Создание аналогов субстратов системы эксцизионной репарации нуклеотидов и анализ их взаимодействия с белками клеточных экстрактов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Евдокимов, Алексей Николаевич

• Евдокимов, Алексей Николаевич
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Евдокимов, Алексей Николаевич

ОГЛАВЛЕНИЕ

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Молекулярные механизмы действия системы ЫЕЯ

1.1. Узнавание повреждения

1.2. Проверка повреждения и сборка готового к удалению поврежденного участка комплекса

1.3. Удаление из ДНК фрагмента, содержащего повреждение

1.4. Репаративный синтез

2. Основные типы повреждений, репарируемых системой ЖЯ и модификации,

используемые для создания модельных ДНК

2.1. Продукты УФ-облучения

2.2.Продукты воздействия химических загрязнителей окружающей среды

2.3. Продукты воздействия на ДНК компонентов лекарственных препаратов

2.4. Синтетические аналоги повреждений

3. Модельные ДНК, применяемые для исследования механизма нуклеотидной эксцизионной репарации

3.1. Кольцевые ДНК с множественными повреждениями

3.2. Кольцевые ДНК с повреждением в заданной позиции цепи

3.3. Линейные ДНК с повреждением в заданной позиции цепи

3.4. ДНК-аналоги субстратов N.ЕЯ как зонды для аффинной модификации

3.5. Модельные ДНК и измерение эксцизионной активности системы АГЕЯ

4. Заключение

МАТЕРИАЛЫ, ИСПОЛЬЗОВАННЫЕ В РАБОТЕ

МЕТОДЫ, ИСПОЛЬЗОВАННЫЕ В РАБОТЕ

1. Культивирование клеток НеЬа

2. Получение КЕЯ-компетентных клеточных экстрактов

3. Электрофорез в полиакриламидном геле

3.1. Гель-электрофорез в неденатурирующих условиях

3.2. Гель-электрофорез в денатурирующих условиях

4. Получение 137-звенных ДНК-дуплексов, содержащих модифицированный нуклеотид

4.1 Получение немодифицированной цепи ДНК длиной 137 п.н

4.2. Получение модифицированного дуплекса

4.3. Формирование модельных ДНК структур

4.4. Выделение модифицированного дуплекса

5. Фотоаффинная модификация белков с использованием Бар-оС-ДИК

6. Определение эффективности удаления модифицированного участка ДНК

6.1. Метод прямой детекции продуктов специфической эксцизии

6.2. Метод достройки продуктов специфической эксцизии с использованием а-[32Р]-(ШТР

7. Определение констант диссоциации комплекса ХРС-НЯ23в с ДНК

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Поиск эффективных субстратов N£11

1.1. Синтез серии протяженных ДНК, содержащих объемные аддукты

1.2. Оценка субстратных свойств полученных модельных ДНК

1.3. Оптимизация метода детекции эксцизионной активности АШЯ

1.4. Доказательства специфичности метода детекции эксцизионной активности ИЕЯ

1.5. Оценка чувствительности метода

2. Анализ свойств модельных ДНК

2.1. Определение температуры плавления модельных ДНК

2.2. Угол изгиба ДНК в районе повреждения

2.3. Эффективность взаимодействия модельных ДНК с ХРС-НЯ23В

2.4. Моделирование молекулярной динамики модельных ДНК

3. Применение модельных ДНК

3.1. Фундаментальные аспекты применения модельных ДНК

3.1.1. Фотоаффинная модификация белков кпеточного экстракта

3.1.2. Изучение влияния РАКР1 на эффективность эксцизии повреждения в процессе ИЕЯ

3.2. Варианты прикладного использования модельных ДНК

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

AAF

AP-сайт

ATP

ADP

BP

BP-dG ВР-ДНК

BER BSA Cen2 Choi

Choi-ДНК

dNMP

dNTP

DTT

ERCC1

FAM

Fap-dCTP

Fap-dC-ДНК

Flu-dUTP

Flu-dU-ДНК

FRAP

GG-NER

HhH

NAD

nAnt

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИИ

2-ацетиламинофлюорен; апуриновый/апиримидиновый сайт; аденозин-5'-трифосфат; аденозин-5'-дифосфат; бензо[а]пирен;

(+)-г/ис-бензо[а]пирен-М2-дезоксигуанидин; ДНК-дуплекс, содержащий (+)-гумс-бензо[а]пирен-7У2-дезоксигуанидин;

эксцизионная репарация оснований; бычий сывороточный альбумин; Центрин 2;

ненуклеозидная вставка содержащая в качестве объемного аддукта остаток холестерина;

ДНК-дуплекс, содержащий в одной из цепей ненуклеозидную вставку

с остатком холистерина;

дезоксирибонуклеозид-5'-монофосфат;

дезоксирибонуклеозид-5'-трифосфат;

дитиотреитол;

excision repair cross-complementing 1; флуоресцеин фосфорамидит;

экзо-7^-{2-[7^-(4-азидо-2,5- дифторо-3-хлорпиридин-6-ил)-3-аминопропионил] аминоэтил}-2'-дезоксицитидин-5'-трифосфат; ДНК-дуплекс, содержащий экзо-А^-{2-[7^-(4-азидо-2,5- дифторо-3-хлорпиридин-6-ил)-3-аминопропионил] аминоэтил}-2'-дезоксицитидин;

флуоресцеин- 5(6)-карбоксиамидокапроил-[5-(3-аминоаллил)-2'-

дезоксиуридин 5'-трифосфат];

ДНК-дуплекс, содержащий флуоресцеин- 5(6)-

карбоксиамидокапроил-[5-(3-аминоаллил)-2'-дезоксиуридин;

fluorescence recovery after photobleaching;

общегеномная эксцизионная репарация нуклеотидов;

домен спираль-шпилька спираль;

никотинамидадениндинуклеотид;

7У-[6-(9-антраценилкарбамоил)гексаноил]-3-амино-1,2-пропандиол;

пАЩ-ДНК ДНК-дуплекс, содержащий в одной из цепей ненуклеозидную вставку

на основе А^-[6-(9-антраценилкарбамоил)гексаноил]-3-амино-1,2-пропандиола;

пР1и 7У-[6-(5(6)-флуоресцеинилкарбамоил)гексаноил]-3-амино-1,2-

пропандиол;

пИи-ДНК ДНК-дуплекс, содержащий в одной из цепей ненуклеозидную вставку

на основе Ж-[6-(5(6)-флуоресцеинилкарбамоил)гексаноил]-3-амино-1,2-пропандиола;

NER эксцизионная репарация нуклеотидов;

PARP-1 поли-(АОР-рибоза)-полимераза 1 ;

PB S phosphate buffered saline, натрий-фосфатный буфер;

PCNA ядерный антиген пролифелирующих клеток;

PCV packed cells volum, объем биомассы клеток, собранных

центрифугированием в течение 10 минут при 1000g

Pol ДНК-полимераза;

RFC репликативный фактор С;

RPA репликативный белок А;

SDS додецилсульфат натрия;

TFIIH фактор транскрипции H РНК-полимеразы II;

Tm температура плавления ДНК-дуплекса;

XP пигментная ксеродерма;

XPA, XPB, XPC,

XPG, XPF белки ДНК-репарации (Xeroderma pigmentosum group А, В, С, G, F

complementing proteins);

АПФ анизотропия поляризации флуоресценции;

ДНК дезоксирибонуклеиновая кислота;

дцДНК двухцепочечная ДНК;

МАК метаболиты аристолоховых кислот;

МДП метод дифференциального плавления;

HT нуклеотид;

онт олигонуклеотид;

оцДНК одноцепочечная ДНК;

ПААГ полиакриламидный гель;

ПАУ полиароматические углеводороды;

ПН пар нуклеотидов;

ПСА персульфат аммония;

Т4ПНК Т4 полинуклеотидкина;

ТЕМЕД тетраметилэтилендиамин;

Трис 2-амино-2-(гидроксиметил)-1,3-пропандиол;

УФ ультрафиолет;

ЭДТА этилендиаминтетрауксусная кислота.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Создание аналогов субстратов системы эксцизионной репарации нуклеотидов и анализ их взаимодействия с белками клеточных экстрактов»

ВВЕДЕНИЕ

Каждый день ДНК живых клеток подвергается модификациям, возникающим под действием различных факторов экзогенного и эндогенного характера. Для предотвращения их накопления и защиты генетической информации в клетках существует несколько путей репарации повреждений ДНК. Одним из важнейших путей репарации является эксцизионная репарация нуклеотидов (N£11). N£11 удаляет из ДНК широкий спектр повреждений, в том числе аддукты, образующиеся под воздействием УФ-излучения, различных мутагенов окружающей среды и химиотерапевтических препаратов.

Актуальность исследования механизмов репарации объемных повреждений обусловлена ростом числа и разнообразия таких ДНК-аддуктов, как следствия усиления давления и расширения спектра неблагоприятно воздействующих на клеточную ДНК факторов. Кроме того, некоторые из используемых в клинике противоопухолевых агентов, например ионизирующая радиация, платиновые производные, алкирующие агенты, антрамицин, митомицин С и другие, также реализуют свою цитотоксичность, повреждая ДНК. Однако вследствие высокой адаптивности, характерной для репаративной машины N£11, ферменты репарации препятствуют сохранению повреждений в ДНК-мишенях, а следовательно, и лечебному действию препаратов. Мониторинг активности системы позволит выбрать оптимальную стратегию лечения онкологических больных и оценить его перспективность и в результате повысить эффект противоопухолевой терапии.

Несмотря на то, что общая схема N£11 уже описана, многие детали этого процесса до сих пор остаются невыясненными. Так, например, значительные усилия исследователей направлены на выявление белок-белковых и белок-нуклеиновых взаимодействий, приводящих к образованию функционального предрасщепляющего комплекса и скоординированной работе специфических эндонулеаз. Кроме того, остаются невыясненными последовательность связывания с повреждением некоторых белковых факторов, а также белковый состав репаративного комплекса на разных стадиях N£11.

Многие биохимические подходы к изучению системы N£11 основываются на использовании синтетических ДНК-аналогов субстратов, содержащих объемную модификацию в заданной позиции молекулы.

Целью данной работы являлось создание модельных ДНК - аналогов субстратов системы эксцизионной репарации нуклеотидов - и анализ их взаимодействия с белками клеточных экстрактов.

Исходя из обозначенной цели, были поставлены следующие задачи:

1. Синтезировать серию протяженных линейных ДНК-аналогов субстратов эксцизионной репарации нуклеотидов и проанализировать свойства полученных модельных ДНК как субстратов реакции эксцизии объемного повреждения.

2. Проанализировать свойства двухцепочечной структуры модельных ДНК и охарактеризовать изменения регулярной структуры ДНК-дуплексов, возникающие при введении в их состав объемных повреждений.

3. Исследовать взаимодействие синтезированных фотоактивируемых модельных ДНК с белками различных клеточных экстрактов с помощью метода фотоаффинной модификации.

4. Разработать метод детекции эксцизионной активности системы NER in vitro, применимый на уровне экстрактов клеток и тканей.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Молекулярные механизмы действия системы NER.

Эксцизионная репарация нуклеотидов (nucleotide excision repair, NER) - один из основных путей защиты клетки от различных структурно и химически различающихся повреждений ДНК. Эти повреждения представляют собой, как правило, объемные ковалентные аддукты, сформированные азотистыми основаниями в результате воздействия УФ-света, ионизирующих излучений, электрофильных химических мутагенов, некоторых лекарственных препаратов, а также химически активных эндогенных метаболитов, включая реакционноспособные производные кислорода и азота [1]. В клетках высших эукариот система NER с высокой точностью удаляет из ДНК 24-32-звенные фрагменты, содержащие поврежденное звено. Последующий репаративный синтез с использованием неповрежденной цепи в качестве матрицы и лигирование возникшего одноцепочечного разрыва завершают процесс репарации ДНК. Идентифицированы основные гены, инактивированные в дефектных по NER клетках, определены кодируемые ими белковые факторы и ферменты. Известно, что процесс осуществляется за счет координированной работы примерно 30 белков, последовательно формирующих на ДНК комплексы переменного состава [1-3]. Выделяют два варианта NER, различающихся на уровне начального узнавания повреждения. GG-NER (global genome nucleotide excision repair) осуществляет поиск и удаление объемных повреждений во всем геноме, включая нетранскрибируемые участки и молчащий хроматин. TC-NER -репарация, сопряженная с транскрипцией (transcription-coupled nucleotide excision repair), происходит, когда повреждение транскрибируемой цепи ДНК ограничивает транскрипционную активность. TC-NER инициируется остановкой РНК-полимеразы II при встрече с повреждением, расположенным в транскрибируемой цепи, в то время как за обнаружение повреждений в

Неповрежденная ДНК ................'.......

Повреждение ДНК

М1ММММ1£1М1М1ММ1

ХРС-НР23В

. Лигаза I

или Лигаза

111 I 1111 11 I I I I I \Ш,\\ 1ТП

ХР6 ХРА

ЕРСС1-ХРР

Рис. 1. Схема процесса общегеномной эксцизионной репарации нуклеотидов.

процессе GG-NER отвечает специализированный белковый фактор ХРС. На рис. 1 представлена схема процесса GG-NER. Данные об основных белках - участниках процесса NER, представлены в таблице 1.

Нарушения в работе системы NER приводят к возникновению нескольких патологических состояний - пигментной ксеродермы (Xeroderma Pigmentosum, ХР), синдрома Коккейна (CS) и трихотиодистрофии (TTD), для которых характерны УФ-чувствительность и высокий риск развития онкологических заболеваний, а также к ряду нейродегенеративных проявлений [4-6].

С латинским названием пигментной ксеродермы (Xeroderma Pigmentosum) связаны обозначения ряда генов, мутации и нарушение работы которых приводит к появлению симптомов заболевания, а также названия кодируемых этими генами белков (факторы ХРА-ХРЕ). ХР - синдром, характеризующийся фоточувствительностью, атрофией кожи, ее гиперпигментацией и высокой частотой возникновения индуцированного солнечным светом рака кожи. У больных ХР повышен (по крайней мере, в 1000 раз) риск развития опухолей внутренних органов [6, 7]. Кроме того, заболевание часто ассоциировано с неврологическими нарушениями. Различные симптомы, наблюдаемые при ХР, характерны для пожилых людей, и отражают преждевременное старение, обусловленное накоплением нерепарированных объемных повреждений ДНК, в том числе некоторых окислительных [8-10].

Таблица 1. Белки, участвующие в процессе КЕЯ, и их функции.

Фактор Субъед иница Ген Масса, кДа / (размер, а.о.) Функция, выполняемая в процессе N£1* Взаимодействи е с другими факторами

ХРС НЯ23В Шг23Ь 43 /(409) Узнавание ТН1Н

ХРС хрс 125 /(940) искаженной ХРА

СЕШ сеп2 20/(172) структуры ДНК ББВ

оэв ВВВ1 с1с1Ь1 127/(1140) Узнавание ХРС

ББВ2 ааь2 48 / (428) повреждения, взаимодействие с хроматином ЯРА

ХРА ХРА хра 31 /(273) Структурная функция, связывание с поврежденной цепью ХРА ЯРА ТБИН ЕЯСС1

ЯРА ЯРА70 гра1 68/(616) Связывание ХРА

ЯРА32 гра2 30 / (270) одноцепочечной ХРв

11РА14 граЗ 14/(121) ДНК РСКА/ИРС

ТБИН ХРВ хрЪ 89 /(782) АТР-аза, минорная хеликазная активность 3 '—>5 '-ДНК-хеликаза ХРА ХРС ХРБ ХРв

ХРБ хрс1 87 /(760) АТР-зависимая 5 '-*3 '-ДНК-хеликаза; проверка наличия модификации

р62 §Г/2Ы 62 / (548) Коровая субъединица, стимулирует ХРВ

р44 44 /(395) Коровая субъединица,

стимулирует ХРБ

р34 34 / (308) Связывание ДНК

р52 52 /(462) Регуляторная субъединица для АТР-азной активности ХРВ, функционирующей в комплексе ТЕ11Н

р8 Ша) 8/(71) Взаимодействие с р52, стимуляция АТР-азной активности ХРВ

МаП тпш1 36 / (309) Входит в состав САК-комплекса

Сс1к7 сс1к7 39 / (346) Фосфорилирует РНК-полимеразу II и другие субстраты

Циклин сспк 38/(323) Регуляция

Н клеточного цикла

ХРЕ ЕЯСС1 егсс1 33 /(297) Эндонуклеаза, ХРА

ХРЕ хр/ 103 /(905) катализирует образование одноцепочечного разрыва в ДНК с 5 'стороны от повреждения ТБИН

ХРв ХРв Ш 133 /(1186) Эндонук леаза, катализирует образование одноцепочечного разрыва в ДНК 3'- стороны от повреждения ТБИН ЯРА РСЫА

ЯБС ЯРС1 г/с1 128/(1148) АТР-зависимое РСЫА

RFC2 rfc2 39/(354) присоединение PCNA RPA

RFC3 rfc3 41 /(356)

RFC4 rfc4 40 /(363)

RFC5 rfc5 38 / (340)

PCNA PCNA pena 3x37 /(3x261) Фактор, обеспечивающий процессивность ДНК-полимераз RFC XPG Ро15

Ро15 р125 pl25 124/(1107) ДНК-полимераза PCNA

рбб рбб 51 /(466)

р50 p50 51 /(469)

р12 pl2 12/(107)

Pole р261 P261 261 /(2286) ДНК-полимераза PCNA

р59 p59 60 / (527)

р17 pi 7 17/(147)

р12 pl2 12/(117)

Лигаза I Ligase I ligl 102/(919) Лигирование одноцепочечного разрыва

Лигаза III Ligase III liglll 103 /(862)

1.1. Узнавание повреждения.

Распознавание повреждения - ключевая стадия в инициации NER, определяющая скорость репарации [1,2, 11]. К общим признакам, необходимым для первичного узнавания повреждения системами репарации, относятся искажение регулярной структуры двухцепочечной ДНК (дцДНК) и изменение ее стабильности. Наиболее часто системой эксцизионной репарации нуклеотидов и оснований (base excision repair, BER) удаляются химические модификации азотистых оснований. Для NER наиболее характерно удаление из состава ДНК возникающих в результате УФ-облучении продуктов фотосшивок соседних пиримидиновых оснований, платиновых аддуктов, сшивок белок-ДНК, модификаций, вызванных взаимодействием с ДНК активных производных бенз[а]пирена, бензо[с]антрацена, ацетиламинофлуорена, а также других объемных аддуктов, в большей степени нарушающих регулярную двухцепочечную структуру ДНК,

чем повреждения, репарируемые системой BER [12]. Тем не менее, большинство субстратов эксцизионных систем репарации не вносят столь драматических структурных и термодинамических изменений в дцДНК, как двухцепочечные разрывы и межцепочечные сшивки. Поэтому выявление таких повреждений представляет специальную задачу для клетки, решение которой требует функционирования высокочувствительного механизма их распознавания. В отличие от BER, где узнавание и одновременно удаление поврежденного основания производит специализированная гликозилаза, в случае NER узнавание повреждения и его удаление осуществляют разные белки. Функции первичного узнавания всего спектра объемных повреждений в эукариотической системе NER выполняют универсальные белки-сенсоры. В случае ТС-NER это остановленная у повреждения транскрибирующая РНК-полимераза II; в GG-NER - комплексы фактора ХРС и гетеродимер DDB1-DDB2 (фактор ХРЕ), ускоряющий репарацию УФ-повреждений [1, 2]. В целом распознавание повреждения в NER - сложно организованный процесс, в котором выделяют несколько этапов, осуществляемых целым набором белков, образующих в районе повреждения комплексы переменного состава. Процесс завершается формированием комплекса, готового к удалению поврежденного участка ДНК с помощью специализированных эндонуклеаз NER [1,2].

Главный фактор, обеспечивающий стабильность регулярной спиральной структуры двухцепочечной ДНК - комплементарные взаимодействия оснований. Объемное повреждение приводит к нарушению спаривания оснований и появлению в молекуле дцДНК флуктуирующего «одноцепочечного» участка (в англоязычной литературе определяется как «single stranded character»). Неповрежденная ДНК также не является статичной молекулой. Цепи ДНК находятся в постоянном тепловом движении, что обеспечивает небольшие быстрые изменения расстояния между комплементарными основаниями. Однако эти пико- и наносекундные колебания, существующие в отсутствие повреждения, вероятно, слишком кратковременны для того, чтобы их могли распознать факторы репарации. Методом молекулярного моделирования показано, что введение в ДНК объемного повреждения может приводить к появлению более существенных и долгоживущих «раскрытий» двойной спирали [13, 14]. Например, в районе циклобутан-пиримидинового димера такие флуктуации в структуре ДНК возникают в 25 раз более часто, нежели в неповрежденном дуплексе. Кроме того, радикально возрастает амплитуда колебаний, так как нарушается взаимодействие между комплементарными цепями ДНК. Динамические изменения, возникшие в результате повреждения основания, вызывают, главным образом, колебания участка неповрежденной цепи, комплементарного участку, содержащему повреждение, в то время как поврежденный фрагмент ДНК менее подвижен

15

[15, 16]. Такие колебания могут служить сигналом для привлечения факторов репарации, осуществляющих начальный этап узнавания повреждения. О важной роли, которую в процессе узнавания играет интактная цепь ДНК, свидетельствовали также результаты ряда экспериментов, в частности, анализа эффективности специфической эксцизии с использованием модельных ДНК различной структуры, позволившие сформулировать концепцию о двухэтапном или состоящем из двух частей («bipartite») процессе узнавания в NER [15, 16]. Было показано, что белки системы NER, присутствующие в клеточном экстракте, могут инициировать репарацию в том случае, когда модельная ДНК содержит химическую модификацию и нарушение вторичной структуры. Так, например, эксцизия участка, содержащего объемный, но не нарушающий регулярную структуру ДНК-дуплекса С4'-пивалоильный аддукт дезоксирибозы, происходила только в том случае, когда он располагался в месте искусственно созданного короткого участка нарушения спаривания. Участки неспаренных оснований, не содержащие модификации, не являются субстратами специфической эксцизии, как не являются субстратами и структуры, содержащие химическую модификацию, введенную напротив петли, образованной немодифицированной цепью [16].

Поиску белков, ответственных за первичное узнавание повреждения и дальнейшее привлечение последующих факторов NER, посвящено большое число исследований. Хотя доказательства ключевой роли ХРС в инициации NER появились достаточно рано [17-19], результаты оценки сродства к поврежденной ДНК и анализа специфичности связывания с поврежденным субстратом позволяли отводить роль сенсора фактору ХРА и его комплексам с RPA и ХРС [20-23]. С применением конфокальной микроскопии и несущих флуоресцентную метку белков показали, что ХРС иммобилизуется в местах УФ-повреждений и в отсутствие ХРА (ХРА-дефектные клетки), тогда как в ХРС-дефектных клетках ХРА не связывается с поврежденными участками ДНК [3, 18]. Согласно биохимическим исследованиям, присутствие ХРС необходимо для вовлечения остальных факторов в процесс GG-NER [17, 19, 24]. Для выяснения механизма первичного узнавания повреждения, которое ХРС осуществляет на фоне огромного количества интактной ДНК, были применены различные подходы, в том числе методы визуализации, позволяющие следить за перемещением флуоресцентных белков в контексте хроматина в живой клетке. С использованием подхода FRAP/FLIP (fluorescence recovery after photobleaching/fluorescence loss in photobleaching), было показано, что динамика перемещений и способ внутриядерной локализации GFP-XPC отличаются от динамики и локализации других факторов NER (GFP-XPA, TFIIH-GFP). ХРС постоянно сканирует геномную ДНК в поисках повреждений. Сканирование происходит в режиме ассоциации-

16

диссоциации с формированием множества короткоживущих комплексов. При встрече с поврежденными участками образуются более стабильные комплексы ХРС с ДНК, после чего к поврежденному участку привлекаются другие факторы ЫЕК. Кроме того, ХРС постоянно экспортируется из ядра и импортируется обратно. Такой обмен ХРС в отсутствие повреждений поддерживает стационарный уровень его концентрации в ядре, предотвращая избыточное зондирование ДНК, способное препятствовать протеканию других процессов нуклеинового обмена. При любых воздействиях на клетку, приводящих к повреждению ДНК, скорость транспорта ХРС в цитоплазму снижается, ХРС накапливается в ядре, что способствует быстрому ответу системы репарации на генотоксическое воздействие. Наиболее выражен этот эффект при появлении повреждений, репарируемых ЫЕ11. При этом обмен ХРС между ядром и цитоплазмой затрудняется на 6-8 ч, что заметно превышает время нахождения ХРС в составе комплексов МЕЯ. В качестве причины такой длительной остановки обмена обсуждается, в частности, медленная репарация некоторых типов УФ-повреждений [25]. Известно, что для эффективного узнавания УФ-повреждений ХРС необходимо участие белка-партнера -гетеродимера иУ-БОВ [26-29].

Молекулярные основы взаимодействия ХРС с ДНК интенсивно изучаются. От знания деталей механизма первичного узнавания ДНК-субстрата сенсорным белком зависит понимание взаимосвязи между структурой повреждения и скоростью его удаления из ДНК, а также того, каким образом фактор ХРС находит поврежденные нуклеотиды на фоне огромного избытка неповрежденной ДНК. Значительному прогрессу в изучении устройства комплекса белка-сенсора с поврежденной ДНК способствовали рентгеноструктурные исследования комплекса Яас14 - дрожжевого ортолога ХРС. Анализ структуры кристаллов комплекса укороченной формы ЯасМ (а.о. 123-632) с белком ЯасШ и гетеродуплексом, содержащим циклобутан-пиримидиновый димер, показал, что большой (трансглутаминазный, ТОБ) домен Яаё4 вместе с одной (З-шпилькой (ВНБ1) образуют С-образную структуру, контактируя с 11 нуклеотидами неповрежденной дцДНК с 3'-стороны от повреждения. Другая часть Яас14 состоит из шпилечных доменов ВНБ2 и ВНИЗ, формирующих, в основном, Ван-дер-Ваальсовы контакты с ДНК-субстратом вблизи повреждения. Длинная (3-шпилька, выступающая из ВНБЗ, внедрена в двойную спираль, вызывая перегиб остова ДНК. Происходит вытеснение из спирали не только сшитых пиримидинов, но и расположенных напротив оснований неповрежденной цепи. При этом белок не контактирует с повреждением, взаимодействуя лишь с двумя соседними основаниями и двумя расположенными напротив СРБ. Каждое из неповрежденных оснований оказывается зажатым между остатками ароматических

аминокислот из мотива BHD2/BHD3 [30]. Такой способ взаимодействия с оцДНК типичен для ОВ-субдомена - структурного элемента, представленного в белках с повышенным сродством к одноцепочечной ДНК [31]. Полученная для Rad4 картина хорошо соответствует представлениям о способе взаимодействия белка ХРС с поврежденной ДНК, основанным на данных о его структуре, и результатах биохимических исследований. С применением метода атомной силовой микроскопии было показано, что связывание ХРС приводит к возникновению перегиба остова ДНК-дуплекса в районе повреждения с образованием угла ~140-130° [32]. Возникающий перегиб оси спирали поврежденной ДНК, как показано с помощью перманганатного футпринтинга, сопровождается частичным плавлением дуплекса (примерно на 4-7 нуклеотидов) [33]. Сходство способов расположения факторов RAD4 и ХРС на поврежденной ДНК подтверждается результатами экспериментов по фотопришивке этих белков к ДНК, содержащей объемную модификацию [34]. Очевидно, что именно такой способ взаимодействия ХРС с ДНК, «стратегия непрямой проверки» наличия структурных нарушений, приводящих к повышенному уровню колебаний неповрежденной цепи, является основой невероятно широкой субстратной специфичности системы GG-NER. В структуре ХРС человека обнаружен также трансглутаминазный домен и домен, близкий по структуре ОВ-субдомену фактора RPA, взаимодействующий с оцДНК с использованием «ароматического сенсора повреждений» - пары аминокислотных остатков Тгр690 и Phe733 [35-37].

Эксперименты с применением FRAP, в которых были использованы укороченные с N-и С-концов формы ХРС, позволили выявить основной фрагмент ХРС, отвечающий за узнавание поврежденной ДНК. Оказалось, что фрагмент, составляющий фактически только 15% от полноразмерного ХРС (минимальный сенсор), способен распознавать УФ-повреждения в живых клетках. Минимальный сенсорный фрагмент проявляет предпочтение к гетеродуплексам и одноцепочечным олигонуклеотидам, распознает повреждения, используя сродство к участкам, водородные связи которых нарушены. Фрагмент состоит из BHD1, BHD2 и короткого мотива (25 аминокислотных остатков), расположенного между доменами BHD2 и BHD3 и уложенного в структуру, названную (3-витком (P-turn - поворот, виток). Эффективность работы минимального сенсора повреждений зависит от специфических свойств Р-витка [38, 39]. Этот короткий фрагмент полипептида способен как притягиваться к ДНК, так и отталкиваться от нее, что дает ХРС возможность динамически взаимодействовать с ДНК в контексте генома и облегчает узнавание повреждения, обеспечивая достаточную мобильность молекул белка-сенсора,

сканирующих ДНК. Укороченный с С-конца ХРС, содержащий (3-виток, сохраняет некоторую остаточную активность в репарации, что установлено с помощью метода реактивации клеток. Повышенную подвижность ХРС в ядрах живых клеток подтверждают результаты оценки динамики перемещений белка с использованием фотоотбеливания [24]. С использованием того же подхода было показано, что только в ядрах клеток, содержащих мутантные формы ХРС с сохраненным [3-витком, наблюдалась быстрая иммобилизация ХРС после УФ-облучения. Стоит особо отметить, что полипептидный фрагмент, включающий BHD1 и BHD2, также действует как минимальный сенсор только при наличии р-витка. Биохимические эксперименты показывают, что подвижность ХРС в ядре, определяемая этим элементом структуры, обусловлена отталкиванием молекулы белка от неповрежденной дцДНК. И наконец, в контексте полноразмерного ХРС динамическая роль Р-витка подтверждена результатами сайт-направленного мутагенеза с заменой глутаминовой кислоты на лизин. Эта инверсия заряда была проведена в предположении, что она может уменьшать силы электростатического отталкивания между отрицательно заряженной боковой цепью белка и фосфатами в остове ДНК. Как и предполагалось, инверсия заряда увеличивала сродство мутантных молекул ХРС к неповрежденной ДНК, приводя к уменьшению их мобильности в ядре и снижая активность системы GG-NER. Таким образом, Р-виток играет ключевую роль в регуляции динамики взаимодействия ХРС с нормальным ДНК-дуплексом. Благодаря своей способности отталкиваться от ДНК, этот субдомен облегчает узнавание повреждения, придавая достаточную мобильность молекулам ХРС, находящимся в поисках повреждений в геноме [24, 35-38]. Нуклеопротеиновые интермедиа™, образующиеся при начальном скрининге, могут превращаться в прочный узнающий комплекс при связывании ХРС с аномально осциллирующим участком нативной цепи способом, при котором исключены прямые контакты ХРС с повреждением [29, 36-39].

В клетке ХРС существует в виде гетеротримерного комплекса XPC-HR23B-Cen2 [1,2, 18]. Субъединица HR23B обеспечивает стабильность, защиту от протеасомной деградации и стимуляцию ДНК-связывающей активности ХРС. Рекомбинантный гетеродимер ХРС-HR23B представляет собой прочный комплекс, который взаимодействует с различными типами повреждений in vitro и широко используется для проведения реакции NER в реконструированной системе [18, 40, 41]. Взаимодействие XPC-HR23B с поврежденной ДНК было проанализировано с применением метода аффинной модификации. В качестве зондов использовали ДНК-дуплексы различной структуры, содержащие объемные модификации, в том числе фотоактивные фторхлоразидопиридильные повреждения. Ряд

модельных дуплексов содержал аналоги неповрежденных цепей, созданные с использованием нуклеотидных звеньев с 4-тио- и 5-йод-модифицированными основаниями - фотореагентами с нулевой длиной линкера [34, 42-44]. Использованы также дуплексы, содержащие платиновый аддукт [45]. Мишенью модификации во всех случаях была только большая субъединица ХРС. Второй высокомолекулярный нуклеопротеиновый аддукт с меньшей электрофоретической подвижностью возникал в результате фотопришивки по различным аминокислотным остаткам ДНК-связывающей субъединицы ХРС [44]. Кроме того, продукт белок-белковых сшивок ХРС и НЯ23В, который появляется после жесткого (254 нМ) и длительного (60 мин) УФ-облучения и выявляется с помощью вестерн-блотинга, не только не несет радиоактивной метки, но и образуется независимо от присутствия ДНК-зонда [45]. Отсутствие продуктов фотопришивки НЫ23В к аналогам поврежденной ДНК указывало на то, что эта субъединица комплекса не участвует в непосредственных контактах с ДНК. Совсем недавно с использованием конфокальной микроскопии было показано, что в клетке НЯ23В, в отличие от ХРС, не иммобилизуется на поврежденной ДНК, после связывания ХРС он высвобождается из комплекса [46].

Функции центрина-2 в ХРС-комплексе до конца не выяснены. Известно, однако, что присутствие этого белка повышает стабильность, может контролировать сродство/селективность связывания ДНК димером ХРС-НК23В и вовлечение в процесс репарации фактора ТБ1Ш за счет взаимодействия с С-концевым фрагментом ХРС [35].

С нуклеопротеиновым комплексом, сформированным поврежденной ДНК и ХРС, связывается фактор ТР11Н, после чего начинается проверка статуса поврежденной ДНК как субстрата ИЕЯ - наличия объемной химической модификации в обнаруженном ХРС участке ДНК с нарушенной регулярной структурой.

1.2. Проверка повреждения и сборка готового к удалению поврежденного участка комплекса.

Фактор ТР11Н представляет собой многосубъединичный комплекс, в состав которого входят две хеликазы - ХРВ и ХРБ, белки р62, р52, р44, р34 и р8, не обладающие ферментативной активностью, и комплекс СЭК-активирующей киназы САК (циклин Н, Сёк7, МаИ). В ЗЭ-модели ТР11Н человека, созданной с использованием результатов электронно-микроскопического анализа, основной набор белков формирует несколько удлиненную кольцеобразную структуру (16 х 12.5 х 7.5 нм) с отверстием, диаметр которого (2.6-3.4 нм) достаточен для того, чтобы вместить двухцепочечную спираль ДНК [47]. Со структурой, формируемой коровыми белками, через ХРБ соединен САК-субкомплекс, образуя выступ на внешней стороне кольца. Самая маленькая субъединица

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Евдокимов, Алексей Николаевич, 2014 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Gillet, L.C. and O.D. Scharer, Molecular mechanisms of mammalian global genome nucleotide excision repair. Chem Rev, 2006. 106(2): p. 253-76.

2. Sugasawa, K., Regulation of damage recognition in mammalian global genomic nucleotide excision repair. Mutat Res, 2010. 685(1-2): p. 29-37.

3. Volker, M., et al., Sequential assembly of the nucleotide excision repair factors in vivo. Mol Cell, 2001. 8(1): p. 213-24.

4. Lehmann, A.R., DNA repair-deficient diseases, xeroderma pigmentosum, Cockayne syndrome and trichothiodystrophy. Biochimie, 2003. 85(11): p. 1101-11.

5. Hanawalt, P.C. and G. Spivak, Transcription-coupled DNA repair: two decades of progress and surprises. Nat Rev Mol Cell Biol, 2008. 9(12): p. 958-70.

6. Friedberg, E.C., How nucleotide excision repair protects against cancer. Nat Rev Cancer, 2001.1(1): p. 22-33.

7. Hoeijmakers, J.H., Genome maintenance mechanisms for preventing cancer. Nature, 2001. 411(6835): p. 366-74.

8. Kuraoka, I., et al., Removal of oxygen free-radical-induced 5',8-purine cyclodeoxynucleosides from DNA by the nucleotide excision-repair pathway in human cells. Proc Natl Acad Sci USA, 2000. 97(8): p. 3832-7.

9. D'Errico, M., et al., New functions ofXPC in the protection of human skin cells from oxidative damage. EMBO J, 2006. 25(18): p. 4305-15.

10. Johnson, K.A., S.P. Fink, and L.J. Marnett, Repair of propanodeoxyguanosine by nucleotide excision repair in vivo and in vitro. J Biol Chem, 1997. 272(17): p. 11434-8.

11. Luijsterburg, M.S., et al., Stochastic and reversible assembly of a multiprotein DNA repair complex ensures accurate target site recognition and efficient repair. J Cell Biol, 2010. 189(3): p. 445-63.

12. Svilar, D., et al., Base excision repair and lesion-dependent subpathways for repair of oxidative DNA damage. Antioxid Redox Signal, 2011. 14(12): p. 2491-507.

13. Yang, W., Structure and mechanism for DNA lesion recognition. Cell Res, 2008. 18(1): p. 184-97.

14. Isaacs, R.J. and H.P. Spielmann, A model for initial DNA lesion recognition by NER and MMR based on local conformational flexibility. DNA Repair (Amst), 2004. 3(5): p. 45564.

15. Hess, M.T., et al., Bipartite substrate discrimination by human nucleotide excision repair. Proc Natl Acad Sci USA, 1997. 94(13): p. 6664-9.

16.

17.

18.

19.

20.

21.

22.

23,

24

25

26

27

28

29

30

31

Buterin, T., et al., DNA quality control by conformational readout on the undamaged

strand of the double helix. Chem Biol, 2005. 12(8): p. 913-22.

Sugasawa, K., et al., A molecular mechanism for DNA damage recognition by the

xeroderma pigmentosum group C protein complex. DNA Repair (Amst), 2002. 1(1): p.

95-107.

Rademakers, S., et al., Xeroderma pigmentosum group A protein loads as a separate factor onto DNA lesions. Mol Cell Biol, 2003. 23(16): p. 5755-67. Sugasawa, K., et al., Xeroderma pigmentosum group Cprotein complex is the initiator of global genome nucleotide excision repair. Mol Cell, 1998. 2(2): p. 223-32. Nocentini, S., et al., DNA damage recognition by XPA protein promotes efficient recruitment of transcription factor II H. J Biol Chem, 1997. 272(37): p. 22991-4. Missura, M., et al., Double-check probing of DNA bending and unwinding by XPA-RPA: an architectural function in DNA repair. EMBO J, 2001. 20(13): p. 3554-64. Hermanson-Miller, I.L. and J.J. Turchi, Strand-specific binding ofRPA andXPA to damaged duplex DNA. Biochemistry, 2002. 41(7): p. 2402-8.

Thoma, B.S., et al., Human XPC-hHR23B interacts with XPA-RPA in the recognition of triplex-directed psoralen DNA interstrand crosslinks. Nucleic Acids Res, 2005. 33(9): p. 2993-3001.

Sugasawa, K., et al., A multistep damage recognition mechanism for global genomic nucleotide excision repair. Genes Dev, 2001. 15(5): p. 507-21.

Hoogstraten, D., et al., Versatile DNA damage detection by the global genome nucleotide excision repair protein XPC. J Cell Sei, 2008. 121(Pt 17): p. 2850-9. Reardon, J.T. and A. Sancar, Recognition and repair of the cyclobutane thymine dimer, a major cause of skin cancers, by the human excision nuclease. Genes Dev, 2003. 17(20): p. 2539-51.

Fitch, M.E., et al., In vivo recruitment of XPC to UV-induced cyclobutane pyrimidine dimers by the DDB2 gene product. J Biol Chem, 2003. 278(47): p. 46906-10. Sugasawa, K., et al., UV-induced ubiquitylation of XPC protein mediated by UV-DDB-ubiquitin ligase complex. Cell, 2005. 121(3): p. 387-400.

Scrima, A., et al., Structural basis of UVDNA-damage recognition by the DDB1-DDB2 complex. Cell, 2008. 135(7): p. 1213-23.

Min, J.H. and N.P. Pavletich, Recognition of DNA damage by the Rad4 nucleotide excision repair protein. Nature, 2007. 449(7162): p. 570-5.

Murzin, A.G., OB(oligonucleotide/oligosaccharide binding)-fold: common structural and functional solution for non-homologous sequences. EMBO J, 1993. 12(3): p. 861-7.

32. Janicijevic, A., et al., DNA bending by the human damage recognition complex XPC-HR23B. DNA Repair (Amst), 2003. 2(3): p. 325-36.

33. Mocquet, V., et al., The human DNA repair factor XPC-HR23B distinguishes stereoisomeric benzo[a]pyrenyl-DNA lesions. EMBO J, 2007. 26(12): p. 2923-32.

34. Krasikova, Y.S., et al., Comparative analysis of interaction of human and yeast DNA damage recognition complexes with damaged DNA in nucleotide excision repair. J Biol Chem, 2013. 288(15): p. 10936-47.

35. Bunick, C.G., et al., Biochemical and structural domain analysis of xeroderma pigmentosum complementation group С protein. Biochemistry, 2006. 45(50): p. 1496579.

36. Maillard, O., S. Solyom, and H. Naegeli, An aromatic sensor with aversion to damaged strands confers versatility to DNA repair. PLoS Biol, 2007. 5(4): p. e79.

37. Camenisch, U., et al., Two-stage dynamic DNA quality check by xeroderma pigmentosum group С protein. EMBO J, 2009. 28(16): p. 2387-99.

38. Clement, F.C., et al., Dynamic two-stage mechanism of versatile DNA damage recognition by xeroderma pigmentosum group С protein. Mutat Res, 2010. 685(1-2): p. 21-8.

39. Sugasawa, K., et al., Two-step recognition of DNA damage for mammalian nucleotide excision repair: Directional binding of the XPC complex and DNA strand scanning. Mol Cell, 2009. 36(4): p. 642-53.

40. Araki, M., et al., Centrosome protein centrin 2/caltractin 1 is part of the xeroderma pigmentosum group С complex that initiates global genome nucleotide excision repair. J Biol Chem, 2001. 276(22): p. 18665-72.

41. Nishi, R., et al., Centrin 2 stimulates nucleotide excision repair by interacting with xeroderma pigmentosum group С protein. Mol Cell Biol, 2005. 25(13): p. 5664-74.

42. Maltseva, E.A., et al., Crosslinking of the NER damage recognition proteins XPC-HR23B, XPA and RPA to photoreactive probes that mimic DNA damages. Biochim Biophys Acta, 2007. 1770(5): p. 781-9.

43. Maltseva, EA., et al., Crosslinking of nucleotide excision repair proteins with DNA containing photoreactive damages. Bioorg Chem, 2008. 36(2): p. 77-84.

44. Евдокимов, A.H., et al., Фотоактивируемые ДНК-аналоги субстратов системы эксцизионной репарации нуклеотидов и их взаимодействие с белками NER-компетентного экстракта клеток HeLa. Синтез и применение протяженных модельных ДНК. БИОХИМИЯ, 2011. 76(1): с. 188-200.

45. Neher, T.M., et al., Photo-cross-linking of XPC-Rad23B to cisplatin-damagedDNA reveals contacts with both strands of the DNA duplex and spans the DNA adduct. Biochemistry, 2010. 49(4): p. 669-78.

46. Bergink, S., et al., Recognition of DNA damage byXPC coincides with disruption of the XPC-RAD23 complex. J Cell Biol, 2012. 196(6): p. 681-8.

47. Schultz, P., et al., Molecular structure of human TFIIH. Cell, 2000. 102(5): p. 599-607.

48. Araujo, S.J., E.A. Nigg, and R.D. Wood, Strong functional interactions of TFIIH with XPC andXPG in human DNA nucleotide excision repair, without a preassembled repairosome. Mol Cell Biol, 2001. 21(7): p. 2281-91.

49. Oksenych, V., et al., Molecular insights into the recruitment of TFIIH to sites of DNA damage. EMBO J, 2009. 28(19): p. 2971-80.

50. Egly, J.M. and F. Coin, A history of TFIIH: two decades of molecular biology on a pivotal transcription/repair factor. DNA Repair (Amst), 2011. 10(7): p. 714-21.

51. Compe, E. and J.M. Egly, TFIIH: when transcription met DNA repair. Nat Rev Mol Cell Biol, 2012. 13(6): p. 343-54.

52. Fan, L., et al., ConservedXPB core structure and motifs for DNA unwinding: implications for pathway selection of transcription or excision repair. Mol Cell, 2006. 22(1): p. 27-37.

53. Hilario, E., et al., Structure of the C-terminal half of human XPB helicase and the impact of the disease-causing mutation XP11 BE. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr, 2013. 69(Pt 2): p. 237-46.

54. Wolski, S.C., et al., Crystal structure of the FeS cluster-containing nucleotide excision repair helicaseXPD. PLoS Biol, 2008. 6(6): p. el49.

55. Fan, L., et al., XPD helicase structures and activities: insights into the cancer and aging phenotypes from XPD mutations. Cell, 2008. 133(5): p. 789-800.

56. Kuper, J., et al., Functional and structural studies of the nucleotide excision repair helicase XPD suggest a polarity for DNA translocation. EMBO J, 2012. 31(2): p. 494502.

57. Naegeli, H., P. Modrich, and E.C. Friedberg, The DNA helicase activities of Rad3 protein of Saccharomyces cerevisiae and helicase II of Escherichia coli are differentially inhibited by covalent and noncovalent DNA modifications. J Biol Chem, 1993. 268(14): p. 10386-92.

58. Mathieu, N., N. Kaczmarek, and H. Naegeli, Strand- and site-specific DNA lesion demarcation by the xeroderma pigmentosum group D helicase. Proc Natl Acad Sci U S A, 2010. 107(41): p. 17545-50.

59. Mathieu, N., et al., DNA quality control by a lesion sensor pocket of the xeroderma pigmentosum group D helicase subunit ofTFIIH. Curr Biol, 2013. 23(3): p. 204-12.

60. Oksenych, V. and F. Coin, The long unwinding road: XPB andXPD helicases in damaged DNA opening. Cell Cycle, 2010. 9(1): p. 90-6.

61. Fanning, E., V. Klimovich, and A.R. Nager, A dynamic model for replication protein A (RPA) function in DNA processing pathways. Nucleic Acids Res, 2006. 34(15): p. 412637.

62. de Laat, W.L., et al., DNA-binding polarity of human replication protein A positions nucleases in nucleotide excision repair. Genes Dev, 1998. 12(16): p. 2598-609.

63. Kolpashchikov, D.M., et al., Polarity of human replication protein A binding to DNA. Nucleic Acids Res, 2001. 29(2): p. 373-9.

64. Hey, T., G. Lipps, and G. Krauss, Binding ofXPA and RPA to damaged DNA investigated by fluorescence anisotropy. Biochemistry, 2001. 40(9): p. 2901-10.

65. Patrick, S.M. and J.J. Turchi, Xeroderma pigmentosum complementation group A protein (XPA) modulates RPA-DNA interactions via enhanced complex stability and inhibition of strand separation activity. J Biol Chem, 2002. 277(18): p. 16096-101.

66. Ikegami, T., et al., Solution structure of the DNA- and RPA-binding domain of the human repair factor XPA. Nat Struct Biol, 1998. 5(8): p. 701-6.

67. Buchko, G.W., et al., Structural features of the minimal DNA binding domain (M98-F219) of human nucleotide excision repair protein XPA. Nucleic Acids Res, 1998. 26(11): p. 2779-88.

68. Krasikova, Y.S., et al., Localization of xeroderma pigmentosum group A protein and replication protein A on damaged DNA in nucleotide excision repair. Nucleic Acids Res, 2010. 38(22): p. 8083-94.

69. Camenisch, U., et al., Xeroderma pigmentosum complementation group A protein is driven to nucleotide excision repair sites by the electrostatic potential of distorted DNA. DNA Repair (Amst), 2007. 6(12): p. 1819-28.

70. Thoma, B.S. and K.M. Vasquez, Critical DNA damage recognition functions ofXPC-hHR23B andXPA-RPA in nucleotide excision repair. Molecular Carcinogenesis, 2003. 38(1): p. 1-13.

71. Iakoucheva, L.M., et al., Equilibrium and stop-flow kinetic studies of fluorescently labeled DNA substrates with DNA repair proteins XPA and replication protein A. Biochemistry, 2002. 41(1): p. 131-43.

72. Park, C.H. and A. Sancar, Formation of a ternary complex by human XPA, ERCC1, and ERCC4(XPF) excision repair proteins. Proc Natl Acad Sci USA, 1994. 91(11): p. 501721.

73. Riedl, T., F. Hanaoka, and J.M. Egly, The comings and goings of nucleotide excision repair factors on damaged DNA. EMBO J, 2003. 22(19): p. 5293-303.

74. Zotter, A., et al., Recruitment of the nucleotide excision repair endonuclease XPG to sites ofUV-induced dna damage depends on functional TFIIH. Mol Cell Biol, 2006. 26(23): p. 8868-79.

75. Hohl, M., et al., Structural determinants for substrate binding and catalysis by the structure-specific endonuclease XPG. J Biol Chem, 2003. 278(21): p. 19500-8.

76. Hohl, M., et al., Domain swapping between FEN-1 and XPG defines regions in XPG that mediate nucleotide excision repair activity and substrate specificity. Nucleic Acids Res, 2007. 35(9): p. 3053-63.

77. Enzlin, J.H. and O.D. Scharer, The active site of the DNA repair endonuclease XPF-ERCC1 forms a highly conserved nuclease motif. EMBO J, 2002. 21(8): p. 2045-53.

78. Tsodikov, O.V., et al., Crystal structure and DNA binding functions of ERCC1, a subunit of the DNA structure-specific endonuclease XPF-ERCC1. Proc Natl Acad Sci USA, 2005. 102(32): p. 11236-41.

79. Tsodikov, O.V., et al., Structural basis for the recruitment of ERCC1-XPF to nucleotide excision repair complexes by XPA. EMBO J, 2007. 26(22): p. 4768-76.

80. Tripsianes, K., et al., The structure of the human ERCC1/XPF interaction domains reveals a complementary role for the two proteins in nucleotide excision repair. Structure, 2005. 13(12): p. 1849-58.

81. Tripsianes, K., et al., Analysis of the XPA and ssDNA-binding surfaces on the central domain of human ERCC1 reveals evidence for subfunctionalization. Nucleic Acids Res, 2007. 35(17): p. 5789-98.

82. Das, D., et al., The structure of the XPF-ssDNA complex underscores the distinct roles of the XPF andERCC1 helix- hairpin-helix domains in ss/ds DNA recognition. Structure, 2012. 20(4): p. 667-75.

83. Su, Y., et al., Multiple DNA binding domains mediate the function of the ERCC1-XPF protein in nucleotide excision repair. J Biol Chem, 2012. 287(26): p. 21846-55.

84. Sancar, A., Structure and function of DNA photolyase and cryptochrome blue-light photoreceptors. Chem Rev, 2003. 103(6): p. 2203-37.

85. Mitchell, D.L., The relative cytotoxicity of (6-4) photoproducts and cyclobutane dimers in mammalian cells. Photochem Photobiol, 1988. 48(1): p. 51-7.

86. Smith, C.A. and J.S. Taylor, Preparation and characterization of a set of deoxyoligonucleotide 49-mers containing site-specific cis-syn, trans-syn-I, (6-4), and Dewarphotoproducts of thymidylyl(3'—>5')-thymidine. J Biol Chem, 1993. 268(15): p. 11143-51.

87. Szymkowski, D.E., C.W. Lawrence, and R.D. Wood, Repair by human cell extracts of single (6-4) and cyclobutane thymine-thymine photoproducts in DNA. Proc Natl Acad Sci USA, 1993. 90(21): p. 9823-7.

88. Reeves, D.A., et al., Resistance of bulky DNA lesions to nucleotide excision repair can result from extensive aromatic lesion-base stacking interactions. Nucleic Acids Res. 39(20): p. 8752-64.

89. Kropachev, K., et al., The sequence dependence of human nucleotide excision repair efficiencies ofbenzofaJpyrene-derivedDNA lesions: insights into the structural factors that favor dual incisions. J Mol Biol, 2009. 386(5): p. 1193-203.

90. Cai, Y., N.E. Geacintov, and S. Broyde, Nucleotide excision repair efficiencies of bulky carcinogen-DNA adducts are governed by a balance between stabilizing and destabilizing interactions. Biochemistry, 2012. 51(7): p. 1486-99.

91. Kropachev, K., et al., Adenine-DNA adducts derived from the highly tumorigenic DibenzofaJJpyrene are resistant to nucleotide excision repair while guanine adducts are not. Chem Res Toxicol, 2013. 26(5): p. 783-93.

92. Baertschi, S.W., et al., Comparison of rates of enzymatic oxidation of aflatoxin Bl, aflatoxin Gl, and sterigmatocystin and activities of the epoxides in forming guanyl-N7 adducts and inducing different genetic responses. Chem Res Toxicol, 1989. 2(2): p. 1142.

93. Gan, J., et al., Alkylaniline-hemoglobin adducts and risk of non-smoking-related bladder cancer. J Natl Cancer Inst, 2004. 96(19): p. 1425-31.

94. Gillet, L.C., J. Alzeer, and O.D. Scharer, Site-specific incorporation ofN-(deoxyguanosin-8-yl)-2-acetylaminofluorene (dG-AAF) into oligonucleotides using modified 'ultra-mild' DNA synthesis. Nucleic Acids Res, 2005. 33(6): p. 1961-9.

95. Johnson, D.L., et al., Preparation and characterization of a viral DNA molecule containing a site-specific 2-aminofluorene adduct: a new probe for mutagenesis by carcinogens. Biochemistry, 1986. 25(2): p. 449-56.

96. O'Handley, S.F., et al., Structural characterization of an N-acetyl-2-aminofluorene (AAF) modified DNA oligomer by NMR, energy minimization, and molecular dynamics. Biochemistry, 1993. 32(10): p. 2481-97.

97. Alzeer, J. and O.D. Scharer, A modified thymine for the synthesis of site-specific thymine-guanine DNA interstrand crosslinks. Nucleic Acids Res, 2006. 34(16): p. 4458-66.

98. el-Bayoumy, K., et al., Comparative tumorigenicity of benzo[a]pyrene, 1-nitropyrene and 2-amino-l-methyl-6-phenylimidazo [4,5-b]pyridine administered by gavage to female CD rats. Carcinogenesis, 1995. 16(2): p. 431-4.

99. Delclos, K.B., et al., Identification of C8-modified deoxyinosine andN2- and C8-modified deoxyguanos ine as major products of the in vitro reaction of N-hydroxy-6-aminochrysene with DNA and the formation of these adducts in isolated rat hepatocytes treated with 6-nitrochrysene and 6-aminochrysene. Carcinogenesis, 1987. 8(11): p. 17039.

100. Chae, Y.H., et al., Metabolism and DNA binding of the environmental colon carcinogen 6-nitrochrysene in rats. Cancer Res, 1996. 56(9): p. 2052-8.

101. Brooks, P.J., et al., The oxidative DNA lesion 8,5'-(S)-cyclo-2'-deoxyadenosine is repaired by the nucleotide excision repair pathway and blocks gene expression in mammalian cells. J Biol Chem, 2000. 275(29): p. 22355-62.

102. El-Bayoumy, K., et al., Identification of 5-(deoxyguanosin-N2-yl)- 1,2-dihydroxy-l,2-dihydro-6-aminochrysene as the major DNA lesion in the mammary gland of rats treated with the environmental pollutant 6-nitrochrysene. Chem Res Toxicol, 2004. 17(12): p. 1591-9.

103. Krzeminski, J., et al., Inefficient nucleotide excision repair in human cell extracts of the N-(deoxyguanosin-8-yl)-6-aminochrysene and 5-(deoxyguanosin-N(2)-yl)-6-aminochrysene adducts derivedfrom 6-nitrochrysene. Chem Res Toxicol, 2011. 24(1): p. 65-72.

104. Zamble, D.B., et al., Repair of cisplatin—DNA adducts by the mammalian excision nuclease. Biochemistry, 1996. 35(31): p. 10004-13.

105. De Silva, I.U., et al., Defining the roles of nucleotide excision repair and recombination in the repair of DNA interstrand cross-links in mammalian cells. Mol Cell Biol, 2000. 20(21): p. 7980-90.

106. Johnson, N.P., et al., Structures of the adducts formed between [Pt(dien)Cl] CI and DNA in vitro. Nucleic Acids Res, 1982. 10(17): p. 5255-71.

107. Jamieson, E.R. and S.J. Lippard, Structure, Recognition, and Processing of Cisplatin-DNA Adducts. Chem Rev, 1999. 99(9): p. 2467-98.

108. Kasparkova, J., et al., DNA binding by antitumor trans-[PtCl2(NH3)(thiazole)J. Protein recognition and nucleotide excision repair of monofunctional adducts. Biochemistry, 2003. 42(3): p. 792-800.

109. Wang, D., et al., X-ray structure and mechanism of RNA polymerase II stalled at an antineoplastic monofunctionalplatinum-DNA adduct. Proc Natl Acad Sci U S A, 2010. 107(21): p. 9584-9.

110. Zhu, G., et al., Monofunctional platinum-DNA adducts are strong inhibitors of transcription and substrates for nucleotide excision repair in live mammalian cells. Cancer Res, 2012. 72(3): p. 790-800.

111. Park, G.Y., et al., Phenanthriplatin, a monofunctional DNA-bindingplatinum anticancer drug candidate with unusual potency and cellular activity profile. Proc Natl Acad Sci U S A, 2012. 109(30): p. 11987-92.

112. Chen, C.H., et al., Aristolochic acid-associated urothelial cancer in Taiwan. Proc Natl Acad Sci USA, 2012. 109(21): p. 8241-6.

113. Grollman, A.P., et al., Aristolochic acid and the etiology of endemic (Balkan) nephropathy. Proc Natl Acad Sci USA, 2007. 104(29): p. 12129-34.

114. Zhang, F., et al., The major metabolite of equilin, 4-hydroxyequilin, autoxidizes to an o-quinone which isomerizes to the potent cytotoxin 4-hydroxyequilenin-o-quinone. Chem Res Toxicol, 1999. 12(2): p. 204-13.

115. Zhang, N., et al., NMR and computational studies of stereoisomeric equine estrogen-derived DNA cytidine adducts in oligonucleotide duplexes: opposite orientations of diastereomeric forms. Biochemistry, 2009. 48(30): p. 7098-109.

116. Okahashi, Y., et al., Quantitative detection of 4-hydroxyequilenin-DNA adducts in mammalian cells using an immunoassay with a novel monoclonal antibody. Nucleic Acids Res, 2010. 38(12): p. el33.

117. Dezhurov, S.V., et al., A new highly efficientphotoreactive analogue of dCTP. Synthesis, characterization, and application in photoaffinity modification of DNA binding proteins. Bioconjug Chem, 2005. 16(1): p. 215-22.

118. DellaVecchia, M.J., et al., Analyzing the handoff of DNA from UvrA to UvrB utilizing DNA-protein photoaffinity labeling. J Biol Chem, 2004. 279(43): p. 45245-56.

119. Rechkunova, N.I. and O.I. Lavrik, Nucleotide excision repair in higher eukaryotes: mechanism of primary damage recognition in global genome repair. Subcell Biochem, 2010. 50: p. 251-77.

120. Reardon, J.T. and A. Sancar, Repair of DNA-polypeptide crosslinks by human excision nuclease. Proc Natl Acad Sci USA, 2006. 103(11): p. 4056-61.

121. Geacintov, N.E., et al., Thermodynamic and structural factors in the removal of bulky DNA adducts by the nucleotide excision repair machinery. Biopolymers, 2002. 65(3): p. 202-10.

122.

123.

124.

125.

126.

127.

128.

129,

130

131

132

133

134

Maltseva, E.A., et al., Interaction of nucleotide excision repair factors RPA andXPA with DNA containing bulky photoreactive groups imitating damages. Biochemistry (Mosc), 2006. 71(3): p. 270-8.

Tapias, A., et al., Ordered conformational changes in damaged DNA induced by nucleotide excision repair factors. J Biol Chem, 2004. 279(18): p. 19074-83. Biggerstaff, M., et al., Effect of exogenous DNA fragments on human cell extract-mediated DNA repair synthesis. MutatRes, 1991. 254(3): p. 217-24. Buterin, T., et al., Trapping of DNA nucleotide excision repair factors by nonrepairable carcinogen adducts. Cancer Res, 2002. 62(15): p. 4229-35.

Hansson, J. and R.D. Wood, Repair synthesis by human cell extracts in DNA damaged by cis- and trans-diamminedichloroplatinum(II). Nucleic Acids Res, 1989. 17(20): p. 807391.

Heiger-Bernays, W.J., J.M. Essigmann, and S.J. Lippard, Effect of the antitumor drug cis-diamminedichloroplatinum(II) and related platinum complexes on eukaryotic DNA replication. Biochemistry, 1990. 29(36): p. 8461-6.

Hess, M.T., D. Gunz, and H. Naegeli, A repair competition assay to assess recognition by human nucleotide excision repair. Nucleic Acids Res, 1996. 24(5): p. 824-8. Sibghatullah, et al., Human nucleotide excision repair in vitro: repair of pyrimidine dimers, psoralen and cisplatin adducts by HeLa cell-free extract. Nucleic Acids Res, 1989. 17(12): p. 4471-84.

Huang, J.C., et al., Human nucleotide excision nuclease removes thymine dimers from DNA by incising the 22ndphosphodiester bond 5' and the 6th phosphodiester bond 3' to the photodimer. Proc Natl Acad Sci USA, 1992. 89(8): p. 3664-8.

Svoboda, D.L., et al., DNA repair by eukaryotic nucleotide excision nuclease. Removal of

thymine dimer and psoralen monoadduct by HeLa cell-free extract and of thymine dimer

byXenopus laevis oocytes. J Biol Chem, 1993. 268(3): p. 1931-6.

Szymkowski, D.E., et al., An intrastrand d(GpG) platinum crosslink in duplex M13 DNA

is refractory to repair by human cell extracts. Proc Natl Acad Sci USA, 1992. 89(22): p.

10772-6.

Hansson, J., et al., Localization of DNA repair synthesis by human cell extracts to a short region at the site of a lesion. J Biol Chem, 1989. 264(36): p. 21788-92. Koehl, P., D. Burnouf, and R.P. Fuchs, Construction of plasmids containing a unique acetylaminofluorene adduct located within a mutation hot spot. A new probe for frameshift mutagenesis. J Mol Biol, 1989. 207(2): p. 355-64.

135. Thorel, F., et al., Definition of a short region ofXPG necessary for TFIIH interaction and stable recruitment to sites of UV damage. Mol Cell Biol, 2004. 24(24): p. 10670-80.

136. Roche, Y., et al., Fluorescence correlation spectroscopy of the binding of nucleotide excision repair protein XPC-hHr23B with DNA substrates. J Fluoresc, 2008. 18(5): p. 987-95.

137. Yeo, J.E., et al., The efficiencies of damage recognition and excision correlate with duplex destabilization induced by acetylaminofluorene adducts in human nucleotide excision repair. Chem Res Toxicol, 2012. 25(11): p. 2462-8.

138. Guggenheim, E.R., et al., Photoaffinity isolation and identification of proteins in cancer cell extracts that bind to platinum-modified DNA. Chembiochem, 2009. 10(1): p. 141-57.

139. Evdokimov, A., et al., Synthesis of model DNA and their application as substrates of nucleotide excision repair. Biopol. Cell, 2012. 28(3): p. 212-217.

140. Hess, M.T., et al., Base pair conformation-dependent excision of benzo[a]pyrene diol epoxide-guanine adducts by human nucleotide excision repair enzymes. Mol Cell Biol, 1997.17(12): p. 7069-76.

141. Todd, R.C. and S.J. Lippard, Consequences of cisplatin binding on nucleosome structure and dynamics. Chem Biol, 2010. 17(12): p. 1334-43.

142. Fei, J., et al., Regulation of nucleotide excision repair by UV-DDB: prioritization of damage recognition to internucleosomalDNA. PLoS Biol, 2011. 9(10): p. el001183.

143. Huang, J.C., et al., Substrate spectrum of human excinuclease: repair of abasic sites, methylated bases, mismatches and bulky adducts. Proc Natl Acad Sci USA, 1994. 91(25): p. 12213-17.

144. Petruseva, I.O., et al., RPA repair recognition of DNA containing pyrimidines bearing bulky adducts. J Mol Recognit, 2008. 21(3): p. 154-62.

145. Wlassoff, W.A., et al., Synthesis and characterization of (d)NTP derivatives substituted with residues of different photoreagents. Bioconjug Chem, 1995. 6(4): p. 352-60.

146. Kolpashchikov, D.M., et al., New reagents for affinity modification of biopolymers. Photoaffinity modification ofTte-DNA polymerase. Bioorg Khim, 1999. 25(2): p. 129-36.

147. Evdokimov, A., et al., New synthetic substrates of mammalian nucleotide excision repair system. Nucleic Acids Res, 2013. 41(12): p. el23.

148. Khodyreva, S.N. and O.I. Lavrik, Photoaffinity labeling technique for studying DNA replication and DNA repair. Curr Med Chem, 2005. 12(6): p. 641-55.

149. Knorre, D.G. and T.S. Godovikova, Photoaffinity labeling as an approach to study supramolecular nucleoprotein complexes. FEBS Lett, 1998. 433(1-2): p. 9-14.

150. Zakharenko, A.L., et al., Photoaffinity labeling of DNA polymerase from Thermus thermophilus and DNA template by photoreactive analogs of dCTP. Biochemistry (Mose), 1998. 63(8): p. 929-34.

151. Nguyen, H.K., et al., Modification of DNA duplexes to smooth their thermal stability independently of their base content for DNA sequencing by hybridization. Nucleic Acids Res, 1997. 25(15): p. 3059-65.

152. Meisenheimer, K.M. and T.H. Koch, Photocross-linking of nucleic acids to associated proteins. Crit Rev Biochem Mol Biol, 1997. 32(2): p. 101-40.

153. Schweizer, U., et al., Photocros slinking locates a binding site for the large subunit of human replication protein A to the damaged strand of cisplatin-modified DNA. Nucleic Acids Res, 1999. 27(15): p. 3183-9.

154. Petruseva, I.O., et al., Photoactivated DNA analogs of substrates of the nucleotide excision repair system and their interaction with proteins of NER-competent HeLa cell extract. Biochemistry (Mose), 2009. 74(5): p. 491-501.

155. Krasikova, Y.S., et al., Localization of xeroderma pigmentosum group A protein and replication protein A on damaged DNA in nucleotide excision repair. Nucleic Acids Res, 2011. 38(22): p. 8083-94.

156. Krasikova, Y.S., et al., Interaction of nucleotide excision repair factors XPC-HR23B, XPA, and RPA with damaged DNA. Biochemistry (Mose), 2008. 73(8): p. 886-96.

157. Liu, Y., et al., Interactions of human replication protein A with single-stranded DNA adducts. Biochem J, 2005. 385(Pt 2): p. 519-26.

158. Anin, M.F. and M. Leng, Distortions induced in double-stranded oligonucleotides by the binding of eis- or trans -diammine-dichloroplatinum (II) to the d(GTG) sequence. Nucleic Acids Res, 1990. 18(15): p. 4395-400.

159. Bellon, S.F., J.H. Coleman, and S.J. Lippard, DNA unwinding produced by site-specific intrastrand cross-links of the antitumor drug cis-diamminedichloroplatinum(II). Biochemistry, 1991. 30(32): p. 8026-35.

160. van Garderen, C.J. and L.P. van Houte, The solution structure of a DNA duplex containing the cis-Pt(NH3)2[d(-GTG-)-N7(G),N7(G)] adduct, as determined with high-field NMR and molecular mechanics/dynamics. Eur J Biochem, 1994. 225(3): p. 1169-79.

161. Huang, J.C. and A. Sancar, Determination of minimum substrate size for human excinuclease. J Biol Chem, 1994. 269(29): p. 19034-40.

162. Calsou, P., P. Frit, and B. Salles, Double strand breaks in DNA inhibit nucleotide excision repair in vitro. J Biol Chem, 1996. 271(44): p. 27601-7.

163. Huang, J.С., et al., HMG-domain proteins specifically inhibit the repair of the major DNA adduct of the anticancer drug cisplatin by human excision nuclease. Proc Natl Acad Sei USA, 1994. 91(22): p. 10394-8.

164. Langie, S.A., et al., Measuring DNA repair incision activity of mouse tissue extracts towards singlet oxygen-induced DNA damage: a comet-based in vitro repair assay. Mutagenesis, 2011. 26(3): p. 461-71.

165. Araujo, S.J., et al., Nucleotide excision repair of DNA with recombinant human proteins: definition of the minimal set offactors, active forms ofTFIIH, and modulation by CAK. Genes Dev, 2000.14(3): p. 349-59.

166. Shell, S.M., et al., Xeroderma pigmentosum complementation group С protein (XPC) serves as a general sensor of damaged DNA. DNA Repair (Amst), 2013. 12(11): p. 94753.

167. Vaisman, A., et al., Removal of mis incorporated ribonucleotides from prokaryotic genomes: an unexpected role for nucleotide excision repair. PLoS Genet, 2013. 9(11): p. el003878.

168. Laemmli, U.K., Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970. 227(5259): p. 680-5.

169. Liu, Y., et al., Probing for DNA damage with beta-hairpins: similarities in incision efficiencies of bulky DNA adducts by prokaryotic and human nucleotide excision repair systems in vitro. DNA Repair (Amst), 2011. 10(7): p. 684-96.

170. Mills, J.B. and P.J. Hagerman, Origin of the intrinsic rigidity of DNA. Nucleic Acids Res, 2004. 32(13): p. 4055-9.

171. Ni, J., et al., Mass spectrometric sequencing of site-specific carcinogen-modified oligodeoxyribonucleotides containing bulky benzo[a]pyrene diol epoxide-deoxyguanosyl adducts. Anal Biochem, 1998. 264(2): p. 222-9.

172. Matsunaga, Т., et al., Human DNA repair excision nuclease. Analysis of the roles of the subunits involved in dual incisions by using anti-XPG and anti-ERCCl antibodies. J Biol Chem, 1995. 270(35): p. 20862-9.

173. Mu, D., et al., Reconstitution of human DNA repair excision nuclease in a highly defined system. J Biol Chem, 1995. 270(6): p. 2415-8.

174. Mu, D., D.S. Hsu, and A. Sancar, Reaction mechanism of human DNA repair excision nuclease. J Biol Chem, 1996. 271(14): p. 8285-94.

175. Хлиманков, Д.Ю., et al., Получение фотореакционноспособных олигонуклеотидных дуплексов и их применение для фотоаффинной модификации ДНК-связывающих белков. Биоорг. химия, 2001. 27(3): с. 205-209.

176. Reardon, J.Т. and A. Sancar, Purification and characterization of Escherichia coli and human nucleotide excision repair enzyme systems. Methods Enzymol, 2006. 408: p. 189213.

177. Manley, J.L., et al., DNA-dependent transcription of adenovirus genes in a soluble whole-cell extract. Proc Natl Acad Sci USA, 1980. 77(7): p. 3855-9.

178. Yoo, S., A. Kimzey, and W.S. Dynan, Photocross-linking of an oriented DNA repair complex. Ku bound at a single DNA end. J Biol Chem, 1999. 274(28): p. 20034-9.

179. Mu, D., et al., Recognition and repair of compound DNA lesions (base damage and mismatch) by human mismatch repair and excision repair systems. Mol Cell Biol, 1997. 17(2): p. 760-9.

180. Петрусева, И.О., et al., Фотоактивируемые ДНК-аналоги субстратов белков системы эксцизионной репарации нуклеотидов с их взаимодействие с белками NER-компетентного экстракта клеток HeLa. . Биохимия, 2009. 74(5): с. 607-19.

181. Verhoeven, Е.Е., et al., Architecture of nucleotide excision repair complexes: DNA is wrapped by UvrB before and after damage recognition. EMBO J, 2001. 20(3): p. 601-11.

182. Meneni, S.R., et al., Sequence effects of aminofluorene-modifiedDNA duplexes: thermodynamic and circular dichroism properties. Nucleic Acids Res, 2006. 34(2): p. 755-63.

183. Lane, D., P. Prentki, and M. Chandler, Use of gel retardation to analyze protein-nucleic acid interactions. Microbiol Rev, 1992. 56(4): p. 509-28.

184. Cosman, M., et al., Solution conformation of the major adduct between the carcinogen (+)-anti-benzo[a]pyrene diol epoxide and DNA. Proc Natl Acad Sci USA, 1992. 89(5): p. 1914-8.

185. Rumora, A.E., et al., Thymine dimer-induced structural changes to the DNA duplex examined with reactive probes (dagger). Biochemistry, 2008. 47(49): p. 13026-35.

186. Poklar, N., et al., Influence of cisplatin intrastrand crosslinking on the conformation, thermal stability, and energetics of a 20-mer DNA duplex. Proc Natl Acad Sci USA, 1996. 93(15): p. 7606-11.

187. Jain, V., et al., Conformational and thermodynamic properties modulate the nucleotide excision repair of 2-aminofluorene and 2-acetylaminofluorene dG adducts in the Narl sequence. Nucleic Acids Res, 2012. 40(9): p. 3939-51.

188. Maillard, O., et al., Versatile protection from mutagenic DNA lesions conferred by bipartite recognition in nucleotide excision repair. Mutat Res, 2008. 658(3): p. 271-86.

189. Hey, Т., et al., The XPC-HR23B complex displays high affinity and specificity for damaged DNA in a true-equilibrium fluorescence assay. Biochemistry, 2002. 41(21): p. 6583-7.

190. Попов, A.B. and Ю.Н. Воробьев, Программа GUI-BioPASED для моделирования молекулярной динамики биополимеров с графическим пользовательским интерфейсом. Молекулярная биология, 2010. 44(4): с. 735-742.

191. Wang, J., et al., Development and testing of a general amber force field. J Comput Chem, 2004. 25(9): p. 1157-74.

192. Dupradeau, F.Y., et al., The R.E.D. tools: advances in RESP and ESP charge derivation and force field library building. Phys Chem Chem Phys, 2010. 12(28): p. 7821-39.

193. Cieplak, P., et al., Application of the Multimolecule and Multiconformational RESP Methodology to Biopolymers: Charge Derivation for DNA, RNA, and Proteins. J Comput Chem, 1995. 16(11): p. 1357-1377.

194. Lazaridis, T. and M. Karplus, Effective energy function for proteins in solution. Proteins, 1999. 35(2): p. 133-52.

195. Popov, A.V., Y.N. Vorobjev, and D.O. Zharkov, MDTRA: a molecular dynamics trajectory analyzer with a graphical user interface. J Comput Chem, 2013. 34(4): p. 31925.

196. Ng, J.M., et al., A novel regulation mechanism of DNA repair by damage-induced and RAD23-dependent stabilization of xeroderma pigmentosum group С protein. Genes Dev, 2003. 17(13): p. 1630-45.

197. Neher, T.M., et al., Photo-cross-linking of XPC-Rad23B to cisplatin-damagedDNA reveals contacts with both strands of the DNA duplex and spans the DNA adduct. Biochemistry. 49(4): p. 669-78.

198. Речкунова, Н.И., E.A. Мальцева, and О.И. Лаврик, Эксцизионная репарация нуклеотидов у высших эукариот: механизм первичного узнавания повреждений ДНК. Молекулярная биология, 2008. 42(1): с. 24-31.

199. Lavrik, O.I., et al., Photoaffinity labeling of mouse fibroblast enzymes by a base excision repair intermediate. Evidence for the role ofpoly(ADP-ribose) polymerase-1 in DNA repair. J Biol Chem, 2001. 276(27): p. 25541-8.

200. Lavrik, O.I., et al., Binary system for selective photoaffinity labeling of base excision repair DNA polymerases. Nucleic Acids Res, 2002. 30(14): p. e73.

201. Sukhanova, M., S. Khodyreva, and O. Lavrik, Suppression of base excision repair reactions by apoptotic 24kDa-fragment of poly(ADP-ribose) polymerase 1 in bovine testis nuclear extract. DNA Repair (Amst), 2007. 6(5): p. 615-25.

202. Vasil'eva, I.A., et al., Interaction ofT. thermophilus phenylalanyl-tRNA synthetase with the 3'-terminal nucleotide of tRNAPhe. Biochemistry (Mose), 2000. 65(10): p. 1157-66.

203. Moor, N., et al., Prokaryotic and eukaryotic tetramericphenylalanyl-tRNA synthetases display conservation of the binding mode of the tRNA(Phe) CCA end. Biochemistry, 2003.42(36): p. 10697-708.

204. Yamanaka, H., et al., Characterization of human poly(ADP-ribose) polymerase with autoantibodies. J Biol Chem, 1988. 263(8): p. 3879-83.

205. D'Amours, D., et al., Poly(ADP-ribosyl)ation reactions in the regulation of nuclear functions. Biochem J, 1999. 342 (Pt 2): p. 249-68.

206. Zhu, G., P. Chang, and S.J. Lippard, Recognition of platinum-DNA damage by poly(ADP-ribose) polymerase-1. Biochemistry, 2010. 49(29): p. 6177-83.

207. Evdokimov, A.N., et al., Photoactivated DNA analogs of substrates of the nucleotide excision repair system and their interaction with proteins ofNER-competent extract of HeLa cells. Synthesis and application of long model DNA. Biochemistry (Mose), 2011. 76(1): p. 157-66.

208. King, B.S., et al., Poly(ADP-ribose) contributes to an association betweenpoly(ADP-ribose) polymerase-1 and xeroderma pigmentosum complementation group A in nucleotide excision repair. J Biol Chem, 2012. 287(47): p. 39824-33.

209. Pines, A., et al., PARP1 promotes nucleotide excision repair through DDB2 stabilization and recruitment of ALC1. J Cell Biol, 2012. 199(2): p. 235-49.

210. Fischer, J.M., et al., Poly(ADP-ribose)-mediated interplay ofXPA and PARP1 leads to reciprocal regulation of protein function. FEBS J, 2014. 281(16): p. 3625-41.

211. Zhang, C.X., P.V. Chang, and S.J. Lippard, Identification of nuclear proteins that interact with platinum-modified DNA by photoaffinity labeling. Journal of the American Chemical Society, 2004. 126(21): p. 6536-6537.

212. Zhu, G.Y. and S.J. Lippard, Photoaffinity Labeling Reveals Nuclear Proteins That Uniquely Recognize Cisplatin-DNA Interstrand Cross-Links. Biochemistry, 2009. 48(22): p. 4916-4925.

213. Krishnakumar, R., et al., Reciprocal binding of PARP-1 and histone HI at promoters specifies transcriptional outcomes. Science, 2008. 319(5864): p. 819-821.

214. Kraus, W.L., Transcriptional control by PARP-1: chromatin modulation, enhancer-binding, coregulation, and insulation. Current Opinion in Cell Biology, 2008. 20(3): p. 294-302.

215. Berger, N.A., Poly(ADP-ribose) in the cellular response to DNA damage. Radiat Res, 1985. 101(1): p. 4-15.

216. Berger, N.A., et al., Poly(ADP-ribose) polymerase mediates the suicide response to massive DNA damage: studies in normal and DNA-repair defective cells. Princess Takamatsu Symp, 1983. 13: p. 219-26.

217. Malanga, M. and F.R. Althaus, The role of poly(ADP-ribose) in the DNA damage signaling network. Biochemistry and Cell Biology-Biochimie Et Biologie Cellulaire, 2005. 83(3): p. 354-364.