Нуль-аллели в микросателлитных локусах кеты (Oncorhynchus keta Walbaum) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Кордичева, Светлана Юрьевна

• Кордичева, Светлана Юрьевна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кордичева, Светлана Юрьевна

ГЛАВА 1. ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Кета - биология вида и его хозяйственное значение.

2.2. ДНК маркеры.

2.2.1. Случайные маркеры.

2.2.2. Специфические маркеры.

2.2.3. Митохондриальная ДНК.

2.2.4. Повторяющиеся последовательности.

2.2.5. Сателлитная, мини- и микросателлитная ДНК.

2.2.6. Микросателлиты.

2.2.7. Краткая история исследований микросателлитов.

2.2.8. Минисаттелиты.

2.2.9. Сателлитная ДНК.

2.2.10. Скорости мутаций в микро- и минисателлитных локусах.

2.3.1. Проблемы, возникающие при изучении микро- и минисателлитных локусов.

2.3.2. Нуль-аллели.

2.3.3. Возможные пути решения проблемы пуль-аллелей.

ГЛАВА 3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3.1 .Характеристика исследуемых проб.

3.1.1. Пробы кеты.

3.1.2.Другие виды рыб рода Опсогкупскиз.

3.2.1. Методика исследования микросателлитного локуса ОкеЪ.

3.2.2. Секвенирование локуса ОкеЗ.

3.3. Статистическая обработка данных.

Глава 4. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЯ.

4.1.Поиск нуль-аллелей.

4.1.1. Первые шаги. Подбор праймеров для определения нуль-аллеля в выборке с о. Кунашир.

4.1.2. Подбор праймеров для определения нуль-аллелей в различных регионах Дальнего Востока.

4.2.1. Определение нуль-аллелей в локусе Оке3.

4.2.2. Результаты теста на равновесия Харди-Вайнберга в выборках кеты.

4.3. Географическое распределение выявленных нуль-аллелей по локусу Оке3.

4.3.1. Выявление редкого аллеля №11.

4.3.2. Распределение выявленных нуль-аллелй локуса ОкеЪ по всему исследуемому ареалу кеты.

4.4.1. Дифференциация популяций кеты различных регионов по локусу ОкеЪ при использовании альтернативных праймеров.

4.4.2. Выявление локализации мутаций, вызывающих появление нуль-аллелей.

ГЛАВА 5. Секвенирование и сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей разных видов рыб рода Опсогкупскиз по локусу ОкеЪ.

5.1. Подбор праймеров для секвенирования локуса ОкеЪ для всех видов рыб рода Опсогкупскт.

5.2.1 Результаты секвенирования 5' фланкирующей зоны микросателлитного локуса кеты - ОкеЪ.

5.2.2. Результаты секвенирования 3' фланкирующей зоны микросателлитного локуса кеты - ОкеЪ.

5.3.1. Сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей тела микросателлитного локуса ОкеЪ у разных видов рыб рода Опсогкупскш.

5.3.2. Сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей фланкирующих зон микросателлит локуса ОкеЪ у разных видов рыб рода Oncorhynchus.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Нуль-аллели в микросателлитных локусах кеты (Oncorhynchus keta Walbaum)»

Актуальность проблемы. Тихоокеаиский лосось - кета (Oncorhynchus keta Walbaum), имеет большое промысловое значение и является важным элементом продовольственной безопасности России. Изучение генетического состава популяций кеты важно не только для решения фундаментальных научных проблем, например, такой как популяциониая организация вида, но и для формирования представления о том, как лучше сохранять, поддерживать и воспроизводить этот вид, а также как оптимизировать процессы рыбоводства и рыболовства. Актуальным вопросом на данный момент является изучение популяционной структуры разных видов с помощью микросателлитных маркеров. Микросателлиты обладают высоким полиморфизмом и хорошо дифференцируют популяции (Животовский, 2006; Schlotterer, 199В). На данный момент уже проведены большие исследования по микросателлитной изменчивости кеты и- показано, что микросателлитныс маркеры являются хорошими маркерами для исследования межпопуляционных различий этого вида (Афанасьев и др., 2008; Животовский и др. 2008; Brown, Epifanio 2003). Однако, при проведении широкомасштабных популяционных исследований на разных видах животных, исследователи сталкиваются с проблемой нуль-аллелей. В популяционных исследованиях нуль-аллелем принято называть явление отсутствия ПЦР-продукта, которое вызвано мутациями (единичная замена, инссрция, дслеция, инверсия) во фланкирующих микросателлит последовательностях ДНК, па которую гибридизуются праймеры. Это приводит к некорректной интерпретации популяционных данных (Carlsson 2008), создавая «фальшивые» гомозиготы .вмсстогетерозигот,.и.увеличивая., тем . самым уровень наблюдаемой гомозиготности, что тестируется отклонением от равновесия Харди-Вайнберга. Следует заметить, что нуль-аллели встречались и. в исследованиях полиморфизма аллозимных маркеров, где они проявлялись отсутствием энзиматической активности, и могут встретиться при исследованиях иных типов полиморфизма ДНК. Так что наличие нуль-аллелей приводит к общим проблемам скрытого полиморфизма и появления мнимой, «фальшивой» гомозиготносги, возникающим как в фундаментальных популяционных исследованиях, так и в прикладных задачах, например в судебно-медицинских генетических исследованиях.

Так как ещё не разработаны надежные способы определения и учета данного явления, во многих популяционных исследованиях, те локусы, в которых предположительно выявляются нуль-аллели, исключаются из популяциониого анализа (Zhan, Hu, Hu et al. 2009; Senn II, Pemberton, 2009). Однако, такой путь решения проблемы этого явления неприемлем при масштабных исследованиях, поскольку в дальнейшем, при увеличении самой выборки или расширении исследуемых популяций, возрастает вероятность появления нуль-аллеля на каждый локус, что может привести к исключению большого числа локусов, а это отрицательно сказывается на качестве исследований. Причем, в одной популяции одного вида иуль-аллель может присутствовать, а в другой популяции - пет. Кроме того, важным представляется выяснить, какие мутации приводят к появлению нуль-аллелей через исследование структуры праймерпой области.

Чтобы подробно изучить указанное явление, мы выбрали объект, достаточно хорошо изученный на большой части ареала по микросателлитным локусам. В качестве такого объекта исследовали тихоокеанского лосося - кету, которая подробно охарактеризована по набору из десяти микросателлитных маркеров (Афанасьев и др. 2008; Животовский и др. 2008; Рубцова и др. 2008; Шитова и др. 2009). Одним из локусов, попадающих под «подозрение» на наличие в нем нуль-аллеля при крупномасштабном исследовании популяций кеты, является ОкеЪ (Buchholz et al., 2001). По этому локусу были выявлены достоверные отклонения от равновесия Харди-Вайиберга в сторону увеличения гомозигот в ряде популяций кеты островов Сахалин, Кунашир и Итуруп (наши неопубликованные данные).

Отклонение от равновесия Харди-Вайнберга может появляться по разным причинам: отбор, действующий на данный локус, инбридинг, смесь нескольких популяций, в которых отличаются частоты аллелей, или наличие нуль-аллеля. Гипотеза о действующем па этот локус отборе была отвергнута, так как микросателлитные локусы считаются селективно нейтральными. Возможность инбридинга исключается, иначе отклонения от равновесия Харди-Вайнберга наблюдались бы по всем исследуемым локусам. Гипотеза смешения популяций (эффект Валунда) нами была поставлена под сомнение, так как в исследуемых ранее популяциях кеты наблюдались сильные отклонения от равновесия Харди-Вайнберга, чтобы объясняться имеющейся относительно невысокой локальной генетической дифференциацией кеты. Поэтому, мы остановились на гипотезе о наличии нуль-аллеля в локусе ОкеЪ и в связи с этим были поставлены следующие цели и задачи исследования.

Цели и задачи исследования.

Цель работы: выявить нуль-аллели в микросателлитном локусе ОкеЪ в популяциях кеты (Опсогкупских ке1а \Уа1Ьаит), изучить первичную структуру этих аллелей и исследовать их географическое распространение.

Для этого были поставлены следующие задачи:

1. Подобрать праймеры, с помощью которых можно добиться амплификации нуль-аллелей в микросателлитном локусе ОкеЪ.

2. Изучить географическое распределение выявленных пуль-аллелей, а также их влияние на интерпретацию популяционпых данных.

3. Локализовать мутации, которые приводят к появлению нуль-аллелей.

4. Секвенировать аллели локуса Оке 3 для его подробного структурного анализа на разных видах рыб рода ОпсогкупсНш.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Кордичева, Светлана Юрьевна

ВЫВОДЫ

1. Подобраны альтернативные праймеры к микросателлитному локусу ОкеЗ кеты, которые позволили выявить нуль-аллели и устранить вызванную ими ложную гомозиготность. Выявлено, что причиной появления нуль-аллелей в некоторых случаях являются мононуклеотидные замены (БМР) в праймерной зоне.

2. Изучено географическое распределение обнаруженных нуль-аллелей в популяциях кеты и показано, что в каждом регионе чаще распространен свой определенный нуль-аллель. В большинстве выборок, в которых до использования альтернативных праймеров выявлялось отклонение от равновесия Харди-Вайнберга, с их применением оно исчезло вместе с ложными гомозиготами. А в пяти выборках, в которых осталось отклонение от равновесия Харди-Вайнберга, его причиной предполагается смесь различных популяций.

3. Выявлено влияние нуль-аллелей на дифференцирующую способность локуса: они смещают оценку степени дифференциацию как в большую, так и в меньшую сторону. Показано, что при сравнении выборок кеты из регионов с высокой частотой различающихся пуль-аллелей локуса Оке3 степень дифференциации занижается из-за их присутствия и поэтому может значительно возрасти при использовании альтернативных праймеров. Напротив, степень дифференциации может быть завышена, если в различных популяциях встречаются одинаковые нуль-аллели; использование альтернативных праймеров позволяет оценить фактическую степень дифференциации.

4 .Анализ иуклеотидной последовательности локуса Оке3 показал существенные различия первичной структуры ДНК для всех видов рыб рода Опсогкупскт. Сам микросателлит обнаружен только у кеты, горбуши и частично у нерки, а у всех остальных видов он как таковой не выявлен. Поскольку указанная триада видов является самой молодой среди тихоокеанских лососей, то это говорит о том, что данный микросателлит в эволюционном плане является новым образованием, сформировавшимся у этой группы.

5. Обнаружены консервативные участки ДНК в 5' и 3' фланкирующих зонах локуса Оке3 для всех видов тихоокеанских лососей (в позиции 104-140 и 295-324 по отношению к известной секвенированной последовательности АБЗ30220), возможно играющие важную роль в структурной организации ДНК.

81

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате нашей работы было показано влияние нуль-аллелей на интерпретацию популяционных данных на примере различных стад кеты Дальнего Востока.

При исследовании 66 выборок кеты из различных регионов по локусу Оке3, в 25 выборках было выявлено отклонение от равновесия Харди-Вайиберга. Причиной данного явления оказалось наличие нуль-аллелей в данном локусе. Для выявления нуль-аллелей было подобрано большое количество альтернативных праймеров и обнаружены те, которые выявляют нуль-аллель. Причем было показано, что для некоторых крупных регионов (о. Сахалин, Курильские острова, п-ов Камчатка) характерны свои, определенные нуль-аллели. При сопоставлении полученной информации с существующей базой данных обнаружено, что в 20 выборках из 25, в которых ранее было выявлено отклонение от равновесия Харди-Вайнберга, оно не наблюдается, т. е. предложенный метод позволяет выявить весь спектр аллельного разнообразия, ранее «скрытого» за нуль-аллелями.

В результате использования альтернативных праймеров при проведении ПЦР по локусу Оке3 выявлено, что данный метод исследования нуль-аллелей позволяет существенно уточнить и исправить полученные ранее результаты, что обеспечивает более точную интерпретацию популяционных данных. На основании результатов эюй работы можно сделать общее заключение, что в случае обнаружения ДНК-маркера, в котором есть подозрения па наличие в нем нуль-аллелей, необходимо —проводить аналогичную работу. - - - — - -—

Нами изучено географическое распределение различных нуль-аллелей, выявленных в локусе ОкеЪ в выборках кеты с разных регионов Дальнего Востока. Обнаружено, что выявление нуль-аллелей приводит к значительным уточнениям популяционной структуры кеты по микросателлитным локусам. Если не выявлять нуль-аллели, то наблюдаемые различия между стадами (популяциями) могут быть, как завышены, так и занижены в зависимости от спектра скрытых аллелей: скрытые аллели снижают истинную дифференциацию между популяциями в случаях, когда в разных регионах встречаются разные иуль-аллели, и увеличивают, когда они одинаковы. Поскольку изучаемый об7>ект представляет собой ценный промысловый вид лососевых рыб, воспроизводство которого в последнее время значительно увеличивается, а данный прием позволяет более точно интерпретировать полученные популяционные данные, то такие исследования необходимы для прикладных вопросов сертификации промысла и идентификации популяций кеты.

При помощи секвенирования нуклеотидной последовательности локуса Оке3 кеты были выявлены мутации, приводящие к появлению нуль-аллелей. Эти мутации в дальнейшем можно учитывать не только для подбора праймеров к данному локусу, но и в качестве дополнительных маркеров при популяционных исследованиях кеты.

Проведено секвенирование и сравнительный анализ нуклеотидных последовательностей разных видов рыб рода ОпсогкупскиБ по локусу ОкеЗ. Выявлено, что представленный локус ОкеЗ, как микросателлитный, можно считать только у трех видов рода - кеты, горбуши и нерки, так как тандемные повторы встречаются только у этих видов. По-видимому, данный микросателлитный локус Оке3, является эволюционно новым образованием, сформировавшимся вместе с этой группой видов рода ОпсогИупсИш. У микижи, симы, кижуча и чавычи как такового таидемного повтора нет. У чавычи был выявлен сателлитный повтор протяженностью в 119 нуклеотидныхпар. В результате при популяционных исследованиях различных видов но одним и тем же микросателлитным локусам, необходимо предварительно изучить их нуклеотидную последовательность для уточнения статуса данного локуса.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кордичева, Светлана Юрьевна, 2011 год

1. Алтухов Ю.П. Динамика нопуляционных генофондов // Москва, Наука, 2004.

2. Алтухов Ю.П. Генетические процессы в популяциях // Москва ИКЦ «Академкнига». 2003.

3. Алтухов Ю. П. , Е. А. Салменкова, В. Т. Омельченко, Г. Д. Сачко,

4. B. И. Слынько. О числе мономорфных и полиморфных локусов в популяции кеты Oncorhynchus keta Walb. одного из тетраплоидных видов лососевых // Генетика. 1972. VIII №2. С. 67-75.

5. Алтухов Ю. П. , Е. А. Салменкова, Г. Д. Рябова, Н. И. Куликова. Генетическая дифференциация популяций кеты и эффективность некоторых акклиматизационных мероприятий // Биология моря. 1980. Т. 3.1. C. 23-38.

6. Алтухов Ю. П., Салменкова Е. А., Омельченко В. Т. Популяционная генетика лососевых рыб // М., Наука. 1997. 288 с.

7. Алтухов Ю. П., Салменкова Е. А. Полиморфизм ДНК в популяционной генетике // Генетика. 2002. Т. 38. № 9. С. 1173-1195.

8. Афанасьев К.И., Рубцова Г.А., Шитова М.В. Межрегиональная дифференциация кеты Сахалина и Южных Курил по микросателлитным локусам // Генетика. 2008. Т. 44. № 7. С. 956-963.

9. Афанасьев К. И., Рубцова Г. А., Шитова М. В. И др. Популяционная структура кеты ONCORHYNCHUS КЕТА Российского Дальнего востока, выявленная по микросателлитным маркерам // Биология моря. 20H-.-TOM-37. №1тсг39-47.- ~-------- ----------- "

10. Варнавская II. В. Генетическая дифференциация популяций тихоокеанских лососей // Петропавловск-Камчатский, Изд-во КамчатНИРО, 2006. 488 с.

11. Вейр Б. Анализ генетических данных // Москва. Мир. 1995.400 с.

12. Гинатулина Л. К., Машкин С. А. Исследование внутривидового полиморфизма митохоидриальной ДНК кеты из Приморья и Сахалина.// Генетика. 1990. Т. 26. № 4. С. 729-738.

13. Гриценко О. Ф. Проходные рыбы острова Сахалин (систематика, экология, промысел) // Москва. Издательство ВНИРО. 2002. 248 с.

14. Животовский Л.А. Микросагеллитная изменчивость в популяциях человека и методы её изучения // Ипформацион. Вести. ВОГиС. 2006. Т. 10. № 1. С. 74-96.

15. Иванов В. И., Киселев Л.Л. Геномика-медицине // ИКЦ «Академкнига», 2005. 392с.

16. Куликова Н. И. Внутривидовая изменчивость кариотипов кеты ОпсогИупскш ке1а // Вопросы ихтиологии. 1971. Т. 11. Вып. 6. С. 11071111.

17. Малышев С.В., Картель Н.А. Молекулярные маркеры в генетическом картировании растений //Молекулярная биология. 1997. Т. 31 № 62 С. 197-208.

18. Макоедов А.Н., Ермоленко Л. Н., Бачевская Л.Т., Овчинников К.А. Генетическая изменчивость кеты Опсогкупскт ке1а (\Уа1Ьаит), размножающейся в реках Охотоморского побережья Камчатки // Генетика. 1995.31 (11). С. 1552-1556.

19. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Д. Молекулярное клонирование // М.: Мир. 1984. 480 с.

20. Никитина Т. В., Назаренко С. А. Микросателлитные последовательности ДНК человека: мутационный процесс и эволюция // Генетика. 2004. Т. 40. № 10. С. 1301-1318.

21. Оганисян А. С., Кочиева Е. 3., Рысков А. П. Маркирование видов и сортов картофеля с помощью метода RAPD-PCR // Генетика. 1996. 32(3): С. 448-451.

22. Рубцова Г.А., Афанасьев К.И., Малипина Т.В., Шитова М.В., Ракицкая Т.А., Прохоровская В.Д., Животовский JLA. Дифференциация популяций кеты по микросатсллитным и аллозимным маркерам. // Генетика 2008. Т. 44, №7. С. 964-971.

23. Рысков А. П. Мультилокусны ДНК-фингерпринтинг в генетико-популяционных исследованиях биоразнообразия // Молекулярная биология. 1999. Т. 33. №6. С. 997-1011.

24. Салменкова Е. ' А., Омельчепко В. Т., Алтухов Ю.П. Гепогеографическое исследование популяций кеты, Oncorhynchus keta (Walbaum), в Азиатской части видового ареала // Генетика. 1992. Т. 28. № 1. С. 76-92.

25. Хлесткииа Е. К., Салииа Б. А. SNP-маркеры: методы анализа, способы разработки и сравнительная характеристика на примере мягкой пшеницы // Генетика. Т. 42. № 6. С. 725-736.

26. Хрусталева А. М. Комплексный метод дифференциации нерки (Oncorhynchus пегка) азиатских стад // Москва. 2007. ВНИРО. 164с.

27. Шершнев А. П. Биология молоди кеты Oncorhynchus пегка в прибрежных водах юго-восточной части Татарского пролива // Автореф. Дисс. на соиск. уч. ст. биол. наук. 1971. Владивосток. 20 с.

28. М.В. Шитова, К.И. Афанасьев, Г.А. Рубцова, Т.В. Малинина С. В. Сидорова, Л. А. Животовский. Микросателлитная изменчивость заводских популяций кеты (Oncorhynchus keta Walbaum) о. Сахалин // Вопросы рыболовства. 2009. Т. 10. №1-37. С. 102-115.

29. Шубина Е. А., Пономарева Б. В., Глубоков А. И. Популяционно-генетический анализ^ минтая Theragra chalcogramma{Teleostei, Gadidae) из Беренгового и Охотского морей // Молекулярная Биология. 2009. Т 43. № 5. С. 918-930.

30. Allenorf F. W., Leary R. F. Conservation and distribution of genetic variation in a polytypic spccies, the cutthroat trout // Conserv. Biol. 1988. Vol. 2. P. 170-184,

31. Arden W. R., Borer S., Thrower F., Joyce J. E. and Kapuscinski A. R. Inheritance of 12 microsatellite loci in Oncorhynchus mykiss // J Hered. 1999. 90: 529-536.

32. Avise J. Molecular markers, natural history and evolution // Champan & Hal 1.2003.TTP Internatiorial Thomson Pub". CompT USAT РГ 5 IT:----

33. Banks M. A., Blouin M. S., Baldwin B. A., Rashbrook V. K., Fitzgerald H. A., Blankenship S. M., Hedgecock D. Isolation' and inheritance of novel microsatellites in Chinook salmon (Oncorhynchus tshawylscha) IIJ Hered . 1999.90:281-288.

34. Bagley M. J., Anderson S.L., May B. Choice of methodology for assessing genetic impacts of environmental stressors: polymorphism and reproducibility of RAPD and AFLP fingerprints // Ecotoxicology. V. 10. P. 239244.

35. Beacham T. D., Gould A. P., Withler R. E., et. al. Biochemical genetic survey and stock identification of chum salmon (Oncorhynchus keta) in British Columbia // Can. J. Fish. Aquat. Sci., 1987. 44(№10). P. 1702-1713.

36. Beacham T. D., Le K. D., Candy J. R. Population structure and stock identification of chum salmon (Oncorhynchus keta) based upun microsatellite analysis // NPAFC Tech. Rep. 2004. № 5. p. 1-3.

37. Beamount A. R., Hoare K. Biotechnology and genetics in fisheries and aquaculture // Blackwell Science. 2003. UK. P. 158.

38. Bensch S., Akesson M. Ten years of AFLP in ccology and avolution: why so few animals? // Molecular Ecology. V. 14. P. 2899-2914.

39. Bermingham E., Forbes S. H., Friendland K., Pla C. Discrimination between Atlantic salmon (Salmo salar) of North American and European origin using restriction analyses of mitochondrial DNA // Canad. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48. P. 884-893.

40. Billington N., Hebcrt P. D. I-I. Mitochondrial DNA diversity of fishes and its implications for introduction // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1991. Vol. 48. suppl. 1. P. 80-94.

41. Bhargava A., Fuentes F. Mutational Dynamics of Microsatellites // Mol Biotechnol. 2010. V. 44, P. 250-266.

42. Bornet B., Branchard M. Nonanchored Inter Simple Sequence Repeat (ISSR) Markers: Reproducible and Specific Tools for Genome Fingerprinting // Plant Molecular Biology Reporter. 2001. 19: P. 209-215

43. Bowen N. J. and Jordan I.K. Transposablc elements and the evolution ofeukaryotic complexity // Curr Issues Mol. Biol. 2002. 4(3): P. 65-76

44. Bowcoclc, A. M. et al. High resolution of human evolutionary trees with polymorphic microsatellites // Nature 1994. 368. P. 455-457.

45. Brookes A. The essence of SNP // Gene. 1999. V. 234. P. 177-186.

46. Brown B., Epifanio J. Nuclear DNA. Population Genetics: Principles and Applications for Fisheries Scientists // Ed. E.M. Hallerman. amer. Fish. Society. Bethesda, Maryland, USA. 2003. P. 101-126.

47. Brykov VI. A., Polyakova N., Skurihina L. A., Kukhlevsky A. D., Geographical and temporal mitochondrial DNA variability in populations of pink salmon. // J. Fish. Biol. 1996. Vol. 48. P. 899-909.

48. Buchholz W. G., Miller S. J., Spearman W. J. Isolation and Characterization of Chum salmon microsatellite loci and use across species amplification//Animal Genetics. 2001. V.32. № 3. P. 162-165.

49. Cooper G, Miller PL, and Holland PWH. Molecular genetic analysis of sperm competition in the damselfly Ischnura elegans (Vander Linden) // Proc R Soc Lond Ser B Biol Sci. 1996. 265: P. 1343-1349.

50. John M. Butler. Forensic DNA typing biology, technology, and genetics of STR markers // Second edition. Copyright © 2005, Elsevier (USA)

51. Callen DF, Thompson AD, Shen Y, Phillips FLA, Richards Rl, Mulley

52. JC, and Sutherland GR, 1993. Incidence and origin of "null" alleles in thei

53. AC)n microsatellite markers // Am J Hum Genet 52: P. 922-927.

54. Carlsson J. Effects of Microsatellite Null Alleles On Assignment

55. Testing // Fleredity. 2008. V.99. № 6. P. 616-623.

56. Cavalli-Sforza L. L. The DNA revolution in population genetics // Trends Genet. 1998. Vol. 14. N 2. P. 60-65.

57. Chang H. W., Tan K. Y. and Chou Y. C. The complete sequence of Oncorhynchus keta mitocondrial genome // Department of Medical Technology,

58. College of Edical Technology.http://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/EF 105341) 2006.

59. Cnops G., den Boer B., Gerats A., Van Montagu M. and Van Lijsebettens M. Chromosome landing at the Arabidopsis TORNADO 1 locus using an AFLP-based strategy II Mol Gen Genet. 1996. 253(1-2): P. 4 32.

60. Crow J. F. Exp. // Clin. Immunogenet. 1995. V. 12. № 3. P. 121.

61. Ellegren, H. DNA typing of museum birds // Nature 1991. 354. P.113.

62. Ellegren, H. Microsatellites: simple sequences with complex evolution //Nature Reviews Genetics. 2004. V. 5. P. 435-445.

63. Falque M., Keurentjes J., Bakx-Schotman J., and van Dijk P. J. Development and characterization of microsatellite markers in the sexual-apomictic complex Taraxacum officinale (dandelion) // Theor Appl Genet. 1998. 97: P. 283-292.

64. Fisher P. J, Richardson T. E, and Gardner R. C. Characteristics of single- and multi-copy microsatellites from Pinus radiate II Theor Appl Genet. 1998.96: P. 969-979.

65. Galandc A. A., Tiwari R., Ammiraju J.S.S., Santra D.K., Lagu M.D., Rao V.S., Gupta V.S., Misra B.K., Nagarajan S., Ranjckar P.K. Genetic analysis of kernel hardness in bread wheat using PCR-based markers // Theor. Appl. Genet. 2001. V. 103: P. 601-606.

66. Garza, J. C., Slatkin M., and Freimer N. B. Microsatellite allele frequencies in humans and chimpanzees, with implications for constraints on allele size // Mol. Biol. Evol. 1995. V. 12: P. 594 603.

67. Gupta M., Chyi Y.S., Romero-Severson J., Owen J.L. Amplification of DNA markers from evolutionarily diverse genomes using single primers of simple-sequence repeats // Theorct. Appl. Genet. 1994. V.89. P.998-1006.

68. Hamada, H. & Kakunaga, T. Potential Z-DNA forming sequences are highly dispersed in the human genome // Nature 1982. V. 298, P. 396-398.

69. Hayashi J. I., Yoshida M. C., Tagashira Y. Absence of extensive recombination between interspecies and interspecies mitochondrial DNA in mammalian cells // Exp. Cell Res. 1985. V. 160. Iss. 2. P. 378-395.

70. Hicks M., Adams D., O'Keefe S., Macdonald E., and Hodgetts R. The development of RAPD and microsatellite markers in lodgcpole pine (Pinus contorta var. latifolia) // Genome 1998. V. 41: P. 797-805.

71. Hilbert P.; Lindpaintner K.; Beckmann J.S.; Serikawa T.; Soubrier F.;t

72. Dubay C.; Cartwright P.; Dcgouyon B.; Julicr C.; Talcahasi S.; Vincent M.; Ganten D.; Georges M.; Lathrop G.M. //Nature (London), 1991. V. 353, P. 521529.

73. Ho Pauline, A. Barton, J. Worthington, W.Thomson, A. J Silman, and I.N Bruce. HLA-Cw6 and HLAr)DRBl*07 together are associated with less severe joint disease in psoriatic arthritis // Ann Rheum Dis. 2007 June; 66(6): P. 807-811.

74. Therapy in Multiple Sclerosis // Am J Hum Genet. 2008 August 8; 83(2): P. 219227.

75. Holt, C.L., Buoncristiani, M., Wallin, J.M., Nguyen, T., Lazaruk, K.D. and Walsh, P.S. TWGDAM validation of the AmpFSTR PGR amplification kits for

76. Forensic DNA casework // Journal of Forensic Sciences, 2002.47, P. 66-96.

77. Hu J., Quiros C.F. Identification of brokkoli and cauli-flower cultivarswith RAPD markers // Plant Cell Rep., 1991. V. 10. P.505-511

78. Huang Q. Y., Xu F. H., Shen H., Deng H. Y., Liu Y. J., Liu Y. Z., J. Li L., Recker R. R., and Deng H. W. Mutation patterns at dinuleotide microsatellite loci in humans // Am. J. Hum. Genet. 2002, 70:625-634

79. Hummel S. Ancient DNA typing: Methods, strategies and applications // Springer-Verlag. New York. 2003. P. 298.

80. Jeffreys, A. J., Wilson, V. & Thein, S. L. Hypervariable 'minisatellite' regions in human DNA // Nature 1985. 314, P: 67-73.

81. Jiang C. and Sink K.C. RAPD and SCAR markers linked to the sex expression locus M in asparagus // Euphytica 1997. 94: P. 229-333.

82. Li W. H. Ellsworth D. L. Krushkal. J., Chang B. H., Hewett-Emmet D. Rates of nucleotide substitution in primates and rodents and the generationtime effect hypothesis // Mol. Phylogenet. Evol. 1996 V. 5. № 1. P. 182-187.

83. Li Y. C., Korol A. B., Fahima T. ct al. Microsatellites: genomic distribution, putative function and mutayional mechanism: a review // Molrcular Ecology. 2002. V. 11. P. 2453-2465.

84. Kimura M., Crow J. The number of alleles that can be maintained in a finite population // Genetics. 1964. V. 49. P. 725-738.

85. Kruglyak S., Durett R. T., Shug M. D., Aquardo C. F. Equilibrium distribution of microsatellite repeat length resulting from a balance between slippage events and point mutation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 10774-10778.

86. Krutovskii K.V., Vollmer S.S., Sorenscn F.C. et. al. RAPD genome map of Douglas-fir // J. Heredity. 1998. V. 89. P. 197-205.

87. Konieczny A. and Ausubel F.M. A procedure for mapping Arabidopsis mutations using co-dominant ecotype-specific PCR-based markers // Plant J, 1993. 4(2): P. 403-410.

88. Lai E. Application of SNP technologies in medicine: lessons learned and future challenges // Genome Res. 2001. VI. 1. № 6. P.927-929.

89. Lazaro A. ML, Xiao Y., Regenscheid A., Ng J., Hurley C. K., Posch P.E. Characterization of 104 novel alleles at the HLA-A, -B, and -BKH1 loci from National Marrow Donor Program volunteer donors // Tissue Antigens. 2009. V. 73. P. 364-372.

90. Lewis P.O., Zaykin D. Genetic Data Analysis: Computer program for the analysis of allelic data. 2001, Version 1.0 (dl6c). Free program distributed by the authors over the internet from http://lewis.eeb.uconn.edu/lewishome/software.html

91. Liewlaksaneeyanawin C., Ritland C. E., El-Kassaby Y. A. Inheritance of Null Alleles for Microsatellites in the White Pine Weevil (Pissodes strobe Coleóptera: Curculionidae.) // Heredity. 2002. № 93(1). P. 67-70.

92. Litt, M. & Luty, J. A. A hypervariable microsatellite revealed by in vitro amplification of a dinucleotide repeat within the cardiac muscle actin gene // Am. J. Hum. Genet. 1989. V. 44. P. 397-401.

93. Lodhi M.A., Daly M.J., Yc G.N. et al. A molecular marker based linkage map of Vitis // Genome. 1995. V.38. p.786-794,

94. Malik H.S. and Henikoff S. Adaptive evolution of Cid, a centromcrcspecific histonc in Drosophila//Genetics. 2001. 157(3): 1293-1298,

95. Metzgar D., Bytof J. and Wills C. Selection against frameshift mutations limits microsatellite expansion in coding DNA // Genome Res. V. 10(1): 2000. P. 72-80.

96. Miesfeld, R., Krystal, M. & Arnheim, N. A member of a new repeated sequence family which is conserved throughout eucaryotic evolution is found between the human and-globin genes // Nucleic Acids Res 1981. V. 9. P. 59315947.

97. Mikac K. M., Fitzsimmons N.N., Genetic structure and dispersal patterns of the invasive procid Liposcelis decolor (Pearmen) in Australian grain storage systems // Bull Entomol Res. 2010. Feb 2: P. 1-7.

98. Morgante M., Hanafey M. and Powell W. Microsatellites are preferentially associated with nonrepetitive DNA in plant genomes // Nature Genetics 2002. 30(2): P. 194-200.

99. Moxon R. and Wills C. DNA Microsatellites: Agents of Evolution? // Scientific American January 1999 V. 280: P. 94-99.

100. Mullis K., Erlich H., Faloona F., Horn G., Saiki R., Scharf S., Specific enzymatic amplification of DNA in vitro the polymerase chain reaction // Cold Spring Harbor symp. Quant. Biol. 1986. V. 51. P. 263-273

101. Pcreira S. Mitochondrial genome organization and vertebrate phylogenenetics // Genet Mol Biol 2000. P. 745-752.

102. Phillips RB, DeKonirig J, Morasch MR, Park LK, Devlin RH. Identification of the sex chromosome pair in chum salmon (Oncorhynchus keta) and pink salmon (Oncorhynchus gorbuscha) // Cytogenet Genome Res. 2007. V. 118(4): P. 298-304. " 1 . . . V'V ; - '

103. Rakoczy-Trojanowska M. and Bolibok II. Characteristics and a comparison of three classes of microsatellite-based markers and their application in plants // Cell. Mol. Biol 2004. Lett V. 9(2): P. 221-238.

104. Schlotterer, C., Amos, B. & Tautz, D. Conservation of polymorphic simple sequence loci in cetacean species. Nature 1991, 354, 63-65.'

105. Schlottcr C. Microsatellites. Molecular Genetic analysis of Populations// Ed. Hoelzel a. R. Oxford Univ. Press., 1998. P. 237 260.

106. Schlotter C. Evolutionary dynamics of microsatellite DNA *// Chromosoma. 2000. V. 109. P. 365-371.

107. Schlotter C. Opinion: The evolution of molecular markers -just a matter of fashion // Nature Rev. Genet. 2004. Vol. 5. P. 63-69.

108. Schumm, J.W., Lins, A.M., Miclca, K.A., Sprecher, C.J., Rabbach, D.R. and Bacher, J.WProceeding of the Seventh International Symposium on Human Identification // Madison. Wisconsin. 1996. Promega Corporation P. 7088.

109. Seeb L.W., Crane P.A. Allozymes and mitochondrial DNA Discriminate Asian and Noeth American populations of chum salmon in mixed-stock fisheries along the south coast of the Alaska peninsula // Trans. Am. Fish. Soci. 1999. V. 128. P. 88-103.

110. Senn H, Pembcrton J. Variable extent of hybridization between invasive sika (Cej*vus nippon) and native red deer (C. elaphus) in a small geographical area 11 Molecular Ecology. 2009. № 18. P. 862-876.

111. Sharma S. and Raina S.N. Organization and evolution of highly repeated satellite DNA. sequences in plant chromosomes // Cytogenet Genome Res. 2005. V. 109: P. 15 26.

112. Southern E.M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis. J. Mol. Biol. 1975. 98(3): P. 503-517.

113. Spritz, R. A. Duplication/deletion polymorphism 5'- to the human a-globin gene. Nucleic Acids Res 1981. V. 9. P. 5037-5047.

114. Tautz, D. tlypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers. Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 6463-6471.

115. Tiercy J., Sivakumar R. Rathinam, Marianne Gex-Fabry, and Edoardo Baglivo. A shared IILA-DRB1 epitope in the DR beta first domain is associated with Vogt-Koyanagi-Harada syndrome in Indian patients Mol Vis. 2010; 16: P. 353 358.

116. Tishkoff S. A., Dietzsch E., Speed W. et al. Global patterns of linkage disequilibrium at the CD4 locus and modem human origins // Science. 1996. Vol. 271. P. 1380-1387.

117. Treuren R. Estimating null allele frequencies at a microsatellite locus in the oystercatcher (Haematopus ostralegus) // Molecular Ecology . 1998. №7. P. 1413-1417.

118. Van de Goor L. H. P., Koskinen M. T., van Haeringen W. A. Population studies of 16 bovine STR loci for forcntsic purposes // SpringerVerlag 2009. Int J. Legal Med.

119. Vergnaud G. and Denoeud F. Minisatellites: Mutability and Genome Architecture // Genome Research 2000. V. 10: P. 899-907.

120. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Rejans M., van de Lee T., Homes M., Fritjers A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., and Zabeau M. AJFLP: a new technique for DNA fingerprinting // Nucl. Acids Res. 1995. 23: P. 4407-4414.

121. Weber, J. L. & May, P. E. Abundant class of human DNA polymorphisms which can be typed using the polymerase chain reaction // Am. J. Hum. Genet. 1989. V. 44. P. 388-396.

122. Weber, J. L. & Wong, C. Mutation of human short tandem repeats // Hum. Mol. Genet. 1993. V. 2. P. 1123 1128.

123. Weising K., Nybom H., Wolff K., Kahl G. DNA fingerprinting in plants: principles, methods, and application // 2nd. Taylor and Francis Group. Boca Raton. 2005. USA. P.444.

124. Weissenbach, J. A second-generation linkage map of the human genome. Nature. 1992. V. 359 P. 794-801.

125. Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A. and Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. Nucleic Acids Research. 1990. 18(22): P. 6531-6535.

126. Wilson A. C., Cann R. L., Carr S. M. ct. al. Mitochondrial DNA and two perspectives on evolutionary genetics // Biological J. of the Linnean Society. 1985. V. 26. P. 375-400.

127. Xu X., M. Peng, Z. Fang, and X. Xu. The direction of microsatellitc mutations is dependent upon allele length //Nat. Genet. 2000. 24:396-399.

128. Yinglei L. and Fengzhu S. The Relationship Between Microsatellite Slippage Mutation Rate and the Number of Repeat Units // Mol. Biol. Evol. 2003. 20(12):2123—2131.

129. Yonsei Sung Yoon Choo. The IILA System: Genetics, Immunology, Clinical Testing, and Clinical Implications // Med J. 2007 February 28; 48(1): 11-23.

130. Zietkiewicz E., Rafalski A., Labuda D. Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchorcd polymerase chain reaction amplification //Genomics. 1994. 20: 176-183.

131. Zhan A., IIu J., I-Iu X. et al. Construction of microsatellite-based linkage maps and identification of size-related quantitative trait loci for Zhikong scallop {Chlamys farreri) II Animal Genetics. 2009. № 40. P. 821-831.

132. Zhivotovsky, L.A., M.W. Feldman, and S A. Grishechkin. Biased mutations and microsatellite variation // Mol. Biol. Evol. 1997.14: 926-933.