Изучение роли ремоделера хроматина Brahma в энхансер-зависимой активации генов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Былино Олег Валерьевич

• Былино Олег Валерьевич
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Былино Олег Валерьевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Разнообразие ДНК-зависимых РНК-полимераз эукариот

1.2 Общие принципы организации энхансер-зависимой транскрипции эукариот

1.3 Временная организация энхансер-зависимой транскрипции РНКПП. Всплески транскрипции (транскрипционный берстинг)

1.4 Пространственная организация энхансер-зависимой транскрипции в ядре

1.4.1 Транскрипционные фабрики и разделение фаз

1.4.2 Движение РНКП11 вдоль гена, движение гена сквозь РНКПП

1.5 Энхансер-промоторные контакты и инициация транскрипции РНКПП

1.5.1 Два механизма инициации транскрипции РНКП11

1.5.2 Два типа промоторов РНКПП, отличные по механизму инициации

1.5.3 Две основные модели действия энхансеров связанные с инициацией транскрипции РНКПП и проблема сближения регуляторных элементов

1.6 Роль топологии ДНК и активаторов транскрипции в контроле активации генов РНКПП

1.6.1 Роль топологии ДНК в контроле активации генов РНКПП энхансерами

1.6.2 Механизмы действия активаторов транскрипции РНКПП

1.6.3 Комбинаторный код активаторов транскрипции РНКП11

1.7 Механизмы функционирования энхансеров у высших эукариот

1.7.1 Начальные универсальные стадии действия энхансеров

1.7.2 Сборка энхансосомы

1.7.3 Механистические модели действия энхансеров

1.8 Организация генома высших эукариот и функционирование энхансеров

1.8.1 Функционирование энхансеров на уровне ТАДов

1.8.2 Механизмы, обеспецивающие специфичность активаци энхансерами внутри ТАДов

1.9 SWI/SNF и организация энхансер-зависимой транскрипции

1.9.1 Роль коактиваторов транскрипции в регуляции экспрессии генов эукариот

1.9.2 Типы АТФ-зависимых хроматин-ремоделирующих комплексов клетки

1.9.3 Разнообразие и состав комплексов SWI/SNF

1.9.4 SWI/SNF входит в группу белков Trithorax - антагонистов Polycomb

1.9.5 SWI/SNF необходим для действия энхансеров

1.9.6 SWI/SNF взаимодействует с активаторами транскрипции на промоторе

1.9.7 Субъединицы SWI/SNF могут выполнять роль активаторов транскрипции

1.9.8 Роль субъединиц SAYP и BAP170 в структурно-функциональной организации комплексов SWI/SNF

1.9.9 Роль хроматиновых модификаций в узнавании комплексами SWI/SNF

1.9.10 Потенциальная роль SWI/SNF в пространственной регуляции активности генома

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Материалы

2.1.1 Штаммы, векторы и среды для культивирования и трансформации E. coli

2.1.2 Линии и среды для поддержания культивируемых клеток Drosophila

2.1.3 Линии Drosophila melanogaster

2.1.4 Буферные растворы

2.1.5 Антитела

2.1.6 Праймеры

2.1.7 Используемое программное обеспечение

2.2 Методы

2.2.1 Получение химически- и электрокомпетентных клеток E. coli. Трансформация и электропорация E. coli

2.2.2 Выделение плазмидной ДНК, рестрикция, клонирование

2.2.3 Получение трансгенных мух

2.2.4 Выделение геномной ДНК из мух и клеток S2

2.2.5 Выделение тотальной РНК из личинок и клеток S2

2.2.6 ПЦР, количественный ПЦР в реальном времени (кПЦР), ОТ-кПЦР

2.2.7 Выделение ПЦР продуктов из геля для построения калибровочной кривой

2.2.8 Экспрессия рекомбинантного белка в E. coli

2.2.9 Выделение рекомбинантных белков из E. coli

2.2.10 Электрофорез белков ДСН/ПААГ и Вестерн-блот анализ

2.2.11 Получение и очистка антител к рекомбинантному белку

2.2.12 Иммунопреципитация белков (IP)

2.2.13 Гистохимическая окраска органов личиинок на активность ß-галактозидазы

2.2.14 РНК in situ гибридизация

2.2.15 Иммуноокрашивание препаратов имагинальных дисков и слюнных желез

2.2.16 Иммуноокрашивание препаратов политенных хромосом

2.2.17 Конфокальная микроскопия

2.2.18 Иммунопреципитация хроматина (ChIP)

2.2.19 Захват конформации хромосомы (3С анализ) на личинках и клетках S2

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Получение генетической системы, позволяющую изучать роль сигнатурных субъединиц SAYP и BAP170 в энхансер-зависимой регуляции экспрессии в геномном контексте у дрозофилы

3.2 Привлечение in vivo SAYP/BAP170 на промотор опосредует зависящую от энхансера активацию транскрипции в геномном контексте

3.3 Захват энхансера в локусах Dad, DanrE и dpp специфически опосредуется привлечением SAYP/BAP170

3.4 Субъединицы SAYP/BAP170 способствуют поддержанию экспрессии и облегчают захват отдаленных энхансеров в трансгенах

3.5 Оценка взаимодействия с энхансером при помощи метода 3С. Постановка метода на клетках S2 дрозофилы

3.6 Оценка взаимодействия с энхансером при помощи метода 3С. Адаптация протокола 3С для личинок дрозофилы

3.7 Изучения профиля взаимодействий энхансера в локусе Dad в личинках дикого типа и эмбриональных S2 клетках

3.8 Изучение профиля взаимодействий в локусе Dad в личинках в присутствии трансгена при привлечении SAYP/BAP170

3.9 Субъединицы SAYP/BAP 170 рекрутируют компоненты комплекса Brahma к промотору репортерного гена

3.10 Каталитическая субъединица Brahma увеличивает свое присутствие на промоторе в присутствии SAYP/BAP170

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

ПРИЛОЖЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

РНКПП - РНК-полимераза II

п.н. - пар нуклеотидов

а.о. - аминокислотный остаток

Э-П взаимодействия - энхансер-промоторные взаимодействия Э и П - энхансеры и промоторы ФТ - фабрика транскрипции ТФ - транскрипционный фактор

ДНС - белковые домены низкой сложности (Intrinsically Disordered Domains) AD - (транс)активационный домен (transactivation Domain) CTD - C-концевой домен РНКПП (С-Terminal Domain) АТ - активатор транскрипции

PIC - преинициаторный комплекс РНКПП (Pre-Initiative Complex)

DSIF - чувствительный к DRB индуцирующий фактор (DRB Sensitivity-Inducing Factor)

NELF - негативный фактор элонгации (Negative Elongation Factor)

p-TEFb - позитивный фактор элонгации (Positive Transcription Elongation Factor)

SMC-белки - белки поддержания структуры хромосом (Structural Maintenance of

Chromosomes)

DBD - ДНК-связывающий домен (DBD, DNA-Binding Domain)

TSS - сайт начала транскрипции (Transcription Start Site, TSS)

GTFs - общими (базальные) факторы транскрипции (General Transcription Factors)

HAT - гистонацетилтрансфераза (Histone Acetyltransferase)

HMT - гистонметилтрансфераза (Histone Methyltransferase)

GRE - элементы ответа на глюкокортикоиды (Glucikorticoid Response Elements)

пТФ - пионерный транскрипционный фактор

ESC - эмбриональные стволовые клетки (Embryonic Stem Cells)

ГДБ - гомеодоменные белки

PRE - участки распознавания комплексами Polycomb (Polycomb Responce Elements) ТАДы - топологически-ассоциированные домены (Topologically Associated Domains, TADs)

UAS - вышерасположенная активационная последовательность (Upstream Activating Sequence)

нкРНК - (длинные) некодирующие РНК

ГДХ - гены домашнего хозяйства КТ - комнатная температура ФА - формальдегид

БСЛ - библиотека случайного лигирования Ct - пороговый цикл

CRCs - комплексы ремоделирования хроматина (Chromatin Remodeling Complexes) ЦНС - центральная нервная система ПрК - протеиназа К

ОЧЛ - относительная частота лигирования

3С - метод захвата конформации хромосомы (Chromosome Conformation Capture) BAC - бактериальная искусственная хромосома (Bacterial Artificial Chromosome) ГБ - гибридизационный буфер

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение роли ремоделера хроматина Brahma в энхансер-зависимой активации генов»

Актуальность темы исследования

Современная парадигма активации генов РНКПП у высших эукариот состоит в том, что отдаленный энхансер и промотор гена сближается в пространстве, что сопровождается образованием петли между этими элементами [Bylino, Ibragimov, Shidlovskii, 2020; Hnisz и др., 2017; Ibragimov, Bylino, Shidlovskii, 2020; Kyrchanova, Georgiev, 2021]. При этом белки активаторы транскрипции (АТ) на энхансере взаимодействуют с комплексом РНКПП на промоторе и передают свой сигнал через корегуляторы (коактиваторы). В регуляции транскрипции и активации участвуют несколько групп коактиваторов, одной из которых являются комплексы ремоделирования хроматина. Эти консервативные в эволюции, как правило, мультисубъединичные комплексы взаимодействуют с хроматиновой фибриллой, изменяют на ней положение и состав нуклеосом, а также помогают РНКПП продвигаться по матрице хроматина в процессе элонгации транскрипции.

По типу используемой АТФазы комплексы ремоделирования подразделяется на несколько семейств, из которых наиболее изученным является семейство SWI/SNF, включающее у человека комплексы BAF, PBAF и их аналоги, - BAP и PBAP дрозофилы (ySWI/SNF и RSC у дрожжей). BAP комплекс вовлечен в регуляцию клеточного цикла [Moshkin и др., 2007], тогда как PBAP вовлечен в регуляцию развития, тканевую дифференцировку [Carrera, Zavadil, Treisman, 2008] и поддержание терминальных стволовых клеток [He и др., 2014]. Вместе с тем, оба типа комплексов задействованы в ответе на передачу сигналов [Rendina и др., 2010; Terriente-Félix, Celis de, 2009] и иммунном ответе [Carrera, Zavadil, Treisman, 2008; Guo и др., 2022; Stroschein-Stevenson и др., 2006; Valanne и др., 2020].

Помимо «моторной» субъединицы - АТФазы-транслоказы ДНК, одинаковой для BAP и PBAP комплексов, BAP и PBAP содержат в своем составе 7 коровых (основных) субъединиц, 2 из которых являются специфическими для многоклеточных, а также дополнительные специфические сигнатурные (вспомогательные) субъединицы, определяющие тип (вид) SWI/SNF комплекса и его функциональные отличия от комплекса SWI/SNF другого типа. Было показано, что разные типы SWI/SNF регулируют различные наборы генов, как у дрозофилы [Moshkin и др., 2007; Moshkin и др., 2012; Tian, Smith-Bolton, 2021], так и у человека [Nagl и др., 2007; Nakayama и др., 2017; Wang и др., 2017]. Именно сигнатурные субъединицы отвечают за специфические функции SWI/SNF комплексов разных типов. Однако роль сигнатурных субъединиц в регуляции транскрипции во многом

остается неизученной. Это обстоятельство определяет важность функционального изучения отдельных сигнатурных субъединиц SWI/SNF для фундаментального понимания регуляции экспрессии генов.

Степень разработанности темы исследования

В состав комплекса PBAP дрозофилы входят сигнатурные субъединицы SAYP, BAP170, Polybromo (PB), BRD7, тогда как в состав комплекса BAP входят субъединицы OSA, dD4, TTH, SS18, соответственно [Chalkley и др., 2008; Mohrmann и др., 2004; Moshkin и др., 2007; Moshkin и др., 2012]. Состав комплексов SWI/SNF у разных организмов и гомологи субъединиц дрозофилы у человека представлены на Рис. 6А в обзоре литературы.

Существует довольно сложная иерархия связывания сигнатурных субъединиц с основным комплексом. Так, SAYP взаимодействует c BAP170 [Vorobyeva и др., 2009], тогда как BAP170 стабилизирует PB [Carrera, Zavadil, Treisman, 2008; Moshkin и др., 2007]. Ассоциация BAP170 и PB с PBAP зависит от SAYP и блокируется OSA, препятствуя образованию гибридных PBAP/BAP комплексов [Chalkley и др., 2008]. Биохимическое взаимодействие гомологов SAYP и BAP170, белков ARID2 и PHF10 человека, также было показано [Mashtalir и др., 2018].

Мутации в гене, кодирующем SAYP, приводят к появлению морфологических аномалий. У мух возникают неправильное и избыточное жилкование крыльев [Panov и др., 2012] и дефекты развития лапок [Chalkley и др., 2008]. Схожие аномалии в части развития лапок [Rendina и др., 2010] и крыльев [Carrera, Zavadil, Treisman, 2008; Rendina и др., 2010] вызывают мутации гена BAP170. Биохимически было продемонстрировано, что SAYP взаимодействует с активаторами транскрипции DHR3 [Vorobyeva и др., 2011], STAT [Panov и др., 2012], а гомологичная субъединица человека, PHF10, - с активаторами с-MYC [Soshnikova и др., 2021] и c-FOS [Azieva и др., 2021]. Эти генетические и биохимические данные свидетельствуют, что белки SAYP и BAP170 важны для реализации программ развития и могут быть необходимы для активации экспрессии. Кроме того, у человека мутации в отдельных сигнатурных субъединицах SWI/SNF, - ARID2 (BAP170 у дрозофилы) [Hodges, Kirkland, Crabtree, 2016], ARID1A/B (OSA), PBRM1 (Polybromo) [Bracken, Brien, Verrijzer, 2019] ассоциированы с 40% случаев отдельных нозологий рака и рассматриваются в настоящее время как один из важных факторов, приводящих к появлению измененной структуры хроматина и неправильной работе генов, и, в конечном итоге, к избыточной пролиферации и потери нормальными клетками дифференцированного состояния (озлокачествлению) [Bracken, Brien, Verrijzer, 2019; Hodges, Kirkland, Crabtree, 2016]. Это определяет важное биомедицинское значение

изучения функции сигнатурных субъединиц SAYP и BAP170 и их гомологов у человека и в модельных объектах.

Функции SAYP и BAP170 на промоторе слабо изучены. Направленное привлечение к промотору гена отдельных субъединиц SWI/SNF предоставляет эффективное средство для изучения их функций на промоторе. У дрожжей несколько субъединиц ySWI/SNF и RSC были протестированы таким образом. Слитые белки, состоящие из субъединиц уSWI/SNF SNF2,5,6 и ДНК-связывающего домена бактериального белка LexA действовали как мощные активаторы транскрипции репортера, несущего в промоторе операторные сайты LexAop [Laurent, Carlson, 1992; Laurent, Treitel, Carlson, 1990; Laurent, Treitel, Carlson, 1991]. Сходным образом, слитый белок, состоящий из ДНК-связывающего домена GAL4 и домена SAY белка SAYP активировал репортер, находящийся в той же плазмиде под контролем UAS в PB- и BAPHO-зависимой манере [Vorobyeva и др., 2009]. Однако, эти эксперименты были сделаны в системе трансфекции культуры клеток S2 дрозофилы, когда репортер находился в клетках в виде эписомы или встраивался в геном в составе плазмиды случайным образом во множестве копий. Изучение функции сигнатурных субъединиц SAYP и BAP170 на модели трансгена, находящегося в единственной копии в геномном контексте, необходимо для понимания роли этих субъединиц, а также самого комплекса PBAP в энхансер-опосредованной транскрипции и установлении энхансер-промоторных контактов.

Цель и задачи исследования

Целью работы являлось изучение роли специфических сигнатурных субъединиц SAYP и BAP170 комплекса ремоделирования хроматина Brahma (SWI/SNF, PBAP) дрозофилы в активированной транскрипции генов в геномном контексте. Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Создать и охарактеризовать генетическую систему, позволяющую искусственно привлекать субъединицы SAYP и BAP170 на промотор репортерного гена, находящийся в единственной копии в различном геномном окружении у дрозофилы.

2. Исследовать роль субъединиц SAYP и BAP170 в транскрипции репортера в нескольких геномных локусах.

3. Провести анализ имеющихся протоколов метода 3С и оптимизировать его культуры S2 клеток и личинок дрозофилы.

4. Изучить при помощи 3С взаимодействия регуляторных элементов в локусе Dad дикого типа и в локусе Dad, несущем репортерный трансген, в присутствии SAYP и BAP170. Выяснить, сопровождается ли сближение регуляторных элементов активацией транскрипции репортерного гена.

5. Изучить привлечение на регуляторные элементы локуса Dad, несущего репортер,

компонентов комплекса Brahma.

Научная новизна

В настоящей работе впервые продемонстрирована функциональная значимость комплекса ремоделирования хроматина Brahma (семейство комплексов SWI/SNF, тип комплекса PBAP) для формирования дальних контактов между энхансерами и промоторами у дрозофилы. Получена генетическая бинарная система, позволяющая изучать роль различных субъединиц комплекса Brahma в регуляции транскрипции на промоторе, а также в формировании дальних контактов между регуляторными участками генов. Получена панель линий с захватом энхансера («enhancer trap») с активацией экспрессии репортерного гена в различных органах и тканях дрозофилы. Установлено, что данная активация зависит от привлечения к промотору репортера сигнатурных субъединиц комплекса ремоделирования хроматина Brahma SAYP и BAP170. Для нескольких геномных локусов показано, что привлечение субъединиц SAYP и BAP170 к промотору репортерного гена специфически опосредует захват энхансера эндогенов на промотор репортерного гена, а не на конкурирующие промоторы, находящиеся в составе того же трансгена. Доказано, что субъединицы SAYP и BAP170 слитые с ДНК-связывающим доменом бактериального белка LexA функционально подменяют субъединицы дикого типа. В трансгенах показано, что привлечение SAYP и BAP170 на промотор способствуют поддержанию энхансер-зависимой транскрипции при отдалении энхансера от промотора репортерного гена.

С целью подтверждения выявленных генетических взаимодействий в лаборатории поставлен метод захвата конформации хромосомы (3С), позволяющий биохимическим способом устанавливать и проверять наличие контактов между регуляторными участками генов. Метод оптимизирован для культуры клеток S2 дрозофилы. Получены новые данные, расширяющие представления о функционировании базовых шагов процедуры 3С. В частности, продемонстрировано, что эффективное лигирование на фиксированных формальдегидом ядрах, выполняемое после эндонуклеазного расщепления хроматина, происходит гораздо медленнее, чем лигирование расщепленного и хроматина в нативных ядрах. Кроме того, обнаружено, что лигирование в присутствии 0,1% SDS даже секвестрированного 1% Triton X-100 происходит в ядрах не эффективно. Разработанный для клеток S2 протокол 3С адаптирован для личинок дрозофилы. При помощи 3С было продемонстрировано, что в личинках дикого типа модельный локус Dad находится в иной (активной) конформации, нежели в клетках S2 (неактивной). Определено, что сближение энхансера с промотором сопровождается усилением транскрипции модельного локуса Dad в личинках дикого типа, по сравнению с S2 клетками. Впервые представлены данные о том,

что в генетический фон личинках-мутантах, содержащих инсерцию репортерного трансгена в локус Dad, может негативно влиять на эффективность процедуры 3С, в частности на количество ДНК получаемых 3С библиотек и эффективность эндонуклеазного расщепления хроматина. Показано, что негативный генетический фон, препятствующий эффективному эндонуклеазному расщеплению хроматина, может быть заменен на пермиссивный генетический фон путем генетических скрещиваний и мейотического кроссинговера хромосомы, несущей репортерный трансген в локусе Dad, с хромосомой дикого типа. При помощи рекомбинации получены новые контрольные линии мух, в которых репортерный трансген выведен на пермиссивный генетический фон. С использованием новых контрольных линий выяснено, что привлечение на промотор репортерного гена субъединиц SAYP и BAP170 комплекса ремоделирования Brahma, вызывает сближение энхансера Dad с промотором репортерного гена в личинках-мутантах. Такое сближение сопровождается усилением транскрипции репортерного гена в зависимости от силы промотора, под которым находятся SAYP или BAP170; более сильная экспрессия в линии с BAP170 обеспечивает большее приближение энхансера Dad к промотору репортерного гена. Получены высокоаффинные поликлональные антитела к каталитической субъединице Brahma. При помощи иммунопреципитации хроматина установлено, что привлечение SAYP и BAP170 к промотору репортерного гена способствует рекрутированию каталитической субъединицы, а также остальных компонентов комплекса Brahma на промотор репортерного гена и энхансер Dad. Также, установлено, что при привлечении SAYP и BAP170 к промотору репортерного гена и активации транскрипции каталитическая субъединица Brahma увеличивает свое присутствие на промоторе и достоверно снижает свое присутствие на энхансере (возможно перераспределяется между энхансером и промотором в пользу промотора).

Теоретическая и практическая значимость работы

Комплексы ремоделирования хроматина консервативны от одноклеточных эукариот до млекопитающих, поэтому изучение принципов функционирования комплекса ремоделирования хроматина Brahma у дрозофилы имеет важное значение для понимания действия гомологичных комплексов у человека и будет способствовать дальнейшей расшифровке молекулярных механизмов регуляции экспрессии генов с участием SWI/SNF у высших эукариот в целом. Кроме того, знание принципов работы комплексов SWI/SNF поможет также в понимании закономерностей возникновения и развития рака.

Практическая значимость работы заключается в возможности использования полученных результатов и выводов для понимания таких сложных биологических процессов как регуляция экспрессии генов высших эукариот, развитие многоклеточного

организма, возникновение рака, поскольку во всех этих процессах задействованы комплексы SWI/SNF. Полученные на дрозофиле новые данные могут быть экстраполированы на другие организмы, включая человека и помогут, в конечном счете, разработать новые методы диагностики, профилактики и лечения различных заболеваний, в том числе рака, а также увеличить продолжительность здорового долголетия человека. Методология и методы исследования

Работа выполнена с использованием современного оборудования и методов молекулярной биологии и генетики. Среди применявшихся в работе методов можно выделить: получение трансгенных линий D. melanogaster, молекулярное клонирование, выделение геномной ДНК и тотальной РНК, ПЦР-анализ в реальном времени, ЗС-анализ, иммуноокрашивание тканей, экспрессия и выделение рекомбинантного белка, вестерн-блот анализ, получение антител, микроскопические исследования и др. Для проведения работы использовались современные лабораторные инструменты: приборы для ПЦР в реальном времени, конфокальный микроскоп, стереомикроскоп, высокоскоростные центрифуги, термостаты и пр. В качестве объекта исследования были использованы дикие и трансгенные линии мух Drosophila melanogaster, полученные в процессе выполнения работы, а также культура эмбриональных клеток этого организма линии S2 (Sg4 клон). Положения, выносимые на защиту

1. В линиях мух, несущих репортерный трансген PtexAop-ksp7(AacZ в различных геномных положениях, наблюдается захват активных энхансеров («enhancer trap» эффект), опосредованный привлечением на промотор репортерного гена сигнатурных субъединиц комплекса ремоделирования Brahma SAYP и BAP170.

2. Привлечение SAYP и BAP170 к промотору репортерного гена специфически опосредует захват энхансеров эндогенов в локусах Dad, DanrE и dpp на промотор репортерного гена, а не на конкурирующие промоторы, расположенные в составе того же трансгена (действует как активатор, дискриминирует промотор репортерного гена среди других промоторов), а также способствует поддержанию энхансер-зависимой транскрипции при отдалении энхансера от промотора в трансгенах.

3. В процедуре ЗС эффективное лигирование хроматина после фиксации формальдегидом требует более продолжительного времени, чем лигирование нативного хроматина. Лигирование фиксированного хроматина в ядрах подавляется в присутствии 0,1% SDS в комбинации с 1% Triton X-100. Генетический фон в линиях мух влияет на эффективность процедуры ЗС.

4. В личинках дикого типа локус Dad находится в иной (активной) конформации, нежели в клетках S2 (неактивная конформация). Отличия в конформации между личинками и

клетками S2 связаны с различиями в уровне транскрипции гена Dad - высоким в личинках и низким в клетках S2. Привлечение к промотору репортера SAYP и BAP170 опосредует сближение энхансера эндогена Dad с промотором репортера и сопровождается усилением транскрипции репортера. 5. Субъединицы SAYP и BAP170 рекрутируют полный комплекс Brahma к промотору репортерного гена, в том числе каталитическую субъединицу BRM, которая при активации экспрессии увеличивает свое присутствие на промоторе репортера, а ее количество на энхансере достоверно снижается. Степень достоверности и апробация результатов

Работа выполнена на высоком квалификационном уровне с использованием современных методов молекулярной биологии, биохимии и молекулярной генетики с применением современных лабораторных инструментов, реактивов и оборудования.

Достоверность результатов работы не вызывает сомнений и подтверждается их воспроизводимостью в повторных экспериментах, наличием соответствующих контролей и статистическим анализом. Научные положения и выводы базируются на согласованных данных теоретических и экспериментальных исследований, приведенных на рисунках и в таблицах.

Экспериментальные результаты работы опубликованы в одном международном рецензируемом научном журнале первого квартиля Q1 (Int. J. Mol. Sci.), двух международных рецензируемых научных журналах второго квартиля Q2 (Front. Genet.) и представлены на одной международной научной конференции. Литобзор работы опубликован в двух статьях в международном рецензируемом научном журнале первого квартиля Q1 (Cells). Цель, поставленная в работе, достигнута. Список опубликованных работ по теме диссертации

1. Bylino OV, Ibragimov AN, Digilio FA, Giordano E, Shidlovskii YV. Application of the 3C Method to Study the Developmental Genes in Drosophila Larvae. Front Genet. 2022 Jul 15;13:734208.

2. Bylino OV, Ibragimov AN, Pravednikova AE, Shidlovskii YV. Investigation of the basic steps in the chromosome conformation capture procedure. Front Genet. 2021. Sep 20;12:733937.

3. Shidlovskii YV, Bylino OV, Shaposhnikov AV, Kachaev ZM, Lebedeva LA, Kolesnik VV, Amendola D, De Simone G, Formicola N, Schedl P, Digilio FA, Giordano E. Subunits of the PBAP chromatin remodeler are capable of mediating enhancer-driven transcription in Drosophila. Int J Mol Sci. 2021 Mar 11;22(6):2856.

4. Bylino OV, Ibragimov AN, Shidlovskii YV. Evolution of Regulated Transcription. Cells. 2020 Jul 12;9(7):1675.

5. Ibragimov AN#, Bylino OV#, Shidlovskii YV. Molecular Basis of the Function of Transcriptional Enhancers. Cells. 2020 Jul 5;9(7):1620. # - равный вклад.

Тезисы конференций

1. Y. Shidlovskii, O. Bylino, L. Lebedeva, E. Giordano. Studying Brahma functions in longrange interaction with enhancer-trap system. (2019) EMBO Workshop "The Genome in Three Dimensions", Kylini, Greece, May 20-24 2019, Abstract book, p.85. Личный вклад автора

Основной объем исследований, представленных в диссертационной работе, выполнен автором самостоятельно или при его участии. Полностью самостоятельно проведены постановка в лаборатории метода 3С, подбор условий и отработка протокола 3С на культуре клеток S2, адаптация протокола 3С для личинок дрозофилы, сбор и фиксация материала для 3С (клетки, личинки диких и трансгенных линий D. melanogaster), подготовка и получение контрольных библиотек случайного лигирования, проведение процедуры 3С и анализ ее результатов на S2 клетках, диких и трансгенных личинках, обратная транскрипция-количественный ПЦР на S2 клетках, диких и трансгенных личинках, иммунопреципитации хроматина трангенных личинках, получение и очистка высокоаффинных поликлональных антител к каталитической субъединице Brahma. Часть трансгенных линий дрозофил и их окраски произведены в ИБГ РАН лично автором. Другая часть линий и их окраски произведены в совместно с итальянскими коллабораторами (университет Неаполя, Италия). Модельная генетическая система для исследования разработана Э. Джиордано (университет Неаполя, Италия). Другие соавторы указаны в соответствующих опубликованных работах. Автор принимал непосредственное участие в обсуждении и планировании экспериментов, интерпретации результатов, подготовке и оформлении данных для публикаций, написании, редактировании статей, а также подготовки ответов рецензентам. Также автором самостоятельно проведен анализ литературы по теме диссертационного исследования. Структура и объем диссертации

Диссертационная работа изложена на 186 страницах машинописного текста, содержит 38 рисунков и 4 таблицы и состоит из Введения, четырех глав («Обзор литературы», «Материалы и методы исследования», «Результаты», «Обсуждение результатов»), Выводов, Списка литературы, Благодарностей и Приложения. Список литературы включает 451 источник.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Литературный обзор посвящен транскрипционным энхансерам эукариот, а также роли SWI/SNF в организации энхансер-зависимой транскрипции.

l.l Разнообразие ДНК-зависимых РНК-полимераз эукариот

Основные компоненты аппарата транскрипции ДНК эукариот консервативны в эволюции от дрожжей до человека и растений. Более того можно проследить четкие параллели в устройстве аппарата транскрипции между всеми доменами жизни [Werner, Grohmann, 2011]. Тогда как у бактерий и архей для всех генов существует только одна РНКП, состоящая из 5 и 13 субъединиц, соответственно, транскрипционные функции у всех эукариот разделены между 3 -мя главными РНКП. Три эти РНК-полимеразные активности были выделены при хроматографии из развивающихся эмбрионов морского ежа или печени крысы и были названы I, II, III по порядку схождения с колонки при повышении концентрации солевого элюирующего раствора [Roeder, Rutter, 1969; Roeder, Rutter, 1970]. РНКШ осуществляет транскрипцию гена 45 S предшественника рРНК, который процессируется до 18S, 5,8S и 28S РНК. РНКПШ транскрибирует гены тРНК, кластеров 5 S рРНК и U6 малых ядерных РНК (мяРНК), участвующие в сплайсинге. РНКПП транскрибирует гены белков и прочих мяРНК, за исключением U6, а также генов микроРНК [Lee и др., 2004b]. Кроме того, у растений были найдены еще две РНК-полимеразы - IV (IVa) и V (IVb), необходимые для транскрипции генов малых интерферирующих РНК ^РНК), направляющих в растениях метилирование ДНК транспозонов и формирование гетерохроматина [Onodera и др., 2005; Wierzbicki, Haag, Pikaard, 2008]. Все описанные выше эукариотические РНК-полимеразы состоят из двух больших (120-220 кДа) и от 10 до 15 малых субъединиц (10-100 кДа). Помимо этого, в клетках человека существует митохондриальная РНК-полимераза, кодируемая ядерным геном POLRMT [Ringel и др., 2011]. Эта полимераза устойчива к ингибитору РНКПП а-аманитину, представляет собой одиночный полипептид, и в этом близка к фаговым T3/T7 полимеразам и RpoT/RpoTmp пластид (RpoTmp транскрибирует как гены пластид, так и митохондрий) [Borner и др., 2015]. C гена POLRMT считывается альтернативный транскрипт, кодирующий укороченную на 262 N-концевых а.о. форму митохондриальной РНКП - spRNAP-IV [Kravchenko и др., 2005]. Отсутствие сигнала митохондриальной локализации позволяет spRNAP-IV находиться в ядре и транскрибировать некоторые ядерные гены. Промоторы

генов spRNAP-IV не отвечают на стимуляцию энхансерами РНКПП [Kravchenko и др., 2005]. Кроме того, в транскрипции генома пластид принимает участие еще одна РНКП, аналогичная по структуре бактериальной РНКП, которая узнает промоторы своих генов при помощи сигма-факторов [Borner и др., 2015]. При этом, компоненты самой этой РНКП закодированы в геноме пластид, а сигма-факторы и ассоциированные с этой полимеразой белки - в ядерном [Borner и др., 2015]. Таким образом, суммарное функциональное разнообразие эукариотических полимераз достигает восьми разных по структуре и функциям ферментов.

1.2 Общие принципы организации энхансер-зависимой транскрипции РНКП11

Важным свойством всех РНК-полимераз клеточного происхождения является то, что они не способны сами по себе узнавать промотор в участке начала транскрипции, уникальный для каждого гена, без дополнительных факторов. Инициация транскрипции белок-кодирующих генов у эукариот РНКПП сопряжена с привлечением к регуляторной области гена РНКПП общих факторов транскрипции (GTFs), а также специфических регуляторов (активаторов или репрессоров) и корегуляторов (коактивторов и корепрессоров) [Roeder, 2019]. GTFs первоначально были выделены в результате фракционирования и хроматографической очисти ядерного экстракта клеток как факторы, абсолютно необходимые для узнавания корового промотора и инициации транскрипции эукариотической РНКПП [Orphanides, Lagrange, Reinberg, 1996]. Компоненты фракций A и D, необходимые для инициации РНКПП были названы факторами транскрипции TFIIA и TFIID. Фракция С были поделена на дополнительные фракции B, E, F, H и из них были выделены TFIIB, TFIIE, TFIIF, TFIIH [Ge и др., 1996].

Хотя коровый промотор, в присутствии РНКПП и GTFs способен самостоятельно обеспечивать некоторый базальный низкий уровень транскрипции, специфическое усиление транскрипции у эукариот зависит от специализированных ДНК-элементов -энхансеров, с которыми связываются специфические АТ. Такие ДНК-элементы могут быть расположены на значительном удалении от старта транскрипции. Привлечение активатора на энхансер через активационный домен активатора (AD) способствует привлечению на промотор остальных участников транскрипции и сборке преинициаторного комплекса РНКПП (PIC). Этим активированная (индуцированная) транскрипция отличается от базальной, могущей происходить в ядре на низком уровне в отсутствии АТ.

1.3 Временная организация энхансер-зависимой транскрипции РНКП11. Всплески

транскрипции (транскрипционный берстинг)

Транскрипция генов четко организована во времени и пространстве. Синтез мРНК и у про- и у эукариот происходит в виде коротких интенсивных импульсов (всплесков, пульсов) которые представляют собой периоды транскрипционной активности генов, за которыми следуют периоды молчания генов [Suter и др., 2011]. Прерывистая пульсация экспрессии генов определяется свойствами транскрипционного аппарата и организации хроматина, а не вызывается какими-либо внешними факторам [Nicolas, Phillips, Naef, 2017]. Всплески транскрипции характеризуются несколькими взаимосвязанными параметрами, такими как амплитуда (высота пика, интенсивность), продолжительность (время, длина) и частота повторения (количество, доля (фракция), число всплесков за единицу времени). Амплитуду и продолжительность, взятые вместе, иногда называют размером всплеска, и противопоставляют размер частоте. Все три параметра влияют на результат транскрипции, который выражается в количестве синтезированной мРНК гена (Рис. 1). Продолжительность и частота всплеска являются основными характеристиками, а амплитуда отражает кинетику и может изменяться в течение одного всплеска [Fukaya, Lim, Levine, 2016]. Среднее время всплеска было рассчитано для некоторых организмов и составляет порядка 5 мин [Chubb и др., 2006].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Былино Олег Валерьевич, 2022 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Engl C. h gp. The route to transcription initiation determines the mode of transcriptional bursting in E. coli // Nat. Commun. 2020. T. 11. № 1. C. 2422.

2. Schoenfelder S. h gp. Divergent wiring of repressive and active chromatin interactions between mouse embryonic and trophoblast lineages // Nat. Commun. 2018. T. 9. № 1. C. 4189.

3. Kaushal A. h gp. CTCF loss has limited effects on global genome architecture in Drosophila despite critical regulatory functions // Nat. Commun. 2021. T. 12. № 1. C. 1011.

4. Schoenfelder S. h gp. Preferential associations between co-regulated genes reveal a transcriptional interactome in erythroid cells // Nat. Genet. 2010. T. 42. № 1. C. 53-61.

5. Lai S.-L., Lee T. Genetic mosaic with dual binary transcriptional systems in Drosophila // Nat. Neurosci. 2006. T. 9. № 5. C. 703-709.

6. Kvon E. Z. h gp. Enhancer redundancy in development and disease // Nat. Rev. Genet. 2021. T. 22. № 5. C. 324-336.

7. Davidson I. F., Peters J.-M. Genome folding through loop extrusion by SMC complexes // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2021. T. 22. № 7. C. 445-464.

8. Chen H. h gp. Dynamic interplay between enhancer-promoter topology and gene activity // Nat. Genet. 2018. T. 50. № 9. C. 1296-1303.

9. Rippe K., Papantonis A. RNA polymerase II transcription compartments: from multivalent chromatin binding to liquid droplet formation? // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2021. T. 22. № 10. C. 645-646.

10. Rubin A. J. h gp. Lineage-specific dynamic and pre-established enhancer-promoter contacts cooperate in terminal differentiation // Nat. Genet. 2017. T. 49. № 10. C. 1522-1528.

11. Schoenfelder S. h gp. Polycomb repressive complex PRC1 spatially constrains the mouse embryonic stem cell genome // Nat. Genet. 2015a. T. 47. № 10. C. 1179-1186.

12. Wei M.-T. h gp. Nucleated transcriptional condensates amplify gene expression // Nat. Cell Biol. 2020. T. 22. № 10. C. 1187-1196.

13. Amati B. h gp. Transcriptional activation by the human c-Myc oncoprotein in yeast requires interaction with Max // Nature. 1992. T. 359. № 6394. C. 423-426.

14. Jin F. h gp. A high-resolution map of the three-dimensional chromatin interactome in human cells // Nature. 2013. T. 503. № 7475. C. 290-294.

15. Monahan K., Horta A., Lomvardas S. LHX2- and LDB1-mediated trans interactions regulate olfactory receptor choice // Nature. 2019. T. 565. № 7740. C. 448-453.

16. Soshnikova N. V. h gp. PHF10 subunit of PBAF complex mediates transcriptional activation by MYC // Oncogene. 2021. C. 1-10.

17. Cairns B. R. h gp. Essential role of Swp73p in the function of yeast Swi/Snf complex. // Genes Dev. 1996. T. 10. № 17. C. 2131-2144.

18. Rosenfeld M. G., Lunyak V. V., Glass C. K. Sensors and signals: a coactivator/corepressor/epigenetic code for integrating signal-dependent programs of transcriptional response // Genes Dev. 2006. T. 20. № 11. C. 1405-1428.

19. Shi J. h gp. Role of SWI/SNF in acute leukemia maintenance and enhancer-mediated Myc regulation // Genes Dev. 2013. T. 27. № 24. C. 2648-2662.

20. Krivega I., Dale R. K., Dean A. Role of LDB1 in the transition from chromatin looping to transcription activation // Genes Dev. 2014. T. 28. № 12. C. 1278-1290.

21. Iwafuchi-Doi M., Zaret K. S. Pioneer transcription factors in cell reprogramming // Genes Dev. 2014. T. 28. № 24. C. 2679-2692.

22. Barutcu A. R. h gp. SMARCA4 regulates gene expression and higher-order chromatin structure in proliferating mammary epithelial cells // Genome Res. 2016. T. 26. № 9. C. 1188-1201.

23. Mermet J. h gp. Clock-dependent chromatin topology modulates circadian transcription and behavior // Genes Dev. 2018. T. 32. № 5-6. C. 347-358.

24. Bracken A. P., Brien G. L., Verrijzer C. P. Dangerous liaisons: interplay between SWI/SNF, NuRD, and Polycomb in chromatin regulation and cancer // Genes Dev. 2019.

25. Boyle S. h gp. A central role for canonical PRC1 in shaping the 3D nuclear landscape // Genes Dev. 2020.

26. Abe N. h gp. Deconvolving the recognition of DNA shape from sequence // Cell. 2015. T. 161. № 2. C.307-318.

27. Alecki C. h gp. RNA-DNA strand exchange by the Drosophila Polycomb complex PRC2 // Nat. Commun. 2020. T. 11. № 1. C. 1781.

28. Alexander J. M. h gp. Brg1 modulates enhancer activation in mesoderm lineage commitment // Dev. Camb. Engl. 2015. T. 142. № 8. C. 1418-1430.

29. Anbunathan H. h gp. Integrative Copy Number Analysis of Uveal Melanoma Reveals Novel Candidate Genes Involved in Tumorigenesis Including a Tumor Suppressor Role for PHF10/BAF45a // Clin. Cancer Res. Off. J. Am. Assoc. Cancer Res. 2019. T. 25. № 16. C. 5156-5166.

30. Andrews B. J., Herskowitz I. Identification of a DNA binding factor involved in cell-cycle control of the yeast HO gene // Cell. 1989. T. 57. № 1. C. 21-29.

31. Andrey G. h gp. A switch between topological domains underlies HoxD genes collinearity in mouse limbs // Science. 2013. T. 340. № 6137. C. 1234167.

32. Armstrong J. A., Bieker J. J., Emerson B. M. A SWI/SNF-related chromatin remodeling complex, E-RC1, is required for tissue-specific transcriptional regulation by EKLF in vitro // Cell. 1998. T. 95. № 1. C. 93-104.

33. Ashburner M. Drosophila: a laboratory manual. : Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.

34. Attrill H. h gp. FlyBase: establishing a Gene Group resource for Drosophila melanogaster // Nucleic Acids Res. 2016. T. 44. № D1. C. D786-792.

35. Azieva A. M. h gp. PHF10, a Subunit of the PBAF Chromatin Remodeling Complex, Changes Its Localization and Interacts with c-FOS during the Initiation of Long-Term Potentiation in Neuronal Culture // Mol. Biol. (Mosk.). 2021. T. 55. № 6. C. 1021-1029.

36. Bach I. h gp. A family of LIM domain-associated cofactors confer transcriptional synergism between LIM and Otx homeodomain proteins // Genes Dev. 1997. T. 11. № 11. C. 1370-1380.

37. Baker C. R., Hanson-Smith V., Johnson A. D. Following Gene Duplication, Paralog Interference Constrains Transcriptional Circuit Evolution // Science. 2013. T. 342. № 6154. C. 104-108.

38. Baniahmad C. h gp. Co-operative binding of the glucocorticoid receptor DNA binding domain is one of at least two mechanisms for synergism // J. Mol. Biol. 1991. T. 222. № 2. C. 155-165.

39. Bartholomew B. Regulating the Chromatin Landscape: Structural and Mechanistic Perspectives // Annu. Rev. Biochem. 2014. T. 83. C. 671-696.

40. Bartman C. R. h gp. Enhancer Regulation of Transcriptional Bursting Parameters Revealed by Forced Chromatin Looping // Mol. Cell. 2016. T. 62. № 2. C. 237-247.

41. Bazett-Jones D. P. h gp. The SWI/SNF Complex Creates Loop Domains in DNA and Polynucleosome Arrays and Can Disrupt DNA-Histone Contacts within These Domains // Mol. Cell. Biol. 1999. T. 19. № 2. C. 1470-1478.

42. Beagan J. A. h gp. YY1 and CTCF orchestrate a 3D chromatin looping switch during early neural lineage commitment // Genome Res. 2017. T. 27. № 7. C. 1139-1152.

43. Beagan J. A., Phillips-Cremins J. E. On the existence and functionality of topologically associating domains // Nat. Genet. 2020. T. 52. № 1. C. 8-16.

44. Berkes C. A. h gp. Pbx marks genes for activation by MyoD indicating a role for a homeodomain protein in establishing myogenic potential // Mol. Cell. 2004. T. 14. № 4. C. 465-477.

45. Bieli D. h gp. Establishment of a Developmental Compartment Requires Interactions between Three Synergistic Cis-regulatory Modules // PLOS Genet. 2015. T. 11. № 10. C. e1005376.

46. Bischof J. h gp. An optimized transgenesis system for Drosophila using germ-line-specific phiC31 integrases // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007. T. 104. № 9. C. 3312-3317.

47. Blackman R. K. h gp. An extensive 3' cis-regulatory region directs the imaginal disk expression of decapentaplegic, a member of the TGF-beta family in Drosophila // Dev. Camb. Engl. 1991. T. 111. № 3. C. 657-666.

48. Blackwood E. M. Going the Distance: A Current View of Enhancer Action // Science. 1998. T. 281. № 5373. C. 60-63.

49. Blackwood E. M., Eisenman R. N. Max: a helix-loop-helix zipper protein that forms a sequence-specific DNA-binding complex with Myc // Science. 1991. T. 251. № 4998. C. 1211-1217.

50. Bluemn T. h gp. Differential roles of BAF and PBAF subunits, Arid1b and Arid2, in MLL-AF9 leukemogenesis // Leukemia. 2022. T. 36. № 4. C. 946-955.

51. Boehning M. h gp. RNA polymerase II clustering through carboxy-terminal domain phase separation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2018. T. 25. № 9. C. 833-840.

52. Boija A. h gp. Transcription Factors Activate Genes through the Phase-Separation Capacity of Their Activation Domains // Cell. 2018. T. 175. № 7. C. 1842- 1855.e16.

53. Bonev B. h gp. Multiscale 3D Genome Rewiring during Mouse Neural Development // Cell. 2017. T. 171. № 3. C. 557- 572.e24.

54. Borner T. h gp. Chloroplast RNA polymerases: Role in chloroplast biogenesis // Biochim. Biophys. Acta BBA - Bioenerg. 2015. T. 1847. № 9. C. 761-769.

55. Bossen C. h gp. The chromatin remodeler Brg1 activates enhancer repertoires to establish B cell identity and modulate cell growth // Nat. Immunol. 2015. T. 16. № 7. C. 775-784.

56. Boyer L. A. h gp. Roles of the histone H2A-H2B dimers and the (H3-H4)(2) tetramer in nucleosome remodeling by the SWI-SNF complex // J. Biol. Chem. 2000. T. 275. № 16. C. 11545-11552.

57. Bracken A. P., Helin K. Polycomb group proteins: navigators of lineage pathways led astray in cancer // Nat. Rev. Cancer. 2009. T. 9. № 11. C. 773-784.

58. Brand A. H., Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes // Dev. Camb. Engl. 1993. T. 118. № 2. C. 401-415.

59. Brown C. E. h gp. Recruitment of HAT Complexes by Direct Activator Interactions with the ATM-Related Tra1 Subunit // Science. 2001. T. 292. № 5525. C. 2333-2337.

60. Brown E., Malakar S., Krebs J. E. How many remodelers does it take to make a brain? // Biochem. Cell Biol. 2007. T. 85. № 4. C. 444-462.

61. Bulger M., Groudine M. Looping versus linking: toward a model for long-distance gene activation // Genes Dev. 1999. T. 13. № 19. C. 2465-2477.

62. Bylino O. V. h gp. Investigation of the Basic Steps in the Chromosome Conformation Capture Procedure // Front. Genet. 2021. T. 12. C. 733937.

63. Bylino O. V. h gp. Application of the 3C Method to Study the Developmental Genes in Drosophila Larvae // Front. Genet. 2022. T. 13. C. 734208.

64. Bylino O. V., Ibragimov A. N., Shidlovskii Y. V. Evolution of Regulated Transcription // Cells. 2020. T. 9. № 7.

65. Cabrera J. E., Jin D. J. The distribution of RNA polymerase in Escherichia coli is dynamic and sensitive to environmental cues // Mol. Microbiol. 2003. T. 50. № 5. C. 1493-1505.

66. Cai Y. h gp. YY1 functions with INO80 to activate transcription // Nat. Struct. Mol. Biol. 2007. T. 14. № 9. C. 872-874.

67. Canals-Hamann A. Z. h gp. A biophysical model for transcription factories // BMC Biophys. 2013. T. 6. № 1. C. 2.

68. Carcamo S. h gp. Altered BAF occupancy and transcription factor dynamics in PBAF-deficient melanoma // Cell Rep. 2022. T. 39. № 1. C. 110637.

69. Carey M., Li B., Workman J. L. The RSC Complex Exploits Histone Acetylation to Abrogate the Nucleosomal Barrier to RNA Polymerase II Elongation // Mol. Cell. 2006. T. 24. № 3. C. 481-487.

70. Carrera I., Zavadil J., Treisman J. E. Two subunits specific to the PBAP chromatin remodeling complex have distinct and redundant functions during drosophila development // Mol. Cell. Biol. 2008. T. 28. № 17. C. 5238-5250.

71. Carroll J. S. h gp. Chromosome-wide mapping of estrogen receptor binding reveals long-range regulation requiring the forkhead protein FoxA1 // Cell. 2005. T. 122. № 1. C. 33-43.

72. Carter D. R. F., Eskiw C., Cook P. R. Transcription factories // Biochem. Soc. Trans. 2008. T. 36. № 4. C. 585-589.

73. Cavallaro M. h gp. 3 '-5 ' crosstalk contributes to transcriptional bursting // Genome Biol. 2021. T. 22. № 1. C. 56.

74. Chalkley G. E. h gp. The Transcriptional Coactivator SAYP Is a Trithorax Group Signature Subunit of the PBAP Chromatin Remodeling Complex // Mol. Cell. Biol. 2008. T. 28. № 9. C. 2920-2929.

75. Chen H., Pugh B. F. What do Transcription Factors Interact With? // J. Mol. Biol. 2021. T. 433. № 14. C.166883.

76. Chen J. h gp. Single-molecule Dynamics of Enhanceosome Assembly in Embryonic Stem Cells // Cell. 2014. T. 156. № 6. C. 1274-1285.

77. Chen X. h gp. Study of RNA Polymerase II Clustering inside Live-Cell Nuclei Using Bayesian Nanoscopy // ACS Nano. 2016. T. 10. № 2. C. 2447-2454.

78. Cheong J. H. h gp. Human RPB5, a subunit shared by eukaryotic nuclear RNA polymerases, binds human hepatitis B virus X protein and may play a role in X transactivation // EMBO J. 1995. T. 14. № 1. C. 143-150.

79. Chetverina D. A., Lomaev D. V., Erokhin M. M. Polycomb and Trithorax Group Proteins: The Long Road from Mutations in Drosophila to Use in Medicine // Acta Naturae. 2020. T. 12. № 4. C. 66-85.

80. Chiba H. h gp. Two human homologues of Saccharomyces cerevisiae SWI2/SNF2 and Drosophila brahma are transcriptional coactivators cooperating with the estrogen receptor and the retinoic acid receptor. // Nucleic Acids Res. 1994. T. 22. № 10. C. 1815-1820.

81. Chintapalli V. R., Wang J., Dow J. A. T. Using FlyAtlas to identify better Drosophila melanogaster models of human disease // Nat. Genet. 2007. T. 39. № 6. C. 715-720.

82. Cho W.-K. h gp. Mediator and RNA polymerase II clusters associate in transcription-dependent condensates // Science. 2018. T. 361. № 6400. C. 412-415.

83. Chomczynski P., Mackey K. Substitution of chloroform by bromo-chloropropane in the single-step method of RNA isolation // Anal. Biochem. 1995. T. 225. № 1. C. 163-164.

84. Chong S. h gp. Imaging dynamic and selective low-complexity domain interactions that control gene transcription // Science. 2018. T. 361. № 6400. C. eaar2555.

85. Chubak M. C. h gp. Individual components of the SWI/SNF chromatin remodelling complex have distinct roles in memory neurons of the Drosophila mushroom body // Dis. Model. Mech. 2019. T. 12. № 3. C. dmm037325.

86. Chubb J. R. h gp. Transcriptional Pulsing of a Developmental Gene // Curr. Biol. CB. 2006. T. 16. № 10. C. 1018-1025.

87. Chugunov A. O. h gp. Conserved Structure and Evolution of DPF Domain of PHF10—The Specific Subunit of PBAF Chromatin Remodeling Complex // Int. J. Mol. Sci. 2021. T. 22. № 20. C. 11134.

88. Cirillo L. A. h gp. Binding of the winged-helix transcription factor HNF3 to a linker histone site on the nucleosome. // EMBO J. 1998. T. 17. № 1. C. 244-254.

89. Cirillo L. A. h gp. Opening of compacted chromatin by early developmental transcription factors HNF3 (FoxA) and GATA-4 // Mol. Cell. 2002. T. 9. № 2. C. 279-289.

90. Cirillo L. A., Zaret K. S. An early developmental transcription factor complex that is more stable on nucleosome core particles than on free DNA // Mol. Cell. 1999. T. 4. № 6. C. 961-969.

91. Cisek L. J., Corden J. L. Phosphorylation of RNA polymerase by the murine homologue of the cell-cycle control protein cdc2 // Nature. 1989. T. 339. № 6227. C. 679-684.

92. Cisse I. I. h gp. Real-Time Dynamics of RNA Polymerase II Clustering in Live Human Cells // Science. 2013. T. 341. № 6146. C. 664-667.

93. Clapier C. R. h gp. Mechanisms of action and regulation of ATP-dependent chromatin-remodelling complexes // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2017. T. 18. № 7. C. 407-422.

94. Clark K. L. h gp. Co-crystal structure of the HNF-3/fork head DNA-recognition motif resembles histone H5 // Nature. 1993. T. 364. № 6436. C. 412-420.

95. Comet I. h gp. A chromatin insulator driving three-dimensional Polycomb response element (PRE) contacts and Polycomb association with the chromatin fiber // Proc. Natl. Acad. Sci. 2011. T. 108. № 6. C.

2294-2299.

96. Comoglio F. h gp. Thrombopoietin signaling to chromatin elicits rapid and pervasive epigenome remodeling within poised chromatin architectures // Genome Res. 2018. C. gr.227272.117.

97. Cook P. R. A Model for all Genomes: The Role of Transcription Factories // J. Mol. Biol. 2010. T. 395. № 1. C. 1-10.

98. Corbin V., Maniatis T. The role of specific enhancer-promoter interactions in the Drosophila Adh promoter switch // Genes Dev. 1989. T. 3. № 12B. C. 2191-2120.

99. Core L., Adelman K. Promoter-proximal pausing of RNA polymerase II: a nexus of gene regulation // Genes Dev. 2019. T. 33. № 15-16. C. 960-982.

100. Corrigan A. M. h gp. A continuum model of transcriptional bursting // eLife. 2016. T. 5. C. e13051.

101. Cote J. h gp. Stimulation of GAL4 derivative binding to nucleosomal DNA by the yeast SWI/SNF complex // Science. 1994. T. 265. № 5168.

102. Cote J., Peterson C. L., Workman J. L. Perturbation of nucleosome core structure by the SWI/SNF complex persists after its detachment, enhancing subsequent transcription factor binding // Proc. Natl. Acad. Sci. 1998. T. 95. № 9. C. 4947-4952.

103. Cruz-Molina S. h gp. PRC2 Facilitates the Regulatory Topology Required for Poised Enhancer Function during Pluripotent Stem Cell Differentiation // Cell Stem Cell. 2017. T. 20. № 5. C. 689- 705.e9.

104. Cubenas-Potts C. h gp. Different enhancer classes in Drosophila bind distinct architectural proteins and mediate unique chromatin interactions and 3D architecture // Nucleic Acids Res. 2017. T. 45. № 4. C. 1714-1730.

105. Cui H. h gp. Phosphorylation of the chromatin remodeling factor DPF3a induces cardiac hypertrophy through releasing HEY repressors from DNA // Nucleic Acids Res. 2016. T. 44. № 6. C. 2538-2553.

106. Davidson I. F. h gp. DNA loop extrusion by human cohesin // Science. 2019. T. 366. № 6471. C. 1338-1345.

107. Dekker J. h gp. Capturing chromosome conformation // Science. 2002. T. 295. № 5558. C. 13061311.

108. Dekker J. The three «C» s of chromosome conformation capture: controls, controls, controls // Nat. Methods. 2006. T. 3. № 1. C. 17-21.

109. Demers C. h gp. Activator-mediated Recruitment of the MLL2 Methyltransferase Complex to the ß-globin Locus // Mol. Cell. 2007. T. 27. № 4. C. 573-584.

110. Deng W. h gp. Controlling long-range genomic interactions at a native locus by targeted tethering of a looping factor // Cell. 2012. T. 149. № 6. C. 1233-1244.

111. Dilworth F. J. h gp. In vitro transcription system delineates the distinct roles of the coactivators pCAF and p300 during MyoD/E47-dependent transactivation // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2004. T. 101. № 32. C. 11593-11598.

112. Dingwall A. K. h gp. The Drosophila snr1 and brm proteins are related to yeast SWI/SNF proteins and are components of a large protein complex. // Mol. Biol. Cell. 1995. T. 6. № 7. C. 777-791.

113. Donovan B. T. h gp. Live-cell imaging reveals the interplay between transcription factors, nucleosomes, and bursting // EMBO J. 2019. T. 38. № 12. C. e100809.

114. Dorsett D. Distant liaisons: long-range enhancer-promoter interactions in Drosophila // Curr. Opin. Genet. Dev. 1999. T. 9. № 5. C. 505-514.

115. Dowen J. M. h gp. Control of cell identity genes occurs in insulated neighborhoods in mammalian chromosomes // Cell. 2014. T. 159. № 2. C. 374-387.

116. Dufourt J. h gp. Temporal control of gene expression by the pioneer factor Zelda through transient interactions in hubs // Nat. Commun. 2018. T. 9. № 1. C. 5194.

117. Dutta A. h gp. Composition and Function of Mutant Swi/Snf Complexes // Cell Rep. 2017. T. 18. № 9. C. 2124-2134.

118. Eagen K. P. Principles of Chromosome Architecture Revealed by Hi-C // Trends Biochem. Sci. 2018. T. 43. № 6. C. 469-478.

119. Eagen K. P., Aiden E. L., Kornberg R. D. Polycomb-mediated chromatin loops revealed by a subkilobase-resolution chromatin interaction map // Proc. Natl. Acad. Sci. 2017. T. 114. № 33. C. 87648769.

120. Edgar B. A., Orr-Weaver T. L. Endoreplication cell cycles: more for less // Cell. 2001. T. 105. № 3. C. 297-306.

121. Edgar B., Nijhout H. Growth and cell cycle control in Drosophila. In Cell growth—Control of cell size (ed. MN Hall, et al.), pp. 23-83. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2004.

122. Eisen J. A., Sweder K. S., Hanawalt P. C. Evolution of the SNF2 family of proteins: subfamilies with distinct sequences and functions // Nucleic Acids Res. 1995. T. 23. № 14. C. 2715-2723.

123. Elfring L. K. h gp. Identification and characterization of Drosophila relatives of the yeast transcriptional activator SNF2/SWI2. // Mol. Cell. Biol. 1994. T. 14. № 4. C. 2225-2234.

124. Emerald B. S. h gp. Distal antenna and distal antenna related encode nuclear proteins containing pipsqueak motifs involved in antenna development in Drosophila // Dev. Camb. Engl. 2003. T. 130. № 6. C.1171-1180.

125. Eser U. h gp. Form and function of topologically associating genomic domains in budding yeast // Proc. Natl. Acad. Sci. 2017. T. 114. № 15. C. E3061-E3070.

126. Eskiw C. H. h gp. RNA polymerase II activity is located on the surface of protein-rich transcription factories // J. Cell Sci. 2008. T. 121. № Pt 12. C. 1999-2007.

127. Eskiw C. H., Fraser P. Ultrastructural study of transcription factories in mouse erythroblasts // J. Cell Sci. 2011. T. 124. № Pt 21. C. 3676-3683.

128. Euskirchen G. M. h gp. Diverse Roles and Interactions of the SWI/SNF Chromatin Remodeling Complex Revealed Using Global Approaches // PLOS Genet. 2011. T. 7. № 3. C. e1002008.

129. Fattori J. h gp. RXR Agonist Modulates TR: Corepressor Dissociation Upon 9-cis Retinoic Acid Treatment // Mol. Endocrinol. 2015. T. 29. № 2. C. 258-273.

130. Fields S., Song O. A novel genetic system to detect protein-protein interactions // Nature. 1989. T. 340. № 6230. C. 245-246.

131. Flaus A. h gp. Identification of multiple distinct Snf2 subfamilies with conserved structural motifs // Nucleic Acids Res. 2006. T. 34. № 10. C. 2887-2905.

132. Flyamer I. M. h gp. Single-nucleus Hi-C reveals unique chromatin reorganization at oocyte-to-zygote transition // Nature. 2017. T. 544. № 7648. C. 110-114.

133. Frankel N. h gp. Phenotypic robustness conferred by apparently redundant transcriptional enhancers // Nature. 2010. T. 466. № 7305. C. 490-493.

134. Freire-Pritchett P. h gp. Global reorganisation of cis-regulatory units upon lineage commitment of human embryonic stem cells // eLife. 2017. T. 6. C. e21926.

135. Fudenberg G. h gp. Emerging Evidence of Chromosome Folding by Loop Extrusion // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 2017. T. 82. C. 45-55.

136. Fukaya T., Lim B., Levine M. Enhancer Control of Transcriptional Bursting // Cell. 2016. T. 166. № 2. C. 358-368.

137. Furlong E. E. M., Levine M. Developmental enhancers and chromosome topology // Science. 2018. T. 361. № 6409. C. 1341-1345.

138. Gabriele M. h gp. YY1 Haploinsufficiency Causes an Intellectual Disability Syndrome Featuring Transcriptional and Chromatin Dysfunction // Am. J. Hum. Genet. 2017. T. 100. № 6. C. 907-925.

139. Gaillard C., Strauss F. Ethanol precipitation of DNA with linear polyacrylamide as carrier. // Nucleic Acids Res. 1990. T. 18. № 2. C. 378.

140. Gambetta M. C., Furlong E. E. M. The Insulator Protein CTCF Is Required for Correct Hox Gene Expression, but Not for Embryonic Development in Drosophila // Genetics. 2018. T. 210. № 1. C. 129136.

141. Ganji M. h gp. Real-time imaging of DNA loop extrusion by condensin // Science. 2018. T. 360. № 6384. C.102-105.

142. Garcia J. F. h gp. Combinatorial, site-specific requirement for heterochromatic silencing factors in the elimination of nucleosome-free regions // Genes Dev. 2010. T. 24. № 16. C. 1758-1771.

143. Gaudreau L. h gp. RNA polymerase II holoenzyme recruitment is sufficient to remodel chromatin at the yeast PHO5 promoter // Cell. 1997. T. 89. № 1. C. 55-62.

144. Gavrilov A. A. Doctor of Sc. Thesis. Spatial organization of the eukaryote genome in the context of transcription regulation // 2016.

145. Gavrilov A. A., Golov A. K., Razin S. V. Actual Ligation Frequencies in the Chromosome Conformation Capture Procedure // PLOS ONE. 2013. T. 8. № 3. C. e60403.

146. Gavrilov A. A., Razin S. V. Spatial configuration of the chicken a-globin gene domain: immature and active chromatin hubs // Nucleic Acids Res. 2008. T. 36. № 14. C. 4629-4640.

147. Ge H. h gp. Activator-dependent transcription by mammalian RNA polymerase II: in vitro reconstitution with general transcription factors and cofactors // Methods Enzymol. 1996. T. 274. C. 5771.

148. Georgiev P. G., Gerasimova T. I. Novel genes influencing the expression of the yellow locus and mdg4 (gypsy) in Drosophila melanogaster // Mol. Gen. Genet. MGG. 1989. T. 220. № 1. C. 121-126.

149. Ghamari A. h gp. In vivo live imaging of RNA polymerase II transcription factories in primary cells // Genes Dev. 2013. T. 27. № 7. C. 767-777.

150. Ghavi-Helm Y. h gp. Enhancer loops appear stable during development and are associated with paused polymerase // Nature. 2014. T. 512. № 7512. C. 96-100.

151. Gilchrist D. A. h gp. Pausing of RNA polymerase II Disrupts DNA-specified Nucleosome Organization to Enable Precise Gene Regulation // Cell. 2010. T. 143. № 4. C. 540-551.

152. Gilchrist D. A. h gp. Regulating the regulators: the pervasive effects of Pol II pausing on stimulus-responsive gene networks // Genes Dev. 2012. T. 26. № 9. C. 933-944.

153. Gill G., Ptashne M. Mutants of GAL4 protein altered in an activation function // Cell. 1987. T. 51. № 1. C. 121-126.

154. Giniger E., Ptashne M. Cooperative DNA binding of the yeast transcriptional activator GAL4 // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1988. T. 85. № 2. C. 382-386.

155. Golov A. K. h gp. C-TALE, a new cost-effective method for targeted enrichment of Hi-C/3C-seq libraries // Methods. 2020. T. 170. C. 48-60.

156. Gorbalenya A. E., Koonin E. V. Helicases: amino acid sequence comparisons and structure-function relationships // Curr. Opin. Struct. Biol. 1993. T. 3. № 3. C. 419-429.

157. Green M. R. (Michael R., Sambrook J. Molecular cloning : a laboratory manual. Cold Spring Harbor, N.Y.: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2012. Bbm. Fourth edition.

158. Groth A. C. h gp. Construction of transgenic Drosophila by using the site-specific integrase from phage phiC31 // Genetics. 2004. T. 166. № 4. C. 1775-1782.

159. Grunewald-Janho S. h gp. NonradioactiveIn situ Hybridization Application Manual Second edition. : Boehringer Mannheim, 1996. Bbm. Second edition.

160. Gu B. h gp. Transcription-coupled changes in nuclear mobility of mammalian cis-regulatory elements // Science. 2018. T. 359. № 6379. C. 1050-1055.

161. Guarente L., Mason T. Heme regulates transcription of the CYC1 gene of S. cerevisiae via an upstream activation site // Cell. 1983. T. 32. № 4. C. 1279-1286.

162. Guo A. h gp. cBAF complex components and MYC cooperate early in CD8+ T cell fate // Nature. 2022.

163. Guo J., Price D. H. RNA polymerase II transcription elongation control // Chem. Rev. 2013. T. 113. № 11. C. 8583-8603.

164. Guo Y. h gp. CRISPR Inversion of CTCF Sites Alters Genome Topology and Enhancer/Promoter Function // Cell. 2015. T. 162. № 4. C. 900-910.

165. Hanssen L. L. P. h gp. Tissue-specific CTCF/Cohesin-mediated chromatin architecture delimits enhancer interactions and function in vivo // Nat. Cell Biol. 2017. T. 19. № 8. C. 952-961.

166. Hargreaves D. C., Crabtree G. R. ATP-dependent chromatin remodeling: genetics, genomics and mechanisms // Cell Res. 2011. T. 21. № 3. C. 396-420.

167. Hatzis P., Talianidis I. Dynamics of Enhancer-Promoter Communication during Differentiation-Induced Gene Activation // Mol. Cell. 2002. T. 10. № 6. C. 1467-1477.

168. He D.-D. h gp. BRD4 inhibition induces synthetic lethality in ARID2-deficient hepatocellular carcinoma by increasing DNA damage // Oncogene. 2022. T. 41. № 10. C. 1397-1409.

169. He J. h gp. Evidence for Chromatin-Remodeling Complex PBAP-Controlled Maintenance of the Drosophila Ovarian Germline Stem Cells // PLOS ONE. 2014. T. 9. № 7. C. e103473.

170. Heenan P. R. h gp. Bending and looping of long DNA by Polycomb repressive complex 2 revealed by AFM imaging in liquid // Nucleic Acids Res. 2020. T. 48. № 6. C. 2969-2981.

171. Herrmann C. H., Gold M. O., Rice A. P. Viral transactivators specifically target distinct cellular protein kinases that phosphorylate the RNA polymerase II C-terminal domain. // Nucleic Acids Res. 1996. T. 24. № 3. C. 501-508.

172. Hirai H., Tani T., Kikyo N. Structure and functions of powerful transactivators: VP16, MyoD and FoxA // Int. J. Dev. Biol. 2010. T. 54. № 11-12. C. 1589-1596.

173. Hnisz D. h gp. A Phase Separation Model for Transcriptional Control // Cell. 2017. T. 169. № 1. C. 13-23.

174. Ho L., Crabtree G. R. Chromatin remodelling during development // Nature. 2010. T. 463. № 7280. C. 474-484.

175. Ho P. J., Lloyd S. M., Bao X. Unwinding chromatin at the right places: how BAF is targeted to specific genomic locations during development // Dev. Camb. Engl. 2019. T. 146. № 19. C. dev178780.

176. Hodges C., Kirkland J. G., Crabtree G. R. The Many Roles of BAF (mSWI/SNF) and PBAF Complexes in Cancer // Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2016. T. 6. № 8. C. a026930.

177. Hota S. K. h gp. Brahma safeguards canalization of cardiac mesoderm differentiation // Nature. 2022. T. 602. № 7895. C. 129-134.

178. Hou C. h gp. Gene Density, Transcription, and Insulators Contribute to the Partition of the Drosophila Genome into Physical Domains // Mol. Cell. 2012. T. 48. № 3. C. 471-484.

179. Hsieh T.-H. S. h gp. Mapping Nucleosome Resolution Chromosome Folding in Yeast by Micro-C // Cell. 2015. T. 162. № 1. C. 108-119.

180. Huang C. h gp. ZC3H13-mediated N6-methyladenosine modification of PHF10 is impaired by fisetin which inhibits the DNA damage response in pancreatic cancer // Cancer Lett. 2022. T. 530. C. 16-28.

181. Hyman A. A., Simons K. Beyond Oil and Water—Phase Transitions in Cells // Science. 2012. T. 337. № 6098. C. 1047-1049.

182. Ibragimov A. N., Bylino O. V., Shidlovskii Y. V. Molecular Basis of the Function of Transcriptional Enhancers // Cells. 2020. T. 9. № 7. C. 1620.

183. Ichinose H. h gp. Ligand-dependent interaction between the estrogen receptor and the human homologues of SWI2/SNF2 // Gene. 1997. T. 188. № 1. C. 95-100.

184. Ikeda M., Rhee M., Chin W. W. Thyroid hormone receptor monomer, homodimer, and heterodimer (with retinoid-X receptor) contact different nucleotide sequences in thyroid hormone response elements // Endocrinology. 1994. T. 135. № 4. C. 1628-1638.

185. Ingolia T. D., Craig E. A., McCarthy B. J. Sequence of three copies of the gene for the major Drosophila heat shock induced protein and their flanking regions // Cell. 1980. T. 21. № 3. C. 669-679.

186. Jack J., DeLotto Y. Structure and regulation of a complex locus: the cut gene of Drosophila // Genetics. 1995. T. 139. № 4. C. 1689-1700.

187. Jackson D. A. h gp. Numbers and organization of RNA polymerases, nascent transcripts, and transcription units in HeLa nuclei // Mol. Biol. Cell. 1998. T. 9. № 6. C. 1523-1536.

188. Jain K. h gp. Characterization of the plant homeodomain (PHD) reader family for their histone tail interactions // Epigenetics Chromatin. 2020. T. 13. C. 3.

189. Janke A. M. h gp. Lysines in the RNA Polymerase II C-Terminal Domain Contribute to TAF15 Fibril Recruitment // Biochemistry. 2017. C. 2549-2563.

190. Jegu T. h gp. The BAF60 Subunit of the SWI/SNF Chromatin-Remodeling Complex Directly Controls the Formation of a Gene Loop at FLOWERING LOCUS C in Arabidopsis // Plant Cell. 2014. T. 26. № 2. C.538-551.

191. Johnson A. A combinatorial regulatory circuit in budding yeast. // Transcriptional Regulation. Cold Spring Harbor, NY, USA: Cold Spring Harbor Laboratory Press:, 1992. Ban. McKnight S.L., Yamamoto K.R., Eds. C. 975-1006.

192. Jordan-Pla A. h gp. SWI/SNF regulates half of its targets without the need of ATP-driven nucleosome remodeling by Brahma // BMC Genomics. 2018. T. 19. C. 367.

193. Joshi R. h gp. Functional specificity of a Hox protein mediated by the recognition of minor groove structure // Cell. 2007. T. 131. № 3. C. 530-543.

194. Jurata L. W., Gill G. N. Functional analysis of the nuclear LIM domain interactor NLI. // Mol. Cell. Biol. 1997. T. 17. № 10. C. 5688-5698.

195. Jurata L. W., Pfaff S. L., Gill G. N. The nuclear LIM domain interactor NLI mediates homo- and heterodimerization of LIM domain transcription factors // J. Biol. Chem. 1998. T. 273. № 6. C. 3152-3157.

196. Kachaev Z. M. h gp. Interplay of mRNA capping and transcription machineries // Biosci. Rep. 2020. T. 40. № 1. C. BSR20192825.

197. Kadoch C., Crabtree G. R. Mammalian SWI/SNF chromatin remodeling complexes and cancer: Mechanistic insights gained from human genomics // Sci. Adv. 2015. T. 1. № 5. C. e1500447.

198. Kal A. J. h gp. The Drosophila brahma complex is an essential coactivator for the trithorax group protein zeste // Genes Dev. 2000. T. 14. № 9. C. 1058-1071.

199. Kalpana G. V. h gp. Binding and stimulation of HIV-1 integrase by a human homolog of yeast transcription factor SNF5 // Science. 1994. T. 266. № 5193. C. 2002-2006.

200. Kang E. h gp. Association between ARID2 and RAS-MAPK pathway in intellectual disability and short stature // J. Med. Genet. 2021. T. 58. № 11. C. 767-777.

201. Kantidze O. L., Razin S. V. Weak interactions in higher-order chromatin organization // Nucleic Acids Res. 2020. T. 48. № 9. C. 4614-4626.

202. Kato G. J. h gp. Max: functional domains and interaction with c-Myc // Genes Dev. 1992. T. 6. № 1. C.81-92.

203. Katsani K. R., Hajibagheri M. A., Verrijzer C. P. Co-operative DNA binding by GAGA transcription factor requires the conserved BTB/POZ domain and reorganizes promoter topology. // EMBO J. 1999. T. 18. № 3. C. 698-708.

204. Khavari P. A. h gp. BRG1 contains a conserved domain of the SWI2/SNF2 family necessary for normal mitotic growth and transcription // Nature. 1993. T. 366. № 6451. C. 170-174.

205. Kim S.-I. h gp. BRG1 requirement for long-range interaction of a locus control region with a downstream promoter // Proc. Natl. Acad. Sci. 2009. T. 106. № 7. C. 2259-2264.

206. Kim S.-I., Bresnick E. H., Bultman S. J. BRG1 directly regulates nucleosome structure and chromatin looping of the a globin locus to activate transcription // Nucleic Acids Res. 2009. T. 37. № 18. C. 60196027.

207. Kim Y. h gp. Human cohesin compacts DNA by loop extrusion // Science. 2019. T. 366. № 6471. C. 1345-1349.

208. Kim Y. H. h gp. Rev-erba dynamically modulates chromatin looping to control circadian gene transcription // Science. 2018. T. 359. № 6381. C. 1274-1277.

209. Kim Y. K. h gp. Phosphorylation of the RNA polymerase II carboxyl-terminal domain by CDK9 is directly responsible for human immunodeficiency virus type 1 Tat-activated transcriptional elongation // Mol. Cell. Biol. 2002. T. 22. № 13. C. 4622-4637.

210. Kong S. h gp. Transcription of the HS2 enhancer toward a cis-linked gene is independent of the orientation, position, and distance of the enhancer relative to the gene // Mol. Cell. Biol. 1997. T. 17. № 7. C. 3955-3965.

211. Kostyuchenko M. h gp. Zeste can facilitate long-range enhancer-promoter communication and insulator bypass in Drosophila melanogaster // Chromosoma. 2009. T. 118. № 5. C. 665-674.

212. Kovalenko E. V. h gp. The Drosophila nuclear receptors EcR and ERR jointly regulate the expression of genes involved in carbohydrate metabolism // Insect Biochem. Mol. Biol. 2019. T. 112. C. 103184.

213. Krasnov A. N. h gp. On the way of revealing coactivator complexes cross-talk during transcriptional activation // Cell Biosci. 2016. T. 6. № 1. C. 15.

214. Kravchenko J. E. h gp. Transcription of mammalian messenger RNAs by a nuclear RNA polymerase of mitochondrial origin // Nature. 2005. T. 436. № 7051. C. 735-739.

215. Kribelbauer J. F. h gp. Low-Affinity Binding Sites and the Transcription Factor Specificity Paradox in Eukaryotes // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2019. T. 35. C. 357-379.

216. Krietenstein N. h gp. Ultrastructural Details of Mammalian Chromosome Architecture // Mol. Cell. 2020. T. 78. № 3. C. 554- 565.e7.

217. Krivega I., Dean A. LDB1-mediated enhancer looping can be established independent of mediator and cohesin // Nucleic Acids Res. 2017. T. 45. № 14. C. 8255-8268.

218. Kundaje A. h gp. Integrative analysis of 111 reference human epigenomes // Nature. 2015. T. 518. № 7539. C. 317-330.

219. Kung J. T. h gp. Locus-specific targeting to the X chromosome revealed by the RNA interactome of CTCF // Mol. Cell. 2015. T. 57. № 2. C. 361-375.

220. Kuter D. J., Gminski D. M., Rosenberg R. D. Transforming growth factor beta inhibits megakaryocyte growth and endomitosis // Blood. 1992. T. 79. № 3. C. 619-626.

221. Kwak H. h gp. Precise maps of RNA polymerase reveal how promoters direct initiation and pausing // Science. 2013. T. 339. № 6122. C. 950-953.

222. Kwak H., Lis J. T. Control of transcriptional elongation // Annu. Rev. Genet. 2013. T. 47. C. 483-508.

223. Kwok R. S. h gp. The Catalytic and Non-catalytic Functions of the Brahma Chromatin-Remodeling Protein Collaborate to Fine-Tune Circadian Transcription in Drosophila // PLOS Genet. 2015. T. 11. № 7. C. e1005307.

224. Kwon D. h gp. Enhancer-promoter communication at the Drosophila engrailed locus // Dev. Camb. Engl. 2009. T. 136. № 18. C. 3067-3075.

225. Kwon H. h gp. Nucleosome disruption and enhancement of activator binding by a human SW1/SNF complex // Nature. 1994. T. 370. № 6489. C. 477-481.

226. Kwon J. h gp. Histone acetylation and hSWI/SNF remodeling act in concert to stimulate V(D)J cleavage of nucleosomal DNA // Mol. Cell. 2000. T. 6. № 5. C. 1037-1048.

227. Kyrchanova O. h gp. THE BOUNDARY PARADOX IN THE BITHORAX COMPLEX // Mech. Dev. 2015. T. 138. № Pt 2. C. 122-132.

228. Kyrchanova O., Georgiev P. Mechanisms of Enhancer-Promoter Interactions in Higher Eukaryotes // Int. J. Mol. Sci. 2021. T. 22. № 2. C. E671.

229. Laemmli U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. T. 227. № 5259. C. 680-685.

230. Laganiere J. h gp. From the Cover: Location analysis of estrogen receptor alpha target promoters reveals that FOXA1 defines a domain of the estrogen response // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. T. 102. № 33. C. 11651-11656.

231. Lai F. h gp. Activating RNAs associate with Mediator to enhance chromatin architecture and transcription // Nature. 2013. T. 494. № 7438. C. 497-501.

232. Lange M. h gp. Regulation of muscle development by DPF3, a novel histone acetylation and methylation reader of the BAF chromatin remodeling complex // Genes Dev. 2008. T. 22. № 17. C. 23702384.

233. Larkin A. h gp. FlyBase: updates to the Drosophila melanogaster knowledge base // Nucleic Acids Res. 2021. T. 49. № D1. C. D899-D907.

234. Larkin J. D. h gp. Space exploration by the promoter of a long human gene during one transcription cycle // Nucleic Acids Res. 2013. T. 41. № 4. C. 2216-2227.

235. Lassar A. B. h gp. Functional activity of myogenic HLH proteins requires hetero-oligomerization with E12/E47-like proteins in vivo // Cell. 1991. T. 66. № 2. C. 305-315.

236. Laurent B. C., Carlson M. Yeast SNF2/SWI2, SNF5, and SNF6 proteins function coordinately with the gene-specific transcriptional activators GAL4 and Bicoid // Genes Dev. 1992. T. 6. № 9. C. 1707-1715.

237. Laurent B. C., Treitel M. A., Carlson M. The SNF5 protein of Saccharomyces cerevisiae is a glutamine- and proline-rich transcriptional activator that affects expression of a broad spectrum of genes // Mol. Cell. Biol. 1990. T. 10. № 11. C. 5616-5625.

238. Laurent B. C., Treitel M. A., Carlson M. Functional interdependence of the yeast SNF2, SNF5, and SNF6 proteins in transcriptional activation. // Proc. Natl. Acad. Sci. 1991. T. 88. № 7. C. 2687-2691.

239. Laurent B. C., Yang X., Carlson M. An essential Saccharomyces cerevisiae gene homologous to SNF2 encodes a helicase-related protein in a new family // Mol. Cell. Biol. 1992. T. 12. № 4. C. 1893-1902.

240. Lecuyer E., Parthasarathy N., Krause H. M. Fluorescent In Situ Hybridization Protocols in Drosophila Embryos and Tissues // Drosophila: Methods and Protocols Methods in Molecular Biology. / nog peg. C. Dahmann. Totowa, NJ: Humana Press, 2008. C. 289-302.

241. Lee H. h gp. DNA copy number evolution in Drosophila cell lines // Genome Biol. 2015a. T. 15. № 8.

242. Lee H. O., Davidson J. M., Duronio R. J. Endoreplication: polyploidy with purpose // Genes Dev. 2009. T. 23. № 21. C. 2461-2477.

243. Lee K. h gp. Dynamic enhancer-gene body contacts during transcription elongation // Genes Dev. 2015b. T. 29. № 19. C. 1992-1997.

244. Lee K.-H. h gp. SMAD-mediated modulation ofYY1 activity regulates the BMP response and cardiac-specific expression of a GATA4/5/6-dependent chick Nkx2.5 enhancer // Dev. Camb. Engl. 2004a. T. 131. № 19. C. 4709-4723.

245. Lee Y. h gp. MicroRNA genes are transcribed by RNA polymerase II // EMBO J. 2004b. T. 23. № 20. C.4051-4060.

246. Leibovitch B. A. h gp. GAGA Factor and the TFIID Complex Collaborate in Generating an Open Chromatin Structure at the Drosophila melanogaster hsp26 Promoter // Mol. Cell. Biol. 2002. T. 22. № 17. C.6148-6157.

247. Leidescher S. h gp. Spatial organisation of transcribed eukaryotic genes. : Cell Biology, 2020.

248. Lessard J. h gp. An essential switch in subunit composition of a chromatin remodeling complex during neural development // Neuron. 2007. T. 55. № 2. C. 201-215.

249. Li L. h gp. Ldb1-nucleated transcription complexes function as primary mediators of global erythroid gene activation // Blood. 2013. T. 121. № 22. C. 4575-4585.

250. Li L. h gp. Widespread rearrangement of 3D chromatin organization underlies polycomb-mediated stress-induced silencing // Mol. Cell. 2015. T. 58. № 2. C. 216-231.

251. Li Y. h gp. The structural basis for cohesin-CTCF-anchored loops // Nature. 2020. T. 578. № 7795. C. 472-476.

252. Lia G. h gp. Direct Observation of DNA Distortion by the RSC Complex // Mol. Cell. 2006. T. 21. № 3. C. 417-425.

253. Lieberman-Aiden E. h gp. Comprehensive mapping of long-range interactions reveals folding principles of the human genome // Science. 2009. T. 326. № 5950. C. 289-293.

254. Lim B. h gp. Visualization of Transvection in Living Drosophila Embryos // Mol. Cell. 2018. T. 70. № 2. C. 287- 296.e6.

255. Lin Y. h gp. Hepatitis B virus X protein is a transcriptional modulator that communicates with transcription factor IIB and the RNA polymerase II subunit 5 // J. Biol. Chem. 1997. T. 272. № 11. C. 7132-7139.

256. Lindsley D. M., Zimm G. G. The Genome of Drosophila melanogaster. San Diego: Academic Press, 1992.

257. Littlewood T. D. h gp. Max and c-Myc/Max DNA-binding activities in cell extracts // Oncogene. 1992. T. 7. № 9. C. 1783-1792.

258. Livak K. J., Schmittgen T. D. Analysis of Relative Gene Expression Data Using Real-Time Quantitative PCR and the 2-AACT Method // Methods. 2001. T. 25. № 4. C. 402-408.

259. Louwers M. h gp. Studying physical chromatin interactions in plants using Chromosome Conformation Capture (3C) // Nat. Protoc. 2009. T. 4. № 8. C. 1216-1229.

260. Lozano E. h gp. Regulation of growth by ploidy in Caenorhabditis elegans // Curr. Biol. CB. 2006. T. 16. № 5. C. 493-498.

261. Luger K. и др. Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 A resolution // Nature. 1997. Т. 389. № 6648. С. 251-260.

262. Lupien M. и др. FoxAl translates epigenetic signatures into enhancer-driven lineage-specific transcription // Cell. 2008. Т. 132. № 6. С. 958-970.

263. Mahmoudi T., Katsani K. R., Verrijzer C. P. GAGA can mediate enhancer function in trans by linking two separate DNA molecules // EMBO J. 2002. Т. 21. № 7. С. 1775-1781.

264. Marquez R. M. и др. Transgenic analysis of the Smad family of TGF-beta signal transducers in Drosophila melanogaster suggests new roles and new interactions between family members // Genetics. 2001. Т. 157. № 4. С. 1639-1648.

265. Mashtalir N. и др. Modular Organization and Assembly of SWI/SNF Family Chromatin Remodeling Complexes // Cell. 2018. Т. 175. № 5. С. 1272- 1288.e20.

266. Masucci J. D., Miltenberger R. J., Hoffmann F. M. Pattern-specific expression of the Drosophila decapentaplegic gene in imaginai disks is regulated by 3' cis-regulatory elements // Genes Dev. 1990. Т. 4. № 11. С. 2011-2023.

267. Mathur R. и др. ARID1A loss impairs enhancer-mediated gene regulation and drives colon cancer in mice // Nat. Genet. 2017. Т. 49. № 2. С. 296-302.

268. Matinyan N. и др. Multiplexed drug-based selection and counterselection genetic manipulations in Drosophila // Cell Rep. 2021. Т. 36. № 11. С. 109700.

269. Matthews N. E., White R. Chromatin Architecture in the Fly: Living without CTCF/Cohesin Loop Extrusion? // BioEssays. 2019. Т. 41. № 9. С. 1900048.

270. Mazina M. Y. и др. The composition of SWI/SNF chromatin remodeling complex is stable during gene transcription // Tsitologiia. 2016. Т. 58. № 4. С. 285-289.

271. Mazina M. Y., Vorobyeva N. E. Chromatin Modifiers in Transcriptional Regulation: New Findings and Prospects // Acta Naturae. 2021. Т. 13. № 1. С. 16-30.

272. Mazina M. Yu. и др. One signal stimulates different transcriptional activation mechanisms // Biochim. Biophys. Acta BBA - Gene Regul. Mech. 2018. Т. 1861. № 2. С. 178-189.

273. Meister M., Braun A. Personal Communication to FlyBase. lacZ expression patterns for P{} insertions at Bloomington. [Электронный ресурс]. URL: https://flybase.org/reports/FBrf0083714.html.

274. Melo C. A. и др. eRNAs are required for p53-dependent enhancer activity and gene transcription // Mol. Cell. 2013. Т. 49. № 3. С. 524-535.

275. Miele A. и др. Mapping Chromatin Interactions by Chromosome Conformation Capture // Curr. Protoc. Mol. Biol. 2006. Т. 74. № 1. С. 21.11.1-21.11.20.

276. Mir M. и др. Dense Bicoid hubs accentuate binding along the morphogen gradient // Genes Dev. 2017. Т. 31. № 17. С. 1784-1794.

277. Mitchell J. A., Fraser P. Transcription factories are nuclear subcompartments that remain in the absence of transcription // Genes Dev. 2008. Т. 22. № 1. С. 20-25.

278. modENCODE Consortium и др. Identification of functional elements and regulatory circuits by Drosophila modENCODE // Science. 2010. Т. 330. № 6012. С. 1787-1797.

279. Mohrmann L. и др. Differential Targeting of Two Distinct SWI/SNF-Related Drosophila Chromatin-Remodeling Complexes // Mol. Cell. Biol. 2004. Т. 24. № 8. С. 3077-3088.

280. Monfils K., Barakat T. S. Models behind the mystery of establishing enhancer-promoter interactions // Eur. J. Cell Biol. 2021. Т. 100. № 5. С. 151170.

281. Morcillo P. и др. Chip, a widely expressed chromosomal protein required for segmentation and activity of a remote wing margin enhancer in Drosophila // Genes Dev. 1997. Т. 11. № 20. С. 2729-2740.

282. Morrison E. A., Musselman C. A. Chapter 7 - The Role of PHD Fingers in Chromatin Signaling: Mechanisms and Functional Consequences of the Recognition of Histone and Non-histone Targets //

Chromatin Signaling and Diseases / nog peg. O. Binda, M. E. Fernandez-Zapico. Boston: Academic Press,

2016. C. 127-147.

283. Moshkin Y. M. h gp. Functional differentiation of SWI/SNF remodelers in transcription and cell cycle control // Mol. Cell. Biol. 2007. T. 27. № 2. C. 651-661.

284. Moshkin Y. M. h gp. Remodelers organize cellular chromatin by counteracting intrinsic histone-DNA sequence preferences in a class-specific manner // Mol. Cell. Biol. 2012. T. 32. № 3. C. 675-688.

285. Muchardt C., Yaniv M. A human homologue of Saccharomyces cerevisiae SNF2/SWI2 and Drosophila brm genes potentiates transcriptional activation by the glucocorticoid receptor // EMBO J. 1993. T. 12. № 11. C. 4279-4290.

286. Muller B., Basler K. The repressor and activator forms of Cubitus interruptus control Hedgehog target genes through common generic gli-binding sites // Dev. Camb. Engl. 2000. T. 127. № 14. C. 2999-3007.

287. Nagano T. h gp. Single-cell Hi-C reveals cell-to-cell variability in chromosome structure // Nature. 2013. T. 502. № 7469. C. 59-64.

288. Nagano T. h gp. Comparison of Hi-C results using in-solution versus in-nucleus ligation // Genome Biol. 2015a. T. 16. № 1. C. 175.

289. Nagano T. h gp. Single-cell Hi-C for genome-wide detection of chromatin interactions that occur simultaneously in a single cell // Nat. Protoc. 2015b. T. 10. № 12. C. 1986-2003.

290. Nagano T. h gp. Cell-cycle dynamics of chromosomal organization at single-cell resolution // Nature.

2017. T. 547. № 7661. C. 61-67.

291. Nagl N. G. h gp. Distinct mammalian SWI/SNF chromatin remodeling complexes with opposing roles in cell-cycle control // EMBO J. 2007. T. 26. № 3. C. 752-763.

292. Nakayama R. T. h gp. SMARCB1 is required for widespread BAF complex-mediated activation of enhancers and bivalent promoters // Nat. Genet. 2017. T. 49. № 11. C. 1613-1623.

293. Natarajan K. h gp. Transcriptional activation by Gcn4p involves independent interactions with the SWI/SNF complex and the SRB/mediator // Mol. Cell. 1999. T. 4. № 4. C. 657-664.

294. Neal S. J. h gp. Drosophila ML-DmD17-c3 cells respond robustly to Dpp and exhibit complex transcriptional feedback on BMP signaling components // BMC Dev. Biol. 2019. T. 19.

295. Neely K. E. h gp. Activation domain-mediated targeting of the SWI/SNF complex to promoters stimulates transcription from nucleosome arrays // Mol. Cell. 1999. T. 4. № 4. C. 649-655.

296. Neely K. E. h gp. Transcription activator interactions with multiple SWI/SNF subunits // Mol. Cell. Biol. 2002. T. 22. № 6. C. 1615-1625.

297. Ni Z. h gp. The chromatin-remodeling enzyme BRG1 coordinates CIITA induction through many interdependent distal enhancers // Nat. Immunol. 2008. T. 9. № 7. C. 785-793.

298. Nicolas D., Phillips N. E., Naef F. What shapes eukaryotic transcriptional bursting? // Mol. Biosyst. 2017. T. 13. № 7. C. 1280-1290.

299. Nora E. P. h gp. Molecular basis of CTCF binding polarity in genome folding // Nat. Commun. 2020. T. 11. № 1. C. 5612.

300. Novo C. L. h gp. Long-Range Enhancer Interactions Are Prevalent in Mouse Embryonic Stem Cells and Are Reorganized upon Pluripotent State Transition // Cell Rep. 2018. T. 22. № 10. C. 2615-2627.

301. Nystrom J. h gp. Increased or decreased levels of Caenorhabditis elegans lon-3, a gene encoding a collagen, cause reciprocal changes in body length. // Genetics. 2002. T. 161. № 1. C. 83-97.

302. Ogiyama Y. h gp. Polycomb-Dependent Chromatin Looping Contributes to Gene Silencing during Drosophila Development // Mol. Cell. 2018. T. 71. № 1. C. 73- 88.e5.

303. O'Kane C. J., Gehring W. J. Detection in situ of genomic regulatory elements in Drosophila. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1987. T. 84. № 24. C. 9123-9127.

304. Onodera Y. h gp. Plant nuclear RNA polymerase IV mediates siRNA and DNA methylation-dependent heterochromatin formation // Cell. 2005. T. 120. № 5. C. 613-622.

305. Orphanides G., Lagrange T., Reinberg D. The general transcription factors of RNA polymerase II // Genes Dev. 1996. T. 10. № 21. C. 2657-2683.

306. Osborne C. S. h gp. Active genes dynamically colocalize to shared sites of ongoing transcription // Nat. Genet. 2004. T. 36. № 10. C. 1065-1071.

307. Osborne C. S. h gp. Myc Dynamically and Preferentially Relocates to a Transcription Factory Occupied by Igh // PLOS Biol. 2007. T. 5. № 8. C. e192.

308. Owen-Hughes T. h gp. Persistent site-specific remodeling of a nucleosome array by transient action of the SWI/SNF complex // Science. 1996. T. 273. № 5274. C. 513-516.

309. Owen-Hughes T., Workman J. L. Remodeling the chromatin structure of a nucleosome array by transcription factor-targeted trans-displacement of histones. // EMBO J. 1996. T. 15. № 17. C. 4702-4712.

310. Pagliaroli L. h gp. Inability to switch from ARID1A-BAF to ARID1B-BAF impairs exit from pluripotency and commitment towards neural crest formation in ARID1B-related neurodevelopmental disorders // Nat. Commun. 2021. T. 12. № 1. C. 6469.

311. Panigrahi A., O'Malley B. W. Mechanisms of enhancer action: the known and the unknown // Genome Biol. 2021. T. 22. № 1. C. 108.

312. Panne D., Maniatis T., Harrison S. C. An atomic model of enhanceosome structure in the vicinity of DNA // Cell. 2007. T. 129. № 6. C. 1111-1123.

313. Panov V. V. h gp. Transcription co-activator SAYP mediates the action of STAT activator // Nucleic Acids Res. 2012. T. 40. № 6. C. 2445-2453.

314. Papantonis A. h gp. Active RNA Polymerases: Mobile or Immobile Molecular Machines? // PLOS Biol. 2010. T. 8. № 7. C. e1000419.

315. Papantonis A., Cook P. R. Transcription Factories: Genome Organization and Gene Regulation // Chem. Rev. 2013. T. 113. № 11. C. 8683-8705.

316. Paparidis N. F. dos S., Durvale M. C., Canduri F. The emerging picture of CDK9/P-TEFb: more than 20 years of advances since PITALRE // Mol. Biosyst. 2017. T. 13. № 2. C. 246-276.

317. Papoulas O. h gp. The Drosophila trithorax group proteins BRM, ASH1 and ASH2 are subunits of distinct protein complexes // Dev. Camb. Engl. 1998. T. 125. № 20. C. 3955-3966.

318. Pazin M. J., Kamakaka R. T., Kadonaga J. T. ATP-Dependent Nucleosome Reconfiguration and Transcriptional Activation from Preassembled Chromatin Templates // Science. 1994.

319. Perry R. L., Parker M. H., Rudnicki M. A. Activated MEK1 binds the nuclear MyoD transcriptional complex to repress transactivation // Mol. Cell. 2001. T. 8. № 2. C. 291-301.

320. Peterson A. J., O'Connor M. B. Strategies for Exploring TGF-P Signaling in Drosophila // Methods San Diego Calif. 2014. T. 68. № 1. C. 183-193.

321. Peterson C. L., Herskowitz I. Characterization of the yeast SWI1, SWI2, and SWI3 genes, which encode a global activator of transcription // Cell. 1992. T. 68. № 3. C. 573-583.

322. Petrascheck M. h gp. DNA looping induced by a transcriptional enhancer in vivo // Nucleic Acids Res. 2005. T. 33. № 12. C. 3743-3750.

323. Pfeiffer B. D. h gp. Refinement of tools for targeted gene expression in Drosophila // Genetics. 2010. T. 186. № 2. C. 735-755.

324. Plevin M. J., Mills M. M., Ikura M. The LxxLL motif: a multifunctional binding sequence in transcriptional regulation // Trends Biochem. Sci. 2005. T. 30. № 2. C. 66-69.

325. Polach K. J., Widom J. Mechanism of protein access to specific DNA sequences in chromatin: a dynamic equilibrium model for gene regulation // J. Mol. Biol. 1995. T. 254. № 2. C. 130-149.

326. Pontius B. W. Close encounters: why unstructured, polymeric domains can increase rates of specific macromolecular association // Trends Biochem. Sci. 1993. T. 18. № 5. C. 181-186.

327. Potter C. J. h gp. The Q system: a repressible binary system for transgene expression, lineage tracing, and mosaic analysis // Cell. 2010. T. 141. № 3. C. 536-548.

328. Prochasson P. h gp. Targeting activity is required for SWI/SNF function in vivo and is accomplished through two partially redundant activator-interaction domains // Mol. Cell. 2003. T. 12. № 4. C. 983-990.

329. Ptashne M. How eukaryotic transcriptional activators work // Nature. 1988. T. 335. № 6192. C. 683689.

330. Ptashne M. Principles of a switch // Nat. Chem. Biol. 2011. T. 7. № 8. C. 484-487.

331. Ptashne M., Gann A. Genes and Signals. Cold Spring Harbor, NY, USA: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2002.

332. Putlyaev E. V. h gp. Structure and Functions of the Mediator Complex // Biochem. Biokhimiia. 2018. T. 83. № 4. C. 423-436.

333. Qian S., Varjavand B., Pirrotta V. Molecular analysis of the zeste-white interaction reveals a promoter-proximal element essential for distant enhancer-promoter communication // Genetics. 1992. T. 131. № 1. C. 79-90.

334. Quintero-Cadena P., Lenstra T. L., Sternberg P. W. RNA Pol II Length and Disorder Enable Cooperative Scaling of Transcriptional Bursting // Mol. Cell. 2020. T. 79. № 2. C. 207- 220.e8.

335. Rada-Iglesias A. h gp. A unique chromatin signature uncovers early developmental enhancers in humans // Nature. 2011. T. 470. № 7333. C. 279-283.

336. Ragoczy T. h gp. The locus control region is required for association of the murine beta-globin locus with engaged transcription factories during erythroid maturation // Genes Dev. 2006. T. 20. № 11. C. 14471457.

337. Raj A. h gp. Stochastic mRNA synthesis in mammalian cells // PLoS Biol. 2006. T. 4. № 10. C. e309.

338. Rao S. S. P. h gp. A three-dimensional map of the human genome at kilobase resolution reveals principles of chromatin looping // Cell. 2014. T. 159. № 7. C. 1665-1680.

339. Rao S. S. P. h gp. Cohesin Loss Eliminates All Loop Domains // Cell. 2017. T. 171. № 2. C. 305-320.e24.

340. Rao X. h gp. An improvement of the 2"(-delta delta CT) method for quantitative real-time polymerase chain reaction data analysis // Biostat. Bioinforma. Biomath. 2013. T. 3. № 3. C. 71-85.

341. Razin S. V., Gavrilov A. A. The Role of Liquid-Liquid Phase Separation in the Compartmentalization of Cell Nucleus and Spatial Genome Organization // Biochem. Biokhimiia. 2020. T. 85. № 6. C. 643-650.

342. Ren D. h gp. Regulatory Mechanisms of Cell Polyploidy in Insects // Front. Cell Dev. Biol. 2020. T. 8.

343. Ren G. h gp. CTCF-mediated enhancer-promoter interaction is a critical regulator of cell-to-cell variation of gene expression // Mol. Cell. 2017. T. 67. № 6. C. 1049- 1058.e6.

344. Rendina R. h gp. Bap170, a subunit of the Drosophila PBAP chromatin remodeling complex, negatively regulates the EGFR signaling // Genetics. 2010. T. 186. № 1. C. 167-181.

345. Rezai-Zadeh N. h gp. Targeted recruitment of a histone H4-specific methyltransferase by the transcription factor YY1 // Genes Dev. 2003. T. 17. № 8. C. 1019-1029.

346. Rieder D., Trajanoski Z., McNally J. G. Transcription factories // Front. Genet. 2012. T. 3.

347. Ringel R. h gp. Structure of human mitochondrial RNA polymerase // Nature. 2011. T. 478. № 7368. C.269-273.

348. Roberts S. M., Winston F. Essential functional interactions of SAGA, a Saccharomyces cerevisiae complex of Spt, Ada, and Gcn5 proteins, with the Snf/Swi and Srb/mediator complexes // Genetics. 1997. T. 147. № 2. C. 451-465.

349. Robertson H. M. h gp. A Stable Genomic Source of P Element Transposase in Drosophila Melanogaster // Genetics. 1988. T. 118. № 3. C. 461-470.

350. Rodriguez J. h gp. The AT-Hook motif as a versatile minor groove anchor for promoting DNA binding of transcription factor fragments // Chem. Sci. 2015. T. 6. № 8. C. 4767-4771.

351. Roeder R. G. 50+ years of eukaryotic transcription: an expanding universe of factors and mechanisms // Nat. Struct. Mol. Biol. 2019. T. 26. № 9. C. 783-791.

352. Roeder R. G., Rutter W. J. Multiple forms of DNA-dependent RNA polymerase in eukaryotic organisms // Nature. 1969. T. 224. № 5216. C. 234-237.

353. Roeder R. G., Rutter W. J. Specific Nucleolar and Nucleoplasmic RNA Polymerases* // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1970. T. 65. № 3. C. 675-682.

354. Rohs R. h gp. The role of DNA shape in protein-DNA recognition // Nature. 2009. T. 461. № 7268. C.1248-1253.

355. Ronan J. L., Wu W., Crabtree G. R. From neural development to cognition: unexpected roles for chromatin // Nat. Rev. Genet. 2013. T. 14. № 5. C. 347-359.

356. Rowley M. J. h gp. Evolutionarily Conserved Principles Predict 3D Chromatin Organization // Mol. Cell. 2017. T. 67. № 5. C. 837- 852.e7.

357. Rubin G. M., Spradling A. C. Genetic transformation of Drosophila with transposable element vectors // Science. 1982. T. 218. № 4570. C. 348-353.

358. Ruiz-Villalba A. h gp. Amplification of nonspecific products in quantitative polymerase chain reactions (qPCR) // Biomol. Detect. Quantif. 2017. T. 14. C. 7-18.

359. Sabari B. R. h gp. Coactivator condensation at super-enhancers links phase separation and gene control // Science. 2018. T. 361. № 6400. C. eaar3958.

360. Sanchez R., Zhou M.-M. The PHD Finger: A Versatile Epigenome Reader // Trends Biochem. Sci. 2011. T. 36. № 7. C. 364-372.

361. Schmittgen T. D., Livak K. J. Analyzing real-time PCR data by the comparative CT method // Nat. Protoc. 2008. T. 3. № 6. C. 1101-1108.

362. Schoenfelder S. h gp. The pluripotent regulatory circuitry connecting promoters to their long-range interacting elements // Genome Res. 2015b. T. 25. № 4. C. 582-597.

363. Schoenfelder S., Fraser P. Long-range enhancer-promoter contacts in gene expression control // Nat. Rev. Genet. 2019. T. 20. № 8. C. 437-455.

364. Serna I. L. de la h gp. MyoD targets chromatin remodeling complexes to the myogenin locus prior to forming a stable DNA-bound complex // Mol. Cell. Biol. 2005. T. 25. № 10. C. 3997-4009.

365. Sexton T. h gp. Three-Dimensional Folding and Functional Organization Principles of the Drosophila Genome // Cell. 2012. T. 148. № 3. C. 458-472.

366. Shao Z. h gp. Stabilization of chromatin structure by PRC1, a Polycomb complex // Cell. 1999. T. 98. № 1. C. 37-46.

367. Sharifkhodaei Z., Auld V. J. Overexpressed Gliotactin activates BMP signaling through interfering with the Tkv-Dad association // Genome. 2021. T. 64. № 2. C. 97-108.

368. Sharma D., Fondell J. D. Ordered recruitment of histone acetyltransferases and the TRAP/Mediator complex to thyroid hormone-responsive promoters in vivo // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2002. T. 99. № 12. C.7934-7939.

369. Sheynov A. A. h gp. The sequential phosphorylation of PHF10 subunit of the PBAF chromatin-remodeling complex determines different properties of the PHF10 isoforms // Biol. Open. 2020. T. 9. № 1. C. bio043943.

370. Shidlovskii Y. V. h gp. A novel multidomain transcription coactivator SAYP can also repress transcription in heterochromatin // EMBO J. 2005. T. 24. № 1. C. 97-107.

371. Shidlovskii Y. V. h gp. Subunits of the PBAP Chromatin Remodeler Are Capable of Mediating Enhancer-Driven Transcription in Drosophila // Int. J. Mol. Sci. 2021. T. 22. № 6.

372. Shpiz S., Lavrov S., Kalmykova A. Combined RNA/DNA fluorescence in situ hybridization on whole-mount Drosophila ovaries // Methods Mol. Biol. Clifton NJ. 2014. T. 1093. C. 161-169.

373. Shrinivas K. h gp. Enhancer Features that Drive Formation of Transcriptional Condensates // Mol. Cell. 2019. T. 75. № 3. C. 549- 561.e7.

374. Siersb^k R. h gp. Dynamic Rewiring of Promoter-Anchored Chromatin Loops during Adipocyte Differentiation // Mol. Cell. 2017. T. 66. № 3. C. 420- 435.e5.

375. Sigova A. A. h gp. Transcription factor trapping by RNA in gene regulatory elements // Science. 2015. T. 350. № 6263. C. 978-981.

376. Sipiczki M. Where does fission yeast sit on the tree of life? // Genome Biol. 2000. T. 1. № 2. C. reviews1011.1.

377. Sirinakis G. The RSC chromatin remodelling ATPase translocates DNA with high force and small step size // EMBO J. 2011. T. 30. № 12. C. 2364-2372.

378. Sokpor G. h gp. Chromatin Remodeling BAF (SWI/SNF) Complexes in Neural Development and Disorders // Front. Mol. Neurosci. 2017. T. 10.

379. Song S.-H., Hou C., Dean A. A Positive Role for NLI/Ldb1 in Long-Range P-Globin Locus Control Region Function // Mol. Cell. 2007. T. 28. № 5. C. 810-822.

380. Spilianakis C. G., Flavell R. A. Long-range intrachromosomal interactions in the T helper type 2 cytokine locus // Nat. Immunol. 2004. T. 5. № 10. C. 1017-1027.

381. Splinter E. h gp. CTCF mediates long-range chromatin looping and local histone modification in the beta-globin locus // Genes Dev. 2006. T. 20. № 17. C. 2349-2354.

382. Splinter E. h gp. Determining long-range chromatin interactions for selected genomic sites using 4C-seq technology: from fixation to computation // Methods San Diego Calif. 2012. T. 58. № 3. C. 221-230.

383. Stadhouders R. h gp. Multiplexed chromosome conformation capture sequencing for rapid genome-scale high-resolution detection of long-range chromatin interactions // Nat. Protoc. 2013. T. 8. № 3. C. 509524.

384. Stadler M. R., Haines J. E., Eisen M. B. Convergence of topological domain boundaries, insulators, and polytene interbands revealed by high-resolution mapping of chromatin contacts in the early Drosophila melanogaster embryo // eLife. 2017. T. 6. C. e29550.

385. Stavreva D. A. h gp. Transcriptional Bursting and Co-bursting Regulation by Steroid Hormone Release Pattern and Transcription Factor Mobility // Mol. Cell. 2019. T. 75. № 6. C. 1161- 1177.e11.

386. Steller H., Pirrotta V. Regulated expression of genes injected into early Drosophila embryos. // EMBO J. 1984. T. 3. № 1. C. 165-173.

387. Steller H., Pirrotta V. Expression of the Drosophila white gene under the control of the hsp70 heat shock promoter // EMBO J. 1985. T. 4. № 13B. C. 3765-3772.

388. Stroschein-Stevenson S. L. h gp. Identification of Drosophila gene products required for phagocytosis of Candida albicans // PLoS Biol. 2006. T. 4. № 1. C. e4.

389. Sullivan W., Ashburner M., Hawley R. S. Drosophila protocols. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2000.

390. Sun X. H., Baltimore D. An inhibitory domain of E12 transcription factor prevents DNA binding in E12 homodimers but not in E12 heterodimers // Cell. 1991. T. 64. № 2. C. 459-470.

391. Suslov O., Steindler D. A. PCR inhibition by reverse transcriptase leads to an overestimation of amplification efficiency // Nucleic Acids Res. 2005. T. 33. № 20. C. e181.

392. Suter D. M. h gp. Mammalian genes are transcribed with widely different bursting kinetics // Science. 2011. T. 332. № 6028. C. 472-474.

393. Sutherland H., Bickmore W. A. Transcription factories: gene expression in unions? // Nat. Rev. Genet. 2009. T. 10. № 7. C. 457-466.

394. Tamkun J. W. h gp. brahma: a regulator of Drosophila homeotic genes structurally related to the yeast transcriptional activator SNF2/SWI2 // Cell. 1992. T. 68. № 3. C. 561-572.

395. Tatarskiy E., Georgiev G., Soshnikova N. Oncogene c-MYC Controls the Expression of PHF10 Subunit of PBAF Chromatin Remodeling Complex in SW620 Cell Line // Dokl. Biochem. Biophys. 2019. T. 484. № 1.