Мембранные липиды в формировании морфогенетического ответа у базидиальных грибов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат биологических наук Сеник, Светлана Викторовна

• Сеник, Светлана Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сеник, Светлана Викторовна

Список принятых сокращений.

Введение.

Гл. 1. Обзор литературы.

1.1. Морфогенез базидиальных грибов и его регуляция.

1.1.1. Общая характеристика.

1.1.2. Прорастание покоящихся клеток (спор/конидий).

1.1.3. Вегетативный рост мицелия.

1.1.4. Дифференцировка вегетативного мицелия.

1.1.5. Анаморфы.

1.1.6. Телеоморфы.

1.2. Мембранные липиды грибов: состав, особенности метаболизма, изменчивость в процессе онтогенеза и в условиях действия внешних факторов.

1.2.1. Жирные кислоты.^ \

1.2.2. Глицеролипиды.

1.2.3. Сфинголипиды.

1.2.4. Молекулярные механизмы регуляции метаболизма мембранных липидов.

1.3. Регуляторная активность мембранных липидов.

1.3.1. Регуляция посредством изменения физико-химических свойств мембраны.

1.3.2. Регуляция посредством прямого связывания и изменения функциональных характеристик мембранных белков.

1.3.3. Липид-зависимые сигнальные системы.

Гл. 2. Материалы и методы исследования.

2.1. Объекты исследования.

2. 2. Методы исследования.

2.2.1. Условия культивирования.

2.2.2. Морфологические исследования.

2.2.3. Анализ индивидуальных классов мембранных глицеро- и сфинголипидов.

2.2.4. Условия проведения модельных экспериментов с ингибиторами и экзогенными липидами. g

2.3. Статистическая обработка данных. ^

Гл. 3. Результаты и обсуждение. ^

3.1. Изменение состава мембранных липидов в процессе роста и развития поверхностных культур базидиомицетов.

3.1.1.Интенсивность роста и особенности морфологии поверхностных культур базидиомицетов в процессе развития.

3.1.2. Состав и содержание индивидуальных классов липидов. ^

3.1.3. Состав жирных кислот. ^

3.1.4. Молекулярный состав сфинголипидов (на примере F. velutipes). j ^

3.2. Изменения в составе мембранных липидов в процессе нарушенного развития поверхностных культур F. velutipes (дефицит элементов минерального питания).

3.3. Рост, морфогенез и состав липидов F. velutipes в условиях модифицированного метаболизма сфинголипидов.

3.3.1. Действие ингибиторов синтеза сфинголипидов. ^д

3.3.2. Действие экзогенных ГлЦер.

3.4. Рост, морфогенез и состав липидов F. velutipes в условиях модифицированного метаболизма ФХ.

3.4.1. Действие ингибиторов синтеза ФХ на рост, морфогенез и состав мембранных липидов F. velutipes. ^^

3.4.2. Действие экзогенных ФХ на рост, морфогенез и состав мембранных липидов F. . "

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Мембранные липиды в формировании морфогенетического ответа у базидиальных грибов»

Актуальность темы исследования. Способность к морфогенезу - одно из фундаментальных свойств живых организмов, проявляющееся в образовании одно- или многоклеточных структур определенной формы. У многоклеточных животных и растений морфогенез реализуется в пространственном распределении клеток в ходе эмбриогенеза и, на более поздних стадиях развития, образовании истинных тканей. У высших грибов морфогенез представляет собой образование разнообразных по размеру и форме клеток (от сферических дрожжеподобных до высокополяризованных клеток мицелия), а также организацию из них сложных нетканевых структур (плодовых тел, склероциев и др.).

Неотъемлемым свойством клеток, участвующих в морфогенетическом ответе, является способность к дифференцировке - приобретению морфологической и функциональной специализации. Процессы дифференцировки грибных клеток затрагивают изменения типа роста (диморфизм), формы клеток, паттерна ветвления и септирования гиф, химического состава цитоплазмы, органелл, клеточной стенки и мембран. Морфологическое разнообразие клеток грибов изучено достаточно подробно у представителей разных таксонов (Stalpers, 1978; Clemen9on, 2004), в то время как молекулярно-физиологические основы дифференцировки и морфогенеза исследованы на ограниченном круге модельных объектов, большинство из которых составляют дрожжи Saccharomyces cerevisiae и Candida albicans, мицелиальные грибы Neurospora crassa, Aspergillus spp. и др. аскомицеты (Moore, 1998; Воусе, Andrianopoulos, 2006).

Данные о молекулярных механизмах, лежащих в основе клеточной дифференцировки и морфогенеза у базидиальных грибов, фрагментарны. При этом в литературе имеются лишь отдельные сведения об участии липидов в регуляции этих процессов. В частности, получены данные о взаимосвязи состава мембранных фосфолипидов и процессов, связанных с физиологией грибных спор (экзогенный и эндогенный покой, прорастание), формированием плодовых тел (Михайлова и др., 1993; Феофилова и др., 1998, 2004; Sakai, Kajiwara, 2004, 2005; Терёшина и др., 2007). Выявлены морфогенные свойства отдельных молекулярных видов сфинголипидов, высказано предположение о зависимости состава этой группы липидов от интенсивности ростовых процессов и степени цитодифференцировки (Kawai, 1983, 1989; Котлова и др., 2009). При этом до сих пор остается неисследованным участие мембранных липидов в образовании специализированных клеток и анаморф, не сформулировано целостное представление о функционировании всего комплекса липид-зависимых регуляторных систем в процессе развития грибов.

Цель и задачи исследования. Целью исследования являлось выявление взаимосвязи процессов синтеза определенных классов мембранных липидов и основных этапов развития базидиальных грибов. В соответствии с целью были поставлены следующие задачи:

1) на примере нескольких модельных видов проследить, как меняется состав и содержание мембранных липидов в ходе развития поверхностных культур базидиальных грибов;

2) выявить универсальные изменения липидного компонента мембран, происходящие на определенных этапах морфогенеза базидиомицетов;

3) установить изменения в составе и содержании мембранных липидов, возникающие в условиях нарушения развития грибных культур, вызванного дефицитом элементов минерального питания;

4) оценить биоэффекторные (морфогенные) свойства отдельных классов и молекулярных видов липидов (с использованием специфических ингибиторов синтеза и экзогенных липидов, введенных в среду культивирования).

Научная новизна. В работе использован оригинальный подход к изучению роли липидов в морфогенезе базидиомицетов, заключающийся в комплексном исследовании динамики их состава в процессе нормального и нарушенного развития поверхностных культур грибов, изучении участия экзогенных липидов и ингибиторов их синтеза в формировании морфогенетического ответа.

Получены новые сведения о составе мембранных фосфо-, сфинго- и бетаиновых липидов у имеющих прикладное значение базидиомицетов Flammulina velutipes, Pholiota highlandensis, Schizophyllum commune, а также ранее не изученного в этом плане Abortiporus biennis.

На основании результатов исследования изменения соотношения двух основных классов мембранных фосфолипидов, фосфатидилхолинов (ФХ) и фосфатидилэтаноламинов (ФЭ) в онтогенезе четырех видов базидиомицетов выдвинута гипотеза об обратной зависимости между относительным содержанием ФХ и степенью клеточной дифференцировки.

Впервые показано, что недостаток элементов питания в поверхностных культурах базидиомицетов может сопровождаться индукцией синтеза липидов бетаинового типа. Накопление бетаиновых липидов происходит на фоне появления монилиоидных гиф и подавления плодообразования.

Получены новые сведения о зависимости биоэффекторных свойств гликоцерамидов (ГлЦер) от их структуры.

Практическая значимость результатов. Изучение эндогенных механизмов регуляции роста и морфогенеза грибов открывает пути к развитию способов управления скоростью роста и направлением развития патогенных и аллергенных грибов, грибов-биодеструкторов памятников архитектуры и библиотечных фондов, экономически важных культур съедобных грибов и грибов-продуцентов ценных вторичных соединений, а также редких охраняемых видов и грибов, используемых в биодеградации ксенобиотиков. Результаты исследования способствуют расширению представлений о биоэффекторных свойствах липидных молекул, которые могут быть востребованы для разработки подходов к управлению процессами роста и развития грибов посредством модификации их метаболизма.

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены на 48-й, 50-й и 52-й Международных конференциях по фундаментальным исследованиям липидов ICBL (Финляндия, Турку, 2007; Германия, Регенсбург, 2009; Польша Варшава, 2011), рабочем совещании «Microbial Lipids, From Genomics to Lipidomics FEBS» (Австрия, Вена, 2010), 7 Конгрессе по липидомике «Lipidomics congress: Lipids in All States» (Франция, Англет-Биарритц, 2010), II и III съездах микологов России (Москва, 2010, 2012), III Международном симпозиуме «Клеточная сигнализация у растений» (Казань, 2011), 7 Международной конференции «Mushroom Biology and Mushroom Products» (Франция, Аркашон, 2011), Всероссийской научно-практической конференции по медицинской микробиологии и клинической микологии (Санкт-Петербург, 2012), Международной Ботанической Конференции молодых ученых (Санкт-Петербург, 2012).

Связь работы с научными программами. Работа проводилась в рамках исследований по плану НИР лаборатории биохимии грибов БИН РАН, поддержана грантами РФФИ (№ 09-04-01634а, 11-04-01704а, 12-04-31213) и грантами Федеральной целевой программы «Научные и научно-педагогические кадры инновационной России» на 2009 - 2013 годы (ГК № П1167, П1373).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 15 работ, из них 3 статьи в рецензируемых журналах из списка ВАК.

Благодарности. Автор выражает сердечную благодарность Котловой Екатерине

Робертовне, чьи идеи и опыт легли в основу работы, за руководство, неоценимую помощь и поддержку в процессе подготовки диссертации. Искреннюю признательность хочется выразить всем сотрудникам лабораторий биохимии грибов и аналитической фитохимии

БИН РАН за помощь в проведении экспериментов и ценные консультации. Особую признательность выражаю заведующей лабораторией биохимии грибов БИН РАН 7

Псурцевой Надежде Васильевне и сотруднику лаборатории Кияшко Анне Александровне за ценные рекомендации при подборе объектов исследования, советы и указания, данные при проведении морфологических исследований. Глубокую благодарность хочется выразить Беловой Нине Васильевне за обсуждение результатов и интерпретацию полученных данных в свете новейших представлений в области экспериментальной микологии и химии природных соединений. Автор выражает искреннюю признательность Наталии Фёдоровне Синютиной - основателю школы растительной липидологии в Санкт-Петербурге и идейному вдохновителю исследований структуры и метаболизма сфинголипидов. Глубокую благодарность автор выражает заведующему лабораторией аналитической фитохимии БИН РАН Шаварде Алексею Леонидовичу за неоценимую помощь в организации и проведении хроматографических и масс-спектрометрических исследований, а также консультации в области структурного анализа низкомолекулярных соединений. Отдельно хотелось бы поблагодарить сотрудника лаборатории аналитической фитохимии Виноградскую Марию Анатольевну за всестороннюю помощь и ценные обсуждения. Большую признательность автор выражает сотруднику лаборатории биомедицинской масс-спектрометрии Института аналитического приборостроения РАН Александру Валерьевичу Новикову за помощь в проведении анализа состава молекулярных видов липидов с использованием масс-спектрометрии с ионизацией электрораспылением. Также автор выражает глубокую благодарность заведующему кафедрой физиологии и биохимии растений СПбГУ Сергею Семёновичу Медведеву за организацию работ в научно-образовательном центре Санкт-Петербургского государственного университета, в частности, исследований с использованием ГЖХ-МС. Автор благодарит сотрудников лаборатории экологии растительных сообществ БИН РАН Наталью Вадимовну Алексееву-Попову, Ирину Валерьевну Дроздову и Аллу Игоревну Беляеву за содействие в проведении анализа элементного состава питательных сред.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Сеник, Светлана Викторовна

выводы

1. Развитие поверхностных культур базидиальных грибов Flammulina velutipes, Pholiota highlandensis, Schizophyllum commune и Abortiporus biennis сопровождается изменениями состава мембранных липидов. Взаимосвязь липидного состава и морфологии грибов прослеживается на стадиях усиления процессов дифференцировки (накопление специализированных вегетативных клеток и анаморф) и образования плодовых тел.

2. Среди универсальных реакций фосфолипидного обмена, характерных для нескольких видов базидиомицетов, можно выделить следующие: 1) по мере дифференцировки клеток в культурах снижается значение индекса ФХ/ФЭ; 2) при формировании плодовых тел возрастает суммарное содержание ФХ, ФЭ и ФС на фоне уменьшения концентрации минорных липидов (ФК, ДФГ, ФИ), при этом увеличивается концентрация молекулярных видов ФХ и ФЭ, этерифицированных С18:2Д9'12 и С18:За9'12'15 кислотами.

3. Нарушение развития культуры Flammulina velutipes, вызванное недостатком элементов минерального питания, сопровождается индукцией синтеза липидов бетаинового типа (ДГТС). Накопление ДГТС наблюдается на фоне появления монилиоидных гиф и подавления образования плодовых тел.

4. В процессе дифференцировки поверхностной культуры F. velutipes происходят изменения в составе молекулярных видов сфинголипидов. Наблюдается снижение относительного содержания ГлЦер с сЦ8:1л4'8~эпокси'9~метил сфингоидным основанием и увеличение пропорции ГлЦер с с!18:2д4'8'9"метил.

5. Ингибирование начальных этапов синтеза сфинголипидов приводит к нарушениям монополярного роста, усилению ветвления и образованию необычных агрегаций грибных гиф; ингибирование реакции гликозилирования свободных церамидов замедляет образование плодовых тел и усиливает конидиогенез.

6. Биоэффекторные свойства ГлЦер зависят от структуры их гидрофобной части, в т.ч. степени ненасыщенности сфингоидного основания, длины и степени гидроксилирования ЖК.

7. Нарушения метаболизма ФХ сопровождаются изменениями интенсивности роста колонии F. velutipes. При этом ингибирование синтеза ФХ de novo (путь метилирования) не приводит к каким-либо изменениям, в то время как ингибирование реакции с участием ЦЦФ-холина (путь Кеннеди) вызывает торможение ростовых процессов и изменение направления роста клеток (образование спиральных гиф) без усиления их дифференцировки. Снижение интенсивности роста грибной колонии происходит также при внесении смеси экзогенных ФХ нетипичного для грибов молекулярного состава (с преобладанием 16:0/18:1).

150

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Участие мембранных липидов в формировании морфогенетического ответа может быть обусловлено целым комплексом физико-химических свойств этих соединений. Показано, что липиды могут вовлекаться в регуляцию различных физиологических процессов, в т.ч. регуляцию роста и дифференцировки клеток с помощью трех основных механизмов: 1) посредством изменения физико-химических свойств мембраны; 2) прямого связывания с мембранными белками (рецепторами, ферментами, переносчиками, белками, связанными с формированием мембранных контактов, везикул и др.) и регуляции их активности; 3) участия в процессе передачи внутриклеточного сигнала (вторичными посредниками служат разнообразные продукты гидролиза мембранных липидов: ДАГ, ФК, полиненасыщенные ЖК, инозитфосфаты, сфингозин и др.).

Результаты обобщения данных об изменениях состава мембранных липидов в процессе нормального развития поверхностных культур четырех видов базидиомицетов, а также нарушенного развития модельного вида F. velutipes, позволяют предположить, что все из вышеназванных механизмов реализуются в клетках высших грибов.

Среди липидов, определяющих физико-химические свойства мембран, основную роль отводят ФХ и ФЭ. Структурные особенности ФХ, в частности, размер полярной группы, способствуют формированию ими двуслойных структур и придают мембране целостность и устойчивость к внешним воздействиям (Cullis, 1979, 1986). Химическое строение ФЭ (относительно небольшая полярная группа и наличие водородной связи между фосфатной и аминогруппой) обусловливает способность липидов этого класса формировать недвуслойные структуры, что имеет значение для некоторых специализированных функций мембран (например, формирование мембранных контактов, слияние мембран в процессе образования и доставки везикул). Показано, что одним из механизмов поддержания необходимых физико-химических параметров мембраны является изменение соотношения «бислойных» (ФХ) и «небислойных» (ФЭ) липидов. В литературе имеется много примеров существования определенных закономерностей в динамике соотношения ФХ/ФЭ при действии различных стрессовых факторов (Liljenberg, 1992; Котлова, Шадрин, 2003; Терёшина, Меморская, 2005; Juresic et al., 2009), а также в онтогенезе растений (Шерстнёва и др., 2008) и грибов (Михайлова и др., 1993; Janssen et al., 2000; Морозова и др., 2002; Sakai, Kajiwara, 2004; Кадималиев и др., 2006; Сергеева и др., 2010).

Согласно результатам проведенного нами исследования, снижение значения индекса ФХ/ФЭ происходит по мере развития культур трех из четырех исследованных видов, в т.ч. F. velutipes, Р. highlandensis, S. commune. Сопоставление динамики ФХ/ФЭ с результатами морфологических исследований позволили выдвинуть гипотезу о существовании обратной зависимости между относительным содержанием ФХ и степенью дифференцировки клеток. Действительно, снижение пропорции ФХ в мембранах грибов сопровождалось усилением образования толстостенных и дейтероплазматических гиф (F. velutipes, Р. highlandensis, S. commune), гиф с округлыми и овальными вздутиями {Р. highlandensis), гиф с шипообразными выростами (S. commune). При этом у A. biennis, единственного из исследованных видов, развитие которого не сопровождалось снижением индекса ФХ/ФЭ, дифференцированные вегетативные клетки за время наблюдения не образовывались.

Следует подчеркнуть, что увеличение интенсивности синтеза ФХ и их последующая аккумуляция в мембранах - сложный интегральный процесс, физиологический смысл которого заключается в усилении структурированности мембран и формирования определенных типов мембранных поверхностей. Подобные свойства оказываются востребованными не только на ранних этапах развития предшествующих усилению клеточной дифференцировки. Торможение ростовой активности в стрессовых условиях, а также в период покоя, характерного для базидио-и конидиоспор, также может сопровождаться увеличением индекса ФХ/ФЭ (Михайлова и др., 1993; Феофилова и др., 1998, 2004; Терёшина и др. 2007). Так, в нашем исследовании одно из самых высоких значений этого параметра было отмечено у 7 сут культур F. velutipes, характеризующихся наиболее активным конидиогенезом. Резкое усиление конидиогенеза в культурах F. velutipes в ответ на обработку ингибитором синтеза сфинголипидов PDMP также сопровождалось значительным увеличением индекса ФХ/ФЭ. Кроме того, увеличение значения ФХ/ФЭ происходило при подавлении роста колонии F. velutipes, экзогенными липидами нехарактерного для базидиомицетов молекулярного состава, в т.ч. смеси молекулярных форм растительных ГлЦер и ФХ, выделенных из тканей животных.

Замещение ФХ их структурными аналогами - липидами бетаинового типа ДГТС, которое наблюдалось в условиях нарушенного развития F. velutipes, вызванного дефицитом питательных элементов, оказалось не способно в полной мере компенсировать функции ФХ. В наших экспериментах процесс частичного замещения ФХ бетаиновыми липидами сопровождался появлением нетипичных для культуры F. velutipes монилиоидных гиф и ингибированием образования плодовых тел.

Участие мембранных липидов в формировании морфогенетического ответа посредством регуляции активности ферментов, рецепторов и переносчиков, как правило, отожествляют с определенными молекулярными видами липидов (Klyachko-Gurvich, 1994; Футерман, 1998). В наших исследованиях изменения состава липидов на уровне их отдельных молекулярных видов выявлены на стадии образования плодовых тел. Показано, что эти клеточные структуры характеризуются более высокими значениями степени ненасыщенности фосфолипидов, в основном, за счет увеличения относительного содержания 18:2/18:2 молекулярных видов ФХ и/или ФЭ. Изучение динамики молекулярного состава ГлЦер в процессе развития F. velutipes также выявило ряд изменений, связанных с процессом дифференцировки гиф и образованием плодовых тел. На начальных стадиях роста поверхностной культуры F. velutipes синтезировались ГлЦер, содержащие в качестве сфингоидного основания эпоксидированный метилсфингадиенин (dl8:lA8'4"Epoxy'9"Mel). По мере роста и специализации клеток мицелия во фракции ГлЦер начинали доминировать молекулярные виды с обычным для базидиомицетов метилсфингадиенином (dl8:2A4'8'9"Met). Значение тонкой структуры липидных молекул в формировании определенных морфогенетических реакций было подтверждено в экспериментах с экзогенными липидами. Нетипичные для базидиомицетов молекулярные виды ФХ и ГлЦер подавляли рост грибных колоний. Растительные ГлЦер стимулировали появление синусоидально изогнутых гиф. Накопление гиф подобного морфологического типа, отмеченное у многих видов грибов, связывают с отклонениями в функционировании апикального комплекса гиф (Gooday, 1993; Brand et al., 2009).

Еще один механизм, объясняющий участие липидов в формировании определенных морфогенетических ответов, связан с их ролью в везикулярном транспорте (в т.ч. в формировании и доставке везикул), интенсивность и направленность которого, в свою очередь, оказывает влияние на полярный рост и формообразование клеток. На растительных и животных объектах было показано, что процессы экзо- и эндоцитоза зависят от стабильного биосинтеза ряда липидов, например ГлЦер (Футерман, 1998). Результаты наших исследований также демонстрируют значение биосинтеза ГлЦер для монополярного роста. Так, ингибирование начальных этапов синтеза сфинголипидов фумонизином приводило к нарушениям полярного роста грибных гиф, что проявлялось в образовании вздутий и усиленном ветвлении в апикальных частях гиф. Связь процессов биосинтеза липидов с мофогенетическим ответом была выявлена также в эксперименте с ингибиторами синтеза ФХ. Следует отметить, что ранее биосинтез ФХ в контексте регуляции роста и морфогенеза не обсуждался.

В заключение необходимо отметить, что выявление всего комплекса взаимосвязей липидного метаболизма с таким сложным интегральным процессом как морфогенез невозможно осуществить в рамках одной работы. В связи с этим можно предложить некоторые перспективные направления дальнейших исследований в этой области.

1. Было показано, что в ходе развития плодовых тел базидиомицетов в составе фосфолипидов происходит накопление линолевой и линоленовых кислот. В этой связи перспективным направлением является поиск у базидиомицетов элементов системы, аналогичной или гомологичной липоксигеназной системе животных и растений. На данный момент в грибах обнаружены лишь отдельные ферменты, окисляющие ненасыщенные ЖК, а немногочисленные данные об участии оксилипинов в процессах морфогенеза получены в основном на аскомицетах.

2. Выявленные изменения в соотношении изомеров С 18:1 кислоты в ходе развития S. commune указывают на перспективность дальнейших исследований в области регуляции процессов десатурации у базидиомицетов.

3. Синтез бесфосфорного полярного липида ДГТС, по-видимому, играет важную роль в процессах адаптации базидиомицетов к стрессовым воздействиям. В связи с этим возникают новые вопросы о конкретных индукторах и возможных путях регуляции синтеза этих липидов, а также их взаимосвязи с синтезом фосфолипидов.

4. Работа по изучению влияния ингибиторов синтеза сфинголипидов на липидный состав и морфологию культуры F. velutipes дала ряд предварительных результатов, определив направление дальнейших исследований в этой области. Применение PDMP для ингибирования синтеза ГлЦер поставило вопрос о специфичности грибных ГлЦер-синтаз и выявило необходимость подбора более действенных ингибиторов.

5. В экспериментах с экзогенными ГлЦер было показано, что структура ГлЦер имеет принципиальное значение для проявления их биоэффекторных свойств. Однако установить значение количества гидроксильных групп в сфингоидных основаниях пока не удалось, т.к. использованные смеси ГлЦер содержали сопоставимые количества ди- и тригидрокси-оснований. В этой связи особый интерес представляет изучение эффектов экзогенных индивидуальных молекулярных видов ГлЦер.

6. Более тщательного изучения заслуживают системы регуляции фосфолипидного метаболизма базидиальных грибов, которые, как выявило данное исследование, могут значительно отличаться от хорошо изученных механизмов, регулирующих обмен фосфолипидов у дрожжей. Проведенные ориентировочные исследования с модификациями метаболизма ФХ с помощью экзогенных фосфолипидов и ингибирования их синтеза показали перспективность этого подхода к исследованию липидного метаболизма.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сеник, Светлана Викторовна, 2012 год

1. Белова Н.В., Денисова Н.П. Грибы белой гнили древесины и возможность ихиспользования для утилизации отходов // Биотехнология. 2005. №4. С. 55-58.

2. Бергельсон Л.Д., Дятловицкая Э.В., Молотковский Ю.Г. и др. Препаративнаябиохимия липидов. М.: Наука, 1981. 259 с.

3. Бисько H.A., Бухало A.C., Вассер С.П., Дудка И.А., Кулеш М.Д., Соломко Э.Ф.,

4. Шевченко C.B. Высшие съедобные базидиомицеты в поверхностной и глубинной культуре. Киев: Наукова думка, 1983. 312 с.

5. Бухало A.C. Выделение и изучение высших базидиальных грибов // Методыэкспериментальной микологии. Киев.: Наукова думка, 1973.

6. Бухало A.C. Высшие съедобные базидиомицеты в чистой культуре. Киев: Науковадумка, 1988. 144 с.

7. Верещагина O.A., Меморская A.C., Терёшина В.М. Роль экзогенных липидов вликопиногенезе мукорового гриба Blakeslea trispora II Микробиология. 2010. T. 79, №5. С. 605-613.

8. Ветчинкина Е.П. Морфологические особенности роста мицелия и плодоношениянекоторых штаммов съедобного ксилотрофного базидиомицета Lentinus edodes II Известия Самарского научного центра Российской академии наук. 2007. Т. 9, № 4. С. 1085-1090.

9. Ветчинкина Е.П., Никитина В.Е. Внутриклеточные лектины на разных стадияхразвития Lentinus edodes II Известия Самарского научного центра Российской академии наук. 2008. Т. 10, № 2. С. 629-635.

10. Ветчинкина Е.П., Соколов О.И., Никитина В.Е. Внутриклеточные лектины на разныхстадиях развития Lentinus edodes II Микробиология. 2008. T. 77, № 4. С. 496-501.

11. Воскобойников Г.М. Механизмы адаптации, регуляции роста и перспективыиспользования макрофитов Баренцева моря: Автореф. дисс. . докт. биол. наук. Мурманск.: ММБИ РАН, 2006. 45 с.

12. Дембицкий В.М., Печенкина Е.Е. Фосфолипидный и жирнокислотный составвысших грибов // Химия природных соединений. 1991. Т. 2. С. 182-184.

13. Дятловицкая Э.В. Зависимость биоэффекторных свойств сфинголипидов от строенияих гидрофобного фрагмента // Биохимия. 1998. Т. 63, №1. С. 67-74.

14. Гвоздкова Т.С., Щерба В.В., Черноок Т.В., Филимонова Т.В., Рожкова З.А., Осадчая

15. О.В., Смирнов Д.А., Бабицкая В.Г. Липиды базидиальных грибов // Микробные биотехнологии: фундаментальные и прикладные аспекты / Под ред. член-кор. Коломиец и акад. Э.И. Лобанок А.Г. Минск.: Изд. И.П. Логвинов, 2007. С. 88-102.

16. Гречкин А.Н., Королев О.С., Курамшин P.A., Ефремов Ю.А., Мусин Р.З., Ильясов

17. A.B., Латыпов Ш.К., Тарчевский И.А. Новый физиологически-активный продукт окисления линолеата в гомогенате листьев 12-оксидодец-9(г)-еновая кислота // Докл. АН СССР. 1987. Т. 297, №5. С. 1257-1260.

18. Дрюк В.Г., Карцев В.Г., Войцеховекая М.А. Океираны синтез и биологическаяактивность. Механизм, ассоциативные и стерические эффекты перексидного эпоксидирования алленов. М.: Богородский печатник, 1999. 527 с.

19. Зинченко В.П., Долгачева Л.П. Внутриклеточная сигнализация. Пущино, 2003.электронное изд-во "Аналитическая микроскопия".

20. Зинченко Г.А., Фунтикова Н.С., Белов А.П. Изучение элонгации жирных кислот вмикросомах грибов Mucor lusitanicus И Микробиология. 1993. Т. 62, Вып. 2. С. 238-241.

21. Кадималиев Д.А., Ревин В.В., Надежина О.С., Атыкян H.A., Самуилов В.Д.

22. Взаимосвязь состава липидов и продуктов их перекисного окисления с секрецией лигнолитических ферментов в процессе роста Lentinus (Panus) tigrinus II Микробиология. 2006. T. 75. № 5. С. 1-5.

23. Камзолкина O.B. Микроморфология и ультраструктура агарикоидных грибов наразных стадиях жизненных циклов // Автореф. дисс. . доктора биологических наук. М.: МГУ, 2005. 48 с.

24. Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. М.:1. Мир, 1975.322 с.

25. Киселёва М.А. Метаболизм мембранных липидов у свободноживущих исимбиотических зеленых водорослей рода Pseudococcomyxa в условиях дефицита фосфора: Автореф. дисс. . канд. биол. наук. Санкт-Петербург: БИН РАН, 2008. 23с.

26. Когтева Г.С., Безуглов В.В. Ненасыщенные жирные кислоты как эндогенныебиорегуляторы // Биохимия. 1998. Т. 63. Вып. 1. С. 6-15.

27. Конова И.В., Кочкина Г.А., Галанина Л.А. Преобладание цис-9-гексадеценовойкислоты характерный признак жирнокислотного профиля зигомицетов из порядка Kickxellales II Микробиология. 2005. Т.74, №1. С. 99-103.

28. Костюк П.Г., Островский М.А. Клеточная сигнализация / Под ред. П.Г. Костюк, М.А.

29. Островский. М.: Наука, 1992. 234 с.

30. Котлова Е.Р., Воскобойников Г.М. Влияние сезонных изменений температуры идлины светового дня на мембранные липиды Fucus vesiculosus (Phaeophyta) из Баренцева моря // Ботанический журнал. 2010. Т. 95, № 11. С. 1587-1595.

31. Котлова Е.Р., Попов Е.С. Особенности распределения бетаиновых липидов ифосфатидилхолинов у аскомицетов // Микология и фитопатология. 2005. Т. 39, № 4. С. 68-77.

32. Котлова Е.Р., Сеник C.B., Кюхер Т., Шаварда А.Л., Кияшко A.A., Псурцева Н.В.,

33. Зубарев P.A. Изменения в составе мембранных глицеро- и сфинголипидов в ходе развития поверхностной культуры Flammulina velutipes II Микробиология. 2009. Т.78, №2. С. 226-235.

34. Котлова Е.Р., Синютина Н.Ф. Изменение содержания индивидуальных классовлипидов лишайника Peltigera aphthosa в процессе обезвоживания и последующего реувлажнения // Физиология растений. 2005. Т. 52, № 1. С. 43-50.

35. Котлова Е.Р., Шадрин H.B. Участие мембранных липидов в адаптации Cladophora

36. Chlorophyta) к обитанию в мелководных озерах с различной соленостью // Ботанический журнал. 2003. Т.88, №5. С. 38-44.

37. Матросова Е.В. Цитологический и изоферментный анализ видов рода Agaricus Fr.emend. Karst. M.: Автореф. дисс. . канд. биол. наук. Санкт-Петербург: МГУ, 2007. 24 с.

38. Медведев С.С., Танкелюн О.В., Батов А.Ю., Воронина О.В., Мартинец Я., Махачкова

39. И. Ионофорные функции фосфатидной кислоты в растительной клетке Физиология растений. 2006. Т. 53, № 1. С. 45-53.

40. Михайлова М.В., Феофилова Е.П., Шумская Г.Г., Шевцов В. Изменения в соствелипидов в процессе дифференцировки грибов порядка Agaricales II Прикладная биохимия и микробиология. 1993. Т. 29, Вып.2. С. 315-320.

41. Морозова Е.В., Козлов В.П., Терешина В.М., Меморская A.C., Феофилова Е.П.

42. Изменения в липидном и углеводном составе конидий Aspergillus niger в процессе прорастания // Прикладная биохимия и микробиология. 2002. Т. 38, №2. С. 149154.

43. Морозова Э.Н., Фалина H.H., Денисова Н.П., Баркова Л.В., Псурцева Н.В., Самарцев

44. М.А., Шитова В.И. Анализ компонентного состава и субстратной специфичности фибринолитического препарата из гриба Flammulina velutipes II Биохимия. 1982. Т.47.Вып.7. С. 1181-1185.

45. Мысякина И.С. Липиды в морфогенетических процессах, диморфизме и адаптациимицелиальных грибов: Автореферат дисс. . канд. биол. наук. М.: Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН, 2009. 50 с.

46. Мысякина И.С., Феофилова Е.П. Липиды в морфогенетических процессахмицелиальных грибов // Микробиология. 2011. Т. 80. № 3. С. 291-300.

47. Мысякина И.С., Фунтикова Н.С. Роль стеринов в морфогенетических процессах идиморфизме грибов // Микробиология. 2007. Т. 76, №1. С. 1-13.

48. Назаров П.Е., Мягкова Г.И., Гроза Н.В. Полиненасыщенные жирные кислоты какуниверсальные эндогенные биорегуляторы // Вестник МИТХТ. 2009. Т. 4, № 5. С. 3-19.

49. Новицкая Г.В. Методическое руководство по тонкослойной хроматографии // М.:1. Наука, 1972. 64 с.

50. Проказова Н.В., Звездина Н.Д., Коротаева A.A. Влияние лизофосфатидилхолина на передачу трансмембранного сигнала внутрь клетки // Биохимия. 1998. Т. 63. № 1.С. 38-46.

51. Псурцева Н.В. Культура Flammulina velutipes (Fr.) P.Karst, (биология,народнохозяйственное значение) // Микология и фитопатология. 1987. Т.21, №5. С. 477-486.

52. Пучкова Т.А., Бабицкая В.Г., Щерба В.В., Гвоздкова Т.С., Рожкова З.А., Черноок

53. Т.В. Биохимический состав гриба Cordyceps militar is нового объекта биотехнологии // Сборник научных трудов / Под ред. член-кор. Коломиец и акад. Э.И. Лобанок А.Г. Минск.: Изд. И.П. Логвинов, 2007. С. 299-305.

54. Решетников С.В. Эволюция бесполого размножения высших базидиомицетов. Киев.:

55. Наукова думка, 1991. 188 с.

56. Розенцвет О.А. Липидный состав растений как показатель их адаптивныхвозможностей к различным экологическим условиям: Автореферат дисс. . докт. биол. наук. Тольятти: Институт экологии Волжского бассейна РАН, 2006. 36 с.

57. Сеник С.В., Новиков А.В., Котлова Е.Р. Структурное разнообразие гликоцерамидов вплодовых телах базидиальных грибов // Растительные ресурсы. 2011. Т. 47, № 4. С. 131-140.

58. Сеник С.В., Котлова Е.Р., Кияшко А.А., Новиков А.В. Динамика измененийлипидного компонента мембран в процессе морфогенеза базидиальных грибов // Иммунология, Аллергология, Инфектология. №1. 2010. С.37-38

59. Сеник С.В., Котлова Е.Р., Новиков А.В., Шаварда А.Л., Псурцева Н.В. Образованиедиацилглицерилтриметилгомосеринов в поверхностной культуре базидиомицета Flammulina velutipes II Микробиология. 2012. Т. 81, № 5. С. 578 586.

60. Сергеева и др., Сергеева Я.Э., Галанина Л.А. Феофилова Е.П. О новой функциитрегалозы и об особенностях липидообразования у мицелиальных грибов // Микробиология. 2010 Т. 74, № 4. С. 470-474.

61. Тарчевский И.А. Сигнальные системы клеток растений. М.: Наука, 2002. 294 с.

62. Терёшина В.М., Меморская А.С. Адаптация Flammulina velutipes к гипотермии вприродных условиях: роль липидов и углеводов // Микробиология. 2005. Т. 74, № 3. С. 329-334

63. Терёшина В.М., Меморская А.С., Котлова Е.Р., Феофилова Е.П. Состав мембранныхлипидов и углеводов цитозоля в условиях теплового шока у Aspergillus niger II Микробиология. 2010. Т. 79, № 1. С. 45-51.

64. Терёшина В.М., Меморская А.С., Кочкина Г.А., Феофилова Е.П. Покоящиеся клеткив цикле развития Blakeslea trispora: отличия в липидном и углеводном составе // Микробиология. 2002. Т. 71, № 6. С. 794-800.

65. Терёшина В.М., Меморская А.С., Феофилова Е.П. Биохимические особенностидозревания базидиоспор Agaricus bisporus в различных температурных условиях // Микробиология. 2007. Т. 76, № 5. С. 627-631

66. Ткачук В.А. Фосфоинозитидный обмен и осцилляция ионов Са2+ // Биохимия. 1998.1. Т. 63, № 1.С. 47-56.

67. Феофилова Е.П. Липиды мицелиальных грибов и перспективы развития микробнойолеобиотехнологии // Биологические науки. 1990. №11. С. 5-25.

68. Феофилова Е.П. Торможение жизненной активности как универсальныйбиохимический механизм адаптации микроорганизмов к стрессовым воздействиям // Прикладная биохимия и микробиология. 2003. Т. 39, № 1. С. 5-24.

69. Феофилова Е.П. Мицелиальные грибы как источники получения новыхлекарственных препаратов с иммуномодулирующей, противоопухолевой и ранозаживляющей активностями // Иммунопатология, Аллергология, Инфектология. 2004, №1. С. 27-32.

70. Феофилова Е.П., Горнова И.Б., Меморская A.C., Гарибова JI.B. Липидный составплодовых тел и глубинного мицелия Lentinus edodes (Berk) Sing Lentinula edodes (Berk) Pegler. // Микробиология. 1998. T. 67, № 5. С. 655-659.

71. Феофилова Е.П., Ивашечкин A.A., Алёхин А.И., Сергеева Я.Э. Споры грибов: покой,прорастание, химический состав и значение для биотехнологии (обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 2012. Т. 48, № 1. С. 5-17.

72. Феофилова Е.П., Терешина В.М., Гарибова Л.В., Завьялова Л.А., Меморская A.C.,

73. Марышова Н.С. Прорастание базидиоспор Agaricus bisporus II Прикладная биохимия и микробиология. 2004. Т. 40, № 2. С. 220-222.

74. Феофилова Е.П., Терёшина В.М., Меморская A.C. О биохимических механизмахадаптации к температуре у (+) и (-) штаммов Blakeslea trispora II Микробиология. 2005. T. 74, №6. С. 750-755.

75. Феофилова Е.П., Терешина В.М., Меморская A.C., Завьялова Л.А., Марышова Н.С.

76. Изменения в составе углеводов цитозоля в процессе цитодифференцировки грибов порядка Agaricales II Микробиология. 1999. Т. 68, № 3. С. 356-361

77. Феофилова Е.П., Терешина В.М., Меморская A.C., Хохлова Н.С. О различныхмеханизмах биохимической адаптации мицелия грибов к температурному стрессу: изменения в составе липидов // Микробиология. 2000. Т. 69, № 5. С. 606-612.

78. Финеан Д., Колмэн Р., Мичелл Р. Мембраны и их функции в клетке М.: Мир, 1977.200 с.

79. Футерман А.Х. Роль церамида в регуляции роста и развития нейронов (обзор) //

80. Биохимия. 1998. Т. 63, № 1. С. 89-100.

81. Хотимченко C.B. Липиды морских водорослей-макрофитов и трав: структура,распределение, анализ // Владивосток: Дальнаука, 2003. 234 с.

82. Шиврина А.Н., Низковская О.П., Фалина H.H., Маттисон Н.Л., Ефименко О.М.

83. Биосинтетическая деятельность высших грибов. Л.: Изд-во Наука, 1969. 241 с.

84. Шишова М.Ф., Танкелюн О.В., Емельянов В.В., Полевой В.В. Рецепция итрансдукция сигналов у растений. СПб.: изд-во СПбГУ, 2008. 263 с.

85. Шпигель С., Кувилье О., Эдзаль Л., Кохама Т., Мензелев Р., Оливера А., Томас Д.,

86. Ту 3., ван Бруклин Д., Ванг Ф. Роль сфингозин-1-фосфата в росте, диффе-ренцировке и смерти клеток (обзор) // Биохимия. 1998. Т. 63, Вып 1. С. 83-89.

87. Adams Т.Н., Wieser J.K., Yu J. Asexual sporulation in Aspergillus nidulans II

88. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 1998. V. 62. P. 35-54.

89. Aitken W. В., Niederpruem D. J. Ultrastructural Changes and Biochemical Events in

90. Basidiospore Germination of Schizophyllum commune II Journal of bacteriology. 1970. V. 104,1. 2. P. 981-988.

91. Alam M., Chakravarti A., Ikawa M. Lipid composition of the brown alga Fucusvesiculosus II Journal of Phycology. 1971. V. 7. P. 267-268.

92. Allayee H., Roth N., Hodis H. N. Polyunsaturated fatty acids and cardiovascular disease:implications for nutrigenetics // Journal of Nutrigenetics and Nutrigenomics. 2009. V. 2, I. 3. P. 140-148.

93. Alvarez F.J., Douglas L.M., Konopka J.B. Sterol-Rich Plasma Membrane Domains in

94. Fungi // Eucariotic Cell. 2007. V. 6, №. 5. p. 755-763.

95. Aridor-Piterman O., Lavie Y., Liscovitch M. Bimodal distribution of phosphatidic acidphosphohydrolase in NG108-15 cells. Modulation by the amphiphilic lipids oleic acid and sphingosine // European Journal of Biochemistry. 1992. V. 204. P. 561-568.

96. Arika T., Amemiya K., Nomoto K. Combination therapy of radiation and Sizofiran

97. SPG) on the tumor growth and metastasis on squamous-cell carcinoma NR-S1 in syngeneic C3H/He mice // Biotherapy. 1992. V. 4. P. 165-170.

98. Asgeirsdbttir S. A., van Wetter M. A. Wessels J. G. H. Differential expression of genesunder control of the mating-type genes in the secondary mycelium of Schizophyllum commune II Microbiology. 1995. V. 141. P. 1281-1288

99. Ashan K. The production of fruit bodies in Collybia velutipes. I. Influence of differentcultures conditions // Physiologia plantarum. 1954. V.7. P. 571-591.

100. Atkinson K.D., Jensen B., Kolat A., Storm E.M., Henry S.A., Fogel S. Yeast Mutants

101. Auxotrophic for Choline or Ethanolamine // Journal of bacteriology. 1980. V.141. P. 558-564.

102. Badalyan S.M., Hambardzumyan L.A. Investigation of immune modulation activity ofmedicinal mushroom Flammulina velutipes in vitro cytokines induction by fruiting body extract // International Journal of Medicinal Mushrooms. 2001. V. 3. P. 110-111.

103. Badalyan S.M., Hughes H.W., Sakeyan C.Z. Morphology, growth characteristics, andgenetic variation of the edible medicinal mushroom Flammulina velutipes collections // International Journal of Medicinal Mushrooms. 2006. V. 8. P. 263-278.

104. Bagnat M., Keranen S., Shevchenko A., Shevchenko A., Simons K. Lipid rafts function inbiosynthetic delivery of proteins to the cell surface in yeast // Proceedings of the National Academy of Sciences. 2000. V. 97,1. 7. P. 3254-3259.

105. Bagnat M., Simons K. Cell surface polarization during yeast mating // Proceedings of the

106. National Academy of Sciences of the United States of America. 2002. V. 99, I. 22. P.14183-14188.

107. Bakshi B.K., Sehgal H.S., Singh B. Cultural diagnosis of Indian Polyporaceae. I Genus

108. Polyporus II Indian Forest Records. 1969. V. 2. P. 205-244.

109. Balguerie A., Bagnat M., Bonneu M., Aigle M., BretonA. M. Rvsl61p and Sphingolipids

110. Are Required for Actin Repolarization following Salt Stress // Eucariotic cell. 2002. V. 1, № 6. P. 1021-1031.

111. Barak A.J., Tuma D.J. Betaine, metabolic by-product or vital methylating agent? // Life

112. Sciences 1983. V. 32. P. 771-774.

113. Baretto-Bergter E., Pinto M.R., Rodrigues M.L. Structure and biological functions offungal cerebrosides // Annals of the Brazilian Academy of Sciences. 2004. V. 76, №1. P. 67-84.

114. Barreto-Bergter E., Sassaki G.L., deSouza L.M. Structural analysis of fungal cerebrosides

115. Frontiers in Microbiology. 2011. V. 2, № 239. P. 1-11.

116. Barlow P.W. An introduction to gravity perception in plants and fungi a multiplicity ofmechanisms //Adv Space Res. 1996. V. 17,1. 6-7 P. 69-72.

117. Beck J.G., Mathieu D., Loudet C., Buchoux S., Dufourc E.J. Plant sterols in "rafts": abetter way to regulate membrane thermal shocks // The FASEB Journal. 2007. V. 21. P. 1714-1723

118. Beelman R.B., Royse D., Chikthimmah N. Bioactive components in Agaricus bisporus (J.1.e) imbach of nutritional, medicinal or biological importance // International Journal of Medicinal Mushrooms. 2003. V. 5, № 4. P. 118.

119. Bellou S., Moustogianni A., Makri A., Aggelis G. Lipids Containing Polyunsaturated Fatty

120. Acids Synthesized by Zygomycetes Grown on Glycerol // Applied Biochemistry and Biotechnology. 2012. V. 166. P. 146-158.

121. Beltran-Garcia M.J., Estarron-Espinosa M., Ogura T. Volatile Compounds Secreted by the

122. Oyster Mushroom (Pleurotus ostreatus) and Their Antibacterial Activities // Journal of Agricultural and Food Chemistry. 1997. V. 45. P. 4049-4052.

123. Bennett D.E., McCreary C.E., Coleman D.C. Genetic characterization of a phospholipase Cgene from Candida albicans', presence of homologous sequences in Candida species other than Candida albicans II Microbiology. 1998. V. 144. P. 55-72.

124. Benning C., Huang Z.H., Gage D.A. Accumulation of a novel glycolipid and a betainelipid in cell of Rhodobacter sphaeroides grown under phosphate limitation // Archives of Biochemistry and Biophysics. 1995. V. 317. P.103-111.

125. Ben-Ze'ev I.S., Levy E., Eilam T., Anikster Y. Whole-cell fatty acid profiles a tool forspecies and subspecies classification in the Puccinia recóndita complex // Journal of Plant Pathology. 2005. V. 87,1. 3. P. 187-197.

126. Berends E., Ohm R. A., de Jong J.F., Rouwendal G., Wosten H.A.B., Lugones L.G., Bosch

127. D. Genomic and Biochemical Analysis of N Glycosylation in the Mushroom-Forming Basidiomycete Schizophyllum commune II Applied and environmental microbiology. 2009. V. 75,1. 13. P. 4648-4652.

128. Binks P.R., Robson G.D., Goosey M.W., Trinci A.P. Relationships betweenphosphatidylcholine content, chitin synthesis, growth, and morphology of Aspergillus nidulans choC // FEMS Microbiology Letters. 1991. V. 67,1. 2. P. 159-164.

129. Binks P.R. (1991). The eflect of edifenphos on chitin biosynthesis and growth of fungi.

130. PhD thesis, University of Manchester, UK.

131. Birner R., Burgermeister M., Schneiter R., Daum G. Roles of Phosphatidylethanolamineand of Its Several Biosynthetic Pathways in Saccharomyces cerevisiae // Molecular Biology of the Cell. 2001. V. 12. P. 997-1007.

132. Black P.N., DiRusso C.C. Transmembrane Movement of Exogenous Long-Chain Fatty

133. Acids: Proteins, Enzymes, and Vectorial Esterification // Microbiology and molecular biology reviews. 2003. V. 67,1. 3 P. 454-472.

134. Blacklock B.J., Scheffler B.E., Shepard M.R., Jayasuriya N., Minto R.E. Functional

135. Diversity in Fungal Fatty Acid Synthesis The First Acetylenase From The Pacific Golden Chanterelle, Cantharellus Formosus II The Journal of Biological chemistry. 2010. V. 285,1. 37. P. 28442-28449.

136. Blee E. Phytooxylipins and plant defense reactions // Progress in Lipid Research. 1998. V.37,1.1. P. 33-72.

137. Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Canadian

138. Journal of the Biochemistry and Physiology. 1959. V. 37,1. 8. P. 911-915.

139. Blomquist G., Anderson B., Anderson K., Brondz I., Analysis of fatty acids. A new methodfor characterization of moulds // Journal of Microbiological Methods. 1992. V. 16. P. 59-68.

140. Bogdanov M., Dowhan W. Lipid-assisted Protein Folding // The Journal of Biologicalchemistry. 1999. V. 274, № 52. P. 36827-36830.

141. Bokoch G.M., Reilly A.M., Daniels R.H., King C.C., Olivera A., Spiegel S., Knaus U.G. A

142. GTPase-independent mechanism of p21-activated kinase activation. Regulation by sphingosine and other biologically active lipids // The Journal of Biological chemistry. 1998. V. 273. P. 8137-8144.

143. Bonventre J.V. Phospholipase A2 and Signal Transduction // Journal of the American

144. Society of Nephrology. 1992. V. 3, № 2. P.128-150.

145. Boss W.F., Yang J.I. Phosphoinositide Signaling // Annual Review of Plant Biology. 2012.1. V. 63. P. 409-29

146. Bottone E.J., Nagarsheth N., Chiu K. Evidence of self-inhibition by filamentous fungiaccounts for unidirectional hyphal growth in colonies // Canadian Journal of Microbiology. 1998. V. 44,1. 4. P. 390-393.

147. Boulianne R.P., Liu Y., Aebi M, Lu B.C., Kues U. Fruiting body development in Coprinuscinereus: regulated expression of two lectins secreted by a non-classical pathway // Microbiology (UK). 2000. V. 146. P. 1841-1853.

148. Boumann H.A., Damen M.J.A., Versluis С., Heck A.J.R., De Kruijff В., De Kroon A.I.

149. P.M. The two biosynthetic routes leading to Phosphatidylcholine in yeast produce different sets of molecular species. Evidence for lipid remodeling // Biochemistry. 2003. V. 42,1.10. P. 3054-3059.

150. Boumann H.A., Gubbens J., Koorengevel M.C., Oh C.-S., Martin C.E., Heck A.J.R.,

151. Boyce K.J., Andrianopoulos A. Morphogenesis: Control of Cell Types and Shape // The

152. Mycota I. 2nd Edition. / Eds.: KüesU., FischerR. Berlin: Springer. 2006. P. 3-20.

153. Brand A., Gow N.A.R. Mechanisms of hypha orientation of fungi // Current Opinion in

154. Microbiology. 2009. V. 12,1.4. P. 350-357.

155. Brash A.R., Ingram C.D., Harris T.M. Analysis of specific oxygenation reaction of soybeanlipoxygenase-1 with fatty acids esterifies in phospholipids // Biochemistry. 1987. V. 26, №22. P. 5465-5471.

156. Brefeld О. Untersuchungen aus dem Gesammtgebiete der Mycologie. Leipzig: Felix, 1889.1. P.305.

157. Brennan P.J., Griffin P.F.S., Lösel D.M., Tyrrell D. The lipids of fungi // Progress in the

158. Chemistry of Fats and other Lipids. 1974. V. 14. P. 49-89

159. Brown A.E., Elovson J. Isolation and characterization of a novel lipid, 1(3),2diacylglyceryl-(3)-0-4'-(N,N,N-trimethyl)homoserine, from Ochromonas danica II Biochemistry. 1974. V.13,1.17. P.3476-3482.

160. Brown D.A., London E. Functions of lipid rafts in biological membranes // Annual Reviewof Cell and Developmental Biology. 1998. V. 14. P.l 11-136.

161. Buccoliero R., Futerman A.H. The roles of ceramide and complex sphingolipids inneuronal cell function // Pharmacological Research. 2003. V. 47. P. 409-419.

162. Bussink H.J., Osmani S.A. A cyclin-dependent kinase family member (PHOA) is requiredto link developmental fate to environmental conditions in Aspergillus nidulans. II EMBO Journal. 1998. V.17,1.14. P. 3990-4003.

163. Byrne P.F.S., Brennan P.J. The Lipids of Agaricus bisporus И Journal of General

164. Microbiology. 1975. V. 89. P. 245-255.

165. Cabib E. The synthesis and degradation of chitin // Advances in enzymology and relatedareas of molecular biology. 1987. V. 59. P.59-101.

166. Calvo A.M., Gardner H.W., Keller N.P. Genetic Connection between Fatty Acid

167. Metabolism and Sporulation in Aspergillus nidulans II The Journal of Biological Chemistry. 2001. V. 276,1. 28. P. 25766-25774.

168. Calvo A.M., Hinze L.L., Gardner H.W., Keller N.P. Sporogenic effect of polyunsaturatedfatty acids on development of Aspergillus spp. II Applied and environmental microbiology. 1999. P. 3668-3673

169. Calvo A.M., Wilson R.A., Bok J.W., Keller N.P. Relationship between secondarymetabolism and fungal development // Microbiology and molecular biology reviews, 2002. P. 447-459

170. Carman G.M. Regulation of phospholipid synthesis in yeast by zinc // Biochemical Society

171. Transactions. 2005. V. 33, Part 5. P. 1150-1153.

172. Carman G.M., Han G.-S. Regulation of phospholipid synthesis in Saccharomycescerevisiae by zinc depletion // Biochimica et Biophysica Acta. 2007. V. 1771, I. 3. P. 322-330.

173. Carman G.M., Han G.-S. Regulation of Phospholipid Synthesis in the Yeast

174. Saccharomyces cerevisiae II The Annual Review of Biochemistry. 2011. V. 80. P.859-83.

175. Carman G.M., Henry S.A. 1999. Phospholipid biosynthesis in the yeast Saccharomycescerevisiae and interrelationship with other metabolic processes. Progress in Lipid Research. V. 38. P. 361-399.

176. Carman G. M., Henry S. A. Phosphatidic Acid Plays a Central Role in the Transcriptional

177. Regulation of Glycerophospholipid Synthesis in Saccharomyces cerevisiae II The Jounal of Biological chemistry. 2007. V. 282,1. 52. P. 37293-37297.

178. Carman G.M., Kersting M.C. Phospholipid synthesis in yeast: regulation byphosphorylation // Biochemistry and Cell Biology. 2004. V. 82. P. 62-70.

179. Carman G.M., Zeimetz G.M. Regulation of Phospholipid Biosynthesis in the Yeast

180. Saccharomyces cerevisiae II The journal of biological chemistry. 1996. V. 271, No. 23, P. 13293-13296.

181. Carmichael J. W. Blastospores, aleuriospores, ehlamydospores // Taxonomy of fungiimperfecti / Ed. Kendrick, B. Toronto: University of Toronto Press, 1971. P. 50-70.

182. Casselton L.A., Olesnicky N.S. Molecular genetics of mating recognition in basidiomycetefungi // Microbiology and Molecular Biology Reviews. 1998. V. 62,1. 1. P. 55-70.

183. Cazzolli R., Shemon A.N., Fang M.Q., Hughes W.E. Phospholipid Signalling Through

184. Phospholipase D and Phosphatidic Acid // IUBMB Life. 2006. V. 58. №8. P. 457-461.

185. Chechetkin I.R., Osipova, E.V., Antsygina L.L., Gogolev Y.V., Grechkin A.N. Oxidationof glycerolipids by maize 9-lipoxygenase and its A562G mutant // Chemistry and Physics of Lipids. 2011. V. 164,1.3. P. 216-220.

186. Cerbón J, Falcon A, Hernández-Luna C, Segura-Cobos D. Inositol phosphoceramidesynthase is a regulator of intracellular levels of diacylglycerol and ceramide during the

187. G1 to S transition in Saccharomyces cerevisiae II Biochemical Journal. 2005. V. 388. P. 169-176.

188. Cerda-Olmedo E., Avalos J. Oleaginous fungi: carotene-rich oil from Phycomyces II

189. Progress in lipid research. 1994. V.33,1.1/2. P.185-192.

190. Chalfant C.E., Spiegel S. Sphingosine 1-phosphate and ceramide 1-phoshate: expandingroles in cell signaling // Journal of Cell Science. 2005. V. 118. P. 4605-4612.

191. Champe S.P., El-Zayat A.A.E. Isolation of a sexual sporulation hormone from Aspergillusnidulans II Journal of Bacteriolology. 1989. V. 171. P. 3982-3988.

192. Chattopadhyay P., Banerjee S.K., Sen K. Lipid profiles of conidia of Aspergillus niger anda fatty acid auxotroph // Canadian Journal of Microbiology. 1987. V. 33, P.l 116-1120.

193. Chen J.H., Cui G.Y., Liu J.Y., Tan R.X. Pinelloside, an antimicrobial cerebroside from

194. Pinellia ternata II Phytochemistry. V. 64. 2003. P. 903-906.

195. Chen S., Ge W., Buswell J.A. Molecular cloning of a new laccase from the edible strawmushroom Volvariella volvacea: possible involvement in fruit body development // FEMS Microbiology Letters. 2004. V. 230. P. 171-176.

196. Cheng J., Park T.-S., Chio L.-C., Fischl A. S., Ye X. S. Induction of Apoptosis by

197. Sphingoid Long-Chain Bases in Aspergillus nidulans II Molecular and Cellular Biology. 2003. V. 23, №1. P. 163-177.

198. Cheng J., Park T.-S., Fischl A.S., Ye X.S. Cell Cycle Progression and Cell Polarity Require

199. Sphingolipid Biosynthesis in Aspergillus nidulans II Molecular and Cellular Biology. 2001. V. 21, № 18. P. 6198-6209.

200. Chiang P. K., Cantoni G. L. Perturbation of biochemical transmethylations by 3deazaadenosine in vivo // Biochem. Pharmacol. 1979. V. 28. P. 1897-1902.

201. Chitarra G. S., Abee T., Rombouts F.M., Posthumus M. A., Dijksterhuis J. Germination of

202. Penicillium paneum Conidia Is Regulated by l-Octen-3-ol, a Volatile Self-Inhibitor // Applied and Environmental Microbiology. 2004. V.70, №5. P. 2823 -2829.

203. Chiu S.W., Moore D. Evidence for developmental commitment in the differentiating fruitbody of Coprinus cinereus II Transactions of the British Mycological Society. 1988. V. 90. P. 247-253.

204. Choi H.-S., Sreenivas A., Han G.-S., Carman G.M. Regulation of Phospholipid Synthesisin the Yeast ckilA ekilA Mutant Defective in the Kennedy Pathway // The Jounal of Biological chemistry. 2004. V. 279, № 13. P. 1208-12087.

205. Chung H. C., Fleming N. Regulation of phosphatidylinositol kinases by arachidonic acidin rat submandibular gland cells // European Journal of Applied Physiology. 1995. V. 429,1. 6. P. 789-796.

206. Chung H.-J., Kim M.-J., Limb J.-Y., Park S.-M., Cha B.-J., Kim Y.-H., Yang M.-S., Kim

207. D.-H. A gene encoding phosphatidyl inositol-specific phospholipase C from Cryphonectria parasitica modulates the lacl expression // Fungal Genetics and Biology. 2006. V. 43. P. 326-336.

208. Chung N., Mao C., Heitman J., Hannun Y.A., Obeid L.M. Phytosphingosine as a specificinhibitor of growth and nutrient import in Saccharomyces cerevisiae II The Jounal of Biological chemistry. 2001. V. 276. P. 35614-35621.

209. Clemen9on H. Cytology and Plectology of the Hymenomycetes II Bibliotheca Mycologica.1. Berlin, 2004. 489 p.

210. Conconi A., Miquel M.,"Browse J.A., Ryan C.A. Intracellular levels of free linolenic andlinoleic acids increase in tomato leaves in response to wounding // Plant Physiol. 1996. V. 111. P. 797-803.

211. Corner E.J.H. A Fomes with two systems of hyphae // Transactions of the British

212. Mycological Society. 1932. V. 17. P. 51-81.

213. Corner E.J. H. A monograph of the cantharelloid fungi // Annals of Botany Memoirs. 1966.1. V. 2. P. 1-255.

214. Corrochano L.M., Galland P. // Photomorphogenesis and Gravitropism in Fungi // The I.2nd Edition. / Eds.: Kiies U., Fischer R. Berlin: Springer. 2006. P.2 33-265.

215. Cullis P. R., de Kruijff B. Lipid polymorphism and the functional roles of lipids inbiological membranes // Biochemica et Biophysica Acta. 1979. V. 559. P. 399-420.

216. Cullis P. R., Hope M. J., Tilcock C.P.S. Lipid polymorphism and the roles of lipids inmembranes // Chemistry and Physics of Lipids. 1986. V. 40 P. 127-144

217. Da Silva A.F.C., Rodrigues M.L., Farias S.E., Almeida I.C., Pinto M.R., Barreto-Bergter E.

218. Glucosylceramides in Colletotrichum gloeosporioides are involved in the differentiation of conidia into mycelial cells // FEBS Lettres. 2004. V. 561. P. 137-143.

219. De Groot P.W., Schaap P.J., Van Griensven L.J., Visser J. Isolation of developmentallyregulated genes from the edible mushroom Agaricus bisporus II Microbiology. 1997. V.143, Part 6. P. 1993-2001.

220. Dembitsky V. M. Rezanka T. Distribution of Diacylglycerylhomoserines, Phospholipidsand Fatty Acids in Thirteen Moss Species from Southwestern Siberia // Biochemical Systematics and Ecology. 1995. V. 23, No. 1, P. 71-78.

221. Dembitsky V.M., Rozentsvet O.A. Distribution of polar lipids in some marine, brackishand fresh water green macrophytes // Phytochemistry. 1996. V. 41, № 2. P. 483-488.

222. Dembitsky V. M., Shubina E. E., Kashin A. G. Phospholipid and fatty acid compositionof some basidiomycetes // Phytochemistry. 1992. V. 31, № 3. P. 845-849

223. Desrochers M., Jurasek L., Paice M.C. Production of cellulase, b-glucosidase, and xylanaseby Schizophyllum commune grown on a cellulose-peptone medium. Developments in industrial microbiology. 1981. V. 22. P. 648-675

224. Dickson R. C. New insights into sphingolipid metabolism and function in budding yeast //

225. Journal of Lipid Research. 2008. V. 49. P. 909-921.

226. Dickson R.C., Lester R.L. Sphingolipid functions in Saccharomyces cerevisiae II

227. Biochimica et Biophysica Acta. 2002. V. 1583. P. 13-25.

228. Dickson R.C., Nagiec E.E., Skrzypek M., Tillman P., Wells G.B., Lester R.L.

229. Sphingolipids Are Potential Heat Stress Signals in Saccharomyces II The Jounal of Biological chemistry. 1997. V. 272, №. 48. P. 30196-30200.

230. Dickson R. C., Sumanasekera C., Lester R.L. Functions and metabolism of sphingolipids in

231. Saccharomyces cerevisiae II Progress in Lipid Research. 2006. V. 45. P. 447-465

232. Dong C.-H., Yao Y.-J. Nutritional requirements of mycelial growth of Cordyceps sinensisin submerged culture // Journal of Applied Microbiology. 2005. V. 99. P. 483-492.

233. Dons J.J.M., de Vries O.M.H., Wessels J.G.H. Characterization of the genome of thebasidiomycete Schizophyllum commune II Biochimica et Biophysica Acta. 1979. V. 563. P. 100-112.

234. Dons J.J.M., Wessels J.G.H. Sequence organization of the nuclear DNA of Schizophyllumcommune // Biochimica et Biophysica Acta. 1980. V. 607. P. 385-396.

235. Dowd S. R., Bier M. E., Patton-Vogt J. L. Turnover of phosphatidylcholine in

236. Saccharomyces cerevisiae. The role of the CDP-choline pathway // Journal of Biological Chemistry. 2001. V. 276. P. 3756-3763.

237. Drayer A.L., van Haastert P.J.M. Molecular Cloning and Expression of a Phosphoinositidespecific Phospholipase C of Dictyostelium discoideum II The Jounal of Biological chemistry. 1992. V. 267, № 26. P. 18387-18392.

238. Dufourc E. J. Sterols and membrane dynamics // Journal of Biological Chemistry. 2008. V.l.P. 63-77.

239. Durand R., Furuya M. Action spectra for stimulatory and inhibitory effects of UV and bluelight on fruitbody formation in Coprinus congregates // Plant and Cell Physiology. 1985. V. 26. P.l 175-1184.

240. Eis C., Nidetzky B. Characterization of trehalose phosphorylase from Schizophyllumcommune. Journal of Biochemistry. 1999. V. 341. Pt 2. P. 385-393.

241. Ella K.M., Dolan J.W., Qi C., Meier K.E. Characterization of Saccharomyces cerevisiaedeficient in expression of phospholipase D // Biochemical Journal. 1996. V. 314. P. 1519.

242. Ellenbogen B.B., Aaronson S., Goldstein S., Belsky M. Polyunsaturated fatty acids ofaquatic fungi // Comparative Biochemistry and Physiology. 1969 V. 29. P. 805-811.

243. Epstein W. W., Aoyagi E., Jennings P. W. Metabolites of fungi. The fatty materials of

244. Fomes igniarius. Comparative Biochemistry and Physiology. 1966. V. 18. P 225-229.

245. Fairn G.D., Macdonald K., McMaster C.R. A chemogenomic screen in Saccharomycescerevisiae uncovers a primary role for the mitochondria in farnesol toxicity and its regulation by the Pkclpathway // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 4868-4874.

246. Fang J., Liu W., Gao P.J. Cellobiose dehydrogenase from Schizophyllum commune:purification and study of some catalytic, inactivation, and cellulose-binding properties. Archives of biochemistry and biophysics. 1998. V. 353. P. 37-46.

247. Fedorova N.D., Badger J.H., Robson G.D., Wortman J.R, Nierman W.C. Comparativeanalysis of programmed cell death pathways in filamentous fungi // BMC Genomics. 2005. V. 6, № 177. P. 1-14.

248. Feofilova E.P., Tereshina V.M., Memorskaya A.S., Khokhlova N.S. Different Mechanismsof the Biochemical Adaptation of Mycelial Fungi to Temperature Stress: Changes in the Lipid Composition // Microbiologia. 2000. V. 69,1. 5. P. 509-515.

249. Fielding C.J., Fielding P.E. Membrane cholesterol and the regulation of signaltransduction// Biochemical Society Transactions. 2004. V. 32, Part 1. P. 65-69.

250. Fillinger S, Chaveroche MK, Shimuzu K, Keller N, d'Enfert C. cAMP and ras signallingindependently control spore germination in the filamentous fungus Aspergillus nidulans II Molecular Microbiology. 2002. V. 44. P. 1001-1016.

251. Fischer R. The Cytoskeleton and Polarized Growth of Filamentous Fungi // The Mycota

252. VIII / Eds.: Howard R.J., Gow N.A.R. Leipzig: Springer, 2007. P. 121-136.

253. Fischer R., KiiesU. Asexual Sporulation in Mycelial Fungi // The Mycota I. 2nd Edition. /

254. Eds.: KiiesU., FischerR. Berlin: Springer. 2006. P. 263-292.

255. Fischer R., Zekert N., Takeshita N. Polarized growth in fungi interplay between thecytoskeleton, positional markers and membrane domains // Molecular Microbiology. 2008. V. 68,1. 4. P. 813-826.

256. Foester G.E., Behrens P.Q., Airth R.L. Bioluminiscence and other characteristics of

257. Collybia velutipes II American journal of Botany. 1965. V. 52. P. 487 495.

258. Fons F., Rapior S., Fruchier A., Saviuc P., Bessiere J.M. Volatile composition of Clitocybeamoenolens, Tricholoma caligatum and Hebeloma radicosum II Cryptogamie, Mycologie. 2006. V. 27,1. 1. P. 45-55.

259. Foster D.A. Regulation of mTOR by Phosphatidic Acid // Cancer Research. 2007. V. 67,1.l.P. 1-4.

260. Fraga M. E., Santana D. M. N., Gatti M. J., Direito G. M., Cavaglieri L. R., Ros C. A. R.

261. Characterization of Aspergillus species based on fatty acid profiles // Mem Inst Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro. 2008. V. 103,1. 6. P. 540-544

262. Frazer L.N., Moore D. The role of calcium accumulation and the cytoskeleton in theperception and response of Coprinus cinereus to gravity // Advances in Space Research. 1996. V. 17,1. 6-7. P.87-90.

263. Friant S., Lombardi R., Schmelzle T., Hall M.N., Riezman H. Sphingoid base signaling via

264. Pkh kinases is required for endocytosis in yeast // The EMBO Jounal. 2001. V. 20. P. 6783-6792.

265. Fries N. Spore germination in the higher Basidiomycetes II Proceedings of the Indian

266. Academy of Science (Plant Sciences. 1984. V. 93,1. 3. P. 205-222.

267. Fukuzawa M., Yamaguchi R., Hide I., Chen Z., Hirai Y., Sugimoto A., Yasuhara T.,

268. Nakata Y. Possible Involvement of Long Chain Fatty Acids in the Spores of Ganoderma lucidum (Reishi Houshi) to Its Anti-tumor Activity // Biological & Pharmaceutical Bulletin. 2008. V. 31,1.10. P. 1933-1937

269. Fulco A. J. Chain elongation, 2-hydroxylation, and decarboxylation of long chain fattyacids by yeast//The Journal of biological chemistry. 1967. V. 242. № 16, P. 36083613.

270. Fultz S.A. Fruiting at High Temperature and Its Genetic Control in the Basidiomycete

271. Flammulina velutipes II Applied and Environmental Microbiology. 1988. P. 2460-2463

272. Funamoto S., Meili R., Lee S., Parry L., Firtel R.A. Spatial and Temporal Regulation of 3

273. Phosphoinositides by PI 3-Kinase and PTEN Mediates Chemotaxis // Cell. 2002. V. 109. P. 611-623.

274. Fukuyama M., Miyake Y. Purification and some properties of cholesterol oxidase from

275. Schizophyllum commune with covalently bound flavin // Journal of Biochemistry. 1979 V. 85,1. 5. P. 1183-1193.

276. Galland P. Reception of far-ultraviolet light in Phycomyces: antagonistic interaction withblue and red light // Planta. 1998. V. 205. P. 269-276.

277. Galland P., Eslava A. P., Alvarez M. I. Photoreception and phototropism in Phycomyces-.antagonistic interactions between far-UV, blue, and red light // Photochem. Photobiol. 1997. V. 66. P. 879-884.

278. Galliard, T., Chan H.W.-S The Biochemistry of Plants: A comprehrnsive treatise. V. 4.1.pids: structure and function P.K. StiAnpf. ed., Vol. 4. 1980, New York: Academic Press. P. 131-161.

279. B)Gao J. M., Shen, J., Yang X., Liu J. K. The Constituents of Russula ochroleuca

280. Basidiomycetes // Acta Botanica Yunnanica. 2001. V. 23. P. 385-393.

281. Gao L., Liu X. Effects of carbon concentrations and carbon to nitrogen ratios onsporulation of two biological control fungi as determined by different culture methods // Mycopathologia. 2010. V. 169. P. 475-481.

282. Gardner H.W. Recent investigations into the lipoxygenase pathway of plants // Biochim

283. Biophys Acta. 1991.V. 1084,1.3. P.221-39.

284. Gasull T., Sarri E., De Gregorio-Rocasolano N., Trullas R. NMDA receptor overactivationinhibits phospholipid synthesis by decreasing choline-ethanolamine phosphotransferase activity // Journal of Neuroscience. 2003. V. 23. P. 4100-4107.

285. Gerzer R., Brash A.R., Hardman J.G. Activation of soluble guanylate cyclase byarachidonic acid and 1 5-lipoxygenase products // Biochim Biophys Acta. 1986. V. 886. P. 383-389.

286. Ghannoum M.A. Potential Role of Phospholipases in Virulence and Fungal Pathogenesis //

287. Clinical Microbiology Reviews. 2000. V. 13,1. 1. P. 122-143.

288. Glaros E. N., Kim W., Garner B. Myriocin-mediated up-regulation of hepatocyte apoA-Isynthesis is associated with ERK inhibition // Clinical Science. 2010. V. 118,1. 11-12. P. 727-736.

289. Gogolev Y.V., Gorina S.S., Gogoleva N.E., Toporkova Y.Y., Chechetkin I.R., Grechkin

290. A.N. Green leaf divinyl ether synthase: Gene detection, molecular cloning and identification of a unique CYP74B subfamily member // Biochimica et Biophysica Acta. 2012. V.1821.I. 2. P. 287-289.

291. Gooday G. W. The control of differentiation in fruit bodies of Coprinus cinereus II Reportsof the Tollori Mycological Inslilule Uapan. 1975. V. 12. P. 151-160.

292. Gooday G.W. Elongation of the stipe of Coprinus cinereus II Developmental Biology of

293. Higher Fungi / Ed. Moore D., Casselton L. A., Wood D. A., Frankland J. Cambridge: Cambridge University Press, 1985. P. 311-332.

294. Gooday G.W. The dynamics of hyphal growth // Mycological Reseach. 1993. V. 99,1. 4. P.385.394.

295. Gooday G.W. Cell membrane // The Growing Fungus / Eds. Gow N. A.R., Gadd G. M.1.ndon-.Chapman & Hall. 1994. P. 63-74.

296. Gooday G.W. The dynamics of hyphal growth // Mycological Research. 1995. V. 99, 1.4.1. P. 385-394.

297. Gooday G.W., Adams D.J. Sex hormones and fungi // Advances in Microbial Physiology.1993. V. 34. P. 69-145.

298. Gow N.A.R. Growth and guidance of the fungal hypha // Microbiology. 1994. V. 140. P.3193-3205.

299. Graham J.H., Hodge N.C., Morton J. B. Fatty acid methyl ester profiles for characterizationof glomalean fungi and their endomycorrhizae // Applied and environmental microbiology. 1995. V. 61,1. 1. P. 58-64.

300. Granado J. D., Kertesz-Chaloupkova' K., Aebi M., Kiies U. Restriction enzyme-mediated

301. DNA integration in Coprinus cinereus II Molecular and General Genetics. 1997. V. 256. P. 28-36.

302. Grechkin A.N., Tarchevsky I.A. The lipoxygenase signaling system // Russian Journal of

303. Plant Physiology. 1999. V. 49,1. 1. P. 114-123.

304. Grennan A.K. Lipid Rafts in Plants // Plant Physiology. 2007. V. 143. P. 1083-1085.

305. Griffiths D.A. The origin, structure and function of chlamydospore in fungi //Nova

306. Hedwigia. 1974. V. 25. P. 503-546.

307. Gruen H. E. Control of rapid stipe elongation by the lamellae in fruit bodies of Flammulinavelutipes II Canadian Journal of Botany. 1979. V. 57. P. 1131-1135.

308. Gstraunthaler G. J. A. Fatty acid contents of differently pigmented vegetative myceliaof Cortinarius orichalceus Fr.//Experimental mycology. 1981. V. 5. P. 310-313.

309. Guignard R., Grange F., Tunan G. Microcycle conidiation induced by partial nitrogendeprivation in Neurospora crassa // Can. J. Microbiol. 1984. V. 30. P. 1210-1215.

310. Gutiérrez A., del Rio J.C., Martinez-Inigo M.J., Martinez M.J., Martinez Á.T. Productionof New Unsaturated Lipids during Wood Decay by Ligninolytic Basidiomycetes // Applied and environmental microbiology. 2002. V. 68,1. 3. P. 1344-1350.

311. Haak D., Gable K., Beeler T., Dunn T. Hydroxylation of Saccharomyces cerevisiaeceramides requires Sur2p and Scs7p // Journal of Biological Chemistry. 1997. V. 272. P. 29704-29710.

312. Hakomori S. Glycosphingolipids in Cellular Interaction, Differentiation, and Oncogenesis

313. Annual Review of Biochemistry. 1981. V. 50. P. 733-764.

314. Halsall J.R., Milner M.J., Casselton L.A. Three subfamilies of pheromone and receptorgenes generate multiple B mating specificities in the mushroom Coprinus cinereus II Genetics. 2000. V. 154. P.l 115-1123.

315. Hammad F., Watling R., Moore D. Cell population dynamics in Coprinus cinereus :narrow and inflated hyphae in the basidiome stipe 11 Mycological Research. 1993. V. 97. P. 275-282.

316. Han C.-H., Zhang G.-Q., Wan, H.-X. Ng T. B. Schizolysin, a hemolysinfromthe splitgillmushroom Schizophyllum commune II FEMS Microbiol. Lett. 2010. V. 309. P. 115121.

317. Han S.H. Han G., Iwanyshyn W., Carman G.M. Regulation of the PIS 1-encodedphosphatidylinositol synthase in Saccharomyces cerevisiae by zinc // The Jounal of Biological chemistry. 2005. V. 280,1. 32. P. 29017-29024.

318. Hannun Y.A., Obeid L.M. The Ceramide-Centric Universe of Lipid-Mediated Cell

319. Regulation: Stress Encounters of the Lipid Kind // The Jounal of Biological chemistry. 2002. V. 277,1. 29. P. 25847-25850.

320. Hannun Y.A., Obeid L.M. Principles of bioactive lipid signalling: lessons fromsphingolipids // Molecular cell biology. 2008. V. 9. P. 139-150.

321. Hatanaka M., Shimoda C. 2001. The cyclic AMP/PKA signal pathway is required forinitiation of spore germination in Schizosaccharomyces pombe II Yeast. V. 18. P. 207217.

322. Hatch G.M., Choy P.C. Phospholipid biosynthesis // Advances in Molecular and Cell

323. Biology. 2004. V. 33. P. 357-385.

324. Hatvani N. Antibacterial effect of the culture fluid of Lentinus edodes mycelium grown insubmerged liquid culture // Int. J. Antimicrob. Agents. 2001. V. 17. P. 71-74.

325. Hayer-Hartl M., Schagger H., Von Jagow G., Beyer K. Interactions of phospholipids withthe mitochondrial cytochrome-c reductase studied by spin-label ESR and NMR spectroscopy // European Journal of Biochemistry. 1992. V. 209. P. 423-430.

326. Hayes A.W., Elwanda P.W., Patricia A.K. Environmental and nutritional factors affectingthe production of rubrotoxin B by Penicillium rubrum stoll // Applied Microbiology. 1970. V. 20. P. 469-473.

327. Henry S.A., Kohlwein S.D., Carman G.M. Metabolism and Regulation of Glycerolipids inthe Yeast Saccharomyces cerevisiae II Genetics. 2012. V. 190. P. 317-349.

328. Herman R.P, Herman C.A. Prostaglandins or prostaglandin like substances are implicatedin normal growth and development in oomycetes // Prostaglandins. 1985. V. 29,1. 5. P. 819-830.

329. Hillig I., Warnecke D., Heinz E. An inhibitor of glucosylceramide synthase inhibits thehuman enzyme, but not enzymes from other organisms // Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 2005. V. 69, I. 9. P. 1782-1785.

330. Hirano T., Sato T., Enei H. Isolation of Genes Specifically Expressed in the Fruit Body ofthe Edible Basidiomycete Lentinula edodes II Bioscience Biotechnology and Biochemistry. 2004. V. 68,1. 2. P. 468^172.

331. Hofmann M., Ehenberger W. Biosynthesis of Diacylglyceryl-N,N,N-trimethylhomoserinein Rhodobacter sphaeroides and evidence for Lipid-Linked N methylation // Journal of Bacteriology. 1996. V. 178. № 21. P. 6140-6144.

332. Hofmann M., Eichenberger W. Lipid and fatty acid composition of the marine brown alga

333. Dictyopteris membranacea II Plant. Cell Physiol. 1997. V. 38, N 9. P. 1046-1052.

334. Holian O., Nelson R. Action of long-chain fatty acids on protein kinase C activity:comparison of omega-6 and omega-3 fatty acids // Anticancer Res. 1992. V. 12,1. 3. P. 975-980.

335. Homann M.J., Poole M.A., Gaynor P M., Ho C.-T., Carman G.M. Effect of Growth Phaseon Phospholipid Biosynthesis in Saccharomyces cerevisiae II Journal of Bacreriology. 1987. V. 169,1. 2. P. 533-539.

336. Horgen P.A., Kokurewicza K.F., Anderson J.B . The germination of basidiospores fromcommercial and wild-collected isolates of Agaricus bisporus (= A. brunnescens) II Canadian Journal of Microbiology. 1989. V. 35. P. 492-498.

337. Horton T.R. The number of nuclei in basidiospores of 63 species of ectomycorrhizal

338. Homobasidiomycetes II Mycologia. 2006. V. 98,1.2. P. 233-238.

339. Hosking S.L., Robson G.D., Trinci A.P.J. Phosphoinositides play a role in hyphalextension and branching in Neurospora crassa II Experimental Mycology. 1995. V. 19. I. l.P. 71-80.

340. Hovenkamp E., Demonty I., Plat J., Lutjohann D., Mensink R. P., Trautwein E. A.

341. Biological effects of oxidized phytosterols: A review of the current knowledge // Progress in Lipid Research. 2008. V. 47. P. 37-49.

342. Hreman P.K., Rine J. Yeast spore germination: a requirement for Ras protein activityduring re-entry into the cell cycle // EMBO Journal. 1997. V. 16. P. 6171-6181.

343. Hube B., Hess D., Baker C.A., Schaller M., Schafer W., Dolan J.W. The role and relevanceof phospholipase D1 during growth and dimorphism of Candida albicans II Microbiology. 2001, 1.147. P. 879-889.

344. Huwiler A., Kolter T., Pfeilschifter J., Sandho K. Physiology and pathophysiology ofsphingolipid metabolism and signaling // Biochimica et Biophysica Acta. 2000. V. 1485. P. 63-99.

345. Hwang T.-C., Guggino S.E., Guggino W.B.: Direct modulation of secretory chloridechannels by arachidonic and other cis unsaturated fatty acids // Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 1990. V. 87. P. 5706-5709.

346. Idnurm A., Heitman J. Light controls growth and development via a conserved pathway inthe fungal kingdom // PLoS Biology. 2005. V. 3,1. 4. P. 0615-0625.

347. Ikekawa T. Beneficial affects of edible and medicinal mushrooms on health care //1.ternational Journal of Medicinal Mushrooms. 2001. V. 3. P. 291-298.

348. Ingold C.T. Flammulina velutipes 11 Bulletin of The British Mycological Society. 1980. V.14. №2. P. 112-118.

349. Ishikawa N.K., Kasuya M.C.M., Vanetti M.C.D. Antibacterial activity of Lentinula edodes

350. Brazilian Journal of Microbiology. 2001. V. 32. P. 206-210.

351. Istokovics A., Morita N., Izumi K., Hoshino T., Yumoto I., Sawada M.T., Ishizaki K.

352. Okuyama H. Neutral lipids, phospholipids, and a betaine lipid of the snow mold fungus, Microdochium nivale II Canadian Journal of microbiology. 1998. V. 44. P. 1051-1059.

353. Iwamoto K., Kobayashi S., Fukuda R., Umeda M., Kobayashi T., Ohta A. Local exposureof phosphatidylethanolamine on the yeast plasma membrane is implicated in cell polarity // Genes to Cells. 2004. V.9. P. 891-903.

354. Janssen M.J., Koorengevel M.C., de Kruijff B., de Kroon A.I. The phosphatidylcholine tophosphatidylethanolamine ratio of Saccharomyces cerevisiae varies with the growth phase // Yeast. 2000. V. 16, I. 7. P. 641- 650.

355. Jayakumar G.C., Kanth S.V., Chandrasekaran B., Rao J.R., Nair B.U. Preparation andantimicrobial activity of scleraldehyde from Schizophyllum commune II Carbohydrate Research. 2010. V. 345. P. 2213-2219.

356. Jedd G., Chua N. A new self-assembled peroxisomal vesicle required for efficient resealingof the plasma membrane // Nature Cell Biology. 2000. V. 2. P. 226-232.

357. Jenkins G.M., Hannun Y.A. Role for de Novo Sphingoid Base Biosynthesis in the Heatinduced Transient Cell Cycle Arrest of Saccharomyces cerevisiae II The Jounal of Biological chemistry. 2001. V. 276,1.11. P. 8574-8581.

358. Jenkins G.M., Richards A., Wahl T., Mao C., Obeid L.M., Hannun Y.A. Involvement ofyeast sphingolipids in the heat stress response of Saccharomyces cerevisiae II The Jounal of Biological chemistry. 1997. V. 272. P. 32566-32572.

359. Jennemann R., Geyer R., Sandhoff R., Gschwind R.M., Levery S.B., Grone H.-J.,

360. Wiegandt H. Glycoinositolphosphosphingolipids (basidiolipids) of higher mushrooms // European Journal of Biochemistry. 2001. V. 268. P. 1190-1205.

361. Jersild R.A., Mishkin S., Niederpruem D.J. Origin and ultrastructure of comlex septain Schizophyllum commune development // Archives of microbiology. 1967. V. 57. P. 2032.

362. Joh J.-H., Kim B.G., Kong W.S., Yoo Y.B., Kim N.K., Park H.R., Cho B.G., Lee C.S.

363. Cloning and developmental expression of a metzincin family metalloprotease cDNA from oyster mushroom Pleurotus ostreatus II FEMS Microbiology Letters. 2004. V.239. P. 57-62.

364. Joh J.-H., Kim N.-K., Park H.-R., Lim J.-H., Bang Y.-S., Choi G.-N., Cho B.-G., Lee C.-C.

365. Gene expression of a new metalloprotease from Pleurotus ostreatus II International conference of mushroom biology and mushroom products. 2004. V. 12S. P. 74-84.

366. Johnson D.I. Cdc42: An essential Rho-type GTPase controlling eukaryotic cell polarity //

367. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 1999. V. 63. P. 54-105.

368. Jones A.L., Harwood J.L. Lipid composition of the brown algae Fucus vesiculosus and

369. Ascophyllum nodosum II Phytochemistry. 1992. V. 31,1. 10. P. 3397-3403.

370. Joo J.H., Jetten A.M. Molecular mechanisms involved in farnesol-induced apoptosis //

371. Cancer Letters. V. 287. 2010. 123-135.

372. Jung O.J, Lee E.J, Kim J.W, Chung Y.R, Lee C.W. Identification of putativephosphoinositide-specific phospholipase C genes in filamentous fungi // Molecular Cell. 1997. V. 7,1. 2. P. 192-199.

373. Juresic G.C., Blagovic B., Rupcic J. Alterations in Phosphatidylcholine and

374. Phosphatidylethanolamine Content During Fermentative Metabolism in Saccharomycescerevisiae Brewer's Yeast // Food Technology and Biotechnology. 2009. V. 47, I. 3. P. 246-252.

375. Kamada T. Molecular genetics of sexual development in the mushroom Coprinus cinereus

376. BioEssays. 2002. V. 24. P. 449-459.

377. Kamada T., Kurita R., Takemaru T. Effects of light on basidiocarp maturation in Coprinusmacrorhizus II Plant and Cell Physiology. 1978. V. 19. P. 263-275.

378. Kamada T., Takemaru T., Prosser j. I., Gooday G. W. Right and left-handed helicity ofchitin microfibrils in stipe cells of Coprinus cinereus II Protoplasma. 1991. V. 165. P. 64-70.

379. Kawai G. Molecular species of cerebrosides in fruiting bodies of Lentinus edodes and theirbiological activity // Biochemica et Biophysica Acta. 1989. V. 1001. P. 185-190.

380. Kawai G., Ikeda Y. Chemistry and functional moiety of a fruiting-inducing cerebroside in

381. Schizophyllum commune II Biochemica et Biophysica Acta. 1983. V. 754. P. 243-248.

382. Kawai G., Ikeda Y. Structure of biologically active and inactive cerebrosides preparedfrom Schizophyllum commune II Journal of Lipid Research. 1985. V. 26. P. 338-343.

383. Kawai G., Ikeda Y., Tubaki K. Fruiting of Schizophyllum commune induced by certainceramides and cerebrosides from Penicillium funiculosum II Agricultural and biological chemistry. 1985. V. 49. P. 2137-2146.

384. Kawai G., Ohnishi M., Fujino Y., Ikeda Y. Stimulatory effect of certain plant sphingolipidson fruiting of Schizophyllum commune II The Jounal of Biological chemistry. 1986. V. 261,1.2. 779-784.

385. Kawai F., Shoda M., Harashima R., Sadaie Y., Hara H., Matsumoto K. Cardiolipin

386. Domains in Bacillus subtilis Marburg Membranes // Journal of bacteriology. 2004. P. 1475-1483.

387. Kelley M.J., Bailissll A.M., Henry S.A., Carman G.M. Regulation of Phospholipid

388. Biosynthesis in Saccharomyces cerevisiae by Inositol. Inositol is an inhibitor of phosphatidylserine synthase activity // The Jounal of Biological chemistry. 1988. V. 263, I. 34. P. 1807-18085.

389. Kermasha S., Perraud X., Bisakowski B., Husson F. Production of flavor compounds byhydroperoxide lyase from enzymatic extracts of Penicillium sp. II Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 2002. V. 19,1. 20. P. 479-487.

390. Kern V.D., Hock B. Gravimorphogenesis and ultrastructure of the fungus Flamminulavelutipes grown in space, on clinostats and under hyper-G conditions // Advances in Space Research. 1996. V. 17,1. 6-7. P.183-186.

391. Kern V.D., Mendgen K., Hock B. Flammulina as a model system for fungal graviresponses

392. Planta. 1997. V. 203. P. 23-32.

393. Kertesz-Chaloupkova K., Walser P.J., Granado J.D., Aebi M., Kues U. 1998. Blue lightoverrides repression of asexual sporulation by mating type genes in the basidiomycete Coprinus cinereus II Fungal Genetics and Biology. V. 23. P. 95-109.

394. Kerwin J.L, Simmons C.A, Washino R.K. Eicosanoid regulation of oosporogenesis by1.genidium giganteum II Prostaglandins, Leukotrienes and Essential Fatty Acids. 1986. V. 2, № 3. P.173-178.

395. Khotimchenko S.V., Klochkova N.G., Vaskovsky V.E. Polar Lipids of Marine

396. Macrophytic Algae as Chemotaxonomic Markers // Biochemical Systernatics and Ecology. 1990. V. 18,1. 2/3. P. 93-101.

397. Kiewietdejonge A., Pitts M., Cabuhat L., Sherman C., Kladwang W., Miramontes

398. Kim K., Kim K.-H., Storey M.K., Voelker D.R., Carman G.M. 1999. Isolation andcharacterization of the Saccharomyces cerevisiae EKI1 gene encoding ethanolamine kinase // Journal of Biological Chemistry. V. 274. P. 14857-14866.

399. King C.C., Zenke F.T., Dawson P.E., Dutil E.M., Newton A.C., Hemmings B.A., Bokoch

400. G.M. Sphingosine Is a Novel Activator of 3-Phosphoinositide-dependent Kinase // The Jounal of Biological chemistry. 2000. V. 275,1. 24. P. 18108-18113.

401. Kinoshita T., Inoue N. Dissecting and manipulating the pathway for glycosylphosphatidylinositol-anchor biosynthesis // Current Opinion in Chemical Biology. 2000. V. 4,1. 6. P. 632-638.

402. Klan J., Baudisova D., Rulfova I. Cultural, enzymatic and cytological studies in the genus

403. Pholiota II Mycotaxon. 1989. V. XXXVI, N1. P. 249-271.

404. Klug R.M., Benning C. Two enzymes of diacylglyceryl-0-4-(N,N,N,-trimethyl)homoserine biosynthesis are encoded by btaA and btaB in the purple bacterium Rhodobacter sphaeroides II Plant Biology. 2001. V. 98. P. 5910-5915.

405. Klyachko-Gurvich G. Desaturation of fatty acids as an adaptive response to shifts in lightintensity / G. Klyachko-Gurvich, L. Tsoglin, J. Doucha, J. Kopetskii, I. Shebalina, L. Semenenko // Phisiol. Plant. 1994. V. 107. P. 240-249.

406. Kobayashi T., Takahashi M., Nagatsuka Y., Hirabayashi Y. Lipid Rafts: New Tools and a

407. New Component // Biological & Pharmaceutical Bulletin. 2006. V. 29, I. 8. P. 15261531.

408. Kock J.L.F., Botha A. Fatty acids in fungal taxonomy // Chemical Fungal Taxonomy / Eds.

409. Frisvad J.C., Bridge P.D., Arora D.K. New York: Marcel Dekker, 1998. P. 219-246.

410. Kohler G.A., Brenot A., Haas-Stapleton E., Agabian N., Deva R., Nigam S. Phospholipase

411. A2 and Phospholipase B Activities in Fungi // Biochimica et Biophysica Acta. 2006. V. 1761,1. 11. P. 1391-1399.

412. Kok J.W., Babia T., Filipeanu C., Nelemans A., Egea G., Hoekstra D. PDMP blocks

413. Brefeldin A-induced Membrane Transport from Golgi to ER: evidence for involvment of calcium homeostasis and Dissociation from sphngolipid methaboism // Journal of cell biology. 1998. V. 142,1.l.P. 25-38.

414. Komatsu N., Terakawa H., Nakanishi K., Watanabe Y. Flammuline a basic protein of

415. Flammulina velutipes with an antitumor activity // Journal of Antibiotics., Ser. A. 1963. V. 16. P. 139-143.

416. Komemushi S., Yamamoto Y., Fujita T. Antimicrobial substance produced by Lentinusedodes II Journal of Antibacterial and Antifungal Agents. 1995. V.23. P. 81-86.

417. Komemushi S., Yamamoto Y., Fujita T.T. Purification and identification of antimicrobialsubstances produced by Lentinus edodes II Journal of Antibacterial and Antifungal Agents. 1996. V. 24. P. 21-25.

418. Kong W.-S., Park S.-Y., van Peer A.F. Jang K.-J., Shin P.-J., Yoo Y.-B., Park Y.-J., Lee

419. Koshkin V., Greenberg M.L. Cardiolipin prevents rate-dependent uncoupling and providesosmotic stability in yeast mitochondria // The Jounal of Biological chemistry. 2002. V. 364. P. 317-322.

420. Kothe E. Sexual Development in Basidiomycetes // Molecular biology of fungaldevelopment / Ed. Osiewacz H.D. New York: Marcel Dekker, 2002. P. 245-273.

421. Kotlova E.R., Kocher T., Shavarda A.L., Psurtseva N.V., Kiyashko A.A., Novikov A.V.,

422. Kovacs P., Csaba G. Effects of glucosphingolipid synthesis Inhibitor (PPMP and PDMP)treatment on Tetrahymena pyriformis: data on the evolution of the system // Cell biochemistry and function. 2000. V.18. P. 269-280.

423. Kozak K.R., Foster L.M., Ross I.K. Cloning and characterization of a G protein "-subunitencoding gene from the basidiomycete, Coprinus congregatus II Gene. 1995. V. 163. P. 133-137.

424. Kozak K.R., Ross I.K. Signal transduction in Coprinus congregatus: evidence for theinvolvement of G-proteins in blue light photomorphogenesis // Biochemical and Biophysical Research Communications. 1991. V. 179. P. 1225-1231.

425. Krystoforova S., Ortega-Perez R., Turian G., Betina V., Varecka L. Phosphoinositides and1.ositol Phosphates in Growth and Photoconidiation of Trichoderma viride II Folia Microbiologica. 1998. V. 43,1. 1. P. 89-96.

426. Kiies U., Granado J.D., Hermann R., Boulianne R.P., Kertesz-Chaloupkova K., Aebi M.

427. The A mating type and blue light regulate all known differentiation processes in the basidiomycete Coprinus cinereus II Mol. Gen. Genet. 1998. V. 260. P. 81-91.

428. Kües U., Liu Y. Fruiting body production in basidiomycetes // Applied Microbiologyand Biotechnology. 2000. V. 54. P. 141-152.

429. Kües U., Polak E„ Bottoli A.P.F., HollensteinM., Walser P.J., Boulianne R.P., Hermann

430. R., Aebi M. Vegetative development in Copñnus cinereus II Molecular Biology of Fungal Development / Eds. Osiewacz H. D. New York: Taylor & Francis Group LLC, 2002. P. 122-152.

431. Kumari M., Survase S.A., Singhal R.S. Production of schizophyllan using Schizophyllumcommune NRCM // Bioresource Technology. 2008. V. 99,1. 5. P. 1036-1043.

432. Künzler K., Eichenberger W. Betaine lipids and zwitterionic phospholipids in plants andfungi // Phytochemistry. 1997. V. 46. P. 883-892.

433. Kwon E.D., Zablocki K., Peters E.M., Jung K.Y., García-Pérez A., Burg M.B. Betaine andinositol reduce MDCK cell glycerophosphocholine by stimulating its degradation // The American journal of physiology. 1996. V. 270,1.1. Pt.l. P. C200-C207.

434. Lafon A., Seo J.A., Han K.H., Yu J.H., d'Enfert C. The heterotrimeric G-protein GanB(a)

435. SfaD(b)-GpgA(g) is a carbon source sensor involved in early cAMPdependent germination in Aspergillus nidulans II Genetics. 2005. V. 171. P. 71-80.

436. Laoteng K., Mannontarat R., Tanticharoen M., Cheevadhanarak S. Delta(6)-Desaturase of

437. Mucor rouxii with high similarity to plant Delta(6)-desaturase and its heterologous expression in Saccharomyces cerevisiae II Biochemical and Biophysical Research Communications. 2000. V. 279. P. 17-22.

438. Latijnhouwers M., Munnik T., Govers F. Phospholipase D in Phytophthora infestans and1.s Role in Zoospore Encystment // Molecular Plant-Microbe Interactions. 2002. V. 15,1. 9. P. 939-946.

439. Leonard T.J., Dick S. Chemical induction of haploid fruiting bodies in Schizophyllumcommune II Botany. 1968. V. 59. P. 745-151

440. Le Stunff H., Galve-Roperh I., Peterson C., Milstien S., Spiegel S. Sphingosine-1phosphate phosphohydrolase in regulation of sphingolipid metabolism and apoptosis // The Journal of Cell Biology. 2002. V. 158,1.6. P.1039-1049.

441. Leipelt M., Warnecke D„ Zahringer U., Ott C., Muller F., Hube B., Heinz E.

442. Glucosylceramide Synthases, a Gene Family Responsible for the Biosynthesis of Glucosphingolipids in Animals, Plants, and Fungi // The Jounal of Biological chemistry. 2001. V. 276,1. 36. P. 33621-33629.

443. Lengeler K. B., Davidson R. C., d'Souza C., Harashima T., Shen W.-C., Wang P., Pan X.,

444. Waugh M., Heitman J. Fungal development and virulence signal transduction cascades regulating // Microbiology and Molecular Biology Reviews. 2000. V. 64, I. 4. P. 746785.

445. Leshem Y.Y. Membrane phospholipid catabolism and Ca2+ activity in control ofsenescence// Physiologia Plantarum 1987. V. 69, N 3, P. 551-559.

446. Levery S.B., Momany M., Lindsey R., Toledo M.S., Shayman J.A., Fuller M., Brooks K.,

447. Leung M.Y.K., Fung K.P., Choy Y.M. The isolation and characterization of animmunomodulatory and antitumor Polysaccharide preparation from Flammulina velutipes II Immunopharmacol. 1997. V. 35. P. 255-263.

448. Lomakin I.B., Xiong Y., Steitz T.A. The Crystal Structure of Yeast Fatty Acid Synthase, a

449. Cellular Machine with Eight Active Sites Working Together. 2007. V. 129,1. 2, 20. P. 319-332.

450. Li S., Du L., Yuen G., Harris S.D. Distinct Ceramide Synthases Regulate Polarized Growthin the Filamentous Fungus Aspergillus nidulans II Molecular Biology of the Cell. 2006. V. 17. P. 1218-1227.

451. Liljenberg C.S. The effects of water deficit stress on plant membrane lipids // Progress in1.pid Research. 1992. V. 31.1. 3, P. 335-343.

452. Liu K., Zhang X., Sumanasekera C., Lester R.L., Dickson R.C. Signalling functions forsphingolipid long-chain bases in Saccharomyces cerevisiae II Biochemical Society Transactions. 2005. V. 33. Part 5. P. 117-1173.

453. Liu J., Li D., Yin Y., Wang H., Li M., Yu L. A6-Desaturase from Mortierella alpina:cDNA cloning, expression, and phylogenetic analysis // Biotechnology Letters. 2011. V. 33,1. 10. P.1985-1991.

454. Liu J.K. Secondary metabolites from higher fungi in China and their biological activity //

455. Drug Discoveries & Therapeutics. 2007. V. 1,1. 2. P. 94-103.

456. Liu J.K., Hu L., Dong ZJ.A glucosylceramide with a novel ceramide and three novelceramides from the basidiomycete Cortinarius umidicola. Lipids. 2003. V. 38. P. 669675.

457. Loewen C.J.R., Gaspar M.L. Jesch S.A., Delon C., Ktistakis N.T., Henry S.A. Levine T. P.

458. Phospholipid metabolism regulated by a transcription factor sensing phosphatidic acid // Science. 2004. V. 304,1. 5677. P. 1644-1647.

459. Lopez-Lara I.M., Sohlenkamp C., Geiger O. Membrane Lipids in Plant-Associated

460. Bacteria: Their Biosyntheses and Possible Functions // Molecular Plant-Microbe Interactions. 2003. V. 16, №. 7. P. 567-579.

461. Lourenco A., Lobo A.M., Rodriguez B., Jimeno M.L. Ceramides from the Fungus Phelliuspinill Phytochemistry. 1996. V. 43. P. 617-620.

462. Lu B. C. 1974. Meiosis in Coprinus. V. The role of light on basidiocarp initiation, mitosisand hymenium differentiation in Coprinus lagopus II Canadian Journal of Botany. V. 52. P. 299-305.

463. Lu Y.K., Sun K.H., Shen W.C. Blue light negatively regulates the sexual filamentation viathe Cwcl and Cwc2 proteins in Cryptococcus neoformans II Molecular Microbiology. 2005. V. 56. P.480-491.

464. Luberto C., Toffaletti D.L., Wills E.A., Tucker S.C., Casadevall A., Perfect J.R., Hannun

465. Y. A., Del Poeta M. Roles for inositol-phosphoryl ceramide synthase 1 (IPC1) in pathogenesis of C. neoformans II Genes and Development. 2001. V. 15. P. 201- 212.

466. Lynch D.V., Dunn T.M. An introduction to plant sphingolipids and a review of recentadvances in understanding their metabolism and function // New Phytologist. 2004. V. 161. P. 677-702.

467. Maceyka M., Machamer C.E. Ceramide Accumulation Uncovers a Cycling Pathway forthe cis-Golgi Network Marker, Infectious Bronchitis Virus M Protein // JCB. 1997. V. 139.1. 6. P. 1411-1418

468. MacKenzie D.A., Carter A.T., Wongwathanarat P., Eagles J., Salt J., Archer D.B. A thirdfatty acid D9-desaturase from Mortierella alpina with a different substrate specificity to olelp and ole2p // Microbiology. 2002. V. 148. P. 1725-1735

469. Machida K., Tanaka T., Yano Y., Otani S., Taniguchi M. Farnesol-induced growthinhibition in Saccharomyces cerevisiae by a cell cycle mechanism // Microbiology. 1999. V. 145. P. 293-299.

470. Maciel D.M., Rodrigues M.L., Wait R., Villas Boas M.H.S., Tischer C.A., Barreto-Bergter

471. E. Glycosphingolipids from Magnaporthe grisea cells: expression of a ceramide dihexoside presenting phytosphingosine as the long-chain base // Archives of Biochemistry and Biophysics. 2002. V. 405. P. 205-213.

472. Madelin M.F. Studies on the nutrition of Coprinus lagopus Fr., especially as affectingfruiting // Annals of Botany. 1956. V. 20. P. 307-330.

473. Madelin M.F. The influence of light and temperature on fruiting of Coprinus lagopus Fr. inpure culture // Annals of Botany. 1956. V. 20. P. 467-480.

474. Madi L., McBride S.A., Bailey L.A., Ebbole D.J. rco-3, a gene involved in glucosetransport and conidiation in Neurospora crassa // Genetics. 1997. V. 146. P.499-508.

475. Maeda Y.Y., Takahama S., Yonekawa H. Four dominant loci for the vascular responses bythe antitumor polysaccharide, lentinan // Immunogenetics. 1998. V. 47. P. 159-65.

476. Mandala S.M., Thornton R., Tu Z., Kurtz M.B., Nickels J., Broach J., Menzeleev R.,

477. Spiegel S. Sphingoid base 1-phosphate phosphatase: A key regulator of sphingolipid metabolism and stress response // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1998. V. 95. P. 150-155.

478. Markham P. Occlusions of septal pores in filamentous fungi // Mycological Research.1994. V. 98. P. 1089-1106.

479. Martin S.J., Reutelingsperger C.P.M., McGahon A.J., Rader J.A., van Schie R.C.A.A.,

480. Martin S.W., Konopka J.B. Lipid Raft Polarization Contributes to Hyphal Growth in

481. Candida albicans II Eucariotic Cell. 2004. P. 675-684.

482. Matthews T.R., Niederpruem D.J. Differentiation in Coprinus lagopus. I. Control offruiting and cytology of initial events // Archives of Microbiology. 1972. V. 87. P. 257268.

483. McLain N., Dolan J.W. Phospholipase D activity is required for dimorphic transition in

484. Candida albicans II Microbiology. 1997. V. 143. P. 3521-3526.

485. Meacci E., Cencetti F., Donati C., Nuti F., Becciolini L., Bruni P. Sphingosine kinaseactivity is required for sphingosine-mediated phospholipase D activation in C2C12 myoblasts // Biochemical Journal. 2004. V. 381. P. 655-663.

486. Meesapyodsuk D., Qiu X. 2008. An oleate hydroxylase from the fungus Clavicepspurpurea: cloning, functional analysis and expression in Arabidopsis thaliana II Plant Physiology. V. 147. P. 1325-1333.

487. Meesapyodsuk D., Reed D.W., Covello P.S., Qiu X. Primary structure, regioselectivity,and evolution of the membrane-bound fatty acid desaturases of Claviceps purpurea II Journal of Biological Chemistry. 2007. V. 282. P. 20191-20199.

488. Mehta D. Lysophosphatidylcholine: an enigmatic lysolipid // American Journal of

489. Physiology // Lung Cell Molecular Physiology. 2005. V. 289. P.174-175.

490. Melo M.R., Paccola-Meirelles L.D., Ishikawa N.K., Faria T.J.D. Influence of Flammulinavelutipes mycelia culture conditions on antimicrobial metabolite production // Mycoscience. 2009. V. 50. P. 78-81.

491. Merill Jr. A.H., Sullard M.C., Wang E., Voss K.A., Riley R.T. Sphingolipid Metabolism:roles in signal transduction and disruption by fumoisins // Environmental Health Perspectives. 2001. V. 109, Supl. 2. P. 283-289.

492. Meyer K.-H., Schweizer E. Control of Fatty-Acid Synthetase Levels by Exogeneous Long

493. Chain Fatty Acids in the Yeasts Candida lipolytica and Saccharomyces cerevisiae II European Journal of Biochemistry. 1976. V. 65. P. 317-324.

494. Michaelson L.V., Lazarus C.M., Griffiths G., Napier J.A., Stobart A.K. Isolation of a

495. Delta(5)-fatty acid desaturase gene from Mortierella alpine II Journal of Biological Chemistry. 1998. V.273. P. 19055-19059.

496. Mileykovskaya E., Dowhan W. Visualization of Phospholipid Domains in Escherichia coliby Using the Cardiolipin-Specific Fluorescent Dye 10-N-Nonyl Acridine Orange // Journal of bacteriology. 2000. P. 1172-1175.

497. Miller O.K. The relationship of cultural characters to the taxonomy of the Agarics / /

498. Evolution in the Higher Basidiomycetes: An Intern. Symp. / Ed. R. Peterson.- Knoxviile. 1971. P. 197-208.

499. Mills Y.L., Eilers F.J. Factors influencing the germinationof Basidiospores of Coprinusradiatus II J. Gen. Microbiol. 1973. V. 77. P. 393-401

500. Mirabito P.M., Adams T.H., Timberlake W.E. Interactions of three sequentially expressedgenes control temporal and spatial specificity in Aspergillus development. Cell. 1989. V. 57. P. 859-868.

501. Miranda E.J., Hazel J.R. Temperature-Induced Changes in the Transbilayer Distribution of

502. Phosphatidylethanolamine in Mitoplasts of Rainbow Trout (Oncorhynchus mykiss) Liver // The Journal of Experimantal Zoology. 1996. V. 274. P. 23-32.

503. Mitra Z.Y.P., Rameh L.E., Ivshina M.P., McCollum D., Nunnari J.J., Hendricks G.M., Kerr

504. M.L., Field S.J., Cantley L.C., Ross A.H. A novel phosphatidylinositol(3,4,5)P3 pathway in fission yeast // Journal of Cell Biology. 2004 V. 166. P. 205-211.

505. Miyazaki Y., Sakuragi Y., Yamazaki T., Shishido K. Target Genes of the Developmental

506. Regulator PRIB of the Mushroom Lentinula edodes II Biosci. Biotechnol. Biochem. 2004. V. 68,1. 9. P. 1898-1905.

507. Mizuguchi H., Kudo N., Kawashima Y. Metabolic alterations by clofibric acid in theformation of molecular species of phosphatidylcholine in rat liver // Biochemical Pharmacology. 2001. V. 62. 853-861.

508. Mizushina Y., Hanashima L., Jamaguchi T., Takemura M., Sugawara F., Saneyoshi M.,

509. Matsukage A., Yoshida S., Sakaguchi K. A mushroom Fruiting body-inducing Substance ingibits Activities of Replicative DNA Polymerases // Biochemical And Biophysical Resurch Communications. 1998. V. 249. P. 17-22.

510. Mokady S., Koltin Y. Sterols of Schizophyllum commune // Phytochemistry. 1971. V. 10.1. P. 2035-2036.

511. Mollenberg A., Spiteller G. Ceramide-epoxides 11 Chemistry and Physics of Lipids. 2001.1. V. 109,1. 2. P. 225-228.

512. Momany M. Polarity in filamentous fungi: establishment, maintenance and new axes // Current Opinion in Microbiology. 2002. V. 5. P. 580-585.

513. Momany M., Hamer J.E. Relationship of actin, microtubules and crosswall synthesisduring septation in Aspergillus nidulans II Cell Motility and the Cytoskeleton. 1997. V. 38. P. 373-384.

514. Mongrand S., Morel J., Laroche J., Claverol S., Carde J.-P., Hartmann M.-A., Bonneu M.,

515. Moore D. Developmental genetics of Coprinus cinereus: genetic evidence that carpophoresand sclerotia share a common pathway of initiation // Current Genetics. 1981. V. 3. P. 145-150.

516. Moore D. Graviresponses in fungi // Advances in Space Research. 1996. V. 17, I. 6-7.1. P.73-82.416. a) Moore D. Presidential Address. Mushrooms upright, sideways and inside-out //

517. Mycological Research. 1998. V. 102,1. 6. P. 641-657417. 6) Moore D. Fungal morphogenesis. Cambridge, UK: Cambridge University Press, 1998.469 p.

518. Moore D. Principles of mushroom developmental biology // International Journal of

519. Medicinal Mushrooms. 2005. V. 7. P. 79-101.

520. Moore D., Hock B., Greening J.P., Kern V.D., Frazer L.N., Monzerz J.

521. Gravimorphogenesis in agarics // Mycological Research. 1996. V. 100.1. 3. P. 257-273.

522. Moore D., Walsh C. Robson G.D. A search for developmental gene sequences in thegenomes of filamentous fungi // Applied Mycology and Biotechnology. 2005. V. 6. P. 169-188.

523. Moore T.S., Du Z., Chen Z. Membrane lipid biosynthesis in Chlamydomonas reinhardtii.1. vitro biosynthesis of diacylglyceryltrimethylhomoserine // Plant Physiology. 2001. V. 125. P. 423-429.

524. Morimoto N., Oda Y. Effects of light on fruitbody formation in a basidiomycete, Coprinusmacrorhizus // Plant and Cell Physiology. 1973. V. 14. P. 217-225.

525. Morris L.J. Fatty acid composition of Claviceps species. Occurrence of. (+)-threo-9,10dihydroxystearic acid 11 Lipids. 1968. V. 3. P. 260-261.

526. Moustafa A.M. Nutrition and the Development of Mushroom Flavor in Agaricuscampestris Mycelium // Applied Microbiology. 1960. V. 8,1. 1. P. 63-67.

527. Munnik T., Irvine R.F., Musgrave A. Phospholipid signalling in plants // Biochimica etbiophysica acta. 1998. P. 222-272.

528. Munoz-Rivas A., Specht C.A., Drummond B.J., Froeliger E., Novotny C.P., Ullrich R.C.1986. Transformation of the basidiomycete, Schizophyllum commune. Molecular and general genetics. V. 205. P. 103-106.

529. Munoz-Rivas T.J., Scooter M.F.M. A New Active Transposon in Schizophyllum commune,has Disrupted Two Genes Regulating Signal Transduction // Genetics. 2000. V.156. P. 1585-1594.

530. Murad F„ Leitman D., Waldman S., Chang C.-H., Hirata M., Kohse K. Effects ofnitrovasoclilators, endothelin-dependent vasodilators, and atrial peptides on cGMP // Cold Spring Harbor Symp Quant Biol. 1988. V. 53. P. 1005-1009.

531. Nakanishi H., Morishita M., Schwartz C.E., Coluccio A., Engebrecht J., Neiman A.M.

532. Ng M.L., Yap A.T. Inhibition of human colon carcinoma development by lentinan fromshiitake mushrooms (Lentinus edodes) // Journal of Alternative and Complementary Medicine. 2002. P. 581-589.

533. Nichols B.W. Separation of the lipids of photosynthetic tissues: improvements in analysisby thin-layer chromatography // Biochemica et Biophysica Acta. 1963. V. 70. P. 417425.

534. Nichols-Smith S., Teh S.-Y., Kühl T.L. Thermodynamic and mechanical properties ofmodel mitochondrial membranes // Biochimica et Biophysica Acta. 2004. V. 1663. P. 82-88.

535. Niederpruem D.J., Wessels J.G.H. Cytodifferentiation and Morphogenesis in

536. Schizophyllum commune II Bacteriological reviews. 1969. V. 33,1. 4 P. 505-535.

537. Nimrichter L., Cerqueira M.D., Leitäo E.A., Miranda K., Nakayasu E.S., Almeida S.R.,

538. Almeida I.C., Alviano C.S., Barreto-Bergter E., Rodriges M.L. Structure, cellular distribution, antigenicity, and biological functions of Fonsecaea pedrosoi ceramide monohexosides // Infection and Immunity. 2005. V. 73,1. 12. P. 7860-7868.

539. Nishimaki-Mogami T., Suzuki K., Okochi E.,Takahashi A. Bezafibrate and clofibric acidare novel inhibitors of phosphatidylcholine synthesis via the methylation of phosphatidylethanolamine // Biochimica et Biophysica Acta. 1996. V. 1304. P. 11-20.

540. Nishizuka Y. The molecular heterogeneity of protein kinase C and its implications forcellular regulation // Nature (Lond). 1988. V. 334. P. 661- 665.

541. Odorizzi G., Babst M., Emr S. D. Phosphoinositide signaling and the regulation ofmembrane trafficking in yeast // Trends in Biochemical Sciences. 2000. V. 25. P. 229235.

542. Ohga S., Royse D.J. Transcriptional regulation of laccase and cellulase genes duringgrowth and fruiting of Lentinula edodes on supplemented sawdust // FEMS Microbiology Letters. 2001. V. 201. P. 111-115

543. Ohvo H., Slotte J. Cyclodextrin-Mediated Removal of Sterols from Monolayers: Effects of

544. Sterol Structure and Phospholipids on Desorption Rate // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 8018-8024.

545. Ohm R.A., de Jong J.F., de Bekker C., Wösten H.A.B., Lugones L.G. Transcription factorgenes of Schizophyllum commune involved in regulation of mushroom formation // Molecular Microbiology. 2011. V. 81,1. 6. P. 1433-1445.

546. Ohm R.A. et al. Genome sequence of the model mushroom Schizophyllum commune

547. Nature Biotechnology. 2010. V. 28,1. 9. P. 957-963.

548. Oku H., Wongtangtintharn S., Iwasaki H., Inafuku M., Shimatani M., Toda T. Tumorspecific cytotoxicity of glucosylceramide // Cancer Chemother Pharmacol. 2007. V. 60. P. 767-775.

549. Okull D.O., Beelman R.B., Gourama H. Antifungal activity of 10-oxo-trans-8-decenoicacid and l-octen-3-ol against Penicillium expansum in potato dextrose agar medium // Journal of Food Protection. 2003. V. 8. P. 1503-1505.

550. Ondrusek V. Sphingolipids from Basidionycetes Pleurotus ostreatus II Food technolbiotechnol. 1999. V. 37,1.3. P.187-190.

551. Opekarova M., Rob I., Tanner W. Phosphatidyl ethanolamine is essential for targeting thearginine transporter Canlp to the plasma membrane of yeast // Biochimica et Biophysica Acta. 2002. V. 1564. P. 9-13.

552. Ordway R. W., Singer J. J., Walsh J. V. Jr. Direct regulation of ion channels by fatty acids

553. Trends in neuroscience. 1991. V. 14,1. 3. P. 96-100.

554. Overduin M., Cheever M.L., Kutateladze T.G. Signaling with Phosphoinositides: betterthan binary // Molecular interventions. 2001. V. 1,1. 3. P. 150-159.

555. Paila Y.D., Tiwari S., Chattopadhyay A. Are specific nonannular cholesterol binding sitespresent in G-protein coupled receptors? // Biochimica et Biophysica Acta. 2009. V. 1788. P.295-302.

556. Pang Z., Anke H., Sterner O. A chemical investigation of the fruit bodies of Lepistanebularis II Acta Chemica Scandinavica. 1994. V. 48,1. 5. P. 408-410.

557. Park I.S., Park J.U., Se M.J., Kim M.J., Lee H.H., Kim S.R., Kang B.W., Choi Y.H., Joo

558. W.H., Jeong Y.K. Purification and Biochemical Characterization of a 17 kDa Fibrinolytic Enzyme from Schizophyllum commune II The Journal of Microbiology. 2010. V. 48,1. 6. P. 836-841.

559. Parmeter J.R. Rhizoctoniz solani, biology and pathology // University of California Press,1970. 225 p.

560. Passorn S., Laoteng K., Rachadawong S., Tanticharoen M., Cheevadhanarak S. Heterologous expression of Mucor rouxii A12-desaturase gene in Saccharomyces cerevisiae II Biochemical and Biophysical Research Communications. 1999. V. 263. P. 47-51.

561. Pedneault K., Angers P., Gosselin A., Tweddell R.J. Fatty acid composition of lipids frommushrooms belonging to the family Boletaceae II Mycological Research. 2006. V. 110. P. 1179-1183.

562. Pedneault K., Angers P., Gosselin A., Tweddell R.J. Fatty acid profiles of polar and neutrallipids of ten species of higher basidiomycetes indigenous to eastern Canada // Mycological Research. 2008. V. 112,1. 12. P. 1428-1434

563. Pelech S.L., Pritchard P.H., Vance D.E. cAMP analogues inhibit phosphatidylcholinebiosynthesis in cultured rat hepatocytes // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 8283-8286.

564. Perkins J. H. Morphogenesis in Schizophyllum commune. I. Effects of White Light // Plant

565. Physiology. 1969. V. 44. P. 1706-1711.

566. Phillips A.J., Sudbery I., Ramsdale M. Apoptosis induced by environmental stresses andamphotericin B in Candida albicans II Proceedings of the National Academy of Sciences. 2003. V. 100,1. 24. P. 1432-14332.

567. Pike L.J. Lipid rafts: bringing order to chaos // Journal of Lipid Research. 2003. V. 44. P.655.667.

568. Pike L.J. Lipid rafts: heterogeneity on the high seas // Biochemical Journal. 2004. V. 378.1. P. 281-292.

569. Pike L.J. Growth factor receptors, lipid rafts and caveolae: An evolving story // Biochimicaet Biophysica Acta. 2005. V. 1746. P. 260-273.

570. Pike L.J., Han X., Gross R. W. Epidermal Growth Factor Receptors Are Localized to Lipid

571. Rafts That Contain a Balance of Inner and Outer Leaflet Lipids // The journal of biological chemistry. 2005. V. 280, No. 29. P. 26796-26804.

572. Pinto M.R., Rodrigues M.L., Travassos L.R., Haido R.M.T., Wait R., Barreto-Bergter E.

573. Characterization of glucosylceramids in Pseudallescheria boydii and their involvment in fungal differentiation // Glicobiology. 2002. V. 12,1. 4. P.251-260.

574. Plunkett B. E. Nutritional and Other Aspects of Fruit-body Production in Pure Cultures of

575. Collybia velutipes (Curt.) Fr. // Annals of Botany, N.S. 1963. V. XVD. № 66. P. 193 -220.

576. Polak E., Hermann R., Kiies U., Aebi M. Asexual Sporulation in Coprinus cinereus:

577. Structure and Development of Oidiophores and Oidia in an Amut Bmut Homokaryon // Fungal Genetics and Biology. 1997. V. 22. P. 112-126.

578. Poole M.A., Homann M.J., Bae-Lee M.S., Carman G.M. Regulation of Phosphatidylserine

579. Synthase from Saccharomyces cerevisiae by Phospholipid Precursorst // Jounal of Bacteriology. 1986. V. 168,1. 2. P. 668-672.

580. Prostenik M., Burcar I., Castek A., Cosovic C., Golem J., Jandric Z., Kljaic K., Ondrusek

581. Psurtseva N.V., Belova N.V. Russian Culture Collection of Basidiomycetes LE(BIN) //

582. Culture Collections to Improuve the Quality of Life. Proceedings of the Eight International Congress for CultureCollections. Veldhoven, The Netherlands, 25-29 August 1996. P. 167-169.

583. Qi J., Ojika M., Sakagami Y. Neuritogenic cerebrosides from an edible Chinese mushroom.

584. Part 2: Structures of two additional termitomycesphins and activity enhancement of an inactive cerebroside by hydroxylation // Bioorgan Med Chem. 2001. V. 9,1. 8. P. 21712177.

585. Qu Y., Zhang H.B., Liu J.K. Isolation and structure of a new ceramide from the

586. Basidiomycete Hygrophorus eburnesus // Naturforsch. 2004. V. 59. P. 241-244.

587. Rajendran L., Simons K. Lipid rafts and membrane dynamics // Journal of Cell Science.2004. V. 118,1. 6. P. 1099-1102.

588. Ramsay A.M., Douglas L.J. Effects of phosphate limitation of growth on the cell-wall andlipid composition of Saccharomyces cerevisiae II J. Gen. Microbiol. 1979. V.l 10,1. l.P. 185-191.

589. Rao P.S., Niederpruem D.J. Carbohydrate metabolism during morphogenesis of Coprinuslagopus // Journal of Bacteriology. 1969. V. 100. P.1222-1228.

590. Raper J.R., Miles P.G. The Genetics of Schizophyllum commune II Genetics. 1958. V. 43,1.3. P. 530-546.

591. Rapior S., Cavalie S., Croze P., Andary C., Pelissier Y. et Bessiere J.M. Volatilecomponents of ten frozen mushrooms (.Basidiomycetes) 11 The Journal of Essential Oil Research. 1996. V. 8. P. 63-66.

592. Rapior S., Marion C., Pelissier Y., Bessiere J.M. Volatile composition of fourteen speciesof fresh wild mushrooms (Boletales) // The Journal of Essential Oil Research. 1997. V. 9. P. 231-234.

593. Raudaskoski M., Viitanen H. Effect of aeration and light on fruit body induction in

594. Schizophyllum commune II Trans. Br, mycol, Soc. 1982. V. 78,1. l.P. 89-96.

595. Raudaskoski M., Kothe E. Basidiomycete Mating Type Genes and Pheromone Signaling //

596. Eukaryotic cell. 2010. V.9,1. 6. P. 847-859.

597. Read N.D., Kellock L.J., Knight H., Trewavas A.J. Contact sensing during infection byfungal pathogens // Perspectives in Plant Cell Recognition / Ed. Callow J.A., Green J.R. Cambridge U.K.: Cambridge University Press, 1992. P. 137-172.

598. Redhead S.A. The Xerulaceae (Basidiomycetes), a family with sarcodimitic tissues //

599. Canadian Journal of Botany. 1987. V. 65. P. 1551-1562.

600. Reich M., Gôbel C., Kohler A., Buée M., Martin F., Feussner I., Polle A. Fatty acidmetabolism in the ectomycorrhizal fungus Laccaria bicolor II New Phytologist. 2009. V. 182. P. 950-964.

601. Riekhof W.R., Sears B.B., Benning C. Annotation of Genes Involved in Glycerolipid

602. Biosynthesis in Chlamydomonas reinhardtii: Discovery of the Betaine Lipid Synthase BTAlCr // Eukaryotic Cell. 2005. V. 4,1. 2. P. 242-252.

603. Rezanka T., Cudlin J., Podojil M. Very-Long-Chain Fatty Acids from Lower Organism //

604. Folia Microbiol. 1987. V. 32. P. 149-176.

605. Rezanka T., Vyhnalek O., Podojil M. Separation and identification of lipids and fatty acidsof the marine alga Fucus vesiculosus by TLC and GC-MS // Folia Microbiol. 1988. V. 33. P. 309-313.

606. Rezanka T., Rozentsvet O.A., Dembitsky V.M. Characterization of the hydroxy fatty acidcontent of Basidiomycotina II Folia microbiologica. 1999. V. 44,1. 6. P. 635-641.

607. Rhome R., Del Poeta M. Sphingolipid Signaling in Fungal Pathogens // Advances inexperimental medicine and biology / Eds. Chalfant C., Del Poeta. M. Austin: Landes Bioscience and New York: Springer Science+Business Media, 2010. V. 688. P. 232-237.

608. Riley R.T., Enongene E., Voss K.A., Norred W.P., Meredith F.I., Sharma R.P., Spitsbergen

609. J., Williams D.E., Carlson D.B., Merill Jr .A.H. Sphingolipid Perturbation as Fumonisin Carcinogenesis // Environmental Health Perspectives. 2001. V. 109, Supl. 2. P. 301-308.

610. Rittershaus P.C., Kechichian T.B., Allegood J.C., Merrill Jr. A.H., Henning M., Luberto

611. C., Poeta M.D. Glucosylceramide synthase is an essential regulator of pathogenesis of Cryptococcus neoformans II Relates commentary. 2006. V. 116,1. 6. P. 1651-1659.

612. Roberts R.L., Môsch H.U., Fink G.R. 14-3-3 proteins are essential for Ras/MAPK cascadesignalling during pseudohyphal development in S. cerevisiae II Cell. 1997. V. 89 P. 1055-1065.

613. Robson G.D. Role of phosphoinositids and inositol phosphates in the regulating of mycelialbranching // The fungal colony / Eds. N.A.R. Gow, G.D. Robson, G.M.Gadd. Cambridge: Cambrige Academy, 1999. P. 157-177.

614. Roca M.G. , Read N.D., Wheals A.E. Conidial anastomosis tubes in filamentous fungi //

615. FEMS Microbiology Letters. 2005. V. 249. P. 191-198.

616. Rodrigues M.L., Travassos L.R., Miranda K.R., Franzen A.J., Rozental S., De Souza W.,

617. Alviano C.S., Baretto-Bergter E. Human Antibodies against a Purified Glucosylceramide from Cryptococcus neoformans Inhibit Cell Budding and Fungal Growth // Infection And Immunity. 2000. V. 68,1. 12. P. 7049-7060.

618. Rodriguez-Lafrasse C., Rousson R., Valla S., Antignac P., Louson P., Vanier M.T.

619. Modulation of protein kinase C by endogenous sphingosine : inhibition of phorboldibutyrate binding in Niemann-Pick C fibroblasts // Biochemical Journal. 1997. V. 325. P. 787-791.

620. Rozentsvet O.A., Dembitsky V.M., Saksonov S.V. Occurrence of diacylglyceryltrimethylhomoserines and major phospholipids in some plants // Phytochemistry. 2000. V. 54. P. 401-407.

621. Rudge S.A., Morris A.J., Engebrecht J. Relocalization of phospholipase D activitymediates membrane formation during meiosis // Journal of Cell Biology. 1998. V. 140. P. 81-90.

622. Rudge S., Sciorra V., Iwamoto M., Zhou C., Strahl T., Morris A., Thorner J., Engebrecht J.

623. Roles of phosphoinositides and of Spol4p (phospholipase Degenerated phosphatidic acid during yeast sporulation // Molecular Biology of the Cell. 2004. V. 15. P. 207-218.

624. Sachs F. Stretch-Activated Ion Channels: What Are They? // Physiology (Bethesda). 2010.1. V. 25,1. l.P. 50-56. '

625. Sakamoto Y., Ando A., Tamai Y., Yajima T. Pileus differentiation and pileus-specificprotein expression in Flammulina velutipes II Fungal Genetics and Biology. 2007. V. 44. P. 14-24.

626. Sakamoto Y., Azuma T., Ando A., Tamai Y., Miura K. Characterization of proteinsexpressed abundantly in the fruit-body of Flammulina velutipes II Mycoscience. 2000. V. 41. P. 279-282.

627. Sakai H., Kajiwara S. A stearoyl-CoA-specific A9 fatty acid desaturase from thebasidiomycete Lentinula edodes II Bioscience Biotechnology and Biochemistry. 2003. V. 67,1. 11. P. 2431-2437.

628. Sakai H., Kajiwara S. Membrane Lipid Profile of an Edible Basidiomycete Lentinulaedodes During Growth and Cell Differentiation // Lipids. 2004. V. 39. № 1. P. 67 73.

629. Sakai H., Kajiwara S. Cloning and functional characterization of a deltal2 fatty aciddesaturase gene from the basidiomycete Lentinula edodes II Molecular Genetics and Genomics. 2005. V. 273,1. 4. P. 336-341.

630. Sakuradani E., Ando A., Ogawa J., Shimizu S. Improved production of variouspolyunsaturated fatty acids through filamentous fungus Mortierella alpina breeding // Appl Microbiol Biotechnol. 2009. V. 84. P. 1-10.

631. Sano H., Narikiyo T., Kaneko S., Yamazaki T., Shishido K. Sequence analysis andexpression of a blue-light photoreceptor gene, Le.phrA from the basidiomycetous mushroom Lentinula edodes II Biosci Biotechnol Biochem. 2007. V. 71, 1.9. P. 22062213.

632. Sato N., Murata N. Transition of lipid phase in aqueous dispersions ofdiacylglyceryltrimethylhomoserine // Biochimica et Biophisica Acta. 1991. V. 1082. P. 108-111.

633. Sato N. Betaine Lipids // Botanical Magazine, Tokyo. 1992. V. 105. P. 185-197.

634. Schaller H. The role of sterols in plant growth and development // Progress in Lipid

635. Research. 2003. V. 42. P. 163-175.

636. Schlame M. Cardiolipin synthesis for the assembly of bacterial and mitochondrialmembranes // Journal of Lipid Research. 2008. V. 49. P. 1607-1620.

637. Schuh A.L., Audhya A. Phosphoinositide signaling during membrane transport in

638. Saccharomyces cerevisiae II Subcell Biochem. 2012. V. 59. P. 35-63.

639. Senik S.V., Kotlova E.R., Psurtseva N.V., Novikov A.V., Khanin V.A., Shavarda A.L.

640. Effect of exogenous sphingolipids on growth and metabolism in surface cultures of basidial fungi. Proceedings of the 7th International Conference on Mushroom Biology and Mushroom Products (ICMBMP7) 2011. P. 96-102.

641. Shamolina I. I., Romanova A. N., Gavrilova V. P., Yakovleva N. S., Belova N. V.

642. Basidiomycetes biotechnical processing of unusable wastes from the production of woolen cloths // Fibre Chemistry. 2008. V. 40,1. 4. P. 386-391.

643. Shapira R., Henis Y., Sklan D., Chet I. Changes in Fatty Acids During Morphogenesis in

644. Sclevotium volfsii II Journal of General Microbiology. 1984. V. 130. P. 1183-1191.

645. Shaw R. The occurrence of y-linolenic acid in fungi // Biochemica et Biophysica Acta1965. V. 98. P. 230-237.

646. Shea J.M., Poeta M.D. Lipid signaling in pathogenic fungi // Current Opinion in

647. Microbiology. 2006. V. 9,1.4. P. 352-358.

648. Shemarova I.V. Phosphoinositide Signaling in Unicellular Eukaryotes // Microbiology.2007. V. 33,1. 3. P. 141-156.

649. Shinzawa-Itoh K., Aoyama H., Muramoto K., H. Terada, Kurauchi T., Tadehara Y.,

650. Yamasaki A., Sugimura T., Kurono S., Tsujimoto K., Mizushima T., Yamashita E., Tsukihara T., Yoshikawa S. Structures and physiological roles of 13 integral lipids of bovine heart cytochrome c oxidase // The EMBO Journal. 2007. V. 26. P. 1713-1725.

651. Shirasaka N., Yoshida T., Iwamoto K., Terashita T. Properties of glutamate decarboxylasegad) from edible mushroom // Proceedings of the 7th International Conference on Mushroom Biology and Mushroom Products (ICMBMP7) 2011. P. 279-283.

652. Singh A.K., Mukhopadhyay M. Overview of fungal lipase: a review // Applied

653. Biochemistry and Biotechnology. 2012. V. 166,1. 2. P. 486-520.

654. Skromne I., Sánchez O., Aguirre J. Starvation stress modulates the expression of the

655. Aspergillus nidulans brlA regulatory gene // Microbiology. 1995. V. 141. P. 21-28.

656. Som T., Kolaparthi V.S.R. Developmental decisions in Aspergillus nidulans are modulatedby ras activity // Mol. Cell. Biol. 1994. V. 14. P. 5333-5348.189

657. Soragni E., Bolchi A., Balestrini R., Gambaretto C., Percudani R., Bonfante P., Ottonello

658. S. A nutrient-regulated, dual localization phospholipase A2 in the symbiotic fungus Tuber borchii II The EMBO Journal. 2001. V. 20,1. 18. P. 5079-5090.

659. Specht C.A., Munoz-Rivas A., Novotny C.P., Ullrich R.C. Transformation of

660. Schizophyllum commune; An Analysis of Specific Properties // Experimental mycology. 1991. V.15. P. 326-335.

661. Sperling P., Heinz E. Plant sphingolipids: structural diversity, biosynthesis, first genes andfunctions // Biochimica et Biophysica Acta. 2003. V. 1632. P. 1-15.

662. Spiegel S. Sphingosine 1-phosphate: a prototype of a new class of second messengers //

663. Journal of Leukocyte Biology. 1999. V. 65. P. 341-344.

664. Spiteller P.Chemical Defence Strategies of Higher Fungi // Chemistry. A European Journal.2008. V. 14. P. 9100-9110.

665. Stahl P.D., Klug M.J. Characterization and Differentiation of Filamentous Fungi Based on

666. Fatty Acid Composition // Applied and environmental microbiology. 1996. V.62, I. 11. P. 4136-4146.

667. Stalpers J.A. Identification of wood-inhabiting aphillophorales in pure culture // Studies in

668. Mycology. 1978,1. 16. P. 248.

669. Storey M.K., Clay K.L., Kutateladze T., Murphy R.C., Overduin M., Voelker D.R.

670. Phosphatidylethanolamine has an essential role in Saccharomyces cerevisiae that is independent of its ability to form hexagonal phase structures // The Journal of Biological Chemistry. 2001. V. 276, I. 51. P. 48539-48548.

671. Stumpe M., Carsjens J.-G., Stenzel I., Gobel C., Lang I., Pawlowski K., Hause B., Feussner

672. Lipid metabolism in arbuscular mycorrhizal roots of Medicago truncatula II Phytochemistry. 2005. V. 66. P. 781-791.

673. Suits F., Pitman M. C., Feller S. E. Molecular dynamics investigation of the structuralproperties of phosphatidylethanolamine lipid bilayers // The journal of chemical physics. 2005. V. 122. P. 244714.

674. Sugiyama K., Arashi T., Yamakawa A. Eritadenine-induced alteration of hepaticphospholipid metabolism in relation to its hypocholesterolemic action in rats // Nutritional Biochemistry. 1995. V. 6. P. 80-87.

675. Sugiyama M., Ohtani K., Izuhara M., Koike T., Suzuki K., Imamura S., Misaki H. A Novel

676. Prokaryotic Phospholipase A2. Characterisation, gene cloning, and solution stucture // The Journal of Biological Chemistry. 2002. V. 277,1. 22, P. 20051-20058.

677. Sullars M.C., Lynch D.V., Merrill A.H., Adams J. Structure determination of soybean andwheat glucosylceramides by tandem mass spectrometry // Journal of Mass Spectrometry. 2000. V. 35. P. 347-353.

678. Sumner J.L., Morgan E. D. The Fatty acid composition of sporangiospores and vegetativemycelium of temperature-adapted fungi in the order mucorales // Journal of General Microbiology. 1969. V. 59. P. 215-221.

679. Sumner J.L. The fatty acid composition of basidiomycetes // New Zealand Journal of

680. Botany. 1973. V.ll, 1.3. P. 435-442.

681. Sunagawa M., Magae Y. Isolation of genes differentially expressed during the fruit bodydevelopment of Pleurotus ostreatus by differential display of RAPD // FEMS Microbiology Letters. 2005. V. 246. P. 279-284.

682. Takagi Y., Katayose Y., Shishido K. Intracellular levels of cyclic AMP and adenylatedcyclase activity during mycelial development in fruit body formation in L. edodes 11 FEMS Microbiology Letters. 1988. V. 55. P. 275-278.

683. Takakuwa N., Kinoshita M., Oda Y., Ohnishi M. Existence of cerebroside in

684. Saccharomyces kluyveri and its related species // FEMS yeast research. 2002. V. 2,1. 4, P. 533-538.

685. Tan J.W., Dong Z.J., Liu J.K. New cerebrosides from the basidiomycete Cortinariustenuipes II Lipids. 2003. V. 38,1. 1. P. 81-84.

686. Teoh Y.P., Don M.M. Nutrient Improvement Using Statistical Optimization for Growth of

687. Schizophyllum commune, and Its Antifungal Activity Against Wood Degrading Fungi of Rubberwood // Biotechnology Progress. 2012. V. 28,1. 1. P. 232-241.

688. Terashima K., Yuki K., Muraguchi H., Akiyama M., Kamada T. The dstl gene involved inmushroom photomorphogenesis of Coprinus cinereus encodes a putative photoreceptor for blue light // Genetics. 2005. V. 171,1. 1. P.101-108.

689. Ternes P., Sperling P., Albrecht S., Franke S., Cregg J.M., Warnecke D., Heinz E.1.entification of fungal sphingolipid C9-methyltransferases by phylogenetic profiling // The Journal of Biological Chemistry. 2006. V. 281,1. 9. P. 5582-5592.

690. Todeschini A.R., Hakomori S.-i. Functional role of glycosphingolipids and gangliosides incontrol of cell adhesion, motility, and growth, through glycosynaptic microdomains // Biochimica et Biophysica Acta. 2008. V. 1780. P. 421-433.

691. Toledo M.S., Levery S.B., Straus A.H., Takahashi H.K. Dimorphic expression ofcerebrosides in the mycopathogen Sporothrix schenckii II Journal of Lipid Research. 2000. V. 41. P. 797-806.

692. Touze-Soulet J.M., Rami J., Dargent R., Montant C. Aspect particulier des hyphes de

693. Boletus edulis Fr. ex Bull, et de leur paroi apres action des filtrates de culture du mycoparasite Hypomyces chlorinus II Tul Competes Rendus Hebdomadaire des Siances de Paris, 1978. V. 286. P.33-35.

694. Tsuda M. Purification and Characterization of a Lectin from the Mushroom, Flammulinaveltipes II The Journal of Biochemistry. 1979. V. 86. P. 1463-1468.

695. Tsusue' Y. M. 1969. Experimental control of fruitbody formation in Coprinus macrorhizus

696. Development, Growth and Differentiation. V. 11. P. 164-178.

697. Tylicki A., Siemieniuk M., Dobrzyn P., Ziolkowska G., Nowik M., Czyzewska U.,

698. Pyrkowska A. Fatty acid profile and influence of oxythiamine on fatty acid content in Malassezia pachydermatis, Candida albicans and Saccharomyces cerevisiae II Mycoses. 2011. V. 55. P. 106-113.

699. Uchida K., Emoto K., Daleke D.L., Inoue K., Umeda M. Induction of Apoptosis by Phosphatidylserine //The Journal of Biochemistry. 1998. V. 123. №. 6. P. 1073- 1078.

700. Ugalde U. Autoregulatory Signals in Mycelial Fungi // The Mycota I. 2nd Edition. / Eds.:

701. Kües U., Fischer R. Berlin: Springer. 2006. P. 203-214.

702. Umar M.H., van Griensven L.J.L.D. Morphogenese cell death in developing primordia of

703. Agaricus bisporus II Mycologia. 1997. V. 89. P. 274-277.

704. Uno I., Nyunoya H., Ishikawa T. 1981. Effects of 2-deoxy-D-glucose and quinidine on thefruiting body formation in Coprinus macrorhizus II J. Gen. Appl. Microbiol. V. 27. P. 219-228.

705. Continuity Revisited: Closure of Septa of the Filamentous Fungus Schizophyllum commune in Response to Environmental Conditions // PLoS ONE. 2009. V. 4, 1.6. P. e5977.

706. Vaskovsky V.E., Latyshev N.A. Modified Jungnickel s reagent for detecting phospholipidsand other phosphorus compounds on thin-layer chromatograms // J. Chromatogr. 1975. V. 115,1. 12. P. 246-249.

707. Veronesi C., Rickauer M., Fournier J., Pouenat M.L., Esquerre-Tugaye M.T. Lipoxygenasegene expression in the tobacco Phytophthora parasitica nicotianae interaction // Plant Physiology. 1996. V. 112. P. 997-1004.

708. Vaskovsky V.E., Terekhova T.A. HPTLC of phospholipid mixtures containingphosphatidylglycerol // Journal of High Resolution Chromatography and Chromatography. 1979. V. 2. P. 671-672.

709. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V., Benson A.A. Identification of diacylglycero-4'-0

710. N, N, N-trimethyl)homoserine in mushrooms // Lipids. 1991. T. 26. C. 254.

711. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S. V., Boolukh E. M. Distribution ofdiacylglycerotrimethylhomoserine and phosphatidylcholine in mushrooms // Phytochemistry. 1998. V. 47, №5. P. 755-760.

712. Venable M.E., Bielawska A., Obeid L.M. Ceramide Inhibits Phospholipase D in a Cell-free

713. System // The journal of biological chemistry. 1996. V. 271,1. 40. P. 24800-24805.

714. Wachtier V., Balasubramanian M.K. Yeast lipid rafts. An emerging view // Trends in

715. Cell Biology. 2006. V.16.1. 1. P. 1-3.

716. Wadman M.W., van Zadelhoff G., Hamberg M., Visser T., Veldink G.A., Vliegenthart

717. F.G. Conversion of linoleic acid into novel oxylipins by the mushroom Agaricus bisporusll Lipids. 2005. V. 40,1. 11. P. 1163-1170.

718. Wang D., Li M., Wei D., Cai Y., Zhang Y., Xing L. Identification and Functional

719. Characterization of the Delta 6-Fatty Acid Desaturase Gene from Thamnidium elegans II J. Eukaryot. Microbiol. 2007. V. 54.1.1. P. 110-117.

720. Wang X. Lipid signaling // Current Opinion in Plant Biology. 2004. V.7. P. 329-336.

721. Wang X., Devaiah S.P., Zhang W., Welti R. Signaling functions of phosphatidic acid //

722. Progress in Lipid Research. 2006. V. 45. P. 250-278.

723. Watanabe K., Oura T., Sakai H., Kajiwara S. Yeast A 12 fatty acid desaturase: Gene

724. Cloning, Expression, and Function // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2004. V. 68, I. 3. P. 721-727.

725. Watanabe T., Teranishi H., Honda Y., Kuwahara M. A selective lignin-degrading fungus,

726. Wells G.B., Dickson R.C., Lester R.L. Heat-induced Elevation of Ceramide in

727. Saccharomyces cerevisiae via de novo Synthesis // The Journal of Biological Chemistry. 1998. V. 273,1.13. P. 7235-7243.

728. Weresub L.K., Hennebert G.L. Anamorph and teleomorph: terms for organs ofreproduction rather than kariological phases // Mycotaxon. 1979. V.8. №1. P.181-186.

729. Wessels J.G.H. Morphogenesis and biochemical processes in Schizophyllum commune Fr.

730. Wentia. 1965. V. 13. P. 1 -113.

731. Wessels J.G.H. Gene expression during fruiting in Schizophyllum commune II Mycol. Res.1992. V. 96,1. 8. P. 609-620.

732. Weete J.D. Sterols of the fungi: distribution and biosynthesis // Phytochemistry. 1973. V.12. P.1843-1864.

733. Weete J.D. Fungal Lipid Biochemistry. New York: Plenum Press, 1974. P. 392.

734. Weete J.D. Lipid biochemistry of Fungi and other organisms. New York: Plenum Press,1980.388p.

735. Weete J.D., Abril M., Blackwell M. Phylogenetic Distribution of Fungal Sterols // PLoS

736. One. 2010. V. 5,1. 5. P. 1-6.

737. Wei D., Zhou H., Yang Z., Zhang X., Xing L., Li M. Identification of a novel delta9-fattyacid desaturase gene and its promoter from oil-producing fungus Rhizopus arrhizus II Molecular biology reports. 2009. V. 36, I. 1. P. 177-186.

738. Wilson R.A., Chang P.-K., Dobrzyn A., Ntambi J.M., Zarnowski R., Keller N.P. Two Д9stearic acid desaturases are required for Aspergillus nidulans growth and development // Fungal Genetics and Biology. 2004. V. 41,1. 5. P. 501-509.

739. Wongwathanarat P., Michaelson L.V., Carter A.T., Lazarus C.M., Griffiths G., Stobart

740. A.K., Archer D.B., MacKenzie D.A. Two fatty acid delta9-desaturase genes, olel and ole2, from Mortierella alpina complement the yeast olel mutation // Microbiology. 1999. V. 145. P. 2939-2946.

741. Worrall D., Ng CK.-Y., Hetherington A.M. Sphingolipids, new players in plant signalling

742. Trends in Plant Science. 2003. V. 8. P. 317-320.

743. Wösten H., Wessels J. The Emergence of Fruiting Bodies in Basidiomycetes II Growth,

744. Differentiation and Sexuality // The Mycota I. 2nd Edition. / Eds.: Kües U., Fischer R. Berlin: Springer. 2006. P. 393-414.

745. Wösten H. A.B. Hydrophobins: multipurpose proteins // Annu Rev Microbiol. 2001. V. 55.1. P. 625-46.

746. Wright M.M., Henneberry A.L., Lagace T.A., Ridgway N.D., McMaster C.R. Uncouplingfarnesol-induced apoptosis from its inhibition of phosphatidylcholine synthesis // Journal of Biological Chemistry. 2001. V. 276. P. 25254-25261.

747. Wu W.-I., Lin Y.-P., Wang E., Merrill A.H., Jr., Carman G.M. Regulation of Phosphatidate

748. Phosphatase Activity from the Yeast Saccharomyces cerevisiae by Sphingoid Bases // The Journal of Biological Chemistry. 1993. V. 268,1. 19. P. 13830-13837.

749. Wu W.-I., McDonough V.M., Nickels J. T., Lo Jr. J., Fischl A. S., Vales T. R., Merill Jr. A.

750. H., Carman G.M. Regulation of Lipid biosynthesis in Saccharomyces serevisiae by Fumonisin B1 // The Journal of Biological Chemistry. 1995. V. 270, 1.2. P. 1317113178.

751. Yamada T.A., Nozawa Y. An unusual lipid in the human pathogenic fungus

752. Epidermophyton floccosum II Biochimica et Biophysica Acta. 1979. V. 57. P. 433-439.

753. Yan S., Chai H., Wang H., Yang H., Nan B., Yao Q., Chen C. Effects oflysophosphatidylcholine on monolayer cell permeability of human coronary artery endothelial cells // Surgery. 2005. V. 138,1. 3. P. 464-473.

754. Yang B.K., Kim D.H., Jeong S.C., Das S., Choi Y.S., Shin J.S., Lee S.C., et al.

755. Hypoglycemic effect of a Lentinus edodes exo-polymer produced from a submerged mycelial culture // Biosci Biotechnol Biochem. 2002. V. 66. P. 937-42.

756. Yaoita Y., Ishizuka T., Kakuda R., Machida K., Kikuchi M. Structures of new ceramidesfrom the fruit bodies of Grifola frondosa II Chem. Pharm. Bull. 2000. 48. P. 1356-1358.

757. Yaoita Y., Kohata R., Kakuda R., Machida K., Kikuchi M. Ceramide constituents from fivemushrooms // Chem. Pharm. Bull. 2002. V. 50. P.681-684.

758. Yli-Mattila T. Photobiology of fruit body formation in Schizophyllum commune II Luonnon

759. Tutkija. 1991. V. 95. P.l 16-123.

760. Zavaleta-Pastor M., Sohlenkamp C., Gao J.L., Ziqiang G., Zaheer R., Finan T.M. etal. Sinorhizobium meliloti phospholipase C required for lipid remodeling during phosphorus limitation // Proc Natl Acad Sci USA. 2010. V.107. P. 302-307.

761. Zelinski T.A., Savard J.D., Man R.Y.K., Choy P.C.: Phosphatidylcholine biosynthesis in isolated hamster hearts // Journal of Biological Chemistry. 1980. V. 255. P. 1142311428.

762. Zhang X., Kiechle F.L. Glycosphingolipids in Health and Disease // Annals of Clinical &1.boratory Science. 2004. V. 34,1.l.P. 3-13.

763. Zhou K.S., Peng J.F., Chang N. Zhang H.X., Gong F., Zhang C.K. Purification and

764. Crystallization of Flammulin, a Basic Protein with Anti-tumor Activities from Flammulina velutipes II Chinese Chemical Letters. 2003.V. 14,1. 7. P. 713-716.

765. Zuber S., Hynes M.J., Andrianopoulos A. G-protein signaling mediates development at25°C but has no effect on yeast-like growth at 37°C in the dimorphic fungus Penicillium marneffei II Eukaryot Cell. 2002. V. 1. P. 440-447.

766. Zuber S., Hynes M.J., Andrianopoulos A. The G-protein a-subunit GasC plays a major rolein germination in the dimorphic fungus Penicillium marneffei II Genetics. 2003. V. 164. P. 487-499.