Фотореакционноспособные производные ДНК как инструмент для исследования эксцизионной репарации нуклеотидов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат химических наук Мальцева, Екатерина Анатольевна

• Мальцева, Екатерина Анатольевна
• кандидат химических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат химических наук Мальцева, Екатерина Анатольевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

1.1. ДЕФЕКТЫ СИСТЕМЫ ЭКСЦИЗИОННОЙ РЕПАРАЦИИ НУКЛЕОТИДОВ И НАСЛЕДСТВЕННЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ. ИДЕНТИФИКАЦИЯ ФАКТОРОВ РЕПАРАЦИИ.

1.1.1. Заболевания человека, вызванные дефектами системы эксцизионной репарации нуклеотидов.

1.1.2. Идентификация генов и белков, участвующих в NER.

1.2. ОРГАНИЗАЦИЯ ЭКСЦИЗИОННОЙ РЕПАРАЦИИ НУКЛЕОТИДОВ.

1.2.1. Модели сборки репарационного комплекса в репарации целого генома.

1.2.2. Репарация, связанная с транскрипцией.

1.3. УЗНАВАНИЕ ПОВРЕЖДЕНИЯ В ПРОЦЕССЕ ЭКСЦИЗИОННОЙ РЕПАРАЦИИ НУКЛЕОТИДОВ.

1.3.1. Модели узнавания повреждения: "ХРС первый", "ХРА первый" или "RPA первый"

1.3.2. Модель двухкомпонентного узнавания повреждений ДНК.

1.4. ФАКТОРЫ ЭКСЦИЗИОННОЙ РЕПАРАЦИИ НУКЛЕОТИДОВ.

1.4.1. Комплекс XPC-hHR23B - потенциальный сенсор неспаренных оснований.

1.4.2. Функции UV-DDB в эксцизионной репарации нуклеотидов.

1.4.2.1. Роль UV-DDB в узнавании повреждений.

1.4.2.2. Участие UV-DDB в реорганизации хроматина.

1.4.2.3. UV-DDB и убиквитинилирование.

1.4.3. Роль ХРА и RPA в NER.

1.4.4. TFIIH: раскрытие ДНК вокруг повреждения.

1.4.5. XPG и ERCC1-XPF: двойное разрезание поврежденной цепи эндонуклеазами.

1.4.6. Застройка одноцепочечной бреши (ресинтез ДНК).

1.4.7. Дополнительные функции белков эксцизионной репарации нуклеотидов.

1.4.1.7.1. Роль TFIIH б транскрипции.

1.4.7.2. Участие белков NER в эпигенетическом контроле.

1.4.7.3. Стимулирование системы ВER: участие в спонтанном мутагенезе.

1.4.7.4. Участие ХР-генов в контроле клеточного цикла и апоптозе.

1.4.7.5. Роль ERCC1-XPF в других путях репарации.

1.5. РЕГУЛЯЦИЯ ПРОЦЕССА ЭКСЦИЗИОННОЙ РЕПАРАЦИИ НУКЛЕОТИДОВ С ПОМОЩЬЮ ПОСТТРАНСЛЯЦИОННОЙ МОДИФИКАЦИИ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фотореакционноспособные производные ДНК как инструмент для исследования эксцизионной репарации нуклеотидов»

Одной из важнейших фундаментальных задач современной биохимии и молекулярной биологии является исследование механизмов хранения и реализации генетической информации. Основным носителем генетической информации является ДНК. ДНК в клетке постоянно подвергается воздействию как эндогенных реакционноспособпых метаболитов, так и экзогенных факторов, таких как химические вещества и УФ-излученпе (Lindahl Т. and WoodR.D. 1999). Для того чтобы генетическая информация передавалась из поколения в поколение в неповрежденном виде, необходимо сохранение структуры ДНК. В процессе эволюции живых организмов возникло множество механизмов репарации ДНК и их контроля в течение клеточного цикла, которые обеспечивают целостность ДНК, предотвращая последующие генетические изменения, приводящие к возникновению рака и старению (Friedberg Е.С., Walker G.C., Siede W. 1995; HoeijmakersJ.H. 2001; WoodR.D. et al. 2001; ScharerO.D. 2003). Одним из важнейших путей репарации ДНК является эксцизионная репарация нуклеотидов (nucleotide excision repair, NER). Этот процесс обеспечивает удаление широкого набора повреждений, нарушающих двойную спираль ДНК: например, пиримидиновых димеров, образующихся под действием УФ-света, или объемных химических аддуктов, возникающих в результате воздействия факторов окружающей среды, либо при химиотерапевтическом воздействии.

NER - сложный процесс, который требует координированного действия, по меньшей мере, 25-30 полипептидов (Wood R.D. et al. 2001). Репарация поврежденной ДНК является многостадийным процессом, включающим узнавание повреждения, выщепление поврежденного участка, заполнение образовавшейся бреши (ресинтез) и восстановление целостности цепи ДНК путем лигирования (de Laat W.L., Jaspers N.G., Hoeijmakers J.H. 1999; Volker M. et al. 2001). Существуют два пути NER: репарация целого генома (global genome repair, GG-NER), которая удаляет повреждения во всем геноме, а также репарация, связанная с транскрипцией (transcription-coupled repair, TC-NER). Последний путь репарации ограничивается удалением повреждений в транскрибируемой цепи ДНК транскрибируемых генов и тесно связан с функционированием РНК-полимеразы II (RNApolII) (Leadon S.A. and Lawrence D. A. 1991; VenemaJ.J. et al. 1992; ScharerO.D. 2003). Остановка RNA pol II на повреждении служит сигналом для сборки комплекса белков, осуществляющих репарацию. В случае GG-NER узнавание повреждения представляет собой наиболее сложный этап, механизм которого до сих пор окончательно не определен, несмотря на значительные результаты, полученные различными методами, в том числе in vivo. До сих пор нет единого мнения о том, какой из факторов NER первым узнает повреждение. До конца не изучена последовательность сборки комплекса факторов NER на поврежденной ДНК, состав и время жизни определенных промежуточных структур, а также точный механизм реакции.

Физические методы исследования отдельных белков и комплексов белков с лигандами, такие как рентгеноструктурный анализ (РСА) и метод ядерного магнитного резонанса (ЯМР), наиболее информативны и эффективны для изучения отдельных белков и некоторых простых комплексов ДНК с белками. В то же время каждый из этих методов имеет свои ограничения. Например, РСА пока мало пригоден для изучения сложных многокомпонентных комплексов из-за трудностей получения кристаллов таких структур. Кроме того, РСА не дает представления о динамике взаимодействия компонентов комплекса. И, наконец, всегда остается сомнение, применимы ли данные, полученные для кристаллов, к комплексам в растворе и, тем более, in vivo. Метод ЯМР является достаточно дорогим в связи с необходимостью использовать большие количества исследуемого биополимера, кроме того, существуют очень жесткие ограничения на размер изучаемого объекта.

В связи с этим, одним из наиболее перспективных подходов является метод фотоаффинной модификации. Данный метод основан на введении в молекулу лиганда реакцио нн ос по со бно й группы, практически не влияющей на специфическое узнавание и связывание его ферментом. Подход предполагает образование специфического комплекса аналога лиганда с биополимером и последующее ковалентное присоединение аналога лиганда к аминокислотным остаткам, формирующим активный центр белка или находящимся в непосредственной близости от активного центра. Полученные структурные данные позволяют сделать вывод о расположении и организации участков связывания субстратов в молекуле биополимера. Подход наиболее эффективен при изучении сложных многосубстратных ферментов и надмолекулярных структур. Использование широкого спектра фотоаффинных реагентов, обладающих самой различной эффективностью и селективностью модификации биополимера, открывает возможности исследования комплексов различной структуры и сложности. Данный подход позволяет фиксировать относительно нестабильные комплексы белка с лигандом, являющиеся промежуточными в динамичных процессах репликации и репарации ДНК.

Для того чтобы исследовать процесс NER, были сконструированы ДНК-структуры, содержащие объемные фотореакционноспособные группы, имитирующие повреждения

ДНК, удаляемые системой NER. Использование укороченных модельных ДНК-дуплексов, содержащих повреждения, может позволить исследовать отдельные этапы NER, в частности стадию узнавания повреждения ДНК.

Целью данной работы было создание и тестирование фотореакционноспособных ДНК-субстратов для исследования механизма распознавания повреждения в процессе эксцизионной репарации нуклеотидов.

В ходе исследования планировалось решить следующие задачи.

• Конструирование и синтез модельных ДНК-субстратов, содержащих объемные химические аддукты, в том числе арилазидопроизводные нуклеотидов.

• Проверка фотореакционноспособных ДНК в качестве субстратов системы NER эукариот в экстрактах клеток HeLa, содержащих полный комплекс NER.

• Исследование взаимодействия фотореакционноспособных ДНК с индивидуальными препаратами факторов репарации XPC-hHR23B, RPA и ХРА методами фотоаффинной модификации и задержки в геле для того, чтобы определить композицию комплексов NER на стадии узнавания повреждения.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Мальцева, Екатерина Анатольевна

выводы

1. С помощью ферментативного синтеза получены двухцепочечные кольцевые ДНК -производные pBluescript II KS, несущие фотореакционноспособную группу, присоединенную к азотистому основанию одного из нуклеотидов, находящегося в составе комплементарной пары либо в составе коротких некомплементарных участков.

2. Впервые показано, что двухцепочечные кольцевые ДНК, содержащие фотореакционноспособные аналоги нуклеотидов 5-{(4-(4-азидо-2,3,5,6-тетрафторбензоиламино)бутил)-аминокарбонил-карбамоил-пропил-оксиметил}-2'-дезоксиуридин-5'-монофосфат (FAP-dUMP) и экзо-К-{2-(Ы-(4-азидо-2,5-дифтор-3-хлорпиридин-6-ил)-3-аминопропионил)аминоэтил}-2'-дезоксицитидин-5'-трифосфат (FAP-dCTP) являются субстратами системы эксцизионной репарации нуклеотидов (NER) эукариот.

3. Продемонстрировано взаимодействие модельных ДНК-дуплексов, содержащих объемные заместители, введенные в азотистые основания и имитирующие повреждения ДНК, с XPC-hHR23B, ХРА и репликативным белком A (RPA), участвующими в стадии узнавания повреждений системой NER, методами фотоаффинной модификации и задержки в геле.

• Показано, что эффективность взаимодействия XPC-HR23B с ДНК зависит от наличия в структуре ДНК неспаренных нуклеотидов, типа фотореакционноспособного нуклеотида и присутствия ионов Mg . Для формирования продуктивной геометрии комплекса XPC-HR23B с поврежденной ДНК необходима неповрежденная цепь.

Обнаружена корреляция между эффективностью модификации XPC-HR23B модельными ДНК-дуплексами, содержащими фотореакционноспособные остатки, и эффективностью выщепления олигонуклеотидов, содержащих фотореакционноспособные группы, системой NER в клеточных экстрактах HeLa.

Показано, что эффективность взаимодействия ХРА с ДНК зависит от присутствия в структуре ДНК неспаренных нуклеотидов.

Продемонстрировано, что изменение эффективности модификации XPC-hHR23B в присутствии ХРА и RPA зависит как от наличия неспаренных нуклеотидов в структуре ДНК-дуплекса, так и от присутствия ионов Mg2+.

Заключение

ДНК-дуплексы, содержащие модификации, имитирующие повреждения ДНК, являются перспективными инструментами для изучения механизма эксцизионной нуклеотидной репарации ДНК, в частности ключевой стадии этого процесса — первичного распознавания повреждений. Особый интерес представляют модификации в ДНК, моделирующие повреждения и обладающие в то же время фотореакционной активностью. Использование таких производных ДНК для фотоаффинной модификации белков может позволить идентифицировать нестабильные интермедиаты NER и определить роль отдельных субъединиц белков

Мы синтезировали плазмиды, содержащие фотореакционноспосбные аналоги нуклеотидов FAP-dCMP и FAP-dUMP. Было показано, что модифицированные нуклеотиды действительно являются субстратами NER, причем FAP-dUMP репарируется более эффективно, чем FAP-dCMP. При этом эффективность репарации FAP-dCMP в 2,5 раза возрастает в случае структур с неспаренными основаниями, тогда как эффективность репарации FAP-dUMP практически не изменяется. Предполагается что, ДНК-структуры, содержащие такие группы, могут быть применены для изучения взаимодействия ключевых факторов репарации с поврежденной ДНК. Чтобы проверить эту возможность, мы сконструировали разные фотореакционноспособные ДНК-дуплексы, имитирующие субстраты стадии узнавания, и использовали их в экспериментах по фотоаффинной модификации RPA, ХРА и XPC-hHR23B. Все три белка обладают сродством к поврежденной ДНК и поэтому являются кандидатами на роль факторов первичного узнавания повреждения.

На сегодняшний день многие авторы фактором первичного узнавания повреждения считают XPC-hHR23B. В целом, данные по фотоаффинной модификации XPC-hHR23B хорошо согласуются с результатами по выщеплению фотоактивных "повреждений" системой NER в клеточных экстрактах HeLa: комбинация FAP-dCMP с несколькими неспаренными нуклеотидами приводит к усилению модификации, в то время как модификация ДНК-структурой с FAP-dUMP практически не зависит от наличия "пузыря". Наличие данной корреляции позволяет предположить, что взаимодействие XPC-HR23B с поврежденным участком ДНК является ключевой стадией всего процесса NER.

ХРА относится к числу абсолютно необходимых для репарации факторов. В процессе NER этот белок взаимодействует с ДНК и такими факторами репарации, как TFIIH, RPA и ERCC1 (Saijo М. et al. 1996). В отсутствие ХРА стабильный репарационный комплекс пе образуется и удаление повреждения не наблюдается (Evans Е. et al. 1997; Mu D. et al. 1997;

Koberle В. et al. 2006). ХРА был первым фактором репарации, для которого было обнаружено предпочтение в связывании с поврежденной ДНК по сравнению с неповрежденной, на основании чего этот белок считался фактором первичного узнавания повреждения (Jones С.J. and Wood R.D. 1993; HeZ. et al 1995). Однако более детальные исследования сродства и специфичности в связывании ХРА с ДНК в условиях, близких к физиологическим, не подтвердили это предположение (Неу Т., Lipps G., Krauss G. 2001). Данные, полученные нами, обнаруживают низкую специфичность ХРА к различным структурам ДНК и таким образом также опровергают первичное узнавание повреждения как основную функцию ХРА. Наиболее вероятной ролью ХРА может быть участие в качестве структурной субъединицы, обеспечивающей правильную конформацию комплекса NER в процессе его сборки за счет белок-белковых взаимодействий.

RPA также является фактором, абсолютно необходимым для протекания процесса NER. В ходе репарации RPA взаимодействует с ХРА и способен специфично связываться с ДНК, содержащей УФ-поврёждения, г/г/с-платиновыс и ацетиламинофлюореновые аддукты (Clugston С.К. et al. 1992; HeZ. et al. 1995; Bums J.L. et al. 1996). В работе (Reardon J.T. and Sancar A. 2002) в реконструированной системе NER было показано, что при использовании ДНК, содержащей в качестве повреждения и модифицирующего агента псорален, модифицируются только две субъединицы RPA (р70 и р32) и одна субъединица TFIIH (XPD). Ни ХРС, ни ХРА не образуют близких контактов с псораленом. Авторы предположили, что полученный результат указывает на ключевую роль RPA в узнавании данного повреждения. Однако эти данные могут говорить и о том, что для узнавания повреждения белками ХРС и ХРА требуются структурные особенности, не присутствующие в псоралене. Данные, полученные нами в экспериментах по фотоаффинной модификации RPA, показывают, что для эффективного взаимодействия с RPA требуется участок одноцепочечной ДНК. Это подтверждает предположение ряда авторов о том, что RPA включается в репарационный комплекс после частичного "расплетания" ДНК за счет геликазной активности ХРВ и XPD (субъединиц TFIIH). По результатам модификации RPA и ХРА ДНК-структурами, содержащими фотореакционноспособную группу в поврежденной или неповрежденнной цепи, мы предполагаем, что после формирования открытого ДНК-дуплекса RPA располагается на неповрежденной цепи, а ХРА связывается с поврежденной цепью. Расположение на неповрежденной цепи и полярность в связывании RPA с ДНК (от 5' к 3') определяет местоположение эндонуклеаз XPG и ERCC1-XPF, катализирующих разрезание цепи вблизи повреждения (Kolpashchikov D.M. et al. 2001; de Laat W.L., Jaspers N.G., Hoeijmakers J.H. 1999).

Узнавание повреждений ДНК белковым ансамблем NER является сложным процессом, требующим участия большого числа белковых субъединиц. Этот процесс координируется множеством белок-нуклеиновых и белок-белковых взаимодействий. Мы обнаружили, что как ХРА, так и RPA способны образовывать тройной комплекс с ХРС-hHR23B на ДНК независимо от присутствия ионов Mg2+ и типа ДНК. В то же время изменение эффективности модификации XPC-hHR23B в присутствии ХРА и RPA зависит

9+ как от типа ДНК, так и ионов Mg . Это указывает на то, что в процессе NER при переходе от одной стадии к другой ключевую роль, по-видимому, играет не изменение сродства того или иного репарационного фактора к ДНК, а изменение конформации уже образовавшегося репарационного комплекса при включении в него последующих факторов репарации. Более того, увеличение сродства того или иного фактора к ДНК может привести к образованию слишком прочного комплекса и негативно отразиться на динамике процесса.

Таким образом, фотореакционноспособные ДНК, имитирующие субстраты NER, действительно могут быть использованы для изучения структуры и механизма функционирования процесса репарации эукариот. Дальнейшее развитие этого. подхода позволит проанализировать последовательную сборку репарационного комплекса на ДНК. Определение возможных контактов факторов репарации и их субъединиц с разными ДНК-ннтермедиатами (и их участками) значительно расширит представление о молекулярном механизме процесса NER.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Мальцева, Екатерина Анатольевна, 2009 год

1. Скоупс Р. Методы очистки белков IIМ.: Мир. 1985. С. 342.

2. Aboussekhra A., Biggerstaff М., Shivji М.К., Vilpo J.A., Moncollin V., Podust V.N., Protic M., Hubscher U., Egly J.M., Wood R.D. Mammalian DNA nucleotide excision repair reconstituted with purified protein components II Cell. 1995. V. 80. P.859-681.

3. Abraham R.T. Cell cycle checkpoint signaling through the ATM and ATR kinases II Genes Dev. 2001. V. 15. P. 2177-2196.

4. Abramic M., Levine A., Protic M. Purification of an ultraviolet-inducible, damage-specific DNA-binding protein from primate cells // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 22493-22500.

5. Adimoolam S. and Ford J.M. p53 and DNA damage-inducible expression of the xeroderma pigmentosum group С gene II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. P. 1298512990.

6. Amundson S.A., Patterson A., Do K.T., Fornace A.J. Jr. A nucleotide excision repair master-switch: p53 regulated coordinate induction of global genomic repair genes II Cancer Biol. Ther. 2002. V. 1. P. 145-149.

7. Araujo S.J., Nigg E.A., Wood R.D. Strong functional interactions of TFIIH with XPC and XPG in human DNA nucleotide excision repair, without a preassembled repairosome II Mol. Cell Biol. 2001. V. 21. P. 2281-2291.

8. Aravind L., Walker D.R., Koonin E.V. Conserved domains in DNA repair proteins and evolution of repair systems II Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 1223-1242.

9. Ariza R.R., Keyse S.M., Moggs J.G., Wood R.D. Reversible protein phosphorylation modulates nucleotide excision repair of damaged DNA by human cell extracts II Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 433-440.

10. Auerbach A.D. Fanconi anemia diagnosis and the diepoxybutane (DEB) test II Exp. Hematol. 1993. V. 21. P. 731-733.

11. Bailey S.M., Cornforth M.N., Kurimasa A., Chen D.J., Goodwin E.H. Strand-specific postreplicative processing of mammalian telomeres II Science. 2001. V. 293. P. 2462-2465.

12. Bardwell A.J., Bardwell L., Tomkinson A.E., Friedberg E.C. Specific cleavage of model recombination and repair intermediates by the yeast Radl-RadlO DNA endonuclease И Science. 1994. V. 265. P. 2082-2085.

13. Barreto G., Schafer A., Marhold J., Stach D., Swaminathan S.K., Handa V., Doderlein G., Maltry N., Wu W., Lyko F. Niehrs C. Gadd45a promotes epigenetic gene activation by repair-mediated DNA demethylation //Nature. 2007. V. 445. P. 671-675.

14. Bastien J., Adam-Stitah S., Riedl Т., Egly J.M., Chambon P., Rochette-Egly C. TFIIH interacts with the retinoic acid receptor gamma and phosphorylates its AF-1-activating domain through cdk.7 И J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 21896-21904.

15. Batty D., Rapic'-Otrin V., Levine A.S., Wood R.D. Stable binding of human XPC complex . to irradiated DNA confers strong discrimination for damaged sites 11 J. Mol. Biol. 2000. V. 300. P. 275-290.

16. Bergmann E. and Egly J.M. Trichothiodystrophy, a transcription syndrome II Trends Genet. 2001. V.l 17. P. 279-286.

17. Bertolaet B.L., Clarke D.J., Wolff M., Watson M.H., Henze M., Divita G., Reed S.I. UBA domains of DNA damage-inducible proteins interact with ubiquitin И Nat. Struct. Biol. 2001. V. 8. P. 417-422.

18. Biggerstaff M. and Wood R.D. Assay for nucleotide excision repair protein activity using fractionated cell extracts and UV-damagedplasmid DNA И Methods Mol. Biol. 1999. V. 113. P. 357-372.

19. Bilaud Т., Brun C., Ancelin K., Koering C.E., Laroche Т., Gilson E. Telomeric localization ofTRF2, a novel human teloboxprotein И Nat. Genet. 1997. V. 17. P. 236-239.

20. Bird A. DNA methylationpatterns and epigenetic memory II Genes Dev. 2002. V. 16. P. 621.

21. Bohr V.A., Smith C.A., Okumoto D.S., Hanawalt P.C. DNA repair in an active gene: removal of pyrimidine dimers from the DHFR gene of CHO cells is much more efficient than in the genome overall II Cell. 1985. V. 40. P. 359-369.

22. Bomgarden R.D., Lupardus P.J., Soni D.V., Yee M.C., Ford J.M., Cimprich K.A. Opposing effects of the UV lesion repair protein XPA and UV bypass polymerase eta on ATR checkpoint signaling И EMBO J. 2006. V. 25. P. 2605-2614.

23. Bootsma D. The "Dutch DNA Repair Group", in retrospect И Mutat. Res. 2001. V. 485. P. 37-41.

24. Brand M., Moggs J.G., Oulad-Abdelghani M., Lejeune F., Dilworth F.J., Stevenin J., Almouzni G., Tora L. UV-damaged DNA-binding protein in the TFTC complex links DNA damage recognition to nucleosome acetylation // EMBO J. 2001. V. 20. P. 3187-3196

25. Broccoli D., Smogorzewska A., Chong L., de Lange T. Human telomeres contain two distinctMyb-relatedproteins, TRF1 andTRFl //Nat. Genet. 1997. V. 17. P. 231-235.

26. Burns J.L., Guzder S.N., Sung P., Prakash S., Prakash L. An affinity of human replication protein A for ultraviolet-damaged DNA II J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 11607-11610.

27. Busch D., Greiner C., Lewis K., Ford R., Adair G., Thompson L. Summary of complementation groups of UV-sensitive CHO cell mutants isolated by large-scale screening II Mutagenesis. 1989. V. 4. P. 349-354.

28. Buschta-Hedayat N., Buterin Т., Hess M.T., Missura M., Naegeli H. Recognition of nonhybridizing base pairs during nucleotide excision repair of DNA II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 6090-6095.

29. Buterin Т., Hess M.T., Luneva N., Geacintov N.E., Amin S., Kroth H., Seidel A., Naegeli H. Unrepaired fjord region polycyclic aromatic hydrocarbon-DNA adducts in ras codon 61 mutational hot spots II Cancer Res. 2000. V. 60. P. 1849-1856.

30. Buterin Т., Meyer C., Giese В., Naegeli H. DNA quality control by conformational readout on the undamaged strand of the double helix II Chem. Biol. 2005. V. 12. P. 913-922.

31. Camenisch U., Dip R., Schumacher S.B., Schuler В., Naegeli H. Recognition of helical kinks by xeroderma pigmentosum group A protein triggers DNA excision repair II Nat. Struct. Mol. Biol. 2006. V. 13. P. 278-284.

32. Camenisch U., Dip R., Vitanescu M., Naegeli H. Xeroderma pigmentosum complementation group A protein is driven to nucleotide excision repair sites by the electrostatic potential of distorted DNA II DNA Repair. 2007. V. 6. P. 1819-1828.

33. Chen L. and Madura K. Centrin/Cdc31 is a novel regulator of protein degradation И Mol. Cell Biol. 2008. V. 28. P. 1829-1840.

34. Chen D., Riedl Т., Washbrook E., Pace P.E., Coombes R.C., Egly J.M., Ali S. Activation of estrogen receptor alpha by SI 18 phosphorylation involves a ligand-dependent interaction with TFIIH and participation ofCDK7ll Mol. Cell. 2000. V. 6. P. 127-137.

35. Choi Y.J., Ryu K.S., Ко Y.M., Chae Y.K., Pelton J.G., Wemmer D.E., Choi B.S. Biophysical characterization of the interaction domains and mapping of the contact residues in the XPF-ERCC1 complex И J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 28644-28652.

36. Christians F.C. and Hanawalt P.C. Lack of transcription-coupled repair in mammalian ribosomal RNA genes// Biochemistry. 1993. V. 32. P. 10512-10518.

37. Christine K.S., MacFarlane A.W., Yang K., Stanley R.J. Cyclobutylpyrimidine dimer base flipping by DNA photolyase // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 38339-38344.

38. Chu G. and Chang E. Xeroderma pigmentosum group E cells lack a nuclear factor that binds to damaged DNA И Science. 1988. V. 242. P. 564-567.

39. Ciechanover A. and Brundin P. The ubiquitin proteasome system in neurodegenerative diseases: sometimes the chicken, sometimes the egg И Neuron. 2003. V. 40. P. 427-446.

40. Cleaver J.E. Xeroderma pigmentosum: variants with normal DNA repair and normal sensitivity to ultraviolet light II J. Invest. Dermatol. 1972. V. 58. P. 1113-1121.

41. Cleaver J.E. and Kraemer K.H. Xeroderma pigmentosum II In Scriver C.R., Beaudet A.L., Sly W.S., Valle D. (eds.) The Metabolic Basis of Inherited Disease McGraw-Hill Book Co. New York. 1997. P. 2949-2971.

42. Cleaver J.E., Thompson L.H., Richardson A.S., States J.C. A summary of mutations in the UV-sensitive disorders: xeroderma pigmentosum, Cockayne syndrome, and trichothiodystrophy II Hum. Mutat. 1999. V. 14. P. 9-22.

43. Clugston C.K., McLaughlin K., Kenny M.K., Brown R. Binding of human single-stranded DNA binding protein to DNA damaged by the anticancer drug cis-diamminedichloroplatinum (II) И Cancer Res. 1992. V. 52. P. 6375-6379.

44. Cockayne E.A. Dwarfism with Retinal Atrophy and Deafness // Arch. Dis. Child. 1936. V. 11. P. 1-8.

45. Coin F., Marinoni J.C., Rodolfo C., Fribourg S., Pedrini A.M., Egly J.M. Mutations in the XPD helicase gene result in XP and TTD phenotypes, preventing interaction between XPD and the p44 submit of TFIIH II Nat. Genet. 1998. V. 20. P. 184-188.

46. Coin F., Bergmann E., Tremeau-Bravard A., Egly J.M. Mutations inXPB and XPD helicases found in xeroderma pigmentosum patients impair the transcription function of TFIIH IIEMBO J. 1999. V. 18. P. 1357-1366.

47. Cole R.S. Repair of DNA containing interstrand crosslinks in Escherichia coli: sequential excision and recombination II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1973. V. 70. P. 1064-1068.

48. Compe E., Drane P., Laurent C., Diderich K., Braun C., Hoeijmakers J.H., Egly J.M. Dysregulation of the peroxisome proliferator-activated receptor target genes by XPD mutations II Mol. Cell Biol. 2005. V. 25. P. 6065-6076.

49. Conconi A., Bespalov V.A., Smerdon M.J. Transcription-coupled repair in RNA polymerase I-transcribed genes of yeast // Proc. Natl. Acad. USA. 2002. V. 99. P. 649-654.

50. Cong F., Tang J., Hwang B.J., Vuong B.Q., Chu G., Goff S.P. Interaction between UV-damaged DNA binding activity proteins and the c-Abl tyrosine kinase II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 34870-34878.

51. Constantinou A., Gunz D., Evans E., Lalle P., Bates P.A., Wood R.D., Clarkson S.G. Conserved residues of human XPG protein important for nuclease activity and function in nucleotide excision repair II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 5637-5648.

52. Cooper P.K., Nouspikel Т., Clarkson S.G., Leadon S.A. Defective transcription-coupled repair of oxidative base damage in Cockayne syndrome patients from XP group G II Science. 1997. V. 275. P. 990-993.

53. Cortez D., Guntuku S., Qin J., Elledge S.J. ATR and ATRIP: partners in checkpoint signaling II Science. 2001. V. 294. P. 1713-1716.

54. Cortez D. Unwind and slow down: checkpoint activation by helicase and polymerase uncoupling И Genes Dev. 2005. V. 19. P. 1007-1012.

55. Dammann R. and Pfeifer G.P. Lack of gene- and strand-specific DNA repair in RNA polymerase Ill-transcribed human tRNA genes // Mol. Cell Biol. 1997. V. 17. P. 219-229.

56. Datta A., Bagchi S., Nag A., Shiyanov P., Adami G.R., Yoon Т., Raychaudhuri P. The p48 submit of the damaged-DNA binding protein DDB associates with the CBP/рЗОО family of histone acetyltransferase II Mutat. Res. 2001. V. 486. P. 89-97.

57. Davies A.A., Friedberg E.C., Tomkinson A.E., Wood R.D., West S.C. Role of the Radl and RadlO proteins in nucleotide excision repair and recombination II J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 24638-24641.

58. DeliaVecchia M.J., Croteau D.L., Skorvaga M., Dezhurov S.V., Lavrik O.I., Van Houten B. Analyzing the handoff of DNA from UvrA to UvrB utilizing DNA-protein photoaffinity labeling II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 45245-45256.

59. Despras E., Pfeiffer P., Salles В., Calsou P., Kuhfittig-Kulle S., Angulo J.F.", Biard D.S. Long-term XPC silencing reduces DNA double-strand break repair II Cancer Res. 2007. V. 67. P. 2526-2534.

60. Dillingham M.S., Spies M., Kowalczykowski S.C. RecBCD enzyme is a bipolar DNA helicase II Nature. 2003. V. 423. P. 893-897.

61. Dip R., Camenisch U., Naegeli H. Mechanisms of DNA damage recognition and strand discrimination in human nucleotide excision repair II DNA Repair. 2004. V. 3. P. 1409-1423.

62. Drane P., Compe E., Catez P., Chymkowitch P., Egly J.M. Selective regulation of vitamin D receptor-responsive genes by TFIIHII Mol. Cell. 2004. V. 16. P. 187-197.

63. Drapkin R., Reardon J.T., Ansari A., Huang J.C., Zawel L., Ahn K., Sancar A., Reinberg D. Dual role of TFIIH in DNA excision repair and in transcription by RNA polymerase IIИ Nature. 1994. V. 368. P. 769-772.

64. Dresler S.L. Stimulation of deoxyribonucleic acid excision repair in human fibroblasts pretreated with sodium butyrate II Biochemistry. 1985. V. 24. P. 6861-6869.

65. ERCC-1 fails to correct xeroderma pigmentosum complementation groups A through III Mutat. Res. 1989. V.217. P. 83-92.

66. El-Mahdy M.A., Zhu Q., Wang Q.E., Wani G., Praetorius-Ibba M., Wani A.A. Cullin 4A-mediatedproteolysis of DDB2 protein at DNA damage sites regulates in vivo lesion recognition by ХРС II J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 13404-13411.

67. Elsasser S., Gali R.R., Schwickart M., Larsen C.N., Leggett D.S., Muller В., Feng M.T., Tubing F., Dittmar G.A., Finley D. Proteasome subunit Rpnl binds ubiquitin-like protein domains //Nat. Cell Biol. 2002. V. 4. P. 725-730.

68. Enzlin J.H. and Scharer O.D. The active site of XPF-ERCC1 forms a highly conserved nuclease motif// EMBO J. 2002. V. 21. P. 2045-2053.

69. Evans E., Moggs J.G., Hwang J.R., Egly J.M., Wood R.D. Mechanism of open complex and ' dual incision formation by human nucleotide excision repair factors II EMBO J. 1997. V. 16. P. 6559-6573.

70. Feldberg R.S. and Grossman L. A DNA binding protein from human placenta specific for ultraviolet damaged DNA II Biochemistry. 1976. V. 15. P. 2402-2408.

71. Fishman-Lobell J. and Haber J.E. Removal of nonhomologous DNA ends in double-strand break recombination: the role of the yeast ultraviolet repair gene RAD1II Science. 1992. V. 258. P. 480-484.

72. Fousteri M. and Mullenders L.H. Transcription-coupled nucleotide excision repair in mammalian cells: molecular mechanisms and biological effects 11 Cell Res. 2008. V. 18. P. 7384.

73. Friedberg E.C., Walker G.C., Siede W. DNA repair and mutagenesis II Washington D.C. ASM Press. 1995. P 1-698.

74. Fujiwara Y., Masutani C., Mizukoshi Т., Kondo J., Hanaoka F., Iwai S. Characterization of DNA recognition by the human UV-damaged DNA-binding protein II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 20027-20033.

75. Gaillard P.H. and Wood R.D. Activity of individual ERCC1 and XPF subunits in DNA nucleotide excision repair II Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 872-879.

76. Georgaki A., Strack В., Podust V., Hiibscher U. DNA unwinding activity of replication protein A // FEBS Lett. 1992. V. 308. P. 240-244.

77. Gerard M., Fischer L,, Moncollin V., Chipoulet J.M., Chambon P., Egly J.M. Purification and interaction properties of the human RNA polymerase B(II) general transcription factor BTF2 //J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 20940-20945.

78. Giannattasio M., Lazzaro F., Longhese M.P., Plevani P., Muzi-Falconi M. Physical and functional interactions between nucleotide excision repair and DNA damage checkpoint II EMBO J. 2004. V. 23. P. 429-438.

79. Gillet L.C. and Scharer O.D. Molecidar mechanisms of mammalian global genome nucleotide excision repair II Chem. Rev. 2006. V. 106. P. 253-276.

80. Glickman M.H. and Ciechanover A. The ubiquitin-proteasome proteolytic pathway: destruction for the sake of construction. II Physiol. Rev. 2002. V. 82. P. 373-428.

81. Gomes X.V. and Burgers P.M. ATP utilization by yeast replication factor С. I. ATP-mediated interaction with DNA and with proliferating cell nuclear antigen II J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 34768-34775.

82. Gunz D., Hess M.T., Naegeli H. Recognition of DNA adducts by human nucleotide excision repair. Evidence for a thermodynamic probing mechanism II J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 25089-25098.

83. Hayes S., Shiyanov P., Chen X., Raychaudhuri P. DDB, a putative DNA repair protein, can function as a transcriptional partner ofE2Fl И Mol. Cell Biol. 1998. V. 18. P. 240-249.

84. He Z., Henricksen L.A., Wold M.S., Ingles C.J. RPA involvement in the damage-recognition and incision steps of nucleotide excision repair II Nature. 1995. V. 374. P. 566-569.

85. Heessen S., Masucci M.G., Dantuma N.P. The UBA2 domain functions as an intrinsic stabilization signal that protects Rad23 from proteasomal degradation II Mol. Cell. 2005. V. 18. P. 225-235.

86. Heflich R.H. and Neft R.E. Genetic toxicity of 2-acetylaminofluorene, 2-aminofluorene and some of their metabolites and model metabolites II Mutat. Res. 1994. V. 318. P. 73-174.

87. Henricksen L.A., Umbricht C.B., Wold M.S. Recombinant replication protein A: expression, complex formation, and functional characterization II J. Biol. Chem. 1994. P. 269. P. 11121-11132.

88. Hey Т., Lipps G., Krauss G. Binding of XPA and RPA to damaged DNA investigated by fluorescence anisotropyll Biochemistry. 2001. V. 40. P. 2901-2910.

89. Hey Т., Lipps G., Sugasawa K., Iwai S., Hanaoka F., Krauss G. The XPC-HR23B complex displays high affinity and specificity for damaged DNA in a true-equilibrium fluorescence assay //Biochemistry. 2002. V. 41. P. 6583-6587.

90. Hilbert T.P., Chaung W., Boorstein R.J., Cunningham R.P., Teebor G.W. Cloning and expression of the cDNA encoding the human homologue of the DNA repair enzyme, Escherichia coli endonuclease IIIII J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 6733-6740.

91. Hohl M., Thorel F., Clarkson S.G., Scharer O.D. Structural determinants for substrate binding and catalysis by the structure-specific endonuclease XPG II J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 19500-19508.

92. Hollander M.C. and Fornace A.J. Jr. Genomic instability, centrosome amplification, cell cycle checkpoints andGadd45a II Oncogene. 2002. V. 21. P. 6228-6233.

93. Holstege F.C., van der Vliet P.C., Tiramers H.T. Opening of an RNA polymerase II promoter occurs in two distinct steps and requires the basal transcription factors IIE and IIHII EMBO J. 1996. V. 15. P. 1666-1677.

94. Hoogstraten D., Nigg A.L., Heath H., Mullenders L.H., van Driel R., Hoeijmakers J.H., Vermeulen W., Houtsmuller A.B. Rapid switching of TFIIH between RNA polymerase I and II transcription and DNA repair in vivo И Mol. Cell. 2002. V. 10. P. 1163-1174.

95. Hosfield D.J., Mol C.D., Shen В., Tainer J.A. Structure of the DNA repair and replication endonuclease and exonuclease FEN-1: coupling DNA and PCNA binding to FEN-1 activity II Cell. 1998. V. 95. P. 135-146.

96. Houtsmuller A.B., Rademakers S., Nigg A. L., Hoogstraten D., Hoeijmakers J. H., Vermeulen W. Action of DNA repair endonuclease ERCC1/XPF in living cells II Science, 1999. V. 284. P. 958-961.

97. Hoy C.A., Thompson L.H., Mooney C.L., Salazar E.P. Defective DNA cross-link removal in Chinese hamster cell mutants hypersensitive to bifunctional alkylating agents II Cancer Res. 1985. V. 45. P. 1737-1743.

98. Hu J., McCall C.M., Ohta Т., Xiong Y. Targeted ubiquitination of CDT1 by the DDB1-CUL4A-ROC1 ligase in response to DNA damage И Nat. Cell. Biol. 2004. V. 6. P. 1003-1009.

99. Huang J.C., Hsu D.S., Kazantsev A., Sancar A. Substrate spectrum of human excinuclease: repair of abasic sites, methylated bases, mismatches, and bulky adducts 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 12213-12217.

100. Huang J.C. and Sancar A. Determination of minimum substrate size for human excinuclease II J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 19034-19040.

101. Huang N., Banavali N.K., MacKerell A.D. Jr. Protein-facilitated base flipping in DNA by cytosine-5-methyltransferase II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. P. 68-73.

102. Hwang B.J., Ford J., Hanawalt P.C., Chu G. Expression of the p48 xeroderma pigmentosum gene is p53-dependent and is involved in global genomic repair II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 96. P. 424-428.

103. Hwang B.J., Toering S., Francke U., Chu G. p48 Activates a UV-damaged-DNA binding factor and is defective in xeroderma pigmentosum group E cells that lack binding activity II Mol. Cell Biol. 1998. V. 18. P. 4391-4399.

104. Janicijevic A., Sugasawa K., Shimizu Y., Hanaoka F., Wijgers N., Djurica M., Hoeijmakers J.H., Wyman C. DNA bending by the human damage recognition complex XPC-HR23B II DNA Repair. 2003. V. 2. P. 325-336.

105. Johnson R.E., Prakash S., Prakash L. Efficient bypass of a thymine-thymine dimer by yeast DNA polymerase, Pol ц И Science. 1999. V. 283. P. 1001-1004.

106. Jones C.J. and Wood R.D. Preferential binding of the xeroderma pigmentosum group A complementing protein to damaged DNA II Biochemistry. 1993. V. 32. P. 12096-12104.

107. Kannouche P.L., Wing J., Lehmann A.R. Interaction of human DNA polymerase ц with monoubiquitinated PCNA: a possible mechanism for the polymerase switch in response to DNA damage II Mol. Cell. 2004. V. 14. P. 491-500.

108. Karlseder J., Broccoli D., Dai Y., Hardy S., de Lange T. p53- and ATM-dependent apoptosis induced by telomeres lacking TRF2II Science. 1999. V. 283. P. 1321-1325.

109. Karlseder J., Smogorzewska A., de Lange T. Senescence induced by altered telomere state, not telomere loss // Science. 2002. V. 295. P. 2446-2449.

110. Kassam S.N. and Rainbow A.J. Deficient base excision repair of oxidative DNA damage induced by methylene blue plus visible light in xeroderma pigmentosum group С fibroblasts II Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. V. 359. P. 1004-1009.

111. Kazantsev A., Mu D., Nichols A.F., Zhao X., Linn S., Sancar A. Functional complementation of xeroderma pigmentosum complementation group E by replication protein A in an in vitro system II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 5014-5018.

112. Keeney S., Chang G.J., Linn S. Characterization of a human DNA damage binding protein implicated in xeroderma pigmentosum E11 J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 21293-21300.

113. Keriel A., Stary A., Sarasin A., Rochette-Egly C., Egly J.M. XPD mutations prevent TFIIH-dependent transactivation by nuclear receptors and phosphorylation of RARa. II Cell. 2002. V. 109. P. 125-135.

114. Kesseler K.J., Kaufmann W.K., Reardon J.Т., Elston T.C., Sancar A. A mathematical model for human nucleotide excision repair: damage recognition by random order assembly and kinetic proofreading 11 J. Theor. Biol. 2007. V. 249. P. 361-375.

115. Klungland A., Hoss M., Gunz D., Constantinou A., Clarkson S.G., Doetsch P.W., Bolton P.H., Wood R.D., Lindahl T. Base excision repair of oxidative DNA damage activated by XPG protein II Mol. Cell. 1999. V. 3. P. 33-42.

116. Koberle В., Roginskaya V., Wood R.D. XPA protein as a limiting factor for nucleotide excision repair and UVsensitivity in human cells II DNA Repair. 2006. V. 5. P. 641-648.

117. Kolpashchikov D.M., Khodyreva S.N., Khlimankov D.Y., Wold M.S., Favre A., Lavrik O.I. Polarity of human replication protein A binding to DNA 11 Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 373-379.

118. Kong S.E. and Svejstrup J.Q. Incision of a 1,3-intrastrand d(GpTpG)-cisplatin adduct by nucleotide excision repair proteins from yeast II DNA Repair. 2002. V. 1. P. 731-741.

119. Kraemer K.H., Lee M.M., Scotto J. DNA repair protects against cutaneous and internal neoplasia: evidence from xeroderma pigmentosum II Carcinogenesis. 1984. V. 5. P. 511-514.

120. Kraemer K.H. Sunlight and skin cancer: another link revealed II Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 11-14.

121. Kress C., Thomassin H., Grange T. Local DNA demethylation in vertebrates: how could it be performed and targeted? И FEBS Lett. 2001. V. 494. P. 135-140.

122. Maillard O., Solyom S., Naegeli H. An aromatic sensor with aversion to damaged strands confers versatility to DNA repair И PLoS Biol. 2007. V. 5. e79.

123. Maldonado E., Shiekhattar R., Sheldon M., Cho H., Drapkin R., Rickert P., Lees E., Anderson C.W., Linn S., Reinberg D. A human RNA polymerase II complex associated with SRB andDNA-repairproteins II Nature. 1996. V. 381. P. 86-89.

124. Marini F., Nardo Т., Giannattasio M., Minuzzo M., Stefanini M., Plevani P., Muzi Falconi M. DNA nucleotide excision repair-dependent signaling to checkpoint activation II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. P. 17325-17330.

125. Masutani C., Araki M., Sugasawa K., van der Spek P.J., Yamada A., Uchida A., Maekawa Т., Bootsma D., Hoeijmakers J.H., Hanaoka F. Identification and characterization of XPC-binding domain ofhHR23B II Mol. Cell Biol. 1997. V. 17. P. 6915-6923.

126. Masutani C., Kusumoto R., Yamada A., Dohmae N., Yokoi M., Yuasa M., Araki M., Iwai S., Takio K., Hanaoka F. The XPV (xeroderma pigmentosum variant) gene encodes human DNA polymerase eta // Nature. 1999. V. 399. P. 700-704.

127. Matsunaga Т., Mu D., Park С. H., Reardon J. Т., Sancar A. Human DNA repair excision nuclease. Analysis of the roles of the submits involved in dual incisions by using anti-XPG and anti-ERCCl antibodies И J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 20862-20869.

128. Matsunaga Т., Park C.H., Bessho Т., Mu D., Sancar A. Replication protein A confers structure-specific endonuclease activities to the XPF-ERCC1 and XPG subunits of human DNA repair excision nucleases II J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 11047-11050.

129. McCuaig C., Marcoux D., Rasmussen J.E., Werner M.M., Genter N.E. Trichothiodystrophy associated with photosensitivity, gonadal failure and striking osteosclerosis II J. Am. Acad. Dermatol. 1993. V. 28. P. 820-826.

130. Mees A., Klar Т., Gnau P., Hennecke U., Eker A.P., Carell Т., Essen L.O. Crystal structure of a photolyase bound to a CPD-like DNA lesion after in situ repair II Science. 2004. V. 306. P. 1789-1793.

131. Meier A., Livingstone-Zatchej M., Thoma F. Repair of active and silenced rDNA in yeast: the contributions of photolyase and transcription-couples nucleotide excision repair II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 11845-11852.

132. Mellon I., Spivak G., Hanawalt P.C. Selective removal of transcription-blocking DNA damage from the transcribed strand of the mammalian DHFR gene II Cell. 1987. V. 51. P. 241249.

133. Mellon I., Rajpal D.K., Koi M., Boland C.R., Champe G.N. Transcription-coupled repair deficiency and mutations in human mismatch repair genes II Science. 1996. V. 272. P. 557-560.

134. Min J.H. and Pavletich N.P. Recognition of DNA damage by the Rad4 nucleotide excision repair protein II Nature. 2007. V. 449. P. 570-575.

135. Missura M., Buterin Т., Hindges R., Hubscher U., Kasparkova J., Brabec V., Naegeli H. Double-check probing of DNA bending and unwinding by XPA-RPA: an architectural function in DNA repair IIEMBO J. 2001. V. 20. P. 3554-3564.

136. Miura N., Nakamura S., Sasaki Т., Takasaki Y., Shiomi, Т., Yamaizumi M. Roles of XPG and XPF/ERCC1 endonucleases in UV-induced immunostaining of PCNA in fibroblasts II Exp. Cell Res. 1996. V. 226. P. 126-132.

137. Mol C.D., Arvai A.S., Slupphaug G., Kavli В., Alseth I., Krokan H.E., Tainer J.A. Crystal structure and mutational analysis of human uracil-DNA glycosylase: structural basis for specificity and catalysis II Cell. 1995. V. 80. P. 869-878.

138. Mu D., Park C.H., Matsunaga Т., Hsu D.S., Reardon J.T., Sancar A. Reconstitution of human DNA repair excision nuclease in a highly defined system II J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 24152418.

139. Mu D., Hsu D.S., Sancar A. Reaction mechanism of human DNA repair excision nuclease II J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 8285-8294.

140. Mu D., Wakasugi., M., Hsu D.S., Sancar A. Characterization of reaction intermediates of human excision repair nuclease II J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 28971-28979.

141. Mufioz P., Blanco R., Flores J.M., Blasco M.A. XPF nuclease-dependent telomere loss and increased DNA damage in mice overexpressing TRF2 result in premature aging and cancer II Nat. Genet. 2005. V. 37. P. 1063-1071.

142. Naegeli H., Bardwell L., Friedberg E.C. The DNA helicase and adenosine triphosphatase activities of yeast Rad3 protein are inhibited by DNA damage. A potential mechanism for damage-specific recognition II J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 392-398.

143. Naegeli H. Mechanisms of DNA damage recognition in mammalian nucleotide excision repair II FASEB J. 1995. V. 9. P. 1043-1050.

144. Nag A., Bondar Т., Shiv S., Raychaudhuri P. The xeroderma pigmentosum group E gene product DDB2 is a specific target of cullin 4A in mammalian cells II Mol. Cell Biol. 2001. V. 21. P. 6738-6747.

145. Neddermann P., Gallinari P., Lettieri Т., Schmid D., Truong O., Hsuan J.J., Wiebauer K., Jiricny J. Cloning and expression of human G/T mismatch-specific thymine-DNA glycosylase II J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 12767-12774.

146. Neuwald A.F. and Polcksic A. PSI-BLAST searches using hidden markov models of structural repeats: prediction of an unusual sliding DNA clamp and of beta-propellers in UV-damagedDNA-bindingprotein II Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 3570-3580.

147. Newman M., Murray-Rust J., Lally J., Rudolf J., Fadden A., Knowles P.P., White M.F., McDonald N.Q. Structure of an XPF endonuclease with and without DNA suggests a model for substrate recognition II EMBO J. 2005. V. 24. P. 895-905.

148. Nichols A., Ong P., Linn S. Mutations specific to the xeroderma pigmentosum group E Ddb-phenotype // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 24317-24320.

149. Nichols A.F., Itoh Т., Graham J.A., Liu W., Yamaizumi M., Linn S. Human damage-specific DNA-binding protein p48: characterization of XPE mutations and regulation following UV irradiation //J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 21422-21428.

150. Nishi R., Okuda Y., Watanabe E., Mori Т., Iwai S., Masutani C., Sugasawa K., Hanaoka F. Centrin 2 stimulates nucleotide excision repair by interacting with xeroderma pigmentosum group С protein II Mol. Cell Biol. 2005. V. 25. P. 5664-5674.

151. Oakley G.G., Patrick S.M., Yao J.Q., Carty M.P., Turchi J.J, Dixon K. RPA phosphorylation in mitosis alters DNA binding and protein-protein Interactions II Biochemistry. 2003. V. 42. P. 3255-3264.

152. O'Donovan A. and Wood R.D. Identical defects in DNA repair in xeroderma pigmentosum group G and rodent ERCC group 5 // Nature. 1993. V. 363. P. 185-188.

153. O'Donovan A., Davies A.A., Moggs J.G., West S.C., Wood R.D. XPG endonuclease makes the 3' incision in human DNA nucleotide excision repair II Nature. 1994. V. 371. P. 432-435.

154. Page F., Kwoh E.E., Avrutskaya A., Gentil A., Leadon S.A., Sarasin A., Cooper P.K. Transcription-coupled repair of 8-oxoguanine: requirement for XPG, TFIIH, and. CSB and implications for Cockayne syndrome II Cell. 2000. V. 101. P. 159-171.

155. Park C.H. and Sancar A. Formation of a ternary complex by human XPA, ERCC1, and ERCC4(XPF) excision repair proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 5017-5021.

156. Park C.H., Mu D., Reardon J.T., Sancar A. The general transcription-repair factor TFIIH is recruited to the excision repair complex by the XPA protein independent of the TFIIE transcription factor // J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 4896-4902.

157. Park C.J. and Choi B.S. The protein shuffle. Sequential interactions among components of the human nucleotide excision repair pathway // FEBS J. 2006. V. 273. P. 1600-1608.

158. Patrick S.M. and Turchi J.J. Human Replication Protein A Preferentially Binds Duplex DNA Damaged with Cisplatin И Biochemistry. 1998. V. 37. P. 8808-8815.

159. Patrick S.M. and Turchi J.J. Xeroderma pigmentosum complementation group A protein (XPA) modulates RPA-DNA interactions via enhanced complex stability and inhibition of strand separation activity II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 16096-16101.

160. Plckart C.M. and Fushman D. Polyubiquitin chains: polymeric protein signals II Curr. Opin. Chem. Biol. 2004. V. 8. P. 610-616.

161. Politi A., Mone M.J., Houtsmuller AB., Hoogstraten D., Vermeulen W., Heinrich R., van Driel R. Mathematical modeling of nucleotide excision repair reveals efficiency of sequential assembly strategies //Mol. Cell. 2005. V. 19. P. 679-690.

162. Prasher J.M., Lalai A.S., Heijmans-Antonissen C., Ploemacher R.E., Hoeijmakers J.H., Touw I.P., Niedernhofer L.J. Reduced hematopoietic reserves in DNA interstrand crosslink repair-deficient ErccT1' mice 11 EMBO J. 2005. V. 24. P. 861-871.

163. Price V.H., Odom R.B., Ward W.H., Jones F.T. Trichothiodystrophy: sulfur-deficient brittle hair as a marker for a neuroectodermal symptom complex II Arch. Dermatol. 1980. V. 116. P. 1375-1384.

164. Raasi S. and Pickart C.M. Rad23 ubiquitin-associated domains (UBA) inhibit 26 S proteasome-catalyzedproteolysis by sequestering lysine 48-linkedpolyubiquitin chains II J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 8951-8959.

165. Raasi S., Orlov I., Fleming K.G., Pickart C.M. Binding of polyubiquitin chains to ubiquitin-associated (UBA) domains of HHR23A И J. Mol. Biol. 2004. V. 341. P. 1367-1379.

166. Ramanathan B. and Smerdon M.J. Changes in nuclear protein acetylation in u.v.-damaged human cells II Carcinogenesis. 1986. V. 7. P. 1087-1094.

167. Ramanathan B. and Smerdon M.J. Enhanced DNA repair synthesis in hyperacetylated microsomes II J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 11026-11034.

168. Rapic-Otrin V., McLenigan M., Takao M., Levine A., Protic M. Translocation of a UV-damaged DNA binding protein into a tight association with chromatin after treatment of mammalian cells with UV light И J. Cell Sci. 1997. V. 110. P. 1159-1168.

169. Rapic-Otrin V., McLenigan M.P., Bisi D.C., Gonzalez M., Levine A.S. Sequential binding ofUVDNA damage binding factor and degradation of the p48 subunit as early events after UV irradiation H Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. P. 2588-2598.

170. Rapin I., Lindenbaum Y., Dickson D.W., Kraemer K.H., Robbins J.H. Cockayne syndrome and xeroderma pigmentosum II Neurology. 2000. V. 55. P. 1442-1449.

171. Reardon J.T., Mu D., Sancar A. Overproduction, purification, and characterization of the XPC subunit of the human DNA repair excision nuclease // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 19451-19456.

172. Reardon J.T. and Sancar A. Molecular anatomy of the human excision nuclease assembled at sites of DNA damage II Mol. Cell Biol. 2002. V. 22. P. 5938-5945.

173. Reardon J.T. and Sancar A. Recognition and repair of the cyclobutane thymine dimer, a major cause of skin cancers, by the human excision nuclease II Genes Dev. 2003. V. 17. P. 25392551.

174. Riedl Т., Hanaoka F., Egly J.M. The comings and goings of nucleotide excision repair factors on damaged DNA IIEMBO J. 2003. V. 22. P. 5293-5303.

175. Rossignol M., Kolb-Cheynel I., Egly J.M. Substrate specificity of the cdk-activating kinase (CAK) is altered upon association with TFIIHII EMBO J. 1997. V. 16. P. 1628-1637.j

176. Rubbi C.P. and Milner J. p53 is a chromatin accessibility factor for nucleotide excision repair of DNA damage // EMBO J. 2003. V. 22. P. 975-986

177. Ryu K.S., Lee K.J., Bae S.H., Kim B.K., Kim K.A., Choi B.S. Binding surface mapping of intra- and interdomain interactions among hHR23B, ubiquitin, and polyubiquitin binding site 2 ofS5a II J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 36621-36627.

178. Saeki Y., Sone Т., Toh-e A., Yokosawa H. Identification of ubiquitin-like protein-binding submits of the 26S proteasome I/ Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. V. 296. P. 813-819.

179. Saijo M., Kuraoka I., Masutani C., Hanaoka F., Tanaka K. Sequential binding of DNA repair proteins RPA and ERCCI to XPA in vitro //Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 4719-4724.

180. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory manual II 2nd Edn. 1989. Cold Spring Harbor Laboratory. Cold Spring Harbor. NY.

181. Sancar A. DNA excision repair II Annu. Rev. Biochem. 1996. V. 65. P. 43-81.

182. Schaeffer L., Roy R., Humbert S., Moncollin V., Vermeulen W., Hoeijmakers J. H., Chambon P., Egly J. M. DNA repair helicase: a component of BTF2 (TFIIH) basic transcription factor И Science. 1993. V. 260. P. 58-63.

183. Schaeffer L., Moncollin V., Roy R., Staub A., Mezzina M., Sarasin A., Weeda G., Hoeijmakers J.H., Egly J.M. The ERCC2/DNA repair protein is associated with the class II BTF2/TFIIH transcription factor II EMBO J. 1994. V. 13. P. 2388-2392.

184. Scharer O.D. Chemistry and biology of DNA repair II Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2003. V. 42. P. 2946-2974.

185. Scherly D., Nouspikel Т., Corlet J., Ucla C., Bairoch A., Clarkson S.G. Complementation of the DNA repair defect in xeroderma pigmentosum group G cells by a human cDNA related to yeast RAD2II Nature. 1993. V. 363. P. 182-185.

186. Schultz P., Fribourg S., Poterszman A., Mallouh V., Moras D., Egly J.M. Molecular structure of human TFIIH II Cell. 2000. V. 102. P. 599-607.

187. Schweizer U., Hey Т., Lipps G., Krauss G. Photocrosslinking locates a binding site for the large subunit of human replication protein A to the damaged strand of cisplatin-modified DNA // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 3183-3189.

188. Shimizu Y., Iwai S., Hanaoka F., Sugasawa K. Xeroderma pigmentosum group С protein interacts physically and functionally with thymine DNA glycosylase // EMBO J. 2003. V. 22. P. 164-173.

189. Shivji M.K.K., Podust V.N., Hubscher U., Wood R.D. Nucleotide excision repair DNA synthesis by DNA polymerase epsilon in the presence of PCNA, RFC, and RPA I I Biochemistry.1995. V. 34. P. 5011-5017.

190. Shivji M.K., Moggs J.G., Kuraoka I., Wood R.D. Dual-incision assays for nucleotide excision repair using DNA with a lesion at a specific site // Methods Mol. Biol. 1999. V. 113. P. 373-392.

191. Smerdon M.J., Lan S.Y., Calza R.E., Reeves R. Sodium butyrate stimulates DNA repair in UV-irradiated normal and xeroderma pigmentosum human fibroblasts II J. Biol. Chem. 1982. V. 257. P. 13441-13447.

192. Smogorzewska A., Karlseder J., Holtgreve-Grez H., Jauch A., de Lange T. DNA ligase IV-dependent NHEJ of deprotected mammalian telomeres in G1 and G2 II Curr. Biol. 2002. V. 12. P. 1635-1644.

193. Stefanini M., Lagomarisini P., Gilliani S., Nardo Т., Botta E., Peserico А., Ыеуег W.J., Lehmann A.R., Sarasin A. Genetic heterogeneity of the excision repair defect associated with trichothiodystrophy I I Carcinogenesis. 1993. V. 14. P. 1101-1105.

194. Svejstrup J.Q., Wang Z., Feaver W.J., Wu X., Bushnell D.A., Donahue T.F., Friedberg E.C., Kornberg R.D. Different forms of TFIIH for transcription and DNA repair: holo-TFIIH and a nucleotide excision repairosome U Cell. 1995. V. 80. P. 21-28.

195. Svejstrup J.Q. Mechanisms of transcription-coupled DNA repair II Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2002. V. 3. P. 21-28.

196. Sugasawa K. Xeroderma pigmentosum genes: functions inside and outside DNA repair // Carcinogenesis. 2008. V. 29. P. 455-465.

197. Sugasawa K., Masutani C., Uchida A., Maekawa Т., van der Spek P.J., Bootsma D., Hoeijmakers J.H., Hanaoka F. HHR23B, a human Rad23 homolog, stimulates XPC protein in nucleotide excision repair in vitro II Mol. Cell Biol. 1996. V. 16. P. 4852-4861.

198. Sugasawa K., Okamoto Т., Shimizu Y., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F. A multistep damage recognition mechanism for global genomic nucleotide excision repair II Genes Dev. 2001. V. 15. P. 507-521.

199. Sugasawa К., Okuda Y., Saijo M., Nishi R., Matsuda N., Chu G., Mori Т., Iwai S., Tanaka K., Hanaoka F. UV-induced ubiquitylation of XPC protein mediated by UV-DDB-ubiquitin ligase complex // Cell. 2005. V. 121. P. 387-400.

200. Sugasawa K., Shimizu Y., Iwai S., Hanaoka F. A molecular mechanism for DNA damage recognition by the xeroderma pigmentosum group С protein complex II DNA Repair. 2002. V. 1. P. 95-107.

201. Takai H., Smogorzewska A., de Lange T. DNA damage foci at dysfunctional telomeres II Curr. Biol. 2003. V. 13. P. 1540-1556. '

202. Tan T. and Chu G. p53 binds and activates the xeroderma pigmentosum DDB2 gene in humans but not mice И Mol. Cell Biol. 2002. V. 22. P. 3247-3254.

203. Tanaka K., Satokata I., Ogita Z., Uchida Т., Okada Y. Molecular cloning of a mouse DNA repair gene that complements the defect of group-A xeroderma pigmentosum 11 Proc.' Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. P. 5512-5516.

204. Tang J.Y., Hwang B.J., Ford J.M., Hanawalt P.C., Chu G. Xeroderma pigmentosum p48 gene enhances global genomic repair and suppresses UV-induced mutagenesis II Mol. Cell. 2000. V. 5. P. 737-744.

205. Tang J. and Chu G. Xeroderma pigmentosum complementation group E and UV-damaged DNA-binding protein II DNA Repair. 2002. V. 1. P. 601-616.

206. Tapias A., Auriol J., Forget D., Enzlin J. H., Scharer O.D., Coin F., Coulombe В., Egly J.M. Ordered conformational changes in damaged DNA induced by nucleotide excision repair factors II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 19074-19083.

207. Thoma F. Light and dark in chromatin repair: repair of UV-induced DNA lesions by photolyase and nucleotide excision repair IIEMBO J. 1999. V. 18. P. 6585-6598.

208. Thompson L.H., Brookman K.W., Weber C.A., Salazar E.P., Reardon J.T., Sancar A., Deng Z., Siciliano M.J. Molecular cloning of the human nucleotide-excision-repair gene ERCC4 И Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 6855-6859.

209. Thompson L.H. Chinese hamster cells meet DNA repair: an entirely acceptable affair И Bioessays. 1998. V. 20. P. 589-597.

210. Tirode F., Busso D., Coin F., Egly J.M. Reconstitution of the transcription factor TFIIH: assignment of functions for the three enzymatic submits, XPB, XPD, and cdk.7 II Mol. Cell. 1999. V. 3. P. 87-95.

211. Tornaletti S. and Hanawalt P.C. Effect of DNA lesions on transcription elongation II Biochimie. 1999. V. 81. P. 139-146.

212. Trego K.S. and Turchi J.J. Pre-steady-state binding of damaged DNA by XPC-hHR23B reveals a kinetic mechanism for damage discrimination //Biochemistry. 2006. V. 45. P. 19611969.

213. Treuner K., Ramsperger U., Knippers R. Replication protein A induces the unwinding of long double-stranded DNA regions // J. Mol. Biol. 1996. V. 259. P. 104-112.

214. Troelstra C., Odijk H., de Wit J., Westerveld A., Thompson L. H., Bootsma D., Hoeijmakers J. H. Molecular cloning of the human DNA excision repair gene ERCC-6 И Mol. Cell Biol. 1990. V. 10. P. 5806-5813.

215. Tsodikov O.V., Enzlin J.H., Scharer O.D., Ellenberger T. Crystal structure and DNA binding functions of ERCC1, a submit of the DNA structure-specific endonuclease XPF-ERCC1 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. V. 102. P. 11236-11241.

216. Tubbs J.L., Pegg A.E., Tainer J.A. DNA binding, nucleotide flipping, and the helix-turn-helix motif in base repair by 06-alkylguanine-DNA alkyltransferase and its implications for cancer chemotherapy И DNA Repair. 2007. V. 6. P. 1100-1115.

217. Varadan R., Assfalg M., Raasi S., Pickart C., Fushman D. Structural determinants for selective recognition of a Lys48-linked polyubiquitin chain by a UBA domain II Mol. Cell. 2005. V. 18. P. 687-698.

218. Venema J., Bartosova Z., Natarajan A.T., van Zeeland A.A., Mullenders L.H. Transcription affects the rate but not the extent of repair of cyclobutane pyrimidine dimers in the human adenosine deaminase gene II J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 8852-8856.

219. Vermeulen W., Bergmann E., Auriol J., Rademakers S., Frit P., Appeldoorn E., Hoeijmakers J.H., Egly J.M. Sublimiting concentration of TFIIH transcription/DNA repair factor causes TTD-A trichothiodystrophy disorder II Nat. Genet. 2000. V. 26. P. 307-313.

220. Verreault A., Kaufman P.D., Kobayashi R., Stillman B. Nucleosome assembly by a complex of CAF-1 and acetylated histones H3/H4II Cell. 1996. V. 87. P. 95-104.

221. Wakasugi M., Reardon J.T., Sancar A. The non-catalytic function of XPG protein during dual incision in human nucleotide excision repair II J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 1603016034.

222. Wakasugi M. and Sancar A. Assembly, submit composition, and footprint of human DNA repair excision nuclease II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. P. 6669-6674.

223. Wakasugi M. and Sancar A. Order of assembly of human DNA repair excision nuclease // J. Biol Chem. 1999. V. 274. P. 18759-18768.

224. Wang H., Zhai L., Xu J., Joo H.Y., Jackson S., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Xiong Y., Zhang Y. Histone H3 and H4 ubiquitylation by the CUL4-DDB-ROC1 ubiquitin ligase facilitates cellular response to DNA damage II Mol. Cell. 2006. V. 22. P. 383-394.

225. Wang Z.G., Wu X.H., Friedberg E.C. Nucleotide excision repair of DNA by human cell extracts is suppressed in reconstituted nucleosomes II J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P. 2247222478.

226. Waters T.R., Gallinari P., Jiricny J., Swann P.F. Human thymine DNA glycosylase binds to apurinic sites in DNA but is displaced by human apurinic endonuclease 11 I J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 67-74.

227. Weber C.A., Salazar E.P., Stewart S.A., Thompson L.H. Molecular cloning and biological characterization of a human gene, ERCC2, that corrects the nucleotide excision repair defect in CHO UV5 cells // Mol. Cell Biol. 1988. V. 8. P. 1137-1146.

228. Westerveld A., Hoeijmakers J.H., van Duin M., de Wit J., Odijk H., Pastink A., Wood R.D., Bootsma D. Molecular cloning of a human DNA repair gene II Nature. 1984. V. 310. P. 425-429.

229. Wijnhoven S.W., Kool H.J., Mullenders L.H., van Zeeland A.A., Friedberg E.C., van der Horst G.T., van Steeg H., Vrieling H. Age-dependent spontaneous mutagenesis in Xpc mice defective in nucleotide excision repair II Oncogene. 2000. V. 19. P. 5034-5037.

230. Wittschieben В., Iwai S., Wood R.D. DDB1-DDB2 (xeroderma pigmentosum group E) protein complex recognizes a cyclobutane pyrimidine dimer, mismatches, apurinic/apyrimidinic sites, and compound lesions in DNA // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 39982-39989.

231. Wold M.S. Replication protein A: a heterotrimeric, single-stranded DNA-binding protein requiredfor eukaryotic DNA metabolism II Annu. Rev. Biochem. 1997. V. 66. P. 61-92.

232. Wood R.D., Robins P., Lindahl T. Complementation of the xeroderma pigmentosum DNA repair defect in cell-free extracts II Cell. 1988. V. 53. P. 97-106.

233. Wood R.D., Biggerstaff M., Shivji M.K.K. Detection and measurement of nucleotide excision repair synthesis by mammalian cell extracts in vitro II Methods: Сотр. Methods Enzymol. 1995. V. 7. P. 163-175.

234. Wood R.D. DNA repair in eukaryotes 11 Annu. Rev. Biochem. 1996. V. 65. P. 135-167.

235. Wood R.D. DNA damage recognition during nucleotide excision repair in mammalian cells //Biochimie. 1999. V. 81. P. 39-44.

236. Wood R.D., Mitchell M., Sgouros J., Lindahl T. Human DNA repair genes II Science. 2001. V. 291. P. 1284-1289.

237. Wu Y., Zacal N.J., Rainbow A.J., Zhu X.D. XPF with mutations in its conserved nuclease domain is defective in DNA repair but functions in TRF2-mediated telomere shortening И DNA Repair. 2007. V. 6. P. 157-166.

238. Yang Z.G., Liu Y., Mao L.Y., Zhang J.T., Zou Y. Dimerization of human XPA and formation ofXPA2-RPA protein complex II Biochemistry. 2002. V. 41. P. 13012-13020.

239. You J.S., Wang M., Lee S.H. Biochemical analysis of the damage recognition process in nucleotide excision repair //J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 7476-7485.

240. Yuzhakov A., Kelman Z., Hurwitz J., O'Donnell M. Multiple competition reactions for RPA order the assembly of the DNA polymerase delta holoenzyme II EMBO J. 1999. V. 18. P. 61896199.

241. Zhu X.D., Niedernhofer L., Kuster В., Mann M., Hoeijmakers J.H., de Lange T. ERCC1/XPF removes the 3' overhang from uncapped telomeres and represses formation of telomeric DNA-containing double minute chromosomes II Mol. Cell. 2003. V. 12. P. 1489-1498.

242. Zolezzi F. and Linn S. Studies of the murine DDB1 and DDB2 genes II Gene. 2000. V. 245. P. 151-159.

243. Zou L. and Elledge S.J. Sensing DNA damage through ATRIP recognition of RPA-ssDNA complexes II Science. 2003. V. 300. P. 1542-1548.