Исследование взаимодействия РНК- и ДНК-полимераз с матрицами и субстратами в водных и коллоидных растворах тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат химических наук Анарбаев, Рашид Октамович

• Анарбаев, Рашид Октамович
• кандидат химических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат химических наук Анарбаев, Рашид Октамович

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ДНК-ПОЛИМЕР АЗА а-ДНК-ПРАЙМАЗА: СТРУКТУРА И ФУНКЦИИ (ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР)

1.1 ДНК-ПОЛИМЕР АЗА а-ДНК-ПРАЙМАЗА IN VIVO

1.2 Структура комплекса ДНК-полимер аза а-ДНК-праймаза

1.3 ДНК-праймаза

1.4 ДНК-полимераза а

1.5 Точность ДНК-праймазы и ДНК-полимеразы а

ГЛАВА 2. Т7 РНК-ПОЛИМЕРАЗА (ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР)

2.1 Молекулярные свойства Т7 РНК-полимеразы

2.2 Структурно-функциональные свойства т7 РНК-полимеразы

2.3 Кристаллическая структура Т7 РНК полимеразы

2.4 Взаимодействие с промотором и стадия инициации

2.5 Биохимические свойства процесса элонгации транскрипта

2.6 Блокирование удлинения транскрипта

2.7 Необычные транскрипционные свойства т7 РНК-полимеразы

2.8 Модели структуры третичного комплекса и процесса элонгации транскрипта

2.9 Транскрипция РНК-матриц

2.10 "Беспромоторный" синтез РНК

2.11 Мутантные формы Т7 РНК-полимеразы

ГЛАВА 3. МИЦЕЛЛЯРНАЯ ЭНЗИМОЛОГИЯ (ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР)

3.1 Структура обращенных мицелл

3.2 Свойства воды в обращенных мицеллах

3.3 Межмицеллярный обмен

3.4 реакционная способность реагентов в обращенных мицеллах

3.5 Четыре важных для энзимологии свойства систем вода-ПАВ-органический растворитель

3.6 солюбилизация и свойства белков в обращенных мицеллах

3.7 влияние воды и растворителя на ферментативный катализ в обращенных мицеллах

3.8 вода, конформа1 (ионная ПОДВИЖНСЧЛЪ ферментов. И КАТАЛИЗ

3.9 взаимодействия и диссоциация белков в обращенных мицеллах

3.10 Свойства нуклеиновых кислот в обращенных мицеллах

3.11 Биологические структуры в обращенных мицеллах

3.12 Ферменты в жидкокристаллических мезофазах

ГЛАВА 4. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

4.1 ИССЛЕДОВАНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ДНК-ПРАЙМАЗЫ С МАТРИЦАМИ РАЗЛИЧНОЙ ДЛИНЫ И СТРУКТУРЫ

4.2 ИССЛЕДОВАНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ Т7 РНК-ПОЛИМЕРАЗЫ С NTP И ИХ ПРОИЗВОДНЫМИ

4.3 ФРАГМЕНТ КЛЕНОВА И КОМПЛЕКС ДНК-ПОЛИМЕРАЗА а-ПРАЙМАЗА В ОБРАЩЕННЫХ

МИКРОЭМУЛЬСИЯХ РАЗЛИЧНОГО СОСТАВА

4.4 ОБРАТНАЯ ТРАНСКРИПТАЗА ВИЧ-1, ФРАГМЕНТ КЛЕНОВА, Т7 РНК-ПОЛИМЕРАЗА И ТТЕ

ДНК-ПОЛИМЕРАЗА В ОБРАЩЕННЫХ МИКРОЭМУЛЬСИЯХ

ГЛАВА 5. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ДИК-ПРАЙМАЗЫ С МАТРИЦАМИ РАЗЛИЧНОЙ ДЛИНЫ И СТРУКТУРЫ (РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ)

5.1 роль длины матрицы

5.2 Роль СТРУКТУРЫ МАТРИЦЫ

5.3 СИНТЕЗ ПРАЙМЕРОВ НА МАТРИЦАХ POLY(DT) И POLY(DC, DT)

5.4 кинетика синтеза РНК на матрице POLY(DT)

5.5 механистическая концепция синтеза PHK-праймера

ГЛАВА 6. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ Т7 РНК-ПОЛИМЕРАЗЫ С NIT И ИХ ПРОИЗВОДНЫМИ (РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ)

6.1 квазистационарный подход к описанию синтеза РНК Т7 РНК-полимеразой

6.2 взаимодействие Т7 РНК-полимеразы с NTP

6.3 взаимодействие Т7 РНК-полимеразы с DNTP

6.4 взаимодействие Т7 РНК-полимеразы с аналогами СТР

ГЛАВА 7. ФРАГМЕНТ КЛЕНОВА И КОМПЛЕКС ДНК-ПОЛИМЕРАЗА а-ПРАЙМАЗА В ОБРАЩЕННЫХ МИКРОЭМУЛЬСИЯХ (РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ)___________________________________89

7.1 активность ДНК-полимер азы в АОТ, СТАВ, SDS и bru 58 обращенных микроэмульсиях

7.2 зависимость активности ДНК-полимеразы от состава микроэмульсий

7.3 ЗАВИСИМОСТЬ АКТИВНОСТИ ДНК-ПОЛИМЕРАЗЫ ОТ КОНЦЕНТРАЦИИ MGAC2, ТРИС-АС И РН

7.4 Зависимость активности ДНК-полймеразы и совместной активности ДНК-полимеразы а-

праймазы от wc

7.5 процессивность ДНК-полимеразы в обращенных микроэмульсиях

7.6 процессивность ДНК-полимеразы при высоких концентрациях воды

7.7 ОСОБЕННОСТИ СОСТАВА ОБРАЩЕННЫХ МИКРОЭМУЛЬСИЙ

ГЛАВА 8. ОБРАТНАЯ ТРАНСКРИПТАЗА ВИЧ-1, ФРАГМЕНТ КЛЕНОВА, Т7 РНК-ПОЛИМЕРАЗА И ТТЕ ДНК-ПОЛИМЕРАЗА В ОБРАЩЕННЫХ МИКРОЭМУЛЬСИЯХ (РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ)

8.1 повышение ферментативной активности с помощью щелочных агентов

8.2 фрагмент кленова в обращенных микроэмульсиях

8.3 тте днк-полимераза В обращенных микроэмульсиях

8.4 обратная транскриптаза ВИЧ-1 в обращенных микроэмульсиях

8.5 Т7 РНК-полимераза в обращенных микроэмульсиях

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

Акт. ДНК - активированная ДНК;

ДТТ - дитиотреитол;

Ед. акт. - единица активности фермента;

ГТААГ - полиакриламидный гель:

ПАВ - поверхностно-активное вещество;

ПСА - персульфат аммония;

ТЕМЕД - Щ^Д^К'-тетраметилэтилендиамин;

ТХУ - трихлоруксусная кислота;

Уд. акт. - удельная активность;

ЭФ - электрофорез;

АОТ - натриевая соль ди-2-этилгексилового эфира оульфоянтарной кислоты;

В г у 30 - лаурилполи(4)-этиленгликоль;

Вгу 58 - цетилполи(20)-этиленгликоль;

ерш - количество импульсов в минуту;

СТАВ - цетилтриметиламмоний бромид;

БББ - додецилсульфат натрия;

w0 - степень гидратации ПАВ, = [Н20]/[ПАВ].

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование взаимодействия РНК- и ДНК-полимераз с матрицами и субстратами в водных и коллоидных растворах»

ВВЕДЕНИЕ

В основе процессов репликации, транскрипции и репарации лежит матричный биокатализ. Сущность матричного биосинтеза заключается в последовательной полимеризации нуклеозидмонофосфатов в РНК- или ДНК-продукт на основе их комплементарности к основаниям матрицы ДНК или РНК. Механизм »взаимодействия ДНК- и РНК-полимераз с матрицами, праймерами и нуклеозидтрифосфатами является ключевой проблемой матричного биокатализа. С другой стороны, сам биокатализ протекает не в разбавленных растворах, а в сложноорганизованных клеточных структурах, которые накладывают ограничения на протекание ферментативного процесса, и на базе этого возникает большое разнообразие используемых клетками механизмов регуляции матричных процессов. Попытки установить механизмы действия ДНК- и РНК-полимераз на молекулярном уровне в живых клетках сталкиваются с серьезными трудностями, связанными со сложной организацией клеточных структур, и это составляет вторую фундаментальную проблему.

Третья фундаментальная проблема связана с эволюцией живых организмов и изменением условий существования жизни, в том числе вызванных техногенной деятельностью человека. В этом случае возникают вопросы о том, как возникла жизнь, как она развивается и как будет развиваться в будущем. Здесь определяющую роль играет среда обитания, и, чтобы ответить на этот вопросы, требуется знание принципов взаимодействия живых систем с окружающей средой на молекулярном уровне, а также предпосылок и условий протекания биологического катализа. Последнее обстоятельство тесно связано с фундаментальной ролью воды в структурной организации ферментов и в ферментативном катализе.

В рамках этих фундаментальных и сложных для решения проблем и были сформулированы цель и конкретные задачи данного исследования. Цель работы -изучить механизмы взаимодействия РНК- и ДНК-полимераз с матрицами и субстратами в водных и коллоидных растворах типа "вода в масле". На первый взгляд может показаться неприемлемым использовать обращенные микроэмульсии как модели биологических систем. Но хотелось бы подчеркнуть не адекватность микроэмульсий, а скорее их полезность: что это дает в смысле биологического катализа и белково-нуклеинового взаимодействия. Сравнение поведения матричных ферментов в микроэмульсиях позволит выделить те свойства белков и нуклеиновых кислот, которые могут быть важными для ферментативного катализа.

Конкретные задачи данного исследования сводятся к следующему:

1. Исследовать взаимодействие ДНК-праймазы с матрицами различной длины и структуры, определить: а) роль длины и структуры матрицы; б) особенности синтеза РНК-праймеров на гетероматрицах; в) кинетику синтеза РНК на матрице ро1у(ёТ). На основе этих данных выработать общую концепцию синтеза РНК-праймеров ДНК-праймазой.

2. Исследовать взаимодействие Т7 РНК-полимеразы с ЖР и арилазидопроизводными СТР, вывести уравнение квазистационарной скорости синтеза РНК Т7 РНК-полимеразой и определить кинетические параметры взаимодействия РНК-полимеразы с ЫТР, сЮТР и аналогами СТР на одно- и двухцепочечных матрицах.

3. Исследовать активность фрагмент Кленова и комплекса ДНК-полимераза а-праймаза в обращенных микроэмульсиях различного состава, определить: а) зависимость активности ДНК-полимераз от состава микроэмульсий, концентрации ионов М£2+, ионной силы и рН, б) зависимость активности и процессивности ДНК-полимераз от концентрации воды.

4. Провести сравнительное исследование активности и процессивности обратной транскриптазы ВИЧ-1, фрагмента Кленова, Т7 РНК-полимеразы и 1Че ДНК-полимеразы в зависимости от структуры матрицы и концентрации воды в обращенных микроэмульсиях.

Остальные задачи и связанные с ними проблемы рассмотрены в соответствующих главах. Сама рукопись включает в себя три главы обзора литературы, где рассматриваются современные достижения в исследовании комплекса ДНК-полимераза а-праймаза, Т7 РНК-полимеразы, а также описываются основные подходы и результаты исследования ферментов в области мицеллярной энзимологии; главу "Материалы и Методы"; четыре главы посвященны результатам и их обсуждению, которые построенны на основе сформулированных выше задач и включают в себя три аспекта матричного биокатализа: узнавание матрицы ДНК-праймазой, отбор субстрата Т7 РНК-полимеразой, влияние микроокружения (особенно воды) на активность и процессивность РНК- и ДНК-полимераз; "Выводы" и "Список Литературы".

Глава 1. ДНК-ПОЛИМЕРАЗА а-ДНК-ПРАЙМАЗА: СТРУКТУРА И ФУНКЦИИ (Литературный обзор)

В настоящее время мы располагаем обширной информацией о молекулярных механизмах репликации ДНК, полученной в основном при изучении вирусов и бактерий. В последние годы, в связи с накоплением фактов в области энзимологии и особенностей работы репликативной вилки, увеличился интерес к репликации генома эукариот. Особый интерес представляют такие вопросы: как ДНК-праймаза и ДНК-полимераза а узнают матрицу; как инициируются новые цепи ДНК; как происходит синтез РНК ДНК-праймазой; что влияет на процессивность и точность синтеза ДНК обоими ферментами. Именно эти проблемы и рассмотрены в данном обзоре.

1.1 ДНК-полимераза а-ДНК-праймаза in vivo

В клетках эукариот синтез ДНК происходит в основном в плотных специфических структурах ("репликативных фабриках"), присоединенных к диффузному ядерному матриксу [1-3]. Предполагается, что в молекулярной организации ядерного матрикса играют некоторую роль фосфолипиды, и что ДНК связана с ядерным скелетом гидрофобными взаимодействиями [4]. "Репликативные фабрики", связанные с ядерным матриксом, включают в себя комплекс ферментов, охарактеризованный благодаря очистке ДНК-полимеразы а-праймазы. Обнаружен мультибелковый 21S комплекс [5], состоящий, как это показал анализ в денатурирующем ПААГ, не менее чем из 30 белков с молекулярными массами от 15 до 300 кДа и содержащий помимо ДНК-полимеразы а-праймазы [5-12] еще и 3-5' экзонуклеазу [10], ДНК-лигазу I, РНКазу Н, ДНК-топоизомеразу I [11], ДНК-геликазу [13], PCNA [3] и ряд других факторов. Среди них можно отметить репликативный белок A (RPA), необходимый для репликации ДНК SV40 in vitro и специфически взаимодействующий с субъединицей р48 комплекса полимераза-праймаза. RPA из тимуса теленка состоит из субъединиц 70 кДа, 53 кДа, 32 кДа и 14 кДа [14]. RPA повышает активность гомологичной ДНК-полимеразы а в 20 раз [9, 6].

Мультибелковая форма ДНК-полимеразы а содержит также белок, который связывает динуклеотиддиаденозинтетрафосфат (Ар4А) [15]. Предполагается, что Ар4А участвует в репликации ДНК и клеточном делении. Имеются данные о способности ДНК-полимеразы а использовать Ар4А в качестве праймера. При этом участие Ар4А в качестве праймера in vivo маловероятно, скорее он используется как эффектор. В этой

связи отметим также, что с ДНК-полимеразой а соочищается триптофанил-тРНК-синтетаза, которая может синтезировать этот динуклеотид [16, 17].

Известно, что прохождение клеточного цикла регулируется активацией комплексов циклинов и циклин-зависимых протеинкиназ в определенный момент времени. Показано, что Са2+ и кальмодулин регулируют экспрессию генов cdk2, cdc2, циклина В и PCNA в Т-лимфоцитах человека [18] и что в 21S репликативном - комплексе кальмодулин с молекулярной массой 68 кДа из клеток HeLa прочно связан с ДНК-полимеразой а-праймазой [19, 20]. Исследовано влияние фосфорилирования белков р180 и р68 циклин А-, В- и E-зависимыми киназами на репликацию ДНК. Это фосфорилирование влияет на сайт-специфическую инициацию репликации на ДНК SV40, но не на ДНК-полимеразную активность на активированной ДНК [21].

В клетках дрожжей ДНК-полимераза а, праймаза, 5',3'-экзонуклеазы, ДНК-

зависимая АТРаза и другие белки (от 30 до 180 кДа) образуют комплекс с общей мол.

массой 650 кДа [22]. ДНК-полимераза а обладает сродством к протеинкиназе (56-кДа)

[23] и к ДНК-геликазе из дрожжей Saccharomyces cerevisiae [24]. Показано также, что

для начала синтеза ДНК в участке начала репликации (orí) SV40 праймазно-

полимеразный комплекс человека должен включать Т-антиген и белок RPA [25]. В

t

состав такого комплекса из тимуса теленка входит, по-видимому, белок В23.1 (основной ассоциированный с РНК ядерный белок и возможный фактор ассоциации рибосом) [26]. Он увеличивает активность ДНК-полимеразы а в 3-4 раза, но при этом совершенно не стимулирует ДНК-полимеразы р и у и прайм азу. Активность ДНК-полимеразы а увеличивается в 6-60 раз в присутствии поли-(АОР-рибоза)полимеразы, которая, как это было показано иммунопреципитацией, ассоциирована с ДНК-полимеразой а в грубом экстракте клеток тимуса теленка [27]. Однако в низких концентрациях, эта же (АБР-рибоза)полимераза подавляет синтез ДНК ДНК-полимеразой а [28]. Наиболее полный репликативный комплекс описан в работе [29]. Авторы выделили, идентифицировали и изучили белки из клеток человека, необходимые для полной репликации ДНК вируса SV40. Реконструированный из индивидуальных репликативных белков этот комплекс включал в себя следующие факторы: Т-антиген SV40, репликативный белок A (RPA), ДНК-топоизомеразы I и II, ДНК-полимеразу а-праймазу, репликативный фактор С (RFC), PCNA, ДНК-полимеразу 5, фактор созревания 1 (MF1) и ДНК-лигазу. Таким образом, если строение

минимального репликативного комплекса установлено, описание полного репликативного комплекса - дело будущего.

1.2 Структура комплекса ДНК-полимераза а-ДНК-прайма за

Комплекс ДНК-полимераза а-праймаза интенсивно исследуется уже на протяжении трех десятилетий, его субъединичная структура долгое время была предметом обсуждений [29], но сейчас ее можно считать практически установленной. В чем же заключались основные трудности определения субъединичного состава этого комплекса? Во-первых, хотя в быстро делящихся клетках ДНК-полимераза а присутствует в довольно больших количествах, она, тем не менее, была и остается относительно труднодоступным белком. Ранние схемы очистки были трудоемкими, так как включали громадное число хроматографических шагов с недостаточным для структурного анализа выходом белка. Во-вторых, многосубъединичный фермент часто выделяли в виде форм, различающихся по субъединичному составу, хроматографическим и каталитическим свойствам, даже в случае клеток и тканей одного вида. В-третьих, интенсивный протеолиз в ходе очистки приводил к значительной деградации компонентов комплекса. С развитием быстрых схем очистки, использующих иммуноаффинную хроматографию, которая минимизирует-протеолиз и позволяет выделять практически неповрежденные ферменты, стала очевидной общность организации этого комплекса в различных организмах.

Обычно комплекс праймаза-полимераза состоит из четырех субъединиц: большой субъединицы с молекулярной массой 180 кДа, или семейства полипептидов с размерами от 140 до 160 кДа; субъединицы с молекулярной массой 70 кДа и двух малых субъединиц с молекулярными массами 54-58 и 46-50 кДа [30-32]. Субъединица р180 отвечает за полимеразную функцию, субъединица р48 осуществляет синтез рибопраймеров [30, 31, 33-35]. Однако "малая" субъединица праймазы, взятая отдельно от субъединицы р58, не обладает достаточной стабильностью и легко подвергается инактивации [31, 35]. Известно также, что р58 облегчает проникновение р48 из цитоплазмы в ядро [36] и что обе субъединицы кооперируются при связывании инициирующего пурина для образования динуклеотида [35]. Согласно данным по иммунопреципитации, субъединица р180 непосредственно взаимодействует с р58 [35], хотя аффинная фотомодификация указывает на контакт между субъединицами р180 и р48 [37].

Роль субъединицы р70 до сих пор неясна. Имеются данные о ее возможном участии в начальных стадиях репликации ДНК [38]. Известно также, что субъединица р70 образует стабильный комплекс с Т-антигеном и, возможно, опосредует его взаимодействие с белком pi 80 [32].

В заключение отметим, что хотя комплекс ДНК-полимераза а-праймаза состоит из четырех субъединиц, количественный состав этого комплекса может быть различным. Так, согласно электрофоретическому анализу из нескольких каталитически активных форм ДНК-полимерачы а (330, 440, 500, 590 и 660 кДа) только форма 660 кДа обладает праймазной активностью. Из этого может следовать, что полимераза и праймаза находятся в "коре" в соотношении 1:3 [39].

1.3 ДНК-праймаза

Инициация репликации ДНК и прерывистый синтез ДНК на отстающей цепи ДНК происходит по РНК-праймерному механизму и является универсальным свойством репликации ДНК у прокариот и эукариот [40].

ДНК-праймаза отличается от других РНК-полимераз целым рядом присущих только ей свойств. Во-первых, матричной и субстратной специфичностью. Во-вторых, необычной процессивностью - синтезом мультимеров, кратных 10 нуклеотидным звеньям. В-третьих, низкой точностью и устойчивостью к некоторым ингибиторам РНК- и ДНК-полимераз (а-аманитину, афидиколину и др.). Рассмотрим эти свойства праймазы более подробно.

1.3.1 Матричная специфичность ДНК-праймазы

Уже ранние работы по изучению инициации синтеза новых цепей ДНК ДНК-полимеразой а-праймазой показали, что синтез РНК-праймеров на природных матрицах начинается во множественных, но не случайных участках [41] и что инициация происходит с A TP или GTP, даже при высоких концентрациях СТР и UTP [41-46]. На природных матрицах в присутствии одного лишь АТР синтезируются праймеры с эффективностью 50-60%, по сравнению с эффективностью синтеза в присутствии всех четырех NTP [45, 31]. В присутствии же и АТР, и GTP, заметного снижения синтеза праймеров не обнаружено [45]. Позднее было показано, что уникальные одноцепочечные участки ДНК SV 40 содержат предпочтительные участки инициации - З'-dCTTT или З'-dCCC, расположенные внутри участков из 7-25 пиримидиновых нуклеотидов. Высокое соотношение ATP/GTP повышает вероятность инициации в участках З'-dCTTT, а низкое - в участках З'-dCCC. Таким образом,

концентрация NTP и нуклеотидная последовательностьГматрйцы определяют участки инициации [47]. Однако следует отметить, что участки инициации in vitro заметно отличаются от участков инициации, используемых во время репликации ДНК SV40 [47]. Правда, во многих случаях обнаружена последовательность 5'-YYYYYYYYYCTTTYYYY-3', где Y = С или Т, которая является стартовой площадкой для инициации синтеза ДНК-праймазой в составе комплекса с ДНК-полимеразой а [48, 49].

Более детальное исследование было проведено с использованием клонотеки

геномной ДНК крупного рогатого скота [50]. Около 7% одноцепочечных ДНК, взятых

в качестве матриц для синтеза ДНК комплексом ДНК-полимераза а-праймаза,

содержат участки инициации, состоящие из пиримидиновых кластеров. Участок

инициации находится на З'-конце пиримидинового кластера или около него. Один из

этих кластеров проанализировали детально [50]. Изучение влияния замены

пиримидинов на олигодезоксиаденилат показало, что минимальная длина

пиримидинового кластера - 7 н. Замена одного из пиримидинов на З'-конце кластера

значительно понижает частоту инициации, а замены внутри и вне кластера приводят к

смещению точки старта. Было также отмечено, что на матрице, состоящей из 36 н.,

t

ДНК-прайм аза синтезирует продукты длиной 21 н., как в составе комплекса с ДНК-полимеразой а, так и в свободном виде, что указывает на узнавание матрицы самой ДНК-праймазой. Анализ продуктов, образующихся в результате замены оснований в матрице, показал, что дезоксипиримидиновые остатки вокруг точки старта сильно влияют на эффективность синтеза праймеров [51]. И, наконец, используя синтетическую теломерную ДНК-матрицу - d(TTAGGG)io - и грубый клеточный экстракт, впервые удалось показать, что синтез теломерной запаздывающей цепи ДНК млекопитающих осуществляет ДНК-полимераза а-праймаза. При этом антитела к ДНК-полимеразе а ингибируют синтез комплементарной цепи, и праймирование происходит в определенном участке, расположенном напротив З'-концевого тимидина, так что образуетсяРНК-праймер5-ААССС [52].

Использование синтетических матриц показало, что синтез РНК-праймеров происходит на полидезоксипиримидиновых матрицах poly(dT) и poly(dC), но не poly(dA), poly(dG) [47, 52-54] или poly(dI) [55]. Добавление пиримидинового кластера к poly(dA) обеспечивало инициацию синтеза РНК лишь в том случае, если его длина составляла не менее 4 н. [55]. ДНК-праймаза способна синтезировать РНК-праймеры и

на очень коротких матрицах d(pT)n (п=2-10) [45]. РНК-праймеры, длина которых превышает длину матрицы, образуются, по-видимому, благодаря скольжению праймера относительно матрицы или объединению коротких матриц в одну "псевдоматрицу" внутри активного центра фермента [45]. Отметим также, что активный центр праймазы взаимодействует только с 10 н. [35, 45], и большую роль в этом взаимодействии играет гидрофобный эффект.

Учитывая все эти факты, можно заключить, что матричная специфичность определяется тем, что участок инициации на матрице должен соответствовать вновь синтезированному праймеру, у которого стартовый нуклеотид всегда является пурином.

1.3.2 Синтез РНК-праймеров ДНК-праймазой

ДНК-праймаза - сравнительно медленный фермент. Средняя скорость включения NTP примерно на два порядка меньше, чем скорость включения dNTP ДНК-полимеразой а [56]. На уникальных одноцепочечных участках ДНК SV 40, М13 и нескольких гомополимерах, взятых в качестве матриц, ДНК-праймаза синтезирует РНК-праймеры обычно длиной 6-8 н., хотя имеется фракция праймеров длиной 1-4 н. (14-75% в зависимости от типа матрицы) [39, 47, 57, 58]. На гомополимерных матрицах в отсутствие dNTP синтезируются праймеры длиной 7-11 н. и мультимерь;, кратные 910 н. [33, 41, 42, 59, 60]. Мультимеры, состоящие из одного или двух таких блоков, синтезируются процессивно, а из трех и более блоков - повторными циклами процессивного синтеза.

ДНК-праймаза в комплексе с ДНК-полимеразой а синтезирует преимущественно мультимеры, состоящие из одного или двух таких 9-10-членных блоков. При концентрациях dNTP выше 10 мкМ, синтезируются исключительно праймеры длиной не более Юн., которые и использует ДНК-полимераза [59, 61]. Если в реакционной смеси присутствуют экзогенные праймеры, то их удлинение существенно зависит от их длины и присутствия трифосфатной группы на 5'-конце. Так, например, на poly(dT)-матрице, не содержащие трифосфат на 5'-конце праймеры длиной менее 10 н. не удлиняются ДНК-праймазой, а праймеры длиной более Юн. образуют характерные для ДНК-праймазы мультимеры, равно как и содержащие трифосфат на 5'-конце праймеры длиной более 8 остатков. Необходимо отметить, что несущие 5'-трифосфат праймеры длиной 2-7 н. достраиваются только до нано- и декануклеотидов [39].

Как отмечено выше, 5'- концевым нуклеотидом может быть АТР или GTP, а вторым нуклеотидом с 5'-конца - только GTP. Причем нуклеотид, который должен

"стоять вторым (в), связывается праймазой в первую очередь [62]. Лимитирующей стадией праймазной реакции, по-видимому, является синтез начального динуклеотида, после чего скорость включения ЫТР увеличивается [62]. 2'- и З'-гидроксилы ЫТР не играют важной роли при связывании в активном центре праймазы, хотя З'-гидроксил необходим для включения нуклеотида в цепь праймера [63]. В заключение отметим, что ДНК-полимераза а способна удлинять праймеры длиной более 7-10-н. [45, 58, 62, 64]. Продукты длиной 2-6 н. не являются субстратами для ДНК-полимеразы и называются абортивными.

1.3.3 От синтеза РНК к синтезу ДНК

Если до синтеза РНК-праймера ДНК-полимераза а и ДНК-праймаза действуют независимо, то после него их активности координируются. Синтезированный РНК-праймер перемещается в полимеразный активный центр без диссоциации в раствор [65, 66]. Это внутримолекулярное перемещение праймера в дуплексе с матрицей является быстрым и сравнимо по скорости с синтезом праймера. После того, как ДНК-полимераза удлинит праймер, праймаза начинает синтез нового праймера, и цикл повторяется. Однако если сИЧТР отсутствуют и удлинения праймера не происходит, то дальнейшая активность праймазы ингибируется. Такая "негативная, регуляция" праймазной активности опосредована следующими условиями: во-первых, праймаза синтезирует РНК-праймер длиной 7-10 н., праймер остается связанным с матрицей, и его длина является критической для ДНК-праймазы [62, 67, 68]; во-вторых, праймер-матрица медленно диссоциируют из комплекса с праймазой; в-третьих, праймер-матрица взаимодействует с полимеразным активным центром, и включение в цепь сОЧТР быстро реактивирует праймазу [65]. Однако в этом случае остается открытым вопрос о том, какой из двух ферментов присоединяет первый ¿ЫМР к РНК-праймеру, поскольку и ДНК-полимераза а может использовать РНК-праймер, и ДНК-праймаза может включать ёЫМР в растущий РНК-праймер [40, 54, 69, 70].

ДНК-праймаза эукариот отличается от других РНК-полимераз своей способностью к включению дезоксирибонуклеотида в праймер [41], таким же свойством обладает и праймаза прокариот. Одним из возможных объяснений необходимости включения сШТР в 3'-конец праймера является необходимость перехода от А-формы к В-форме ДНК. Этот переход, играющий регуляторную роль и, возможно, важный для транслокации, показан для ревертазы вируса иммунодефицита человека, фермента, который утилизирует как РНК, так и ДНК. Поэтому понимание механизма

"переключения" комплекса ДНК-полимеразы а-праймазы от синтеза РНК к ДНК имеет весьма общее значение. Способность узнавать одновременно и рибо- и дезоксириботрифосфаты представляет собой большой интерес. Это качество возникает у РЖ- и ДНК-полимераз только в определенных условиях, например, при мутациях остатков нуклеотидсвязывающего центра. Так, в работах [71-73] показано, что замена остатка тирозина на фенилаланин в активном центре РНК-полимеразы фага Т7 приводит к получению мутантов, способных инициировать синтез ДНК на ДНК- и РЖ-матрицах, т. е. этот остаток играет важнейшую роль в дискриминации рибо- и дезоксирибонуклеозид-5 '-трифосфатов.

1.4 ДНК-полимераза а

1.4.1 Взаимодействие ДНК-полимеразы а с матрицей

ДЖ-полимераза а связывает сначала матрицу, затем праймер и субстрат. Хотя связывание праймера предшествует кинетически значимому связыванию сЮТР, специфичность фермента определяется исключительно нуклеотидной последовательностью матрицы [74]. ДЖ-полимераза а наиболее активна на двухцепочечной ДЖ, содержащей бреши длиной не менее 20-30 н. [75]. Ро1у(сЮ) (неконкурентно), ро1у(с!С) и ро1у(<1С)*оП§о(сЮ)12-18 (конкурентно) ингибируют ДЖ-полимеразу а, если в качестве матрицы-праймера используют активированную ДНК, однако не ингибируют фермент ро1у(с!А), оИ§о(с1Т)12-18 и ро1у(с1А)*оН§о(с1Т) 12-18. Ро1у(сЮ) или ро1у(с1С)*оИдо((Ю)12-18 являются конкурентными ингибиторами ДЖ-полимеразы, если в качестве матрицы-праймера взята ро1у(с1А)*о%о(с1Т)12-18 [76].

Исследовано влияние различных полианионов, включая синтетические полинуклеотиды, на активность ДЖ-полимеразы а. Фермент ингибируют полианионы, такие как поливинилсульфат, декстрансульфат, гепарин, ро1у(0), ро1у(Г), ро1у(Ц) и ро1у(АХ>Р-ШЬ). Из них ро1у(в) и ро1у(1) являются самыми сильными ингибиторами с К) для ро1у(0) 0.3 мкг/мл. Ро1у(0) имеет в 20 раз большее сродство к матрично-праймерному участку, чем активированная ДЖ. Ро1у(Ц) и ро1у(АБР-ШЬ) также подавляют активность ДЖ-полимеразы а, но в 100 раз слабее, чем ро1у(С), а ро1у(А), ро1у(С), ро1у(А)*ро1у(Ц) и ро1у(Г)*ро1у(С) не влияют на активность ДЖ-полимеразы а [77]. Полезно отметить, что в присутствии ионов Мп2+ ДЖ-полимераза способна с низкой скоростью копировать праймированную рибогомополимерную матрицу ((А)п«(аТ)20о) [74].

Высокое сродство к матрице не является необходимым условием эффективного катализа, а наоборот препятствует ему. Так, Са2+-фосфолипид-зависимая протеинкиназа С в 2-3 раза повышает активность ДНК-полимеразы а, понижая сродство к активированной ДНК и ро1у(ёА-<1Т), но не к ёЫТР [78]. В присутствии полиаминов, которые не влияют на сродство фермента к ёТТР, но сильно снижают сродство к матрице {Км возрастает с 14 до 1200 мкМ при повышении концентрации спермина до 2 мМ), увеличивается активность ДНК-полимеразы на активированной ДНК. Сродство к одноцепочечной ДНК (в качестве ингибитора) меняется мало [79].

Область связывания матрицы с ДНК-полимеразой является достаточно протяженной. При обработке ДНКазой I полимераза строго защищает от гидролиза 9 н. праймерной цепи, 13 н. двухцепочечного участка и 14 н. одноцепочечной матрицы и слабо защищает несколько оснований вне этого района [80]. Сходные данные были получены с помощью матриц различной длины и структуры. Оказалось, что фермент связывается с 19-20 н. матрицы посредством ионных и гидрофобных взаимодействий [81-86], эффективность связывания при этом коррелирует с гидрофобностью оснований матрицы [86, 87].

В заключение отметим возможность безматричного синтеза сополимера ро1у(<1А-

*

ёТ) ДНК-полимеразой а после длительного лаг-периода (больше 1-2 ч) [88]. В качестве праймера при определенных условиях может выступать Ар4А, которому отводится не последняя роль в репликации ДНК [85], а также комплементарные матрице сГКТР, £1ЫМР или 2ЯМР [84, 87, 89].

1.4.2 Узнавание праймера ДНК-полимеразой а

Отличительной особенностью ДНК-полимеразы а является ее способность удлинять РНК-праймеры [90] и прочная ассоциация с ДНК-праймазой, которая синтезирует эти праймеры. При этом ДНК-полимераза а, лишенная праймазы, удлиняет о%о(гА)1.о-праймеры на матрице ро1у(с!Т) в 50 раз более эффективно, чем оН§о(с1А)1о. Однако, при одинаковом соотношении матрица/праймер целый праймазно-полимеразный комплекс только в 5 раз более эффективно взаимодействует с рибопраймерами. Различие становится наиболее значительным, когда соотношение равно 300 [90]. Присоединение 5-трифосфата к праймеру значительно изменяет параметры реакции полимеризации (Кт, Утах и процессивность) и специфичность. С другой стороны, изменение праймера с ДНК на РНК существенно меняет способность полимеразы различать аналоги нуклеотидов, модифицированные по сахарному остатку

___ > ___

(например, ddNTP или araNTP) без изменения способности различать некомплементарные dNTP. По-видимому, при узнавании dNTP важна "правильность сахара", но не имеет значения "правильность основания", а связывание 5-трифосфата РНК-праймера в большом ДНК-связывающем домене может изменять каталитические свойства ДНК-полимеразы [80].

Увеличение длины праймера с 1 до- 10 н. приводит к повышению сродства праймера к матрице-ферменту и увеличению максимальной скорости реакции [91]. При этом ДНК-полимераза а взаимодействует с заряженными фосфодиэфирными группами праймера и для эффективной полимеризации требуется наличие, по крайней мере, двух последовательных фосфодиэфирных групп на 3'-конце праймера [92].

1.4.3 Процессивностъ ДНК-полимеразы а

Процессивность ДНК-полимераз - количество нуклеотидов, которые фермент включает в растушую цепь ДНК без диссоциации матрицы. Процессивность зависит от условий проведения реакции (pH, температуры, концентрации и типа двухвалентных металлов), структуры матрицы и наличия белковых факторов и некоторых агентов (спермина, спермидина и др.). Средняя процессивность ДНК-полимеразы а составляет 20-50 н. [93]. При этом связанная с матриксом ДНК-полимераза а на матрице-праймере poly(dT)-oligo(A)io показывает среднюю процессивность 28 н. в отличие от полимеразы, находящейся в экстракте - 9 н. Присутствие ATP (1 мМ) заметно увеличивает процессивность матрикс-связанной полимеразы (более 80 н.), но не солерастворимого фермента, причем увеличение процессивности не требует гидролиза АТР [94]. Процессивность ДНК-полимеразы на активированной ДНК составляет 11 ±5 н. [75], на множественно праймированной ДНК М13 она достигает 19+3 н., при понижении концентрации 1У^2+повышается до 60 н., а после замены Mg2+ на 0.2 мМ Мп2+ - до 90. Присутствие АТР не влияет на процессивность.

Снижение температуры, присутствие антибиотика новобиоцина, белка SSB Escherichia coli, спермина, спермидина, топоизомеразы П и РНКазы Н уменьшают процессивность ДНК-полимеразы а [95]. В некоторых случаях процессивность фермента увеличивается в присутствии миллимолярных концентраций АТР [94, 96], а в других - нет [95]. Было проведено детальное изучение влияния АТР, которое показало, что процессивность и скорость синтеза ДНК зависят от степени нейтрализации АТР. Предполагается, что действие АТР может быть связано с изменениями pH и смещением оптимума концентрации ионов магния, поскольку именно так на процессивность ДНК-

полимеразы а влияет понижение рН и концентрации ионов магния [97]. Известно также, что при концентрациях АТР порядка 2 мМ, ДНК-полимераза а способна синтезировать длинные продукты, не останавливаясь в районах шпилечных структур [98]. На ро1у(с!Т)-матрице с oligo(rA)-npaflMepoM и dATP-субстратом показано, что ДНК-полимераза а из мыши процессивно удлиняет праймер на 20 н. Возможность терминации после включения каждого dAMP зависит от длины продукта. На основании этих результатов сделан вывод, что механизм терминации, действующий после включения первого и последующих dAMP, различен [99].

1.5 Точность ДНК-праймазы и ДНК-полимеразы а

Правильность включения нуклеотидов в новую цепь ДНК привлекает внимание исследователей в связи с передачей генетической информации от одного поколения к другому, а также с точки зрения матричного биокатализа. ДНК-праймаза и ДНК-полимераза а сильно отличаются по точности синтеза продуктов.

Ошибочное включение нуклеотидов ДНК-праймазой из тимуса теленка было исследовано с помощью синтетических матриц с определенной нуклеотидной последовательностью. Праймаза редко ошибается в момент синтеза динуклеотида, но затем легко включает неправильные NTP. Хотя скорость включения.- ошибочных нуклеотидов зависит от нуклеотидной последовательности матрицы и включаемого неправильно нуклеотида, в принципе, ДНК-праймаза является самым неточным нуклеотид-полимеризующим ферментом. В некоторых случаях один неправильный нуклеотид приходится менее чем на 100 правильных. Включение неправильного нуклеотида не препятствует включению следующего правильного нуклеотида. Праймаза может полимеризовать сходные нуклеотиды и генерировать праймеры с множественными ошибками. Подобные праймеры в отличие от "правильных" не ингибируют дальнейший синтез и после внутримолекулярного переноса в ДНК-полимеразный активный центр удлиняются ДНК-полимеразой в присутствии dNTP [100].

Существуют две модели механизма синтеза праймеров некомплементарных матрице. Согласно первой модели фермент просто включает некомплементарные матрице нуклеотиды. Вторая модель предполагает включение нуклеотида комплементарного матрице, с последующим скольжением праймера относительно матрицы [46]. Низкая точность ДНК-праймазы послужила основой гипотезы о том, почему именно РНК является затравкой при репликации ДНК. Поскольку первые

нуклеотиды могут ошибочно включаться в новую растущую цепь, то предполагается, что РНК-праймер отмечает "высоко ошибочный" участок для последующего вырезания и более точной застройки [101-102]. Хотя подобный взгляд и привлекателен с биологической точки зрения, все же главная причина, по-видимому, связана с проблемами матричного биокатализа (в частности, с более эффективной инициацией синтеза ДНК) и требует более тщательного анализа.

В отличие от праймазы ДНК-полимераза а является достаточно точным ферментом. При копировании природной ДНК in vitro ДНК-полимераза а делает в среднем от 1/30000 до 1/50000 ошибок [103, 104]. Ошибочное включение нуклеотидов зависит от нескольких факторов. Во-первых, точность синтеза зависит от структуры матрицы. ДНК-полимераза а делает остановки в некоторых участках природной матрицы М13шр2. Внутри этих участков происходит ошибочное включение dA или dG вместо dT [105]. Известно также, что при определенных значениях рН последовательности (dT-dC)n«(dG-dA)n (п>=16) являются участками остановки. При рН

8.0 на (ТС)п фермент задерживается меньше, чем при рН 6.5-7.5, и совсем не останавливается при рН 8.5. На (ОА)п-участках ДНК-полимераза а задерживается сильнее при более высоких значениях рН. По-видимому, эти задержки обусловлены необычными структурами ДНК [106]. Во-вторых, in vitro точность синтеза ДНК ДНК-полимеразой а на матрице М13тр2 увеличивается в 10 раз при снижении рН с 8.6 до

6.1 [107]. В-третьих, замена Mg2+ на Мп2+ или Со2+ снижает точность ДНК-полимеразы и одновременно подавляет включение комплементарных нуклеотидов [108]. В-четвертых, важную роль в обеспечении специфичности синтеза играют некоторые белковые факторы репликации. В присутствии RPA ДНК-полимераза легко проходит участки остановок. Поскольку маловероятно, что RPA способствует удлинению праймера, несущего на 3'-конце некомплементарный матрице нуклеотид, предполагается, что RPA повышает точность ДНК-полимеразы а [105]. 3'-5' экзонуклеаза, соочищаемая с ДНК-полимеразой а, дистрибутивно разрушает одноцепочечную ДНК в 3'->5'-направлении и на синтетической матрице-праймере удаляет ошибочный 3'-концевой нуклеотид в 10-20 чаще, чем правильный [109]. В результате, точность синтеза ДНК-полимеразой а в комплексе с другими факторами репликации увеличивается и составляет 1 неправильное основание на 100000-150000 комплементарных пар [110].

Более детальное изучение термодинамики процесса образования комплементарных и некомплементарных пар оснований показало, что различие в свободных энергиях диссоциации для 3'-концевой А-Т-пары праймера по сравнению с неправильными G-T, С-Т и Т-Т-парами при 37°С равно 0.8, 1.2 и 1.6 кДж/моль соответственно. Изменение энтальпии нормальных и ошибочных пар в ДНК в водном р астворе прямо коррелирует с изменениями энтропии, а изменения • свободной энергии малы из-за гашения соответствующей энтальпийной и энтропийной компонент. Элонгация З'-концевой пары А-Т происходит в 200 раз быстрее, чем G-T-пары, в 1400 раз быстрее, чем С-Т, и в 2500 раз быстрее, чем Т-Т. Неодинаковая эффективность удлинения ошибочных концов определяется главным образом различиями Кт> но не Vmax. Согласно значениям Кт, при 37°С различие свободных энергий равно 10.4-14.8 кДж/моль, что на порядок больше значений, определяемых по плавлению ДНК в водном растворе. Таким образом, различие свободных энергий образования правильных и неправильных пар оснований в активном центре полимеразы, по-видимому, в 10 раз больше, чем в водной среде [111].

ДНК-полимераза а-праймаза представляет собой уникальный комплекс, в котором

f

происходит переключение синтеза РНК на синтез ДНК, что приводит к инициации репликации ДНК на одноцепочечной ДНК-матрице. Механизм распознавания полимеразами dNTP и NTP, равно как и переход от синтеза РНК к синтезу ДНК, являются важнейшими проблемами матричного биосинтеза нуклеиновых кислот. Ошибочное узнавание РНК-полимеразами dNTP, как и ДНК-полимеразами NTP, происходит только либо в определенных условиях, либо связано с мутациями в активных центрах. В то же время ДНК-праймаза обладает, возможно, уникальной способностью одновременно узнавать дезокси- и риботрифосфаты. Понимание механизма такой "универсальности" представляет интерес для выявления общих закономерностей матричного биосинтеза.

Этот механизм является ключевым в функционировании такого фермента как обратная транскриптаза, более того, он важен для понимания принципа работы таких сложных систем, как хроматин или репликативный комплекс. В этом смысле ДНК-полимераза а-праймаза является относительно просто организованной системой, исследование которой поможет разрешить важные фундаментальные проблемы.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Анарбаев, Рашид Октамович

выводы

1. В ходе анализа РНК-продуктов, синтезируемых ДНК-праймазой на различных по длине и структуре матрицах показано, что: а) минимальной матрицей может служить динуклеотид, на коротких матрицах могут синтезироваться длинные РНК-продукты (длиннее матрицы); б) фермент связывается с 10 н. матрицы за счет универсального механизма, независящего от длины и структуры матрицы, а также за счет гидрофобных взаимодействий с основаниями матрицы; в) синтез РНК происходит процессивно и всегда начинается de novo. На основе тщательного анализа экспериментальных и литературных данных впервые предложена механистическая концепция синтеза РНК ДНК-праймазой.

2. Исследовано взаимодействие Т7 РНК-полимеразы с NTP и dNTP в присутствии матриц poly(dT), акт. ДНК и Т7 ДНК. Выведено выражение для квазистационарной скорости накопления продукта, учитывающее взаимодействие фермента с субстратом и матрицей в одном цикле полимеризации без учета абортивной транскрипции. Показано, что на матрице poly(dT) отбор субстратов Т7 РНК-полимеразой осуществляется не на стадии их связывания в активном центре фермента, а на стадии каталитического превращения или предшествующих ему конформационных изменений фермента. Показано, что арилазидопроизводные С TP достаточно прочно связываются с РНК-полимеразой и после фотоиндуцируемого ко'валентного присоединения к ферменту вызывают его инактивацию.

3. Впервые показана способность ДНК-полимеразы а и фрагмента Кленова катализировать синтез ДНК в обращенных микроэмульсиях с низким содержанием воды. Определены основные условия протекания зависимого от матрицы ферментативного процесса и выявлены основные требования к составу микроэмульсий. Впервые получены и использованы для изучения матричного биокатализа сложные по составу микроэмульсии типа "вода в масле".

4. Открыта, что щелочные агенты повышают эффективность матричного биокатализа в обращенных микроэмульсиях. Оптимизирован состав микроэмульсий. Впервые экспериментально показано различное влияние концентрации воды на активность и процессивность разных групп полимераз в обращенных микроэмульсиях.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Анарбаев, Рашид Октамович, 1999 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Hozak P., Hassan А.В., Jackson D.A., Cook P.R. Visualization of replication lactones

attached to nucleoskeleton // Cell. 1993. V. 73. P. 361-373.

2. Smith H.C., Puvion E„ Buchholtz L.A., Berezney R . Spatial distribution of DMA loop

attachment and replicational sites in the nuclear matrix // J. Cell Biol. 1984. V. 99. P. 1794-1802.

3. Hozak P., Jacbon D.A., Cook P.R. Replication factories and nuclear bodies: the

ultrastructural characterization of replication sites during the cell cycle // J. Cell Sci. 1994. V. 107. P. 2191-2202.

4. Miscia S., CataldiA., Ognibene A., Martelli A.M., Manzoli L., BilliA.M., De Marchis C„

Cocco L. Evidence for a reduction of the replicative activity of matrix-bound DNA polymerase alpha following treatment with phospholipase С // Cell Biol. Int. Rep. 1988. V. 12. P. 347-354.

5. Nair C.K., Mukherjee A., Singh B.B. Nuclear matrix bound DNA polymerase-beta in mouse

fibrosarcoma: effect of gamma-radiation // Indian J. Exp. Biol. 1996. V. 34. P. 868-869.

6. Tubo R.A., Berezney Nuclear matrix-bound DNA primase. Elucidation of an RNA

priming system in nuclear matrix isolated from regenerating rat liver // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 6637-6642. '

7. Tubo R.A., Berezney R. Pre-replicative association of multiple replicative enzyme activities

with the nuclear matrix during rat liver regeneration // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 1148-1154.

8. Collins J.M., Chu A.K. Binding of the DNA polymerase alpha-DNA primase complex to

the nuclear matrix in HeLa cells // Biochemistry. 1987. V. 26. P. 5600-5607.

9. Tubo R.A., Berezney R. Identification of 100 and 150 S DNA polymerase alpha-primase

megacomplexes solubilized from the nuclear matrix of regenerating rat liver // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. V. 5857-5865.

10. Wood S.H., Collins J.M. Preferential binding of DNA primase to the nuclear matrix in HeLa cells // J. Biol. Chem. 1986. V. 261. P. 7119-7122.

11. Yamamoto S., Takahashi Т., Matsukage A. Tight association of DNA polymerase alpha with granular structures in the nuclear matrix of chick embryo cell: immunocytochemical detection with monoclonal antibody against DNA polymerase alpha // Cell Struct. Funct. 1984. V. 9. P. 83-90.

12. Jones C., Su R.T. DNA polymerase alpha from the nuclear matrix of cells infected with simian virus 40 //Nucleic Acids Res. 1982. V. 10. P. 5517-5532.

13. Biswas E.E., Chen P.H., Biswas S.B. Purification and characterization of a yeast DNA polymerase alpha complex with associated primase, 5',3'-exonuclease and DNA-dependent ATPase activities // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 13393-13398.

14. Nasheuer H.P., von Winkler £>., Schneider G, Dornreiter /., Gilbert I, Fanning E. Purification and functional characterization of bovine RP-A in an in vitro SV40 DNA replication system// Chromosoma. 1992. V. 102. P. 52-59.

15. Rapaport E., Zamecnik P.C., Baril E.F. Association of diadenosine 5',5"'-Pl,P4-tetraphosphate binding protein with He La cell DNA polymerase alpha 11 J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 12148-12151.

16. Baril E.F., Coughlin S.A., Zamecnik P.C. 5',5'"-Pl, P4 diadenosine tetraphosphate (Ap4A): a putative initiator of DNA replication // Cancer Invest. 1985. V. 3. P. 465-471.

17. Rapaport E., Zamecnik P.C., Baril E.F. HeLa cell DNA polymerase alpha is tightly associated with tryptophanyl-tRNA synthetase and diadenosine 5',5'"-Pl,P4-tetraphosphate binding activities // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1981. V. 78. P. 838-842.

18. Colomer J., Lopez-Girona A., Agell N., Bachs O. Calmodulin regulates the expression of cdks, cyclins and replicative enzymes during proliferative activation of human T lymphocytes // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. V. 200. P. 306-312.

19. Cao Q.P., McGrath C.A., Baril E.F., Quesenberry P.J., Reddy G.P. The 68 RDa calmodulin-binding protein is tightly associated with the multiprotein DNA polymerase alpha-primase complex in HeLa cells //Biochemistry. 1995. V. 34. P. 3878-3883.

20. Jaumot M., GranaX., Giordano A., Reddy P. V., AgellN., Bachs O. Cyclin/cdk2 complexes in the nucleus of HeLa cells // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. V. 203. P. 1527-1534.

21. Voitenleitner C., Fanning E., Nasheuer H.P. A-dependent kinases regulates initiation of DNA replication in vitro // Oncogene. 1997. V. 14. P. 1611-1615.

22. Biswas E.E., Chen P.H., Gray W„ Li Y.H., Ray S., Biswas S.B. Purification and characterization of a yeast DNA polymerase alpha complex with associated primase, 5',3'-exonuclease and DNA-dependent ATPase activities // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 3013-3019.

23. Peck V.M., Gerner E. W., Cress A.E. A DNA polymerase alpha-associated 56 kDa potein-kinase // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993. V. 190. P. 325-331.

24. Schneider C., Weisshart K., Guarino L.A., Dornreiter I., Fanning E. Species-specific functional interactions of DNA polymerase alpha-primase with simian virus 40 (SV40) T antigen require SV40 origin DNA // Mol. Cell Biol. 1994. V. 14. P. 3176-3185.

25. Takemura M., Ohta N., Furuichi Y., Takahashi T., YoshidaS., Olson M.O., Umekawa H. Stimulation of calf thymus DNA polymerase alpha activity by nucleolar protein B23 // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. V. 199. P. 46-51.

26. Waga S., Stillman B. The DNA replication fork in eukaryotic cells // Annu. Rev. Biochem. 1998. V. 67. P. 721-751

27. Yoshida S„ Simbulan C.M. Interaction of poly(ADP-ribose)polymerase with DNA polymerase alpha // Mol. Cell Biochemistry. 1994. V. 138. P. 39-44.

28. Eki T. Poly (ADP-ribose) polymerase inhibits DNA replication by human replicative DNA polymerase alpha, delta and epsilon in vitro // FEBS Lett. 1994. V. 356. P. 261266.

29. Simbulan C.M.G., Koizumi K.T., Shoji M., Taki T., Yoshida T. Sphingosine inhibits the synthesis of RNA primers by primase in vitro // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 90079012.

30. Stadlbauer F., Brueckner A., Rehfuess C., Eckerskorn C., Lottspeich F., Forster V., Tseng B.Y., Nasheuer H.P. DNA replication in vitro by recombinant DNA-polymerase-alpha-primase // Eur. J. Biochemistry. 1994. V. 222. P. 781-793.

31. Santocanale C„ Foiani M., Lucchini G., Plevani P. The isolated 48,000-dalton subunit of yeast DNA primase is sufficient for RNA primer synthesis // J. Biol. Chem.-'1993. V. 1993. V. 268. P. 1343-1348.

32. Collins K.L., Russo A.A.R., Tseng B.Y., Kelly T.J. The role of the 70 kDa subunit of human DNA polymerase alpha in DNA replication // EMBO J. 1993. V. 12. P. 45554566.

33. Bakkenist C.J., Cotter ill S. The 50-kDa primase subunit of Drosophila melanogaster DNA polymerase alpha. Molecular characterization of the gene and functional analysis of the overexpressed protein // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 26759-26766.

34. Grosse F., Nasheuer H. P. Structure and properties of the immunoaffinity-purified DNA polymerase qc-primase complex // Cancer Cells. 1988. V. 6. P. 397-402.

35. Copeland W.C., Wang T.S.F. Enzymatic characterization of the individual mammalian primase subunits reveals a biphasic mechanism for initiation of DNA replication // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 26179-26189.

36. Mizuno T., Okamoto T., Yokoi M„ IzumiM., Kobayashi A., Hachiya T., Tamai K., Inoue

T., Hanaoka F. Identification of the nuclear localization signal of mouse DNA primase: nuclear transport of p46 subunit is facilitated by interaction with p54 subunit // J. Cell Sei. 1996. V. 109. P. 2627-2636.

37. Doronin S.V., Dobrikov M.I., Lavrik 0.1. Photoaffinity labelling of DNA polymerase cc primase complex based on catalytic competence of a dNTP reactive analog // FEBS Lett. 1992. V. 313. P. 31-33.

38. Foiarti M, Marirti F., Gamba D., Lucchini G., Plevani P. The B subunit of the DNA polymerase alpha-primase complex in Saccharomyces cerevisiae executes an essential function at the initial stage of DNA replication // Mol. Cell Biol. 1994. V. 14. P. 923-933.

39. Podust V.N., Vladimir ova O. V., Manakova E.N., Lavrik O.I. Eukaryotic DNA primase appears to act as oligomer in DNA-polymerase-alpha-primase complex 11 Eur. J. Biochemistry. 1992. V. 206. P. 7-13.

40. ¡Cornberg A. DNA-Replication 11 J. Biol. Chem. 1988. V. 263. P. 1-4.

41. Conaway R. C., Lehman I.R. Synthesis by the DNA primase of Drosophila melanogaster of a primer with a unique chain length // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1982. V. 79. P. 4585-4588.

42. Yamaguchi M., Hendrickson E.A., DePamphilis M.L. DNA primase-DNA polymerase alpha from simian cells. Modulation of RNA primer synthesis by ribonucleoside triphosphates // J. Biol. Chem. 1985. V. 260. P. 6254-6263.

43. Conaway R.C., Lehman I.R. A DNA primase activity associated with DNA polymerase alpha from Drosophila melanogaster embryos // Proc. Natl. Acad. Sei. USA*. 1982. V. 79. P. 2523-2527.

44. Schneider A., Smith R.W.P., Kautz A. R., Weisshart K., Grosse F., Nasheuer H.-P. Primase activity of human DNA primase. Divalent cations stabilize the enzyme activity of p48 subunit //J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 21608-21615.

45. Roth I. Eukaryotic primase // J. Biol. Chem. 1987. V. 165. P. 473-481.

46. Cotterill S., Chui G., Lehman I.R. DNA polymerase-primase from embryos of Drosophila melanogaster. DNA primase subunits//J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 16105-16108.

47. Yamaguchi M., Hendrickson E.A., DePamphilis M.L. DNA primase-DNA polymerase alpha from simian cells: sequence specificity of initiation sites on simian virus 40 DNA // Mol. Cell Biol. 1985. V. 5. P. 1170-1183.

48. Galli I., Iguchi-Ariga S.M., Ariga H. The AT-rich tract of the SV40 ori core: negative synergism and specific recognition by single stranded and duplex DNA binding proteins //Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. P. 3333-3339.

49. Benbow R.M., Zhao J., Larson D.D. On the nature of origins of DNA replication in eukaryotes // Bioassays. 1992. V. 14. P. 661-670.

50. Suzuki M., Savoysky E., Izuta S., Tatebe M., Okajima T., Yoshida S. RNA priming coupled

with DNA synthesis on natural template by calf thymus DNA polymerase alpha-primase //Biochemistry. 1993. V. 32. P. 12782-12792.

51. Suzuki M, Izuta S, Savoysky E, Sakurai T, Simbulan C., Tatebe M., Kojima K., Yoshida S. Deoxypyrimidine cluster mediates the priming by calf thymus DNA primase subunit // Biochem. Mol. Biol. Int. 1993. V. 29. P. 645-652.

52. Parker W.B., Cheng Y.C. Inhibition of DNA primase by nucleoside triphosphates and their arabinofuranosyl analogs //Mol. Pharmacol. 1987. V. 31. P. 146-151.

53. Philippe M., Rossignol J.M., De Recondo A.M. DNA polymerase alpha associated primase from rat liver: physiological variations // Biochemistry. 1986. V. 25. P. 1611-1615.

54. Gronostajski R.M., Field J., Hurwitz J. Purification of a primase activity associated with DNA polymerase alpha from HeLa cells // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 9479-9486.

55. Holmes A.M., Cheriathundam E., Bollum F.J., Chang L.M. Initiation of DNA synthesis by the calf thymus DNA polymerase-primase complex // J. Biol. Chem. 1985. V. 260. P. 10840-10846.

56. Grosse F., Bialek G., Zhang S. How is the fidelity of eukaryotic DNA-replication achieved // Biol. Chem. Hoppe-Seyler. 1991. V. 372. P. 666.

57. Podust V.N., Vladimirova O. V., Manakova E.N., Lavrik O.I Eukaryotic DNA primase. Abortive synthesis of oligoadenylates //FEBS Lett. 1991. V. 280. P. 281-283.

58. Podust V.N., Vladimirova O. V., Lavrik O.I. Human placenta DNA primase: purification of enzyme and analysis of RNA primer synthesis // Biochemistry Int. 1991. V. 23. P. 1195-1204.

59. Suzuki M., Enomoto T., Masutani C., Hanaoka F., Yamada M., Ui M. DNA primase-DNA polymerase a assembly from mouse FM3A cells: purification of constituting enzymes, reconstitution and analysis of RNA priming as coop led to DNA synthesis // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 10065-10071.

60. Tseng B. Y., Ahlem C.N. A DNA primase from mouse cells. Purification and partial characterization // J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 9845-9849.

61. Chang L.M., Rafter E., Augl C., Bollum F.J. Purification of a DNA polymerase-DNA primase complex from calf thymus glands // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 1467914687.

62. SheaffR..J., Kuchta R..D. Mechanism of calf thymus DNA primase: slow initiation, rapid polymerization, and intelligent termination // Biochemistry. 1993. V. 32. P. 3027-3037.

63. Kuchta R. D., Istley D., Kravig K.D., Schubert S., Harris B. Inhibition of DNA primase and polymerase a by .irabinofuranosylnucleoside triphosphates and related compounds I I Biochemistry. 1993. V. 31. P. 4720-4728.

64. Podust V.N., Lavrik O L, Nasheuer H. P., Grosse F. DNA-Polymerase Alpha-DNA

Primase from Human-Placenta - Immunoaffinity Purification and Preliminary-

Characterization // FEBS Lett. 1989. V. 245. P. 14-16.

65. Sheaff R.J., Kuchta R.D., Ilsley D. Calf thymus DNA polymerase alpha-primase:

"comunication" and primer-template movement between the two active sites // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 2247-2254.

66. Yagura Т., Tanaka S., Kozu Т., Seno Т., Korn D. Tight association of DNA primase with a subspecies of mouse DNA polymerase alpha // J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 66986700.

67. Nevinsky G.A., Veniaminova A.G., LevinaA.S., Podust V.N., Lavrik O.I.,Holler E. Structure-function analysis of mononucleotides and short oligonucleotides in the priming of enzymatic DNA synthesis // Biochemistry. 1990. V. 29. P. 1200-1207.

68. Anarbaev R.O., Vladimirova О. V., Lavrik O.I. The interaction of synthetic templates with

eukaryotic DNA primase // Eur. J. Biochem. 1995. V. 228. P. 60-67.

69. Hu S.Z., Wang T.S., Korn D. DNA primase from KB cells: evidence for a noVell model of primase catalysis by highly purified primase-polymerase a-complex // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 2602-2609.

70. Sheaff R.J., Kuchta R.D., Istley D. Calf thymus DNA polymerase alpha-primase:

"comunication" and primer-template movement between the two active sites // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 2247-2254.

71. Sousa..R., Padilla R. A mutant T7 RNA polymerase as a DNA polymerase // EMBO J.

1995. V. 14. P. 4609-4621.

72. KostyukD.A., DraganS. M., Lyakhov D. L., Rechinsky V. O., Tunitskaya V.L., Chernov B.K., Kochetkov S.N. Mutants of T7 RNA polymerase that are able to syiiihesize both RNA and DNA // FEBS Lett. 1995. V. 369. P. 165-168.

73. Туницкая B.JI., Мемелова Л.В., КостюкД.А., Гудима С. О., Кочетков С.Н. Исследование закономерностей утилизации дезоксирибонуклеозидтрифосфатов мутантными формами РНК-полимеразы бактериофага Т7 // Молекуляр. биология. 1997. Т. 31. С. 353-359.

74. Fisher P.A., Korn D. Ordered sequential mechanism of substrate recognition and binding by KB cell DNA polymerase alpha // Biochemistry. 1981. V. 20. P. 4560-4569.

75. Fisher P.A., Wang T.S., Кот D. Enzymological characterization of DNA polymerase alpha. Basic catalytic properties processivity, and gap utilization of the homogeneous enzyme from human KB cells // J. Biol. Chem. 1979. V. 254. P. 6128-6137.

76. Oguro M., Nagano H. Inhibition of eukaryotic DNA polymerase-alpha by

-polydeoxynucleotides //J. Biochemistry. (Tokyo) 1982. V. 92. P. 599-602.-

'П. Shimada Т., Yamada M, Miwa M., Nagano H., Mano Y. Differential susceptibilities of DNA polymerases-alpha and -beta to polyanions // Nucleic Acids Res. 1978. V. 5. P. 3427-3438.

78. Krauss S. W„ Mochly-Rosen D., Koshland D.E. Jr, Linn S. Exposure of HeLa DNA polymerase alpha to protein kinase С affects its catalytic properties // J. Biol. Chem.

1987. V. 262. P. 3432-3435.

79. Mikhailov VS., Androsova I.M. Effect of spermine on interaction of DNA polymerase

alpha from the loach (Misgumus fossilis) eggs with DNA // Biochim. Biophys. Acta. 1984. V. 783. P. 6-14.

80. Thompson H.C. Sheaff R.J., Kuchta R.D. Interactions of calf thymus DNA polymerase alpha with primer/templates // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4109-4115.

81. Невинский Г.А. Закономерности взаимодействия ДНК-полимераз с матрицам, праймерами и нуклеотидами. Дисс. д-ра хим. наук. М.: МГУ. 1990. 500 с.

82. Лаврик О.И., Невинский Г.А. Аффинная модификация ферментов: проблемы и

перспективы // Итоги науки и техники. Сер. биоорганическая химия. М.: ВИНИТИ,

1988. Т. 13. С. 4-172.

83. Lavrik O.I., LevinaA.S., Nevinsky G.A., Podust V.N. Role of nucleoside components and internucleotide phosphate groups of oligodeoxyribonucleotide template in its binding to human DNA polymerase alpha // FEBS Lett. 1987. V. 216. P. 225-228.

84. Лаврик О.И, Невинский Г.А. Белок-нуклеиновые взаимодействия в реакциях, катализируемых ДНК-полимеразами эукариот и прокариот // Биохимия. 1989. Т. 54. С. 757-764.

85. Knorre D.G., Lavrik O.I., Nevinsky G.A. Protein-nucleic acid interaction in reactions catalyzed with DNA polymerases //Biochemie. 1988. V. 70. P. 655-661.

86. Kolocheva T.I., Nevinsky G.A., LevinaA.S., Khomov V. V., Lavrik O.I. The Mechanism of recognition of templates by DNA polymerase from pro- and eukaryotes as revealed by affinity modification data//J. Biomol. Struct. Dyn. 1991. V. 9. P. 169-186.

87. Невинский Г. А. Важная роль слабых взаимодействий при узнаваниии ферментами протяженных молекул ДНК и РНК // Молекуляр. биология. 1995. Т. 29. С. 16-37.

88. Henner A, Furth J. De novo synthesis of a polymer of deoxyadenylate and deoxythymidvlate by calf thymus DNA polymerase alpha // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975. V. 72. P. 3944-3946.

89. Невинский Г.А., Левина A.C., Фролова Е.И., Подуст В.Н. Влияние

праймеров с ДНК-полимеразой а из плаценты человека // Молекуляр. биология. 1987. Т. 21. С. 1193-1200.

90. Spadari S., Weissbach А. RNA-primed DNA synthesis: specific catalysis by HeLa cell DNA polymerase alpha // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1975. V. 72. P. 503-507.

91. Kolocheva T.I., Maksakova G.A., Zakharova O.D., Nevinsky G.A. The algorithm of estimation of the Km values for primers in DNA synthesis catalyzed by human DNA polymerase alpha // FEBS Lett. 1996. V. 399. P. 113-116.

92. Miller P.S., Annan N.D., McParlandK.B., Pulford S.M. Oligothymidylate analogues having stereoregular, alternating methylphosphonate/phosphodiester backbones as primers for DNA polymerase // Biochemistry. 1982. V. 21. P. 2507-2512.

93. Bialek G., Nasheuer H.P., Goetz K, Behnke В., Grosse F. DNA polymerase alpha-DNA primase from human lymphoblasts. // Biochim. Biophys. Acta. 1988. V. 951. P. 290-297.

94. Tubo R.A., Martelli A.M., Berezney R. Enhanced processivity of nuclear mafrix bound DNA polymerase alpha from regenerating rat liver// Biochemistry. 1987. V. 26. P. 5710-

95. Hohn KT., Grosse F. Processivity of the DNA polymerase oc-Primase Complex from calf thymus // Biochemistry. 1987. V. 26. P. 2870-2878.

96. Riedel HD., König H., Knippers R. ATP and the processivity of Xenopus laevis DNA • polymerase alpha // Biochim. Biophys. Acta. 1984. V. 783. P. 158-165.

97. Tan C.K., So M.J., Downey K.M., SoA.G. Apparent stimulation of calf thymus DNA polymerase alpha by ATP // Nucleic Acids Res. 1987. V. 15. P. 2269-2278.

98. Konig H., Riedel H D., Knippers R. Reactions in vitro of the DNA polymerase-primase from Xenopus laevis eggs. // Eur. J. Biochem. 1983. V. 135. P. 435-442.

99. Detera S.D., Becerra S.P., Swack J.A., Wilson S.H. Studies on the mechanism of DNA polymerase alpha. Nascent chain elongation, steady state kinetics, and the initiation phase of DNA synthesis // J. Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 6933-6943.

100. Sheajf R.J., Kuchta R.D. Misincorporation of nucleotides by calf thymus DNA primase and elongation of primers containing multiple noncognate nucleotides by DNA polymerase alpha // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. J 9225-19231.

матрице оснований на эффективность взаимодействия

5718.

101. Страйер JI. Биохимия. М.: Мир, 1985. 232 с.

102. Молекулярная биология. Структура и биосинтез нуклеиновых кислот. Под ред. A.C. Спирина, М.: Высшая школа, 1990. 352 с.

103. Bialek G., Grosse F. The DNA synthesizing subunit of polymerase-primase from calf -thymus// J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 2915-2919.-

104. Kunkel Т. A., Loeb L.A. Fidelity of mammalian DNA polymerases // Science. 1981. V. 213. P. 765-767.

105. Suzuki M., Izuta S., Yoshida S. DNA polymerase alpha overcomes an error-prone pause site in the presence of replication protein-A // J . Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 1022510228.

106. Lapidot A., Baran N„ Manor H. (dT-dC)n and (dG-dA) n tracts arrest single stranded DNA replication in vitro // Nucleic Acids Res. 1989. V. 17. P. 883-900.

107. Eckert К. A., Kunkel Т. A. Fidelity of DNA synthesis catalyzed by human DNA polymerase alpha and HIV-l reverse transcriptase: effect of reaction pH // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 5212-5220.

108. Seal G,. Shearman C. W„ Loeb L.A. On the fidelity of DNA replication. Studies with human placenta DNA polymerases I I J. Biol. Chem. 1979. V. 254. P. 5229-5237.

109. Bialek G., Grosse F. An error-correcting proofreading exonuclease-polymefase that copurifies with DNA-polymerase-alpha-primase // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 60246033.

110. Salisbury J.G., O'Connor P.J., Sqffhill R. Molecular size and fidelity of DNA polymerase alpha from the regenerating liver of the rat // Biochim. Biophys. Acta. 1978. V. 517. P. 181-185.

111. Petruska J., Goodman M.F., Boosalis M.S., Sowers L.C., Cheong C, Tinoco I. Jr. Comparison between DNA melting thermodynamics and DNA polymerase fidelity // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1988. V. 85. P. 6252-6256.

112. Chamberlin M., Ryan Т. II The Enzymes. Boyer P.D. (ed.). Academic Press, Inc., New York. 1982. V. XV, P. 87-108.

113. Tabor S., Richardson, C.C. A bacteriophage T7 RNA polymerase/promoter system for controlled exclusive expression of specific genes // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1985. V. 82.1074-1078.

114. Davanloo P., Rosenberg A.H., Dunn J.J., Studier F. W. Cloning and expression of the gene for bacteriophage T7 RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1984. V. 81. P. 2035-2039.

115. Arnaud N., Cheynet V, Oriol G., Mandrand B., MaUet F. Construction and expression of a modular gene encoding bacteriophage T7 RNA polymerase // Gene. 1997. V. 199. P.

116. Sousa R., Chung Y.J., Rose J.P., Wang B.-C. Crystal structure of bacteriophage T7 RNA

117. Sousa R., Patra £>., Lafer E.M. Model foe the mechanism of bacteriophage T7 RNAP transcription initiation and termination // J. Mol. Biol. 1992. V. 224. P. 319-334.

118. Ausubel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Seidman J.G., Smith J.A., Struhl K. 11 Current Protocols in Molecular Biology. 1993. Wiley. New York.

119. Kievits T., Van Gemen B., Van Strijp D., Schukkink R., Dircks M., Adriaanse H., Malek L., Sooknanan R., Lens P. NASBA isothermal enzymatic in vitro nucleic acid amplification optimized for the diagnosis of HIV-1 infection // J. Virol. Methods. 1991 V. 35. P. 273-286.

120. GuatelliJ.C, Whitfield K.M., Kwoh D.Y., Barringer K.J., Richman D.D., Gingeras T.R. Isothermal, in vitro amplification of nucleic acids by a multienzyme reaction modeled after retroviral replication // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1990. V. 87. P. 1874-1878.

121. Abe C., Hirano K. Wada M., Kazumi Y., Takahashi M., Fukasawa Y., YoshimuraT., Miyagi C., Goto S. Detection of Mycobacterium tuberculosis in clinical specimens by polymerase chain reaction and Gen-Probe Amplified Mycobacterium Tuberculosis Direct Test // J. Clin. Microbiol. 1993. V. 31. P. 3270-3274.

122. Milligan J.F., Groebe D.R., Wither ell G.W., UhlenbeckO.C. Oligoribonucleotide synthesis using T7 RNA polymerase and synthetic DNA templates // Nucleic Acids Res. 1987. V. 25. P. 8783-8798.

123. Daube S.S., Von Hippel P.H. RNA displacement pathways during transcription from synthetic RNA-DNA bubble duplexes // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 340-347.

124. Konarska M.M., Sharp P.A. Replication of RNA by the DNA-dependent RNA polymerase of phage T7 // Cell. 1989. V. 57. P. 423-431.

125. Konarska M.M., Sharp P.A. Structure of RNAs replicated by the DNA-dependent T7 RNA polymerase // Cell. 1990. V. 63. P. 609-618.

126. Biebricher C.K., Luce R. Template-free generation of RNA species that replicate with bacteriophage T7 RNA polymerase // EMBO J. 1996. V. 15. P. 3458-3465.

127. Cazenave C., Uhlenbeck O.C. RNA template-directed RNA synthesis by T7 RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1994. V. 91. P. 6972-6976.

149-156.

128. Chamberlin M., McGrath J., Waskel! L. New RNA polymerase from Escherichia coli infected with bacteriophage T7 // Nature (London). 1970. V.228. P.227-232.

129. Niles E„ Conlon S., Summers W. Purification and physical characterization of T7 RNA polymerase from T7-infected Escherichia coli // Biochemistry. 1974. V. 13, P. 3904-3911.--

130. Stahl S., Zinn К. Nucleotide sequence of the cloned gene for bacteriophage T7 RNA polymerase//J. Mol. Biol. 1981. V. 148. P. 481-485.

131. Chakrabort}! P., Sarkar Huang H, Maltra U. Studies on T3-induced ribonucleic acid polymerase // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. P. 6637-6646.

132. Butler E. Т., Chamberlin M.J. Bacteriophage SP6-specific RNA polymerase // J. Biol. Chem. 1982. V. 257. P. 5772-5778.

133. Chamberlin M., Ring J. Characterization of T7-specific: ribonucleic acid polymerase I. General properties of the enzymatic reaction and the template specifity of the enzyme // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. P. 2235-2244.

134. McAllister W.T., Kupper H, Bauts K.F. Kinetics of transcription by the bacteriophage T3 RNA polymerase in vitro // Eur. J. Biol. 1973. V.34. P. 489-501.

135. Golomb M., Chamberlin M. A preliminary map of the major transcription units read by T7 RNA polymerase on the T7 and T3 bacteriophage chromosomes // Proc/Natl. Acad. Sei. USA. 1974. V. 71. P.760- 764.

136. Studier F. W. Bapteriophage T7 // Science. 1972. V.176. P.367-372.

137. McAllister W.T., Barrett C. Hybridization mapping of restriction fragments from the early region of bacteriophage T7 DNA I I Virology. 1977. V. 82. P. 275-287.

138. Dunn J.J., Studier F. W. Nucleotide sequence from the genetic left end of bacteriophage T7 DNA to the beginning of gene 4 //J. Mol. Biol. 1981. V. 148. P. 303-330.

139. King G.G., Martin С. Т., Pham Т. Т., Coleman J.E. Transcription by T7 RNA polymerase is not zinc-dependent and is abolished on amidomethylation of Cysteine-347 // Biochemistry. 1986. V. 25. P. 36-40.

140. ГрачевM.A., ЗайчиковЕ.Ф., Лухтанов E.Ä., Максимова Т.Г., Мустаев A.A. Высокоселиктивное аффинное мечение ДНК-зависимой РНК-полимеразы бактериофага Т7 // Биоорган, химия. 1987. Т. 13. С.568-570.

141. Oakley J., PascaleJ., Coleman J. T7 RNA polymerase: conformation, functional groups, and promoter binding//Biochemistry. 1975. V. 14. P. 4684-4691.

142. Tabor S., Richardson C.C. A bacteriophage T7 RNA polymerase/promoter system for controlled exclusive expression of specific genes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. V.82. P. 1074-1078.

143. Ikeda R.A., Richardson C.C. Enzymatic properties of proteotically nicked RNA

144. Muller D.K., Martin C. T., Coleman J.E. Processivity of proteolytically modified forms of T7 RNA polymerase // Biochemistry. 1988. V. 27. P. 5763-5771.

145. Ikeda R.A., Richardson C.C. Interactions of a proteolytically nicked RNA polymerase of bacteriophage T7 with its promoter // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 3800-3808.

146. Muller D.K., Martin C.T., Coleman J.E. Processivity of proteolytically modified forms of T7 RNA polymerase // Biochemistry. 1988. V. 27. P. 5763-5771.

147. Patra D., Lafer E.M., Sousa R. Isolation and characterization of mutant bacteriophage T7 RNA polymerases 11 J. Mol. Biol. 1992. V. 224. P. 307-318.

148. Moras D. Two sisters and their cousin // Nature. 1993. V. 364. P. 572-573.

149. Arnold E., Ding J., Hughes S. H, Hostomsky Z. Structures of DNA and RNA polymerases and their interactions with nucleic acid substrates // Current Opinion in Structural Biology. 1995. V. 5. P. 27-38.

150. Sastry S. S., Ross B.M. A direct real-time spectroscopic investigation of the'mechanism of open complex formation by T7 RNA polymerase // Biochemistry. 1996. V. 35. P. 15715-15725.

151. Ujvari A, Martin C. T. Identification of a minimal binding element within the T7 RNA polymerase promoter // J. Mol. Biol. 1997. V. 273. P. 775-781.

152. Villemain J., Guajardo R., Sousa R. Role of open complex instability in kinetic promoter selection by bacteriophage T7 RNA polymerase // J. Mol. Biol. 1997. V. 273. P. 958-977.

153. Jia Y., Patel S.S. Kinetic mechanism of GTP binding and RNA synthesis during transcription initiation by bacteriophage T7 RNA polymerase // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 30147-30153

154. Jia Y, Patel S.S. Kinetic mechanism of transcription initiation by bacteriophage T7 RNA polymerase // Biochemistry. 1997. V. 36. P. 4223-4232

155. Weston B.F., Kuzmine I, Martin C.T. Positioning of the start site in the initiation of transcription by bacteriophage T7 RNA polymerase I I J. Mol. Biol. 1997. V. 272. P. 2130.

156. Uptain S. M., Kane C. M., Chamberlin M. J. Basic mechanisms of transcript elongation and its regulation // Annu. Rev. Biochem. 1997. V. 66. P. 117-172.

157. Levin J.R., Krümmel B. Chamberlin M.J. isolation and properties of transcribing ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase positioned at a single template base // J. Mol. Biol. 1987. V. 196. P. 85-100.

158. Arndt K.M., Chamberlin M.J. RNA chain elongation by Escherichia coli RNA

-polymerase. Factors affecting the stability of elongating ternary complexes // J.Mol. Biol.

1990. V. 213. P. 79-108.

159. Reines D. Purification of RNA using an anti-RNA monoclonal antibody//Anal. Biochem. 1991. V. 196. P. 367-372.

160. Rice G.A., Kane C.M., Chamberlin M.J. Footprinting analysis of mammalian RNA polymerase II along its transcript: an alternative view of transcription elongation // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1991. V. 88. P. 4245-4249.

161. Rice G.A., Chamberlin M.J., Kane C.M. Contacts between mammalian RNA polymerase II and the template DNA in a ternary elongation complex // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. P. 113-118.

162. Luo Y.,Hagler J.,Shuman S. Discrete functional stages of vaccinia virus early transcription during a single round of RNA synthesis in vitro // J. Biol. Chem. 1991. V.266. P. 13303-13310.

163. Hagler J., Shuman S. Ternary complex formation by vaccinia virus RNA polymerase at an early viral promoter: analysis by native gel electrophoresis // J. Virol. 1992. V. 66. P. 2982-2989.

164. Linn S.C., Luse D.S. RNA polymerase II elongation complexes paused after the synthesis of 15- or 35-base transcripts have different structures // Mol. Cell. Biol. 1991. V. 11. P. 1508-1522.

165. Golomb M., Chamberlin M. Characterization of T7-specific ribonucleic acid polymerase.

IV. Resolution of the major in vitro transcripts by gel electrophoresis // J. Biol. Chem. 1974. V. 249. P. 2858-2863.

166. Reines D., Conaway R.C., Conaway J.W. The RNA polymerase II general elongation factors // Trends Biochem. Sei. 1996. V. 21. P. 351-355.

167. Erie D.A., Yager T.D., von Hippel P.H. The single-nucleotide addition cycle in transcription: a biophysical and biochemical perspective // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 1992. V. 21. P. 379-415.

168. Kassavetis G.A., Geiduschek E.P. RNA polymerase marching backward I I Science. 1993.

V. 259. P. 944-945.

169. Erie D.A., Hajiseyedjavadi O., Young M.C., von Hippel P.H. Multiple RNA polymerase conformations and GreA: control of the fidelity of transcription // Science. 1993. V. 262. P. 867-873.

170. Kassavetis G.A., Chamberlin M.J. Pausing and termination of transcription within the 2786.

171. Kirov N.. Tsaneva /., Einbinder E., Tsanev R. In vitro transcription through nucleosomes by T7 RNA polymerase//EMBO J. 1992. V. 11. P. 1941-1947.

172. Hartvig L., Christiansen J. Intrinsic termination of T7 RNA polymerase mediated by either RNA or DNA // EMBO J. 1996. V. 15. P. 4767-4774.

173. Kumar A., Patel S.S. Inhibition of T7 RNA polymerase: transcription initiation and transition from initiation to elongation are inhibited by T7 lysozyme via a ternary complex with RNA polymerase and promoter DNA // Biochemistry. 1997. V. 36. P. 13954-13962.

174. Zhou W., Reines D., Doetsch P. W. T7 RNA polymerase bypass of large gaps on the template strand reveals a critical role of the nontemplate strand in elongation // Cell. 1995. V. 82. P. 577-585.

175. Zhou W., Doetsch P. W. Transcription bypass or blockage at single-strand bfeaks on the DNA template strand: effect of different 3' and 5' flanking groups on the T7 RNA polymerase elongation complex // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 14926-14934.

176. MacdonaldL.E., Zhou Y., McAllister W.T. Termination and slippage by bacteriophage T7 RNA polymerase // J. Mol. Biol. 1993. V. 232. P. 1030-1047.

177. Jacques J.P., Kolakofsky D. Pseudo-templated transcription in prokaryotic and eukaryotic organisms // Genes Dev. 1991. V. 5. P. 707-713.

178. Sastry S.S., Ross B.M. Nuclease activity of T7 RNA polymerase and the heterogeneity of transcription elongation complexes // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 8644-8652.

179. Zhou W., Doetsch P.W. Transcription bypass or blockage at single-strand breaks on the DNA template strand: effect of different 3' and 5' flanking groups ori the T7 RNA polymerase elongation complex //Biochemistry. 1994. V. 33. P. 14926-14934.

180. Krümmel B., Chamberlin M.J. Structural analysis of ternary complexes of Escherichia coli RNA polymerase. Deoxyribonuclease I footprinting of defined complexes // J. Mol. Biol. 1992. V. 225. P. 239-250.

181. Liu B., Wong M. L., Tinker R.L., GeiduschekE. P., Alberts B. M. The DNÀ replication fork can pass RNA polymerase without displacing the nascent transcript // Nature. 1993. V. 366. P. 33-39.

182. Arnaud-Barbe N., Cheynet-Sauvion V., OriolG., Mandrand B., Mallet F. Transcription

183. Diaz G.A., RongM.Q., McAllister W.T., Durbin R.K. The stability of abortively cycling T7 RNA polymerase complexes depends upon template conformation // Biochemistry.

1996. V. 36. P. 10837-10843.

184. Sousa R., Patra D., Lafer E.M. Model for the mechanism of bacteriophage T7 RNAP transcription initiation and termination // J. Mol. Biol. 1992. V. 224. P. 319-334.

185. Bonner G., Laber E.M., Sousa R. Characterization of a set of T7 RNA polymerase active site mutants // J. Biol. Chem. 1994. V.. 269. P.25120-25128.

186. Gardner L.P., Mookhtiar K.A., Coleman J.E. Initiation, elongation, and processivity of carboxyl-terminal mutants of T7 RNA polymerase // Biochemistry. 1997. V. 36. P. 29082918.

187. He В., RongM., Durbin R.K., McAllister W.T. A mutant T7 RNA polymerase that is defective in RNA binding and blocked in the early stages of transcription //3. Mol. Biol.

1997. V. 265. P. 275-288.

188. Sousa R., Padilla R. A mutant T7 RNA polymerase as a DNA polymerase // EMBO J.

. 1995. V. 14. P. 4609-4621.

189. Huang Y, Eckstein F., Padilla R., Sousa R. Mechanism of ribose 2'-group discrimination by an RNA polymerase // Biochemistry. 1997. V. 36. P. 8231-8242.

190. Huang Y, Beaudry A., McSwiggen J., Sousa R.. Determinants of ribose specificity in RNA polymerization: effects of Mn and deoxynucleoside monophosphate incorporation into transcripts // Biochemistry. 1997. V. 36. P. 13718-13728.

191. Rusakova E.E., Tunitskaya V.L., Memelova L.V., Kochetkova S. V., Kostyuk DA., Kochetkov S.N. Mutant T7 RNA polymerase is capable of catalyzing DNA primer extension reaction // FEBS Lett. 1998. V. 423. P. 189-192.

192. Мартинек К, Левашов A.B., Клячко Н.Л., Березин И.В. Катализ водорастворимыми ферментами в органических растворителях. Стабилизация ферментов против денатурации (инактивации) при включении их в обращенные мицеллы поверхностно-активного вещества // Докл. АН СССР. 1977. Т. 236. С. 920-923.

Acids Res. 1998. V. 26. P. 3550-

3554.

— ________________*. г

193. Мартинек К,, Левашов А.В., Березин И.В. Мицеллярная энзимология II Биолог, мембраны. 1985. Т. 2. С. 669-689.

194. Martinek К., Klyachko N.L., KabanovA. V., Khmelnitsky Yu.L., Levashov A. V. Micellar enzymology: its relation to membranology 11 Biochim. Biophis. Acta. 1989. V. 981. P.

-161-172.----

195. Основы физики воды/ Антонченко В.Я., Давыдов А.С., Ильин В.В.; Отв. ред. Бродин М.С.; АН УССР. Институт теоретической физики. Киев: Наук, думка. 1991. 672 с.

196. Tuena de Gomez-Puyou, М, Gomez-Puyou, A. Enzymes in low water systems // Crit. Rev. Bioch. Mol. Biol. 1998. V. 33. P. 53-89.

197. Rupley, J.A., Gratton, E., Careri, G. Water and globular proteins // Trends Biochem. Sci. 1983. V. 8. P. 18-22.

198. Luisi, P.L., Giomini, M., Pileni, M.P., Robinson, B.H. Reverse micelles as hosts for proteins and small molecules // Biochim. Biophys. Acta. 1988. V. 947. P. 209-246.

199. Klibanov, A.M. Enzymatic catalysis in anhydrous organic solvents // Trends Biochem. Sci. 1989. V. 14. P. 141-144.

200. Structure and Reactivity in Reverse Micelles / Ed. Pileni, M.P. Elsevier. Amsterdam; Oxford; New York; Tokyo, 1989. '

201. Darszon, A. and Shoshani, L. Enzymes in Reverse Micelles Containing Phospholipids / Biomolecules in Organic Solvents, Gomez-Puyou, A., Darszon, A., and Tuena de Gomez Puyou, M., Eds., CRC Press, Boca Raton, FL. 1992. P. 33-65.

202. Peng, Q., Luisi, P.L. The behavior of proteases in lecithin reverse micelles // Eur. J. Biochem. 1990. V. 188. P. 471-480.

203. Voss K., Laane C., Visser, A.J. W.G. Spectroscopy of reversed micelles // Photochem. Photobiol. 1987. V. 45. P. 863-878.

204. Pileni M.P., Zemb Т., Petit. C. Solubilization by reverse micelles: solute localization and structure perturbation // Chem. Phys. Lett. 1985. V. 118. P. 414-420.

205. Bru R, Sanchez-Ferrer A., Garcia-Carmona F. Kinetic models in reverse micelles // Biochem. J. 1995. V. 310. P. 721-739.

206. Zulaaf M., Eicke H. F. Inverted micelles and microemulsions in the ternary system H20/aerosol-OT/isooctane as studied by photon correlation spectroscopy // J. Phys. Chem. 1979. V. 83. P. 480-486.

207.Verhaert R.M.D., HilhorstR., Visser A.J.W.G., Veeger C. The Optimization of Enzyme Catalysis in Organic Media / Biomolecules in Organic Solvents. Gomez-Puyou A.,

Darszon, A., Tuena de Gomez-Puyou M., Eds., CRC Press, Boca Raton, FL. 1992. P. 133-162.

208. Martinek, K., Levashov, A.V., Klyachko, N., Khmelnitski, Y.L., Berezin, I.V. Micellar enzymology I I Eur. J. Biochem. 1986. V. 155. P. 453-468.

Reverse Micelles / Biomolecules in Organic Solvents. Gomez-Puyou A., Darszon A., Tuena de Gomez-Puyou M., Eds., CRC Press, Boca Raton, FL. 1992. P. 163-188.

210. Ferreira S., Gratton E. Enzyme Activity in Reverse Micelles: Roles of Diffusion and Extent of Hydration // Biomolecules in Organic Solvents. Gomez-Puyou A., Darszon A., Tuena de Gomez-Puyou, M., Eds., CRC Press, Boca Raton, FL, 1992. P. 189-201.

211. Bru R., Sanchez-Ferrer A., Garcia-Carmona F. A theoretical study on the expression of enzymic activity in reverse micelles //Biochem. J. 1989. V. 259. P. 355-361.

212. Bru R., Sanchez-Ferrer A., Garcia-Carmona F. The effect of substrate partitioning on the kinetics of enzymes acting in reverse micelles // Biochem. J. 1990. V. 268. P. 679684.

213. Perez-Gilabert M., Sanchez-Ferrer A., Garcia-Carmona F. Application of active-phase plot to the kinetic analysis of lipoxygenase in reverse micelles // Biochem. J. 1992. V. 288. P. 1011-1015. *

214. Oldficid Ch. Evaluation of steady-state kinetic parameters for enzymes solubilized in water-in-oil microemulsion sysiems // Biochem. J. 1990. V. 272. P. 15-22.

215. Khmelnitsky Y.L., Never ova I.N., Polyakov V.I., Grinberg V.Y., Levashov A. V., Martinek K. Kinetic theory of enzymatic reactions in reversed micellar systems. Application of the pseudophase approach for partitioning substrates // Eur. J. Biochem. 1990. V. 190. P. 155-159.

216. Verhaert R.M.D., HilhorstR., Vermue M., Chaafsma T. J., Veeger C. Description of enzyme kinetics in reversed micelles //Eur. J. Biochem. 1990. V. 187. P. 59-72.

217. Verhaert R. M. D., Tyrakowska B., Hilhorst R., Schaafsma T J., Veeger C. Enzyme kinetics in reversed micelles. II. Behavior of enoate reductase // Eur. J. Biochem. 1990. V. 187. P. 73-79.

218. Wong M., Thomas J. K., Nowak T. Structure and state of H2O in reversed micelles // J. Am. Chem. Soc. 1977. V. 99: P. 4730-4736.

219. Douzou P., Debey P., Franks F. Supercooled water as medium for enzyme reactions at subzero temperatures // Biochim. Biophys. Acta. 1978. V. 523. P. 1-8.

220. Hauser H, Haering G., Pande A., Luisi P.L. Interaction of water with sodium bis(2-ethyl-l-hexyl) sulfosuccinate in reversed micelles // J. Phys. Chem. 1989. V. 93. P. 78697876.

221. Luisi P. L., Haring G., Maestro M., Rialdi G. Proteins solubilized in organic solvents via reverse micelles: thermodynamic studies // Thermochim. Acta. 1990. V. 162. P. 1-16.

222. Darszon A., Shoshani L. Enzymes in Reverse Micelles Containing Phospholipids // Biomolecules in Organic Solvents. Gornez-Puyou A., Darszon A., Tuena de Gornez Puyou M., Eds., CRC Press, Boca Raton, FL. 1992. P. 33-65.

223. Kernen P., Agositi R.D., Strasser R.J., Darszon A. ATPase activity of thylakoid membraned in CTAB-hexanol-octane low water system // Biochim. Biophys. Acta. 1997.

224. Onori G., Ronca M., Santucci A. Properties of water solubilized in reversed AOT micells from near-infrared spectra// Progr. Colloid and Polym. Sci. 1991. V.84. P. 88-91.

225. WolfX., Luisi P.L. Micellar solubilization of enzymes in hydrocarbon solvents. Enzymatic activity and spectroscopic studies of ribonuclease in n-octane // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1981. V. 81. P. 209-217.

226. Fletcher P.D., Howe A.M., Robinson B.H. The kinetics of solubilisate exchange between water droplets of a water-in-oil microemulsions 11 J. Chem. Soc. Faraday Trans. 1987. V. 87. P. 985-1006.

227. Райхардт К. Растворители и эффект среды в органической химии // Пер. с англ. М.:Мир, 1991. С. 371-377.

228. Vicente L.C., Airesbarros R., Empis J.M.A. Stability and proteolic activity of papain in reverse micellar and aqueous-media- a kinetic and spectroscopic study // J. Chem. Technol. Biotechnol. 1994. V. 60. P. 291-297.

229. Sanchez-Ferrer A., Garcia-Carmona F. Biocatalysis in reverse self-assembling structures: Reverse micelles and reverse vesicles // Enzyme Microb. Technol. 1994. V. 16. P. 409-415.

230. Marcozzi G., Caselli M., Luisi P.L. Use of reverse micelles for the extraction of proteins// Progr. Colloid Polym. Sci. 1990. V. 81. P. 272.

231. Katiyar S.S., Awasthi A.K., Kumar A. Reverse micelles as a versatile medium for the study of lactate dehydrogenase in vitro // Biochem. Int. 1988. V. 17. P. 1165-1170.

232. Walde P., Peng Q., Fadnavis N. W., Battistel E., Luisi P.L. Structure and activity of trypsin in reverse micelles // Eur. J. Biochem. 1988. V. 173. P. 401-409.

233. Kumar A., Kumar A., Katiyar S.S. Activity and kinetic characteristics of glutathione reductase in vitro in reverse micellar waterpool // Biochini. Biophys. Acta. 1989. V. 996. P. 1-6.

234. Mulimani V.H., LalithaJ. Reverse micelles as a versatile medium for the study of porcine pancreatic alpha amylase in vitro // Indian J. Chem. 1993. V. 32B. P. 73-75.

235. Кабанов А.В., Клячко H.JI., Пшежецкий A.B., Наметкин С.Н., Мартинек К., Левашов А.В. Кинетические закономерности катализа ферментами в системах обращенных мицелл поверхностно-активных веществ в органических растворителях // Молекулар. биология. 1987. Т. 21. С. 275-286.

236. Han D., Peng Q., Walde P., Luisi P.L. Dependence of enzyme activity and conformation on water content in reverse micelles// Progr. Colloid Polym. Sci. 1990.V. 81. P. 292.

237. Клячко Н.Л., Богданова Н.Г., Кольтовер В.К, Мартинек К, Левашов А.В. Взаимосвязь активности и конформационной подвижности а-химотрипсина в системах обращенных мицелл //Биохимия. 1989. Т. 54. С. 1224-1230.

238. Мао Q., Walde P. Substrate effects on the enzymatic activity of a-chymotrypsin in reversed micelles // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1991. V. 178. P. 1105-1112.

239. Walde P., Mao Q., Bru R., Luisi P. L., Kuboi R. pH artifacts in reverse micellar enzymology: a warning // Pure Appl. Chem. 1992. V. 64. P. 1771-1775. '

240. Bru R., Walde P. Product inhibition of a-chymotrypsin in reverse micelles // Eur. J. Biochem. 1991. V. 199. P. 95-103.

241. Khmelnitsky Y.L., KabanovA.V., KlyachkoN.L., LevashovA.V., MartinekK. Enzymatic Catalysis in Reverse Micelles / Structure and Reactivity in Reverse Micelles, Pileni, M, P., Ed., Elsevier, Amsterdam. 1989.

242. Fernandez-Velasco D.A., Garza-Ramos G., Ramirez L., Shoshani L., DarszonA., Tuena de Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A. Activity of heart and muscle lactate dehydrogenase in all-aqueous systems and in organic solvents with low amounts of water. Efieci ofguanidine chloride // Eur. J. Biochem. 1992. V. 205. P. 501-508.

243. Khmelnitsky Y.L., Hilhorst R., Visser A.J W.G., Veeger C. Enzyme inactivation and protection during entrapment in reverse micelles // Eur. J. Biochem. 1993. V. 211. P. 7377.

244. Khmelnitsky Y.L., HoekA., Veeger C„ Visser A JW.G. Dissociation of lactate dehydrogenase in aqueous and reverse micellar solutions, a time resolved polarized fluorescence study // Eur. J. Biochem. 1993. V. 212. P. 63-67.

245. Kabanov A.V., Nametkin S.N., Evtushenko G.N., Chernov N.N., Klyachko N.L., Levashov A. V.. Martinck K. A new strategy for the study of oligomeric enzymes: y-glutamyltransferase in reversed micelles of surfactants in organic solvents // Biochim. Biophys. Acta. 1989. V. 996. P. 147-152.

246. Kabanov A. K, Nametkin S.N., Klyachko N.L., Levashov A. V. The principal difference in regulation of the catalytic activity of wate r-soluble and membrane forms of enzymes in reversed micelles. y-Glutamyl-transferase and aminopeptidase // FEBS Lett. 1990. V. 267. P. 236-238.

247. Kabanov A. V., Namelkin S.N., Klyachko N.L., Levashov A. V. Regulation of the catalytic activity and oligomeric composition of enzymes in reversed micelles of surfactants in organic solvents //FEBS Lett. 1991. V. 278. P. 143-146.

248. Tang S.S., Chang G.G. Kinetic mechanism of octopus hepatopancreatic glutathione transferase in reverse micelles // Biochem. J. 1996. V. 315. P. 599-606.

249. Клячко H.JI., Пшежецкий А.В., Кабанов А.В., Вакула С.В., Мартинек К, Левашов А.В. Катализ ферментами в агрегатах поверхностно-активных веществ: оптимальная конструкция матрицы ПАВ // Биолог, мембраны. 1990. Т. 7. С. 467472.

250. Ruckenstein Е., Karpe P. On the enzymatic superactivity in ionic reverse micelles // J. Colloid Interface Sci. 1990. V. 139. P. 408-436.

251. Ruckenstein E., Karpe P. Enzymatic super- and subactivity in nonionic reverse micelles I I J. Phys. Chem. 1990. V. 95. P. 408-436.

252. Menger F.M., Yamada K. Enzyme catalysis in water pool // J. Am. Chem. Soc. 1979. V. 101. P. 6731-6734.

253. Barbaric X., Luisi P.L. Micellar solubilization of biopolymers in organic solvents. V. Activity and conformation of a-chymotrypsin in isooctane-AOT reverse micelles // J. Am. Chem. Soc. 1981. V. 103. P. 4239-244.

254. Katiyar S.S., Kumar A., Kumar A. The phenomenon of super activity in dihy-drofolate reductase entrapped inside reverse micelles in apolar solvents // Biochem. Int. 1989. V. 19. P. 547-552.

255. MartinekK, Levashov A. V., Khmelnitsky Y.L., Klyachko N.L., Berezin I. V. Colloidal solution of water in organic solvents: a microheterogeneous medium for enzymatic reactions // Science 1982. V. 218. P. 889-891.

256. Klyachko N.L., Levashov A.V., Pshezhetsky A.V., Bogdanova N.G., Berezin I.V., Martinek К Catalysis by enzymes entrapped into hydrated surfactant aggregates having

lamellar or cylindrical (hexagonal) or bell-shape (cubic) structure in organic solvents // Eur. J. Biochcm. 1986. V. 161. P. 149-154.

257. LalithaJ., Muiimani V.H. Superactivity and phase-sensitivity of potato acid phosphatase entrapped in reverse micelles // Biochem. Mol. Biol. Int. 1996. V. 40. P. 571-578.

258. Luchter-Wasylewska E. Continuous assay for acid phosphatase using phenyl phosphate // Analyt. Biochem. 1996. V. 241. P. 167-172.

259. Пшежецкий А.В., Меркер Ш., Клячко H.JI., Пепанян Г.С., Мартинек К, Левашов А.В. Моделирование мембранного окружения ферментов: суперактивность лактазы, включенной в обращенные мицеллы поверхностно-активных веществ в органических растворителях // Биохимия. 1988. Т. 53. С. 1013-1016.

260. Левашов А.В., Клячко Н.Л., Пшежецкий А.В., Березин КВ., Котрикадзе И.Г., Ломсадзе Б.А., Мартинек К. Суперактивность кислой фосфатазы в обращенных мицеллах поверхностно-активных веществ в органических растворителях // Докл. АН СССР. 1986. Т. 289. С. 1271-1273.

261. Gonnelli M., Strambini G.В. Protein Dynamical Structure by tryptophan phosphorescence and enzymatic activity in reverse micelles. П. Alkaline phosphatase // J. Phys. Chem. 1988. V. 92. P. 2854-2857.

262. G allay J., Vincent M., Nicot C., Waks M. Conformational aspects and rotational dynamics of synthetic adrenocorticotropin-(l-24) and glucagon in reverse micelles // Biochemistry 1987. V. 26. P. 5738-5747.

263. Nicot C., Vacher J., Gallay J., Waks M. Membrane proteins in reverse micelles: myelin basic protein in a membrane-mimetic environment // Biochemistry. 1985. V. 24. P. 70247032.

264. Vacher M., Waks M., Nicot С. Myelin proteins in membrane mimetic systems. Tight Lipid association required for insertion of the Folch-Pi proteolipid into reverse micelles // J. Neurochem. Sci. 1989. V. 117-123.

265. Tsukihara T., AoyamaH., Yamashita E., Tomizaki T., Yamaguchi H., Shinzawaltoh K., Nakashima R., YaonoR., Yoshikawa S. Structures of metal sites of oxidized cytochrome с oxidase at 2.8 Â // Science. 1995.269. P. 1069-1074.

266. Escamilla E., Ayala G., Tuena de Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A., Millan L., Darszon A. Catalytic activity of cytochrome oxidase and cytochrome с in apolar solvents containing phospholipids and low amounts of water // Arch. Biochem. Biophys. 1989. V. 72. P. 332-343.

267. Bona M, Fabian M., Sedlak, M. Spectral and catalytic properties of cytochrome oxidase in organic solvents // Biochim. Biophys. Acta. 1990. V. 1020. P. 94-100.

268. Ferreira S.T., Verjovski-Almeida S. Fluorescence decay of sarcoplasmic reticulum ATPase 11 J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 15392-15397.

269. Barrabin H., Scofano H.M., Tuena de Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A. Are the different water requirements in different steps of a catalytic cycle? Hydration effects at the El and E2 conformers of Sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase studied in organic solvents with low amounts of water // Eur. J. Biochem. 1993. V. 213. P. 757-763.

270. Garza-Ramos G., DarszonA., Tuena de Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A. Enzyme catalysis in organic solvents with low water content at high temperatures. The adenosine triphosphatase activity of submitochondrial particles //Biochemistry. 1990. V. 29. 751757.

271. Наметкин C.H., Кабанов А.В.,Евтушенко Г.Н, Клячко Н.Л., Колесанова Е.Ф., Ротанова Т.В., Чернов Н.Н., Левашов А.В. Сравнительное изучение регуляции каталитической активности растворимых и мембранных форм ферментов в системах обращенных мицелл. у-Глутамилтрансфераза и аминопептидаза // Биоорган, химия. 1991. Т. 17. С. 442-447.

f

272. Клячко Н.Л., Богданова Н.Г., Кольтовер В.К., Мартинек К, Левашов А.В. Взаимосвязь активности и конформационной подвижности а-химотрипсина в системах обращенных мицелл // Биохимия. 1989. Т. 54. С. 1224-1230.

273. Клячко Н.Л., Богданова Н.Г., Левашов А.В., Кабанов А.В., Пшежецкий А.В., Хмельницкий Ю.Л., Мартинек К, Березин И.В. Ферментативный катализ в коллоидном растворе глицерина в органическом растворителе // Докл. АН СССР. 1987. Т. 297. С. 442-447.

274. Strambini G.B., Gonnelli М. Protein dynamical structure by tryptophan phosphorescence and enzymatic activity in reverse micelles. 1. Liver alcohol dehydrogenase // J. Phys. Chem. 1988. V. 92. P. 2850-2853.

275. Garza-Ramos G., Tuena de Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou M., Yuksel U., GracyR. W. Deamidation of triosephosphate isomerase in reverse micelles: effect of water on catalysis and molecular wear and tear // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 6960-6965.

276. Reid C., Rand R.P. Probing protein hydration and conformational states in solution // Biophys. J. 1997. V. 71. P. 2245-2255.

277. Marzola P., Forte C., Pinzino C,, Veracini C.A. Activity and conformational changes of a-chymotrypsin in reverse micelles studied by spin labeling // FEBS Lett. 1991. V. 289. P. 29-32.

278. Dorovska-Taran V., VeegerC., Visser A.J.W.G. Reverse micelles as a water property control system to investigate the hydration/activity relationship of a-chymotrypsin // Eur. J. Biochem. 1993. V. 218. P. 1013-1019.

279. Garza-Ramos G., Fernandez-Velasco A., Ramirez L., Shoshani L., Darszon A.. Tuenade Gomez-Puyou M., Gomez Puyou A. Enzyme activation by dénaturants in organic solvent systems with a low water content // Eur. J. Biochem. 1992. V. 205. P. 509-517.

280. Shorshani L., Darszon A., Tuena de Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A. Activity and fluorescence changes of lactate dehydrogenase induced by guanidine hydrochloride in reverse micelles // Eur. J. Biochem. 1994.221. P. 1027-1032.

281. Tanford C. The Hydrophobic Effect, 2nd ed., John Wiley & Sons, New York. 1980.

282. Pace C.N., Laments D. V, Thomson J.A. pH dependence of urea and guanidine hydrochloride denaturation of rihonuclease A and tibonuclease T1 // Biochemislry 1990. V. 29. P. 2564-2572.

283. Almarsson O., Klibanov A.M. Remarkable activation of enzymes in nonaqueous media by denaturing cosolvents // Biotechnol. Bioeng. 1996. V. 49. P. 87-92.

284. Ayala G., Tuena de Gomez-Puyou M., Gornez-Puyou A., Darszon A. Thermostability of membrane enzymes in organic solvents // FEBS Lett. 1986. V. 203. P. 41-43.

285. Garza-Ramos G., Darszon A., Tuenade Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A. Catalysis and thermostability of mitochondrial FI-ATPase in toluene-phospholipid-low water systems //Biochemistry. 1989. V. 28. P. 3177-3182.

286. Рязанцева C.B., Давыдов P.M. Каталитическая активность супероксиддисмутазы в системах обращенных мицелл// Ж. физ. химии. 1991. Т. 65. С. 1145-1147.

287. Das S., Maitra A. Temperature-dependent catalytic behaviour of peroxidase entrapped in reverse micelles /7 Colloids and Surfaces. 1989. V. 35. P. 101-104.

288. Luisi P.L., Haring G., Maestro M., Rialdi G. Proteins solubilized in organic solvents via reverse micelles: thermodynamic studies // Thermochim. Acta. 1990. V. 162. P. 1-16.

289. Chang G.G., Huang T.M., Fluang S.M., Chou W.Y. Dissociation of pigeon-liver malic enzyme in reverse micelles // Eur. J. Biochem. 1994. V. 225. P. 1021-1027.

290. Stoichet B.K., Baase W. A., Kuroki R„ Matthews B. W. A relationship between protein stability and protein function // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 452-456.

291. Jacnicke R. Protein stability and molecular adaptation to extreme conditions // Eur. J. Biochem. 1991. V. 202. P. 715-728.

292. Курганов Б. И. Аллостерические ферменты. М.:Наука, 1978. 247 с.

293. Муронец В.И., Наградова Н.К Иммобилизованные олигомерные ферменты. М.:Наука, 1984. 208 с.

294. Клячко H.JJ., МеркерШ., Вакула С.В., Иванов М.В., Березин И.В., МартинекК., Левашов А.В. Регуляция каталитической активности олигомерных ферментов в системах обращенных мицелл поверхностно-активных веществ // Докл. АН СССР. 1988. Т. 298. С. 1479-1481.

295. Наметкин С.Н., Кабанов А.В., Евтушенко Г.Н, Чернов Н.Н., Березов Т.Т., Щеголев А.А., Рыжова В.В., Клячко Н.Л., Мартинек К, Левашов А.В. Регуляция надмолекулярной структуры и каталитической активности у-глутамилтрансферазы в системах обращенных мицелл //Биоорган, химия. 1989. Т. 15. С. 70-77.

296. Наметкин С.Н., Кабанов А.В.,Клячко Н.Л., Левашов А.В. Щелочная фосфатаза в обращенных мицеллах поверхностно-активных веществ в органическом растворителе // Биоорган, химия. 1991. Т. 17. С. 606-609.

297. Hanley А.В., Furniss C.S.M., Kwiatkowska С.А., MackieA. R.. The manipulation of DNA with restriction enzymes in low water systems // Biochim. Biophys. Kctz. 1991. V. 1074. P. 40-14.

298. Fernandez-Velasco D.A., Sepulveda-Becerra M., GalinaA., DraszonA., Tuenade Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A. Water requirements in monomer folding and dimerization of triosephosphate isomerase in reverse micelles, ltrinsic fluorescence of con-formers related to reactivation // Biochemistry. 1995. V. 34. P. 361-369.

299. Fadnavis N. W., ReddyN.P., Bhalerao U.T. Reverse micelles, an alternative to aqueous medium for microbial reactions: yeast mediated resolution of a-amino acids in reverse micelles // J. Org. Chem. 1989. V. 54. P. 3218-3221.

300. Nicor C., Waks M. Proteins as invited guests of reverse micelles: conformational effects, significance, applications // Biotechnol. Gen. Engin. Rev. 1996. V. 13. P. 267-314.

301. Nicot C., Vacher M., Denoroy L., Kahn P. C., Waks M. Limited proteolysis of myelin basic protein in a system mimetic of the myelin interlamellar aqueous space // J. Neurochem. 1993. V. 60. P. 1283-1291.

302. Salom D., Abad C., Braco L. Characterization of gramicidin a in an inverted micellar environment, a combined high-performance liquid chromatographic and spectroscopic study // Biochemistry. 1992. V. 31. P. 8072-8079. .

303. Imre V.E., Luisi P.L. Solubilization and condensed packaging of nucleic acids in reversed micelles // Biochem. Biophys. Res. Comm. 1982. V. 107. P. 538-545.

304. Palazzo G., Luisi P.L. Solubilization of ribosomes in reverse micelles // Biochem. Biophys. Res. Comm. 1992. V. 186. P. 1546-1552.

305. Escamilla E., Contreras M., Escobar L., Ayala G. Biological Electron Transport in Reverse Micellar Systems: From Enzymes to Cells / Biomolecules in Organic Solvents. Gornez Puyou A., Darszon A., Tuena de Gomez-Puyou M., Eds., CRC Press, Boca Raton, FL. 1992. P. 219-241.

306. Hochkoeppler A., Luisi P.L. Solubilization of soybean mitochondria in AOT/isooctane water-in oil microemulsions // Biotechnol. Bioeng. 1989. V. 33. P. 1477-1481.

307. Darszon A., ShoshaniL. Enzymes in Reverse Micelles Containing Phospholipids / Biomolecules in Organic Solvents. Gornez-Puyou A., Darszon A., Tuena de Gornez Puyou, M., Eds., CRC Press, Boca Raton, FL. 1992. P. 33-65.

308. Pfamatter N., Famiglietti M„ Hochkoepller A., Luisi P. L. Solubiliwtion of Microorganisms in Organic Solvents of Reverse Micelles / Biomolecules in Organic Solvents. Gomez-Puyou A., Darszon A., Tuena de Gomez-Puyou M, Eds., CRC Press, Boca Raton. 1992.

309. Клячко Н.Л., Левашов A.B., Пшежецкий A.B., Богданова Н.Г., КабаноёА.В., Березин И.В., Хмельницкий Ю.Л., Жаринова И.Н., Мартинек К. Катализ ферментами в агрегатах ПАВ с различной структурой: мицеллярной, ламелярной (слоистой) и цилиндрической (гексагональной) // Докл. АН СССР. 1986. Т. 289. С. 1266-1270.

310. Клячко Н.Л., Левашов А.В., Пшежецкий А.В., Богданова Н.Г., Мартинек К. Катализ ферментами, включенными в гидратированные агрегаты ПАВ различной структуры (ламелярной, гексагональной, кубической и др.) в органических растворителях//Биолог, мембраны. 1986. Т. 3. С. 1010-1029.

311. Nasheuer Н. -Р., Grosse F. Imiriunoaffinity-purified DNA polymerase alpha displays novel properties //Biochemistry. 1987. V. 26. P. 8458-8466.

312. Lehman I.R., KaguniL.S. DNA polymerase alpha 111. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 4265-4268.

313. Wang T.S.F. Eukaryotic DNA polymerases // Annu. Rev. Biochem. 1991. V. 60. P. 513552.

314. Grosse F., Krauss G. The primase activity of DNA polymerase alpha from calf thymus 11 1. Biol. Chem. 1985. V. 260. P. 1881-1888.

315. Kuchta R.D., Reid В., Chang L. M. DNA primase. Processivity and the primase to polymerase alpha activity switch // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 16158-16165.

316. Singh #., Dumas LB. A DNA primase that copuriiies with the major DNA polymerase from the yeast Saccharomyces cerevisiae // J. Biol. Chem. 1984. V. 259. P. 7936-7940.

317. Singh H., Brooke R.G., Pausch M.N., Williams G. Г., Trainor C., Dumas L.B. Yeast DNA primase and DNA polymerase activities. An analysis of RNA priming and its coupling to DNA synthesis Hi. Biol. Chem. 1986. V. 261. P. 8564-8569.

318. Ollis D.I., White S. W. И Chem. Rev. 1987. V. 87. P. 981-995.

319. Hansch C., Leo A.J. / Substituent constants for correlation analysis in chemistry and biology. 1979. John Wiley and Sons, New York.

320. Sharp K.A., Nicholly A., Friedman R., Honig В. Ii Biochemistry. 1991. V. 30. P. 96869697.

321. Lide D.R. / CRC handbook of chemistry and physics. 1990. CRC Press, Boca Raton, Fl.

322.Dunn J. J., Studier F. W. Nucleotide sequence from the genetic left end of bacteriophage T7 DNA to the beginning of gene 4 //J. Mol. Biol. 1981. V.148. P. 303-330.

323. Корниш-Боуден. Основы ферментативной кинетики. /М.:Мир. 1979. С. 15-77.

324. Голъдштейн Б.Н. Кинетические графы в энзимологии. / М.:Наука, 1989. С.3-10.

325. Chou К.-С. Graphic rules in steady and non-steady state enzyme kinetics //'J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 12074-12079.

326. Kochetkov S.N., Kostyuk D.A., Lyakhov D.L., Memeleva L.V., Rechinsky V.O., Tunitskaya V.L. Studies of the mechanism of bacteriophage T7 RNA polymerase by affinity modification and site-directed mutagenesis 11 Chemical modification of enzymes. Kurganov B.I., Nagradova N.K., Lavrik O.I., editors. 1996. P. 347-389.

327. Grachev M.A., Mustaev A.A., Zaychikov E.F. Higly selective affinity labelling of RNA polymerases: A way to study functional topography of the active site // Chemical modification of enzymes. Kurganov B.I., Nagradova N.K., Lavrik O.I., editors. 1996. P. 309-347.

328. Getzenberg R.H., Pienta K.J., Ward W.S., Coffey D.S. Nuclear structure and the three-dimensional organization of DNA I I J. Cell. Biochem. 1991. V. 47. P. 289-299.

329. Okada Т. II The Analyst. 1993. V. 118. P. 959-971.

330. Hottiger M., Hubscher U. Human Immunodeficiency Virus type 1 reverse transcriptase // Biol. Chem. Hoppe-Seyler. 1996. V. 377. P. 97-120.

331. Pat el P.H., Jacobo-Molina A., Ding J., Tantillo C., Jr. Clark A.D., RaagR., Nanni R.G., Hughes S.H., Arnold E. Insights into DNA polymerization mechanisms from structure

and function analysis of HIV-1 reverse transcriptase // Biochemistry. 1995. V. 34. P.

5351-5363.

332. Korolev S., Nayal M, Barnes W.M., Di Cera E., Waksman G. Crystal structure of the large fragment of Thermus aquaticus DNA polymerase I at 2.5-A resolution: structural basis for thermostability // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 9264-9268.

333. Hermann T., Meier T., Gotte M., Heumann H. The 'helix clamp' in HIV-1 reverse-transcriptase: a new nucleic acid binding motif common in nucleic acid polymerases // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. P. 4625-4633.

334. Hermann T„ Heumann H. Strained template under the thumbs. How reverse transcriptase of human immunodeficiency virus type 1 moves along its template // Eur. J. Biochem. 1996. V. 242. P. 98-103.

335. Kew Y., Olsen L.R., Japour A.J., Prasad V.R. Insertions into the beta3-beta4 hairpin loop of HTV-1 reverse transcriptase reveal a role for fingers subdomain in processive polymerization // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 7529-7537.

336. Lakatos-Szabo J., Lakatos I. Effect of alkaline materials on interfacial rheological properties of oil-water systems //Colloid Polymer Sci. 1999. V. 277. P. 41-47.

337. Asakura K., Komatsubara H„ SogaS., Yomo T„ Oka M., EmiS., Urabe I. Cloning, nucleotide sequence, and expression in escherichia coli of DNA polymerase gene (polA) from thermus thermophilus hb8 // J. Ferment. Bioeng. 1993. V. 76. P. 265-269.

338.Huber H.E., McCoy J.M., Seehra J.S., Richardson C.C. Human immunodeficiency virus 1 reverse transcriptase. Template binding, processivity, strand displacement synthesis, and template switching // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 4669-4678.

339. Rear don J.E., Fur fine E.S., Cheng N. Human immunodeficiency virus reverse transcriptase. Effect of primer length on template-primer binding // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 14128-14134.

340. Ding J., Hughes S.H., Arnold E. Protein-nucleic acid interactions and DNA conformation in a complex of human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase with a double-stranded DNA template-primer // Biopolymers. 1997. V. 44. P. 125-138.

341. Wohrl B.M., Tantillo C., Arnold E., Le Grice S.F. An expanded model of replicating human immunodeficiency virus reverse transcriptase // Biochemistry. 1995. V. 34. P. 5343-5356.