressor of Underreplication gene inhibits endocycles but not the mitotic cell cycle in Drosophila melanogaster // Mol. Gen. Genomics. 2003. V. 270. P. 387-393.

306. von Grotthuss M., Ashburner M., Ranz J. M. Fragile regions and not functional constraints predominate in shaping gene organization in the genus Drosophila // Genome Res. 2010. V. 20. P.1084-1096.

307. Vouzas A.E., Gilbert D.M. Mammalian DNA Replication Timing // Cold Spring Harb. Perspect Biol. 2021. V. 13. N. 7. a040162.

308. Wang W., Klein K.N., Proesmans K., Yang H., Marchal C., Zhu X., Borrman T., Hastie A., Weng Z., Bechhoefer J., Chen C.L., Gilbert D.M., Rhind N. Genome-wide mapping of human DNA replication by optical replication mapping supports a stochastic model of eukaryotic replication // Mol. Cell. 2021. V. 81. N. 14. P. 2975-2988.

309. Weber C. C., Pink C. J., Hurst L. D. Late-replicating domains have higher divergence and diversity in Drosophila melanogaster // Mol. Biol. Evol. 2012. V. 29. P. 873-882.

310. Weinreb C., Raphael B.J. Identification of hierarchical chromatin domains // Bioinformatics. 2016. V. 32. N. 11. P. 1601-1609.

311. Weinreich M., Palacios M. A., Debeer, Fox C. A. The activities of eukaryotic replication origins in chromatin // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1677. P. 142- 157.

312. Whitcomb E. A., Taylor A. Ubiquitin control of S phase: a new role for the ubiquitin conjugating enzyme, UbcH7 // Cell Div. 2009. V. 4. P. 17.

313. White E. J., Emanuelsson O., Scalzo D., Royce T., Kosak S., Oakeley E. J., Weissman S., Gerstein M., Groudine M., Snyder M., Schübeler D. DNA replication-timing analysis of human chromosome 22 at high resolution and different developmental states // PNAS. 2004. V. 101. N. 51. P. 17771-17776.

314. White R. Packaging the fly genome: domains and dynamics // Brief Funct. Genomics. 2012. V. 11. P. 347-355.

315. Willis N., Rhind N. Regulation of DNA replication by the S-phase DNA damage checkpoint // Cell Div. 2009. V. 4. P. 13.

316. Wolffe A. P. Histone H1 // Int. J. Biochem. Cell. Biol. 1997. V. 29. N. 12. P. 1463-1466.

317. Wong P. G., Winter S. L., Zaika E., Cao T. V., Oguz U., Koomen J. M., Hamlin J. L., Alexandrow M. G. Cdc45 limits replicon usage from a low density of preRCs in mammalian cells // PLoS One. 2011. V. 6. e17533.

318. Woodcock C. L., Skoultchi A. I., Fan Y. Role of linker histone in chromatin structure and function: H1 stoichiometry and nucleosome repeat length // Chromosome Res. 2006. V. 14. N. 1. P. 17-25.

319. Woodfine K., Beare D.M., Ichimura K., Debernardi S., Mungall A. J., Fiegler H., Collins V. P., Carter N. P., Dunham I. Replication timing of human chromosome 6 // Cell cycle. 2005. V. 4. P. 172-176.

320. Woodfine K., Fiegler H., Beare D. M., Collins J. E., McCann O. T., Young B. D., Debernardi S., Mott R., Dunham I., Carter N.P. Replication timing of the human genome // Hum. Mol. Genet. 2004. V. 13. P. 191-202.

321. Woodward A. M., Gohler T., Luciani M. G., Oehlmann M., Ge X., Gartner A., Jackson D. A., Blow J. J. Excess Mcm2-7 license dormant origins of replication that can be used under conditions of replicative stress // J. Cell Biol. 2006. V. 173. P. 673-683.

322. Wu P. Y., Nurse P. Establishing the program of origin firing during S phase in fission Yeast // Cell. 2009. V. 136. P. 852-864.

323. Wu R., Singh P. B., Gilbert D. M. Uncoupling global and finetuning replication timing determinants for mouse pericentric heterochromatin // J. Cell Biol. 2006. V. 174. P. 185-194.

324. Yarosh W., Spradling A. C. Incomplete replication generates somatic DNA alterations within Drosophila polytene salivary gland cells // Genes Dev. 2014. V. 28. P. 1840-1855.

325. Yurlova A. A., Makunin I. V., Kolesnikova T. D., Posukh O. V., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Conservation of domain structure in a fast-evolving heterochromatic SUUR protein in drosophilids // Genetics. 2009. V. 183. P. 119-129.

326. Zhai B., Villen J., Beausoleil S. A., Mintseris J., Gygi S. P. Phosphoproteome analysis of Drosophila melanogaster embryos // J Proteome Res. 2008. V. 7. P. 1675-1682.

327. Zhang P., Spradling A. C. The Drosophila salivary gland chromocenter contains highly polytenized subdomains of mitotic heterochromatin // Genetics. 1995. V. 139. P. 659-670.

328. Zhang Y. W., Jones T. L., Martin S. E., Caplen N. J., Pommier Y. Implication of checkpoint kinase-dependent up-regulation of ribonucleotide reductase R2 in DNA damage response // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. P. 18085-18095.

329. Zhimulev I. F., Belyaeva E. S., Bolshakov V. N., Mal'ceva N. I. Position effect variegation and intercalary heterochromatin: a comparative study // Chromosoma. 1989. V. 98. P. 378-387.

330. Zhimulev I. F., Belyaeva E. S., Makunin I. V., Pirrotta V. Volkova E. I., Alekseyenko A. A., Andreyeva E. N., Makarevich G. F., Boldyreva L. V., Nanayev R. A., Demakova O. V. Influence of the SuUR gene on intercalary heterochromatin in Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosoma. 2003a. V.111. P.377-398.

331. Zhimulev I. F., Belyaeva E. S., Semeshin V. F., Shloma V. V., Makunin I. V., Volkova E. I. Overexpression of the SuUR gene induces reversible modifications at pericentric, telomeric and intercalary heterochromatin of Drosophila melanogaster polytene chromosomes // J. Cell Sci. 2003b. V. 116. N. 1. P. 169-176.

332. Zhimulev I. F., Belyaeva E. S. Intercalary heterochromatin and genetic silencing // Bioessays. 2003. V. 25. N. 11. P. 1040-1051.

333. Zhimulev I. F., Belyaeva E. S., Vatolina T. Y., Demakov S. A. Banding patterns in Drosophila melanogaster polytene chromosomes correlate with DNA-binding protein occupancy // Bioessays. 2012. V. 34. P. 498-508.

334. Zhimulev I. F., Semeshin V. F., Kulichkov V. A., Belyaeva E. S. Intercalary Heterochromatin in Drosophila I. Localization and General Characteristics // Chromosoma. 1982. V. 87. P. 197-228.

335. Zhimulev I. F., Zykova T. Y., Goncharov F. P., Khoroshko V. A., Demakova O. V., Semeshin V. F., Pokholkova G. V., Boldyreva L. V., Demidova D. S., Babenko V. N., Demakov

S. A., Belyaeva E. S. Genetic organization of interphase chromosome bands and interbands in Drosophila melanogaster // PLoS One. 2014. V. 9. e101631.

336. Zhimulev I. F. Genetic organization of polytene chromosomes // Adv. Genet. 1999. V. 39. P. 1-589.

337. Zhong Y., Nellimoottil T., Peace J. M., Knott S. R., Villwock S. K., Yee J. M., Jancuska J. M., Rege S., Tecklenburg M., Sclafani R. A., Tavare S., Aparicio O. M. The level of origin firing inversely affects the rate of replication fork progression // J. Cell Biol. 2013. V. 201. N. 3. P. 373383.

338. Zielke T., Glotov A., Saumweber H. High-resolution in situ hybridization analysis on the chromosomal interval 61C7-61C8 of Drosophila melanogaster reveals interbands as open chromatin domains // Chromosoma. 2013. V. 125. P. 423-435.

339. Zink D. The temporal program of DNA replication: new insights into old questions // Chromosoma. 2006. V. 115. P. 273-287.

340. Zykova T. Y., Levitsky V. G., Belyaeva E. S., Zhimulev I. F. Polytene Chromosomes - A Portrait of Functional Organization of the Drosophila Genome // Curr. Genomics. 2018. V. 19. N. 3. P. 179-191.

341. Ватолина Т. Ю., Демаков С. А., Семешин В. Ф., Макунин И. В., Бабенко В. Н., Беляева Е. С., Жимулев И. Ф. Идентификация и молекулярно-генетическая характеристика междисков политенных хромосом Drosophila melanogaster // Генетика. 2001ю Т. 47. С. 597609.

342. Демакова О. В., Болдырева Л. В., Демаков С. А., Гончаров Ф. П., Антоненко О. В., Жимулев И. Ф. Характеристика хроматина тонких дисков политенных хромосом Drosophila melanogaster // Цитология. 2016. Т. 58. С. 248-252.

343. Жимулев И. Ф. Политенные хромосомы: морфология и структура // Новосибирск. Наука. 1992. 480 С.

344. Жимулев И. Ф. Хромомерная организация политенных хромосом // Новосибирск. Наука. 1994.

345. Иванкин А. В, Колесникова Т. Д., Демаков С. А., Андреенков О. В., Бильданова Е. Р., Андреенкова Н. Г., Жимулев И. Ф. Метод молекулярного комбинга в исследовании параметров репликации ДНК в изолированных органах Drosophila melanogaster // Цитология. 2011. Т. 53. № 1. С. 75-82.

346. Кокоза Е. Б., Колесникова Т. Д., Зыков И. А., Беляева Е. С., Жимулев И. Ф. Обратимая деконденсация гетерохроматиновых районов политенных хромосом D. melanogaster при эктопической экспрессии гена SuUR // ДАН. 2009. Т. 425. С. 421-423.

347. Колесникова Т. Д., Коряков Д. Е., Семешин В. Ф., Беляева Е. С., Жимулев И. Ф. Межлинейные различия в морфологии прицентромерного района политенной Х-хромосомы в слюнных железах Drosophila melanogaster // Генетика. 2001. Т. 37. С. 16321641.

348. Колесникова Т. Д., Андреева Е. Н., Пиндюрин А. В., Ананько Н. Г., Белякин С. Н., Шлома В. В., Юрлова А. А., Макунин И. В., Похолкова Г. В., Волкова Е. И. Заруцкая Е. А., Кокоза Е. Б., Семешин В. Ф., Беляева Е. С., Жимулев И. Ф. Ген SuUR и его участие в организации эпигенетически репрессированных районов хромосом Drosophila melanogaster // Генетика. 2006. Т. 42. С. 1013-1028.

349. Колесникова Т. Д., Жимулев И. Ф. Комплексный подход к картированию поздно реплицирующихся дисков политенных хромосом в геноме дрозофилы // Цитология. 2016. Т. 58. С. 262-266.

350. Коряков Д. Е., Жимулев И. Ф. Хромосомы. Структура и функции // Издательство СО РАН. Новосибирск. 2009. 257 С.

351. Прокофьева-Бельговская А. А. Цитологическое исследование разломов в районе локуса white Х-хромосомы Drosophila melanogaster // Изв. АН СССР. 1939. №2. С. 216-277.

• Приложение 1. Этапы картирования rb-дисков и примеры сложных случаев для картирования

(нумерация рисунков в приложении 1 независима от нумерации рисунков в основном тексте)

Этапы картирования rb-дисков на примере дисков 44F1-2 и 45A1-2

1. Анализ морфологии и номенклатуры дисков в картируемом районе с привлечением электронно-микроскопических карт Сауры и Сорсы

На первом этапе нужно выписать в таблицу список всех дисков (названия в соответствии с картой Бриджеса), которые предполагается прокартировать в выбранном районе ПХ. Остановимся на картировании двух черных дисков, обозначенных на Рис. 1 красными стрелками на детальной карте Бриджеса (Bridges, Bridges, 1939). На карте эти диски отмечены как 44F1-2 и 45A1-2. На фотографиях ПХ они хорошо видны как на световом, так и на ЭМ уровне как компактные диски с четкими границами (Рис. 1).

! I

I

11/411 ■15- 16

!! 111 )|| I

Il MAI II

г-sr* F

Л I Al II 12-4 7-

A

IIIIA II I I2-5-7 9

В

AIM 146

С

All II II I2-S-8

D

A II 12-4

E

АЛ I 1 MA I I I-3 -6 -9 12

F

H

Al AIЛ I II

1-4-7-Ю-

A

43 44 44 45

Фрагмент детальной карты Бриджеса (Bridges, Bridges, 1939)

44 F1-2 45A1-2 44F1-2 45A1-2 \ / \ _./

9J0-

? 1 • f Î1

(1112 10

5é 8 4 12 76

13 \л 12 1-2

Окраска ПХ Фрагмент ЭМ карты Сауры

ацето-орсеином (Saura, 1986)

Рис.1.

2. Поиск соответствующего района на геномной карте с помощью трека "Chromosome Band track" (chromosome bands annotated by FlyBase) в геномном браузере UCSC и грубое предсказание границ rb-дисков

На Рис. 2 можно видеть, что в интересующем нас районе выделяются три зоны обогащения хроматином ruby. В соответствии с морфологией района предполагаем, что они соответствуют трем черным дискам: 44E1-2, 44F1-2, 45A1-2. Для получения

координат границ дисков мы пользуемся допущением, что каждый диск должен быть ограничен междиском, а каждый междиск соответствуют участку хроматина aquamarin. Таким образом, границу диска мы условно проводим по границе хроматина aquamarin, то есть, первый нуклеотид, граничащий с хроматином aquamarin - первый нуклеотид диска. В результате мы получаем три группы потенциальных дисков- «гЬ-диски, предсказанные только на основании модели 4-х состояний хроматина» (Рис. 2).

Рис. 2

3. Уточнение границ дисков на основании распределения белка CHRIZ и хроматина, обогащенного сайтами инициации транскрипции (красный хроматин в модели "9 state model" по Kharchenko et al., 2011) в культурах клеток

Вносим поправку в положение границ дисков (Рис. 3), исходя из того, что не все фрагменты хроматина aquamarine соответствуют междискам, но те фрагменты aquamarine, которые связывают белок CHRIZ одновременно в четырех культурах клеток и перекрываются с хроматином 1 типа (красным) по Kharchenko et al., 2011 одновременно и в клетках Bg3, и в клетках S2, являются междисками с очень большой вероятностью (Zhimulev et al., 2014, Khoroshko et al., 2016, Boldyreva et al., 2017).