Характеристика начальных этапов функционирования системы репарации ДНК-"мисматчей" Escherichia coli с использованием модифицированных ДНК тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат наук Перевозчикова, Светлана Анатольевна

• Перевозчикова, Светлана Анатольевна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Перевозчикова, Светлана Анатольевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ............................................................................................................5

ДНК-ДУПЛЕКСЫ, ИСПОЛЬЗОВАННЫЕ В РАБОТЕ..........................................................8

ВВЕДЕНИЕ.....................................................................................................................................11

ГЛАВА I. СОВРЕМЕННЫЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О СТРУКТУРНО-ФУНКЦИОНАЛЬНОЙ ОРГАНИЗАЦИИ СИСТЕМЫ РЕПАРАЦИИ «МИСМАТЧЕЙ» В ДНК (Обзор литературы)........................................................................14

1.1. Роль системы MMR в биологических процессах............................................................15

1.2. Общее представление о механизме и последовательности событий в процессе репарации «мисматчей» в ДНК.............................................................................................16

1.3. MutS как ключевой белок репарации «мисматчей» в ДНК...........................................20

1.3.1. Структура белка MutS из Е. coli и функции его отдельных доменов......................21

1.3.2. Этапы действия MutS в процессе MMR.....................................................................27

1.3.3. Роль АТФазного цикла MutS.......................................................................................28

1.4. Белок MutL - молекулярный координатор процессов репарации

«мисматчей» в ДНК................................................................................................................31

1.5. MutH - белок, направляющий действие репарации «мисматчей» в ДНК....................33

1.6. Взаимодействие MutS, MutL, MutH и ДНК.....................................................................35

1.7. Модели координации между участком узнавания и участком гидролиза

ДНК в системе MMR..............................................................................................................37

ГЛАВА II. ХАРАКТЕРИСТИКА НАЧАЛЬНЫХ ЭТАПОВ ФУНКЦИОНИРОВАНИЯ СИСТЕМЫ РЕПАРАЦИИ ДНК-«МИСМАТЧЕЙ» Escherichia coli С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ

МОДИФИЦИРОВАННЫХ ДНК (<Обсуждение результатов)...............................................41

II. 1. Характеристика влияния остатка тимидингликоля в составе ДНК на функционирование системы MMR...........................................................................................43

II. 1.1. MutS- и MutL-зависимый гидролиз белком MutH кольцевых ДНК

с остатком тимидингликоля..................................................................................................45

II. 1.2. Термическая устойчивость 30-звенных ДНК-дуплексов, содержащих остаток тимидингликоля........................................................................................................51

II. 1.3. Взаимодействие MutS с содержащими тимидингликоль флуоресцентно-

меченными ДНК.....................................................................................................................52

II. 1.3.1. Анализ формирования изгиба тимидингликольсодержащих ДНК

при связывании с MutS..........................................................................................................60

II. 1.3.2. Характеристика локализации MutS на тимидингликольсодержащих

ДНК..........................................................................................................................................62

II. 1.4. Связывание MutS с тимидингликольсодержащими ДНК-дуплексами....................65

II. 1.5. Влияние тимидингликольсодержащих ДНК-лигандов на кинетику

гидролиза АТФ.......................................................................................................................69

II. 1.6. Влияние тимидингликольсодержащих ДНК-лигандов на обмен АДФ

в АТФазных доменах MutS...................................................................................................71

II.2. Ковалентная фиксация MutS для функциональных исследований

процесса репарации «мисматчей» в ДНК.................................................................................75

11.2.1. Дизайн и получение мутантных форм белка MutS, содержащих единичный остаток цистеина.....................................................................................................................77

11.2.2. Характеристика мутантных форм белка MutS с единичным

остатком цистеина.....................................................................................81

И.2.3. Взаимодействие ДНК-дуплексов, содержащих 2'-йодацетамидную группировку, с ДНК-связывающими белками....................................................................84

11.2.3.1. Взаимодействие с сайт-специфической никазой BspD61.....................................84

11.2.3.2. Взаимодействие с мутантными формами MutS....................................................88

11.2.4. Ковалентное связывание MutS с фрагментами ДНК, содержащими дисульфидную группировку..................................................................................................91

11.2.4.1. Взаимодействие мутантных форм MutS с ДНК-дуплексами с 2'-пиридилдисульфидной группировкой.............................................................................92

И.2.4.1.1. Синтез олигонуклеотидов, содержащих

2'-дезокси-2'-[3-(2-пиридилдитио)пропионамидо]уридиновое звено............................92

IL2.4.1.2. Ковалентное связывание мутантных форм MutS с

2'-пиридилдисульфидными производными ДНК-дуплексов..........................................93

11.2.4.2. Взаимодействие ДНК-дуплексов с З'-концевой дисульфидной группировкой с мутантными формами MutS......................................................................97

11.2.5. Конструирование модифицированных ДНК для исследований особенностей функционирования системы MMR.....................................................................................102

11.2.6. Разработка методов выделения конъюгатов MutS с ДНК.......................................106

11.2.6.1. Выделение конъюгатов MutS с ДНК методом эксклюзионной ВЭЖХ................107

11.2.6.2. Выделение конъюгатов MutS с ДНК методом аффинной

хроматографии.............................................................................................................................................110

11.2.1. Анализ функциональной активности белка MutS в составе конъюгатов с ДНК.....................................................................................................................................114

11.2.7.1. Эффективность обмена АДФ в MutS, зафиксированном на ДНК.....................114

11.2.7.2. Формирование «тройного» комплекса ДНК/MutS/MutL...................................116

II.2.8. Структурно-функциональные исследования MMR с использованием конъюгатов MutS с ДНК......................................................................................................118

11.2.8.1. Конформационные перестройки ДНК при образовании «окончательного» узнающего комплекса..........................................................................................................118

11.2.8.2. Выяснение возможности активации MutH в присутствии MutS, зафиксированного на ДНК в области «мисматча»...........................................................121

11.2.8.2.1. «Мисматч»-зависимый гидролиз линейных ДНК-дуплексов

в присутствии белков MutS, MutL и MutH......................................................................122

11.2.8.2.2. «Мисматч»-зависимая активация MutH в присутствии MutL

и MutS(A469C), зафиксированного на ДНК...................................................................123

ГЛАВА III. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ...................................................................125

III. 1. Реактивы и материалы..................................................................................................125

111.2. Приборы и методы........................................................................................................129

III.2.1. Электрофоретические методы.............................................................131

111.2.1.1. Горизонтальный электрофорез в 1%-ном агарозном геле.....................131

111.2.1.2. Вертикальный электрофорез в 15-20%-ных ПААГ.............................131

111.2.1.3. Вертикальный электрофорез в 4%-ных и 8%-ных ПААГ.....................132

111.2.1.4. Вертикальный электрофорез в 20-30%-ных ПААГ с 7 М мочевиной......132

111.2.1.5. Электрофорез по Лэммли............................................................132

111.3. Общие методики............................................................................................................132

III.3.1. Трансформация компетентных клеток Е. coli.......................................................132

II 1.3.1.1. Метод «теплового шока».............................................................132

III.3.1.2. Метод электропорации...............................................................133

III.3.2. Экспрессия рекомбинантных белков MutS, MutL и MutH в

клетках Е. coli.......................................................................................................................133

111.3.3. Выделение и очистка рекомбинантных белков MutS, MutL и MutH....................134

111.3.4. Выделение плазмидных ДНК....................................................................................135

111.3.5. Конструирование модифицированных кольцевых ДНК-субстратов....................136

111.3.6. Конструирование флуоресцентно- и Р-меченных ДНК-дуплексов....................136

111.3.7. Синтез олигодезоксирибонуклеотидов с йодацетамидной

группировкой в 2'-положении углеводного фрагмента....................................................137

111.3.8. Синтез олигодезоксирибонуклеотидов с единичным 2'-дисульфидсодержащим уридиновым звеном................................................................139

111.3.9. Определение термической устойчивости ДНК-дуплексов....................................139

111.3.10. Активация начальных этапов репарации «мисматчей» в ДНК...........................140

111.3.11. Связывание сайт-специфической никазы BspD6I с ДНК-лигандами.................140

111.3.12. Гидролиз Р-меченной ДНК сайт-специфической никазой BspD61...................141

111.3.13. Связывание белка MutS с ДНК-лигандами............................................................141

111.3.14. Ковалентное связывание белка MutS с реакционноспособными ДНК-лигандами....................................................................................................................141

111.3.14.1 Взаимодействие ДНК-дуплексов, содержащих остаток

2'-дезокси- 2'-йодацетамидоуридина, с мутантными формами MutS..........................142

111.3.14.2 Взаимодействие ДНК-дуплексов, содержащих дисульфидную группировку, с мутантными формами MutS...................................................................142

111.3.15. Выделение ДНК-белковых конъюгатов методом хроматографии......................143

III.3.15.1. Эксклюзионная ВЭЖХ...................................................................143

III.3.15.1. Аффинная хроматография..............................................................143

111.3.16. Флуоресцентные методы.........................................................................................144

111.3.17. Кинетика гидролиза АТФ белком MutS.................................................................145

111.3.18. Кинетика обмена АДФ в АТФазных доменах белка MutS..................................145

111.3.19. Образование «тройного» комплекса линейной ДНК с белками

MutS и MutL..........................................................................................................................146

111.3.20. Активация гидролиза ферментом MutH линейных

ДНК белками MutS и MutL..................................................................................................147

ВЫВОДЫ......................................................................................................................................148

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ.........................................................................................................149

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Характеристика начальных этапов функционирования системы репарации ДНК-"мисматчей" Escherichia coli с использованием модифицированных ДНК»

Координированное действие различных биомолекул обеспечивает протекание всех происходящих в живых организмах процессов, среди которых различные каскадные пути, связанные с пролиферацией клеток, их дифференцировкой, ответами на различные факторы окружающей среды, а также с клеточным старением и смертью. Особо важным является поддержание стабильности генома из поколения в поколение и в течение жизни индивидуального организма. Как ответ на мутагенные факторы, а также ошибки системы репликации ДНК в клетке совместно действуют различные репарационные механизмы, обеспечивающие безошибочную передачу генетической информации.

Данная работа посвящена изучению особенностей функционирования системы репарации неканонических пар нуклеотидов («мисматчей») в ДНК - MMR (от англ. Mismatch Repair). Эту систему также называют пострепликативной системой репарации, так как одной из её главных функций является исправление ошибок, возникающих в результате репликации ДНК. В последние годы было показано, что MMR также участвует в ответе клеток млекопитающих на повреждения, возникающие под действием лекарственных препаратов, например, цисплатина, ионизирующей радиации, антиметаболитов, ультрафиолетового излучения, интеркалирующих и алкилирующих агентов [1-3]. К функциям белков MMR также относится координация узнавания и репарации повреждений ДНК с клеточным циклом. Центральным в этом процессе является запуск сигналов апоптотических путей [4]. Подавление функции MMR приводит к отказу от апоптотического пути и повышению выживаемости клеток. Белки MMR также предотвращают рекомбинацию между сходными, но не идентичными последовательностями ДНК, регулируют конденсацию хромосом в митозе и сегрегацию ДНК, а также участвуют в гипермутировании иммуноглобулинов [5, 6]. Нарушение функционирования MMR на одном из её этапов приводит к накоплению мутаций и к явлению нестабильности микросателлитов (microsatellite instability, MSI). Результатом является возникновение онкологических заболеваний, что определяет актуальность всестороннего изучения системы репарации «мисматчей» в ДНК.

Функционирование системы MMR обусловлено координированным действием более 10 белков. Общее представление о последовательности событий исправления ошибок в геномной ДНК, сформированное за последние 20 лет, представлено на рис. 1.

Сенсорный белок системы MMR MutS (на рис. 1 обозначен зелёным цветом) узнаёт и связывает неканоническую пару нуклеотидов - «мисматч», образуя «начальный» узнающий комплекс, в котором ДНК «изогнута» на 60°. Затем комплекс MutS с ДНК претерпевает

конформационные перестройки с формированием «окончательного» узнающего комплекса. Последний в присутствии координирующего белка MutL (на рис. 1 обозначен синим) активизирует эндонуклеазу MutH (на рис. 1 обозначена красным), гидролизующую дочернюю (временно неметилированную по участкам 5'-GATC-3') цепь ДНК. К одноцепочечному разрыву присоединяется ДНК-хеликаза UvrD и расплетает ДНК. Далее неметилированную цепь ДНК гидролизует набор экзонуклеаз. Метилированную (материнскую) цепь ДНК защищает белок SSB (от англ. single-strand binding protein). Образовавшуюся брешь застраивает ДНК-полимераза III. ДНК-лигаза восстанавливает целостность ДНК. Функционирование белков MutS, MutL и MutH можно считать начальными этапами MMR, действие остальных ферментов - эксцизионными этапами. Многие детали процесса MMR остаются невыясненными и вызывают горячую полемику среди учёных. Практически не исследовано ключевое событие процесса MMR, которым является связывание MutS, молекулярного сенсора системы MMR, с «мисматчем» в ДНК. Данные о взаимосвязи двух основных функций MutS - АТФазной и ДНК-связывающей -противоречивы и не укладываются в единую систему. Также не существует общего мнения о том, как происходит координация между участком узнавания и местом гидролиза цепи ДНК в процессе MMR.

Целью данной работы являлась характеристика начальных этапов функционирования системы репарации ДНК-«мисматчей» Escherichia coli с использованием модифицированных ДНК.

Начальные этапы MMR

(Координация)

V

Д

Эксцизионные этапы MMR

Рис. 1. Схематическое изображение последовательности действия ключевых белков системы MMR.

Первая часть исследования направлена на уточнение механизма этапа узнавания повреждения в ДНК белком MutS. Тимидингликоль (продукт окисления тимидина) выбран как модельное соединение, имитирующее повреждение. Информация о взаимодействии белка MutS с ДНК, содержащими остаток тимидингликоля, позволит расширить представление об особенностях процесса узнавания ДНК-лиганда системой репарации MMR и выяснить, какие из функций MutS (способность к связыванию ДНК, к формированию изгиба ДНК, к обмену нуклеотидов в АТФазных доменах, к гидролизу АТФ и др.) являются наиболее чувствительными к наличию модификации в ДНК. Вторая часть работы посвящена исследованию механизма активации репарации «мисматчей» и структурных особенностей короткоживущих ДНК-белковых комплексов (ДНК-MutS, ДНК-MutS-MutL) с помощью их ковалентной фиксации. Эта часть работы предусматривала разработку метода фиксации MutS на ДНК, а также поиск методов выделения белково-нуклеиновых конъюгатов и характеристики активности MutS в их составе. Требовалось создание молекулярных систем для структурно-функциональных исследований начальных этапов MMR.

Таким образом, в работе решались следующие задачи: Изучение возможности репарации системой MMR остатка тимидингликоля в ДНК. Разработка комплексного биохимического подхода для характеристики начальных этапов функционирования системы репарации «мисматчей». Выявление с помощью ковалентной фиксации MutS на ДНК:

конформационных перестроек ДНК, происходящих при формировании «окончательного» узнающего комплекса MutS с ДНК;

механизма «мисматч»-зависимой эндонуклеазной активности MutH.

Работа содержит обзор литературы, посвященный современным представлениям о структурно-функциональной организации системы репарации «мисматчей» в ДНК.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Перевозчикова, Светлана Анатольевна

1. Предложен комплексный биохимический подход для характеристики начальных этапов функционирования системы репарации неканонических пар нуклеотидов ДНК (MMR). Этот подход позволяет оценить влияние модифицированных гетероциклических оснований (в том числе и в ДНК-«мисматче») на активацию репарации, локализацию белка MutS на модифицированной ДНК, сродство MutS к ДНК-лигандам, формирование изгиба двойной спирали ДНК в комплексе с MutS и эффективность обмена АДФ в АТФазном домене этого белка.

2. Впервые показано, что остаток тимидингликоля (Tg), введённый в кольцевые ДНК в составе пар G/Tg и A/Tg, препятствует активации системы MMR вследствие снижения сродства MutS к тимидингликольсодержащей ДНК по сравнению с дуплексом, содержащим пару G/T. Остаток тимидингликоля не способствует формированию изгиба ДНК при взаимодействии с MutS и стимулированию обмена АДФ белком MutS. Показано, что собственно дестабилизация двойной спирали не является необходимым и достаточным фактором в узнавании белком MutS дефекта в ДНК.

3. Предложены ДНК-лиганды, содержащие дисульфидную группу в углеводофосфатном остове, для ковалентной фиксации короткоживущих комплексов MutS на ДНК. Подобраны и оптимизированы условия формирования и последующего выделения конъюгатов мутантных форм MutS, содержащих единичный остаток Cys, с реакционноспособными ДНК.

4. Показано, что белок MutS, ковалентно связанный с G/T-содержащим дуплексом, находится в «начальном» узнающем комплексе, характеризующемся изгибом ДНК. Обнаружено АТФ-зависимое формирование «окончательного» узнающего комплекса MutS с ДНК, сопровождающееся конформационным переходом дуплекса в форму, не имеющую характерного изгиба двойной спирали.

5. Впервые продемонстрировано, что фиксация MutS в области «мисматча» не препятствует активации системы MMR.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Перевозчикова, Светлана Анатольевна, 2013 год

1. Zhao J., Winkler M.E. Reduction of GC—>TA transversion mutation by overexpression of MutS in Escherichia coli K-12. II J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 5025-5028.

2. Fourrier L., Brooks P., Malinge J.M. Binding discrimination of MutS to a set of lesions and compound lesions (base damage and mismatch) reveals its potential role as a cisplatin-damaged DNA sensing protein II J. Biol. Chem. 2003.V. 278. P. 21267-21275.

3. Duckett D.R., Drummond J.T., Murchie A.I., Reardon J.T., Sancar A., Lilley D.M., Modrich P. Human MutSalpha recognizes damaged DNA base pairs containing 06-methylguanine, 04-methylthymine, or the cisplatin-d(GpG) adduct. // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 6443-6447.

4. Stojic L., Brun R., Jiricny J. Mismatch repair and DNA damage signaling. // DNA Repair (Amst). 2004. V. 3. P. 1091-1101.

5. Schofield M.J., Hsieh P. DNA mismatch repair: molecular mechanisms and biological function. II Annu. Rev. Microbiol. 2003. V. 57. P. 579-608.

6. Jun S.H., Kim T.G., Ban C. DNA mismatch repair system. Classical and fresh roles. // FEBSJ. 2006. V. 273. P. 1609-1619.

7. Lewin B. Genes. USA. Boston, MA: Jones Bartlett Publ. 2008. 892 p.

8. Futreal P.A., Coin L., Marshall M., Down Т., Hubbard Т., Wooster R., Rahman N., Stratton M.R. A census of human cancer genes. // Nat. Rev. Cancer. 2004. V. 4. P. 177-183.

9. Drake J.W. The distribution of rates of spontaneous mutation over viruses, prokaryotes, and eukaryotes. II Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999. V. 870. P. 100-107.

10. Айала Ф., Кайгер Дж. Современная генетика, Т. 2. Москва: Мир. 1988. 368 с.

11. Friedberg Е.С., Walker G.C., Siede W. DNA repair and mutagenesis. Washington, DC.: ASM Press. 1995. 698 p.

12. O'Neil N., Rose A. WormBook. II DNA repair. 2006. P. 1-12.

13. Koshland D.E. Jr. Molecule of the year, the DNA repair enzyme. // Science. 1994. V. 266. P. 1925.

14. Лаврик О.И. Репарация ДНК - ключевой механизм обеспечения стабильности генома. // Биохимия. 2011. Т. 76. С. 7.

15. Buermeyer A.B., Deschenes S.M., Baker S.M., Liskay R.M. Mammalian DNA mismatch repair. II Annu. Rev. Genet. 1999. V. 33. P. 533-564.

16. Hsieh P. Molecular mechanisms of DNA mismatch repair. // Mutat. Res. 2001. V. 486. P. 7187.

17. Marti T.M., Kunz С., Fleck О. DNA mismatch repair and mutation avoidance pathways. // J. Cell Physiol. 2002. V. 191. P. 28-41.

18. Barnes D.E., Lindahl T. Repair and genetic consequences of endogenous DNA base damage in mammalian cells. II Annu. Rev. Genet. 2004. V. 38. P. 445^*76.

19. Kunkel T.A., Erie D.A. DNA mismatch repair. II Annu. Rev. Biochem. 2005. V. 74. P. 681-710.

20. Iyer R.R., Pluciennik A., Burdett V., Modrich P.L. DNA mismatch repair: functions and mechanisms. // Chem. Rev. 2006. V. 106. P. 302-323.

21. Jiricny J. The multifaceted mismatch-repair system. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2006. V. 7. P. 335-346.

22. Fukui K. DNA Mismatch repair in eukaryotes and bacteria. // J. Nucleic Acids. 2010. V. 2010. P. 1-16.

23. Голясная H.B., Цветкова H.A. Репарация неправильно спаренных оснований. // Молекулярная биология. 2006. Т. 40. С. 211-223.

24. Modrich P. Mechanisms and biological effects of mismatch repair. // Annu. Rev. Genet. 1991. V. 25. P.229-253.

25. Lichten M., Goyon C., Schlütes N., Treco D., Szostak J.W., Haber J.E., Nicolas A. Detection of heteroduplex DNA molecules among the products of Saccharomyces cerevisiae meiosis. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1990. V. 87. P. 7653-7657.

26. Reenan R.A., Kolodner R.D. Characterization of insertion mutations in the Saccharomyces cerevisiae MSH1 and MSH2 genes, evidence for separate mitochondrial and nuclear functions. // Genetics. 1992. V. 132. P. 975-985.

27. Modrich P., Lahue R. Mismatch repair in replication fidelity, genetic recombination, and cancer biology. II Annu. Rev. Biochem. 1996. V. 65. P. 101-133.

28. Kolodner R.D., Marsischky G.T. Eukaryotic DNA mismatch repair. // Curr. Opin. Genet. Dev. 1999. V. 9. P. 89-96.

29. Branch P., Aquilina G., Bignami M., Karran P. Defective mismatch binding and a mutator phenotype in cells tolerant to DNA damage. // Nature. 1993. V. 362. P. 652-654.

30. Ni T.T., Marsischky G.T., Kolodner R.D. MSH2 and MSH6 are required for removal of adenine misincorporated opposite 8-oxo-guanine in S. cerevisiae. II Mol. Cell. 1999. V. 4. P. 439-444.

31. Mazurek A., Berardini M., Fishel R. Activation of human MutS homologs by 8-oxo-guanine DNA damage. II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 8260-8266.

32. Li G.M., Wang H., Romano L.J. Human MutSalpha specifically binds to DNA containing aminofluorene and acetylaminofluorene adducts. // J. Biol. Chem. 1996. V. 271. P. 2408424088.

33. Feng W.Y., Lee E.H., Hays J.B. Recombinagenic processing of UY-light photoproducts in nonreplicating phage DNA by the Escherichia coli methyl-directed mismatch repair system. // Genetics. 1991. V. 129. P. 1007-1020.

34. Mu D., Tursun M., Duckett D.R., Drummond J.T., Modrich P., Sancar A. Recognition and repair of compound DNA lesions (base damage and mismatch) by human mismatch repair and excision repair systems. // Mol. Cell. Biol. 1997. V. 17. P. 760-769.

35. Wang H., Lawrence C.W., Li G.M., Hays J.B. Specific binding of human MSH2.MSH6 mismatch-repair protein heterodimers to DNA incorporating thymine- or uracil-containing UV light photoproducts opposite mismatched bases. II J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 16894-1690.

36. Mello J.A., Acharya S., Fishel R., Essigmann P. The mismatch-repair protein hMSH2 binds selectively to DNA adducts of the anticancer drug cisplatin. // J. M. Chem. Biol. 1996. V. 3. P. 579-589.

37. Pabla N.. Ma Z., Mcllhatton M.A., Fishel R., Dong Z. hMSH2 recruits ATR to DNA damage sites for activation during DNA damage-induced apoptosis. // J. Biol. Chem. 2011. V. 286. P. 10411-10418.

38. Greig D., Travisano M., Louis E.J., Borts R.H. A role for the mismatch repair system during incipient speciation in Saccharomyces II J. Evol. Biol. 2003. V. 16. P. 429—437.

39. Sia E.A., Kokoska R.J., Dominska M., Greenwell P., Petes T.D. Microsatellite instability in yeast: dependence on repeat unit size and DNA mismatch repair genes. // Mol. Cell. Biol. 1997. V. 17. P. 2851-2858.

40. Wu B.P., Zhang Y.L., Zhou D.Y., Gao C.F., Lai Z.S. Microsatellite instability, MMR gene expression and proliferation kinetics in colorectal cancer with famillial predisposition // World J. Gastroenterol. 2000. V. 6. P. 902-905.

41. Bechter O.E., Zou Y., Walker W., Wright W.E., Shay J.W. Telomeric recombination in mismatch repair deficient human colon cancer cells after telomerase inhibition. // Cancer Res. 2004. V. 64. P. 3444-3451.

42. Nguyen B., Elmore L.W., Holt S.E. Telomere maintenance: at the crossroads of mismatch repair? // Cancer Biol. Ther. 2004. V. 3. P. 293-295.

43. Evans E., Alani E. Roles for mismatch repair factors in regulating genetic recombination. // Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. P. 7839-7844.

44. Schanz S., Castor D., Fischer F., Jiricny J. Interference of mismatch and base excision repair during the processing of adjacent U/G mispairs may play a key role in somatic hypermutation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. V. 106. P. 5593-5598.

45. Chahwan R., Edelmann W., Scharff M.D., Roa S. Mismatch-mediated error prone repair at the immunoglobulin genes. // Biomed. Pharmacother. 2011. V. 65. P. 529-536.

46. Aravind L., Walker D.R., Koonin E. Conserved domains in DNA repair proteins and evolution of repair systems. // Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 1223-1242.

47. Michailidi C., Papavassiliou A.G., Troungos C. DNA repair mechanisms in colorectal carcinogenesis. // Curr. Mol. Med. 2012. V. 12. P. 237-246.

48. Qiu R., Derocco C., Harris C., Sharma A., Hingorani M.M., Erie D.A., Weninger K.R. Large conformational changes in MutS during DNA scanning, mismatch recognition and repair signalling. //EMBOJ. 2012. V. 31. P. 2528-2540.

49. Jiricny J., Nystrom-Lahti M. Mismatch repair defects in cancer. // Curr. Opin. Genet. Dev. 2000. V. 10. P. 157-161.

50. Harfe B.D., Jinks-Robertson S. DNA mismatch repair and genetic instability. // Annu. Rev. Genet. 2000. V. 34. P. 359-399.

51. Brown J., Brown T., Fox K.R. Affinity of mismatch-binding protein MutS for heteroduplexes containing different mismatches. // Biochem J. 2001. V. 354. P. 627-633.

52. Reuschenbach M., Kloor M., Morak M., Wentzensen N., Germann A., Garbe Y., Tariverdian M., Findeisen P., Neumaier M., Holinski-Feder E., von Knebel Doeberitz M. Serum antibodies against frameshifit peptides in microsatellite unstable colorectal cancer patients with Lynch syndrome. // Fam. Cancer. 2010. V. 9. P. 173-179.

53. Lahue R.S., Au K.G., Modrich P. DNA mismatch correction in a defined system. // Science 1989. V. 245. P. 160-464.

54. Balganesh T.S., Lacks S.A. Heteroduplex DNA mismatch repair system of Streptococcus pneumonia: cloning and expression of the hexA gene. // J. Bacteriol. 1985. V. 162. P. 979-984.

55. Radman M., Wagner R. Mismatch repair in E. coli. II Annu. Rev. Genet. 1986. V. 20. P. 523538.

56. Li G. M. Mechanisms and functions of DNA mismatch repair. // Cell Res. 2008. V. 18. P. 8598.

57. Lamers M.H., Perrakis A., Enzlin J.H., Winterwerp H.H.K., de Wind N., Sixma T.K. The crystal structure of DNA mismatch repair protein MutS binding to a G-T mismatch. // Nature. 2000. V. 407. P. 711-717.

58. Lu A.L. Influence of GATC sequences on Escherichia coli DNA mismatch repair in vitro. II J. Bacteriol. 1987. V. 169. P. 1254-1259.

59. Wildenberg J., Meselson M. Mismatch repair in heteroduplex DNA. II Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1975. V. 72. P. 2202-2206.

60. Wagner R., Meselson M. Repair tracts in mismatched DNA heteroduplexes. II Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1976. V. 73. P. 4135-4139.

61. Lyons S.M. Schendel F. Kinetics of methylation in Escherichia coli K-12. II J. Bacteriol. 1984. V. 159. P. 421—423.

62. Duppatla N.J., Rao D.N. Prokaryotic DNA mismatch repair. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2006. V. 81. P. 1^19.

63. Lu A.L., Clark S., Modrich P. Methyl-directed repair of DNA base-pair mismatches in vitro. II Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1983. V. 80. P. 4639-4643.

64. Glickman B.W. Spontaneous mutagenesis in Escherichia coli strains lacking 6-methyladenine residues in their DNA, an altered mutational spectrum in dam- mutants. // Mutat. Res. 1979. V. 61. P. 153-162.

65. Marinus M.G., Poteete A., Arraj J.A. Correlation of DNA adenine methylase activity with spontaneous mutability in Escherichia coli K-12. // Gene. 1984. V. 28. P. 123-125.

66. Gorman J., Chowdhury A., Surtees J.A., Shimada J., Reichman D.R., Alani E., Greene E.C. Dynamic basis for one-dimensional DNA scanning by the mismatch repair complex Msh2-Msh6. // Mol. Cell. 2007. V. 28. P. 359-370.

67. Nishant K.T., Plys A.J., Alani E. A mutation in the putative MLH3 endonuclease domain confers a defect in both mismatch repair and meiosis in Saccharomyces cerevisiae. II Genetics. 2008. V. 179. P. 747-755.

68. Claverys J.P., Mejean P., Gase A.M., Sicard A.M. Mismatch repair in Streptococcus pneumoniae, relationship between base mismatches and transformation efficiencies. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1983. V. 80. P. 5956-5960.

69. Lujan S.A., Williams J.S., Clausen A.R., Clark A.B., Kunkel T.A. Ribonucleotides are signals for mismatch repair of leading-strand replication errors. PLoS Genet. 2012. V. 8. el003016.

70. Ghodgaonkar M.M., Lazzaro F., Olivera-Pimentel M., Artola-Borän M., Cejka P., Reijns M.A., Jackson A.P., Plevani P., Muzi-Falconi M., Jiricny J. Ribonucleotides misincorporated into DNA act as strand-discrimination signals in eukaryotic mismatch repair. // Mol. Cell. 2013. V. 50. P. 323-332.

71. Yamaguchi M., Dao V., Modrich P. MutS and MutL activate DNA helicase II in a mismatch-dependent manner. II J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 9197-9201.

72. Mechanic L.E., Frankel B.A., Matson S.W. Escherichia coli MutL loads DNA helicase II onto DNA. II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 38337-38346.

73. Matson S.W., Robertson A.B. The UvrD helicase and its modulation by the mismatch repair protein MutL. II Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 4089-4097.

74. Cooper D.L., Lahue R.S., Modrich P., Methyl-directed mismatch repair is bidirectional. // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 11823-11829.

75. Viswanathan M., Burdett P., Baitinger C., Modrich P., Lovett S.T. Redundant exonuclease involvement in Escherichia coli methyl-directed mismatch repair. // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 31053-31058.

76. Han E.S., Cooper D.L., Persky N.S., Sutera V.A. Jr., Whitaker R.D., Montello M.L., Lovett, S.T. RecJ exonuclease, substrates, products and interaction with SSB. // Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 1084-1091.

77. Lohman T.M., Ferrari M.E. Escherichia coli single-stranded DNA-binding protein: multiple DNA-binding modes and cooperativities. // Annu. Rev. Biochem. 1994. V. 63. P. 527-570.

78. Bjornson K.P., Blackwell L. J., Sage H., Baitinger C., Allen D., Modrich P. Assembly and molecular activities of the MutS tetramer. II J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 34667-34673.

79. Kang J., Huang S., Blaser M.J. Structural and functional divergence of MutS2 from bacterial MutSl and eukaryotic MSH4-MSH5 homologs//./. Bacteriol. 2005. V. 187. P. 3528-3537.

80. Snowden T., Acharya S., Butz C., Berardini M., Fishel R. hMSH4-hMSH5 recognizes Holliday junctions and forms a meiosis-specific sliding clamp that embraces homologous chromosomes. // Mol. Cell. 2004. V. 15. P. 437-451.

81. Hollingsworth N.M., Ponte L., Halsey C. MSH5, a novel MutS homolog, facilitates meiotic reciprocal recombination between homologs in Saccharomyces cerevisiae but not mismatch repair. // Genes Dev. 1995. V. 9. P. 1728-1739.

82. Culligan K.M., Meyer-Gauen G., Lyons-Weiler J., Hays J.B. Evolutionary origin, diversification and specialization of eukaryotic MutS homolog mismatch repair proteins. // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 463-471.

83. Xu Y.Z., Santamaria Rde L., Virdi K.S., .Arrieta-Montiel M.P., Razvi F., Li S., Ren G., Yu B., Alexander D., Guo L., Feng X., Dweikat I.M., Clemente T.E., Mackenzie S.A. The chloroplast triggers developmental reprogramming when mutS HOMOLOG 1 is suppressed in plants. // Plant Physiol. 2012. V. 159. P. 710-720.

84. Obmolova G., Ban C., Hsieh P., Yang W. Crystal structures of mismatch repair protein MutS and its complex with a substrate DNA. // Nature. 2000. V. 407. P. 703-710.

85. Junop M.S., Obmolova G., Rausch K., Hsieh P., Yang W. Composite active site of an ABC ATPase, MutS uses ATP to verify mismatch recognition and authorize DNA repair. // Mol. Cell. 2001. V. 7. P. 1-12.

86. Lamers M.H., Winterwerp H.H.K., Sixma T.K. The alternating ATPase domains of MutS control DNA mismatch repair. //EMBOJ. 2003. V. 22. P. 746-756.

87. Natrajan G., Lamers M.H., Enzlin J.H., Winterwerp H.H.K., Perrakis A., Sixma T.K. Structures of Escherichia coli DNA mismatch repair enzyme MutS in complex with different mismatches, a common recognition mode for diverse substrates. // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 4814— 4821.

88. Alani E., Lee J.Y., Schofield M.J., Kijas A.W., Hsieh P., Yang W. Crystal structure and biochemical analysis of the MutS-ADP-beryllium fluoride complex suggests a conserved mechanism for ATP interactions in mismatch repair. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 16088-16094.

89. Lebbink J.H.G., Fish A., Reumer A., Natrajan G., Winterwerp H.H.K., Sixma T.K. Magnesium coordination controls the molecular switch function of DNA mismatch repair protein MutS. // J. Biol. Chem. 2010. V. 285. P. 13131-13141.

90. Jiricny J. Mismatch repair: the praying hands of fidelity. // Curr Biol. 2000. V. 10, P. 788-790.

91. Lebbink J.H.G., Georgijevic D., Natrajan G., Fish A., Winterwerp H.H.K., Sixma T.K., de Wind N. Dual role of MutS glutamate 38 in DNA mismatch discrimination and in the authorization of repair. // EMBO J. 2006. V. 25. P. 409^19.

92. Lamers M.H., Georgijevic D., Lebbink J.H., Winterwerp H.H.K., Agianian B., de Wind N., Sixma T.K. ATP increases the affinity between MutS ATPase domains, implications for ATP hydrolysis and conformational changes. II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 43879-43885.

93. Mendillo M.L., Putnam C.D., Kolodner R.D. Escherichia coli MutS tetramerization domain structure reveals that stable dimers but not tetramers are essential for DNA mismatch repair in vivo. II J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 16345-16354.

94. Warren J.J., Pohlhaus T.J., Changela A., Iyer R.R., Modrich P.L., Beese L.S. Structure of the human MutSa DNA lesion recognition complex. II Mol. Cell. 2007. V. 26. P. 579-592.

95. Gupta S., Geliert M., Yang W. Mechanism of mismatch recognition revealed by human MutSbeta bound to unpaired DNA loops. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2012. V. 19. P. 72-78.

96. Biswas I., Hsieh P. Interaction of MutS protein with the major and minor grooves of a heteroduplex DNA. HJ. Biol. Chem. 1997. V. 272. P. 13355-13364.

97. Sixma T.K. DNA mismatch repair: MutS structures bound to mismatches. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2001. V. 11. P. 47-52.

98. Yamamoto A., Schofield M.J., Biswas I., Hsieh P. Requirement for Phe36 for DNA binding and mismatch repair by Escherichia coli MutS protein. // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. 3564-3569.

99. Junop M.S., Yang W., Funchain P., Clendenin W., Miller J.H. In vitro and in vivo studies of MutS, MutL and MutH mutants, correlation of mismatch repair and DNA recombination. // DNA Repair (Amst). 2003. V. 2. P. 387-405.

100. Hunter W.N., Brown T., Kneale G., Anand N.N., Rabinovich D., Kennard O. The structure of guanosine-thymidine mismatches in B-DNA at 2.5-A resolution. // J. Biol. Chem. 1987. V. 262. P. 9962-9970.

101. Skelly J., Edwards K.J., Jenkins T.C., Neidle S. Crystal structure of an oligonucleotide duplex containing G*G base pairs, infuence of mispairing on DNA backbone conformation. // Proc. Natl Acad. Sei. USA. 1993. V. 90. P. 804-808.

102. Werntges H., Steger G., Riesner D., Fritz H.J. Mismatches in DNA double strands, thermodynamic parameters and their correlation to repair efficiencies. // Nucleic Acids Res. 1986. V. 14. P. 3773-3790.

103. Wang H., Yang Y., Schofield M.J., Du C., Fridman Y., Lee S.D., Larson E.D., Drummond J.T., Alani E., Hsieh P., Erie D.A. DNA bending and unbending by MutS govern mismatch recognition and specificity. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. P. 14822-14827.

104. Hirano M., Hirano T. Hinge-mediated dimerization of SMC protein is essential for its dynamic interaction with DNA. // EMBO J. 2002. V. 21. P. 5733-5744.

105. Verdon G., Albers S., van Oosterwijk N., Dijkstra B.W., Driessen A.J., Thunnissen A.M. Formation of the productive ATP-Mg2+-bound dimer of GlcV, an ABC-ATPase from Sulfolobus solfataricus. II J. Mol. Biol. 2003. V. 334. P. 255-267.

106. Gradia S., Subramanian D., Wilson Т., Acharya S., Makhov A., Griffith J., Fishel R. hMSH2-hMSH6 forms a hydrolysis-independent sliding clamp on mismatched DNA. // Mol. Cell. 1999. V. 3. P. 255-261.

107. Joshi A., Rao B.J. ATP hydrolysis induces expansion of MutS contacts on heteroduplex: A case for MutS treadmilling? // Biochemistry 2002. V. 41. P. 3654-3666.

108. Hess M.T., Gupta R.D, Kolodner R.D. Dominant Saccharomyces cerevisiae msh6 mutations cause increased mispair binding and decreased dissociation from mispairs by Msh2-Msh6 in the presence of ATP. II J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 25545-25553.

109. Joseph N., Duppatla V., Rao D.N. Prokaryotic DNA mismatch repair. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2006. V. 81. P. 1-49.

110. Antony E., Hingorani M.M. Asymmeteric ATP binding and hydrolysis activity of the Thermus aquaticus MutS dimer is key to modulation of its interactions with mismatched DNA. И Biochemistry. 2004. V. 43. P. 13115-13128.

111. Calmann M.A., Nowosielska A., Marinus M.G. Separation of mutation avoidance and antirecombination functions in an Escherichia coli mutS mutant. // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. 1193-1200.

112. Разин C.B., Быстрицкий A.A. Хроматин. Упакованный геном. Москва. Бином. Лаборатория знаний. 2009. 192 с.

113. Yuan F., Gu L., Guo S., Wang C., Li G.M. Evidence for involvement of HMGB1 protein in human DNA mismatch repair. II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 20935-20940.

114. Labazi M., Jaafar L., Flores-Rozas H. Modulation of the DNA-binding activity of Saccharomyces cerevisiae MSH2-MSH6 complex by the high-mobility group protein NHP6A, in vitro. И Nucleic Acids Res. 2009. V. 37. P. 7581-7589.

115. Cheng X., Blumenthal R.M. Finding a basis for flipping bases. // Structure. 1996. V. 4. P. 639-645.

116. Bischerour J., Chalmers R. Base flipping in tnlO transposition, an active flip and capture mechanism. // PLoS One. 2009. V. 4. e6201.

117. Gradia S., Acharya S., Fishel R. The human mismatch recognition complex hMSH2-hMSH6 functions as a novel molecular switch. // Cell. 1997. V. 91. P. 995-1005.

118. Fishel R. Mismatch repair, molecular switches, and signal transduction. // Genes Dev. 1998. V. 12. P. 2096-2101.

119. Antony E., Hingorani M.M. Mismatch recognition-coupled stabilization of Msh2-Msh6 in an ATP-bound state at the initiation of DNA repair. // Biochemistry 2003. V. 42. P. 7682-7693.

120. Martik D., Baitinger C., Modrich P. Differential specificities and simultaneous occupancy of human MutSalpha nucleotide binding sites. II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 28402-28410.

121. Kijas A.W., Studamire B., Alani E. Msh2 separation of function mutations confer defects in the initiation steps of mismatch repair. II J. Mol. Biol. 2003. V. 331. P. 123-138.

122. Acharya S., Foster P.L., Brooks P., Fishel R. The coordinated functions of the E. coli MutS and MutL proteins in mismatch repair. // Mol. Cell. 2003. V. 12. P. 233-246.

123. Bowers J., Sokolsky T., Quach T., Alani E. A mutation in the MSH6 subunit of the Saccharomyces cerevisiae MSH2-MSH6 complex disrupts mismatch recognition. // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 16115-16125.

124. Mukheijee S., Law S.M., Feig M. Deciphering the mismatch recognition cycle in MutS and MSH2-MSH6 using normal-mode analysis. II Biophysical J. 2009. V. 96. P. 1707-1720.

125. Polosina Y.Y., Cupples C.G. Wot the 'L—Does MutL do? // Mutat. Res. 2010. V. 705. P. 228-238.

126. Zhao N., Zhu F., Yuan F., Haick A.K., Fukushige S., Gu L., Her C. The interplay between hMLHl and hMREll: role in MMR and the effect of hMLHl mutations // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2008. V. 370. P. 338-343.

127. Dherin C., Gueneau E., Francin M., Nunez M., Miron S., Liberti S.E., Rasmussen L.J., Zinn-Justin S., Gilquin B., Charbonnier J.B., Boiteux S. Characterization of a highly conserved binding site of Mlhl required for exonuclease I-dependent mismatch repair. // Mol. Cell. Biol. 2009. V. 29. P. 907-918.

128. Kanao R., Hanaoka F., Masutani C. A novel interaction between human DNA polymerase eta and MutLalpha. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. V. 389. P. 40^15.

129. Ходырева C.H., Лаврик О.И. Аффинная модификация в протеомном исследовании ансамблей репарации ДНК. // Биоорганическая химия 2011. Т. 37. С. 91-107.

130. Bende S.M., Grafstrom R.H. The DNA binding properties of the MutL protein isolated from Escherichia coli. И Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. P. 1549-1555.

131. Drotschmann K., Hall M.C., Shcherbakova P.V., Wang H., Erie D.A., Brownewell F.R.., Kool E.T., Kunkel T.A. DNA binding properties of the yeast Msh2-Msh6 and Mlhl-Pmsl heterodimers. И Biol. Chem. 2002. V. 383. P. 969-975.

132. Grilley M., Welsh K.M., Su S.S., Modrich P. Isolation and characterization of the Escherichia coli mutL gene product. II J. Biol. Chem. 1989. V. 264. P. 1000-1004.

133. Kosinski J., Steindorf I., Bujnicki J.M., Giron-Monzon L., Friedhoff P. Analysis of the quaternary structure of the MutL C-terminal domain. II J. Mol. Biol. 2005. V. 351. P. 895-909.

134. Jones D.T. Protein secondary structure prediction based on position-specific scoring matrices. И J. Mol. Biol. 1999. V. 292. P. 195-202.

135. Guarne A., Ramon-Maiques S., Wolff E.M., Ghirlando R., Hu X., Miller J.H.,Yang W. Structure of the MutL C-terminal domain: a model of intact MutL and its roles in mismatch repair. // EMBO J. 2004. V. 23. P. 4134-4145.

136. Ban C., Junop M., Yang W. Transformation of MutL by ATP binding and hydrolysis: a switch in DNA mismatch repair. // Cell. 1999. V. 97. P. 85-97.

137. Sacho E.J., Kadyrov F.A., Modrich P., Kunkel T.A., Erie D.A. Direct visualization of asymmetric adenine-nucleotide-induced conformational changes in MutL alpha. // Mol. Cell. 2008. V. 29. P. 112-121.

138. Spampinato C., Modrich P. The MutL ATPase is required for mismatch repair. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 9863-9869.

139. Giron-Monzon L., Manelyte L., Ahrends R., Kirsch D., Spengler В., Friedhoff P. Mapping protein-protein interactions between MutL and MutH by cross-linking. // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P.49338—49345.

140. Robertson A., Pattishall S.R. The DNA binding activity of MutL is required for methyl-directed mismatch repair in Escherichia coli. II J. Biol. Chem. 2006. V. 281. P. 8399-8408.

141. Kadyrov F.A., Dzantiev L. Endonucleolytic function of MutLalpha in human mismatch repair. // Cell. 2006. V. 126. P. 297-308.

142. Ban C., Yang W. Structural basis for MutH activation in E. coli mismatch repair and relationship of MutH to restriction endonucleases. // EMBOJ. 1998. V. 17. P. 1526-1534.

143. Yang W. Structure and function of mismatch repair proteins. // Mutat. Res. 2000. V. 460. P. 245-256.

144. Friedhoff P., Thomas E., Pingoud A. Tyr212, a key residue involved in strand discrimination by the DNA mismatch repair endonuclease MutH. // J. Mol. Biol. 2003. V. 325. P. 285-297.

145. Lee J.Y., Chang J. MutH complexed with hemi- and unmethylated DNAs, coupling base recognition and DNA cleavage. // Mol. Cell. 2005. V. 20. P. 155-166.

146. Toedt G.H., Krishnan R., Friedhoff P. Site-specific protein modification to identify the MutL interface of MutH. // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 819-825.

147. Polosina Y.Y., Cupples C.G. MutL, conducting the cell's response to mismatched and misaligned DNA. // Bioessays. 2010. V. 32. P. 51-59.

148. Mendillo M.L., Hargreaves V.V., Jamison J.W., Mo A.O., Li S., Putnam C.D., Woods V.L. Jr., Kolodner R.D. A conserved MutS homolog connector domain interface interacts with MutL homologs. HProc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. V. 106. P. 22223-22228.

149. Winkler I., Marx A.D., Lariviere D., Heinze R.J., Cristovao M., Reumer A., Curth U., Sixma T.K., Friedhoff P. Chemical trapping of the dynamic MutS-MutL complex formed in DNA mismatch repair in Escherichia coli. II J. Biol. Chem. 2011. V. 286. P. 17326-17337.

150. Kolodner R.D., Mendillo M.L., Putnam C.D. Coupling distant sites in DNA during DNA mismatch repair. HProc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 12953-12964.

151. Pluciennik A., Modrich P. Protein roadblocks and helix discontinuities are barriers to the initiation of mismatch repair. HProc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 12709-12713.

152. Dzantiev L., Constantin N., Genschel J., Iyer R.R., Burgers M., Modrich P. A defined human system that supports bidirectional mismatch-provoked excision. // Mol. Cell. 2004. V. 15. P. 31-41.

153. Allen D.J., Makhov A., Grilley M., Taylor J., Thresher R., Modrich P., Griffith J.D. MutS mediates heteroduplex loop formation by a translocation mechanism. // EMBO J. 1997. V. 16. P.4467—4476.

154. Blackwell L.J., Martik D., Bjornson K., Bjornson E.S., Modrich P. J. Nucleotide-promoted release of hMutSalpha from heteroduplex DNA is consistent with an ATP-dependent translocation mechanism. II Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 32055-32062.

155. Blackwell L.J., Wang S., Modrich P. DNA chain length dependence of formation and dynamics of hMutSalpha-hMutLalpha"heteroduplex complexes. // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 33233-33240.

156. Mazur D.J., Mendillo M.L., Kolodner R.D. Inhibition of Msh6 ATPase activity by mispaired DNA induces a Msh2(ATP)-Msh6(ATP) state capable of hydrolysis-independent movement along DNA. II Mol. Cell. 2006. V. 22. P. 39-49.

157. Schofield M.J., Nayak S., Scott T.H., Du C., Hsieh P. Interaction of Escherichia coli MutS and MutL at a DNA mismatch. II J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 28291-28299.

158. Modrich P. DNA mismatch correction. // Annu. Rev. Biochem. 1987. V. 56. P. 435-466.

159. Elez M., Radman M., Matic I. Stoichiometry of MutS and MutL at unrepaired mismatches in vivo suggests a mechanism of repair. // Nucleic Acids Res. 2012. V.40. P. 3929-3938.

160. Jiang Y., Marszalek E. Atomic force microscopy captures MutS tetramers initiating DNA mismatch repair. IIEMBO J. 2011. V. 30. P. 2881-2893.

161. Jeong C., Cho W.K., Song K.M., Cook C., Yoon T.Y., Ban C., Fishel R., Lee J.B. MutS switches between two fundamentally distinct clamps during mismatch repair. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2011. V. 18. P. 379-385.

162. Bellon S., Shikazono N., Cunniffe S., Lomax M., O'Neill P. Processing of thymine glycol in a clustered DNA damage site: mutagenic or cytotoxic. // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37. P. 4430-4440.

163. Aller P., Rould M.A., Hogg M., Wallace S.S., Doublie S. A structural rationale for stalling of a replicative DNA polymerase at the most common oxidative thymine lesion, thymine glycol. UProc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. P. 814-818.

164. Brown K., Roginskaya M., Zou Y., Altamirano A., Basu A.K., Stone M.P. Binding of the human nucleotide excision repair proteins XPA and XPC/HR23B to the 5R-thymine glycol lesion and structure of the cis-(5R, 6S) thymine glycol epimer in the 5'-GTgG-3' sequence: destabilization of two base pairs at the lesion site. // Nucleic Acids Res. 2010. V. 38. P. 28-440.

165. Mc Tigue M.M., Rieger R.A., Rosenquist T.A., Iden C.R., De Los Santos C.R. Stereoselective excision of thymine glycol lesions by mammalian cell extracts. // DNA Repair. 2004. V. 3. P. 313-322.

166. Frenkel K., Goldstein M.S., Teebor G.W. Identification of the cis-thymine glycol moiety in chemically oxidized and gammairradiated deoxyribonucleic acid by high-pressure liquid chromatography analysis. // Biochemistry. 1981. V. 20. P. 7566-7571.

167. Hare D., Shapiro L., Patel D.J. Wobble dGdT pairing in right-handed DNA: Solution conformation of the d(C-G-T-G-A-A-T-T-C-G-C-G) duplex deduced from distance geometry analysis of nuclear Overhauser effect spectra. II Biochemistry. 1986. V. 25. P. 7445-7456.

168. Zuo S., Boorstein R.J., Teebor G.W. Oxidative damage to 5-methylcytosine in DNA. // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 3239-3243.

169. Yoon J.H., Iwai S., O'Connor T.R., Pfeifer G.P. Human thymine DNA glycosylase (TDG) and methyl-CpG-binding protein 4 (MBD4) excise thymine glycol (Tg) from a Tg:G mispair. // Nucleic Acids Res. 2003. V. 31. P. 5399-5404.

170. Dolinnaya N.G. Kubareva E.A., Romanova E.A., Trikin R.M., Oretskaya T.S. Thymidine glycol: the effect on DNA molecular structure and enzymatic processing. // Biochimie. 2013. V. 95. 134-147.

171. Huang H., Imoto S., Greenberg M.M. The mutagenicity of thymidine glycol in Escherichia coli is increased when it is part of a tandem lesion. // Biochemistry. 2009. V. 48. P. 7833-7841.

172. Hardeland U., Bentele M., Lettieri T., Steinacher R., Jiricny J., Schar P. Thymine DNA glycosylase. II Prog. Nucleic. Acid. Res. Mol. Biol. 2001. V. 68. P. 235-253.

173. Katafuchi A., Nakano T., Masaoka A., Terato H., Iwai S., Hanaoka F., Ide H. Differential specificity of human and Escherichia coli endonuclease III and VIII homologues for oxidative base lesions. II J. Biol. Chem. 2004. V. 279. P. 14464-14471.

174. Dizdaroglu M. Base-excision repair of oxidative DNA damage by DNA glycosylases. // Mutat. Res. 2005. V. 591. P. 45-59.

175. Brown K.L., Adams T., Jasti V.P., Basu A.K., Stone M.P. Interconversion of the cis-5R,6S-and trans-5R,6R-thymine glycol lesions in duplex DNA. // J. Am. Chem. Soc. 2008. V. 130. 11701-11710.

176. Runyon G.T., Bear D.G. and Lohman T.M. Escherichia coli helicase II (UvrD) protein initiates DNA unwinding at nicks and blunt ends. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 6383-6387.

177. Yang Y., Sass L.E., Du C., Hsieh P., Erie D.A. Determination of protein-DNA binding constants and specificities from statistical analyses of single molecules: MutS-DNA interactions. 11 Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. P. 4322-4334.

178. Hlavin E.M., Smeaton M.B., MillerP.S. Initiation of DNA interstrand cross-link repair in mammalian cells. // Environ. Mol. Mutagen. 2010. V. 51. P. 604—624.

179. Wang H., Hays, J.B. Simple and rapid preparation of gapped plasmid DNA for incorporation of oligomers containing specific DNA lesions. // Mol. Biotechnol. 2001. V. 19. P. 133-140.

180. Heinze R.J., Giron-Monzon L., Solovyova A., Elliot S.L., Geisler S., Cupples C.G., Connolly B.A., Friedhoff P. Physical and functional interactions between Escherichia coli MutL and the Vsr repair endonuclease. // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37. P. 4453^1463.

181. Au K.G., Welsh K., Modrich P. Initiation of methyl-directed mismatch repair. // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 12142-12148.

182. Manelyte L. Structural and functional analysis of MutS, a mismatch repair protein from Escherichia coli. II Inauguraldissertation. Giessen. 2006. 131 p.

183. Yang W. Poor base stacking at DNA lesions may initiate recognition by many repair proteins. // DNA Repair (Amst). 2006. V. 5. P. 654-666.

184. Yang F., Romanova E.A., Kubareva E., Dolinnaya N., Gajdos V., Burenina O., Fedotova E., Ellis J.S., Oretskaya T., Hianik T., Thompson M. Detection of DNA damage: effect of thymidine glycol residues on the thermodynamic, substrate and interfacial acoustic properties of oligonucleotide duplexes. II Analyst. 2009. V. 134. P. 41-51.

185. Brown K.L., Basu A.K., Stone M.P. The cis-(5R,6S)-thymine glycol lesion occupies the wobble position when mismatched with deoxyguanosine in DNA. // Biochemistry. 2009. V. 48. P. 9722-9733.

186. Cristöväo M., Sisamakis E., Hingorani M.M., Marx A.D., Jung C.P., Rothwell P.J., Seidel C.A., Friedhoff P. Single-molecule multiparameter fluorescence spectroscopy reveals directional MutS binding to mismatched bases in DNA. // Nucleic Acids Res. 2012. V. 40. P. 5448-5464.

187. Förster T. Energiewandlung und fluoreszenz. // Naturwissenschaften. 1946. V. 6. P. 166-175.

188. Stryer L. Fluorescence energy transfer as a spectroscopic ruler. // Annu. Rev. Biochem. 1978. V. 47. P. 819-846.

189. Hillisch A., Lorenz M., Diekmann S. Recent advances in FRET: distance determination in protein-DNA complexes. // Curr. Opin. Struct. Biol. 2001.V. 11. P. 201-207.

190. Lorenz M., Diekmann S. Distance determination in protein-DNA complexes using fluorescence resonance energy transfer. // Methods Mol. Biol. 2006. V. 335. P. 243-255.

191. Wang L., Gaigalas A.K., Blasic J., Holden M.J., Gallagher D.T., Pires R. Fluorescence resonance energy transfer between donor-acceptor pair on two oligonucleotides hybridized adjacently to DNA template. // Biopolymers. 2003. V. 72. P. 401-412.

192. Thompson J.F., Landy A. Empirical estimation of protein-induced DNA bending angles: applications to lambda site-specific recombination complexes. // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 9687-9705.

193. Morikawa K., Shirakawa M. Three-dimensional structural views of damaged-DNA recognition: T4 endonuclease V, E. coli Vsr protein, and human nucleotide excision repair factor XPA. // Mutat. Res. 2000. V. 460. P. 257-275.

194. Heyduk Т., Ma Y., Tang H., Ebright R.H. Fluorescence anisotropy: rapid, quantitative assay for protein-DNA and protein-protein interaction. // Methods Enzymol. 1996. V. 274. P. 492-503.

195. Favicchio R., Dragan A.I., Kneale G.G., Read C.M. Fluorescence spectroscopy and anisotropy in the analysis of DNA-protein interactions. // Methods Mol. Biol. 2009. V. 543. P. 589-611.

196. Варфаломеев С.Д., Гуревич К.Г. Биокинетика. Москва. Фаир-пресс. 1999. 720 с.

197. Cho М., Chung S., Нео S.D., Ku J., Ban С. A simple fluorescent method for detecting mismatched DNAs using a MutS-fluorophore conjugate. // Biosens. Bioelectron. 2007. V. 22. P. 1376-1381.

198. Kramer В., Kramer W., Fritz H. J. Different base-base mismatches are corrected with different efficiencies by the methyl-directed DNA mismatch-repair system of Escherichia coli. II Cell. 1984. V. 38. P. 879-887.

199. Peyret N., Seneviratne P.A., Allawi H.T., SantaLucia J.Jr. Nearest-neighbor thermodynamics and NMR of DNA sequences with internal A*A, C*C, G*G, and T*T mismatches. II Biochemistry. 1999. V. 38. P. 3468-3477.

200. Antony E., Khubchandani S., Chen S., Hingorani M.M. Contribution of Msh2 and Msh6 subunits to the asymmetric ATPase and DNA mismatch binding activities of Saccharomyces cerevisiae Msh2-Msh6 mismatch repair protein. // DNA Repair (Amst). 2006 V. 5. P. 153-162.

201. Heo S.D., Cho M., Ku J.K., Ban C. Steady-state ATPase activity of E. coli MutS modulated by its dissociation from heteroduplex DNA. II Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. V. 364. P. 264-269.

202. Monti M.C., Cohen S.X., Fish A., Winterwerp H.H., Barendregt A., Friedhoff P., Perrakis A., Heck A.J., Sixma T.K., van den Heuvel R.H., Lebbink J.H. Native mass spectrometry provides direct evidence for DNA mismatch-induced regulation of asymmetric nucleotide binding in mismatch repair protein MutS. // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39. P. 8052-8064.

203. Galletto R., Rajendran S., Bujalowski W. Interactions of nucleotide cofactors with the Escherichia coli replication factor DnaC protein. // Biochemistry. 2000. V. 39. P. 12959-12969.

204. Goodrich J.A., Kugel J.F. Binding and kinetics for molecular biologists. // New York. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 2007. 182 p.

205. Dianov G.L., Thybo T., Dianova I.I., Lipinski L.J., Bohr V.A.Single nucleotide patch base excision repair is the major pathway for removal of thymine glycol from DNA in human cell extracts. II J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 11809-11813.

206. Hayes R.C., Petrullo L.A., Huang H.M., Wallace S.S., LeClerc J.E. Oxidative damage in DNA. Lack of mutagenicity by thymine glycol lesions. // J. Mol. Biol. 1988. V. 201. P. 239-246.

207. Belousova E.A., Maga G., Fan Y., Kubareva E.A., Romanova E.A., Lebedeva N.A., Oretskaya T.S., Lavrik O.I. DNA polymerases beta and lambda bypass thymine glycol in gapped DNA structures. // Biochemistry. 2010. V. 49. P. 4695^1704.

208. Fischhaber P.L., Gerlach V.L., Feaver W.J., Hatahet Z., Wallace S.S., Friedberg E.C., Human DNA polymerase k bypasses and extends beyond thymine glycols during translesion synthesis in vitro, preferentially incorporating correct nucleotides. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 37604-37611.

209. Verdine G.L, Norman D.P. Covalent trapping of protein-DNA complexes. // Annu. Rev. Biochem. 2003. V. 72. P. 337-366.

210. Blanco F.J., Montoya G. Transient DNA/RNA-protein interactions. // FEBS J. 2011. V. 278. P.1643-1650.

211. Lundblad R.L. Chemical Reagents for Protein Modification, Third Edition. USA. CRC Press. 2010. 352 p.

212. Hatahet F., Nguyen V.D., Salo K.E.H., Ruddock L.W. Disruption of reducing pathways is not essential for efficient disulfide bond formation in the cytoplasm of E. coli. II Microb. Cell. Fact. 2010. V. 9. P. 67-76.

213. Narayan M. Disulfide bonds: protein folding and subcellular protein trafficking. // FEBS J. 2012. V. 279. P. 2272-2282.

214. Raines R.T. Nature's transitory covalent bond. // Nature Struct. Biol. 1997. V. 4. P. 424-427.

215. Brocklehurst K. Specific covalent modification of thiols: applications in the study of enzymes and other biomolecules. II Int. J. Biochem. 1979. V. 10. P. 259-274.

216. Plotz G., Welsch C., Giron-Monzon L., Friedhoff P., Albrecht M., Piiper A., Biondi R.M., Lengauer T., Zeuzem S., Raedle J. Mutations in the MutSalpha interaction interface of MLH1 can abolish DNA mismatch repair. // Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 6574-6586.

217. Sinha N.D., Cook R.M. The preparation and application of functionalised synthetic oligonucleotides: III. Use of H-phosphonate derivatives of protected amino-hexanol and mercapto-propanol or -hexanol. I I Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 2659-2669.

218. Ede N.J., Treager G.W., Haralambidis J. Routine preparation of thiol oligonucleotides: application to the synthesis of oligonucleotide-peptide hybrids. // Bioconjugate Chem. 1994. V. 5. P. 373-378.

219. Huang H., Harrison S.C., Verdine G.L. Trapping of a catalytic HIV reverse transcriptase-template: primer complex through a disulfide bond. // Chem. Biol. 2000. V. 7. P. 355-364.

220. Paalman S.R., Noll D.M., Clarke N.D. Formation of a covalent complex between methylguanine methyltransferase and DNA via disulfide bond formation between the active site cysteine and a thiol-containing analog of guanine. // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 1795-1801.

221. Meunier L., Mayer R., Monsigny M., Roche A.-C. The nuclear export signal-dependent localization of oligonucleopeptides enhances the inhibition of the protein expression from a gene transcribed in cytosol. 11 Nucleic Acids Res. 1999. V. 27. P. 2730-2736.

222. Виноградова M.H., Друца B.JI., Ивановская М.Г., Громова Е.С., Шабарова З.А. Аффинная модификация белка гена 5 бактериофага fl. // Биохимия. 1983. Т. 48. С. 286-291.

223. Nitta N., Kuge О., Yui S., Tsugawa A., Negishi H., Hayatsu H. A new reaction useful for chemical cross-linking between nucleic acids and proteins. // FEBS Lett. 1984. V. 166 P. 194-198.

224. Harrison J.G., Balasubramanian S. Synthesis and hybridization analysis of a small library of peptide-oligonucleotide conjugates. 11 Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. P. 3136-3145.

225. Metelev V.G., Kubareva E.A., Vorob'eva O.V., Romanenkov A.S., Oretskaya T.S. Specific conjugation of DNA binding proteins to DNA templates through thiol-disulfide exchange. // FEBSLett. 2003. V. 538. P. 48-52.

226. Борисова O.A., Романенков A.C., Метелев В.Г., Кубарева Е.А., Зубин Е.М., Тимченко М.А., Орецкая Т.С. ДНК-дуплексы, содержащие 2'-дезокси-2'-йодацетамидоуридин, как реагенты для аффинной модификации белков. // Молекулярная биология. 2003. Т. 37. С. 534-543.

227. Metelev V., Romanenkov А., Kubareva Е., Zubin Е., Polouchine N., Zatsepin Т., Molochkov N., Oretskaya T. Structure-based cross-linking of NF-kappaB p50 homodimer and decoy bearing a novel 2'-disulfide trapping site. // IUBMB Life. 2006. V. 58. P. 654-658.

228. Dolinnaya N.G., Zubin E.M., Kubareva E.A., Zatsepin T.S., Oretskaya T.S. Design and synthesis of 2'-functionalised oligonucleotides. Their application for covalent trapping the protein-DNA complexes. // Current Organic Chemistry. 2009. V. 13. P. 1029-1049.

229. Романенков A.C., Устюгов A.A., Зацепин Т.С., Никулова A.A., Колесников И.В., Метелев В.Г., Орецкая Т.С., Кубарева Е.А. Анализ белково-нуклеиновых контактов в комплексах фактора транскрипции NF-kB с ДНК. // Биохимия. 2005. Т. 70. С. 1212-1222.

230. Романенков A.C., Борисова O.A., Кубарева Е.А., Орецкая Т.С., Метелев В.Г. Синтез и свойства олигодезоксирибонуклеотидов, содержащих фосфорилдисульфидную группировку в заданном положении углеводофосфатного остова. // Вестник Московского Университета. 2003. Т. 44, С.208-213.

231. Calmann М.А., Nowosielska A., Marinus M.G.The MutS С terminus is essential for mismatch repair activity in vivo. II J. Bacteriol. 2005. V. 187. P. 6577-6579.

232. Manelyte L., Urbanke С., Giron-Monzon L., Friedhoff P. Structural and functional analysis of the MutS C-terminal tetramerization domain. // Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. P. 5270-5279.

233. Schofield M.J., Brownewell F.E., Nayak S., Du С., Kool E.T., Hsieh P.The Phe-X-Glu DNA binding motif of MutS. The role of hydrogen bonding in mismatch recognition. II J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 45505-45508.

234. Lützen A., de Wind N., Georgijevic D., Nielsen F.C., Rasmussen L.J. Functional analysis of HNPCC-related missense mutations in MSH2. // Mutat. Res. 2008. V. 645. P. 44-55.

235. Feng G., Winkler M.E. Single-step purifications of His6-MutH, His6-MutL and His6-MutS repair proteins of Escherichia coli K-12. // Biotechniques. 1995. V. 19. P. 956-965.

236. Studier F.W., Moffatt B.A. Use of bacteriophage T7 RNA polymerase о direct selective high-level expression of cloned genes. HJ. Mol. Biol. 1986. V.189. P. 113-130.

237. Miller P.S., Bhan P., Kan L.S. Syntheses and interactions of oligodeoxyribonucleotides containing 2'-aminodeoxyuridine. // Nucleosides and Nucleotides. 1993. V. 12. P. 785-792.

238. Reed M.W., Fraga D., Schwartz D.E., Scholler J., Hinrichsen R.D. Synthesis and evaluation of nuclear targeting peptide-antisense oligodeoxynucleotide conjugates. // Bioconjug. Chem. 1995. V. 6. P. 101-108.

239. Перевязова T.A., Рогулин E.A., Железная Jl.A., Матвиенко Н.И. Клонирование и секвенирование сайт-специфической никазы N.BspD6I. // Биохимия. 2003. Т. 68. С. 1198-1202.

240. Kachalova G.S., Rogulin Е.А., Yunusova А.К., Artyukh R.I., Perevyazova T.A., Matvienko N.I., Zheleznaya L.A., Bartunik H.D. Structural analysis of the heterodimeric type IIS restriction endonuclease R.BspD6I acting as a complex between a monomeric site-specific nickase and a catalytic subunit. II J. Mol. Biol. 2008. V. 384. P. 489-502.

241. Morgan R.D., Calvet C., Demeter M., Agra R., Kong H. Characterization of the specific DNA nicking activity of restriction endonuclease N.BstNBI. // Biol. Chem. 2000. V. 381. P. 1123-1125.

242. Han J.C., Han G.Y. A procedure for quantitative determination of tris(2-carboxyethyl)phosphine, an odorless reducing agent more stable and effective than dithiothreitol. II Anal. Biochem. 1994. V. 220. P. 5-10.

243. Sigurdsson, S.T., Tushl, Т., Eckstein, F. Probing RNA tertiary structure: interhelical crosslinking of the hammerhead ribozyme. // RNA. 1995. V. 1. P. 575-583.

244. Метелёв В.Г., Кубарева E.A., Романова E.A., Орецкая Т.С. Синтез и свойства олигодезоксирибонуклеотидов с моно- и дифосфорилдисульфидными межнуклеотидными группировками. // Биоорганическая химия. 2003. Т 29. С. 57-63.

245. Miller S., Edwards M.D., Ozdemir С. Booth I.R. The closed structure of the MscS mechanosensitive channel - cross-linking of single cysteine mutants. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 32246-32250.

246. Gilbert H.F. Molecular and cellular aspects of thiol-disulfide exchange. // Adv. Enzymol. Relat. Areas. Mol. Biol. 1990. V. 63. P. 69-172.

247. Gao К., Butler S. L., and Bushman F. Human immunodeficiency virus type 1 integrase: arrangement of protein domains in active cDNA complexes. // EMBO J. 2001. V. 20. P. 3565-3576.

248. Goodchild J. Conjugates of oligonucleotides and modified oligonucleotides: a review of their synthesis and properties. // Bioconjugate Chem. 1990. V. 1. P. 165-189.

249. Tessmer I., Yang Y., Zhai J., Du C., Hsieh P., Hingorani M. M., Erie D.A. Mechanism of MutS searching for DNA mismatches and signaling repair. // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. P. 36646-36654.

250. Jiricny J., Su S.S., Wood S.G., Modrich P. Mismatch-containing oligonucleotide duplexes bound by the Escherichia coli MutS-encoded protein. // Nucleic Acids Res. 1988. V. 16. P. 7843-7853.

251. Vincent A., Scherrer K. A rapid and sensitive method for detection of proteins in polyacrylamide SDS gels: staining with ethidium bromide. // Mol. Biol. Rep. 1979. V. 5. P. 209-214.

252. Jacobs-Palmer E., Hingorani M.M. The effects of nucleotides on MutS-DNA binding kinetics clarify the role of MutS ATPase activity in mismatch repair // J. Mol. Biol. 2007. V. 366. P. 1087-1098.

253. Остерман Jl.А. Хроматография белков и нуклеиновых кислот. // М.: Наука. 1985. 536 с.

254. Leninger A.L. Biochemistry. 2nd ed. Worth Publishers, Inc. N.Y. 1975. 224 p.

255. Carey M.F., Peterson C.L., Smale S.T.Experimental strategies for the identification of DNA-binding proteins. // Cold Spring Harb. Protoc. 2012. V. 2012. P. 18-33.

256. Acharya S., Patterson K.Mutations in the conserved glycine and serine of the MutS ABC signature motif affect nucleotide exchange, kinetics of sliding clamp release of mismatch and mismatch repair. // Mutat. Res. 2010. V. 684. P. 56-65.

257. Sass L.E., Lanyi C., Weninger K., Erie D.A. Single-molecule FRET TACKLE reveals highly dynamic mismatched DNA-MutS complexes. // Biochemistry. 2010. V. 49. P. 31743190.

258. Ban C., Yang W. Crystal structure and ATPase activity of MutL: implications for DNA repair and mutagenesis. // Cell. 1998. V. 95. P. 541-552.

259. Lee J.Y., Chang J., Joseph N., Ghirlando R., Rao D.N., Yang W. MutH complexed with hemi- and unmethylated DNAs: coupling base recognition and DNA cleavage. // Mol. Cell. 2005. V.20. P. 155-166.

260. Bertani G. Lysogeny at mid-twentieth century: PI, P2, and other experimental systems. // J. Bacteriol. 2004. V. 186. P. 595-600.

261. Loh T., Murphy K.C., Marinus M.G. Mutational analysis of the MutH protein from Escherichia coli. II J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 12113-12119.

262. Heinze R.J. Functional analysis of crosstalk in DNA mismatch repair. // Inauguraldissertation. Giessen. 2010. 146 p.

263. Merkel G., Andrake M.D., Ramcharan J., Skalka A.M. Oligonucleotide-based assays for integrase activity. // Methods. 2009. V. 47. P. 243-248.

264. Hughes M.J., Jiricny J. The purification of a human mismatch-binding protein and identification of its associated ATPase and helicase activities. // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. P. 23876-23882.