Химически активные ДНК как инструмент исследования взаимодействий белков эксцизионной репарации оснований тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат химических наук Назаркина, Жанна Константиновна

• Назаркина, Жанна Константиновна
• кандидат химических наук
• 2007

Оглавление диссертации кандидат химических наук Назаркина, Жанна Константиновна

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. СТРУКТУРНО-ФУНКЦИОНАЛЬНЫЙ АНАЛИЗ ФЛЭПЭНДОНУКЛЕАЗЫ-1 И ЕЕ РОЛЬ В РЕПЛИКАЦИИ И РЕПАРАЦИИ ДНК

1.1.1. Субстратная специфичность РЕМ

1.1.2. Структурные элементы фермента и их связь с функцией

1.1.3. Взаимодействие РЕЫ1 с другими белками. Влияние этих взаимодействий на активность фермента

1.1.4. Синтез и регуляция активности РЕМ

1.1.5. Роль РЕМ в репликации

1.1.6. Участие РЕМ в поддержании стабильности генома

1.1.7. РЕМ как фермент репарации

1.1.7.1. Роль РЕЮ в репарации двухцепочечныхразрывов

1.1.7.2. Участие РЕЮ в эксцизионной репарации оснований

1.2. РОЛЬ ХШХ1 В КООРДИНАЦИИ ПРОЦЕССОВ ЭКСЦИЗИОННОЙ РЕПАРАЦИИ ОСНОВАНИЙ И РЕПАРАЦИИ ОДНОЦЕПОЧЕЧНЫХ РАЗРЫВОВ ДНК

1.2.1. Основные характеристики и структура ХЯСС

1.2.2. Взаимодействие ШСС1 с другими белками

1.2.3. Роль ХЯСС1 в репарации одноцепочечных разрывов ДНК

1.2.4. Роль ХЛСС1 в эксцизионной репарации оснований

1.2.5. Роль ХЯСС1 в развитии заболеваний

ГЛАВА 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. МАТЕРИАЛЫ

2.2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.2.1. Выделение и очисткарекомбинантной флэпэндонуклеазычеловека, экспрессированной в клетках Е.соИ

2.2.2. Выделение и очисткарекомбинантного Х11СС1 человека, экспрессированного в клетках Е.соИ

2.2.3. Введение [32Р]-метки в 5'-конец олигонуклеотида и формирование ДНК-дуплексов

2.2.4. Гель-электофорез нуклеиновых кислот и белков

2.2.5. Создание флэп-структур, содержащих фотоактивную группу, присоединенную к основанию йСМР, расположенному в точке ветвления

2.2.6. Расщепление флэп-структур флэпэндонуклеазой

2.2.7. Проверка влияния КРА на активность РЕМ

2.2.8. Проверка плавления ДНК-дуплексов репликативным белком А

2.2.9. Проверка связывания флэп-субстратов с белками

2.2.10. Фотоаффинная модификация белков

2.2.11. Определение позиции расщепления флэп-формирующего олигонуклеотида

2.2.12. Синтез ДНК, катализируемый Ро1 /?

2.2.13.3'-5'экзонуклеазная активность АРЕ

2.2.14. Создание ДНК-структур, содержащих фотоактивную группу на З'-конце инициирующего праймера

2.2.15. Идентификация продуктов модификации белков экстракта клеток

HeLa структурой ДНК

2.2.16. Гликозилазная активность 0GG1 и NTH

2.2.17. Расщепление АР-эндонуклеазой-1 ДНК, содержащей АР-сайт или его синтетический аналог (THF)

2.2.18. ДНК-дуплекс, содержащий АР-сайт

2.2.19. Пришивка XRCC1 и 0GG1 к ДНК-дуплексу, содержащему 8-оксогуанин

2.2.20. Восстановление оснований Шиффа боргидридом натрия

2.2.21 Определение доменов XRCC1, участвующих в формировании основания Шиффа с AP-сайтом

2.2.22 Взаимодействие белков экстрактов СНО с ДНК-структурами, содержащими AP-сайты

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

РАЗДЕЛ 3.1. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ФЛЭПЭНДОНУКЛЕАЗЫ

С РЕПЛИКАТИВНЫМ БЕЛКОМ А С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ

ФОТО АКТИВНЫХ ИНТЕРМЕДИАТОВ РЕПАРАЦИИ ДНК

3.1.1. Взаимодействие RPA с FEN1. Его влияние на активность FEN

3.1.2. Конструирование флэп-структур, содержащих фотоактивную группу

3.1.3. Влияние структуры флэп-субстрата на эффективность модификации FENluRPA

3.1.4. Фотоаффинная модификация FEN1 и белков комплекса ЭРО

РАЗДЕЛ 3.2. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ МОДИФИЦИРОВАННЫХ ФЛЭП-СТРУКТУР ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ БЕЛКОВ СИСТЕМЫ ЭКСЦИЗИОННОЙ РЕПАРАЦИИ ОСНОВАНИЙ

3.2.1. Влияние структуры ДНК на эффективность расщепления флэпэндонуклеазой

3.2.2. Влияние структуры ДНК на синтез, осуществляемый Pol ß, и З'-экзонуклеазную активность АРЕ

3.2.3. Использование химерных структур для фотоаффинной модификации рекомбинантных белков

3.2.4. Фотоаффинная модификация белков экстрактов клеток HeLa и фибробластов человека

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Химически активные ДНК как инструмент исследования взаимодействий белков эксцизионной репарации оснований»

Генетическая стабильность живых организмов в значительной степени определяется функционированием комплекса белков, проводящих репарацию повреждений в ДНК, возникающих под действием экзогенных и эндогенных факторов. Репарация ДНК в клетках тесно связана с другими процессами метаболизма ДНК, такими как репликация и рекомбинация. Некоторые ДНК-полимеразы и белковые факторы участвуют как в репликации, так и в репарации ДНК. Эти процессы взаимно регулируются. Дефекты в системах репарации являются источником множества болезней человека и могут определять предрасположенность к раковым заболеваниям, раннему старению, дефектам роста, изменениям нервной деятельности и иммунных функций организма [1, 2]. Считается, что в клетках эукариот существует шесть основных способов восстановления целостности структуры ДНК: прямая репарация, гомологичная рекомбинационная репарация; негомологичное соединение двухцепочечных концов; мисматч-репарация; эксцизионная репарация нуклеотидов и эксцизионная репарация оснований [3]. Каждый путь репарации ДНК специализирован на исправлении определенных типов повреждений. Эксцизионная репарация оснований (ЭРО) является одной из основных и наиболее важных систем репарации повреждений ДНК, поскольку ее действия направлены на исправление наиболее многочисленных повреждений, вызываемых эндогенными и экзогенными факторами [3]. ЭРО может протекать по коротко- и длиннозаплпточному пути в зависимости от длины ресинтезируемого фрагмента ДНК. Основные стадии и участники ЭРО хорошо охарактеризованы, но механизмы регуляции ЭРО исследованы в значительно меньшей степени. Информация о механизмах регуляции представляет также практическое значение, поскольку система ЭРО участвует в исправлении повреждений ДНК, вносимых в терапевтических целях, и возможность регуляции репарации может повышать эффективность лечения.

Изучение деталей функционирования белок-нуклеиновых комплексов является важнейшей фундаментальной задачей современной биохимии. Хотя в последнее время исследования in vivo приобретают все большую популярность среди биохимиков и молекулярных биологов, эксперименты in vitro необходимы для прояснения картины функционирования белков в живых системах в связи с их сложностью. Основными методами исследования белок-белковых и белок-нуклеиновых взаимодействий являются рентгеноструктурный анализ, сайт-направленный мутагенез, двугибридный анализ и аффинная модификация.

Использование метода аффинной модификации позволяет получать ценную информацию о структурно-функциональной топографии надмолекулярных структур. Для аффинной модификации применяются различные типы реагентов. Весьма перспективным, в частности, оказалось использование фотоаффинных реагентов. Хотя методы рентгеноструктурного анализа и сайт-направленного мутагенеза, широко используются для выяснения механизмов функционирования ферментов и белковых факторов, в ряде случаев возможности этих методов ограничены, например, для изучения многокомпонентных белковых ансамблей. В таких случаях метод аффинной модификации проявляет свои преимущества. Он может быть использован в условиях, близких к условиям in vivo, в частности, в клеточных экстрактах.

Целью данной работы являлось исследование взаимодействий белков эксцизионной репарации оснований между собой и с ДНК-интермедиатами процесса ЭРО. Основными объектами исследования являются флэпэндонуклеаза-1 и белок XRCC1, входящий в группу комплементации, обусловливающую чувствительность клеток к рентгеновскому излучению. Основными методами, использованными в работе, являются специфические функциональные тесты и аффинная модификация белков химически активными ДНК, имитирующими интермедиа™ короткозаплаточной и длиннозаплаточной ЭРО.

В ходе исследования планировалось решить следующие задачи:

• Создать ДНК-структуры, несущие фотореакционноспособные группы в различных положениях, и применить их для изучения взаимодействий FEN1 и XRCC1 с ДНК и белками эксцизионной репарации оснований.

• При помощи метода фотоаффинной модификации и функциональных тестов исследовать взаимодействие репликативного белка А и флэпэндонуклеазы-1.

• Сконструировать устойчивые к действию FEN1 флэп-структуры, в которых олигонуклеотид, формирующий свисающий одноцепочечный участок (флэп), содержит модификации в сахарофосфатном остове. Исследовать активность белков ЭРО (FEN1, Pol ß и АРЕ1) в отношении флэп-структур с ненуклеотидными вставками. С использованием фотоактивных ДНК, полученных на основе дуплексов с ненуклеотидными вставками, провести фотоаффинную модификацию рекомбинантных белков системы ЭРО и белков экстрактов клеток человека.

• Методом аффинной модификации исследовать взаимодействие XRCC1 с различными химически активными ДНК-структурами, имитирующими интермедиаты ЭРО, и белками ЭРО в системах, реконструированных из очищенных белков, и в клеточных экстрактах. Оценить взаимное влияние OGG1, АРЕ1 и XRCC1 при взаимодействии этих белков с ДНК-дуплексами, содержащими АР-сайты.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Назаркина, Жанна Константиновна

выводы

1) Созданы ДНК-структуры, имитирующие интермедиа™ различных стадий эксцизионной репарации оснований (ЭРО), несущие фотореакционноспособные нуклеотиды в заданных положениях. С использованием полученных ДНК исследовано взаимодействие ряда белков ЭРО: апуриновой/апиримидиновой эндонуклеазы-1 (АРЕ1), поли(А0Р-рибозо)-полимеразы-1 (PARP1), флэпэндонуклеазы-1 (FEN1), 8-оксогуанин-ДНК-гликозилазы (OGG1), репликативного белка А (RPA), ДНК-полимеразы ß (Pol ß) и белка, входящего в группу комплементации, обусловливающую чувствительность клеток к рентгеновскому излучению (XRCC1).

2) Методом фотоаффинной модификации в сочетании с функциональными тестами исследовано взаимодействие репликативного белка А и флэпэндонуклеазы-1. Конкурируя с FEN1 за связывание флэп-субстратов, RPA способен ингибировать гидролиз ДНК флэпэндонуклеазой-1. Ингибирующее действие RPA проявляется при длинах одноцепочечных участков, обеспечивающих эффективное связывание RPA, что позволяет рассматривать этот белок, как фактор, определяющий длину ресинтезируемого фрагмента ДНК в процессе ЭРО.

3) Исследовано взаимодействие белков ЭРО с флэп-структурами, содержащими ненуклеотидные вставки в сахарофосфатном остове.

• Показано, что введение ненуклеотидных вставок (остатков декандиола-1,10 и/или диэтиленгликоля) во флэп-формирующий олигонуклеотид приводит к уменьшению скорости гидролиза ДНК флэпэндонуклеазой-1 человека и изменению позиций расщепления.

• Продемонстрирована возможность использования фотоактивных ДНК с ненуклеотидными вставками для аффинной модификации рекомбинантных белков системы ЭРО и белков клеточных экстрактов.

4) В системах, содержащих рекомбинантные белки человека или клеточные экстракты, систематически исследовано взаимодействие ХШХ1 с ДНК-дуплексами, содержащими апуриновые/апиримидиновые (АР) сайты, и влияние 0001 и АРЕ1 на этот процесс.

• Впервые установлено, что ХЯСС1 взаимодействует с АР-сайтами, в том числе, с расщепленными бифункциональными ДНК-гликозилазами или АРЕ1 с формированием оснований Шиффа. Эффективность образования ковалентных аддуктов ХЯСС1 с АР-ДНК увеличивается как при расщеплении АР-сайтов, так и при введении бреши или разрыва напротив АР-сайта.

• Показано, что И-концевой и BR.Cn-домены ХЯСС1 непосредственно контактируют с АР-сайтом, а ВЯСТ2-домен не образует ковалентных аддуктов с АР-ДНК. Взаимодействие домена ВЯСТ1 с ДНК выявлено впервые.

• Эффективное взаимодействие ХИ.СС1 с ДНК, содержащей разрыв напротив АР-сайта, также показано в клеточных экстрактах в присутствии конкурентных ДНК-связывающих белков. Совокупность полученных данных указывает на взаимодействие ХЯСС1 с ДНК-структурами, содержащими АР-сайты и дополнительные повреждения в ДНК.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ К РАЗДЕЛУ 3.3.

В процессе эксцизионной репарации оснований ДНК-интермедиаты последовательно передаются от одного белка к другому без высвобождения ДНК [233]. По литературным данным XRCC1 играет важную роль в координации процесса эксцизионной репарации оснований. Показано, что XRCC1 взаимодействует с основными белками-участниками короткозаплаточного пути ЭРО [113,142]. Исследование взаимодействия XRCC1 с ДНК и белками комплекса эксцизионной репарации оснований представляет большой интерес для выявления механизмов координации сложного процесса ЭРО, важного для поддержания стабильности генома.

Для исследования взаимодействия XRCC1 с ДНК-интермедиатами ЭРО и белками, участвующими в этом процессе, были применены две группы ДНК-дуплексов, в которых в роли химически активных групп выступали фотоактивные нуклеотиды или альдегидные формы дезоксирибозы, что позволило создать широкий спектр аналогов ДНК-интермедиатов различных стадий/путей ЭРО. Фотоактивные ДНК представлены двумя типами дуплексов. В одном из них, фотоактивный нуклеотид находится на 3- конце инициирующего праймера и, следовательно, эти ДНК могут имитировать ДНК-интермедиаты стадий репарации, следующих за расщеплением сахарофосфатного остова ДНК. ДНК-дуплексы, содержащие фотоактивный нуклеотид в средине одной цепи и поврежденные основания или аналог AP-сайта - в противоположной, имитируют интермедиаты начальных стадий ЭРО. Оказалось, что XRCC1 эффективно взаимодействует с ДНК-интермедиатами различных стадий, включая флэп-структуры, которые характерны для длиннозаплаточного пути ЭРО. Данные аффинной модификации белков ЭРО в присутствии XRCC1 демонстрируют взаимное влияние на эффективность присоединения белка-партнера к ДНК. Все исследованные белки ЭРО, кроме Pol ß, либо не влияют, либо снижают эффективность модификации XRCC1, в то время как XRCC1 снижает уровни модификации белков ЭРО за исключением PARP1. Это указывает либо на конкуренцию белков при связывании с ДНК, либо при образовании тройных комплексов ДНК-XRCCl-белок ЭРО, на изменение конформации белков, приводящее к изменению эффективности их модификации. Базируясь только на данных аффинной модификации, невозможно однозначно решить этот вопрос. Не всегда помогает и привлечение данных соответствующих функциональных тестов. Однако полученные результаты позволяют все же сделать некоторые заключения о деталях функционирования системы ЭРО.

По данным фотоаффинной модификации XRCC1 снижает уровень присоединения FEN1 к ДНК, что указывает на конкуренцию этих белков при связывании с ДНК, однако, был обнаружен незначительный стимулирующий эффект XRCC1 на активность FEN1. Не обнаружено специфичности во взаимодействии XRCC1 с ДНК-дуплексами, содержащими поврежденные азотистые основания по сравнению с нормальными ДНК-дуплексами. XRCC1 сам по себе, по-видимому, не участвует в узнавании поврежденных оснований.

Стимулирующее влияние, которое, согласно данным литературы, оказывает XRCC1 на активность большинства ферментов короткозаплаточного пути ЭРО, скорее всего, обусловлено влиянием на каталитические стадии за счет белок-белковых взаимодействий, а не улучшением комлексообразования этих ферментов с ДНК-интермедиатами. Добавление в реакционную смесь ДНК-полимеразы ß приводит к увеличению уровня модификации XRCC1 независимо от типа используемой ДНК. Это согласуется с данными о большей стабильности тройного комплекса XRCC1 — Pol ß — расщепленная АР-ДНК, чем двойного XRCC1 - расщепленная АР-ДНК [111].

Наряду с полученной информацией о XRCC1 были выявлены некоторые детали взаимодействия других белков ЭРО с ДНК-интермедиатами этого процесса. Показано, что 8-оксогуанин и дигидротимин в составе фотоактивных ДНК узнаются и выщепляются соответствующими ДНК-гликозилазами (OGG1 и NTH1), хотя присутствие фотоактивного основания в противоположной цепи снижает эффективность выщепления поврежденного основания. Фотоактивный нуклеотид в цепи напротив остатка THF практически не влияет на эффективность расщепления этого синтетического аналога АР-сайта АР-эндонуклеазой-1. При совместной модификации XRCC1 и АРЕ1 в отсутствие ионов магния, т.е. невозможности расщепления AP-сайта, наблюдается конкуренция XRCC1 и АРЕ1 за связывание с субстратом. Однако в присутствии ионов магния уровень модификации XRCC1 возрастает при добавлении АРЕ1, что обусловлено более высоким сродством XRCC1 к ДНК-дуплексу с разрывом, возникающим за счет активности АРЕ1.

Наряду с методом фотоаффинной модификации был использован, так называемый, метод боргидридного треппинга. Впервые показано, что XRCC1 способен образовывать основания Шиффа с ДНК-дуплексами, содержащими AP-сайты. Специфичность взаимодействия XRCC1 с AP-сайтами была подтверждена экспериментами по модификации XRCC1 в присутствии конкурентных ДНК. OGG1 и АРЕ1 способны расщеплять AP-сайт, формируя дуплексы с разрывом, содержащие химически активные 3'- и 5'-dRP-rpynnbi соответственно. Эффективность образования ковалентных аддуктов XRCC1 с расщепленной АР-ДНК выше, чем с нерасщепленной, что обусловлено повышенным сродством XRCC1, к ДНК-дуплексам, содержащим одноцепочечные разрывы [127].

Показано, что N-концевой и BRCT1 -домены XRCC1 участвуют в формировании основания Шиффа с ДНК-дуплексами, содержащими AP-сайты, а ВКСТ2-домен не образует ковалентных аддуктов с АР-ДНК.

Присутствие дополнительных повреждений в цепи ДНК напротив AP-сайта приводит к увеличению уровня модификации XRCC1. Продемонстрировано взаимодействие XRCC1 с ДНК-структурами, содержащими AP-сайт и брешь в противоположной цепи, в клеточных экстрактах в присутствии других ДНК-связывающих белков. Эффективное взаимодействие XRCC1 с такими структурами позволяет предположить участие этого белка в репарации множественных повреждений.

Результаты, полученные в этой работе, в совокупности с литературными данными позволяют предложить следующую схему взаимодействия ХЖХ1 с белками ЭРО (рис. 3.31).

4а)

ГТТГТТТТ* -иииы.

1)

ДНК-тикозилаэа

П Г Г ^ Г I I—г

Ш|

2) I

ХР!СС1 ??? о дезоксирибоза * поврежден о е основание г вновь синтезированная ДНК

I I I | I I I I Ш11Ш|

3)

ТТТ°ТТПГ о 4

1 I II 1 I I I

4)

46) тт^ГГт* д,.щ

4 С тГ^Ж I*

1И11М1

7,1 тт^^т* 111.1-1III,

8)| недостаток АТР

О)

ДНК-лигаза 3/ хт;с1 гг

Эг)

V Ю. I I 1111IV* уШШДу

ДЗ-ЭРО без участия Х1ЧСС1

Рис. 3.31. Схема взаимодействия XR.CC! с белками ЭРО.

Согласно полученным данным, XR.CC1 не участвует в узнавании поврежденного основания. Стимуляция активности ДНК-гликозилаз и увеличение образования ковалентных аддуктов между ОСв 1 и 8-охоО-содержащим ДНК-дуплексом в присутствии ХКСС1 [142, 151] указывают на взаимодействие ДНК-гликозилаз с XR.CC!. Согласно данным фотоаффинной модификации, влияние XRCC1 на активность ДНК-гликозилаз обусловлено скорее влиянием непосредственно на каталитическую стадию реакции, чем на связывание ДНК-гликозилазы с субстратом. Возможно, XRCC1 взаимодействует с комплексом ДНК-гликозилаза-поврежденная ДНК (рис. 3.31, (2)), стимулируя образование AP-сайта (3). В случае бифункциональных ДНК-гликозилаз возможно расщепление AP-сайта с образованием одноцепочечных разрывов в ДНК, фланкированных 3'-а,Р-4-гидроксипентен-2-алем и 5-фосфатом (рис. 3.31, 4а). В клетках высших эукариот основным ферментом, расщепляющим AP-сайты, является АР-эндонуклеаза-1, которая также способна взаимодействовать с XRCC1. XRCC1 стимулирует АР-эндонуклеазную и З'-фосфодиэстеразную активности АРЕ1 [152]. АРЕ1 гидролизует фосфоэфирную связь с 5'-стороны AP-сайта (рис. 3.31, (6) и (56)). На начальных этапах ЭРО под действием ДНК-гликозилаз и АРЕ1 может формироваться три типа химически активных ДНК (рис. 3.31, (3), (4а), (6)). Благодаря присутствию альдегидных групп, ДНК-дуплексы, содержащие расщепленный или нерасщепленный АР-сайт, участвуют в формировании оснований Шиффа. В данной работе показано, что XRCC1 способен ковалентно связываться с АР-ДНК. Поскольку процесс образования основания Шиффа является обратимым, возможно, это взаимодействие важно для временной защиты ДНК до связывания ДНК-интермедиата следующим ферментом ЭРО.

Заполнение бреши в короткозаплаточной ЭРО осуществляется ДНК-полимеразой ß. Pol ß может встраивать 1 нуклеотид и отщеплять 5'-дезоксирибозофосфатный остаток за счет своей лиазной активности (рис. 3.31, (9) и (9а)). Согласно литературным данным, XRCC1 стимулирует синтез ДНК, осуществляемый Pol ß [115]. Методом задержки в геле показано формирование тройного комплекса XRCC1 — Pol ß — расщепленная АР-ДНК [111]. Согласно полученным нами данным, Pol ß стимулирует модификацию XRCC1 независимо от тапа ДНК. Как отражено в главе «Литературный обзор», данные о роли XRCC1 в ЭРО не однозначны. Усиление модификации XRCC1 в присутствии Pol ß в большей степени согласуется с предположением о том, что XRCC1 участвует в ЭРО, начиная со стадии синтеза ДНК [175]. Однако данные о влиянии XRCC1 на активность ДНК-гликозилаз и АРЕ1, а также его взаимодействие с АР-ДНК не исключают участие этого белка на более ранних этапах. Стимулирующее влияние, которое оказывает XRCC1 на активность большинства ферментов ЭРО, скорее всего, обусловлено влиянием на каталитические стадии за счет белок-белковых взаимодействий, а не улучшением комлексообразования этих ферментов с ДНК-интермедиатами.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Назаркина, Жанна Константиновна, 2007 год

1. Hoeijmakers J.P. Genome maintenance mechanisms for preventing cancer И Nature. 2001. V. 411. P. 366-374.

2. Wood R.D., Mitchell M., Sgouros J., Lindahl T. Human DNA repair genes II Science. 2001. V. 291. P. 1284-1289.

3. Schaerer O.D. Chemistry and biology of DNA repair II Angew. Chem. Int. Ed. 2003. V. 42. P. 2946-2974.

4. Lee В., Nguyen L.H., Barsky D., Femandes M., Wilson III D.M. Molecular interactions of human Exol with DNA II Nucleic Acids Res. 1999. V. 30. P. 942-949.

5. Lieber M.R. The FEN1 family of structure-specific nucleases in eukaryotic DNA replication, recombination and repair H Bioessays. 1997. V. 19. P. 233-240.

6. Harrington J.J., Lieber M.R. The characterization of a mammalian structure-specific endonuclease IIEMBO J. 1994. V. 13. P. 1235-1246.

7. Negritto M.C., Qiu J., Ratay D.O., Shen В., Bailis A.M. Novel function ofRad21 (FEN-1) in restricting short-sequence recombination II Mol. Cell Biol. 2001. V. 21. P. 23492358.

8. Wu X., Li J., Hsieh C., Burgers P.M.J., Lieber M.R. Processing of branched DNA intermediates by a complex of human FEN-1 and PCNA II Nucleic Acids Res. 1996. V. 24. P. 2036-2043.

9. Murante R.S., Rust L., Bambara R.A. Calf 5' to 3' exo/endonuclease must slide from a 5' end of the substrate to perform structure-specific cleavage II J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 30377-30383.

10. Allawi H.T., Kaiser M.W., Onufriev A.V., Ma W.P., Brogaard A.E., Case D.A., Neri B.P., Lyamichev V.I. Modeling of flap endonuclease interactions with DNA substrate II J. Mol. Biol. 2003. V. 328. P. 537-554.

11. Harrington J.J., Lieber M.R. DNA structural elements required for FEN-1 binding II J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 4503-4508.

12. Friedrich-Heineken E., Henneke G., Ferrari E., Hubscher U. The acetylatable lysines of human Fenl are important for endo- and exonuclease activities II J. Mol. Biol. 2003. V. 328. P. 73-84.

13. Storici F., Henneke G., Ferrari E., Gordenin D., Hubscher U., Resnick M. The flexible loop of human FEN1 endonuclease is required for flap cleavage during DNA replication and repair // EMBO J. 2002. V. 21. P. 5930-5942.

14. Kaiser M.W., Lyamicheva N„ Ma W., Miller C., Neri B., Fors L., Lyamichev V.I. A comparison of eubacterial and archaeal structure-specific 5'-exonucleases // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 21387-21394.

15. Kao H.I., Henricksen L.A., Liu Y., Bambara R.A. Cleavage specificity of Saccharomyces cerevisiae flap endonuclease 1 suggests a double-flap structure as the cellular substrate II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 14379-14389.

16. Xu Y., Grindley N.D., Joyce C.M. Coordination between the polymerase and 5'-nuclease components of DNA polymerase I of Escherichia coli II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 20949-20955.

17. Harrington C., Perrino F.W. The effects of cytosine arabinoside on RNA-primed DNA synthesis by DNA polymerase alpha-primase II J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 2666426669.

18. Zheng L., Zhou M., Chai Q., Parrish J., Xue D., Patrick S.M., Turchi J.J., Yannone S.M., Chen D., Shen B. Novel function of the flap endonuclease 1 complex in processing stalled DNA replication forks II EMBO reports. 2005. V. 6. P. 83-89.

19. Liu R., Qiu J., Finger L.D., Zheng L., Shen B. The DNA-protein interaction modes of FEN-1 with gap substrates and their implication in preventing duplication mutations II Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 1772-1784.

20. Sakurai S., Kitano K., Yamaguchi H., Hamada K., Okada K., Fukuda K., Uchida M., Ohtsuka E., Morioka H., Hakoshima T. Structural basis for recruitment of human flap endonuclease 1 to PCNAII EMBO J. 2005. V. 24. P. 683-693.

21. Hosfield D.J., Mol C.D., Shen B., Tainer J.A., Structure of the DNA repair and replication endonuclease and exonuclease FEN-1: coupling DNA and PCNA binding to FEN-1 activity // Cell. 1998. V. 95. P. 135-146.

22. Bornarth C.J., Ranalli T.A., Henrickesen L.A., Wahl A.F., Bambara R.A. Effect of flap modifications on human FEN1 cleavage II Biochemistry. 1999. V. 38. P. 13347-13354.

23. Hwang K.Y., Baek K., Kim H.Y., Cho Y. The crystal structure of flap endonuclease-1 from Methanococcus jannaschiill Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. P. 707-713.

24. Kim Y., Eom S.H., Wang J., Lee D.S., Suh S.W., Steitz T.A. Crystal structure of Thermus aquaticus DNA polymerase //Nature. 1995. V. 376. P. 612-616.

25. Mueser T.C., Nossal N.G., Hyde C.C. Structure of bacteriophage T4 RNase H, a 5' to 3' RNA-DNA and DNA-DNA exonuclease with sequence similarity to the RAD2 family of eukaryotic proteins II Cell. 1996. V. 85. P. 1101-1112.

26. Shen B., Nolan J.P., Sklar L.A., Park M.S. Functional analysis of point mutations in human flap endonuclease-1 active site //Nucleic Acids Res, 1997. V. 25. P. 3332-3338.

27. Shen B., Singh P., Liu R., Qiu J., Zheng L., Finger L.D., Alas S. Multiple but dissectible functions of FEN-1 nucleases in nucleic acid processing, genome stability and diseases II BioEssays. 2005. V. 27. P. 717-729.

28. Frank G., Qiu J., Somsouk M., Weng Y., Somsouk L., Nolan J.P., Shen B. Partial functional deficiency of E160D flap endonuclease-1 mutant in vitro and in vivo is due to defective cleavage of DNA substrates II J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 33064-33072.

29. Kim C-Y., Park M.S., Dyer R.B. Human flap endonuclease-1: Conformational Change upon binding to the flap DNA substrate and location of the Mg2+ binding site II Biochemistry. 2001. V. 40. P. 3208-3214.

30. Chapados B.R., Hosfeld D.J., Han S., Qiu J., Yelent B., Shen B. Tainer J.A. Structural basis for FEN-1 substrate specificity and PCNA-mediated activation in DNA replication and repair II Cell. 2004. V. 116. P. 39-50.

31. Friedrich-Heineken E., Hubscher U. The Fenl extrahelical 3'-flap pocket is conserved from archaea to human and regulates DNA substrate specificity II Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. 2520-2528.

32. Stucki M., Jonsson Z.O., Hubster U., In eukaryotic flap endonuclease 1, the C terminus is essential for substrate binding II J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 7843-7849.

33. Hasan S„ Stucki M., Hassa P.O., Imhof R., Gehrig P., Hunziker P., Hubscher U., Hottiger M.O. Regulation of human flap endonuclease-1 activity by acetylation through the transcriptional coactivatorp300 II Mol. Cell. 2001. V. 7. P. 1221-1231.

34. Tom S., Henricksen L.A., Bambara R.A. Mechanism whereby proliferating cell nuclear antigen (PCNA) stimulates endonuclease-1 II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 1049810505.

35. Li X., Li J., Harrington J., Lieber M.R., Burgers P.M. Lagging strand DNA synthesis at the eukaryotic replication fork involves binding and stimulation of FEN-1 by proliferating cell nuclear antigen II J. Biol. Chem. 1995. V. 270. P. 22109-22112.

36. Chen J.J., Chen S., Saha P., Dutta A. p21Cipl/Wafl disrupts the recruitment of human Fenl by proliferating-cell nuclear antigen into the DNA replication complex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 11597-11602.

37. Budd M.E., Campbell J.L. A yeast replicative helicase, Dna2 helicase, interacts with yeast FEN-1 nuclease in carrying out its essential function II Mol. Cell. Biol. 1997. V. 17. P. 2136-2142.

38. Brosh R.M.,Jr., Driscoll H.C., Dianov G.L., Sommers J.A. Biochemical characterization of the WRN-FEN-1 functional interaction II Biochemistry. 2002. V. 41. P. 12204-12216.

39. Sharma S., Sommers J.A., Wu L., Bohr V.A., Hickson I.D., Brosh R.M.Jr. Stimulation of flap endonuclease-1 by the Bloom's syndrome protein I I J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 9847-9856.

40. Wang W., Bambara R.A. Human Bloom protein stimulates flap endonuclease 1 activity by resolving DNA secondary structure II J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 5391-5399.

41. Biswas E.E., Zhu F.X., Biswas S.B. Stimulation of RTHl nuclease of yeast Saccharomyces cerevisiae by replication protein AII Biochemistry. 1997. V. 36. P. 59555962.

42. Bae S.H., Bae K.H., Kim J.A., Seo Y.S. RPA governs endonuclease switching during processing of Okazaki fragments in eukaryotes II Nature. 2001. V. 412. P. 456-461.

43. Kao H.I., Veeraraghavan J., Polaczek P., Campbell J.L., Bambara R.A. On the roles of Saccharomyces cerevisiae Dna2p and Flap endonuclease 1 in Okazaki fragment processing lU. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 15014-15024.

44. Dianova I., Bohr V.A., Dianov G.L. Interaction of human AP endonuclease 1 with flap endonuclease 1 and proliferating cell nuclear antigen involved in long-patch base excision repair II Biochemistry. 2001. V. 40. P. 12639-12644.

45. Ranalli T.A., Tom S., Bambara R.A. AP endonuclease 1 coordinates flap endonuclease 1 and DNA ligase I activity in long patch base excision repair II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 41715-41724.

46. Prasad R., Dianov G.L., Bohr V.A., Wilson S.H. FEN1 stimulation of DNA polimerase /? mediates an excision step in mammalian long patch base exision repair II J. Biol. Chem. 2000. V. 6. P. 4460-4466.

47. Liu Y., Beard W.A., Shock D.D., Prasad R., Hou E.W., Wilson S.H. DNA polymerase beta and flap endonuclease 1 enzymatic specificities sustain DNA synthesis for long patch base excision repair II J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 3665-3674.

48. Huggins C.F., Chafin D.R., Aoyagi S., Henricksen L.A., Bambara R.A., Hayes J.J. Flap endonuclease 1 efficiently cleaves base excision repair and DNA replication intermediates assembled into nucleosomes // Mol. Cell. 2002. V. 10. P. 1201-1211.

49. Henneke G., Koundrioukoff S., Hubscher U. Phosphorylation of human Fenl by cyclin-dependent kinase modulates its role in replication forkregulation II Oncogene. 2003. V. 22. P.4301-4313.

50. Parrish J.Z., Yang C.L., Shen B.H., Xue D. CRN-1, a Caenorhabditis elegans FEN-1 homologue, cooperates with CPS-6/EndoG to promote apoptotic DNA degradation II EMBO J. 2003. V. 22. P. 3451-3460.

51. Wang W., Brandt P., Rossi M.L., Lindsey-Boltz L., Podust V., Fanning E., Sancar A., Bambara R. A. The human Rad9-Radl-Husl checkpoint complex stimulates flap endonuclease 1II Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2004. V. 101. P. 16762-16767.

52. Kao H. I., Campbell J. L., Bambara R. A. Dna2p helicase/nuclease is a tracking protein, like FEN1, for flap cleavage during Okazakifragment maturation II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 50840-50849.

53. Parrish J., Li L., Klotz K., Ledwich D., Wang X., Xue D. Mitochondrial endonuclease G is important for apoptosis in C. elegans II Nature. 2001. V. 412. P. 90-94,

54. Parrish J. Z., Xue D. Functional genomic analysis of apoptotic DNA degradation in C. elegans II Mol. Cell. 2003. V. 11. P. 987-996.

55. Gary R., Kim K., Cornelius H.L., Park M.S., Matsumoto Y. Proliferating cell nuclear antigen facilitates excision in long-patch base excision repair II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 4354-4363.

56. Gomes X.V., Burgers P.M. Two modes of FEN1 binding to PCNA regulated by DNA II EMBO J. 2000. V. 19. P. 381138-381121.

57. Wold M.S. Replication protein A: a heterotrimeric, single-stranded DNA-bindingprotein requiredfor eukaryotic DNA metabolism II Annu. Rev. Biochem. 1997. V. 66. P. 61-92.

58. Binz S.K., Lao Y., Lowry D.F., Wold M.S. The phosphorylation domain of the 32-kDa submit of replication protein A (RPA) modulates RPA-DNA interactions. Evidence for an intersubunit interaction II J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 35584-35591.

59. Blackwell L.J., Borowiec J.A., Mastrangelo I.A. Single-stranded-DNA binding alters human replication protein A structure and facilitates interaction with DNA dependent protein kinase II Mol. Cell. Biol. 1997. V. 16. P. 4798-4807.

60. DeMott M.S., Zigman S., Bambara R.A. Replication protein A stimulates long patch DNA base excision repair Hi. Biol. Chem. 1998 V. 42. P. 27492-27498.

61. Dianov G.L., Bente R.J., Kenny M.K., Bohr V.A. Replication protein A stimulates proliferating cell nuclear antigen-dependent repair of abasic sites in DNA by human cell extracts II Biochemistry. 1999. V. 38. P. 11021-11025.

62. Lin Y., Guzman C.E., McKinney M.C., Nair S.K., Ha T., Cann I.K.O. Methanosarcina acetivorans Flap Endonuclease I Activity Is Inhibited by a Cognate Single-Stranded-DNA-Binding Protein l/J. Bacteriol. 2006. V. 188. P. 6153-6167.

63. Nakayama H. RecQ family helicases: roles as tumor suppressor proteins II Oncogene. 2002. V. 21. P. 9008-9021.

64. Vallen E.A., Cross F.R. Mutations in RAD27 define a potential link between GI cyclins and DNA replication 11 Mol. Cell.Biol. 1995. V. 15. P. 4291-4302.

65. Otto C.J., Almqvist E., Hayden M.R., Andrew S.E. The "flap" endonuclease gene FEN1 is excluded as a candidate gene implicated in the CAG repeat expansion underlying Huntington disease II Clin. Genet. 2001. V. 59. P. 122-127.

66. Warbrick E., Coates P.J., Hall P.A. FenI expression: a novel marker for cell proliferation II J. Pathol. 1998. V. 186. P. 319-324.

67. Kim I., Lee M., Lee I., Shin S., Lee S. Gene expression of flap endonuclease-1 during cell proliferation and differentiation II Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1496. P. 333340.

68. Rumbaugh J. A., Henricksen L.A., DeMott M.S., Bambara R.A. Cleavage of substrates with mismatched nucleotides by flap endonuclease-1II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 14602-14608.

69. Ayyagari R., Gomes X.V., Gordenin D.A., Burgers P.M. Okazaki fragment maturation in yeast. I. Distribution of functions between FENI AND DNA2 II J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P.1618-1625.

70. Rossi M.L., Bambara R.A. Reconstituted Okazaki fragment processing indicates two pathways of primer removal II J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 26051-26061.

71. Budd M. E., Choe W., Campbell J. L. The nuclease activity of the yeast DNA2 protein, which is related to the RecB-like nucleases, is essential in vivo 11 J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 16518 16529.

72. Lee K.H., Kim D.W., Bae S.H. Kim J.A. Ryu G.H., Kwon Y.N., Kim K.A., Koo H.S., Seo Y.S. The endonuclease activity of the yeast Dna2 enzyme is essential in vivo II Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 2873-2881.

73. Bae S.H., Seo Y.S. Characterization of the enzymatic properties of the yeast dna2 Helicase/endonuclease suggests a new model for Okazaki fragment processing II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 38022-38031.

74. Rossi M.L., Purohit V., Brandt P.D., Bambara R.A. Lagging strand replication proteins in genome stability and DNA repair I I Chem. Rev. 2006. V. 106. P. 453-473.

75. Hickson I.D. RecQ helicases: caretakers of the genome II Nat. Rev. Cancer. 2003. V. 3. P. 169-178.91.0presko P.L., Cheng W.H., Bohr V.A. Junction of RecQ helicase biochemistry and human disease II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 18099-18102.

76. Henricksen L.A., Tom S., Liu Y., Bambara R.A. Ingibition offlap endonuclease 1 by flap secondary structure and relevance to repit sequence expansion II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 16420-16427.

77. Liu Y., Zhang H„ Veeraraghavan J., Bambara R.A., Freudenreich C.H. Saccharomyces cerevisiae flap endonuclease 1 uses flap equilibration to maintain triplet repeat stability II Mol. Cell Biol. 2004. V. 24. P. 4049-4064.

78. Yoon J.H., Swiderski P.M., Kaplan B.E., Takao M., Yasui A., Shen B„ Pfeifer G.P. Processing of UV damage in vitro by FEN-1 proteins as part of an alternative DNA excision repair pathway II Biochemistry. 1999. V. 38. P. 4809-4817.

79. Aboussekhra A., Wood R.D. Repair of UV-damaged DNA by mammalian cells and Saccharomyces cerevisiae II Curr. Opin. Genet. Dev. 1994. V. 4. P. 212-220.

80. Tseng H-M., Tomkinson A.E. Processing and joining of DNA ends coordinated by interactions among DnWLifl, Pol4, andFEN-1 III Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 4758047588.

81. Wu X., Wilson T.E., Lieber M.R. A role for FEN-1 in nonhomologous DNA end joining: the order of strand annealing and nucleolytic processing events II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 1303-1308.

82. Critchlow S.E., Jackson S.P. DNA end-joining: from yeast to man // Trends Biochem. Sci. 1998. V. 23. P. 394-398.

83. Wilson III D.M., Thompson L.H. Life without DNA repair II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 12754-12757.

84. Klungland A., Lindahl T. Second pathway for completion of human DNA base excision-repair: reconstitution with purified proteins and requirement for DNase IV (FEN1) IIEMBO J. 1997. V. 16. P. 3341-3348.

85. Frosina G., Fortini P., Rossi O., Carrozzino F., Raspaglio G., Two pathways for base excision repair in mammalian cells II J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 9573-9578.

86. Kim K., Biade S., Matsumoto Y. Involvement of flap endonuclease I in base excision DNA repair Hi. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 8842-8848.

87. Stucki M., Pascucci B., Parlanti E., Fortini P., Wilson S.H., Hubscher U., Dogliotti E. Mammalian base excision repair by DNA polymerases delta and epsilon II Oncogene. 1998. V. 17. P. 835-843.

88. Tom S., Ranalli T.A., Podust V.N., Bambara R.A. Regulatory roles of p21 and apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 in base excision repair II J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 48781-48789.

89. Lavrik O.I., Prasad R., Sobol R.W., Horton J.K., Ackerman E.J., Wilson S.H. Photoaffinity labeling of mouse fibroblast enzymes by a base excision repair intermediate // J. Biol. Chem. 2001. V. 27. P. 25541-25548.

90. Dianov G.L., Prasad R., Wilson S.H., Bohr V.A. Role of DNA polymerase beta in the excision step of long patch mammalian base excision repair II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 13741-13743.

91. Prasad R., Lavrik O.I., Kim S.J., Kedar P., Yang X.P., Vande Berg B.J., Wilson S.H. DNA polimerase /?-mediated long patch base exision repair II J. Biol. Chem. 2001. V.35.P. 32411-32414.

92. Суханова M.B., Ходырева C.H., Лаврик О.И. Влияние поли(АБР-рибозо)-полимеразы-1 и ее апоптотического фрагмента 24 кДа на репарацию ДНК-дуплексов в ядерном экстракте из семенников крупного рогатого скота II Биохимия. 2006. V. 71. Р. 909-923.

93. Thompson L.H., Brookman K.W., Jones N.J., Allen S.A., Carrano A.V. Molecular cloning of the human XRCC1 gene, which corrects defective DNA strand break repair and sister chromatid exchange II Mol. Cell. Biol. 1990. V. 10. P. 61606171.

94. Kubota Y., Nash R.A., Klungland A., Schar P., Barnes D.E., Lindahl T. Reconstitution of DNA base excision-repair with purified human proteins: interaction between DNA polymerase beta and the XRCC1 protein IIEMBO J. 1996. V. 15. P. 66626670.

95. Tebbs R.S., Flannery M.L., Meneses J.J., Hartmann A., Tucker J.D., Thompson L.H., Cleaver J.E., Pedersen R.A. Requirement for the Xrccl DNA base excision repair gene during early mouse development 11 Dev. Biol. 1999. V. 208. P. 513-529.

96. Caldecott K.W. XRCC1 and DNA strand break repair И DNA Repair. 2003. V. 18. P. 955-969.

97. Dillehay L.E., Thompson L.H., Carrano A.V. DNAstrand breaks associated with halogenatedpyrimidine incorporation II Mutat. Res. 1984. V. 131. P. 129-136.

98. Petermann E., Keil C., Oei S.L. Roles of DNA ligase III andXRCCl in regulating the switch between short patch and long patch BERII DNA Repair. 2006. V. 5.544-555.

99. Grlickova-Duzevik E., Wise S.S., Munroe R.C., Thompson W.D., Wise J.P. Sr. XRCC1 protects against particulate chromate-induced chromosome damage and cytotoxicity in Chinese hamster ovary cells II Toxicol. Sci. 2006. V. 92. P. 96-102.

100. Thompson L.H., West M.G. XRCCl keeps DNA from getting stranded II Mutation Res. 2000. V. 459. P. 1-18.

101. Zhou Z.Q., Walter C.A. Expression of the DNA repair gene XRCCl in baboon tissues // Mutat. Res. 1995. V. 348.111-116.

102. Walter C.A., Lu J., Bhakta M., Zhou Z.-Q., Thompson L.H., McCarrey J.R. Testis and somatic Xrcc-1 DNA repair gene expression II Somatic Cell Mol. Genet. 1994. V. 20. P. 451-461.

103. Yoo H., Li L., Sacks P.G., Thompson L.H., Becker F.F., Chan J.Y. Alterations in expression and structure of the DNA repair gene XRCCl II Biochem. Biophys. Res. Commun. 1992. V. 186. 900-910.

104. Shung B., Miyakoshi J., Takebe H. X-ray-induced transcriptional activation of c-myc and XRCCl genes in ataxia telangiectasia cells II Mutat. Res. 1994. V. 307. P. 4351.

105. Mani R.S., Karimi-Busheri F., Fanta M., Caldecott K.W., Cass C.E., Weinfeld M. Biophysical characterization of human XRCCl and its binding to damaged and undamaged DNA II Biochemistry. 2004. V. 43. P. 16505-16514.

106. Caldecott K.W, Tucker J.D., Stanker L.H., Thompson L.H. Characterization of the XRCCl-DNA ligase 111 complex in vitro and its absence from mutant hamster cells 11 Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4836-4843.

107. Taylor R.M., Moore D.J., Whitehouse J., Johnson P., Caldecott K.W. A cell cycle-specific requirement for the XRCC1 BRCTII domain during mammalian DNA strand break repair//MoL Cell. Biol. 2000. V. 20. P. 735-740.

108. Zhang X., Morera S., Bates P.A., Whitehead P.C., Coffer A.I., Hainbucher K., Nash R.A., Sternberg M.J., Lindahl T., Freemont P.S. Structure of an XRCC1 BRCT domain: a new protein-protein interaction module II EMBO J. 1998. V. 17. P. 64046411.

109. Beernink P.T., Hwang M., Ramirez M., Murphy M.B., Doyle S.A., Thelen M.P. Specificity ofprotein interactions mediated by BRCT domains of the XRCC1 DNA repair protein II J. Biol. Chem. 2005. V. 280. P. 30206-30213.

110. Marintchev A., Mullen M.A., Maciejewski M.W., Pan B., Gryk M.R., Mullen G.P. Solution structure of the single-strand break repair protein XRCC1 N-terminal domain IINat. Struct. Biol. 1999. V. 6. P. 884-893.

111. Sawaya M.R., Prasad R., Wilson S.H., Kraut J., Pelletier H. Crystal structures of DNA polymerase /? complexed with gapped and nicked DNA: evidence for an induced fit mechanism II Biochemistry. 1997. V. 36. P. 11205-11215.

112. Wong H.K., Kim D., Hogue B.A., McNeill D.R., Wilson D.M. 3rd. DNA damage levels and biochemical repair capacities associated with XRCC1 deficiency II Biochemistry. 2005. V. 44. P. 14335-14343.

113. Koonin E. V., Altschul S.F., Bork P. BRCA1 protein products: functional motifs. Nature Genet. 1996. V. 13. P. 266-268.

114. Nash R.A., Caldecott K.W., Barnes D.E., Lindahl T. XRCC1 protein interacts with one of two distinct forms of DNA ligase III II Biochemistry. 1997. V. 36. P. 52075211.

115. Yamane K., Katayama E., Tsuruo T. The BRCT Regions of Tumor Suppressor BRCA1 and ofXRCCl Show DNA End Binding Activity with a Multimerizing Feature II Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. V. 279. P. 678-684.

116. Ladiges W., Wiley J., MacAuley A. Polymorphisms in the DNA repair gene XRCC1 and age-related disease. Mech. Ageing Dev. 2003. V. 124. P. 27-32.

117. Ladiges W.C. Mouse models of XRCC1 DNA repair polymorphisms and cancer II Oncogene. 2006. V. 25. P. 1612-1619.

118. Taylor R.M., Thistlethwaite A., Caldecott K.W. Central Role for the XRCC1 BRCTI Domain in Mammalian DNA Single-Strand Break Repair II Mol. Cell. Biol. 2002. V. 22. P. 2556-2563.

119. Pleschke J.M., Kleczkowska H.E., Strohm M., Althaus F.R. Poly(ADP-ribose) binds to specific domains in DNA damage checkpoint proteins I I J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 40974-40980.

120. Kubota Y., Horiuchi S. Independent roles of XRCC1 's two BRCT motifs in recovery from methylation damage II DNA Repair. 2003. V. 2. P. 407-415.

121. Fan J., Otterlei M., Wong H.K., Tomkinson A.E., Wilson D.M. 3rd. XRCC1 co-localizes and physically interacts with PCNA II Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. 21932201.

122. Heale J.T., Ball A.R. Jr., Schmiesing J.A., Kim J.S., Kong X., Zhou S., Hudson D.F., Earnshaw W.C., Yokomori K. Condensin I interacts with the PARP-1-XRCC1 complex and functions in DNA single-strand break repair II Mol. Cell. 2006. V. 21. P. 837-848.

123. Campalans A., Marsin S., Nakabeppu Y., O'connor T.R., Boiteux S., Radicella J.P. XRCC1 interactions with multiple DNA glycosylases: a model for its recruitment to base excision repair II DNA Repair. 2005. V. 4. P. 826-835.

124. Vidal A.E., Boiteux S., Hickson I.D., Radiceila J.P. XRCC1 coordinates the initial and late stages of DNA abasic site repair through protein-protein interactions H EMBO J. 2001. V. 2. P. 6530-6539.

125. Iftner T., Elbel M., Schopp B., Hiller T., Loizou J.I., Caldecott K.W., Stubenrauch F. Interference of papillomavirus E6 protein with single-strand break repair by interaction withXRCCl //EMBO J. 2002. V. 21. P. 4741-4748.

126. Barrows L.R., Holden J.A., Anderson M., D'Arpa P. The CHO XRCC1 mutant, EM9, deficient in DNA ligase III activity, exhibits hypersensitivity to camptothecin independent of DNA replication II Mutat. Res. 1998. V. 408. P. 103-110.

127. Plo I, Liao Z-Y, Barcelö J.M., Kohlhagen G., Caldecott K.W., Weinfeld M., Pommier Y. Association ofXRCCl and tyrosyl DNA phosphodiesterase (Tdpl) for the repair of topoisomerase I-mediated DNA lesions II DNA Repair. 2003. V. 2. P. 10871100.

128. Loizou J.I., El-Khamisy S.F., ZIatanou S.F., Moore A., Chan D.J., Qin D.W., Sarno J., Meggio S.F., Pinna L.A., Caldecott K.W. The protein kinase CK2 facilitates repair of chromosomal DNA single-strand breaks II Cell. 2004. V. 117. P. 17-28.

129. Ahel I., Rass U., El-Khamisy S.F., Katyal S., Clements P.M., McKinnon P.J., Caldecott K.W., West S.C. The neurodegenerative disease protein aprataxin resolves abortive DNA ligation intermediates // Nature. 2006. V. 443. P. 713-716.

130. Date H., Igarashi S., Sano Y., Takahashi T., Takahashi T., Takano H., Tsuji S., Nishizawa M., Onodera O. The FHA domain of aprataxin interacts with the C-terminal region ofXRCCl II Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. V. 325. P. 1279-1285.

131. Levy N., Martz A., Bresson A., Spenlehauer C., de Murcia G., Menissier-de Murcia J. XRCC1 is phosphorylated by DNA-dependent protein kinase in response to DNA damage //Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 32-41.

132. EI-Khamisy S.F., Masutani M., Suzuki H., Caldecott K.W. A requirement for PARP-1 for the assembly or stability of XRCC1 nuclear foci at sites of oxidative DNA damage // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 5526-5533.

133. Keil C., Grobe T., Oei S.L. MNNG-induced Cell Death Is Controlled by Interactions between PARP-1, Poly(ADP-ribose) Glycohydrolase, andXRCC1 III. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 34394-34405.

134. Shieh W.M., Ame J.C., Wilson M.V., Wang Z.Q., Koh D.W., Jacobson M.K., Jacobson E.L. Poly(ADP-ribose) polymerase null mouse cells synthesize ADP-ribose polymers II J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 30069-30072.

135. Lindahl T. Instability and decay of the primary structure of DNA // Nature. 1993. V. 362. P. 709-715.

136. Caldecott K.W. Mammalian single-strand break repair: Mechanisms and links with chromatin II DNA Repair. 2007. V. 6. P. 443-453.

137. Okano S., Lan L., Caldecott K.W., Mori T., Yasui A. Spatial and Temporal Cellular Responses to Single-Strand Breaks in Human Cells II Mol. Cell. Biol. 2003. V. 23. P. 3974-3981.

138. Matsumoto Y., Kim K. Excision of deoxyribose phosphate residues by DNA polymerase beta during DNA repair II Science. 1995. V. 269.699-702.

139. Klungland A., Hoss M., Gunz D., Constantinou A., Clarkson S.G., Doetsch P.W., Bolton P.H., Wood R.D., Lindahl T. Base excision repair of oxidative DNA damage activated byXPGprotein // Mol. Cell. 1999. V. 3. P. 33-42.

140. Rasouli-Nia A., Karimi-Busheri F., Weinfeld M. Stable down-regulation of human polynucleotide kinase enhances spontaneous mutation frequency and sensitizes cells to genotoxic agents II Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2004. V. 101. P. 6905-6910.

141. Parsons J.L., Dianova I.I., Dianov G.L. APE1 is the major 3'-phosphoglycolate activity in human cell extracts II Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. P. 3531-3536.

142. Parsons J.L., Dianova I.I., Allinson S.L., Dianov G.L. DNA Polymerase /? Promotes Recruitment of DNA Ligase IIIR-XRCC1 to Sites of Base Excision Repair II Biochemistry. 2005. V. 44. P. 10613-10619.

143. Dianova I.I., Sleeth K.M., Allinson S.L., Parsons J.L., Breslin C., Caldecott K.W., Dianov G.L. XRCC1-DNA polymerase beta interaction is required for efficient base excision repair II Nucleic Acids Res. 2004. V. 32.2550-2555.

144. Brem R., Hall J. XRCC1 is required for DNA single-strand break repair in human cells //Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. 2512-2520.

145. Trucco C., Oliver F.J., De Murcia G., Menissier-de Murcia J. DNA repair defect in poly(ADP-ribose) polymerase-deficient cell lines II Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 2644-2649.

146. Lindahl Т., Satoh M.S., Poirier G.G., Klungland A. Post-translational modification of poly(ADP-ribose) polymerase induced by DNA strand breaks II Trends Biochem. Sci. 1995. V. 20. P. 405-411.

147. Caldecott K.W., McKeown C.K., Tucker J.D., Ljungquist S., Thompson L.H. An interaction between the mammalian DNA repair protein XRCC1 and DNA ligase III II Mol. Cell. Biol. 1994. V. 14. P. 68-76.

148. Stoehlmacher J., Ghaderi V., Iobal S., Groshen S., Tsao-Wei D., Park D., Lenz H.J. A polymorphism of the XRCC1 gene predicts for response to platinum based treatment in advanced colorectal cancer II Anticancer Res. 2001. V. 21. P. 3075-3079.

149. Takanami Т., Nakamura J., Kubota Y., Horiuchi S. The Arg280His polymorphism in X-ray repair cross-complementing gene 1 impairs DNA repair ability II Mutat. Res. 2005. V. 582. P. 135-145.

150. Bhattacharyya N., Baneijee S. A Novel Role ofXRCC1 in the Functions of a DNA Polymerase /? Variant II Biochemistry. 2001. V. 40. P. 9005-9013.

151. Henricksen L.A., Umbricht C.B., Wold M.S. Recombinant replication protein A: expression, complex formation, andfunctional characterization 11 J. Biol. Chem. 1994. P. 269. P.11121-11132.

152. Lebedeva N.A., Khodyreva S.N., Favre A., Lavrik O.I. АР endonuclease 1 has no biologically significant 3'-5'-exonuclease activity // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. V. 300. P. 182-187.

153. Суханова M.B., Ходырева C.H., Лаврик О.И. Поли^ррибоза)полимераза 1 ингибирует синтез ДНК с вытеснением цепи, катализируемый ДНК-полимеразой р II Биохимия. 2004. Т. 69. С. 686-698.

154. Audebert М., Radicella J. P., Dizdaroglu M. Effect of single mutations in the OGG1 gene found in human tumors on the substrate specificity of the Oggl protein II Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 2672-2678.

155. Nazarkina Z.K., Khodyreva S.N., Marsin S., Lavrik O.I., Radicella J.P., XRCC1 interactions with base excision repair DNA intermediates И DNA Repair. 2007. V. 6. P. 254-264.

156. Biade S., Sobol R.W., Wilson S.H., Matsumoto Y., Impairment of proliferating cell nuclear antigen-dependent apurinic/apyrimidinic site repair on linear DNA //J. Biol. Chem., 1998, V. 273, P. 898-902.

157. Скоупс P. Методы очистки белков // М.: Мир. 1985. С. 342.

158. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage 7¥//Nature. 1970. V. 277. P. 680-685.

159. Marintchev A., Robertson A., Dimitriadis E.K., Prasad R., Wilson S.H., Mullen G.P. Domain specific interaction in the XRCC1-DNA polymerase beta complex II Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 2049-2059.

160. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis Т., Molecular Cloning: A Laboratory Manual //N. Y.: 2nd End. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor. 1989.

161. Maxam A.M., Gilbert W. Sequencing end-labeled DNA with base-specific chemical cleavages I/ Methods in Enzymology, Academic Press, New York-London. 1980. V. 65. P. 499-560.

162. Коробко В.Г., Грачев C.A. Определение пуклеотидпой последовательности в ДНК модифицированным химическим методом И Биоорган, химия, 1977. Т. 3. С. 1420-1422.

163. Persinger J., Bartolomew В. Mapping the contacts of yeast TFIIIB and RNA polymerase III at various distances from the major groove of DNA by DNA photoaffinity labeling113. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 33039-33046.

164. Doronin S.V., Dobrikov M.I., Lavrik O.I. Photolabeling of DNA polymerase a DNA primase complex based on catalytic competence of a dNTP reactive analog I IFEBS Lett. 1992. V. 313. P. 31-33.

165. Khodyreva S.N., Lavrik O.I. Photoaffinity Labeling Technique for Studying DNA Replication and DNA Repair II Curr. Med. Chem. 2005. V. 12. P. 641-655.

166. Хлиманков Д.Ю., Речкунова Н.И., Колпащиков Д.М., Ходырева С.Н., Лаврик О.И. Аффинная модификация флэпэндонуклеазы FEN-1 фотореащионпоспособпыми ДНК И Биохимия. 2001. Т. 66. С, 905-912.

167. Winshell J., Champoux J.J. Structural alterations in the DNA ahead of the primer terminus during displacement synthesis by reverse transcriptases II J. Mol. Biol. 2001. V. 306. P. 931-943.

168. Пестряков П.Е., Красикова Ю.С., Петрусева И.О, Ходырева С.Н., Лаврик О.И. Роль субъединицы р14 репликативного белка А в процессе связывания с одноцепочечной ДНК II Докл. АН. 2007. Т. 412. С. 118-122.

169. Chagovetz A.M., Sweasy J.B., Preston B.D. Increased activity and fidelity of DNA polymerase beta on single-nucleotide gapped DNA II J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 27501-27504.

170. Dantzer F., de la Rubia G., Menissier-de Murcia J., Hostomsky Z., de Mursia G., Schreiber V. Base excision repair is impaired in mammalian cells lacking poly(ADP-ribose)polymerase-l //Biochemistry. 2000. V. 39. P. 7559-7569.

171. Vodenicharov M.D., Sallmann F.R., Satoh M.S., Poirier G.G. Base excision repair is efficient in cells lacking poly(ADP-ribose) polymerase 11 I Nucleic Acids Res.2000. V. 28. P. 3887-3896.

172. Захаренко А. Д., Колпащиков Д. M., Ходырева С. Н., Лаврик О. И., Менендес-Ариас Л. Исследование dNTP-связывающего участка обратной транскриптазы ВИЧ-1 с помощью фотореакционноспособных аналогов dNTP И Биохимия. 2001. Т. 66. С. 1227-1237.

173. Huang К., Tidyman W.E., Le K-U.T., Kirsten E., Kun E., Ordahl C.P. Analysis of nucleotide sequence-dependent DNA binding of poly(ADP-ribose)polymerase in a purified system И Biochemistry. 2004. V. 43. P. 217-223.

174. Cameron V., Uhlenbeck O.C. З'-Phosphatase activity in T4polynucleotide kinase //Biochemistry. 1977. V. 16. P. 5120-5126.

175. Erzberger J., Wilson D. III. The Role of Mg2+ and Specific Amino Acid Residues in the Catalytic Reaction of the Major Human Abasic Endonuclease: New Insights from

176. EDTA-resistant Incision of Acyclic Abasic Site Analogs and Site-directed Mutagenesis И J. Mol. Biol. 1999. V. 290. P. 447-457.

177. Pyshnaya I.A., Pyshnyi D.V., Lomzov A.A., Zarytova V.F., Ivanova E.M. The influence of the non-nucleotide insert on the hybridization properties of oligonucleotides //Nucleosides, nucleotides and nucleic acids. 2004. V, 23. P. 1065-1071.

178. Sukhanova M., Khodyreva S., Lavrik 0. Suppression of base excision repair reactions by apoptotic 24kDa-fragment of poly(ADP-ribose) polymerase 1 in bovine testis nuclear extract 11DNA Repair. 2007. V. 6. P. 615-625.

179. Chou K.-M., Cheng Y.-C. An exonucleolitic activity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease on 3 '-mispaired DNA II Nature. 2002. V. 415. P. 655-659.

180. Wilson D.M. III. Properties of and substrate determinants for the exonuclease activity of human apurinic endonuclease Apel II J. Mol. Biol. 2003. V. 330, P. 10271037.

181. Wong D., DeMott M.S., Demple B. Modulation of the 3'-5' exonuclease activity of human apurinic endonuclease (apel) by its 5' incised abasic DNA product II J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 36242-36249.

182. Dynan V.S., Yoo S. Interaction of Ku protein and DNA-dependent protein kinase catalytic subunit with nucleic acids //Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 1551-1559.

183. Downs J.A., Jackson S.P. A means to a DNA end: the many roles of Ku II Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2004. V. 5. P. 367-378.

184. Dip R., Naegeli H. Binding of the DNA-dependent protein kinase catalytic subunit to Holliday junctions // Biochem. J. 2004. V. 381. V. 165-174.

185. Yoo S., Dynan W.S. Geometry of a complex formed by double strand break repair proteins at a single DNA end: recruitment of DNA-PKcs induces inward translocation of Ku protein II Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 4679-4686.

186. Blier P.R., Griffith A.J., Craft J., Hardin J.A. Binding of Ku protein to DNA. Measurement of affinity for ends and demonstration of binding to nicks II J. Biol. Chem. 1993. V. 268.7594-7601.

187. Bliss T.M., Lane D.P. Ku selectively transfers between DNA molecules with homologous ends //J. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 5765-5773.

188. Wilson S.H., Kunkel T.A. Passing the baton in base excision repair // Nat. Struct. Biol. 2000. V. 7. P. 176-178.

189. Bruner S.D., Norman D.P.G., Verdine G.L. Structural basis for recognition and repair of the endogenous mutagen 8-oxoguanine in DNA 11 Nature. 2000. V. 403. P. 859866.

190. Zharkov D.O., Rosenquist T.A., Gerchman S.E., Grollman A.P. Substrate specificity and reaction mechanism of murine 8-oxoguanine-DNA glycosylase II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 28607-28617.

191. Prasad R., Beard W.A., Strauss P.R., Wilson S.H. Human DNA polymerase beta deoxyribose phosphate lyase. Substrate specificity and catalytic mechanism // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 15263-15270.

192. Bennet R.A.O., Wilson D.M. Ill, Wong D., Demple B. Interaction of human apurinic endonuclease and DNA polymerase beta in the base excision repair pathway II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 7166-7169.

193. Piersen C.E., McCullough A.K., Lloyd R.S. AP lyases and dRPases: commonality of mechanism И Mutation Res. 2000. V. 459. P. 43-53.

194. Zharkov D.O., Grollman A.P. MutY DNA glycosylase: base release and intermediate complexfor motion 11 Biochemistry. 1998. V. 37. P. 12384-12394.

195. Haracska L., Prakash L., Prakash S. A mechanism for the exclusion of low-fidelity human Y-family DNA polymerases from base excision repair И Genes Dev. 2003. V. 17. P. 2777-2785.

196. Pinz K.G., Bogenhagen D.F. Characterization of a catalytically slow AP lyase activity in DNA polymerase gamma and other family A DNA polymerases II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 12509-12514.

197. Hegde V., Wang M., Deutsch W.A. Human ribosomal protein S3 interacts with DNA base excision repair proteins hAPE/Ref-1 and hOGGl II Biochemistry. 2004. V. 43. P. 14211-14217.

198. Postel E.H., Abramczyk B.M., Levit M.N., Kyin S. Catalysis of DNA cleavage and nucleoside triphosphate synthesis by NM23-H2/NDP kinase share an active site that implies a DNA repair function II Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2000. V. 97. P. 1419414199.

199. Левина E., Бавыкин С., Шик В., Мирзабеков А. Взаимодействие гистопов ст

200. ДНК в хроматине. Новый метод ковалентного связывания гистопов с ДНК, удобный для их локализации на ДНК II Биохимия. 1980. Т. 45. С.

201. Nash Н.М., Lu R., Lane W.S., Verdine G.L. The critical active-site amine of the human 8-oxoguanine DNA glycosylase, hOggl: direct identification, ablation and chemical reconstitution II Chem. Biol. 1997. V. 4. P. 693-702.

202. Boiteux S., Guillet M. Abasie sites in DNA: repair and biological consequences in Saccharomyces cerevisiae II DNA Repair. 2004. V. 3. P. 1-12.

203. Vidal A.E., Hickson I.D., Boiteux S., Radicella J.P. Mechanism of stimulation of the DNA glycosylase activity ofhOGGl by the major human AP endonuclease: bypass of the AP lyase activity step И Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 1285-1292.

204. Masuda Y., Bennett R.A., Demple B. Rapid dissociation of human apurinic endonuclease (Apel) from incised DNA induced by magnesium II J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 30360-30365.

205. Masuda Y., Bennett R.A., Demple B. Dynamics of the interaction of human apurinic endonuclease (Apel) with its substrate and product II J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 30352-30359.

206. Cantoni O., Murray D., Meyn R.E. Induction and repair of DNA single-strand breaks in EM9 mutant CHO cells treated with hydrogen peroxide II Chem. Biol. Interact. 1987. V. 63. P. 29-38.

207. Christie N.T., Cantoni O., Evans R.M., Meyn R.E., Costa M. Use of mammalian DNA repair-deficient mutants to assess the effects of toxic metal compounds on DNA 11 Biochem. Pharmacol. 1984. V. 33. P. 1661-1670.

208. Churchill M.E., Peak J.G., Peak M.J. Correlation between cell survival and DNA single-strand break repair proficiency in the Chinese hamster ovary cell lines AA8 and

209. EM9 irradiated with 365-nm ultravioIet-A radiation II Photochem. Photobiol. 1991. V. 53. P. 229-236.

210. Dominguez I., Daza P., Natarajan A.T., Cortes F. A high yield of translocations parallels the high yield of sister chromatid exchanges in the CHO mutant EM9 II Mutation Res. 1998. V. 398. P. 67-73.