«Активность ДНК-полимеразы и праймазы PrimPol человека на неповрежденной и поврежденной ДНК» тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Болдинова Елизавета Олеговна

• Болдинова Елизавета Олеговна
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Болдинова Елизавета Олеговна

Список принятых сокращений

I. Введение

Актуальность темы исследования и степень её разработанности

Цели и задачи исследования

Научная новизна и практическая значимость работы

Методология и методы исследования

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов работы

Личное участие автора

Структура и объём работы

II. Обзор литературы

1. Пути образования повреждений ДНК

2. Пути репарации повреждений ДНК

3. Специализированные ДНК-полимеразы человека

4. Биохимические свойства праймазы-полимеразы PrimPol человека

5. Структура праймазы-полимеразы PrimPol человека

6. Функции PrimPol в клетке

6.1. Роль PrimPol в репликации неповрежденной ДНК

6.2. Роль PrimPol в репликации повреждённой ДНК

7. Регуляция работы PrimPol в клетке

7.1. Регуляция активности PrimPol

7.2. Основные пути толерантности клеток к повреждениям ДНК

8. Мутации PRIMPOL и их связь с заболеваниями человека

III. Материалы и методы

1. Список использованных растворов

2. Антитела

3. Коммерческие ферменты

4. Микробиологические среды

5. Штаммы микроорганизмов и линии эукариотических клеток

6. Плазмиды

7. Сайт-направленный мутагенез

8. Методы продукции и выделения белков из клеток Escherichia coli

8.1. Приготовление компетентных клеток E. coli

8.2. Трансформация клеток E. coli

8.3. Продукция рекомбинантных белков в культуре E. coli

8.4. Выделение и очистка рекомбинантных белков GST-PolDIP2 и GST-PrimPol из клеток E.

coli

8.5. Выделение и очистка рекомбинантного белка SUMO-10HIS-PrimPol из клеток E. coli

8.6. Электрофорез белков в денатурирующем ПААГ

8.7. Определение концентрации белков

9. Тестирование ДНК-полимеразной и ДНК-праймазной активностей PrimPol человека

9.1. Приготовление ДНК-субстрата для тестирования ДНК-полимеразной активности

9.2. Постановка реакций для тестирования ДНК-полимеразной активности PrimPol

9.3. Постановка реакций для тестирования ДНК-праймазной активности PrimPol

9.4. Ферментативный синтез олигонуклеотида с 5'-концевым аденозинтрифосфатом

9.5. Анализ образования комплекса белок - ДНК по изменению подвижности в ПААГ

9.6. Электрофорез продуктов синтеза ДНК в денатурирующем ПААГ

9.7. Измерение кинетики включения нуклеотидов

10. Получение и характеризация линии клеток А549, нокаутной по гену PRIMPOL

10.1. Культивирование клеток линии А549

10.2. Создание генетической конструкции для редактирования гена PRIMPOL

10.3. Получение моноклональных линий клеток А549, нокаутных по PRIMPOL

10.4. Анализ моноклонов клеток А549 с помощью метода TIDE

10.5. Анализ моноклонов клеток А549 с помощью метода RFLP

10.6. Иммуно-блот PrimPol в клетках А549

10.7. Проверка сайтов неспецифического редактирования системой sgRNA/Cas9

11. Анализ влияния нокаута гена PRIMPOL на жизнеспособность и выживаемость клеток А549

11.1. Обработка клеток ДНК-повреждающими препаратами

11.2. Оценка метаболической активности клеток с помощью МТТ-анализа

11.3. Оценка пролиферативной активности клеток

11.4. Анализ распределения клеток по фазам клеточного цикла

IV. Результаты и обсуждение

1. Транслезионная активность PrimPol на ДНК-субстратах, содержащих распространенные повреждения ДНК

1.1. Транслезионная активность PrimPol на ДНК-субстратах с повреждениями, вызванными окислительным стрессом

1.2. Транслезионная активность PrimPol на ДНК-субстратах с формилурацилом, дезоксиурацилом и апуриновым/апиримидиновым сайтом

1.3. Транслезионная активность PrimPol на ДНК-субстрате с О6-метилгуанином

1.4. Транслезионная активность PrimPol на ДНК-субстрате с этеноаденином

2. Транслезионная активность PrimPol на ДНК-субстратах с ^2-аддуктами гуанина

2.1. Включение нуклеотидов PrimPol напротив ^-аддуктов гуанина

2.2. Роль каталитических остатков активного центра PrimPol в транслезионной активности напротив ^-аддуктов гуанина

2.3. Стимуляция транслезионной активности PrimPol на ДНК-субстрате с ^-этилгуанином репликативными факторами PolDIP2 и RPA

3. Транслезионная активность PrimPol на ДНК-субстрате с внутрицепочечной цисплатиновой сшивкой ДНК

3.1. Включение нуклеотидов PrimPol на ДНК-субстрате с внутрицепочечной цисплатиновой сшивкой ДНК

3.2. Роль каталитических остатков активного центра PrimPol в транслезионной активности на ДНК-субстрате с внутрицепочечной цисплатиновой сшивкой

3.3. Кооперация PrimPol с PolDIP2 и ДНКП Pol Z на ДНК-субстрате с внутрицепочечной цисплатиновой сшивкой

4. Исследование праймазной активности PrimPol

4.1. Определение механизма праймазной активности PrimPol

4.2. Регуляторная роль С-концевого RBD домена

4.3. Роль остатков PrimPol R417 и R424 мотива ZnF в синтезе ДНК de novo

5. Исследование новой активности PrimPol по вытеснению цепи

5.1. Характеристика активности PrimPol по вытеснению цепи

5.2. Стимуляция активности PrimPol по вытеснению цепи репликативными факторами PolDIP2 и RPA

5.3. Кооперация PrimPol и флэп-эндонуклеазы FEN1 в процессе синтеза на ДНК-субстрате с брешью и вытеснения цепи

6. ДНК-полимеразная активность PrimPol на ДНК-субстратах с эпигенетическими модификациями mC и hmC

7. Роль PrimPol в репликации ДНК опухолевых клеток после обработки химиотерапевтическими препаратами разных групп, ингибирующих синтез ДНК

7.1. Получение линии клеток A549 PRIMPOL'1'

7.2. Анализ чувствительности клеток с нокаутом гена PRIMPOL к ДНК-повреждающим агентам

V. Выводы

Благодарности

Список литературы

Приложения

Список принятых сокращений

А549 - клеточная линия карциномы лёгкого человека

АП-сайты - апуриновые и апиримидиновые сайты

АФК - активные формы кислорода

АЭП - суперсемейство археоэукариотических праймаз

БСА - бычий сывороточный альбумин

ДНКП - ДНК-полимераза

спецДНКП - специализированная ДНК-полимераза

ГР - гомологичная рекомбинация

ДМСО - диметилсульфоксид

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

оцДНК - одноцепочечная дезоксирибонуклеиновая кислота

дцДНК - двуцепочечная дезоксирибонуклеиновая кислота

ДТТ - дитиотреитол

ИПТГ - изопропил-бета^-тиогалактопиранозид ИРН - инцизионная репарация нуклеотидов ММС - метилметансульфонат

МТТ - 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенил-тетразолиум бромид

НСК - негомологичное соединение концов

ПААГ - полиакриламидный гель

ПВДФ - поливинилиденфторидная мембрана

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

ТЕМЕД - тетраэтилметилендиамин

тРНК - транспортная рибонуклеиновая кислота

ТЛС - транслезионный синтез

Трис - трис(гидроксиметил)аминометан

УФ - ультрафиолетовое излучение

ЦПД - циклобутановый пиримидиновый димер

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

ЭРН - эксцизионная репарация нуклеотидов

ЭРО - эксцизионная репарация оснований

ATR (kinase ataxia telangiectasia and Rad3-related) - протеинкиназа, атаксия-телеангиэктазия и Rad3-родственный белок

BbsI - эндонуклеаза рестрикции из Bacillus brevis

BssECI - эндонуклеаза рестрикции из Geobacillus stearothermophilus

BPDE (benzo(a)pyrene diol epoxide) - бензапирен

BRCA1 (breast cancer type 1 susceptibility protein) - белок восприимчивости к раку груди 1 типа

Chk1 (S-checkpoint kinase 1-short) - киназа контрольной точки

DMEM (Dulbecco's modified eagle medium) - питательная среда для культуры клеток

человека с высоким содержанием аминокислот, витаминов и глюкозы

DT40 - клетки лимфомы курицы

dNTP - дезоксинуклеотидтрифосфат

dATP - дезоксиаденозинтрифосфат

dTTP - дезокситимидинтрифосфат

dCTP - дезоксицитидинтрифосфат

dGTP - дезоксигуанозинтрифосфат

EdU - 5-'этинил-2'-дезоксиуридин

FEN1(flap endonuclease 1) - флэп-эндонуклеаза

GST (glutathione S-transferase) - глутатион^-трансфераза

GFP (green fluorescent protein) - зелёный флуоресцентный белок

HEPES (4-(2-hydroxyethyl) piperazine-1-ethanesulfonic acid) - 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота

HDF (human dermal fibroblasts) - линия клеток фибробластов человека hmC (5-hydroxymethylcytosine) - гидроксиметилцитозин HU (hydroxyurea) - гидроксимочевина

HeLa (Henrietta Lacks) - линия «бессмертных» клеток раковой опухоли шейки матки Генриетты Лакс

HLTF (helicase-like transcription factor) - хеликазоподобный фактор транскрипции LB (Luria-Bertani) - среда для культивирования бактерий Mall - метил-зависимая эндонуклеаза рестрикции mC (5-methylcytosine) - метилцитозин

MEF (mouse embryonic fibroblasts) - эмбриональные фибробласты мыши

MRC5 - линия культуры диплоидных клеток, состоящая из фибробластов человека

NHEJ (non-homologous end joining) - негомологичное соединение концов

#2-Et-dG - #2-этилгуанин

#2-Ib-dG - #2-изобутилгуанин

#2-Bz-dG - #2-бензилгуанин

#2-Naph-dG - #2-метил(1-нафтил)-гуанин

#2-Anth-dG - #2-метил(9-антраценил)-гуанин

#2-Pyre-dG - #2-метил(1-пиренил)-гуанин

LdG - #2-метил(1,3-диметоксиантрахинон)-гуанин

O6-me-G (O6-methylguanine) - O6 - метилгуанин

PALB2 (partner and localizer of breast cancer 2 susceptibility protein) - белок-партнер локализации BRCA2

PBS (phosphate buffered saline) - натрий-фосфатный буфер

PCNA (proliferating cell nuclear antigen) - ядерный антиген пролиферирующих клеток PMSF (phenylmethane sulfonyl fluoride) - фенилметилсульфонил фторид

PolDIP2 (polymerase 5 interacting protein 2) - белок 2, взаимодействующий с полимеразой

RBD (RPA binding domain) - RPA-связывающий домен

NTP - нуклеотидтрифосфат

ATP - аденозинтрифосфат

GTP - гуанозинтрифосфат

UTP - уридинтрифосфат

CTP - цитидинтрифосфат

RFLP (restriction fragment length polymorphism method) - метод анализа полиморфизмов

длин рестрикционных фрагментов

RPA (replication protein A) - репликативный белок А

sgRNA (single-guide RNA) - РНК, направляющая комплекс CRISPR/Cas9 к мишени SDS (sodium dodecyl sulfate) - додецилсульфат натрия

SOB (super optimal broth) - среда для компетентных клеток «супероптимальный бульон» SMARCAL1 (SWI/SNF-related, matrix associated, actin-dependent regulator of chromatin, subfamily A-like 1) - SWI/SNF-родственный, связанный с матриксом актин-зависимый регулятор хроматина A-подобного 1 подсемейства

SSB (single-stranded binding protein) - белок, связывающий одноцепочечную ДНК

mtSSB (mitochondrial single-stranded DNA-binding protein) - митохондриальный белок,

связывающий одноцепочечную ДНК

TAE (tris-acetate-EDTA) - трис-ацетатный буфер с ЭДТА

TBE (tris-borate-EDTA) - трис-боратный буфер с ЭДТА

TE (tris-EDTA) - трис-ЭДТА буфер

TG (thymine glycol) - тимин гликоль

TGB (tris-glycine buffer) - трис-глициновый буфер

TIDE (tracking of indels by decomposition) - метод определения наличия инсерций или

делеций в последовательности ДНК

U2OS - линия клеток остеосаркомы человека

USP36 (ubiquitin-specific processing protease 36) - убиквитин-специфическая протеаза 36 WRNIP1 (Werner helicase-interacting protein 1) - белок 1, взаимодействующий с хеликазой Вернера

XP-V (xeroderma pigmentosum variant) - вариант пигментной ксеродермы

XPA (xeroderma pigmentosum complementation group A) - белок группы комплементации A

пигментной ксеродермы

XRCC3 (X-ray repair cross complementing 3) - белок 3 кросскомплементации репарации

рентгеновского излучения

ZnF - мотив цинкового пальца

вА (1,^-ethenoadenine)- 1,Л^-этеноаденин

8-oxo-G (8-oxoguanine) - 8-оксогуанин

1,2-GG CisPt - внутрицепочечная цисплатиновая сшивка между прилежащими гуанинами 4-NQO - 1 -оксид 4-нитрохинолина

I. Введение

Введение диссертации (часть автореферата) на тему ««Активность ДНК-полимеразы и праймазы PrimPol человека на неповрежденной и поврежденной ДНК»»

Актуальность темы исследования и степень её разработанности

Репликация ДНК - фундаментальный процесс, обеспечивающий передачу генетической информации от клетки к клетке. Копирование ДНК обеспечивается скоординированной работой множества ферментов и репликативных факторов.

На точность передачи генетической информации, закодированной в миллиардах пар оснований ДНК, влияет воздействие внутриклеточной и окружающей среды. Физические и химические факторы внешней среды и многочисленные агрессивные метаболиты клетки ежедневно способствуют образованию в клетке десятков тысяч повреждений ДНК [1]. Благодаря работе систем репарации повреждения ДНК устраняются своевременно, но часть повреждений ДНК может сохраняется до следующего этапа репликации [2]. Репликативные ДНК-полимеразы (ДНКП) копируют ДНК с высокой точностью и скоростью, строго руководствуясь правилами комплементарности. Однако многие повреждения вызывают остановку репликативных ДНКП, которая приводит к рассинхронизации движения ферментов реплисомы с образованием длинных одноцепочечных участков ДНК, чувствительных к разрывам, или блокированию репликации и остановке клеточного цикла. Для защиты от геномной нестабильности и гибели клеток, вызванными повреждениями ДНК, кроме репарации существуют и другие механизмы: транслезионный синтез ДНК (от англ. translesion - через повреждение), разворот репликативной вилки и ре-инициация синтеза ДНК [3].

В 2013 г был охарактеризован новый фермент репликации человека - праймаза-полимераза PrimPol, относящийся к суперсемейству археоэукариотических праймаз (АЕП) [4-6]. В отличие от репликативной праймазы человека, синтезирующей РНК-праймеры (PriS/PriL), PrimPol синтезирует ДНК de novo, используя дезоксирибонуклеотиды, в результате чего образуются ДНК-праймеры, не требующие удаления.

PrimPol присутствует и в ядре, и в митохондриях [4]. Предполагается, что основная функция PrimPol - реинициация синтеза на поврежденных участках ДНК [7,8]. Нарушение функционирования PrimPol в клетке приводит к замедлению репликации, накоплению хромосомных аберраций и повышению чувствительности клеток к ДНК-повреждающим агентам [6-10].

Помимо способности инициировать синтез ДНК de novo, PrimPol демонстрирует транслезионную активность и включает нуклеотиды напротив ряда повреждений ДНК, а также «проходит» поврежденные участки, «выпетливая» матричную ДНК с повреждениями [4,11-13]. Кроме того, показано, что PrimPol играет роль в репликации

неповрежденной ДНК, осуществляя реинициацию синтеза ДНК после G-квадруплексов и R-петель [14,15]

Появляется всё больше исследований, демонстрирующих ассоциацию нарушения функции PrimPol с риском развития онкологических [16,17] и офтальмологических заболеваний [18,19]. Появляются данные о роли PrimPol в формировании устойчивости к препаратам химиотерапии опухолей [20,21].

Несмотря на растущий интерес к PrimPol свойства и функции этого фермента в клетке мало изучены. Структура полноразмерного фермента не расшифрована и механизмы ДНК-праймазной и ДНК-полимеразной активностей PrimPol до конца не ясны и, вероятно, не все активности PrimPol ещё обнаружены. Почти не изучены механизмы регуляции активности PrimPol в клетке и взаимодействия PrimPol с регуляторными факторами. Очень мало данных о конкретных функциях PrimPol при репликации ДНК, содержащей разные типы повреждений. Исследование биологических функций, свойств и путей регуляции PrimPol в клетке важно для понимания механизмов поддержания стабильности генома и защиты клеток от повреждений ДНК, необходимо для понимания патогенеза заболеваний человека, связанных с нарушением функций PrimPol.

Кроме того, актуальность исследования PrimPol связана с большим потенциалом практического применения уникальных биохимических свойств фермента, например для совершенствования секвенирования ДНК, содержащей большое количестве повреждений, в археологии, криминалистике и медицинской диагностике [22,23].

Цели и задачи исследования

Целью данной работы являлась характеристика ДНК-полимеразной и ДНК-праймазной активностей PrimPol человека на повреждённой и неповрежденной ДНК. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Проанализировать транслезионную активность PrimPol на ДНК-субстратах, содержащих распространённые и биологически значимые повреждения ДНК: 8-оксогуанин (8-оксо^), формилурацил (Ш), урацил (И), O6-метилгуанин (06-ме^), 1,^-этеноаденин (eA), тимин гликоль (TG), апуриновый/апиримидиновый сайт (АП-сайт), #2-аддукты гуанина, внутрицепочечная цисплатиновая сшивка между прилежащими гуанинами (1,2GG-CisPt).

2. Охарактеризовать ДНК-полимеразную активность РптРо1 на неповрежденных олигонуклеотидных субстратах разной структуры: содержащих брешь и эпигенетические модификации.

3. Оценить влияние репликативных факторов PolDIP2, RPA, PCNA и флэп-эндонуклеазы FEN1 на ДНК-полимеразную активность PrimPol.

4. Охарактеризовать механизм ДНК-праймазной активности PrimPol и установить роль отдельных структурных элементов PrimPol в синтезе ДНК de novo.

5. Исследовать влияние нокаута гена PRIMPOL в чувствительности к различным ДНК-повреждающим агентам на примере клеток аденокарциномы легких человека A549.

Научная новизна и практическая значимость работы

Получены данные о молекулярных механизмах ДНК-полимеразной и ДНК-праймазной активностей PrimPol человека и показана её роль в защите клеток человека от ряда ДНК-повреждающих агентов. Впервые охарактеризована транслезионная активность PrimPol на широком спектре повреждений ДНК: fU, 8A, O6-me-G, внутинитевой цисплатиновой сшивке, #2-аддуктах гуанина разного размера. Показано, что PrimPol эффективно включает нуклеотиды напротив необъемных повреждений ДНК 8-oxo-G, O6-me-G, fU, U, N2-Et-dG в присутствии ионов Mg2+ в качестве кофактора, однако крупные повреждения ДНК блокируют работу PrimPol. Ионы Mn2+ в качестве кофактора стимулируют транслезионную активность PrimPol на ДНК с объемными повреждениями, предположительно, за счет использования механизма «сминания матрицы». Установлено, что репликативные факторы PolDIP2 и RPA стимулируют транслезионную активность PrimPol, а кооперация PrimPol с ДНКП-экстендером Pol Z in vitro способствует прохождению повреждений ДНК без пауз. Обнаружена новая активность PrimPol по вытеснению запирающей цепи при синтезе ДНК на матрице с брешью, и впервые показано, что флэп-эндонуклеаза FEN1 и факторы PolDIP2 и RPA стимулируют активность PrimPol по вытеснению цепи.

Исследована роль отдельных структурных элементов и аминокислотных остатков в катализе праймазной и ДНК-полимеразной активностей PrimPol. Впервые показана ключевая роль консервативных остатков активного центра Arg288 и Asn289 в образовании комплекса PrimPol с ДНК и входящими нуклеотидами. Выявлены каталитические остатки активного центра PrimPol, необходимые для транслезионного синтеза напротив внутрицепочечной цисплатиновой сшивки (Arg76) и #2-Et-G (Arg288). Впервые установлено, что PrimPol осуществляет ДНК-праймазную активность по cis-механизму, когда N-концевой каталитический и С-концевой регуляторный домены одной и той же молекулы участвуют в катализе. Показана роль остатков Arg417 и Arg424 мотива ZnF в стабилизации инициаторного аденозинтрифосфата. Продемонстрирована регуляторная роль С-концевого домена PrimPol, несущего мотивы ZnF и связывания с RPA.

Охарактеризовано влияние нокаута гена PRIMPOL на устойчивость клеток к ДНК повреждающим агентам на примере клеток аденокарциномы легких человека A549. Продемонстрирована роль PrimPol в защите клеток от повреждений, вызванных окислительным стрессом и действием ДНК-алкилирующих агентов.

Полученные в работе данные существенно углубляют наши знания о молекулярных механизмах работы и биологических функциях PrimPol человека, а также вносят вклад в понимание механизмов поддержания стабильности генома. Результаты работы могут найти применение в области фундаментальных исследований репликации, а также прикладных исследований, направленных на диагностику и лечение заболеваний человека, связанных с нарушением функций PrimPol в клетке.

Методология и методы исследования

Работа выполнена с применением современных молекулярно-биологических методов и оборудования. Методами молекулярного клонирования и сайт-направленного мутагенеза получены генетические конструкции для экспрессии праймазы-полимеразы PrimPol дикого типа и мутантных форм с заменами аминокислот. Препараты белков были получены путем сверхэкспрессии в клетках E. coli и очищены методами аффинной и ионообменной хроматографии. ДНК-полимеразную и ДНК-праймазную активности PrimPol анализировали с использованием радиоактивно- и флуоресцентномеченых ДНК-субстратов, а взаимодействия PrimPol с ДНК - методом анализа подвижности комплекса белок-ДНК в неденатурирующем геле. Разработан метод ферментативного синтеза и очистки ДНК-олигонуклеотидов, содержащих на 5'-конце аденозинтрифосфат. С применением системы CRISPR/Cas была получена линия клеток карциномы лёгкого человека А549 с нокаутом по гену PRIMPOL. Оценку чувствительности клеток к ДНК-повреждающим агентам проводили методами МТТ-анализа, анализа пролиферации по включению EdU в ДНК и анализа клеточного цикла проточной цитометрией.

Положения, выносимые на защиту

1. Праймаза-полимераза PrimPol обладает транслезионной активностью in vitro, осуществляя синтез ДНК на субстратах, содержащих необъемные повреждения 8-oxo-G, fU, #2-Et-G, O6-me-G, АП-сайт в присутствии ионов Mg2+ и на субстратах с объемными повреждениями ДНК: еА, TG, объёмных #2-аддуктах гуанина и внутрицепочечной цисплатиновой сшивке - в присутствии ионов Mn2+.

2. PrimPol обладает активностью по замещению цепи при синтезе на матрице с брешью, стимулируемой ионами Mn2+. PrimPol с большей эффективностью замещает цепь

ДНК, чем РНК, а наличие 5'-фосфата на запирающей цепи не оказывает влияния на эффективность вытеснения.

3. Репликативные факторы PolDIP2 и RPA стимулируют ДНК-полимеразную и транслезионную активности PrimPol, флэп-эндонуклеаза FEN1 стимулирует ДНК-полимеразную активность и активность по вытеснению цепи. Показана кооперация между PrimPol, PolDIP2 и ДНК-полимеразой экстендером Pol Z для прохождения повреждений ДНК in vitro.

4. PrimPol демонстрирует слабую промутагенную активность по включению некомплементарного dAMP напротив цитозина, mC и продукта его регулируемого окисления hmC, не связанную со статусом метилирования.

5. PrimPol осуществляет ДНК-праймазную активность по cis-механизму, когда в катализе принимают участие N-концевой каталитический и С-концевой регуляторный домены одной молекулы. Мотив цинкового пальца ZnF С-концевого домена PrimPol необходим для связывания инициаторного ATP при синтезе ДНК de novo.

6. Нокаут гена PRIMPOL повышает чувствительность клеток карциномы лёгкого человека А549 к действию окислительного стресса и алкилирующего агента ММС, но не влияет на ответ клеток на действие химиотерапевтических препаратов блеомицина и цисплатина.

Степень достоверности и апробация результатов работы

По результатам данной работы было опубликовано 9 статей в рецензируемых научных журналах. Основные результаты были представлены на 7 научных конференциях. Публикации в журналах:

1. Boldinova E.O., Stojkovic G., Khairullin R., Wanrooij S., Makarova A.V. (2017) Optimization of the expression, purification and polymerase activity reaction conditions of recombinant human PrimPol. PLoS ONE, 12(9): e0184489. IF=3.24

2. Boldinova E.O., Wanrooij P.H., Shilkin E.S., Wanrooij S., Makarova A.V. (2017) DNA Damage Tolerance by Eukaryotic DNA Polymerase and Primase PrimPol. Int. J. Mol. Sci., 18, 1584. IF=5.923

3. Makarova A.V., Boldinova E.O., Belousova E.A., Lavrik O.I. (2018) In vitro lesion bypass by human PrimPol. DNA Repair (Amst), 70, 18-24. IF = 4.913

4. Шилкин Е.С., Болдинова Е.О., Столяренко А.Д., Гончарова Р.И., Чупров-Неточин Р.Н., Смаль М.П., Макарова А.В. (2020) Транслезионный синтез и ре-инициация

синтеза ДНК в формировании устойчивости к химиотерапии. Биохимия, 85 (8), 869882. IF= 2.487

5. Шилкин Е.С., Болдинова Е.О., Столяренко А.Д., Гончарова Р.И., Чупров-Неточин Р.Н., Хайруллин Р.Ф., Смаль М.П., Макарова А.В. (2020) Транслезионный синтез ДНК и канцерогенез. Биохимия, том 85, (4), 494 - 506. IF= 2.487

6. Boldinova E.O., Belousova E.A., Gagarinskaya D.I., Maltseva E.A., Khodyreva S.N., Lavrik O.I., Makarova A.V. (2020) Strand Displacement Activity of PrimPol. Int JMol Sci., 21(23), 9027. IF=5.923

7. Boldinova E.O., Manukyan A. A., Makarova A.V. (2021) The active site residues Arg47 and Arg76 are critical for DNA binding and activity of human PrimPol. DNA Repair, 100, 103048. IF=4.913

8. Шилкин Е.С., Петрова Д.В., Полтораченко В.А., Болдинова Е.О., Жарков Д.О., Макарова А.В. (2021) Матричные свойства 5-метилцитозина и 5-гидроксиметилцитозина в реакциях с транслезионными и репаративными ДНК-полимеразами человека. Молекулярная биология, 55(2), 305-311. IF=1.374

9. Boldinova E.O., Yudkina A.V., Shilkin E.S., Gagarinskaya D.I., Baranovskiy A.G., Tahirov T.H., Zharkov D.O., Makarova A.V. (2021) Translesion activity of PrimPol on DNA with cisplatin and DNA-protein cross-links. Sci Rep, 11, 17588. IF= 4.379. Тезисы конференций:

1. Boldinova E.O., Belousova E.A., Makarova Anna V., Lavrik O.I., Makarova Alena V. In vitro lesion bypass by human PrimPol // Systems Biology of DNA Repair Processes and Programmed Cell Death (SbPCD-2018): Symposium, 22 Aug. 2018, Novosibirsk, Russia - p. 41 - ISBN 978-5-91291-038-8. DOI 10.18699/SbPCD-2018-03.

2. Болдинова Е.О., Макарова А.В. Белок PolDIP2 стимулирует ДНК-полимеразную активность PrimPol человека // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. (Тезисы VIII Международной школы молодых учёных по молекулярной генетике), 19-23 ноября 2018, Звенигород, Россия - c. 22.

3. Болдинова Е.О., Белоусова Е.А., Мальцева Е.О., Ходырева С.Н., Лаврик О.И., Макарова А.В. Активность PrimPol человека на ДНК-субстратах, содержащих бреши // Сборник тезисов Международного Конгресса «VII Съезд Вавиловского общества генетиков и селекционеров, посвященный 100-летию кафедры генетики СПбГУ, и ассоциированные симпозиумы», 18-22 июня 2019 г., Санкт-Петербург, Россия - c. 460.

4. Гагаринская Д.И, Болдинова Е.О., Белоусова Е.А., Мальцева Е.О., Ходырева С.Н., Лаврик О.И., Макарова А.В. Флэп-эндонуклеаза FEN1 стимулирует праймазу-

полимеразу PrimPol // Acta Naturae, Научные труды VI Съезда физиологов СНГ, VI Съезда биохимиков России, 1-6 октября, 2019, Дагомыс - T. 2, с. 133.

5. Boldinova E.O., Ghodke P.P.G., Makarova A.V., Pradeepkumar P. I., Miropolskaya N.A. Translesion DNA synthesis by human PrimPol on DNA templates containing N2-guanine adducts // VII Международная конференция молодых ученых: биофизи- ков, биотехнологов, молекулярных биологов и вирусологов — 2020: сб. тез. / АНО «Иннов. центр Кольцово». — Новосибирск: ИПЦ НГУ. - с. 397.

6. Болдинова Е.О., Шилкин Е.С., Гагаринская Д.И., Макарова А.В. ДНК-полимеразная активность PrimPol человека на матрице с внутрицепочечной цисплатиновой сшивкой // XXXIII Зимняя международная молодёжная научная школа "Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии" Москва, 8-11 февраля 2021 г. сборник тезисов - с. 46.

7. Громова А.С., Болдинова Е.О., Ким Д.В., Чупров-Неточин Р.Н., Жарков Д.О., Макарова А.В. Ответ клеток аденокарциномы легких человека с нокаутом гена PRIMPOL на повреждения ДНК // XXXIII зимняя международная молодёжная научная школа "Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии" Москва, 8-11 февраля 2021 г. сборник тезисов - с. 50.

Личное участие автора

Автор работы самостоятельно планировал и проводил большинство экспериментов, в том числе экспрессию и очистку белков (PrimPol WT, мутантные формы PrimPol R47A, R76A, R288A, N289A, R417A, R424A, PrimPoli-363, PrimPoli-363CD, PrimPol363-560, PolDIP2), тестирование ДНК-полимеразной, ДНК-праймазной активности PrimPol, активности по вытеснению цепи, анализ образования комплекса PrimPol - ДНК, получение и проверку линии клеток человека с нокаутом по гену PRIMPOL. Также автор принимал участие в интерпретации результатов экспериментов и в написании публикаций. Препараты белов RPA, Pol ß, Pol п и Pol Z были получены в лаборатории ранее (RPA и Pol Z -Макаровой А.В., Pol ß - Полтораченко В.А., Pol п - Козыревой К.А.) Препарат белка FEN1 был любезно предоставлен чл.-корр. РАН О.И. Лаврик (лаборатория биоорганической химии ферментов ИХБФМ СО РАН). Обработку клеток PRIMPOL"" ДНК-повреждающими агентами и анализ клеточного цикла проводили Громова А. С. и Чупров-Неточин Р.Н. (ФБМФ - МФТИ), автор участвовал в проведении экспериментов и анализе результатов.

Структура и объём работы

Диссертация включает введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение, выводы, список литературы и приложения. Материалы диссертации изложены на 167 страницах машинописного текста, содержат 46 рисунков и 15 таблиц. Список литературы включает 269 источников.

II. Обзор литературы 1. Пути образования повреждений ДНК

В ДНК под воздействием эндогенных и экзогенных факторов постоянно возникают повреждения, которые представляют собой модификации азотистых оснований, потерю азотистых оснований и нарушения структуры сахарофосфатного остова ДНК [24]. Удаление повреждений в клетках обеспечиваются разнообразными механизмами репарации, однако не все повреждения удается устранить до очередного раунда репликации. Повреждения ДНК, избежавшие репарации, могут нарушить работу высокоточных репликативных ДНКП, активные центры, которых строго руководствуются правилами Уотсон-Крика при включении нуклеотидов. Повреждения ДНК могут приводить к включению в новосинтезированную цепь некорректных нуклеотидов или полностью блокировать синтез ДНК.

Самыми частыми повреждениями ДНК являются апуриновые и апиримидиновые сайты (АП-сайты), которые возникают с частотой 10 000 - 20 000 АП-сайтов в клетке человека в сутки (рисунок 1) [25]. АП-сайты образуются в результате гидролиза N гликозидной связи между основанием и сахаром, и чаще всего появляются в областях активной репликации, так как одноцепочечные участки ДНК на отстающей цепи наиболее подвержены повреждениям [26]. АП-сайты могут возникать спонтанно, причём скорость депуринизации в 20 раз выше скорости депиримидизации, что обусловлено более высокой стабильностью К-гликозидной связи пиримидинов [25]. АП-сайты возникают также в результате отщепления оснований ДНК-гликозилазами в процессе ЭРО [27] и действия урацил-ДНК-гликозилаз при гипермутагенезе генов иммуноглобулинов у млекопитающих [28]. В геномной ДНК 99% молекул АП-сайтов находится в кольцевой фуранозной форме и 1% - в виде высокореакционного альдегида [29]. Альдегидные формы АП-сайтов способствуют формированию разрывов ДНК, внутрицепочечных и межцепочечных сшивок ДНК, сшивок между ДНК и белками [25]. Мутагенность фуранозной формы АП-сайтов обусловлена невозможностью формирования водородной связи с входящим нуклеотидом, в результате чего большинство ДНКП включает напротив АП-сайта ёАТР (так называемое «А-правило») или останавливается [25].

Различные клеточные процессы могут приводить к преобразованию нуклеотидов в урацил и его производные. Дезоксиурацил (ёИ) часто образуется в результате дезаминирования цитозина спонтанно или в процессе гипермутагенеза генов иммуноглобулинов, а также в результате прямого включения гИТР в ДНК [30]. Формилурацил (Ш) образуется в результате окисления тимина под действием УФ или

гамма-излучения [31]. Урацил и его производные активно устраняются из ДНК урацил-ДНК гликозилазами с образованием АП-сайтов [24].

Другой путь образования повреждений ДНК заключается в окислении азотистых оснований активными формами кислорода (АФК), возникающими в процессе клеточного метаболизма или под влиянием ионизирующего излучения [32]. В ДНК млекопитающих встречается более 100 типов повреждений, индуцированных АФК [33]. Одними из самых распространенных являются 8-дигидро-8-оксогуанин (8-охо-О) и тимидин гликоль (ТО) (рисунок 1), возникающие в клетке с частотой в среднем 1-2х103 8-охо-О и до 2х103 ТО в сутки [34]. 8-охо-О является высокомутагенным повреждением. Син-конформация 8-охо-О стимулирует включение некомплементарного ёЛТР в анти-конформации, в результате чего происходят ОС - ТА трансверсии [35]. ТО, в свою очередь, является высокотоксичным повреждением, блокирующим работу ферментов репликации. ТО имеет неплоскую структуру за счёт присутствия гидроксильных групп на С5 и С6 атомах кольца, в результате чего нарушаются стэкинг-взаимодействия [36].

£а [т<>т] сро [т(6-4)т] ро

Рисунок 1. Распространенные и биологически значимые повреждения ДНК [24].

Основания ДНК также подвергаются дезаминированию. Потеря аминогруппы может происходить в клетке спонтанно [37], при окислении активными формами азота [38] и в результате работы цитидиндезаминаз в процессе гипермутагенеза иммуноглобулиновых генов [28]. Основная опасность дезаминированных оснований заключается в их высоком мутагенном потенциале [39]. Спонтанное дезаминирование цитозина с образованием ёИ

происходит с частотой 100-500 событий в клетке в сутки [25]. Многие ДНКП включают напротив dU dATP, что приводит к CG - TA транзициям.

Алкилированные производные оснований (рисунок 1) возникают в ДНК под воздействием как экзогенных химических алкилирующих агентов, присутствующих в пищевых продуктах, лекарственных препаратах и производственном сырье, так и эндогенных продуктов метаболизма [24]. Алкильные группы могут быть разных размеров, оказывая ингибирующий эффект не только на точные репликативные ДНКП, но и на специализированные ДНКП. Например, №-метиладенин (Ю-ше-А) нарушает контакты между активным центром ДНКП и N3 атомом аденина, блокируя репликативные Pol а и 5 и снижая эффективность синтеза Pol i [40]. NT-метилгуанин (N7-me-G) часто превращается в цитотоксичный АП-сайт в результате спонтанной депуринизации [41]. Многие алкилированные производные оснований, например О6-метилгуанин (О^ше-G), обладают мутагенными свойствами, вызывая транзиции при репликации [24]. Предположительно, в сутки в клетке млекопитающих образуется около 10-30 остатков O6-me-G [24].

Экзоциклический #2-атом гуанина отличается высокой реакционной способностью и способен образовывать стабильные ДНК-аддукты под действием ароматических аминов [42], полициклических ароматических углеводородов [43], ацетальдегида [44,45] и других канцерогенных соединений [46,47]. Размер N2 -аддуктов гуанина варьирует от небольших алкильных групп [44,46] до объемных ароматических систем [48,49]. Главная опасность N2-dG аддуктов, выступающих в малую бороздку ДНК [49,50] заключается в нарушении взаимодействия ДНК с ДНКП, что приводит к остановке репликации [49,51].

В отдельную группу объемных повреждений ДНК можно отнести этенопроизводные оснований. Перекисное окисление липидов АФК приводит к выделению большого количества альдегидов, атакующих основания ДНК. В результате добавления двух углеродов происходит замыкание дополнительного кольца с образованием таких повреждений ДНК как 1,Л^-этеноаденин (вА), ^^-этеногуанин (1,2-bG) и 3,N4-этеноцитозин (вС) (рисунок 1) [52]. Экзоциклические этеногруппы блокируют формирование Уотсон-Криковских пар между нуклеотидами, ингибируя работу большинства ДНКП, что оказывает значительный мутагенный и генотоксический эффект [53]. вА блокирует работу репликативных ДНКП, например Pol 5, и многих транслезионных полимераз, таких как Pol к и Pol п [54]. Наиболее эффективный синтез на матрице с вА осуществляет Pol i, используя Хугстиновские взаимодействия при включении нуклеотидов [55].

Повреждения, нарушающие структуру двойной спирали ДНК, могут возникать под влиянием физических факторов. Ионизирующее излучение вызывает одноцепочечные и

двуцепочечные разрывы ДНК [56]. Ультрафиолетовое излучение (УФ-излучение) приводит к образованию циклобутановых пиримидиновых димеров (ЦПД) и пиримидин-пиримидоновых (6-4) фотопродуктов (рисунок 1), которые нарушают геометрию сахарофосфатного остова ДНК [57]. Нерепарированные фотопродукты представляют серьезное препятствие для репликации. ЦПД и (6-4) фотопродукты нарушают стэкинг-взаимодействия между парами оснований, сокращая расстояния между ними, что блокирует включение нуклеотида напротив повреждения высокоточными репликативными ДНКП [58].

К повреждениям, нарушающим структуру двойной спирали, относятся также и сшивки ДНК. Сшивки могут возникать между основаниями одной цепи (внутрицепочечные сшивки), между основаниями разных цепей (межцепочечные сшивки) и между ДНК и белками. Одним из наиболее важных агентов, образующих сшивки ДНК, является цисплатин и его производные, которые широко используются в химиотерапии опухолей [59]. Самыми распространенными типами платиновых аддуктов ДНК являются 1,2-внутрицепочечные сшивки между прилежащими гуанинами (1,2-GG-CisPt) (60-65% повреждений) и между прилежащими аденином и гуанином (20-25% сшивок)

(рисунок 2). Оставшиеся 10-20% повреждений приходятся на 1,3- и 1,4-внутрицепочечные сшивки, межцепочечные сшивки и сшивки ДНК с белками [60]. Образующиеся аддукты ДНК нарушают репликацию и транскрипцию, способствуя остановке клеточного цикла в фазе G2 и приводя к апоптозу [61].

Рисунок 2 Структура платиновых аддуктов ДНК, возникающих под действием цисплатина и его производных [62].

Таким образом, образующиеся в ДНК повреждения многочисленны и разнообразны.

Существует несколько основных механизмов репарации ДНК, обеспечивающих

стабильность генома в процессе жизненного цикла клетки.

2. Пути репарации повреждений ДНК

Повреждения ДНК удаляются в процессе репарации. В клетках млекопитающих существуют семь основных механизмов репарации: эксцизионная репарация оснований (ЭРО) и эксцизионная репарация нуклеотидов (ЭРН), инцизионная репарация нуклеотидов (ИРН), мисматч-репарация (ММР), репарация разрывов ДНК с помощью гомологичной рекомбинации (ГР) и негомологичного соединения концов (НСК) и прямое восстановление структуры оснований [24,63].

В процессе ЭРО удаляются повреждения ДНК, не нарушающие структуру двойной спирали. Данный процесс в основном происходит в фазу G1 клеточного цикла [63]. Поврежденные основания распознаются и удаляются специфичными ДНК-гликозилазами, катализирующими гидролиз N-гликозидной связи. Образующиеся АП-сайты являются субстратами для апуриновой-апиримидиновой эндонуклеазы 1 (APE1), гидролизующей 5'-фосфодиэфирную связь, с образованием одноцепочечного разрыва. Некоторые ДНК-гликозилазы являются бифункциональными ферментами, способными катализировать разрыв как N-гликозидной, так и фосфодиэфирной связи (с З'-стороны от АП-сайта). В зависимости от того, с какой стороны от АП-сайта был внесён разрыв дальнейшая репарация может пойти по двум путям: короткозаплаточному и длиннозаплаточному [64]. В короткозаплаточном пути ДНКП Pol ß благодаря 5'-дезоксирибофосфат (5'-дРФ) лиазной активности удаляет 5'-дРФ, оставшийся после APE1, и застраивает однонуклеотидный гэп с последующим лигированием при помощи комплекса ДНК лигазы LIG3a/XRCC1. В длиннозаплаточном пути ДНКП Pol ß синтезирует достаточно длинный отрезок ДНК (2-20н), вытесняя при этом цепь ДНК, образуя ДНК-флэп, который затем отрезает фермент флэп эндонуклеаза 1(FEN1). После застраивания бреши ДНК лигируются ДНК-лигазой LIG1 [64].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Болдинова Елизавета Олеговна, 2022 год

Список литературы

[1] T. Lindahl, D.E. Barnes, Repair of endogenous DNA damage, Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 65 (2000) 127-133. https://doi.org/10.1101/sqb.2000.65.127.

[2] T.S. Dexheimer, DNA Repair Pathways and Mechanisms, in: DNA Repair Cancer Stem Cells, 2013: pp. 19-32. https://doi.org/10.1007/978-94-007-4590-2.

[3] D. Cortez, Replication-Coupled DNA Repair, Mol. Cell. 74 (2019) 866-876. https://doi.org/10.1016yj.molcel.2019.04.027.

[4] S. García-Gómez, A. Reyes, M.I. Martínez-Jiménez, S. Chocrón, S. Mourón, G. Terrados, C. Powell, E. Salido, J. Méndez, I.J. Holt, L. Blanco, PrimPol, an Archaic Primase/Polymerase Operating in Human Cells, Mol. Cell. 52 (2013) 541-553. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.09.025.

[5] J. Bianchi, S.G. Rudd, S.K. Jozwiakowski, L.J. Bailey, V. Soura, E. Taylor, I. Stevanovic, A.J. Green, T.H. Stracker, H.D. Lindsay, A.J. Doherty, Primpol bypasses UV photoproducts during eukaryotic chromosomal DNA replication, Mol. Cell. 52 (2013) 566-573. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.10.035.

[6] L. Wan, J. Lou, Y. Xia, B. Su, T. Liu, J. Cui, Y. Sun, H. Lou, J. Huang, HPrimpol1/CCDC111 is a human DNA primase-polymerase required for the maintenance of genome integrity, EMBO Rep. 14 (2013) 1104-1112. https://doi.org/10.1038/embor.2013.159.

[7] K. Kobayashi, T.A. Guilliam, M. Tsuda, J. Yamamoto, L.J. Bailey, S. Iwai, S. Takeda, A.J. Doherty, K. Hirota, Repriming by PrimPol is critical for DNA replication restart downstream of lesions and chain-terminating nucleosides, Cell Cycle. 15 (2016) 19972008. https://doi.org/10.1080/15384101.2016.1191711.

[8] L.J. Bailey, J. Bianchi, A.J. Doherty, PrimPol is required for the maintenance of efficient nuclear and mitochondrial DNA replication in human cells, Nucleic Acids Res. 47 (2019) 4026-4038. https://doi.org/10.1093/nar/gkz056.

[9] L.J. Bailey, J. Bianchi, N. Hégarat, H. Hochegger, A.J. Doherty, PrimPol-deficient cells exhibit a pronounced G2 checkpoint response following UV damage, Cell Cycle. 15 (2016) 908-918. https://doi.org/10.1080/15384101.2015.1128597.

[10] S. Mourón, S. Rodriguez-Acebes, M.I. Martínez-Jiménez, S. García-Gómez, S. Chocrón, L. Blanco, J. Méndez, SUPPLEMENATRY Repriming of DNA synthesis at stalled replication forks by human PrimPol, Nat. Struct. Mol. Biol. 20 (2013) 1383-1389. https://doi.org/10.1038/nsmb.2719.

[11] M.I. Martínez-Jiménez, S. García-Gómez, K. Bebenek, G. Sastre-Moreno, P.A. Calvo, A. Díaz-Talavera, T.A. Kunkel, L. Blanco, Alternative solutions and new scenarios for translesion DNA synthesis by human PrimPol, DNA Repair (Amst). 29 (2015) 127-138. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2015.02.013.

[12] O. Rechkoblit, RE. Johnson, Y.K. Gupta, L. Prakash, S. Prakash, A.K. Aggarwal, Structural basis of DNA synthesis opposite 8-oxoguanine by human PrimPol primase-polymerase, Nat. Commun. 12 (2021) 4020. https://doi.org/10.1038/s41467-021-24317-z.

[13] T.A. Guilliam, S.K. Jozwiakowski, A. Ehlinger, R.P. Barnes, S.G. Rudd, L.J. Bailey, J.M. Skehel, K.A. Eckert, W.J. Chazin, A.J. Doherty, Human PrimPol is a highly error-prone polymerase regulated by single-stranded DNA binding proteins, Nucleic Acids Res. 43 (2015) 1056-1068. https://doi.org/10.1093/nar/gku1321.

[14] S. Svikovic, A. Crisp, S.M. Tan-Wong, T.A. Guilliam, A.J. Doherty, N.J. Proudfoot, G. Guilbaud, J.E. Sale, R-loop formation during S phase is restricted by PrimPol-mediated repriming, EMBO J. 38 (2019) e99793. https://doi.org/10.15252/embj.201899793.

[15] T.J. Butler, K.N. Estep, J.A. Sommers, R.W. Maul, A.Z. Moore, S. Bandinelli, F. Cucca, M.A. Tuke, A.R. Wood, S.K. Bharti, F. Bogenhagen, E. Yakubovskaya, M. Garcia-diaz, T.A. Guilliam, A.K. Byrd, K.D. Raney, A.J. Doherty, L. Ferrucci, D. Schlessinger, J. Ding, R.M. Brosh Jr., Mitochondrial genetic variation is enriched in G-quadruplex regions that stall DNA synthesis in vitro, Hum Mol Genet. 29 (2020) 1292-1309. https://doi.org/10.1093/hmg/ddaa043.

[16] T.A. Guilliam, N.C. Brissett, A. Ehlinger, B.A. Keen, P. Kolesar, E. Taylor, L.J. Bailey, H.D. Lindsay, W.J. Chazin, A.J. Doherty, Molecular basis for PrimPol recruitment to replication forks by RPA, Nat. Commun. 8 (2017) 15222. https://doi .org/10.1038/ncomm s15222.

[17] B. Pilzecker, O.A. Buoninfante, C. Pritchard, O.S. Blomberg, I.J. Huijbers, P.C.M. Van Den Berk, H. Jacobs, PrimPol prevents APOBEC/AID family mediated DNA mutagenesis, Nucleic Acids Res. 44 (2016) 4734-4744. https://doi.org/10.1093/nar/gkw123.

[18] K. Kasamo, M. Nakamura, Y. Daimou, A. Sano, A PRIMPOL mutation and variants in multiple genes may contribute to phenotypes in a familial case with chronic progressive external ophthalmoplegia symptoms, Neurosci. Res. 157 (2020) 58-63. https://doi.org/10.1016/j.neures.2019.07.006.

[19] H. Yuan, Q. Wang, Y. Li, S. Cheng, J. Liu, Y. Liu, Concurrent pathogenic variants in SLC6A1/NOTCH1/PRIMPOL genes in a Chinese patient with myoclonic-atonic epilepsy, mild aortic valve stenosis and high myopia, BMC Med. Genet. 21 (2020) 1-5. https://doi.org/10.1186/s12881-020-01035-9.

[20] A. Díaz-Talavera, P.A. Calvo, D. González-Acosta, M. Díaz, G. Sastre-Moreno, L. Blanco-Franco, S. Guerra, M.I. Martínez-Jiménez, J. Méndez, L. Blanco, A cancer-associated point mutation disables the steric gate of human PrimPol, Sci. Rep. 9 (2019) 1121. https://doi.org/10.1038/s41598-018-37439-0.

[21] A. Quinet, S. Tirman, J. Jackson, S. Svikovic, D. Lema9on, D. Carvajal-Maldonado, D. González-Acosta, A.T. Vessoni, E. Cybulla, M. Wood, S. Tavis, L.F.Z. Batista, J. Méndez, J.E. Sale, A. Vindigni, PRIMPOL-Mediated Adaptive Response Suppresses Replication Fork Reversal in BRCA-Deficient Cells, Mol. Cell. 77 (2019) 461-474.e9. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2019.10.008.

[22] Á.J. Picher, B. Budeus, O. Wafzig, C. Krüger, S. García-Gómez, M.I. Martínez-Jiménez, A. Díaz-Talavera, D. Weber, L. Blanco, A. Schneider, TruePrime is a novel method for whole-genome amplification from single cells based on TthPrimPol, Nat. Commun. 7 (2016). https://doi.org/10.1038/ncomms13296.

[23] R. Agudo, P.A. Calvo, M.I. Martínez-Jiménez, L. Blanco, Engineering human PrimPol into an efficient RNA-dependent-DNA primase/polymerase, Nucleic Acids Res. 45 (2017) 9046-9058. https://doi .org/10.1093/nar/gkx633.

[24] Игнатов А. В., Бондаренко К. А., Макарова А. В., Необъемные повреждения ДНК у человека: пути образования, репарации и репликации, Acta Naturae. 9 (2017) 13-28. https://doi.org/10.32607/20758251-2017-9-3-12-26

[25] P.S. Thompson, D. Cortez, New insights into abasic site repair and tolerance, DNA Repair (Amst). 90 (2020) 102866. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2020.102866.

[26] P.D. Chastain, J. Nakamura, S. Rao, H. Chu, J.G. Ibrahim, J.A. Swenberg, D.G. Kaufman, Abasie sites preferentially form at regions undergoing DNA replication, FASEB J. 24 (2010) 3674-3680. https://doi.org/10.1096/fj.09-145276.

[27] H.E. Krokan, M. Bj0ras, Base Excision Repair, Cold Spring Harb Perspect Biol. 5 (2013) a012583. https://doi.org/10.1101/eshperspeet.a012583.

[28] Z. Chen, J.H. Wang, Generation and Repair of AID-initiated DNA Lesions in B Lymphocytes, Front. Med. 8 (2014) 201-216. https://doi.org/10.1007/s11684-014-0324-4.Generation.

[29] J. Lhomme, J.-F. Constant, M. Demeunynek, Abasie DNA Structure , Reactivity , and Recognition, Biopolymers. 52 (1999) 65-83. https://doi.org/10.1002/1097-0282(1999)52:2<65::AID-BIP1>3.0.C0;2-U.

[30] R. Olinski, M. Jurgowiak, T. Zaremba, Uracil in DNA — Its biological significance, Mutat. Res. 705 (2010) 239-245. https://doi.org/10.1016yj.mrrev.2010.08.001.

[31] S. Bjelland, H. Änensen, I. Kn^velsrud, E. Seeberg, Cellular effects of 5-formyluracil in DNA, Mutat. Res. 486 (2001) 147-154.

[32] R. De Bont, N. Van Larebeke, Endogenous DNA damage in humans: a review of quantitative data, Mutagenesis. 19 (2004) 169-185. https://doi .org/10.1093/mutage/geh025.

[33] B.N. Ames, Endogenous oxidative dna damage, aging, and cancer, Free Rad. Res. Comms. 7 (1989) 121-128.

[34] B. Van Loon, E. Markkanen, U. Hübscher, Oxygen as a friend and enemy : How to combat the mutational potential of 8-oxo-guanine, DNA Repair (Amst). 9 (2010) 604-616. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2010.03.004.

[35] A. V Yudkina, E.S. Shilkin, A. V Endutkin, A. V. Makarova, D.O. Zharkov, Reading and Misreading 8-oxoguanine, a Paradigmatic Ambiguous Nueleobase, Crystals. 9 (2019) 131. https://doi.org/10.3390/eryst9050269

[36] N.G. Dolinnaya, E.A. Kubareva, E.A. Romanova, R.M. Trikin, T.S. Oretskaya, Thymidine glycol: the effect on DNA molecular structure and enzymatic processing, Bioehimie. 95 (2012) 134-147. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2012.09.008.

[37] J. Shen, W.M. Rideout, P.A. Jones, The rate of hydrolytie deamination of 5-methylcytosine in double-stranded DNA, Nucleic Acids Res. 22 (1994) 972-976. https://doi.org/10.1093/nar/22.6.972

[38] H. Ohshima, M. Tatemiehi, T. Sawa, Chemical basis of inflammation-induced carcinogenesis, Arch. Bioehem. Biophys. 417 (2003) 3-11. https://doi.org/10.1016/S0003-9861(03)00283-2.

[39] S. Yonekura, N. Nakamura, S. Yonei, Q.-M. Zhang-Akiyama, Generation , Biological Consequences and Repair Mechanisms of Cytosine Deamination in DNA, J. Radiat. Res. 50 (2009) 19-26. https://doi.org/10.1269/jrr.08080.

[40] B.S. Plosky, E.G. Frank, D A. Berry, G.P. Vennall, J.P. Mcdonald, R. Woodgate, Eukaryotic Y-family polymerases bypass a 3-methyl-2-deoxyadenosine analog in vitro and methyl methanesulfonate-indueed DNA damage in vivo, Nucleic Acids Res. 36 (2008) 2152-2162. https://doi .org/10.1093/nar/gkn058.

[41] D. Fu, J.A. Calvo, L.D. Samson, Balancing repair and tolerance of DNA damage caused by

alkylating agents, Nat. Rev. Cancer. 12 (2012) 104-120. https://doi .org/10.1038/nrc3185.SERIES.

[42] R.J. Turesky, Aromatic Amines and Heterocyclic Aromatic Amines: From Tobacco Smoke to Food Mutagens, in: Chem. Biol. DNA Damage, 2010: pp. 157-183. https://doi.org/10.1002/9783527630110.ch7

[43] T.M. Penning, Polycyclic Aromatic Hydrocarbons: Multiple Metabolic Pathways and the DNA Lesions Formed, in: Chem. Biol. DNA Damage, 2010: pp. 131-155. https://doi.org/10.1002/9783527630110.ch6

[44] P.J. Brooks, S. Zakhari, Acetaldehyde and the Genome : Beyond Nuclear DNA Adducts and Carcinogenesis, Environ. Mol. Mutagen. 91 (2014) 77-91. https://doi.org/10.1002/em.

[45] S. Balbo, L. Meng, R.L. Bliss, J.A. Jensen, D.K. Hatsukami, S.S. Hecht, Kinetics of DNA adduct formation in the oral cavity after drinking alcohol, Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 21 (2012) 601-608. https://doi.org/10.1158/1055-9965.EPI-11-1175.

[46] M. Yasui, S. Matsui, M. Ihara, Y.R.S. Laxmi, S. Shibutani, T. Matsuda, Translesional synthesis on a DNA template containing N2-methyl-2'-deoxyguanosine catalyzed by the Klenow fragment of Escherichia coli DNA polymerase I, Nucleic Acids Res. 29 (2001) 1994-2001. https://doi.org/10.1093/nar/29.9.1994

[47] E. Forgacs, G. Latham, W.A. Beard, R. Prasad, K. Bebenek, T A. Kunkel, S.H. Wilson, R.S. Lloyd, Probing Structure / Function Relationships of HIV-1 Reverse Transcriptase with Styrene Oxide N2-Guanine Adducts, J. Biol. Chem. 272 (1997) 8525-8530. https://doi.org/10.1074/jbc.272.13.8525.

[48] C. Bendadani, W. Meinl, B.H. Monien, G. Dobbernack, H. Glatt, The carcinogen 1 -methylpyrene forms benzylic DNA adducts in mouse and rat tissues in vivo via a reactive sulphuric acid ester, Arch. Toxicol. 88 (2014) 815-821. https://doi.org/10.1007/s00204-013-1182-6.

[49] P.P. Ghodke, S. Harikrishna, P.I. Pradeepkumar, Synthesis and Polymerase-Mediated Bypass Studies of the N2 - Deoxyguanosine DNA Damage Caused by a Lucidin Analogue, J. Org. Chem. 80 (2015) 2128-2138. https://doi.org/10.1021/jo502627b.

[50] P.P. Ghodke, K.R. Gore, S. Harikrishna, J. Kottur, D.T. Nair, P.I. Pradeepkumar, The N2-Furfuryl-Deoxyguanosine (fdG) Adduct Does Not Alter the Structure of B-DNA, J. Org. Chem. 81 (2016) 502-511. https://doi.org/10.1021/acs.joc.5b02341.

[51] F.W. Perrino, P. Blans, S. Harvey, S.L. Gelhaus, C. Mcgrath, S.A. Akman, G.S. Jenkins, W.R. Lacourse, J.C. Fishbein, The N2-Ethylguanine and the O6-Ethyl- and O6-Methylguanine Lesions in DNA Contrasting Responses from the "Bypass" DNA Polymerase n and the Replicative DNA Polymerase a, Chem. Res. Toxicol. 16 (2003) 1616-1623. https://doi.org/10.1021/tx034164f

[52] L. Gros, A.A. Ishchenko, M. Saparbaev, Enzymology of repair of etheno-adducts, Mutat. Res. 531 (2003) 219-229. https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2003.07.008.

[53] K.L. Rioux, S. Delaney, 1,N6 - Ethenoadenine: From Molecular to Biological Consequences, Chem. Res. Toxicol. 33 (2020) 2688-2698. https://doi.org/10.1021/acs.chemrestox.0c00326.

[54] R.L. Levine, H. Miller, A. Grollman, E. Ohashi, H. Ohmori, C. Masutani, F. Hanaoka, M. Moriya, Translesion DNA Synthesis Catalyzed by Human Pol eta and Pol kappa across 1, N6-Ethenodeoxyadenosine, J. Biol. Chem. 276 (2001) 18717-18721.

https://doi.org/10.1074/jbc.M102158200.

[55] D.T. Nair, R.E. Johnson, L. Prakash, S. Prakash, A.K. Aggarwal, Hoogsteen base pair formation promotes synthesis opposite the 1,N6 -ethenodeoxyadenosine lesion by human DNA polymerase iota, Nat. Struct. Mol. Biol. 13 (2006) 619-625. https://doi.org/10.1038/nsmb1118.

[56] J.F. Ward, DNA Damage Produced by Ionizing Radiation in Mammalian Cells : Identities, Mechanisms of Formation , and Reparability, Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 35 (1988) 95-125. https://doi.org/10.1016/S0079-6603(08)60611 -X

[57] H. Ikehata, T. Ono, The Mechanisms of UV Mutagenesis, J. Radiat. Res. 125 (2011) 115125. https://doi.org/10.1269/jrr.10175.

[58] W. Yang, Surviving the sun: Repair and bypass of DNA UV lesions, Protein Sci. 20 (2011) 1781-1789. https://doi.org/10.1002/pro.723.

[59] S. Dasai, P.B. Tchounwou, Cisplatin in cancer therapy : molecular mechanisms of action, Eur. J. Pharmacol. 740 (2014) 364-378. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2014.07.025.

[60] G. Natile, F. Cannito, Platinum Drugs , Nucleotides and DNA: The Role of Interligand Interactions, in: Met. Complex-DNA Interact., 2009: pp. 135-173. https://doi.org/10.1002/9781444312089.ch5

[61] E.R. Jamieson, S.J. Lippard, Structure , Recognition , and Processing of Cisplatin - DNA Adducts, Chem.Rev. 99 (1999) 2467-2498. https://doi.org/10.1021/cr980421n.

[62] Е.С. Шилкин, Е.О. Болдинова, А.Д. Столяренко, Р.И. Гончарова, Р.Н. Чупров-Неточин, М.П. Смаль, А.В. Макарова, Транслезионный синтез и ре-инициация синтеза ДНК в формировании устойчивости к химиотерапии, Биохимия. 85 (2020) 1021-1036. https://doi.org/10.31857/S0320972520080035.

[63] N. Chatterjee, G.C. Walker, Mechanisms of DNA damage, repair and mutagenesis, Env. Mol Mutagen. 58 (2017) 235-263. https://doi.org/10.1002/em.22087.Mechanisms.

[64] D.O. Zharkov, Base excision DNA repair, Cell. Mol. Life Sci. 65 (2008) 1544-1565. https://doi.org/10.1007/s00018-008-7543-2.

[65] M. Duan, J. Ulibarri, K.J. Liu, P. Mao, Role of Nucleotide Excision Repair in Cisplatin Resistance, Int. J. Mol. Sci. 21 (2020) 9248. https://doi.org/10.3390/ijms21239248.

[66] S.C. Shuck, E.A. Short, J.J. Turchi, Eukaryotic nucleotide excision repair, from understanding mechanisms to influencing biology, Cell Res. 18 (2008) 64-72. https://doi.org/10.1038/cr.2008.2

[67] O.D. Scharer, Nucleotide Excision Repair in Eukaryotes, Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 5 (2013) a012609. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a012609

[68] T.A. Kunkel, Evolving Views of DNA Replication (In)Fidelity, Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 74 (2009) 91-101. https://doi.org/10.1101/sqb.2009.74.027.

[69] N. Pecina-Slaus, A. Kafka, I. Salamon, A. Bukovac, Mismatch Repair Pathway , Genome Stability and Cancer, Front. Mol. Biosci. 7 (2020) 122. https://doi.org/10.3389/fmolb.2020.00122.

[70] A. V. Mazin, O.M. Mazina, D. V. Bugreev, M.J. Rossi, Rad54, the Motor of Homologous Recombination, DNA Repair (Amst). 9 (2010) 286-302. https://doi .org/10.1016/j. dnarep.2009.12.006.

[71] X. Li, W.-D. Heyer, Homologous recombination in DNA repair and DNA damage tolerance, Cell Res. 18 (2008) 99-113. https://doi.org/10.1038/cr.2008.1.

[72] M. Mcvey, V.Y. Khodaverdian, D. Meyer, P. Goncalves-Cerqueira, W. Heyer, Eukaryotic DNA Polymerases in Homologous Recombination, Annu. Rev. Genet. 50 (2016) 393-421. https://doi .org/10.1146/annurev-genet-120215-03 5243.

[73] M. Sebesta, P. Burkovics, S. Juhasz, S. Zhang, J.E. Szabo, M.Y.W.T. Lee, L. Haracska, L. Krejci, Role of PCNA and TLS polymerases in D-loop extension during homologous recombination in humans, DNA Repair (Amst). 12 (2013) 691-698. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2013.05.001.

[74] T. Kawamoto, K. Araki, E. Sonoda, Y.M. Yamashita, K. Harada, K. Kikuchi, C. Masutani, F. Hanaoka, K. Nozaki, N. Hashimoto, S. Takeda, Dual Roles for DNA Polymerase n in Homologous DNA Recombination and Translesion DNA Synthesis, Mol. Cell. 20 (2005) 793-799. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2005.10.016.

[75] H.H.Y. Chang, N.R. Pannunzio, N. Adachi, MR. Lieber, Non-homologous DNA end joining and alternative pathways to double-strand break repair, Nat Rev Mol Cell Biol. 18 (2017) 495-506. https://doi.org/10.1038/nrm.2017.48.

[76] D.J. Chang, K.A. Cimprich, DNA damage tolerance: When it's OK to make mistakes, Nat. Chem. Biol. 5 (2009) 82-90. https://doi.org/10.1038/nchembio.139.

[77] G. Ghosal, J. Chen, DNA damage tolerance: a double-edged sword guarding the genome, Transl. Cancer Res. 2 (2013) 107-129. https://doi.org/10.3978/j.issn.2218-676X.2013.04.01.

[78] Е.С. Шилкин, Е.О. Болдинова, А.Д. Столяренко, Р.И. Гончарова, Р.Н. Чупров-Неточин, Р.Ф. Хайруллин, М.П. Смаль, А.В. Макарова, Транслезионный Синтез Днк И Канцерогенез, Биохимия. 85 (2020) 494-506. https://doi.org/10.31857/s032097252004003x.

[79] Y. Gao, E. Mutter-rottmayer, A. Zlatanou, C. Vaziri, Y. Yang, Mechanisms of Post-Replication DNA Repair, Genes (Basel). 8 (2017) 64. https://doi.org/10.3390/genes8020064.

[80] D. Branzei, F. Vanoli, M. Foiani, SUMOylation regulates Rad18-mediated template switch, Nature. 456 (2008) 915-920. https://doi.org/10.1038/nature07587.

[81] A. Quinet, D. Lemaçon, A. Vindigni, Replication Fork Reversal: Players and Guardians, Mol. Cell. 68 (2017) 830-833. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2017.11.022.

[82] E. Johansson, N. Dixon, Replicative DNA Polymerases, Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 5 (2013) a012799. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a012799.

[83] A.G. Baranovskiy, N.D. Babayeva, Y. Zhang, J. Gu, Y. Suwa, Y.I. Pavlov, T.H. Tahirov, Mechanism of Concerted RNA-DNA Primer Synthesis by the Human Primosome, J. Biol. Chem. 291 (2016) 10006-10020. https://doi.org/10.1074/jbc.M116.717405.

[84] S. Wanrooij, M. Falkenberg, The human mitochondrial replication fork in health and disease, Biochim. Biophys. Acta. 1797 (2010) 1378-1388. https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2010.04.015.

[85] W. Yang, Y. Gao, Translesion and Repair DNA Polymerases : Diverse Structure and Mechanism, Annu. Rev. Biochem. 87 (2018) 239-261. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-062917-012405

[86] M. Hogg, A.E. Sauer-eriksson, E. Johansson, Promiscuous DNA synthesis by human DNA polymerase n, Nucleic Acids Res. 40 (2012) 2611-2622. https://doi.org/10.1093/nar/gkr1102.

[87] F. Marini, N. Kim, R.D. Wood, F. Marini, N. Kim, A. Schuffert, R.D. Wood, POLN , a Nuclear PolA Family DNA Polymerase Homologous to the DNA Cross-link Sensitivity Protein Mus308, J. Biol. Chem. 278 (2003) 32014-32019. https://doi.org/10.1074/jbe.M305646200.

[88] M. Muzi-faleoni, M. Giannattasio, M. Foiani, P. Plevani, The DNA Polymerase a -Primase Complex: Multiple Functions and Interactions, ScientificWorldJournal. 3 (2003) 21-33. https://doi.org/10.1100/tsw.2003.05.

[89] A. V. Makarova, P.M. Burgers, Eukaryotic DNA polymerase Z, DNA Repair (Amst). 29 (2015) 47-55. https://doi.org/10.1016Zj.dnarep.2015.02.012.

[90] W.A. Beard, S.H. Wilson, Structure and Mechanism of DNA Polymerase ß, Chem. Rev. 106 (2006) 361-382. https://doi.org/10.1021/er0404904.

[91] M. Garcia-Diaz, O. Dominguez, L.A. Lopez-Fernandez, L.T. De Lera, M.L. Saniger, J.F. Ruiz, M. Parraga, M.J. Garcia-Ortiz, T. Kirehhoff, J. del Mazo, A. Bernad, L. Blanco, DNA Polymerase X, a Novel Eukaryotic DNA Polymerase with a Potential Role in Meiosis, J. Mol. Biol. 301 (2000) 851-867. https://doi.org/10.1006/jmbi.2000.4005.

[92] J.F. Ruiz, O. Dominguez, T. Lain de Lera, M. Garcia-Diaz, A. Bernad, L. Blanco, DNA polymerase p, a candidate hypermutase ?, Philos. Trans. R. Soe. B. 356 (2001) 99-109. https://doi.org/10.1098/rstb.2000.0754.

[93] E.A. Motea, A. Berdis, Terminal Deoxynueleotidyl Transferase: The Story of a Misguided DNA Polymerase, Bioehim. Biophys. Acta. 1804 (2010) 1151-1166. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2009.06.030.

[94] A. V. Makarova, A. V Ignatov, N. Miropolskaya, A. Kulbaehinskiy, Roles of the active site residues and metal cofactors in noncanonical base-pairing during catalysis by human DNA polymerase i, DNA Repair (Amst). 22 (2014) 67-76. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2014.07.006.

[95] A. Vaisman, R. Woodgate, Translesion DNA polymerases in eukaryotes: what makes them tick?, Crit. Rev. Bioehem. Mol. Biol. 52 (2017) 274-303. https://doi.org/10.1080/10409238.2017.1291576.

[96] C. Biertumpfel, Y. Zhao, Y. Kondo, S. Ramon-Maiques, M. Gregory, J.Y. Lee, C. Masutani, A.R. Lehmann, F. Hanaoka, W. Yang, Structure and Mechanism of Human DNA Polymerase n, Nature. 465 (2010) 1044-1048. https://doi.org/10.1038/nature09196.

[97] C. Masutani, Mechanisms of accurate translesion synthesis by human DNA polymerase n, EMBO J. 19 (2000) 3100-3109. https://doi.org/10.1093/emboj/19.12.3100.

[98] C. Masutani, R. Kusumoto, A. Yamada, N. Dohmae, M. Yokoi, M. Yuasa, M. Araki, S. Iwai, K. Takio, F. Hanaoka, The XPV (xeroderma pigmentosum variant) gene encodes human DNA polymerase n, Nature. 399 (1999) 700-704. https://doi.org/10.1038/21447

[99] M.G. Pence, J. Choi, M. Egli, F.P. Guengerieh, Structural Basis for Proficient Incorporation of dTTP Opposite O6 -Methylguanine by Human DNA Polymerase i, J. Bioligical Chem. 285 (2010) 40666-40672. https://doi.org/10.1074/jbe.M110.183665.

[100] J. Choi, F.P. Guengerieh, Kinetic Evidence for Inefficient and Error-prone Bypass across Bulky N2 -Guanine DNA Adduets by Human DNA Polymerase i, J. Biol. Chem. 281 (2006)

12315-12324. https://doi.org/10.1074/jbc.M600112200.

[101] A. V. Makarova, C. Grabow, L. V. Gening, V.Z. Tarantul, T.H. Tahirov, T. Bessho, Y.I. Pavlov, Inaccurate DNA synthesis in cell extracts of yeast producing active human DNA Polymerase i, PLoS One. 6 (2011) e16612. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0016612.

[102] E.J. Tokarsky, V. V Gadkari, W.J. Zahurancik, C.K. Malik, K. Basu, Z. Suo, O. State, B. Program, O. State, B. Program, Pre-Steady-State Kinetic Investigation of Bypass of a Bulky Guanine Lesion by Human Y-family DNA Polymerases, DNA Repair (Amst). (2016) 2028. https://doi.org/10.1016Zj.dnarep.2016.08.002.

[103] O P. Yockey, V. Jha, P.P. Ghodke, T. Xu, W. Xu, H. Ling, P.I. Pradeepkumar, L. Zhao, Mechanism of Error-Free DNA Replication Past Lucidin-Derived DNA Damage by Human DNA Polymerase k, Chem. Res. Toxicol. 30 (2017) 2023-2032. https://doi.org/10.1021/acs.chemrestox.7b00227.

[104] S. Lone, S.A. Townson, S.N. Uljon, RE. Johnson, A. Brahma, D.T. Nair, S. Prakash, L. Prakash, A.K. Aggarwal, Article Human DNA Polymerase k Encircles DNA : Implications for Mismatch Extension and Lesion Bypass, Mol. Cell. 25 (2007) 601-614. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2007.01.018.

[105] L. Zhao, P.P. Christov, I.D. Kozekov, M.G. Pence, P. s Pallan, C.J. Rizzo, M. Egli, F.P. Guengerich, Replication of N2,3-Ethenoguanine by DNA Polymerases, Angew. Chemie Int. Ed. 51 (2012) 5466-5469. https://doi.org/10.1002/anie.201109004.

[106] R. Jain, A.K. Aggarwal, O. Rechkoblit, Eukaryotic DNA polymerases, Curr. Opin. Struct. Biol. 53 (2018) 77-87. https://doi.org/10.1016/j.sbi.2018.06.003.

[107] Z. Livneh, Z. Omer, S. Shachar, Multiple two-polymerase mechanisms in mammalian translesion DNA synthesis, Cell Cycle. 9 (2010) 729-735. https://doi.org/10.4161/cc.9A10727.

[108] J.H. Yoon, G. Bhatia, S. Prakash, L. Prakash, Error-free replicative bypass of thymine glycol by the combined action of DNA polymerases k and Z in human cells, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (2010) 14116-14121. https://doi.org/10.1073/pnas.1007795107.

[109] Y. Lee, M.T. Gregory, W. Yang, Human Pol Z purified with accessory subunits is active in translesion DNA synthesis and complements Pol n in cisplatin bypass, PNAS. 111 (2014) 2954-2959. https://doi.org/10.1073/pnas.1324001111.

[110] J. Yamtich, J.B. Sweasy, DNA Polymerase Family X: Function, Structure, and Cellular Roles, Biochim. Biophys. Acta. 1804 (2010) 1136-1150. https://doi.org/10.1038/jid.2014.371.

[111] B.A. Kaufman, B. Van Houten, POLB: A new role of DNA polymerase ß in mitochondrial base excision repair, DNA Repair (Amst). 60 (2017) 1-10. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2017.11.002.

[112] O. Dominguez, J.F. Ruiz, T. Lain de Lera, M. Garcia-diaz, M.A. Gonzalez, T. Kirchhoff, C. Martinez-A, A. Bernard, L. Blanco, DNA polymerase p (Pol micro), homologous to TdT, could act as a DNA mutator in eukaryotic cells, EMBO J. 19 (2000) 1731-1742. https://doi.org/10.1093/emboj/19.7.1731.

[113] W.A. Beard, DNA polymerase ß : Closing the gap between structure and function, DNA Repair (Amst). 93 (2020) 102910. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2020.102910.

[114] K. Bebenek, L.C. Pedersen, T.A. Kunkel, Structure - Function Studies of DNA Polymerase X, Biochemistry. 53 (2014) 2781-2792. https://doi.org/10.1021/bi4017236

[115] E.K. Braithwaite, R. Prasad, D.D. Shock, E.W. Hou, W A. Beard, S.H. Wilson, DNA Polymerase X Mediates a Back-up Base Excision Repair Activity in Extracts of Mouse Embryonic Fibroblasts, J. Biol. Chem. 280 (2005) 18469-18475. https://doi.org/10.1074/jbe.M411864200.

[116] B. Bertocci, A. De Smet, J.C. Weill, C.A. Reynaud, Nonoverlapping Functions of DNA Polymerases p, X, and Terminal Deoxynueleotidyltransferase during Immunoglobulin V(D)J Recombination in vivo, Immunity. 25 (2006) 31-41. https://doi.org/10.1016/j.immuni.2006.04.013.

[117] Y. Lee, Y. Gao, W. Yang, How a homolog of high-fidelity replieases conducts mutagenic DNA synthesis, Nat. Struct. Mol. Biol. 22 (2015) 298-303. https://doi.org/10.1038/nsmb.2985.

[118] R.D. Wood, S. Doublie, DNA polymerase 0 (POLQ), double-strand break repair, and cancer, DNA Repair (Amst). 44 (2016) 22-32. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2016.05.003.

[119] K. Beagan, R.L. Armstrong, A. Witsell, U. Roy, N. Renedo, A.E. Baker, O D. Seharer, M. Mcvey, Drosophila DNA polymerase 0 utilizes both helicase-like and polymerase domains during mierohomology-mediated end joining and interstrand crosslink repair, PLOS Genet. 13 (2017)e1006813.

[120] P.A. Mateos-gomez, F. Gong, N. Nair, K.M. Miller, E. Lazzerini-denehi, A. Sfeir, Mammalian polymerase 0 promotes alternative NHEJ and suppresses recombination, Nature. 518 (2015) 254-257. https://doi.org/10.1038/nature14157.

[121] A. Gonzalez-Magana, F.J. Blanco, Human PCNA Structure , Function , and Interactions, Biomoleeules. 10 (2020) 570. https://doi.org/10.3390/biom10040570

[122] A.A. Rizzo, D.M. Korzhnev, The Rev1-Pol Z translesion synthesis mutasome: Structure, interactions and inhibition, in: Enzymes, 1st ed., Elsevier Inc., 2019: pp. 139-181. https://doi.org/10.1016/bs.enz.2019.07.001.

[123] C. Guo, E. Sonoda, T. Tang, J.L. Parker, A.B. Bielen, S. Takeda, HD. Ulrich, E C. Friedberg, REV1 protein interacts with PCNA : significance of the REV1 BRCT domain in vitro and in vivo, Mol. Cancer Res. 23 (2006) 265-271. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2006.05.038.

[124] L.M. Iyer, E. V. Koonin, D.D. Leipe, L. Aravind, Origin and evolution of the archaeo-eukaryotic primase superfamily and related palm-domain proteins: Structural insights and new members, Nucleic Acids Res. 33 (2005) 3875-3896. https://doi.org/10.1093/nar/gki702.

[125] S.G. Rudd, L. Glover, S.K. Jozwiakowski, D. Horn, A.J. Doherty, PPL2 translesion polymerase is essential for the completion of chromosomal DNA replication in the african trypanosome, Mol. Cell. 52 (2013) 554-565. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.10.034.

[126] B.A. Keen, S.K. Jozwiakowski, L.J. Bailey, J. Bianehi, A.J. Doherty, Molecular dissection of the domain architecture and catalytic activities of human PrimPol, Nucleic Acids Res. 42 (2014) 5830-5845. https://doi.org/10.1093/nar/gku214.

[127] M.K. Zafar, A. Ketkar, M.F. Lodeiro, C.E. Cameron, R.L. Eoff, Kinetic analysis of human PrimPol DNA polymerase activity reveals a generally error-prone enzyme capable of accurately bypassing 7,8-dihydro-8-oxo-2'-deoxyguanosine, Biochemistry. 53 (2014) 6584-6594. https://doi.org/10.1021/bi501024u.

[128] W. Yang, J.Y. Lee, M. Nowotny, Making and Breaking Nucleic and Substrate Specificity, Mol. Cell. Oncol. 22 (2006) 5-13. https://doi.org/10.10167j.molcel.2006.03.013.

[129] A.M.P. Romani, Cellular magnesium homeostasis, Arch. Biochem. Biophys. 512 (2011) 13-58. https://doi.org/10.1017/UP09780987073051.003.

[130] K. Kalia, W. Jiang, W. Zheng, Manganese accumulates primarily in nuclei of cultured brain cells, Neurotoxicology. 29 (2008) 466-470. https://doi.org/10.1016Zj.neuro.2008.02.012.

[131] D.G. Kehres, M.E. Maguire, Emerging themes in manganese transport , biochemistry and pathogenesis in bacteria, FEMS Microbiol. Rev. 27 (2003) 263-290. https://doi.org/10.1016/S0168-6445(03)00052-4.

[132] J. Boudet, J. Devillier, F.H. Allain, G. Lipps, Structures to complement the archaeo-eukaryotic primases catalytic cycle description : What ' s next ?, CSBJ. 13 (2015) 339-351. https://doi.org/10.1016/j.csbj.2015.04.006.

[133] S.G. Rudd, J. Bianchi, A.J. Doherty, PrimPol—A new polymerase on the block, Mol. Cell. Oncol. 1 (2014) 1-10. https://doi.org/10.4161/23723548.2014.960754.

[134] M.I. Martínez-Jiménez, P.A. Calvo, S. García-Gómez, S. Guerra-González, L. Blanco, The Zn-finger domain of human PrimPol is required to stabilize the initiating nucleotide during DNA priming, Nucleic Acids Res. 46 (2018) 4138-4151. https://doi.org/10.1093/nar/gky230.

[135] D.N. Frick, C.C. Richardson, DNA PRIMASES, Annu. Rev. Biochem. 70 (2001) 39-80. https://doi .org/10.1146/annurev.biochem.70.1.39.

[136] R. Torregrosa-Muñumer, J. Forslund, S. Goffart, A. Pfeiffer, G. Stojkovic, G. Carvalho, N. Al-Furoukh, L. Blanco, S. Wanrooij, J.L.O. Pohjoismaki, PrimPol is required for replication reinitiation after mtDNA damage, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 114 (2017) 11398-11403. https://doi.org/10.1073/pnas.1705367114.

[137] L. Blanco, P.A. Calvo, A. Diaz-Talavera, G. Carvalho, N. Calero, A. Martínez-Carrón, C. Velázquez-Ruiz, S. Villadangos, S. Guerra, M.I. Martínez-Jiménez, Mechanism of DNA primer synthesis by human PrimPol, Enzymes. 45 (2019) 289-310. https://doi.org/10.1016/bs.enz.2019.06.003.

[138] O. Rechkoblit, Y.K. Gupta, R. Malik, K.R. Rajashankar, RE. Johnson, L. Prakash, S. Prakash, A.K. Aggarwal, Structure and mechanism of human PrimPol, a DNA polymerase with primase activity, Sci. Adv. 2 (2016) e1601317. https://doi .org/10.1126/sciadv.1601317.

[139] L.D. Langston, M. O'Donnell, DNA polymerase 5 is highly processive with proliferating cell nuclear antigen and undergoes collision release upon completing DNA, J. Biol. Chem. 283 (2008) 29522-29531. https://doi.org/10.1074/jbc.M804488200.

[140] E.J. Tokarsky, P.C. Wallenmeyer, K.K. Phi, Z. Suo, Significant impact of divalent metal ions on the fidelity, sugar selectivity, and drug incorporation efficiency of human PrimPol, DNA Repair (Amst). 49 (2016) 51-59. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2016.11.003.

[141] A.C. Mislak, K.S. Anderson, Insights into the molecular mechanism of polymerization and nucleoside reverse transcriptase inhibitor incorporation by human PrimPol, Antimicrob. Agents Chemother. 60 (2016) 561-569. https://doi.org/10.1128/AAC.02270-15.

[142] W. Xu, W. Zhao, N. Morehouse, M.O. Tree, L. Zhao, Divalent Cations Alter the Rate-Limiting Step of PrimPol-Catalyzed DNA Elongation, J. Mol. Biol. 431 (2019) 673-686. https://doi.org/10.1016/jjmb.2019.01.002.

[143] J.A. Brown, L.R. Pack, J.D. Fowler, Z. Suo, Pre-steady-state kinetic analysis of the incorporation of anti-HIV nucleotide analogs catalyzed by human X- and Y-family DNA polymerases, Antimicrob. Agents Chemother. 55 (2011) 276-283. https://doi.org/10.1128/AAC.01229-10.

[144] J.S. Williams, T.A. Kunkel, Ribonucleotides in DNA: Origins, repair and consequences Jessica, DNA Repair (Amst). 19 (2014) 27-37. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2014.03.029.Ribonucleotides.

[145] T. Yasukawa, A. Reyes, T.J. Cluett, M. Yang, M. Bowmaker, H.T. Jacobs, I.J. Holt, Replication of vertebrate mitochondrial DNA entails transient ribonucleotide incorporation throughout the lagging strand, 25 (2006) 5358-5371. https://doi.org/10.1038/sj.emboj.7601392.

[146] M. Garcia-Diaz, K. Bebenek, J.M. Krahn, L.C. Pedersen, T.A. Kunkel, Role of the catalytic metal during polymerization by DNA polymerase X, DNA Repair (Amst). 6 (2007) 13331340. https://doi.org/10.1016Zj.dnarep.2007.03.005.

[147] M.G. Pence, P. Blans, C.N. Zink, J.C. Fishbein, F.W. Perrino, Bypass of N2 -ethylguanine by human DNA polymerase k, DNA Repair (Amst). 10 (2011) 56-64. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2010.09.007.

[148] T.E. Gunter, C.E. Gavin, K.K. Gunter, The case for manganese interaction with mitochondria, Neurotoxicology. 30 (2009) 727-729. https://doi.org/10.1016/j.neuro.2009.05.003.

[149] M.F. Goodman, R. Woodgate, Translesion DNA polymerases, Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 5 (2013) 1-20. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a010363.

[150] P.A. Calvo, G. Sastre-Moreno, C. Perpiñá, S. Guerra, M.I. Martínez-Jiménez, L. Blanco, The invariant glutamate of human PrimPol DxE motif is critical for its Mn2+ -dependent distinctive activities, DNA Repair (Amst). 77 (2019) 65-75. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2019.03.006.

[151] T.A. Guilliam, L.J. Bailey, N.C. Brissett, A.J. Doherty, PolDIP2 interacts with human PrimPol and enhances its DNA polymerase activities, Nucleic Acids Res. 44 (2016) 33173329. https://doi.org/10.1093/nar/gkw175.

[152] K. Kazutoshi, G. Stojkovic, C. Velázquez-Ruiz, M.I. Martínez-Jiménez, M. Doimo, T. Laurent, A. Berner, A.E. Perez-Rivera, L. Jenninger, L. Blanco, S. Wanrooij, A unique arginine cluster in PolDIP2 enhances nucleotide binding and DNA synthesis by PrimPol, Nucleic Acids Res. 49 (2021) 2179-2191. https://doi.org/10.1093/nar/gkab049.

[153] B.A. Keen, L.J. Bailey, S.K. Jozwiakowski, A.J. Doherty, Human PrimPol mutation associated with high myopia has a DNA replication defect, Nucleic Acids Res. 42 (2014) 12102-12111. https://doi.org/10.1093/nar/gku879.

[154] D.I. Gagarinskaya, A. V. Makarova, A multifunctional protein PolDIP2 in DNA translesion synthesis, in: Adv. Exp. Med. Biol., 2020: pp. 35-45. https://doi.org/10.1007/978-3-030-41283-8_3.

[155] X. Xu, S. Vaithiyalingam, G.G. Glick, D A. Mordes, W.J. Chazin, D. Cortez, The Basic Cleft of RPA70N Binds Multiple Checkpoint Proteins , Including RAD9 , To Regulate ATR Signaling, Mol. Cell. Biol. 28 (2008) 7345-7353. https://doi.org/10.1128/MCB.01079-08.

[156] S. Mourón, S. Rodriguez-acebes, M.I. Martínez-jiménez, S. García-gómez, S. Chocrón, L. Blanco, J. Méndez, Repriming of DNA synthesis at stalled replication forks by human

PrimPol, Nat. Struct. Mol. Biol. 1 (2013) 1383-1389. https://doi.org/10.1038/nsmb.2719.

[157] G. Stojkovic, A. V. Makarova, P.H. Wanrooij, J. Forslund, P.M. Burgers, S. Wanrooij, Oxidative DNA damage stalls the human mitochondrial replisome, Sci. Rep. 6 (2016) 113. https://doi.org/10.1038/srep28942.

[158] A.L. Piberger, A. Bowry, R. Kelly, A.K. Walker, D. Gonzalez, L.J. Bailey, A.J. Doherty, J. Mendez, J.R. Morris, H.E. Bryant, E. Petermann, PrimPol-dependent single-stranded gap formation mediates homologous recombination at bulky DNA adducts, Nat. Commun. 11 (2020) 5863. https://doi.org/10.1038/s41467-020-19570-7.

[159] D. Schiavone, S.K. Jozwiakowski, M. Romanello, G. Guilbaud, T.A. Guilliam, L.J. Bailey, J.E. Sale, A.J. Doherty, PrimPol Is Required for Replicative Tolerance of G Quadruplexes in Vertebrate Cells, Mol. Cell. 61 (2016) 161-169. https://doi.org/10.1016yj.molcel.2015.10.038.

[160] G. Bai, C. Kermi, H. Stoy, C.J. Schiltz, J. Bacal, A.M. Zaino, M.K. Hadden, B.F. Eichman, M. Lopes, K.A. Cimprich, HLTF Promotes Fork Reversal, Limiting Replication Stress Resistance and Preventing Multiple Mechanisms of Unrestrained DNA Synthesis, Mol. Cell. 78 (2020) 1237-1251.e7. https://doi.org/10.1016Zj.molcel.2020.04.031.

[161] J. Mcintyre, R. Woodgate, Regulation of translesion DNA synthesis: posttranslational modification of lysine residues in key proteins, DNA Repair (Amst). 29 (2015) 166-179. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2015.02.011.

[162] M. Bai, D. Ti, Q. Mei, J. Liu, X. Yan, D. Chen, X. Li, Z. Wu, W. Han, Posttranslational Modifications in DNA Repair, Biomed Res. Int. 2020 (2020) 7493902. https://doi .org/10.1155/2020/7493902.

[163] T. Keiji, The proteasome : Overview of structure and functions, Proc. Japan Acad. 85 (2009) 12-36. https://doi.org/10.2183/pjab/85.12.

[164] Y. Yan, Z. Xu, J. Huang, G. Guo, M. Gao, W. Kim, X. Zeng, J A. Kloeber, Q. Zhu, F. Zhao, K. Luo, Z. Lou, The deubiquitinase USP36 Regulates DNA replication stress and confers therapeutic resistance through PrimPol stabilization, Nucleic Acids Res. (2020) 1 -16. https://doi.org/10.1093/nar/gkaa1090.

[165] A. Yoshimura, M. Oikawa, H. Jinbo, Y. Hasegawa, T. Enomoto, M. Seki, WRNIP1 controls the amount of PrimPol, Biol. Pharm. Bull. 42 (2019) 764-769. https://doi.org/10.1248/bpb.b18-00955.

[166] R.P. Wong, N. Garcia-Rodriguez, N. Zilio, M. Hanulova, H. Ulrich, Processing of DNA Polymerase-Blocking Lesions during Genome Replication Is Spatially and Temporally Segregated from Replication Forks Article Processing of DNA Polymerase-Blocking Lesions during Genome Replication Is Spatially and Temporally Segregated fr, Mol. Cell. 77 (2020) 1-14. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2019.09.015.

[167] M.I. Martínez-Jiménez, A. Lahera, L. Blanco, Human PrimPol activity is enhanced by RPA, Sci. Rep. 7 (2017) 783. https://doi.org/10.1038/s41598-017-00958-3.

[168] G. Maga, E. Crespan, E. Markkanen, R. Imhof, A. Furrer, G. Villani, U. Hubscher, B. Van Loon, DNA polymerase 5-interacting protein 2 is a processivity factor for DNA polymerase X during 8-oxo-7,8-dihydroguanine bypass, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 110 (2013) 18850-18855. https://doi.org/10.1073/pnas.1308760110.

[169] A. Tissier, R. Janel-bintz, S. Coulon, E. Klaile, P. Kannouche, R.P.P. Fuchs, A.M. Cordonnier, Crosstalk between replicative and translesional DNA polymerases : PDIP38

interacts directly with Pol n, DNA Repair (Amst). 9 (2010) 922-928. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2010.04.010.

[170] M. Tsuda, S. Ogawa, M. Ooka, K. Kobayashi, K. Hirota, M. Wakasugi, T. Matsunaga, T. Sakuma, T. Yamamoto, S. Chikuma, H. Sasanuma, M. Debatisse, A.J. Doherty, R.P.P. Fuchs, S. Takeda, PDIP38/PolDIP2 controls the DNA damage tolerance pathways by increasing the relative usage of translesion DNA synthesis over template switching, PLoS One. 14 (2019) 1-23. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0213383.

[171] K.A. Cimprich, D. Cortez, ATR: An Essential Regulator of Genome Integrity, Nat Rev Mol Cell Biol. 9 (2008) 616-627. https://doi.org/10.1038/nrm2450.

[172] J.C. Saldivar, D. Cortez, K.A. Cimprich, The essential kinase ATR: ensuring faithful duplication of a challenging genome, Nat Rev Mol Cell Biol. 18 (2017) 622-636. https://doi.org/10.1038/nrm.2017.67.

[173] C. Van, S. Yan, W.M. Michael, S. Waga, K.A. Cimprich, Continued primer synthesis at stalled replication forks contributes to checkpoint activation, J Cell Biol. 189 (2010) 233246. https://doi.org/10.1083/jcb.200909105.

[174] M.B. Vallerga, S.F. Mansilla, MB. Federico, AP. Bertolin, V. Gottifredi, Rad51 recombinase prevents Mre11 nuclease-dependent degradation and excessive PrimPol-mediated elongation of nascent DNA after UV irradiation, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112 (2015) 6624-6633. https://doi.org/10.1073/pnas.1508543112.

[175] F.B. Couch, C.E. Bansbach, R. Driscoll, J.W. Luzwick, G.G. Glick, ATR phosphorylates SMARCAL1 to prevent replication fork collapse, Genes Dev. 27 (2013) 1610-1623. https://doi.org/10.1101/gad.214080.113.

[176] G. Leuzzi, V. Marabitti, P. Pichierri, A. Franchitto, WRNIP 1 protects stalled forks from degradation and promotes fork restart after replication stress, EMBO J. 35 (2016) 14371451. https://doi.org/10.15252/embj .201593265

[177] F. Zhao, J. Wu, A. Xue, Y. Su, X. Wang, X. Lu, Z. Zhou, J. Qu, X. Zhou, Exome sequencing reveals CCDC111 mutation associated with high myopia, Hum. Genet. 132 (2013) 913921. https://doi.org/10.1007/s00439-013-1303-6.

[178] J. Li, Q. Zhang, Primpol mutation: Functional study does not always reveal the truth, Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 56 (2015) 1181-1182. https://doi.org/10.1167/iovs.14-16072.

[179] V.N. Duong, L. Zhou, M.I. Martínez-Jiménez, L. He, M. Cosme, L. Blanco, E. Paintsil, K.S. Anderson, Identifying the role of PrimPol in TDF-induced toxicity and implications of its loss of function mutation in an HIV+ patient, Sci. Rep. 10 (2020) 9343. https://doi.org/10.1038/s41598-020-66153-z.

[180] J.C. Stockert, R.W. Horobin, L.L. Colombo, A. Blázquez-Castro, Tetrazolium salts and formazan products in Cell Biology: Viability assessment, fluorescence imaging, and labeling perspectives, Acta Histochem. 120 (2018) 159-167. https://doi.org/10.1016/j.acthis.2018.02.005.

[181] T.J. Mead, V. Lefebvre, Proliferation Assays (BrdU and EdU) on Skeletal Tissue Sections, Methods Mol Biol. 1130 (2014) 233-243. https://doi.org/10.1007/978-1-62703-989-5.

[182] G. Maga, G. Villani, E. Crespan, U. Wimmer, E. Ferrari, B. Bertocci, U. Hu, 8-oxo-guanine bypass by human DNA polymerases in the presence of auxiliary proteins, Nature. 447 (2007) 606-609. https://doi.org/10.1038/nature05843.

[183] J. Leon, K. Sakumi, E. Castillo, Z. Sheng, S. Oka, Y. Nakabeppu, 8-Oxoguanine accumulation in mitochondrial DNA causes mitochondrial dysfunction and impairs neuritogenesis in cultured adult mouse cortical neurons under oxidative conditions, Sci. Rep. 6 (2016) 22086. https://doi.org/10.1038/srep22086.

[184] R. De Bont, N. van Larebeke, Endogenous DNA damage in humans: A review of quantitative data, Mutagenesis. 19 (2004) 169-185. https://doi .org/10.1093/mutage/geh025.

[185] L.J. Marnett, J.P. Plastaras, Endogenous DNA damage and mutation, Trends Genet. 17 (2001) 214-221. https://doi.org/10.1016/s0168-9525(01)02239-9

[186] M. Tsunoda, T. Sakaue, S. Naito, T. Sunami, A. Naoko, U. Yoshihito, A. Matsuda, A. Takenaka, Insights into the Structures of DNA Damaged by Hydroxyl Radical: Crystal Structures of DNA Duplexes Containing 5-Formyluracil, J. Nucleic Acids. 2010 (2010) 107289. https://doi.org/10.4061/2010/107289.

[187] T. Miyashita, A. Ono, S. Izuta, Kinetic analysis of nucleotides incorporated opposite oxidized thymine bases on template DNA, Nucleic Acids Res. 2 (2002) 255-256. https://doi.org/10.1093/nass/2.1.255

[188] E.A. Belousova, O.I. Lavrik, Repair of Clustered Damage and DNA Polymerase i, Biochem. 80 (2015) 1010-1018. https://doi.org/10.1134/S0006297915080064

[189] E.A. Belousova, I.A. Vasileva, N.A. Moor, T S. Zatsepin, T S. Oretskaya, O.I. Lavrik, Clustered DNA Lesions Containing 5-Formyluracil and AP Site: Repair via the BER System, PLoS One. 8 (2013) 1-11. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0068576.

[190] W.P. Roos, A. Tsaalbi-Shtylik, R. Tsaryk, F. Güvercin, N. De Wind, B. Kaina, The translesion polymerase Rev3L in the tolerance of alkylating anticancer drugs, Mol. Pharmacol. 76 (2009) 927-934. https://doi.org/10.1124/mol.109.058131.

[191] L.J. Reha-Krantz, R.L. Nonay, R.S. Day, S.H. Wilson, Replication of O6-methylguanine-containing DNA by repair and replicative DNA polymerases, J. Biol. Chem. 271 (1996) 20088-20095. https://doi.org/10.1074/jbc.271.33.20088.

[192] J.Y. Choi, G. Chowdhury, H. Zang, K.C. Angel, C.C. Vu, L A. Peterson, F.P. Guengerich, Translesion synthesis across O6-alkylguanine DNA adducts by recombinant human DNA polymerases, J. Biol. Chem. 281 (2006) 38244-38256. https://doi.org/10.1074/jbc.M608369200.

[193] F.P. Guengerich, N -HYDROXYARYLAMINES, Drug Metab. Rev. 34 (2002) 607-623. https://doi.org/10.1081/dmr-120005663

[194] B. Moorthy, C. Chu, D.J. Carlin, Polycyclic Aromatic Hydrocarbons : From Metabolism to Lung Cancer, Toxicol. Sci. 145 (2015) 5-15. https://doi.org/10.1093/toxsci/kfv040.

[195] F.P. Guengerich, Interactions of Carcinogen-Bound DNA with Individual DNA Polymerases, Chem. Rev. 106 (2006) 420-452. https://doi.org/10.1021/cr0404693

[196] H. Zang, T.M. Harris, F.P. Guengerich, Kinetics of Nucleotide Incorporation Opposite DNA Bulky Guanine #2-Adducts by Processive Bacteriophage T7 DNA Polymerase (Exonuclease-) and HIV-1 Reverse Transcriptase, J. Bioligical Chem. 280 (2005) 11651178. https://doi.org/10.1074/jbc.M405996200.

[197] A. Rodr, Z. Liu, C.H. Lin, S. Ding, Y. Cai, A. Kolbanovskiy, M. Kolbanovskiy, S. Amin, S. Broyde, N.E. Geacintov, Nuclear Magnetic Resonance Studies of an #2-Guanine Adduct Derived from the Tumorigen Dibenzo[a,l]pyrene in DNA: Impact of Adduct

Stereochemistry, Size, and Local DNA Sequence on Solution Conformations, Biochemistry. 53 (2014) 1827-1841.

[198] J. Choi, F.P. Guengerieh, Adduet Size Limits Efficient and Error-free Bypass Across Bulky N2 -Guanine DNA Lesions by Human DNA Polymerase n, J. Mol. Biol. 352 (2005) 72-90. https://doi.org/10.1016/jjmb.2005.06.079.

[199] P.P. Ghodke, P. Bommisetti, D.T. Nair, P.I. Pradeepkumar, Synthesis of N2-Deoxyguanosine Modified DNAs and the Studies on Their Translesion Synthesis by the E. coli DNA Polymerase IV, J. Org. Chem. 84 (2019) 1734-1747. https://doi.org/10.1021/aes.joe.8b02082.

[200] L. Jia, N.E. Geaeintov, S. Broyde, The N-elasp of human DNA polymerase k promotes blockage or error-free bypass of adenine- or guanine-benzo [ a ] pyrenyl lesions, Nucleic Acids Res. 36 (2008) 6571-6584. https://doi.org/10.1093/nar/gkn719.

[201] W. Yang, R. Woodgate, What a difference a decade makes : Insights into translesion DNA synthesis, Proe. Natl. Acad. Sei. U. S. A. 104 (2007) 15591-15598.

[202] E. Boldinova, P. Ghodke, S. Sudhakar, V.K. Mishra, A. Manukyan, M. Nataliya, P. Pradeepkumar, A. Makarova, Translesion synthesis across N2-ethyl-deoxyguanosine adduct by human PrimPol, ACS Chem. Biol. (2022).

[203] E. Crespan, U. Hubseher, G. Maga, Error-free bypass of 2-hydroxyadenine by human DNA polymerase X with Proliferating Cell Nuclear Antigen and Replication Protein A in different sequence contexts, Nucleic Acids Res. 35 (2007) 5173-5181. https://doi.org/10.1093/nar/gkm568.

[204] C. Kim, B.F. Paulus, M.S. Wold, Interactions of Human Replication Protein A with Oligonucleotides, Biochemistry. 33 (1994) 14197-14206. https://doi.org/10.1021/bi00251a031

[205] K. Stehlikova, H. Kostrhunova, J. Kasparkova, V. Brabec, DNA bending and unwinding due to the major 1,2-GG intrastrand cross-link formed by antitumor cis-diamminediehloroplatinum(II) are flanking-base independent, Nucleic Acids Res. 30 (2002) 2894-2898. https://doi.org/10.1093/nar/gkf405.

[206] J. Hoffmann, M. Pillaire, G. Maga, V. Podust, U. Hobseher, G. Villani, DNA polymerase ß bypasses in vitro a single d(GpG)-cisplatin adduet placed on eodon 13 of the HRAS gene, Proe. Natl. Acad. Sei. U. S. A. 92 (1995) 5356-5360. https://doi.org/10.1073/pnas.92.12.5356

[207] J.P. Mcdonald, A. Tissier, E.G. Frank, S. Iwai, F. Hanaoka, R. Woodgate, DNA polymerase i and related Rad30-like enzymes, Philos. Trans. R. Soe. London. 356 (2001) 53-60. https://doi.org/10.1098/rstb.2000.0748.

[208] G. Maga, G. Villani, K. Ramadan, I. Shevelev, N. Tanguy, L. Gae, L. Blanco, G. Blanea, S. Spadari, U. Hu, Human DNA Polymerase X Functionally and Physically Interacts with Proliferating Cell Nuclear Antigen in Normal and Translesion DNA Synthesis, J. Biol. Chem. 277 (2002) 48434-48440. https://doi.org/10.1074/jbe.M206889200.

[209] A. Vaisman, S.E. Lim, S M. Patrick, W.C. Copeland, D C. Hinkle, J.J. Turehi, S.G. Chaney, Effect of DNA Polymerases and High Mobility Group Protein 1 on the Carrier Ligand Specificity for Translesion Synthesis past Platinum - DNA Adduets, Biochemistry. 38 (1999) 11026-11039. https://doi.org/10.1021/bi9909187

[210] A. Vaisman, S.G. Chaney, The Efficiency and Fidelity of Translesion Synthesis past

Cisplatin and Oxaliplatin GpG Adducts by Human DNA Polymerase ß, J. Biol. Chem. 275 (2000) 13017-13025. https://doi.org/10.1021/bi000130k.

[211] A. Vaisman, M.W. Warren, S.G. Chaney, The Effect of DNA Structure on the Catalytic Efficiency and Fidelity of Human DNA Polymerase ß on Templates with Platinum-DNA Adducts, J. Biol. Chem. 276 (2001) 18999-19005. https://doi.org/10.1074/jbc.M007805200.

[212] E. Bassett, A. Vaisman, J.M. Havener, C. Masutani, F. Hanaoka, S.G. Chaney, Efficiency of Extension of Mismatched Primer Termini across from Cisplatin and Oxaliplatin Adducts by Human DNA Polymerases ß and n in vitro, Biochemistry. 42 (2003) 14197-14206. https://doi.org/10.1021/bi035359p.

[213] A. Vaisman, C. Masutani, F. Hanaoka, S.G. Chaney, Efficient Translesion Replication Past Oxaliplatin and Cisplatin GpG Adducts by Human DNA polymerase n, Biochemistry. 39 (2000)4575-4580.

[214] O.A. Olivero, P.K. Chang, D.M. Lopez-Larraza, M.C. Semino-Mora, M.C. Poirier, Preferential formation and decreased removal of cisplatin-DNA adducts in Chinese hamster ovary cell mitochondrial DNA as compared to nuclear DNA, Mutat. Res. - Genet. Toxicol. Environ. Mutagen. 391 (1997) 79-86. https://doi.org/10.1016/S0165-1218(97)00037-2.

[215] R.V. Carpio, TD. Silverstein, S. Lone, RE. Johnson, L. Prakash, S. Prakash, A.K. Aggarwal, Role of Human DNA Polymerase k in Extension Opposite from a cis - syn Thymine Dimer, J. Mol. Biol. 408 (2011) 252-261. https://doi.org/10.1016/jjmb.2011.02.042.

[216] M.T. Washington, I G. Minko, RE. Johnson, L. Haracska, T.M. Harris, R.S. Lloyd, S. Prakash, L. Prakash, Efficient and Error-Free Replication past a Minor-Groove N2 -Guanine Adduct by the Sequential Action of Yeast Rev1 and DNA Polymerase Z, Mol. Cell. Biol. 24 (2004) 6900-6906. https://doi.org/10.1128/MCB.24.16.6900.

[217] R.E. Johnson, M.T. Washington, L. Haracska, S. Prakash, L. Prakash, Eukaryotic polymerases i and Z act sequentially to bypass DNA lesions, Nature. 406 (2000) 1015-1019. https://doi.org/10.1038/35023030

[218] F. Wu, X. Lin, T. Okuda, S B. Howell, DNA Polymerase Z Regulates Cisplatin Cytotoxicity, Mutagenicity, and The Rate of Development of Cisplatin Resistance, Cancer Res. 64 (2004) 8029-8035. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-03-3942.

[219] S. Sharma, N.A. Shah, A.M. Joiner, K.H. Roberts, C.E. Canman, DNA polymerase Z is a major determinant of resistance to platinum-based chemotherapeutic agents, Mol. Pharmacol. 81 (2012) 778-787. https://doi.org/10.1124/mol.111.076828.

[220] V. Jha, H. Ling, Structural Basis for Human DNA Polymerase k to Bypass Cisplatin Intrastrand Cross-Link (Pt-GG) Lesion as an Efficient and Accurate Extender, J. Mol. Biol. 430 (2018) 1577-1589. https://doi.org/10.1016/jjmb.2018.04.023.

[221] R. Bezalel-Buch, Y.K. Cheun, U. Roy, O.D. Schärer, P.M. Burgers, Bypass of DNA interstrand crosslinks by a Rev1-DNA polymerase Z complex, Nucleic Acids Res. 48 (2020) 8461-8473. https://doi.org/10.1093/nar/gkaa580.

[222] L. Haracska, S. Prakash, L. Prakash, Yeast DNA Polymerase Z Is an Efficient Extender of Primer Ends Opposite from 7,8-Dihydro-8-Oxoguanine and O6-Methylguanine, Mol. Cell. Biol. 23 (2003) 1453-1459. https://doi.org/10.1128/mcb.23.4.1453-1459.2003.

[223] R.E. Johnson, S.L. Yu, S. Prakash, L. Prakash, Yeast DNA polymerase zeta (Z) is essential

for error-free replication past thymine glycol, Genes Dev. 17 (2003) 77-87. https://doi.org/10.1101/gad.1048303.

[224] B. Singh, X. Li, K.M. Owens, A. Vanniarajan, P. Liang, K.K. Singh, Human REV3 DNA polymerase Z localizes to mitochondria and protects the mitochondrial genome, PLoS One. 10 (2015) e0140409. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0140409.

[225] A G. Baranovskiy, Y. Zhang, Y. Suwa, N.D. Babayeva, J. Gu, Y.I. Pavlov, T.H. Tahirov, Crystal Structure of the Human Primase, J. Biol. Chem. 290 (2015) 5635-5646. https://doi.org/10.1074/jbe.M114.624742.

[226] G. Wang, M.G. Klein, E. Tokonzaba, Y. Zhang, L G. Holden, X.S. Chen, The structure of a DnaB-family replieative heliease and its interactions with primase, Nat. Struct. Mol. Biol. 15 (2008) 94-100. https://doi.org/10.1038/nsmb1356.

[227] U. Qimron, S. Lee, M. Hamdan, C.C. Richardson, Primer initiation and extension by T7 DNA primase, EMBO J. 25 (2006) 2199-2208. https://doi.org/10.1038/sj.emboj.7601112.

[228] E.O. Boldinova, G. Stojkovie, R. Khairullin, S. Wanrooij, A. V. Makarova, Optimization of the expression, purification and polymerase activity reaction conditions of recombinant human PrimPol, PLoS One. 12 (2017) 1-15. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0184489.

[229] A.-S. Yang, B. Honing, On the pH dependence of Protein Stability, J. Mol. Biol. 231 (1993) 459-474.

[230] E.P. O'Brien, B.R. Brooks, D. Thirumalai, Effects of pH on proteins: Predictions for ensemble and single molecule pulling experiments, J. Am. Chem. Soe. 134 (2012) 979987. https://doi.org/10.1021/ja206557y.Effeets.

[231] N.A. Cavanaugh, R.D. Kuehta, Initiation of new DNA strands by the herpes simplex virus-1 primase-helicase complex and either herpes DNA polymerase or human DNA polymerase a, J. Biol. Chem. 284 (2009) 1523-1532. https://doi.org/10.1074/jbe.M805476200.

[232] F. Huang, X. Lu, C. Yu, P. Sliz, L. Wang, B. Zhu, Molecular Dissection of the Primase and Polymerase Activities of Deep-Sea Phage NrS-1 Primase-Polymerase, Front. Microbiol. 12 (2021) 766612. https://doi.org/10.3389/fmieb.2021.766612.

[233] G. Maga, G. Villani, V. Tillement, M. Stueki, G.A. Loeatelli, I. Frouin, S. Spadari, U. Hu, Okazaki fragment processing: Modulation of the strand displacement activity of DNA polymerase delta by the concerted action of replication protein A, proliferating cell nuclear antigen, and flap endonuclease-1, Proe. Natl. Acad. Sei. U. S. A. 98 (2001) 1-6. https://doi.org/10.1073/pnas.251193198

[234] N.A. Lebedeva, N.I. Reehkunova, S. V Dezhurov, S.N. Khodyreva, A. Favre, L. Blanco, O.I. Lavrik, Comparison of functional properties of mammalian DNA polymerase E and DNA polymerase n in reactions of DNA synthesis related to DNA repair, Bioehim. Biophys. Acta. 1751 (2005) 150-158. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2005.05.012.

[235] G. Maga, B. Van Loon, E. Crespan, G. Villani, U. Hu, The Block of DNA Polymerase 5 Strand Displacement Activity by an Abasie Site Can Be Rescued by the Concerted Action of DNA Polymerase ß and Flap Endonuelease 1, J. Biol. Chem. 284 (2009) 14267-14275. https://doi.org/10.1074/jbe.M900759200.

[236] R. Prasad, GL. Dianov, V.A. Bohr, S.H. Wilson, FEN1 stimulation of DNA polymerase ß mediates an excision step in mammalian long patch base excision repair, J. Biol. Chem. 275 (2000) 4460-4466. https://doi.org/10.1074/jbc.275.6.4460.

[237] T.V. Ho, A. Guainazzi, S.B. Derkunt, M. Enoiu, O.D. Seha, Structure-dependent bypass of

DNA interstrand crosslinks by translesion synthesis polymerases, Nucleic Acids Res. 39 (2011) 7455-7464. https://doi.org/10.1093/nar/gkr448.

[238] R.A. Ganai, X. Zhang, W. Heyer, E. Johansson, Strand displacement synthesis by yeast DNA polymerase Z, Nucleic Acids Res. 44 (2016) 8229-8240. https://doi.org/10.1093/nar/gkw556.

[239] Q. He, C.K. Shumate, M.A. White, I.J. Molineux, Y.W. Yin, Exonuclease of human DNA polymerase y disengages its strand displacement function, Mitochondrion. 13 (2013) 592601. https://doi.org/10.1016/j.mito.2013.08.003.

[240] V.N. Podust, U. Hubscher, Lagging strand DNA synthesis by calf thymus DNA polymerases a, ß, 5 and s in the presence of auxiliary proteins, Nucleic Acids Res. 21 (1993) 841-846. https://doi.org/10.1093/nar/2L4.841.

[241] A.B. Bowman, M. Aschner, Considerations on manganese (Mn) treatments for in vitro studies, Neurotoxicology. 41 (2015) 141-142. https://doi.org/10.1016/j.neuro.2014.01.010.Considerations.

[242] J.A. Brown, L.R. Pack, L.E. Sanman, Z. Suo, Efficiency and fidelity of human DNA polymerases X and ß during gap-filling DNA synthesis, DNA Repair (Amst). 10 (2011) 2433. https://doi.org/10.1016/j.dnarep.2010.09.005.

[243] J. Kramara, B. Osia, A. Malkova, I. City, Break Induced Replication: the where, the why, and the how., Trends Genet. 34 (2018) 518-531. https://doi.org/10.1016/j.tig.2018.04.002.Break.

[244] R. Scully, A. Panday, R. Elango, N.A. Willis, DNA double strand break repair pathway choice in somatic mammalian cells, Nat Rev Mol Cell Biol. 20 (2019) 698-714. https://doi .org/10.1038/s41580-019-0152-0.DNA.

[245] J.L. Stodola, P.M. Burgers, Mechanism of lagging-strand DNA replication in eukaryotes, Adv. Exp. Med. Biol. 1042 (2017) 117-133. https://doi.org/10.1007/978-981-10-6955-0_6.

[246] J. Seol, E.Y. Shim, S.E. Lee, S. Antonio, S. Antonio, U. States, Microhomology-mediated end joining: Good, bad and ugly, Mutat. Res. 809 (2018) 81-87. https://doi.org/10.1016/j.mrfmmm.2017.07.002.

[247] M. Giannattasio, D. Branzei, DNA Replication Through Strand Displacement During Lagging Strand DNA Synthesis in Saccharomyces cerevisiae, Genes (Basel). 10 (2019) 167. https://doi.org/10.3390/genes10020167.

[248] O. Buzovetsky, Y. Kwon, N.T. Pham, C. Kim, G. Ira, P. Sung, Y. Xiong, Role of the Pif1-PCNA Complex in Pol 5-Dependent Strand Displacement DNA Synthesis and Break-Induced Replication, Cell Rep. 21 (2017) 1707-1714. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2017.10.079.

[249] L.J. Blackwell, J.A. Borowiec, Human Replication Protein A Binds Single-Stranded DNA in Two Distinct Complexes, Mol. Cell. Biol. 14 (1994) 3993-4001. https://doi.org/10.1128/mcb.14.6.3993-4001.1994.

[250] A. Bochkarev, R.A. Pfuetzner, A.M. Edwards, L. Frappier, Structure of the single- domain of replication protein A bound to DNA, Nature. 385 (1997) 176-181. https://doi .org/ 10.1038/385176a0.

[251] O.I. Lavrik, D.M. Kolpashchikov, K. Weisshart, H. Nasheuer, S.N. Khodyreva, A. Favre, M. Cnrs, U. Paris, U. Paris, P. Cedex, RPA subunit arrangement near the 3'-end of the primer is modulated by the length of the template strand and cooperative protein

interactions, Nucleic Acids Res. 27 (1999) 4235-4240. https://doi.org/10.1093/nar/27.21.4235.

[252] Y.S. Krasikova, N.I. Reehkunova, E.A. Maltseva, I. Lavrik, RPA and XPA interaction with DNA structures mimicking intermediates of the late stages in nucleotide excision repair, PLoS One. 13 (2018) e0190782. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0190782.

[253] J.J. Harrington, M.R. Lieber, The characterization of a mammalian DNA structure- specific endonuelease, EMBO J. 1 (1994) 1235-1246. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1994.tb06373.x.

[254] J.L. Stodola, P.M. Burgers, Resolving individual steps of Okazaki-fragment maturation at a millisecond timeseale, Nat. Struct. Mol. Biol. 23 (2016) 402-408. https://doi.org/10.1038/nsmb.3207.

[255] S.G. Rudd, Cellular and biochemical characterisation of PrimPol , a novel eukaryotic primase-polymerase involved in DNA damage tolerance, 2013.PhD thesis.

[256] P. Liu, L. Qian, J. Sung, N.C. De Souza-pinto, L. Zheng, D.F. Bogenhagen, V.A. Bohr, D.M. Wilson, B. Shen, B. Demple, Removal of Oxidative DNA Damage via FEN1-Dependent Long-Patch Base Excision Repair in Human Cell Mitochondria, Mol. Cell. Biol. 28 (2008) 4975-4987. https://doi.org/10.1128/MCB.00457-08.

[257] G. Blanea, I. Shevelev, K. Ramadan, G. Villani, S. Spadari, U. Hu, G. Maga, G. Moleeolare, C. Nazionale, V. Abbiategrasso, I.-P. V, Human DNA Polymerase X Diverged in Evolution from DNA Polymerase ß toward Specific Mn2+ Dependence: a Kinetic and Thermodynamic Study, Biochemistry. 42 (2003) 7467-7476. https://doi.org/10.1021/bi034198m.

[258] M.J. Martin, M. V Garcia-ortiz, V. Esteban, L. Blanco, Ribonucleotides and manganese ions improve non-homologous end joining by human Pol p, Nucleic Acids Res. 41 (2013) 2428-2436. https://doi.org/10.1093/nar/gks1444.

[259] M. Koag, S. Lee, Metal-Dependent Conformational Activation Explains Highly Promutagenie Replication across O6-Methylguanine by Human DNA Polymerase ß, J. Am. Chem. Soe. 136 (2015) 5709-5721. https://doi.org/10.1021/ja500172d.

[260] A.B. Bowman, M. Aschner, Considerations on manganese (Mn) treatments for in vitro studies, Neurotoxieology. 41 (2014) 141-142. https://doi.org/10.1016/j.neuro.2014.01.010.

[261] K.J. Horning, S.W. Caito, K.G. Tipps, A.B. Bowman, M. Aschner, Manganese Is Essential for Neuronal Health, Annu. Rev. Nutr. 35 (2015) 71-108. https://doi.org/10.1146/annurev-nutr-071714-034419.

[262] J.A. Law, S.E. Jaeobsen, Establishing, maintaining and modifying DNA methylation patterns in plants and animals, Nat. Rev. Genet. 11 (2011) 204-220. https://doi.org/10.1038/nrg2719.

[263] M.R. Braneo, G. Fiez, W. Reik, Uncovering the role of 5-hydroxymethylcytosine in the epigenome, Nat. Rev. Genet. 13 (2011) 7-13. https://doi.org/10.1038/nrg3080.

[264] G.P. Pfeifer, Mutagenesis at Methylated CpG Sequences, Curr Top Microbiol Immunol. 301 (2006) 259-281. https://doi.org/10.1007/3-540-31390-7_10.

[265] P. Mali, L. Yang, K.M. Esvelt, J. Aach, M. Guell, J E. DiCarlo, J E. Norville, G.M. Church, RNA-guided human genome engineering via Cas9, Science (80). 339 (2013) 823-826. https://doi.org/10.1126/seienee.1232033.

[266] A. Bothmer, T. Phadke, L A. Barrera, C.M. Margulies, C.S. Lee, F. Buquicchio, S. Moss, H.S. Abdulkerim, W. Selleck, H. Jayaram, V.E. Myer, C. Cotta-ramusino, Characterization of the interplay between DNA repair and CRISPR/Cas9-induced DNA lesions at an endogenous locus, Nat. Commun. 8 (2017) 13905. https://doi.org/10.1038/ncomms13905.

[267] P. Pozarowski, Z. Darzynkiewicz, Analysis of Cell Cycle by Flow Cytometry, in: Methods Mol. Biol., 2004: pp. 301-311. https://doi.org/10.1385/1-59259-811-0:30.

[268] Y. Gao, P. Dorn, S. Liu, H. Deng, S.R.R. Hall, R.W. Peng, R A. Schmid, T.M. Marti, Cisplatin-resistant A549 non-small cell lung cancer cells can be identified by increased mitochondrial mass and are sensitive to pemetrexed treatment, Cancer Cell Int. 19 (2019) 317. https://doi.org/10.1186/s12935-019-1037-1.

[269] J. Hay, S. Shahzeidi, G. Laurent, Mechanisms of bleomycin-induced lung damage, Arch. Toxicol. 65 (1991) 81-94. https://doi.org/10.1007/BF02034932.

Приложения

Рисунок 1. Чистота препаратов белков партнёров РпшРо1. А. ПААГ гели белковых препаратов РоШГР2, ЯРЛ и БЕШ. Б. Тестирование препаратов на наличие примесной ДНК-полимеразной активности и подбор концентраций белков-партнёров, стимулирующих РпшРо1.

Рисунок 1. ДНК-праймазная активность PrimPol дикого типа и мутантных форм PrimPoli-363 и PrimPoli-363CD. Реакции проводили в присутствии 2 мкМ PrimPol и 1 мМ MnCl2 в течение 30, 60 и 120 мин. Голубой стрелкой отмечено направление синтеза ДНК de novo и продукт синтеза PrimPol.

Рисунок 1. ДНК-праймазная активность PrimPol дикого типа и мутантной формы PrimPoli-475. Реакции проводили в присутствии 2 мкМ PrimPol и 1 мМ MnCl2 в течение 30 и 60 мин. Голубой стрелкой отмечено направление синтеза ДНК de novo и продукт синтеза PrimPol.

Рисунок 1. Результаты TIDE анализа последовательностей ПЦР-продуктов, несущих потенциальные сайты редактирования комплекса sgRNA1/Cas9 в генах MTMR9, MICU1, RPU-252M24J, ZNF512B, RP11-75C10,6, MYO1B, RIC3.