Исследование роли коактиватора транскрипции SAYP в активации DHR3-зависимой транскрипции генов у Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Кузьмина, Юлия Леонидовна
- Специальность ВАК РФ03.01.03
- Количество страниц 108
Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кузьмина, Юлия Леонидовна
СОДЕРЖАНИЕ
СОДЕРЖАНИЕ
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
ВВЕДЕНИЕ
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
Глава 1. Факторы транскрипции
Транскрипционный аппарат эукариот
РНК-полимераза II
Классификация факторов транскрипции
Общие факторы транскрипции GTFs
Активаторы и репрессоры
Ядерные рецепторы
Корегуляторы
Глава 2. Участие хроматина в транскрипции
Посттрансляционные модификации гистонов. Гистоновый код
Механизмы регуляции транскрипции на уровне хроматина
Ремоделинг хроматина и гистоновый обмен
Вариативные гистоны
Нуклеосома как транскрипционный барьер
Глава 3. Транскрипционный цикл эукариот
Инициация транскрипции
Пауза РНК-полимеразы на промоторе
Переход от абортивной к продуктивной инициации транскрипции
Факторы и события, влияющие на элонгацию
Терминация транскрипции
Генное выпетливание
ОБЪЕКТ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ
МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
МАТЕРИАЛЫ
Ферменты, киты и реактивы
Векторные конструкции
Праймеры
Штаммы Е. coli
Культуры эукариотических клеток
Среды для культивирования
Линии мух
Антитела
Програмное обеспечение. Базы данных
МЕТОДЫ
Работа с ДНК
Работа с РНК
Работа с белками
Работа с S2 клетками
РЕЗУЛЬТАТЫ
Получение политональных антител к белку ИНЯЗ
Белок ИНЯЗ взаимодействует с компонентом высокомолекулярного комплекса ВТПу
коактиватором БАУР на стадии эмбриона и куколки
Гены е(у)3 и ОНЯЗ имеют схожий профиль экспрессии в ходе развития ОгояорИПа
Гены е(у)3 и ОНЯЗ взаимодействуют в ходе развития Пго$орЫ1а
ВНИЗ связывается с промоторами БАУР-зависимых генов на стадии средней куколки82
Модельная система активации ИНЯЗ в культуре клеток Б2
ВНИЗ и Б АУР совместно активируют экспрессию генов СОИ395 и Сур12а5 в культуре
клеток
Б АУР рекрутируется на промотор БНЯЗ -зависимого гена /&-// после активации
экспрессии ИНЯЗ в составе суперкомплекса ВТПу
ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
Модель участия БАУР ОНЯЗ-зависимой транскрипции
ВЫВОДЫ
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Рекомендованный список диссертаций по специальности «Молекулярная биология», 03.01.03 шифр ВАК
Механизм действия белкового суперкомплекса, содержащего фактор транскрипции SAYP2012 год, доктор биологических наук Шидловский, Юлий Валерьевич
Механизмы активации транскрипции, осуществляемой РНК-полимеразой II2006 год, доктор биологических наук Набирочкина, Елена Николаевна
Изучение белка E(y)2P Drosophila melanogaster, являющегося паралогом фактора транскрипции E(y)22005 год, кандидат биологических наук Марданов, Павел Владимирович
Регуляция транскрипции генов эукариот: Композиционные элементы, базы данных и компьютерный анализ2000 год, кандидат биологических наук Кель, Ольга Валериевна
Изучение механизма действия нового коактиватора транскрипции2009 год, кандидат биологических наук Воробьева, Надежда Евгеньевна
Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование роли коактиватора транскрипции SAYP в активации DHR3-зависимой транскрипции генов у Drosophila melanogaster»
Сложная система клеточной коммуникации обеспечивает способность клетки получать информацию из ее окружения и изменять свой метаболизм в ответ на поступающие сигналы. Возможность клеток реагировать на изменения окружающей среды является основой развития, репарации тканей, иммунитета и системы поддержания гомеостаза в целом. Нарушения клеточной сигнализации могут приводить к различным серьезным заболеваниям. Понимание механизмов передачи сигнала внутри клетки необходимы для разработки методов лечения различных заболеваний.
Передача сигнала в клетке осуществляется обычно через каскад биохимических реакций. В случае, когда конечным звеном каскада являются транскрипционные факторы, происходит изменение профиля экспрессии определенных генов-мишеней. Изменение профиля экспрессии влечет за собой изменения в метаболизме, строении и функциях клетки и определяет ее дальнейшую судьбу. В данном процессе одну из ключевых ролей играют различные транскрипционные факторы.
Транскрипционный аппарат клетки необычайно сложно устроен и данные о механизме его работы постоянно дополняются. Основной фермент транскрипционного аппарата - ДНК-зависимая РНК-полимераза. Для эукариотических клеток характерна специализация РНК полимераз, то есть транскрипция определенного типа генов осуществляется специальной РНК-полимеразой. Так, экспрессию генов, кодирующих мРНК, контролирует РНК-полимераза II. Несмотря на свое сложное строение, она не способна самостоятельно инициировать транскрипцию. Для этого ей необходимы многочисленные вспомогательные факторы.
На данный момент выделяют три условные группы факторов транскрипции: общие факторы транскрипции, необходимые для экспрессии большинства генов, специфические факторы транскрипции (активаторы и репрессоры) и так называемые корегуляторы
(коактиваторы и корепрессоры). Последние осуществляют связь между специфическими и общими факторами транскрипции, а также изменяют структуру хроматина. Традиционно биологические исследования сфокусированы на изучении отдельных частей транскрипционного аппарата. Знания об устройстве аппарата транскрипции важны как в теоретическом плане, так и для изучения патологий, связанных с нарушениями в его работе.
Основной целью данной работы являлось изучение роли транскрипционного фактора Б АУР как коактиватора транскрипции для ядерного рецептора БНЮ у Э. твЫпо^азгег. Транскрипционный коактиватор 8АУР и ядерный рецептор БНЯЗ незаменимы в развитии, консервативны в эволюции и имеют гомологов в протеоме человека. Мутации данных белков их гомологов вызывают тяжелые нарушения в развитии как В. те1апо$а$1ег, так и человека. Гомолог 8АУР, белок РНИО человека, также важен в контроле пролиферации клеток.
Для изучения взаимодействия данных белков были использованы разнообразные физико-химические методы работы с ДНК, РНК, белками, методы биоинформатики. В работе показано взаимодействие коактиватора БАУР с ядерным рецептором БНЯЗ как биохимических, так и в генетических экспериментах. Показано совместное участие активатора БНЯЗ и коактиватора Б АУР в активации транскрипции нескольких генов. Также были получены новые данные о работе экдизонового каскада, предложен механизм действия ядерного рецептора БНИ-З-
Ввиду того, что транскрипционный коактиватор БАУР и ядерный рецептор ОНЯЗ имеют гомологов в протеоме человека, изучение их функций на примере модельного объекта I). melanogaster поможет понять, как их гомологи функционируют в организме человека. Исследования в области изучения взаимодействия данных белков могут иметь
большое фундаментальное значение, а также практическое применение в медицине, фармакологии, биотехнологии и селекции.
Похожие диссертационные работы по специальности «Молекулярная биология», 03.01.03 шифр ВАК
Изучение взаимодействия белков, участвующих в инициации транскрипции РНК-полимеразой II у Drosophila melanogaster2005 год, кандидат биологических наук Лебедева, Любовь Александровна
Изучение функций различных доменов нового транскрипционного коактиватора SAYP (E(y)3) Drosophila melanogaster и поиск взаимодействующих с ним белков2005 год, кандидат биологических наук Николенко, Юлия Владимировна
Трансактивационные свойства антионкогена р53 в различных культурах клеток: разработка эффективной репортерной системы для количественной оценки активности р532004 год, кандидат биологических наук Струнина, Светлана Михайловна
Изучение роли ремоделера хроматина Brahma в энхансер-зависимой активации генов2022 год, кандидат наук Былино Олег Валерьевич
Изучение роли белка Sgf11 в транскрипции и экспорте мРНК из ядра2013 год, кандидат биологических наук Гурский, Дмитрий Ярославович
Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Кузьмина, Юлия Леонидовна
выводы
1. Установлено, что в организме D. melanogaster ядерный рецептор DHR3 ассоциирован с коактиваторным суперкомплексом BTFly посредством взаимодействия с SAYP.
2. Для генов DHR3 и е(у)3, кодирующих DHR3 и SAYP, показано генетическое взаимодействие и коэкспрессия в развитии D. melanogaster.
3. Найдены новые гены-мишени DHR3. Показано влияние DHR3 на транскрипцию ранее неизвестных для него генов-мишеней, которые контролируются также SAYP.
4. Показано, что DHR3 и SAYP привлекаются на промоторы генов-мишеней при активации экдизонового каскада в культуре клеток S2 D. melanogaster.
5. Показано участие SAYP в DHR3-3aBHCHMoft транскрипции в условиях активации экдизонового каскада в культуре клеток S2 D. melanogaster.
6. Установлено, что SAYP участвует в привлечении на промотор DHR3-зависимого гена/fe-// компонентов коактиваторного суперкомплекса BTFly и РНК-полимеразы II, формируя преинициаторный комплекс перед началом транскрипции.
7. Разработана система активации части генов экдизонового каскада в культуре клеток S2 D. melanogaster.
Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кузьмина, Юлия Леонидовна, 2012 год
СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Thomas MC, Chiang, C.M. The general transcription machinery and general cofactors. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2006,41:105-178.
Lodish H, Berk, A., Matsudaira, P., Kaiser, C.A., Krieger, M., Scott, M.P., Zipursky, L., and Darnell, J. Molecular Cell Biology 2004,5th ed. N. Y.: W.H.Freeman:973.
McCracken S, Fong, N., Yankulov, K., Ballantyne, S., Pan, G., Greenblatt, J., Patterson, S.D., Wickens, M., Bentley, D.L.. The C-terminal domain of RNA polymerase II couples mRNA processing to transcription. Nature 1997,385:357-361.
Egloff S, Murphy, S.. Cracking the RNA polymerase II CTD code. Trends Genet. 2008,24:280-288. Xu YX, Manley, J.L.. Pinl modulates RNA polymerase II activity during the transcription cycle. Genes Dev 2007,21:2950-2962.
Gomes NP, Bjerke, G., Llorente, B., Szostek, S.A., Emerson, B.M., Espinosa, J.M. Gene-specific requirement for P-TEFb activity and RNA polymerase II phosphorylation within the p53 transcriptional program. Genes Dev. 2006,20:601-612.
Chapman RD, Heidemann, M., Albert, T.K., Mailhammer, R., Flatley, A., Meisteremst, M., Kremmer, E., Eick, D. Transcribing RNA polymerase II is phosphorylated at CTD residue serine-7. Science 2007,318 1780-1782.
Buratowski S. The CTD code. Nat. Struct. Biol. 2003,10:679-680.
Edwards AM, Kane, C,M„ Young, R.A., Kornberg, R.D. Two dissociable subunits of yeast RNA polymerase II stimulate the initiation of transcription at a promoter in vitro. J Biol Chem 1991,266:71-75.
Carey M, Smale, S.T.. Transcriptional regulation in eucariotes. N. Y.: CSHL Press 2000:640. Orphanides G. LT, Reinberg D.. The general transcription factors of RNA polymerase II. Genes Dev. 1996,10:2657-2683.
Green MR. TBP-associated factors (TAFIIs): Multiple, selective transcriptional mediators in common complexes. Trends Biochem. Sci. 2000,25:59-63.
Chen B.S. HM. Transcription activation: Unveiling the essential nature ofTFIID. Curr Biol. 2002,12:R620-R622.
Wassarman D.A. AN, Pile L.A. et al.. TAF250 is required for multiple developmental events in Drosophila Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2000,97:1154-1159.
Muller F. TL. The multicoloured world of promoter recognition complexes EMBOJ. 2004,23:2-8. Nikolov D.B. BSK. RNA polymerase II transcription initiation: A structural view Proc. Natl Acad. Sci. USA 1997,94:15-22.
Zurita M. MC. The transcriptional complexity of the TFIIH complex Trends Genet 2003,19:578584.
Svejstrup J.Q. VP, Egly J.M. . The multiple roles of transcription/repair factor TFIIH Trends Biochem Sci. 1996,21:346-350.
Bushmeyer S, Park, K., Atchison, M.L.. Characterization of functional domains within the
multifunctional transcription factor, YY1. J Biol Chem 1995,270:30213-30220.
Altucci L, Gronemeyer H. Nuclear receptors in cell life and death. Trends Endocrinol Metab
2001,12:460-468.
Deroo BJ, Korach KS. Estrogen receptors and human disease. J Clin Invest 2006,116:561-570. Aagaard MM, Siersbaek R, Mandrup S. Molecular basis for gene-specific transactivation by nuclear receptors. Biochim BiophysActa 2011,1812:824-835.
Bain DL, Heneghan AF, Connaghan-Jones KD, Miura MT. Nuclear receptor structure: implications for function. Annu Rev Physiol 2007,69:201-220.
Baumann CT, Lim CS, Hager GL. Intracellular localization and trafficking of steroid receptors. Cell Biochem Biophys 1999,31:119-127.
Fejes-Toth G, Pearce D, Naray-Fejes-Toth A. Subcellular localization of mineralocorticoid receptors in living cells: effects of receptor agonists and antagonists. Proc Natl Acad Sci USA 1998,95:2973-2978.
26. Georget V, Lobaccaro JM, Terouanne B, Mangeat P, Nicolas JC, Sultan C. Trafficking of the androgen receptor in living cells with fused green fluorescent protein-androgen receptor. Mol Cell Endocrinol 1997,129:17-26.
27. Baumann CT, Maruvada P, Hager GL, Yen PM. Nuclear cytoplasmic shuttling by thyroid hormone receptors, multiple protein interactions are required for nuclear retention. J Biol Chem 2001,276:11237-11245.
28. Cohen RN, Putney A, Wondisford FE, Hollenberg AN. The nuclear corepressors recognize distinct nuclear receptor complexes. Mol Endocrinol 2000,14:900-914.
29. le Maire A, Teyssier C, Erb C, Grimaldi M, Alvarez S, de Lera AR, et al. A unique secondary-structure switch controls constitutive gene repression by retinoic acid receptor. Nat Struct Mol Biol 2010,17:801-807.
30. Bugge A, Grontved L, Aagaard MM, Borup R, Mandrup S. The PPARgamma2 A/B-domain plays a gene-specific role in transactivation and cofactor recruitment. Mol Endocrinol 2009,23:794-808.
31. Giguere V. Orphan nuclear receptors: from gene to function. Endocr Rev 1999,20:689-725.
32. Carroll JS, Liu XS, Brodsky AS, Li W, Meyer CA, Szary AJ, et al. Chromosome-wide mapping of estrogen receptor binding reveals long-range regulation requiring the forkhead protein FoxAl. Cell 2005,122:33-43.
33. Mikkelsen TS, Xu Z, Zhang X, Wang L, Gimble JM, Lander ES, et al. Comparative epigenomic analysis of murine and human adipogenesis. Cell 2010,143:156-169.
34. Hesselberth JR, Chen X, Zhang Z, Sabo PJ, Sandstrom R, Reynolds AP, et al. Global mapping of protein-DNA interactions in vivo by digital genomic footprinting. Nat Methods 2009,6:283-289.
35. John S, Sabo PJ, Johnson TA, Sung MH, Biddie SC, Lightman SL„ et al. Interaction of the glucocorticoid receptor with the chromatin landscape. Mol Cell 2008,29:611-624.
36. Shang Y, Hu X, DiRenzo J, Lazar MA, Brown M. Cofactor dynamics and sufficiency in estrogen receptor-regulated transcription. Cell 2000,103:843-852.
37. Kang Z, Pirskanen A, Janne OA, Palvimo JJ. Involvement of proteasome in the dynamic assembly of the androgen receptor transcription complex. J Biol Chem 2002,277:48366-48371.
38. Stavreva DA, Wiench M, John S, Conway-Campbell BL, McKenna MA, Pooley JR, et al. Ultradian hormone stimulation induces glucocorticoid receptor-mediated pulses of gene transcription. Nat Cell Biol 2009,11:1093-1102.
39. King-Jones K, Thummel CS. Nuclear receptors-a perspective from Drosophila. Nat Rev Genet 2005,6:311-323.
40. Yao TP, Forman BM, Jiang Z, Cherbas L, Chen JD, McKeown M, et al. Functional ecdysone receptor is the product of EcR and Ultraspiracle genes. Nature 1993,366:476-479.
41. Ashburner M, Chihara C, Meltzer P, Richards G. Temporal control of puffing activity in polytene chromosomes. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 1974,38:655-662.
42. Schubiger M, Truman JW. The RXR ortholog USP suppresses early metamorphic processes in Drosophila in the absence of ecdysteroids. Development 2000,127:1151-1159.
43. White KP, Hurban P, Watanabe T, Hogness DS. Coordination of Drosophila metamorphosis by two ecdysone-induced nuclear receptors. Science 1997,276:114-117.
44. Huet F, Ruiz C, Richards G. Sequential gene activation by ecdysone in Drosophila melanogaster: the hierarchical equivalence of early and early late genes. Development 1995,121:1195-1204.
45. Koelle MR, Segraves WA, Hogness DS. DHR3: a Drosophila steroid receptor homolog. Proc Natl AcadSci USA 1992,89:6167-6171.
46. Carney GE, Wade AA, Sapra R, Goldstein ES, Bender M. DHR3, an ecdysone-inducible early-late gene encoding a Drosophila nuclear receptor, is required for embryogenesis. Proc Natl Acad Sci USA 1997,94:12024-12029.
47. Lam GT, Jiang C, Thummel CS. Coordination of larval and prepupal gene expression by the DHR3 orphan receptor during Drosophila metamorphosis. Development 1997,124:1757-1769.
48. Lam G, Hall BL, Bender M, Thummel CS. DHR3 is required for the prepupal-pupal transition and differentiation of adult structures during Drosophila metamorphosis. Dev Biol 1999,212:204216.
49.
50.
51.
52.
53.
54.
55.
56.
57.
58.
59.
60.
61.
62,
63
64
65
66
67
68
69
70
Ruaud AF, Lam G, Thummel CS. The Drosophila nuclear receptors DHR3 and betaFTZ-Fl control overlapping developmental responses in late embryos. Development 2010,137:123-131. Kornberg RD, and Thomas, J.O.. Chromatin structure; oligomers of the histones. Science 1974,184:865-868.
Narlikar GJ, Fan, H.Y., Kingston, R.E.. Cooperation between complexes that regulate chromatin structure and transcription. Cell 2002,108:475-487.
Tyler JK. Cooperation between histone chaperones and ATP-dependent nucleosome remodeling machines. Eur J Biochem 2002,269:2268-2274.
Li B, Carey, M., Workman, J.L.. The role of chromatin during transcription. Cell 2007,128:707719.
Strahl BD, and Allis, C.D.. The language of covalent histone modifications. Nature 2000,403:4145.
Landry J, Sutton, A., Hesman, T., Min, J., Xu, R.M., Johnston, M., and Sternglanz, R. Set2-catalyzed methylation of histone H3 represses basal expression of GAL4 in Saccharomyces cerevisiae. Mol. Cell. Biol. 2003,23:5972-5978.
Strahl BD, Grant, P.A., Briggs, S.D., Sun, Z.W., Bone, J.R., Caldwell, J.A., Mollah, S., Cook, R.G., Shabanowitz, J., Hunt, D.F., et al.. Set2 is a nucleosomal histone H3-selective methyltransferase that mediates transcriptional repression. Mol. Cell. Biol. 2002,22:1298-1306. Brown CE, Lechner, T., Howe, L., and Workman, J.L. The many HATs of transcription coactivators. Trends Biochem. Sci. 2000,25:15-19.
Kurdistani SK, Tavazoie, S., and Grunstein, M.. Mapping global histone acetylation patterns to gene expression. Cell 2004,117:721-733.
Dion MF, Altschuler, S.J., Wu, L.F., and Rando, O.J. Genomic characterization reveals a simple histone H4 acetylation code. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2005,102:5501-5506. Pokholok DK, Harbison, C.T., Levine, S., Cole, M., Hannett, N.M., Lee, T.I., Bell, G.W., Walker, K., Rolfe, P.A., Herbolsheimer, E., et al. Genome-wide map of nucleosome acetylation and methylation in yeast. Cell 2005,122:517-527.
Dehe PM, Pamblanco, M., Luciano, P., Lebrun, R., Moinier, D., Sendra, R., Verreault, A., Tordera, V., and Geli, V. Histone H3 lysine 4 mono-methylation does not require ubiquitination of histone H2B. J. Mol. Biol. 2005,353:477-484.
Wysocka J, Swigut, T., Milne, T.A., Dou, Y., Zhang, X., Burlingame, A.L., Roeder, R.G., Brivanlou, A.H., and Allis, C.D.. WDR5 associates with histone H3 methylated at K4 and is essential for H3 K4 methylation and vertebrate development. Cell 2005,121:859-872.
Shahbazian MD, Zhang, K., and Grunstein, M.. Histone H2B ubiquitylation controls processive methylation but not monomethylation by Dotl and Setl. Mol. Cell 2005,19:271-277. Mason PB, Struhl, K.. Distinction and relationship between elongation rate and processivity of RNA polymerase II in vivo. Mol Cell 2005,17:831-840.
Zhang Y. It takes a PHD to interpret histone methylation. Nat. Struct. Mol. Biol. 2006,13:572574.
Pray-Grant MG, Daniel, J.A., Schieltz, D., Yates, J.R., 3rd, and Grant, P.A.. Chdl chromodomain links histone H3 methylation with SAGA- and SLIK-dependent acetylation. Nature 2005,433:434438.
Sun ZW, and Allis, C.D. . Ubiquitination of histone H2B regulates H3 methylation and gene silencing in yeast. Nature 2002,418:104-108.
Carrozza MJ, Li, B., Florens, L., Suganuma, T., Swanson, S.K., Lee, K.K., Shia, W.J., Anderson, S., Yates, J., Washburn, M.P., et al. Histone H3 methylation bySet2 directs deacetylation of coding regions by Rpd3S to suppress spurious intragenic transcription. Cell 2005,123:581-592. Joshi AA, and Struhl, K.. Eaf3 chromodomain interaction with methylated H3-K36 links histone deacetylation to Pol II elongation. Mol. Cell 2005,20:971-978.
Keogh MC, Kurdistani, S.K., Morris, S.A., Ahn, S.H., Podolny, V., Collins, S.R., Schuldiner, M., Chin, K., Punna, T., Thompson, N.J., et al.. Cotranscriptional set2 methylation of histone H3 lysine 36 recruits a repressive Rpd3 complex. Cell 2005,123:593-605.
71.
72.
73.
74.
75.
76.
77.
78.
79.
80.
81.
82.
83.
84.
85,
86.
87
88
89
90
91
92
93
94
Kao CF, Hillyer, C., Tsukuda, T., Henry, K., Berger, S., and Osley, M.A.. Rad6 plays a role in transcriptional activation through ubiquitylation of histone H2B. Genes Dev. 2004,18:184-195. Xiao T, Kao, C.F., Krogan, N.J., Sun, Z.W., Greenblatt, J.F., Osley, M.A., and Strahl, B.D.. Histone H2B ubiquitylation is associated with elongating RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 2005,25:637651.
Ng HH, Dole, S., and Struhl, K.. The Rtfl component of the Pafl transcriptional elongation complex is required for ubiquitination of histone H2B. J. Biol. Chem. 2003,278:33625-33628. Pavri R, Zhu, B., Li, G., Trojer, P., Mandal, S., Shilatifard, A., and Reinberg, D. Histone H2B monoubiquitination functions cooperatively with FACT to regulate elongation by RNA polymerase II. Cell 2006,125:703-717.
Wood A, Schneider, J., Dover, J., Johnston, M., and Shilatifard, A. The Pafl complex is essential for histone monoubiquitination by the Rad6-Brel complex, which signals for histone methylation by COMPASS and Dotlp.i. Biol. Chem. 2003,278:34739-34742. Reinke H, and Horz, W.. Histones are first hyperacetylated and then lose contact with the activated PH05 promoter. Mol. Cell 2003,11:1599-1607.
Zhao J, Herrera-Diaz, J., and Gross, D.S. Domain-wide displacement of histones by activated heat shock factor occurs independently of Swi/Snf and is not correlated with RNA polymerase II density. Mol. Cell. Biol. 2005,25:8985-8999.
Chandy M, Gutierrez, J.L., Prochasson, P., and Workman, J.L. SWI/SNF displaces SAGA-acetylated nucleosomes. Eukaryot. Cell 2006,5:1738-1747.
Hassan AH, Awad, S., and Prochasson, P.. The Swi2/Snf2 bromodomain is required for the displacement of SAGA and the octamer transfer of SAGA-acetylated nucleosomes. J. Biol. Chem. 2006,281:18126-18134.
Ito T, Ikehara, T., Nakagawa, T., Kraus, W.L., and Muramatsu, M. p300-mediated acetylation facilitates the transfer of histone H2A-H2B dimers from nucleosomes to a histone chaperone. Genes Dev. 2000,14:1899-1907.
Jenuwein T, and Allis, C.D.. Translating the histone code. Science 2001,293:1074-1080. Turner BM. Histone acetylation and an epigenetic code. Bioessays 2000,22:836-845. Shogren-Knaak M, Ishii, H., Sun, J.M., Pazin, M.J., Davie, J.R., and Peterson, C.L.. Histone H4-K16 acetylation controls chromatin structure and protein interactions. Science 2006,311:844-847. Ansari Kl, Mishra, B.P., Mandal, S.S. . MLL histone methylases in gene expression, hormone signaling and cell cycle. Front. Biosci. 2009,14:3483-3495.
Clapier CR, Cairns, B.R.. The biology of chromatin remodeling complexes. Annu. Rev. Biochem. 2009,78 273-304.
Adkins MW, Tyler, J.K.. The histone chaperone Asflp mediates global chromatin disassembly in vivo. J. Biol. Chem. 2004,279 52069-52074.
Angelov D, Bondarenko, V.A., Almagro, S., Menoni, H., Mongelard, F., Hans, F., Mietton, F., Studitsky, V.M., Hamiche, A., Dimitrov, S., Bouvet, P. Nucleolin is a histone chaperone with FACT-1 ike activity and assists remodeling of nucleosomes. EMBOJ. 2006,25:1669-1679. Shandilya J, Gadad, S., Swaminathan, V., Kundu, T.K. Histone chaperones in chromatin dynamics: implications in disease manifestation. Subcell. Biochem. 2007,41:111-124. Hager GL, McNally, J.G., Misteli, T.. Transcription dynamics. Mol. Cell 2009,35:741-753. Flaus A, and Owen-Hughes, T.. Mechanisms for ATPdependent chromatin remodelling: farewell to the tuna-can octamer? Curr. Opin. Genet. Dev. 2004,14:165-173.
Saha A, Wittmeyer, J., and Cairns, B.R. . Chromatin remodelling: the industrial revolution of DNA around histones. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2006,7:437-447.
Smith CL, and Peterson, C.L.. ATP-dependent chromatin remodeling. Curr. Top. Dev. Biol. 2005,65:115-148.
Laurent BC, I. Treich, et al. The yeast SNF2/SWI2 protein has DNA-stimulated ATPase activity required for transcriptional activation. Genes Dev 1993,7(4):583-591.
Tamkun JW, R. Deuring, et al.. brahma: a regulator of Drosophiia homeotic genes structurally related to the yeast transcriptional activator SNF2/SWI2. Cell 1992,68(3):561-572.
95.
96.
97.
98.
99.
100.
101.
102.
103.
104.
105.
106.
107.
108.
109.
110.
111.
112
113.
114
115
116
117
118
Armstrong JA, O. Papoulas, et al. The Drosophila BRM complex facilitates global transcription by RNA polymerase II. EmboJ 2002,21(19):5245-5254.
Mohrmann L, Verrijzer, C. P. Composition and functional specificity of SWI2/SNF2 class
chromatin remodeling complexes. Biochim BiophysActa 2005,1681(2-3):59-73.
Elfring LK, C. Daniel, et al.. Genetic analysis of brahma: the Drosophila homolog of the yeast
chromatin remodeling factor SWI2/SNF2. Genetics 1998,148(l):251-265.
Beisel C, A. Imhof, et al.. Histone methylation by the Drosophila epigenetic transcriptional
regulator Ashl. Nature 2002,419(6909):857-862.
Kal AJ, T. Mahmoudi, et al.. The Drosophila brahma complex is an essential coactivator for the trithorax group protein zeste. Genes Dei/2000,14(9):1058-1071.
Collins RT, Treisman, J. E. Osa-containing Brahma chromatin remodeling complexes are required for the repression of wingless target genes. Genes Dev 2000,14(24):3140-3152. Marenda DR, C. B. Zraly, et al.. The Drosophila Brahma (SWI/SNF) chromatin remodeling complex exhibits cell-type specific activation and repression functions. Dev Biol 2004,267(2):279-293.
Deuring R, L. Fanti, et al.. The ISWI chromatin-remodeling protein is required for gene expression and the maintenance of higher order chromatin structure in vivo. Mol Cell 2000,5(2):355-365.
Mizuguchi G, A. Vassilev, et al.. ATP-dependent nucleosome remodeling and histone hyperacetylation synergistically facilitate transcription of chromatin. J Biol Chem 2001,276(18):14773-14783.
Kang JG, A. Hamiche, et al.. GAL4 directs nucleosome sliding induced by NURF. EmboJ 2002,21(6):1406-1413.
Owen-Hughes T, and Workman, J.L.. Remodeling the chromatin structure of a nucleosome array by transcription factor-targeted trans-displacement of histones. EMBOJ. 1996,15:4702-4712. Clayton AL, Hazzalin, C.A., and Mahadevan, L.C. Enhanced histone acetylation and transcription: a dynamic perspective. Mol. Cell 2006,23:289-296.
Kimura H, and Cook, P.R.. Kinetics of core histones in living human cells: little exchange of H3
and H4 and some rapid exchange of H2B. J. Cell Biol. 2001,153:1341-1353.
Workman JL. Nucleosome displacement in transcription. Genes Dev. 2006,20:2009-2017.
Luger K, Mader, A.W., Richmond, R.K., Sargent, D.F., and Richmond, T.J.. Crystal structure of the
nucleosome core particle at 2.8 A resolution. Nature 1997,389:251-260.
Adams CC, and Workman, J.L. Binding of disparate transcriptional activators to nucleosomal
DNA is inherently cooperative. Mol. Cell. Biol. 1995,15:1405-1421.
Workman JL, and Kingston, R.E. Nucleosome core displacement in vitro via a metastable
transcription factor-nucleosome complex. Science 1992,258:1780-1784.
Bruno M, Flaus, A., Stockdale, C., Rencurel, C., Ferreira, H., and Owen-Hughes, T. Histone
H2A/H2B dimer exchange by ATPdependent chromatin remodeling activities. Mol. Cell
2003,12:1599-1606.
Phelan ML, Schnitzler, G.R., and Kingston, R.E.. Octamer transfer and creation of stably remodeled nucleosomes by human SWI-SNF and its isolated ATPases. Mol. Cell. Biol. 2000,20:6380-6389.
Lorch Y, Zhang, M., and Kornberg, R.D.. RSC unravels the nucleosome. Mol. Cell 2001,7:89-95. Lorch V, Maier-Davis, B., and Kornberg, R.D.. Chromatin remodeling by nucleosome disassembly in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2006,103:3090-3093.
Kireeva ML, Walter, W., Tchernajenko, V., Bondarenko, V., Kashlev, M., and Studitsky, V.M.. Nucleosome remodeling induced by RNA polymerase II: loss of the H2A/H2B dimer during transcription. Mol. Cell 2002,9:541-552.
Adkins MW, Howar, S.R., and Tyler, J.K. Chromatin disassembly mediated by the histone chaperone Asfl is essential for transcriptional activation of the yeast PH05 and PH08 genes. Mol. Cell 2004,14:657-666.
Schwabish MA, Struhl, K. Evidence for eviction and rapid deposition of histones upon transcriptional elongation by RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 2004,24:10111-10117.
119. Kornberg RD, and Lorch, Y. Twenty-five years of the nucleosome, fundamental particle of the eukaryote chromosome. Cell 1999,98:285-294.
120. Kamakaka RT, and Biggins, S. . Histone variants: deviants? Genes Dev. 2005,19:295-310.
121. Park YJ, Chodaparambil, J.V., Bao, Y., McBryant, S.J., and Luger, K. Nucleosome assembly protein 1 exchanges histone H2A-H2B dimers and assists nucleosome sliding. J. Biol. Chem. 2005,280:1817- 1825.
122. Doyen CM, An, W., Angelov, D., Bondarenko, V., Mietton, F., Studitsky, V.M., Hamiche, A., Roeder, R.G., Bouvet, P., and Dimitrov, S. Mechanism of polymerase II transcription repression by the histone variant macroH2A. Mol. Cell. Biol. 2006,26:1156-1164.
123. Doyen CM, Montel, F., Gautier, T., Menoni, H., Claudet, C., Delacour-Larose, M., Angelov, D., Hamiche, A., Bednar, J., Faivre- Moskalenko, C., et al. Dissection of the unusual structural and functional properties of the variant H2A.Bbd nucleosome. EMBOJ. 2006,18:4234-4444.
124. Henikoff S, and Ahmad, K.. Assembly of variant histones into chromatin. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2005,21:133-153.
125. McKittrick E, Gafken, P.R., Ahmad, K., and Henikoff, S.. Histone H3.3 is enriched in covalent modifications associated with active chromatin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2004,101:1525-1530.
126. Workman JL, and Kingston, R.E.. Alteration of nucleosome structure as a mechanism of transcriptional regulation. Annu. Rev. Biochem. 1998,67:545-579.
127. Clark DJ, and Felsenfeld, G. A nucleosome core is transferred out of the path of a transcribing polymerase. Cell 1992,71:11-22.
128. Studitsky VM, Clark, D.J., and Felsenfeld, G.. A histone octamer can step around a transcribing polymerase without leaving the template. Cell 1994,76:371-382.
129. Studitsky VM, Clark, D.J., and Felsenfeld, G.. Overcoming a nucleosomal barrier to transcription. Cell 1995,83:19-27.
130. Studitsky VM, Kassavetis, G.A., Geiduschek, E.P., and Felsenfeld, G.. Mechanism of transcription through the nucleosome by eukaryotic RNA polymerase. Science 1997,278:1960-1963.
131. Kireeva ML, Hancock, B., Cremona, G.H., Walter, W., Studitsky, V.M., and Kashlev, M. Nature of the nucleosomal barrier to RNA polymerase II. Mol. Cell 2005,18:97-108.
132. Bondarenko VA, Steele, L.M., Ujvari, A., Gaykalova, D.A., Kulaeva, O.I., Polikanov, Y.S., Luse, D.S., and Studitsky, V.M. Nucleosomes can form a polar barrier to transcript elongation by RNA polymerase II. Mol. Cell 2006,24:469-479.
133. Kulish D, and Struhl, K.. TFIIS enhances transcriptional elongation through an artificial arrest site in vivo. Mol. Cell. Biol. 2001,21:4162-4168.
134. Guermah M, Palhan, V.B., Tackett, A.J., Chait, B.T., and Roeder, R.G. Synergistic functions of Sll and p300 in productive activatordependent transcription of chromatin templates. Cell 2006,125:275-286.
135. Reinberg D, and Sims, R.J., 3rd.. de FACTo nucleosome dynamics. J. Biol. Chem. 2006,281:23297-23301.
136. Orphanides G, Wu, W.H., Lane, W.S., Hampsey, M., and Reinberg, D. The chromatin-specific transcription elongation factor FACT comprises human SPT16 and SSRP1 proteins. Nature 1999,400:284-288.
137. Belotserkovskaya R, Oh, S., Bondarenko, V.A., Orphanides, G., Studitsky, V.M., and Reinberg, D. FACT facilitates transcription- dependent nucleosome alteration. Science 2003,301:1090-1093.
138. Carey M, Li, B., and Workman, J.L.. RSC exploits histone acetylation to abrogate the nucleosomal block to RNA polymerase II elongation. Mol. Cell 2006,24:481-487.
139. Hahn S. Structure and mechanism of the RNA polymerase II transcription machinery. Nat. Struct. Mol. Biol. 2004,11:394-403.
140. Green MR. Eukaryotic transcription activation: right on target. Mol. Cell 2005,18:399-402.
141. Juven-Gershon T, Hsu, J.Y., Theisen, J.W., Kadonaga, J.T. The RNA polymerase II core promoter -the gateway to transcription. Curr. Opin. Cell. Biol. 2008,20:253- 259.
142. Mathis DJ, Chambon, P. The SV40 early region TATA box is required for accurate in vitro initiation of transcription. Nature 1981,290:310-315.
143. Baumann M, Pontiller, J., Ernst, W.. Structure and basal transcription complex of RNA polymerase II core promoters in the mammalian genome: an overview. Mol. Biotechnol. 2010,45:241-247.
144. Kuras L, Struhl, K. Binding of TBP to promoters in vivo is stimulated by activators and requires Pol II holoenzyme. Nature 1999,399:609-613.
145. Cang Y, Auble, D.T., Prelich, G.. A new regulatory domain on the TATA-binding protein. EMBO J. 1999,18:6662-6671.
146. Kraemer SM, Ranallo, R.T., Ogg, R.C., Stargell, L.A. TFIIA interacts with TFIID via association with TATA-binding protein and TAF40. Mol. Cell. Biol. 2001,21:1737-1746.
147. Deng W, Malecova, B., Oelgeschlager, T., Roberts, S.G.. TFIIB recognition elements control the TFIIA-NC2 axis in transcriptional regulation. Mol. Cell. Biol. 2009,29:1389-1400.
148. Deng W, Roberts, S.G. TFIIB and the regulation of transcription by RNA polymerase II. Chromosoma 2007,116:417-429.
149. Bushnell DA, Westover, K.D., Davis, R.E., Kornberg, R.D. Structural basis of transcription: an RNA polymerase ll-TFIIB cocrystal at 4.5 Angstroms. Science 2004,303:983-988.
150. Liu X, Bushnell, D.A., Wang, D., Calero, G., Kornberg, R.D. Structure of an RNA polymerase ll-TFIIB complex and the transcription initiation mechanism. Science 2010,327:206-209.
151. Kostrewa D, Zeller, M.E., Armache, K.J., Seizl, M., Leike, K., Thomm, M., Cramer, P.. RNA polymerase ll-TFIIB structure and mechanism of transcription initiation. Nature 2009:323-330.
152. Laine JP, Egly, J.M.. When transcription and repair meet: a complex system. Trends Genet 2006,22:430-436.
153. Basehoar AD, Zanton, S.J., Pugh, B.F.. Identification and distinct regulation of yeast TATA box-containing genes. Cell 2004,116:699-709.
154. Zanton SJ, Pugh, B.F.. Changes in genomewide occupancy of core transcriptional regulators during heat stress. Proc Natl Acad Sci USA 2004,101:16843-16848.
155. Venters BJ, Wachi, S., Mavrich, T.N., Andersen, B.E., Jena, P., Sinnamon, A.J., Jain, P., Rolleri, N.S., Jiang, C., Hemeryck-Walsh, C., Pugh, B.F.. A comprehensive genomic binding map of gene and chromatin regulatory proteins in Saccharomyces. Mol Cell 2011,41:480-492.
156. Venters BJ, Pugh, B.F.. A canonical promoter organization of the transcription machinery and its regulators in the Saccharomyces genome. Genome Res 2009,19:360-371.
157. Zeitlinger J, Stark, A., Kellis, M., Hong, J.W., Nechaev, S., Adelman, K., Levine, M., Young, R.A. RNA polymerase stalling at developmental control genes in the Drosophila melanogaster embryo. Nat. Genet. 2007,39:1512-1516.
158. Core U, Waterfall, J.J., Lis, J.T.. Nascent RNA sequencing reveals widespread pausing and divergent initiation at human promoters. Science 2008,322 1845-1848.
159. Muse GW, Gilchrist, D.A., Nechaev, S., Shah, R., Parker, J.S., Grissom, S.F., Zeitlinger, J., Adelman, K.. RNA polymerase is poised for activation across the genome. Nat. Genet. 2007,39:1507-1511.
160. Glover-Cutter K, Larochelle, S., Erickson, B., Zhang, C., Shokat, K., Fisher, R.P., Bentley, D.L. TFIIH-associated Cdk7 kinase functions in phosphorylation of C-terminal domain Ser7 residues, promoter-proximal pausing, and termination by RNA polymerase II. Mol. Cell. Biol. 2009,29:5455-5464.
161. Saunders A, Core, L.J., Lis, J.T.. Breaking barriers to transcription elongation. Nat Rev Mol Cell Biol 2006,7:557-567.
162. Liu X, Bushnell, D.A., Silva, D.A., Huang, X., Kornberg, R.D. Initiation complex structure and promoter proofreading. Science 2011,333:633-637.
163. Margeat E, Kapanidis, A.N., Tinnefeld, P., Wang, Y., Mukhopadhyay, J., Ebright, R.H., Weiss, S. . Direct observation of abortive initiation and promoter escape within single immobilized transcription complexes. Biophys J 2006,90:1419-1431.
164. Ohkuma Y, Roeder, R.G.. Regulation of TFIIH ATPase and kinase activities by TFIIE during active initiation complex formation. Nature 1994,368:160-163.
165. Komarnitsky P, Cho, E.J., Buratowski, S.. Different phosphorylated forms of RNA polymerase II and associated mRNA processing factors during transcription. Genes Dev. 2000,14:2452-2460.
166.
167.
168.
169.
170.
171.
172.
173.
174.
175.
176.
177.
178.
179.
180.
181.
182
183
184
185
186
187
WangV, Fairley, J.A., Roberts, S.G. . Phosphorylation ofTFIIB links transcription initiation and termination. Curr. Biol. 2010,20:548-553.
Lis JT, Mason, P., Peng, J., Price, D.H., Werner, J.. P-TEFb kinase recruitment and function at heat shock loci. Genes Dev. 2000,14 792-803.
Yamada T, Yamaguchi, Y., Inukai, N., Okamoto, S., Mura, T., Handa, H.. P-TEFbmediated phosphorylation of hSpt5 C-terminal repeats is critical for processive transcription elongation. Mol. Cell 2006,21:227-237.
Chiba K, Yamamoto, J., Yamaguchi, Y., Handa, H.. Promoter-proximal pausing and its release: molecular mechanisms and physiological functions. Exp. Cell Res. 2010,316:2723-2730. Cheng B, Price, D.H.. Properties of RNA polymerase II elongation complexes before and after the P-TEFb-mediated transition into productive elongation. J Biol Chem 2007,282:21901-21912. Peterlin BM, Price, D.H.. Controlling the elongation phase of transcription with PTEFb. Mol. Cell 2006,23:297-305.
Reyes-Reyes M, Hampsey, M.. Role for the Ssu72 C-terminal domain phosphatase in RNA polymerase II transcription elongation. Mol. Cell. Biol. 2007,27:926-936. Mosley AL, Pattenden, S.G., Carey, M., Venkatesh, S., Gilmore, J.M., Florens, L., Workman, J.L., Washburn, M.P.. Rtrl is a CTD phosphatase that regulates RNA polymerase II during the transition from serine 5 to serine 2 phosphorylation. Mol. Cell 2009,34:168-178. Jeronimo C, Forget, D., Bouchard, A., Li, Q., Chua, G., Poitras, C., Therien, C., Bergeron, D., Bourassa, S., Greenblatt, J., Chabot, B., Poirier, G.G., Hughes, T.R., Blanchette, M., Price, D.H., Coulombe, B.. Systematic analysis of the protein interaction network for the human transcription machinery reveals the identity of the 7SK capping enzyme. Mol. Cell 2007,27:262274.
Fuda NJ, Ardehali, M.B., Lis, J.T.. Defining mechanisms that regulate RNA polymerase II transcription in vivo. Nature 2009,461:186-192.
Kaplan CD, Laprade, L., Winston, F.. Transcription elongation factors repress transcription initiation from cryptic sites. Science 2003,301:1096-1099.
Ardehali MB, Lis, J.T. . Tracking rates of transcription and splicing in vivo. Nat. Struct. Mol. Biol. 2009,16:1123-1124.
Kuehner JN, Pearson, E.L., Moore, C.. Unravelling the means to an end: RNA polymerase II
transcription termination. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2011,12:283-294.
Ahn SH, Kim, M., Buratowski, S. Phosphorylation of serine 2 within the RNA polymerase II C-
terminal domain couples transcription and 3' end processing. Mol. Cell 2004,13:67-76.
Nag A, Narsinh, K., Martinson, H.G. The poly(A)-dependent transcriptional pause is mediated by
CPSF acting on the body of the polymerase. Nat. Struct. Mol. Biol. 2007,14:662-669.
Vasiljeva L, Buratowski, S. Nrdl interacts with the nuclear exosome for 3' processing of RNA
polymerase II transcripts. Mol Cell 2006,21:239-248.
Marquardt S, Hazelbaker, D.Z., Buratowski, S. Distinct RNA degradation pathways and 3'
extensions of yeast non-coding RNA species. Transcription 2011,2 145-154.
Egloff S, O'Reilly, D., Chapman, R.D., Taylor, A., Tanzhaus, K., Pitts, L., Eick, D., Murphy, S. Serine-
7 of the RNA polymerase II CTD is specifically required forsnRNA gene expression. Science
2007,318:1777-1779.
Hsin JP, Sheth, A., Manley, J.L.. RNAP II CTD phosphorylated on threonine-4 is required for histone mRNA 3' end processing. Science 2011,334:683-686.
Archambault J, Pan, G., Dahmus, G.K., Cartier, M., Marshall, N.; Zhang, S., Dahmus, M.E., Greenblatt, J.. FCP1, the RAP74-interacting subunit of a human protein phosphatase that dephosphorylatesthe carboxyl-terminal domain of RNA polymerase 110. J. Biol. Chem. 1998,273:27593-27601.
Meinhart A, Kamenski, T., Hoeppner, S., Baumli, S., Cramer, P.. A structural perspective of CTD function. Genes Dev 2005,19:1401-1415.
Sarge KD, Park-Sarge, O.K.. Gene bookmarking: keeping the pages open. Trends Biochem. Sci. 2005,30:605-610.
188. Yudkovsky N, Ranish, J.A., Hahn, S.. A transcription reinitiation intermediate that is stabilized by activator. Nature 2000,408:225-229.
189. El Kaderi B, Medler, S., Raghunayakula, S., Ansari, A.. Gene looping is conferred by activator-dependent interaction of transcription initiation and termination machineries. J. Biol. Chem. 2009,284:25015-25025.
190. Calvo 0, Manley, J.L. Strange bedfellows: polyadenylation factors at the promoter. Genes Dev. 2003,17:1321-1327.
191. Singh BN, Hampsey, M.. A transcription-independent role for TFIIB in gene looping. Mol. Cell 2007,27:806-816.
192. Malik S, Guermah, M., Roeder, R.G.. A dynamic model for PC4 coactivator function in RNA polymerase II transcription. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998,95:2192-2197.
193. Banerjee S, Kumar, B.R., Kundu, T.K.. General transcriptional coactivator PC4 activates p53 function. Mol. Cell. Biol. 2004,24:2052-2062.
194. Wang Z, Roeder, R.G.. DNA topoisomerase I and PC4 can interact with human TFIIIC to promote both accurate termination and transcription reinitiation by RNA polymerase III. Mol. Cell 1998,1:749-757.
195. He X, Khan, A.U., Cheng, H., Pappas, Jr., D.L., Hampsey, M., Moore, C.L.. Functional interactions between the transcription and mRNA 3' end processing machineries mediated by Ssu72 and Subl. Genes Dev. 2003,17:1030-1042.
196. Knaus R, Pollock, R., Guarente, L. Yeast SUB1 is a suppressor of TFIIB mutations and has homology to the human co-activator PC4. EMBOJ. 1996,15:1933-1940.
197. Calvo O, Manley, J.L. The transcriptional coactivator PC4/Subl has multiple functions in RNA polymerase II transcription. EMBOJ. 2005,24:1009-1020.
198. Osborne CS, Chakalova, L., Brown, K.E., Carter, D., Horton, A., Debrand, E., Goyenechea, B., Mitchell, J.A., Lopes, S., Reik, W., Fraser, P.. Active genes dynamically colocalize to shared sites of ongoing transcription. Nat. Genet. 2004,36:1065-1071.
199. Xu M, Cook, P.R.. Similar active genes cluster in specialized transcription factories. J. Cell. Biol. 2008,181:615-623.
200. Georgiev PG, Gerasimova, T.I.. Novel genes influencing the expression of the yellow locus and mdg4 (gypsy) in Drosophila melanogaster. Mol Gen Genet 1989,220(1):121-126.
201. Georgieva SG, Nabirochkina, E.N., Georgiev, P.G., Soldatov, A.V. Gene enhancer of yellow 1 of Drosophila melanogaster codes for protein TAF1I40. Dokl Biochem 2000,375:228-230.
202. Vorobyeva NE SN, Nikolenko JV, Kuzmina JL, Nabirochkina EN, Georgieva SG and Shidlovskii YV.. Transcription coactivator SAYP combines chromatin remodeler Brahma and transcription initiation factor TFIID into a single supercomplex. Proc Natl Acad Sci USA 2009,106(27):11049-11054.
203. Sambrook J, Fritsch, E.F., Maniatis, T.. Molecular Cloning. A laboratory manual. CSHL Press 2001.
204. Sandaltzopoulos R, et al. Dual regulation of the Drosophila hsp26 promoter in vitro. Nucleic Acids Res 1995,23(13):2479-2487.
205. Патрушев, Л.И. (2000) Экспрессия генов. М.: Наука, 528 стр.
206. Георгиева, С.Г., Набирочкина, E.H., Ладыгина, Н.Г., Георгиев, П.Г., Солдатов, A.B. (2001) Ядерный белок е(у)2 Drosophila melanogaster участвует в контроле транскрипции. Генетика 37, 248.
Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.