Ионные механизмы кодирования ноцицептивных сигналов: роль медленных натриевых каналов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат физико-математических наук Карымова, Елена Александровна

• Карымова, Елена Александровна
• кандидат физико-математических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Карымова, Елена Александровна

ОГЛАВЛЕНИЕ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Общие сведения об ионных каналах.

1.2. Общие сведения о натриевых каналах.

1.3. Модель Ходжкина-Хаксли.

1.4. Описание воротного процесса.

1.5. Молекулярная архитектура натриевых каналов.

1.5.1. Субъединицы и фрагменты.

1.5.2. Изоформы натриевого канала.

1.5.3. Пространственная организация натриевого канала.

1.5.4. Воротные структуры.

1.5.4.1. Активационные ворота.

1.5.4.2. Инактивационные ворота.

1.6. Модуляция активности натриевых каналов.

1.6.1. Блокаторы натриевых каналов.

1.6.2. Модификаторы натриевых каналов.

1.7. Натриевые каналы мембраны сенсорных нейронов.

1.8. Мембранные механизмы ноцицепции.

1.8.1. Общие сведения о формировании болевого ощущения. Виды боли.

1.8.2. Рецепторы и каналы, участвующие в кодировании ноцицептивных сигналов.

1.8.3. Фармакологические подходы к купированию боли.

1.8.4. Роль медленных натриевых каналов Ыау1.8 в кодировании ноцицептивных сигналов.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Получение культуры изолированных нейронов.

2.2. Метод фиксации потенциала на целой клетке.

2.3. Обработка экспериментальных данных.

2.4. Метод математического моделирования.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Основные типы ионных каналов в мембране ноцицептивного нейрона.

3.2. Экспериментальное исследование воротных характеристик каналов Nav1.8 и характеристик импульсной активности, генерируемой мембраной ноцицептивного нейрона.'.

3.2.1. Исследование воротных характеристик каналов Nav1.8.

3.2.1.1. Характеристики активационной воротной системы

3.2.1.2. Характеристики инактивационной воротной системы

3.2.2. Измерение величины плотности медленных натриевых каналов.

3.2.3. Импульсная активность ноцицептивного нейрона: результаты экспериментов в режиме фиксации тока.

3.3. Построение модели мембраны ноцицептивного нейрона.

3.4. Экспериментальное исследование влияния коменовой кислоты на медленные натриевые каналы.

3.5. Модулирование активности каналов Nav1.8: исследование на модели.

3.5.1. Изменение характеристик активационной воротной системы каналов Nayl.8 под воздействием коменовой кислоты и их роль в формировании рисунка импульсной активности мембраны ноцицептивного нейрона.!.

3.5.2. Изменение характеристик инактивационной воротной системы каналов Nav1.8 под воздействием коменовой кислоты и их роль в формировании рисунка импульсной активности мембраны ноцицептивного нейрона.

3.5.3. Влияние изменения величины плотности каналов Nayl.8 на частоту повторных ответов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ионные механизмы кодирования ноцицептивных сигналов: роль медленных натриевых каналов»

Задачи исследования молекулярных механизмов кодирования болевого сигнала и участия в этом процессе мембранных ионных каналов представляются актуальными в связи с отсутствием в арсенале лекарственных препаратов таких аналгетиков, которые могли бы эффективно купировать боль, не вызывая негативных побочных эффектов. Новый подход к решению этой проблемы может быть осуществлен благодаря выяснению биофизических механизмов модуляции потенциалочувствительности медленных тетродотоксин-устойчивых (ТТХ-устойчивых) натриевых каналов Nav1.8, ответственных за кодирование ноцицептивной информации. Поэтому в нашей работе объектом исследования стали каналы Nav1.8. Выяснение их роли в процессе генерации повторных ответов мембраной ноцицептивного нейрона явилось целью настоящей работы.

Термин боль обозначает субъективное переживание, которое служит симптомом ряда заболеваний человека. Около 90% всех заболеваний связано с болью. По мнению Международной ассоциации изучения боли, следует разделять понятия боли и ноцицепции. Ноцицепция ■— это нейрофизиологическое понятие, обозначающее восприятие, проведение и обработку сигналов о повреждающих воздействиях и (или) патологических процессах. Начальным звеном ноцицептивной системы являются болевые рецепторы (ноцицепторы), расположенные практически во всех тканях организма. Сигналы различных модальностей преобразовываются рецепторной мембраной ноцицепторов в аналоговый сигнал, рецепторный ток, а затем электровозбудимой мембраной - в универсальный для нервной системы дискретный код нервных импульсов. Низкая частота нервных импульсов несет информацию, например, о тактильных или температурных воздействиях, а ее повышение при усилении стимула является сигналом о возможном повреждении. Именно эта высокочастотная посылка нервных импульсов и воспринимается нами как болевое ощущение. Частотная граница, отделяющая ноцицептивные,разряды (более высокочастотные) от адекватных, возникающих в ответ на температурные или' тактильные стимулы, составляет единицы импульсов в секунду (Borovikova et al., 1997; Ревенко, Гаврилова, 2007). Потенциалозависимые медленные натриевые каналы являются важнейшей молекулярной структурой, определяющей генерацию потенциалов действия и частоту повторных ответов в сенсорных нейронах (Kostyuk et al., 1981; Gold et al., 1996). В ноцицептивных нейронах, главную роль в кодировании ноцицептивных сигналов играют тетродотоксин-устойчивые натриевые каналы (Веселовский и др., 1979). При механических повреждениях, воспалительных процессах или действии N гипералгезических агентов происходит увеличение плотности или потенциалочувствительности медленных натриевых каналов в мембране ноцицептивного нейрона (Akopian et al., 1996; Gold.et al., 1996, Lai et al., 2004), что ведет к повышению частоты импульсной активности. Напротив, снижение частоты повторных ответов должно вызывать аналитический эффект. Так, местные анестетики блокируют ионные каналы, но их действие не является избирательным (Brau et al., 1998). Помимо блокирования ноцицептивных сигналов, нарушается, например, и моторная активность (Denac et al., 2000). Антиноцицептивный эффект может быть реализован благодаря другому, более специфическому, ионному механизму. Этот механизм заключается в модуляции -воротных характеристик каналов Nav1.8.

Для того чтобы на системном уровне выявить физиологическую роль изменения параметров указанных воротных систем, необходимо исследовать импульсную активность в условиях максимально приближенных к адекватным. В методе локальной фиксации потенциала мы исследуем изолированные нейроны, ограниченное время жизни которых, как и ряд других неконтролируемых процессов в данных экспериментальных условиях, являются принципиальным ограничением. Математическая модель позволяет не только устранить ряд этих ограничений, но и выяснить функциональную роль отдельных молекулярных параметров, поскольку возможно изменять их в широком диапазоне значений независимо друг от друга.

С помощью метода математического моделирования создатели мембранной ионной теории (Hodgkin, Huxley, 1952, a-d) выяснили роль ионных каналов в генерации нервных импульсов на примере мембраны гигантского аксона кальмара. В дальнейшем, основные принципы ионной теории Ходжкина-Хаксли были с успехом использованы рядом других авторов для выяснения ионных механизмов формирования импульсной активности, генерируемой различными электровозбудимыми мембранами (Ходоров, 1969; Krylov, Makovsky, 1978; Миронов, 1984; Read, Siegel, 1999; Herzog et al., 2001; Shield, Kunze, 1997).

В нашей работе с помощью методов математического моделирования и локальной фиксации напряжения была предпринята попытка выяснить роль каналов Nav1.8 в процессе импульсного кодирования ноцицептивной информации. В качестве агента, модулирующего потенциалочувствительность этих каналов, была использована коменовая кислота, являющаяся лекарственной субстанцией неопиоидного аналгетика

Аноцептин», разработанного в Институте физиологии i им. И. П. Павлова РАН.

Цель и задачи исследования. Целью работы явилось исследование биофизических механизмов кодирования ноцицептивного сигнала и роли медленных натриевых каналов в этом процессе. о t

Задачи настоящего исследования заключались в следующем:

1. На основании собственных экспериментальных данных разработать математическую модель типа Ходжкина-Хаксли мембраны ноцицептивного нейрона для выяснения механизмов импульсного кодирования информации мембраной указанного нейрона.

2. Выяснить механизмы модуляции коменовой кислотой возбудимости медленных натриевых каналов и роли этого процесса в кодировании ноцицептивной информации на основании собственных экспериментальных данных и в расчетах на модели.

3. Выяснить роль медленных натриевых каналов в процессах частотного кодирования и адаптации мембраны ноцицептивного нейрона к действию постоянного стимула. Исследовать роль медленной натриевой инактивации каналов Nav1.8 в указанных процессах.

Основные положения, выносимые на защиту.

Положения, выносимые на защиту, заключаются в следующем.

1. На основании собственных экспериментальных данных, полученных методом локальной фиксации потенциала, построена модель типа Ходжкина-Хаксли мембраны ноцицептивного нейрона, с помощью которой исследованы ионные механизмы кодирования ноцицептивной информации.

2. Снижение потенциалочувствительности активационной воротной системы медленных натриевых каналов приводит к уменьшению частоты повторных ответов мембраны ноцицептивного нейрона. Благодаря этому механизму при воздействии коменовой кислоты может происходить купирование патологической боли периферического происхождения.

3. Модификация математической модели мембраны ноцицептивного нейрона учетом экспериментально обнаруженных характеристик медленной инактивации каналов Nav1.8 также приводит к снижению частоты повторных ответов. Важной особенностью этого эффекта является возникновение адаптации мембраны к действию постоянного стимула.

Снижение плотности каналов Navl.8 приводит к снижению частоты импульсной активности.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Карымова, Елена Александровна

ВЫВОДЫ

1. На основании экспериментальных данных построена математическая модель Ходжкина-Хаксли мембраны ноцицептивного нейрона. Расчеты на модели показали, что генерация повторных ответов может происходить в широком диапазоне стимулирующих токов, что позволило применить модель для выяснения тончайших молекулярных механизмов кодирования ноцицептивной информации.

2. Совместное применение метода локальной фиксации потенциала и расчетов на модели позволило выяснить молекулярный механизм, обусловливающий аналгетический эффект коменовой кислоты. В его основе лежит уменьшение величины эффективного заряда активационной воротной системы каналов Nav1.8.

3. Ионный механизм адаптации мембраны ноцицептивного нейрона к действию постоянного стимула обусловлен процессом медленной инактивации проводимости натриевых каналов Nävi.8. Уменьшение предельного уровня медленной инактивации приводит к снижению частоты повторных ответов, что делает эту воротную систему перспективной мишенью при разработке новых аналитических лекарственных препаратов.

Уменьшение максимального уровня проводимости каналов Ыау1.8, их плотности, приводит к снижению частоты импульсной активности и, следовательно, к антиноцицептивной реакции мембраны исследуемого нейрона.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

На основании экспериментальных данных, полученных методом локальной фиксации потенциала, была выяснена физиологическая роль медленных натриевых каналов Nav1.8 в кодировании ноцицептивных сигналов. Количественное описание характеристик указанных каналов было осуществлено в терминах модели Ходжкина-Хаксли.

Построена базовая модель, которая затем была модифицирована с помощью экспериментальных данных, учитывающих характеристики каналов Nav1.8.

Проведенное нами, исследование показало, что характеристики как активационной, так и инактивационной воротных систем медленных натриевых каналов Nav1.8 играют важную роль в кодировании ноцицептивных сигналов. Был выявлен вклад экспериментально наблюдаемых факторов (сдвиг вдоль оси потенциалов GNa S(E) и снижение Zeff). Расчеты показали, что в обоих случаях происходит уменьшение частоты ритмической активности. В случае снижения Zeff уменьшение частоты импульсной активности оказалось более выраженным. Тот факт, что снижение эффективного заряда значительно уменьшает частоту повторных ответов, является важным результатом нашей работы. Только в этом случае не происходит превышение болевого порога при увеличении стимулирующего тока (рис. 18).

Расчеты на модели показали, что учет медленной инактивации и модуляция характеристик быстрого инактивационного воротного процесса каналов Nav1.8 оказывают сильное влияние на генерацию повторных ответов мембраны ноцицептивного нейрона. Инактивационные процессы приводят к возникновению адаптации мембраны ноцицептивного нейрона, т.е. к прогрессивному увеличению межимпульсных интервалов при действии постоянного стимула. Отметим также, что благодаря модуляции характеристик указанного инактивационного процесса может быть реализована антиноцицептивная реакция исследуемой мембраны, проявляющаяся в снижении частоты ее повторных ответов.

Завершая анализ наших результатов, можно заключить, что активационная и инактивационная воротные системы каналов Nävi.8 являются перспективными молекулярными мишенями при разработке аналгетиков нового поколения. Модулирование воротные характеристик этих системы способно привести к снижению импульсной активности мембраны ноцицептивного нейрона, специфически выключая только ноцицептивные сигналы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Карымова, Елена Александровна, 2009 год

1. Алексеев В. В. Основные принципы лечения болевых синдромов // Русский медицинский журнал. 2003. Т. 11, N 5. С. 250-253.

2. Алмерс В. Воротные токи и движение зарядов в возбудимых мембранах//Мембраны: ионные каналы. М.: Мир, 1981. С. 129-236.

3. Белоусов Ю. Б., Зырянов С. К., Нельга О. Н. Многогранность проявлений боли — единство подходов к лечению // Русский медицинский журнал. 2007. Т. 15, № 5. С. 375-378.

4. Веселовский Н. С., Костюк П. Г., Цындренко А. Я. Разделение ионных токов, ответственных за генерацию потенциалов действия в соматической мембране нейронов новорожденных крыс // Доклады АН СССР. 1979. Т. 249, № 6. С. 1466-1469.

5. Звартау М. В. Пчелинцев Э. Э., Кубынин А. Н. Опиоидные анальгетики: пути совершенствования терапии болевых синдромов // Русский медицинский журнал. 2007. Т. 15, № 5. С. 417-424.

6. Катина И. Е., Щеголев Б. Ф., Задина Д. Е., МакКи М. Л., Крылов Б. В. Ингибирующее действие эндоморфинов на потенциалозависимые натриевые токи сенсорных нейронов // Сенсорные системы. 2003, Т. 17, № 1.С. 1-17.

7. Крылов Б. В., Вилин Ю. Ю., Катина И. Е., Подзорова С. А. Этанол модифицирует ионную избирательность натриевых каналов сенсорных нейронов крысы // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 1999а. Т. 85, № 1. С. 110 118.

8. Крылов Б. В., Дербенев А. В., Подзорова С. А., Людыно М. И., Кузьмин А. В., Изварина Н. Л. Морфин уменьшает чувствительность к потенциалу медленных натриевых каналов // Российский физиологический журнал им. И.М.Сеченова. 19996. Т. 85, № 2. С. 225-236.

9. Миронов С. Л. Модельное исследование механизмов ритмической активности нейронов млекопитающих // Нейрофизиология. 1984. Т. 16, №4. С. 445-451.

10. Можаева Г. Н., Наумов А. П., Ходоров Б. И. Активация и инактивация модифицированных ВТХ №-каналов мембраны нервного волокна лягушки //Нейрофизиология. 1984. Т. 16, № 1. С. 18-26.

11. Наумов А. П., Негуляев Ю. А., Носырева Е. Д. Изменение сродства кислотной группы натриевого канала к ионам водорода при действии аконитина //ДАН СССР. 1979. Т. 224, № 1. С. 229-232.

12. Плахова В. Б., Щеголев Б. Ф., Рогачевский И. В., Ноздрачев А. Д., Крылов Б. В., Подзорова С. А., Кокряков В. Н. Возможный молекулярный механизм взаимодействия дефенсина с мембраной сенсорного нейрона// Физиол. Журнал. 2000. Т. 86, № 11. С. 1471-1480.

13. Ревенко С. В., Гаврилов И. Ю. Трансформация ритма в нервных волокнах местными анестетиками: от биофизики натриевых каналов к физиологии обезболивания // Биол. Мемб. 2007. Т. 24, № 1. С. 70-78.

14. Ходоров Б. И. Проблемы возбудимости. Л.: Медицина, 1969. 304 с.

15. Ходоров Б. И. Фармакологический анализ инактивации натриевых токов в мембране нервного волокна // Нейрофизиология. 1980. Т. 12, №3. С. 317-331.

16. Akoev G. N., Alekseev N. P., Krylov В. V. Mechanoreceptors. Their functional organization. Berlin: Springer-Verlag, 1988. 197 p.

17. Akopian A. N., Sivilotti L, Wood J. N. A tetrodotoxin-resistant sodium channel expressed by C-fiber-associated sensory neurons // Nature. 1996. V. 379. P. 257-262.

18. Armstrong С. M., Bezanilla F., Rojas E. Destruction of sodium conductance inactivation in squid axons perfused with pronase // J. Gen. Physiol. 1973. V. 62, N4. P. 375-391.

19. Armstrong С. M., Bezanilla F. Inactivation of the sodium channel. II. Gating current experiments // J. Gen. Physiol. 1977. V. 70. P. 567-590.

20. Armstrong С. M. Ionic pores, gates and gating currents // Quarterly Reviews of Biophysics. 1975. V. 7, N 2. P. 179-210.

21. Baker M. D., Wood J. N. Involvement of Na+ channels in pain pathways // Trends. Pharmacol. Sci. 2001. V. 22. P. 7-31.

22. Bandell M., Stoiy G. M., Hwang S. W., Viswanath V., Eid S. R., Petrus M. J., Earley T. J., Patapoutian A. Noxious cold ion channel TRPA1 is activated by pungent compounds and bradykinin // Neuron. 2004. V. 41. P. 849-857.

23. Benoit E., Dubois J.-M. Properties of maintained sodium current induced bya toxin from Androctonus scorpion in frog node of Ranvier // J. Physiol. 1987. V. 383. P. 93-114.

24. Black J. A., Liu S., Tanaka M., Cummins T. R., Waxman S. G. Changes in the expression of tetrodotoxin-sensitive sodium channels within dorsal root ganglia neurons in inflammatory pain // Pain. 2004. V. 108, N 3. P. 237-247.

25. Brau M. E., Vogel W., Hempelmann G. Fundamental properties of local anesthetics: half-maximal blocking concentrations for tonic block of Na+ and K+ channels in peripheral nerve // Anesth. Analg. 1998. V. 87, N 4. P. 885-889.

26. Brau M. E, Elliott J. R. Local anesthetic effects on tetrodotoxin-resistant Na+ currents in rat dorsal root ganglion neurons. Eur. J.Anaesthesiol. 1998. V. 15, Nl.P. 80- 88.

27. Calixto J. B., Medeiros R, Fernandes E. S., Ferreira J., Cabrini D. A., Campos M. M. Kinin B1 receptors: key G-protein-coupled receptors and their role in inflammatory and painful processes // Br. J. Pharmacol. 2004. V. 143. P. 803-818.

28. Chandler W. K., Meves H. Evidence for two types of sodium conductance in axon perfused with sodium fluoride solutions // J. Physiol. 1970. V. 211, N 3. P. 653-678.

29. Chevrier P., Vijayaragavan K., Chahine M. Differential modulation of Nav1.7 and Nav1.8 peripheral nerve sodium channels by the local anesthetic lidocaine //British Journal of Pharmacology. 2004. V. 142, N 3. P. 576-584.

30. Chung J. M, Dib-Hajj S. D., Lawson S. N. Sodium channel subtypes and neuropathic pain // In Proceedings of the 10th World Congress on Pain. Seattle: IASP Press; 2003. P. 99-114.

31. Cummins T. R., Dib-Hajj S. D., Black J. A., Akopian A. N., Wood J. N., Waxman S. G. A novel persistent tetrodotoxin-resistant sodium current in SNS-null and wild type small primary sensory neurons // J. Neurosci. 1999. V. 19. P. RC43.

32. Denac H., Mevissen M., Scholtysik G. Structure, function and pharmacology of voltage-gated sodium channels // Naunyn-Schmiedeberg's Arch. Pharmacol. 2000. V. 362. P. 453-479.

33. Derbenev A. V., Krylov B. V. Shurygin A. Ya. Effects of Meconic and Comenic Acids on Slow Sodium Channels of Secondary Neurons // Membr. Cell Biol. 2000. V. 13, N 3. P. 379-387.

34. Di M.V., Bifulco M., De Petrocellis L. The endocannabinoidsystem and its therapeutic exploitation // Nat. Rev. Drug. Discov. 2004. V. 3. P. 771-784.

35. Dodge F. A study of ionic permeability changes underlying excitation in myelinated nerve fibers of the frog. Thesis of Rockefeller Inst. New York, 1963. 122 p.

36. Eaholtz G., Scheuer T., Caterall W. A. Restoration of inactivation and block of open sodium channels by an inactivation gate peptide // Neuron. 1994. V. 12. P. 1041-1048.

37. Eisenbarth H., Rukwied R., Petersen M., Schmelz M. Sensitization to bradykinin B1 and B2 receptoractivation in UV-B irradiated human skin // Pain. 2004. V. 110. P. 197-204.

38. Elliott A. A., Elliott J. R. Characterization of TTX-sensitive and TTX-resistant sodium currents in small cells from adult rat dorsal root ganglia // J. Physiol. (Lond.) 1993. V. 463. P. 39-56.

39. Fang X., Djouhri L., Black J. A., Dib-Hajj S. D., Waxman S. G., Lawson S. N. The presence and role of the tetrodotoxin-resistant sodium channel Na(v)1.9 (NaN) in nociceptive primary afferent neurons // J. Neurosci. 2002. V. 22, N 17. P. 7425-7433.

40. FitzHugh R. Thresholds and plateaus in the Hodgkin-Huxley nerve equations // J. Gen. Physiol. 1960. V. 43. P. 867-896.

41. Frankenhaeuser B., Huxley A. F. The action potential in the myelinatednerve fiber of Xenopus laevis as computed on the basis of voltage clampdata//J. Physiol. 1964.V. 171. P. 302-315.

42. Ghatande A. S., Sikdar S. K. Competition for binding between veratridine and KIFM: an open channel blocking peptide of the RII sodium channel // J. Membr. Biol. 1997. V. 160. P. 177-183.

43. Gohar O. Contributiom of ion channels of pain sensation // Modulator. 2005. N19. P. 9-13.

44. Gold M. S., Levine J. D. DAMGO inhibits prostaglandin E2-induced potentiation of a TTX-resistant Na+ current in rat sensory neurons in vitro // Neurosci. Lett. 1996. V. 212, N 2. P. 83-86.

45. Gold M. S., Levine J. D., Correa A. M. Modulation of TTX-R INa by PKC and PKA and their role in PGE2-induced sensitization of rat sensory neurons in vitro // J. Neurosci. 1998. V. 18, N 24. P. 10345-10355.

46. Gold M. S., Reichling D. B., Shuster M. J., Levine J. D. Hyperalgesic agents increase a tetrodotoxin-resistant Na current in nociceptors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 1108-1112.

47. Gold M. S., Weireich D., Kim C. S., Wang R., Treanor J., Porreca F, Lai J. Redistribution of Nav1.8 in uninjured axons enables neuropathic pain // J. Neurosci. 2003. V. 23, N 1. P. 158-166.

48. Goldin A. L. Evolution of voltage-gated Na+ channels // J. Exper. Biol. 2001. V. 505. P. 575-584.

49. Hains B. C., Saab C. Y., Klein J. P., Craner M. J., and Waxman S. G. Altered Sodium Channel Expression in Second-Order Spinal Sensory Neurons Contributes to Pain after Peripheral Nerve Injury // J. Neuroscience 2004. V. 24, N 20. P. 4832^839.

50. Hamill O. P., Marty A., Neher E. Improved patch techniques for high resolution current recording from cell-free membrane patches // Pflug. Arch. 1981. V. 391.N1.P. 85-100.

51. Herzog, R. I., Cummins T. R., Waxman S. G. Persistent TTX-resistant Nal current affects resting potential and response to depolarization in simulated spinal sensory neurons // J. Neurophysiol. 2001. V. 86. P. 1351-1364.

52. Hille B. Local anesthetics: hydrophobic and pathways for the drug-receptors reaction // J. Gen. Physiol. 1977. V. 69. P. 497-515.

53. Hille B. Ion channels of excitable membranes / Sinauer Associates, Inc. Sunderland, Massachusetts, 2001. 814 p.

54. Hodgkin A. L., Huxley A. F. Currents carried by sodium and potassium ions through the membrane of the giant axon of Loligo // J. Physiol. 1952a. V. 116. P. 449-472.

55. Hodgkin A. L., Huxley A. F. The components of membrane conductance in the giant axon of Loligo // J. Physiol. 1952b. V. 116. P. 473-496.

56. Hodgkin A. L., Huxley A. F. The dual effect of membrane potential of sodium conductance in the giant axon of Loligo // J. Physiol. 1952c. V. 116. P. 497-506.

57. Hodgkin A. L., Huxley A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve // J. Physiol. 1952d. V. 117. P. 500-544.

58. Huxley A. F. Ion movements during nerve activity // Ann NY Acad. Sci. 1959. V. 81. P. 221-246.

59. Janson W., Stein C. Peripheral opioid analgesia // Curr. Pharm. Biotechnol. 2003. V. 4. P. 270-274.

60. Kao C. Y., Nishijama A. Action of saxitoxin on peripheral neuromuscular system // J. Physiol. 1965. V. 180, N 1. P. 50-66.

61. Kao C. Y., Walker S. Active groups of saxitoxin and tetrodotoxin as deduced from action of saxitoxin analogues on frog muscle and squid axon // J. Physiol. 1982. V. 323, N 2. P. 619-637.

62. Khasar S. G., McCarter G., Levine J. D. Epinephrine produces a beta-adrenergic receptor-mediated mechanical hyperalgesia and in vitro sensitization of rat nociceptors // J. Neurophysiol. 1999. V. 81, N 3. P. 1104-1112.

63. Klein J. P., Tendi E. A., Dib-Hajj S. D., Fields R. D., Waxman S. G. Patterned electrical activity modulates sodium channel expression in sensory neurons // J. Neurosci. Res. 2003. V. 74, N 2. P. 192-198.

64. Konrad C., Schmelz M. Mechanismen der Schmerzentstehung // Internist. 2005. V. 46. P. 1115-1121.

65. Kontis K. J., Rounaghi A., Goldin A. L. Sodium channel activation gating is affected by substitutions of voltage sensor positive charges in all four domains // J. Gen. Physiol. 1997. V. 110, N 4. P. 597-603.

66. Kostyuk P. G., Krishtal O. A., Pidoplichko V. I. Effect of internal fluoride and phosphate on membrane currents during intracellular dialysis of nerve cells//Nature. 1975. V. 257, N 5528. P. 691-693.

67. Kostyuk P. G., Veselovsky N. S., Tsyndrenko A. Y. Ionic currents in the somatic membrane of rat dorsal root ganglion neurons // Neuroscience. 1981. V.6,N 12. P. 2423-2430.

68. Krylov B. V., Makovsky V. S. Spike frequency adaptation in amphibian sensory fibres is probably due to slow K channels // Nature. 1978. V.275, N5680. P. 549-551.

69. Lai J., Hunter J.C., Ossipov M. H., Porreca F. Blockade of neuropathic pain by antisense targeting of tetrodotoxin-resistant sodium channels in sensory neurons // Methods Enzymol. 2000. V. 314. P. 201 213.

70. Lai J., Gold M. S., Kim C. S., Bian D., Ossipov M. H., Hunter J. C., Porreca F. Inhibition of neuropathic pain by decreased expression of thetetrodotoxin-resistant sodium channel-, Nav1.8 // Pain. 2002. V. 95, N 1-2. P. 143-152.

71. Lai J., Hunter J. C., Porreca F. The role of voltage-gated sodium channels in neuropathic pain. Curr. Opin. Neurobiol // 2003. V. 13, N 3. P. 291-297.

72. Lai J., Porreca F., Hunter J. C., Gold M. S. Voltage-gated sodium channels and hyperalgesia // Ann. Rev. Pharmacol. Toxicol. // 2004. V. 44. P. 371-397.

73. Lipkind G. M., Fozzard H. A. A structural model of the tetrodotoxin and saxitoxin binding site of the Na+ channel // Biophys. 1994. V. 66. P. 1-13.

74. Malik-Hall M., Poon W. Y., Baker M. D., Wood J. N., Okuse K. Sensory neuron proteins interact with the intracellular domains of sodium channel Nav1.8 // Brain Res. Mol. 2003. V. 110, N 2. P. 298-304.

75. Marty A., Neher E. Whole-cell tight junction recording // Single channel recording / Ed. Sakmann B., Neher E. N.Y.: Plenum Press, 1983. Ch. 7.

76. McPhee J., Ragsdale D., Scheuer T., Caterall W. A. A mutation at segment IV S6 disrupt fast inactivation of sodium channels // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 12346-12350.

77. McPhee J., Ragsdale D., Scheuer T., Caterall W. A. A critical role for transmembrane segment IVS6 of the sodium channel a-subunit in fast inactivation //J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 12025-12034.

78. Mozhayeva G. N., Naumov A. P., Negulyaev Yu. A., Nosyreva E. D. The permeability of aconitine-modified sodium channels in myelinated nerve // Biochem. Bioohys. Acta. 1977. V. 597. P. 587-602.

79. Mozhayeva G. N., Naumov A. P., Nosyreva E. D., Grishin E. V. Potential dependent interaction of toxin from venom of the scorpion Buthus eupeus with sodium channels in myelinated nerve // Biochem. Bioohys. Acta. 1980. V. 597. P. 587-602.

80. Narahashi T., Anderson N., Moore J. W. Comparison of tetrodotoxin and procain in internally perfused squid giant axons // J. Gen. Physiol. 1967. V. 50, N5. P. 1428-1431.

81. Nicol G. D. ET phone the pain clinic // Trends. Neurosci. 2004. V. 27. P. 177- 180.

82. Janson W., Stein C. Peripheral opioid analgesia // Curr. Pharm. Biotechnol. 2003. V. 4. P 270-274.

83. Noda M., Shimizu S., Tanable T., Takai T., Kayano T. et al. Primary structure of Electrophorus electricus sodium channel dedused from cDNA sequence //Nature. 1984. V. 312. P. 121-127.

84. Noda M., Ikeda T., Kayano T., Suzuki H., Takeshima H., Kurasaki M., Takahashi H., Numa S. Existence of distinct sodium channel messenger RNAs in rat brain // Nature. 1986. V. 320. P. 188-192.

85. Ogata N., Ohishi Y. Molecular Diversity of Structure and Function of the voltage-gated Na+channels // Jpn. J. Pharmacol. 2002. V. 88. P. 365-377.

86. Oxford G. S., Wu C. H., Narahashi T. Removal of sodium channel inactivation in squid giant axons by N-bromacetamide // J. Gen. Physiol. 1978. V. 71, N2. P. 227-247.

87. Peier A. M., Moqrich A., Hergarden A. C., Reeve A. J., Andersson D. A., Story G. M., Earley T. J., Dragoni I., Mclntyre P., Bevan S., Patapoutian A. A TRP channel that senses cold stimuli and menthol // Cell. 2002. V. 108.1. P.705-715.

88. Press W. H., Teukolsky S. A., Vetterling W. T., Flannery B. P. Numerical recipes in Fortran 77 and Fortran 90 // The art of scientific computing. CUP, 1997. 1724 p.

89. Rashid M. H., Inoue M., Matsumoto M., Ueda H. Switching of bradykinin-mediated nociception following partialsciatic nerve injury in mice // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2004 V. 308. P. 1158-1164.

90. Read H. L., Siegel R. M. The origins of aperiodicites in sensory neuron entrainment //Neuroscience. 1996. V. 75, N 1. P. 301-314.

91. Renganathan M., Cummins T. R., Waxman S. G. Contribution of Nav1.8 sodium channels to actionpotential electrogenesis in DRG neurons // J. Neurophysiol. 2001. V. 86. P. 629-640.

92. Rojas E., Rudy B. Destruction of the sodium conductance inactivation by a specific protease in perfused nerve fibers from Loligo // J. Physiol. 1976. V. 262, N2. P. 501-531.

93. Shild J. H., Kunze D. L. Experimental and Modeling Study of Na+ Current heterogeneity in Rat Nodose Neurons and Its Impact on Neuronal Discharge // J. Neurophysiol. 1997. V. 78, P. 3198-3209.

94. Schmidtmayer J. Behavior of chemically modified sodium channel in frog nerve supports a 3-state model of inactivation // Pflug. Arch. 1985. V. 404, N1, P. 21-28.

95. Scholz A., Appel N., Vogel W. Two types of TTX-resistant and one TTX-sensitive Na+ channel in rat dorsal root ganglion neurons and their blockade by halothane. European Journal of Neuroscience // 1998. V. 10, N 8. P. 2547 2557.

96. Schwarz G. On dielectric relaxation due to chemical rate process // J. Phys. Chem. 1967. V. 71. P. 4021-4030.

97. Soto F., Garsia-Guzman M., Stuhmer W. Cloned ligand-gated channels activated by extracellular ATP (P2x receptors) // J. Membr. Biol. 1997. V. 160. P. 91-100.

98. Stevense C. F. Interactions between intrinsic membrane protein and electric field//Biophys. J. 1977. V. 22. P. 295-306.

99. Steen K. H., Steen A. E., Reeh P. W. A dominant role of acid pH in inflammatory excitation and sensitization of nociceptors in rat skin, in vitro // J. Neurosci. 1995. V. 15. P. 3982-3989.

100. Stuhmer W., Conti F., Suzuki H., Wang X., Noda N., Yahagi N., Kubo H., Numa S. Structural parts involved in activation and inactivation of the sodium channel //Nature. 1989. V. 339, N 6, P. 597-603.

101. Vigano D., Rubino T., Parolaro D. Molecularand cellular basis of cannabinoid and opioidinter actions // Pharmacol. Biochem. Behav. 2005. V.81. P. 360-368.

102. Wang G. K. Modification of sodium channel inactivation in single myelinated nerve by methionine-reactive chemicals // Biophys. J. 1984. V. 46, N l.P. 121-124.

103. Wang G. K., Strihartz G. Kinetics analysis of the action of Leiurus scorpion a-toxin on ionic currents in myelinated nerve // J. Gen. Physiol. 1985. V. 86, N 5. P. 739-762.

104. Waxman S. G. The molecular pathophysiology of pain: abnormal expression of sodium channel genes and its contributions to hyperexcitability of primary sensory neurons // Pain. Aug. Suppl. 1999. V. 6. P. S133-140.

105. Waxman S. G., Cummins T. R., Dib-Hajj S. D., Black J. A. Voltage-gated sodium channels and the molecular pathogenesis of pain // J. Rehabil. Res. Dev. 2000. V. 37, N 5. P. 517-528.

106. Wood J. N., Boorman J. P., Okuse K., Baker M. D. Voltage-gated sodium channels and pain pathways // J. Neurobiol. 2004. V. 61, N 1. P. 55-71.

107. Woolf C. J., Salter M. W. Neuronal plasticity: increasing the gain of the pain // Science. 2000. V. 288. P. 1765-1768.