Фабрикация хондросфер и оценка их функционально-морфологических особенностей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Грядунова Анна Александровна

• Грядунова Анна Александровна
• кандидат наук
• 2021

Оглавление диссертации кандидат наук Грядунова Анна Александровна

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Цель исследования

Задачи исследования

Научная новизна исследования

Теоретическая и практическая значимость

Основные положения, выносимые на защиту

Апробация работы

Публикации по теме диссертации

Структура и объем диссертации

Внедрение полученных результатов

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Особенности строения суставного хряща

1.1.1 Макроскопическая и микроскопическая структура суставного хряща

1.1.2 Компоненты ВКМ

1.1.3 Обеспечение функций суставного хряща

1.1.4 Роль цитоскелета ХЦ в поддержании функций суставного хряща

1.2 Современные клинические подходы к лечению повреждений суставного хряща

1.2.1 Системная симптоматическая терапия

1.2.2 Внутрисуставные инъекции

1.2.2 Хирургические методы

1.3. Перспективы применения ХС в замещении дефектов хрящевой ткани 28 1.4 Современные подходы к получению и анализу ТС

1.4.1 Масштабируемые методы получения ТС однородного размера и формы

1.4.2 Методы, используемые при анализе ТС

1.4.3 Оценка биологических и функциональных свойств ТС

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Культивирование клеток

2.2 Получение ХС

2.2.1 Получение ХС с использованием агарозных форм

2.2.3 Получение ХС с использованием низкоадгезивных планшетов

2.3 Оценка жизнеспособности клеток в составе ХС

2.3.1 Качественная оценка жизнеспособности

2.3.2 Количественная оценка жизнеспособности

2.4 Морфометрический анализ

2.5 Гистохимическое и иммуногистохимическое исследование

2.6 Визуализация систем цитоскелета

2.7 Анализ кинетики слияния

2.8 Анализ кинетики распластывания

2.9 Электронная микроскопия

2.9.1 Получение полиуретанового матрикса для сканирующей электронной микроскопии

2.9.2 Сканирующая электронная микроскопия

2.9.3 Трансмиссионная электронная микроскопия

2.10 Оценка биомеханических свойств

2.11 Статистическая обработка результатов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Подбор оптимального метода получения ХС. Морфометрическое исследование

3.2 Определение оптимальной концентрации клеток в ХС

3.3 Сравнительный анализ важнейших биологических и функциональных свойств ХС

3.3.1 Синтез и накопление ВКМ в ХС

3.3.2 Оценка жизнеспособности клеток в ХС

3.3.3 Оценка кинетики слияния и распластывания ХС

3.3.4 Оценка биомеханических свойств ХС

3.4 Вклад систем цитоскелета ХЦ в обеспечение свойств ХС

3.4.1 Изменение морфологии ХЦ и ХС при использовании пертурбантов

цитоскелета

3.4.2 Роль цитоскелета ХЦ в слиянии ХС

3.4.3 Роль цитоскелета ХЦ в распластывании ХС

3.4.5 Роль систем цитоскелета ХЦ в обеспечении биомеханических свойств ХС

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования

Повреждения и заболевания хрящевой ткани являются важнейшей клинической проблемой, решение которой до сих пор не найдено [12, 71]. Хрящевая ткань обладает способностью к регенерации в период эмбрионального развития, тогда как во взрослом возрасте эта способность практически полностью утрачивается. При отсутствии лечения глубокие хрящевые дефекты приводят к значительному снижению качества жизни, и, в худшем случае, могут сопровождаться постоянными болями, утратой функций и снижением физической работоспособности [116, 241]. Одним из передовых направлений в лечении таких дефектов является использование подходов тканевой инженерии [142].

В тканевой инженерии хрящевой ткани существует два основных направления. Первое направление заключается в применении синтетических и натуральных скаффолдов - биодеградируемых материалов, обеспечивающих временную поддержку помещенных на них хондроцитов (ХЦ), с последующим формированием хрящевой ткани [67]. Второе направление основано на применении тканевых сфероидов (ТС) - плотно упакованных агрегатов живых клеток, используемых в качестве «строительных блоков» для замещения части хряща, подвергшейся нежелательным изменениям [245]. ТС, сформированные из ХЦ, получили название хондросферы (ХС) [168, 209]. ХС сохраняют функциональные характеристики, типичные для хрящевой ткани, в частности синтез специфических компонентов внеклеточного матрикса (ВКМ), и способны к интеграции в нативный хрящ [35].

За последнее десятилетие использование ХС получило широкое распространение в тканевой инженерии хрящевой ткани [88, 216]. Растущий интерес к использованию данного подхода в значительной мере обусловлен успешными результатами внедрения в клиническую практику технологии имплантации трехмерных аутологичных ХЦ (3D-ACI, three-dimensional autologous

chondrocyte implantation), при которой проводится биопсия суставного хряща для получения первичных ХЦ, их последующее культивирование и размножение in vitro и формирование ХС для дальнейшей имплантации в хондральный дефект [176, 215]. Результаты данной технологии показывают существенное улучшение качества жизни и здоровья пациентов с травматическими или дегенеративными повреждениями суставного хряща.

Несмотря на обнадеживающий потенциал трансляции ХС в клиническую практику, их основные функциональные свойства до сих пор были слабо изучены. Ни биомеханические свойства ХС, ни структурные детерминанты этих свойств не были систематически охарактеризованы в предыдущих исследованиях. Кроме того, не было уделено должного внимания таким основополагающим процессам как слияние и распластывание ХС, имеющим первостепенное значение при замещении дефектов хряща и интеграции их с нативной хрящевой тканью.

Таким образом, изучение основных функциональных свойств ХС и структурных детерминант этих свойств является актуальным и перспективным направлением в современной регенеративной медицине.

Цель исследования

Целью данного исследования является систематическая характеристика ХС и изучение их функциональных свойств.

Задачи исследования

1. Подобрать оптимальный метод получения ХС в соответствии с критериями масштабируемости, стандартизированности и возможности автоматизации метода.

2. Определить оптимальную концентрацию клеток в ХС.

3. Изучить накопление специфического ВКМ при краткосрочном и продолжительном культивировании ХС.

4. Исследовать жизнеспособность клеток в ХС при краткосрочном и продолжительном культивировании с использованием качественных и количественных методов анализа.

5. Сравнить кинетику слияния и распластывания ХС на различных сроках культивирования.

6. Провести оценку биомеханических свойств ХС на различных сроках культивирования.

7. Для определения структурных детерминант функциональных свойств ХС оценить вклад систем цитоскелета в морфологию клеток в составе ХС, кинетику слияния и распластывания, биомеханические свойства ХС.

Научная новизна исследования

Концептуально обоснованы критерии, используемые для подбора оптимального метода получения ХС, экспериментально подобран оптимальный метод получения ХС с учетом стандартизированности, масштабируемости и возможности автоматизации.

Экспериментально установлены оптимальные параметры ХС, включая диаметр и концентрацию клеток в сфероиде, оценена жизнеспособность клеток в ХС и накопление тканеспецифичного ВКМ при их краткосрочном и продолжительном культивировании.

Впервые экспериментально оценена кинетика слияния и распластывания ХС, а также проведена оценка их биомеханических свойств на различных сроках культивирования.

Впервые оценен вклад всех трех систем цитоскелета в морфологию поверхности, биомеханические свойства ХС, кинетику их слияния и распластывания.

Теоретическая и практическая значимость

3D культивирование способствует сохранению хондрогенного фенотипа ХЦ и позволяет получать in vitro жизнеспособные клеточные агрегаты, которые могут быть использованы в качестве уникальной модели для проведения фундаментальных исследований. Использование ХС может найти широкое

применение в области регенеративной медицины для восстановления хрящевой ткани, в том числе и при обширных повреждениях.

Результаты исследования функциональных свойств ХС имеют теоретическое и практическое значение, могут быть использованы в фундаментальных исследованиях и лечь в основу разработки инновационных технологий замещения хондральных дефектов в тканевой инженерии хрящевой ткани.

Анализ влияния каждой системы цитоскелета на функциональные свойства ХС позволяет управлять настройкой взаимодействий отдельных компонентов цитоскелета и создает условия для дальнейшего изучения роли цитоскелета в биологии хряща.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Первичные ХЦ, выделенные из мыщелков коленного сустава барана, в условиях трехмерного культивирования формируют плотно упакованные шарообразные клеточные агрегаты - ХС.

2. Оптимальным методом получения ХС для использования в тканевой инженерии хрящевой ткани является применение планшетов с низкоадгезивным покрытием Corning Spheroid Microplates, которые позволяют получать ХС стандартного контролируемого размера и формы в достаточных количествах и обладают потенциалом к автоматизации.

3. Оптимальной концентрацией ХС, с учетом предела пассивной диффузии кислорода и питательных веществ в неваскуляризированных тканях, является концентрация, равная 8000 клеток/сфероид.

4. Накопление специфических компонентов ВКМ, интактная морфология ХС, сравнительно небольшое количество нежизнеспособных клеток, способность к слиянию и распластыванию, а также усиление биомеханических свойств при продолжительном культивировании указывает на потенциал использования ХС для замещения дефектов суставного хряща.

5. Основополагающим фактором, управляющим морфологией, слиянием, распластыванием и поддержанием биомеханических свойств ХС, является актиновый цитоскелет ХЦ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Фабрикация хондросфер и оценка их функционально-морфологических особенностей»

Апробация работы

Основные результаты работы доложены на следующих международных конференциях:

• 15th World Congress of the International Cartilage Regeneration & Joint Preservation Society (ICRS 2019). - Ванкувер, Канада. - 05-08.10.2019.

• EMBO | EMBL Symposium Mechanical Forces in Development. -Гейдельберг, Германия. - 02-06.07.2019.

• International Conference on Biofabrication-2019. - Колумбус, Огайо, США. - 20-22.10.2019.

• 2-я Международная научная конференция «Конституциональная анатомия: теория и приложения». - Москва, Россия. - 20-22.05.2019.

• IV Национальный конгресс по регенеративной медицине. - Москва, Россия. - 20-23.11.2019.

• III Сеченовский Международный Биомедицинский Саммит 2019 (SIBS-2019). - Москва, Россия. - 20-21.05.2019.

• International Conference on Biofabrication-2018. - Вюрцбург, Германия. - 28-31.10.2018.

• II Сеченовский Международный Биомедицинский Саммит 2019 (SIBS-2018). - Москва, Россия. - 21-23.05.2018.

• VII Международная молодежная научная школа-конференция «Современные проблемы физики и технологий» Национального исследовательского ядерного университета МИФИ. - Москва, Россия. - 1621.04.2018.

• 1st TERMIS-EU Workshop "3D Printing in Musculoskeletal Tissue Engineering". - Варшава, Польша. - 22-23.03.2018.

• I Сеченовский Международный Биомедицинский Саммит 2017 (SIBS-2017). - Москва, Россия. - 16-20.06.2017.

• III Национальный конгресс по регенеративной медицине. - Москва, Россия. - 15-18.11.2017.

• VII Международный молодежный медицинский конгресс "Санкт-Петербургские научные чтения - 2017" - Санкт-Петербург, Россия. - 0608.12.2017.

• Международный саммит «Предиктивно-превентивная и персонализированная медицина - основа новой системы здравоохранения». - Москва, Россия. - 26-28.09.2016.

• Международный конгресс молодых ученых в медицине RE: Search. -Казань, Россия. - 19-20.10.2016.

• Конгресс «Медицина чрезвычайных ситуаций. Современные технологии в травматологии и ортопедии». - Москва, Россия. - 2324.05.2016.

Публикации по теме диссертации

По материалам диссертации опубликовано 16 научных работ, в том числе 2 работы в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ, 4 статьи в рецензируемых журналах, индексируемых международной системой цитирования Scopus, и 10 тезисов докладов на международных конференциях.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, изложения собственных результатов, их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 171 странице машинописного текста, содержит 48 рисунков и 3 таблицы. Список литературы включает 250 источников.

Внедрение полученных результатов

ХС, позволяющие в течение длительного времени поддерживать стабильную жизнеспособную популяцию ХЦ и способные к слиянию и распластыванию на адгезивной поверхности, планируется в дальнейшем формировать из первичных ХЦ человека и использовать в доклинических и клинических исследованиях по созданию тканеинженерных конструкций для замещения дефектов суставного хряща.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Суставной хрящ представлен узкоспециализированной соединительной тканью и является неотъемлемой частью большинства суставов. Основные функции суставного хряща заключаются в поглощении давления путем деформации и в обеспечении гладкости и смазываемости суставных поверхностей, что позволяет максимально снизить коэффициент трения при движениях в суставе [217]. Суставной хрящ лишен кровеносных и лимфатических сосудов и нервных волокон и подвергается серьезной биомеханической нагрузке. Он обладает крайне ограниченной способностью к внутреннему заживлению и восстановлению [6], поэтому возникновение хрящевых дефектов в результате травмы или дегенеративных изменений часто становится причиной хронического болевого синдрома, утраты функций и значительного снижения качества жизни пациентов [116, 241]. В настоящее время усилия исследователей и клиницистов направлены на поиск методов восстановления уникальной структуры суставного хряща.

1.1 Особенности строения суставного хряща

Суставной хрящ состоит из двух основных компонентов: ВКМ и ХЦ. ВКМ представлен преимущественно коллагеном II типа, а также отрицательно заряженными протеогликанами (ПГ), водой и некоторыми другими компонентами, такими как гликопротеины и неколлагеновые белки [25]. Коллаген II типа участвует в построении каркаса хряща, обеспечивая его прочность, тогда как ПГ отвечают за гидрофильность суставного хряща. ПГ, коллаген и другие компоненты хряща помогают сохранять воду в составе ВКМ, что способствует высокому механическому сопротивлению суставного хряща на растяжение. Кроме того, каждая зона суставного хряща имеет различия в составе, причем морфология ХЦ также различается [156]. ХЦ играют важную роль в поддержании гомеостаза хряща: они синтезируют компоненты ВКМ и ферменты, разрушающие матрикс, а также экспрессируют поверхностные рецепторы к различным цитокинам и ростовым факторам [183].

1.1.1 Макроскопическая и микроскопическая структура суставного хряща

Суставной хрящ представлен гиалиновым хрящом, самым распространенным типом хряща в организме человека. Гиалиновый хрящ отвечает за формирование костей на этапе эмбрионального развития при эндохондральном окостенении, а во взрослом возрасте обнаруживается в реберных хрящах, дыхательной системе (трахее) и покрывает костную поверхность в суставе. Поверхность здорового суставного хряща гладкая, блестящая и ярко-белая. Цвет незрелого суставного хряща несколько голубоватый, а при старении становится желтоватым. Суставной хрящ имеет высокоорганизованную структуру, включающую в себя четыре зоны: поверхностную (тангенциальную) зону (10-20% от объема хряща), промежуточную (переходную) зону (40-60% от объема хряща), глубокую (базальную) зону (30-40%

Клеточный компонент Уплощенные хондроциты

Округленные хондроциты «Колонки» хондроцитов

Мезенхимальные стволовые клетки

Каждая зона характеризуется определенной структурой ВКМ [127, 178]. Преобладающими его компонентам являются коллаген (75% от сухой массы) и ПГ (20%-30% от сухой массы) [59, 177]. Наиболее высокое содержание коллагена наблюдается в поверхностной зоне, тогда как в промежуточной и глубокой зонах

от объема хряща) и кальцинированную зону (Рис. 1.1).

Рисунок 1.1. Структура суставного хряща (по Ng et al., 2017)

оно снижается на 20%. ПГ, напротив, имеют тенденцию в большей степени накапливаться в промежуточной и глубокой зонах, при этом их содержание в поверхностной зоне снижено на 50% [59, 177]. Поверхностная зона обычно не окрашивается сафранином-О.

Фенотип ХЦ также отличается в зависимости от зоны хряща [127, 178]. Поверхностная зона содержит слои тонких коллагеновых волокон, в которых клетки удлинены и расположены параллельными рядами. В промежуточной зоне, где начинает проявляться окрашивание сафранином-О, клетки имеют округлую или яйцевидную форму и, по-видимому, распределены случайно, в то время как в глубокой зоне ХЦ располагаются в виде коротких столбиков. Пограничная линия, которую обычно можно увидеть на предметном стекле при окрашивании суставного хряща гематоксилином и эозином, представляет собой границу между кальцинированным и некальцинированным хрящом.

1.1.2 Компоненты ВКМ

Синтез компонентов ВКМ в суставном хряще напрямую связан с количеством и функцией ХЦ. ВКМ состоит из трех основных типов макромолекул: волокон коллагена и эластина (фибриллярные компоненты), ПГ и гликопротеинов, которые синтезируются ХЦ.

Основным компонентом ВКМ является коллаген, представленный различными типами. В гиалиновом хряще преобладает коллаген II типа (> 90%), а также присутствуют коллагены III (10%), IX (1%), XI (3%) и VI (<1%, перицеллюлярный матрикс) типов, которые играют важную роль в регулировании механотрансдукции ХЦ и таким образом опосредуют биомеханические свойства ВКМ [247]. Коллаген X типа присутствует только в гипертрофическом хряще кальцинированного слоя [86]. С фибриллярными компонентами связаны неколлагеновые элементы основного вещества ВКМ, включая гликозаминогликаны (ГАГ), ПГ и гликопротеины.

ГАГ являются линейными неразветвленными полимерами, состоящими из повторяющихся дисахаридных единиц. В суставном хряще образуется 6 основных

типов ГАГ: хондроитин-4-сульфат, хондроитин-6-сульфат, кератансульфат, дерматансульфат, гепарансульфат и гиалуроновая кислота (ГК). Отрицательно заряженные ГАГ отталкиваются друг от друга и притягивают положительно заряженные ионы (Ca2+, Na+ и др.) и воду [61], что обеспечивает их основные функциональные характеристики: абсорбцию воды и поддержание биомеханических свойств и гидратации ВКМ [18].

ПГ - это гидрофильные белки, которые имеют одну или несколько цепей ГАГ, ковалентно связанных с ядром белка. Среди ГАГ самым крупным является аггрекан, имеющий сложную переплетенную структуру, где цепи хондроитинсульфата и кератансульфата прикреплены к продолговатой белковой сердцевине [201]. Аггрекан чрезвычайно важен для суставного хряща, так как связывает фибриллы коллагена II типа и удерживает воду. Еще одним представителем ПГ является версикан, или внеклеточный матричный протеогликан, который присутствует в глубокой зоне хряща. Другие ПГ суставного хряща представлены бигликаном и деокрином, содержащими цепи дерматансульфата, фибромодулином и люмиканом, содержащими кератансульфаты [74], а также перлеканом и лубрицином (proteoglycan 4, PRG-4) [89, 180].

Во ВКМ суставного хряща также обнаружены многие другие неколлагеновые белки. В зависимости от выполняемой функции их можно разделить на структурные и регуляторные [201]. Структурные белки включают в себя тромбосподин-1, -3 и -5, матрилин-1 и -3, фибронектин, тенасцин C и белок промежуточного слоя хряща (cartilage intermediate layer protein, CILP). В группу регуляторных белков входят хрящевой гликопротеин-39 (gp39 / YKL-40), матриксный Gla-белок, хондромодуллин-1 и -2, хрящевой белок, чувствительный к ретиноевой кислоте, трансформирующий фактор роста бета (transforming growth factor beta, TGF-P) и костные морфогенные белки.

1.1.3 Обеспечение функций суставного хряща

Особые биомеханические характеристики позволяют хрящу выдерживать высокое давление и распределять возникающие сжимающие напряжения по подлежащей субхондральной кости. Для снижения напряжения сдвига используются сложные смазочные механизмы, которые уменьшают трение и износ при скольжении поверхностей хряща друг по другу и обеспечиваются взаимодействием двух фаз: жидкой и твердой. Основным компонентом жидкой фазы является вода (80% от массы хряща). В жидкой фазе также присутствуют ионы №+, К+, Са2+ и С1-. Твердая фаза представлена пористым и проницаемым ВКМ [34, 180].

Эластичность суставного хряща при сжатии основана на взаимодействии ПГ и интерстициальной жидкости [32, 72]. Во время нагрузки приложение силы к суставу вызывает немедленное повышение давления интерстициальной жидкости. Это заставляет жидкость вытекать из ВКМ и тем самым обеспечивает сопротивление возникшему давлению [34, 180]. Когда сжимающая нагрузка снимается, интерстициальная жидкость поступает обратно в хрящ, при этом низкая проницаемость суставного хряща предотвращает слишком быстрое выдавливание жидкости из матрикса [96]. Синовиальная жидкость (СЖ) также играет ключевую роль в биомеханическом поведении и смазываемости суставного хряща. Кроме этого, из-за отсутствия кровеносных сосудов в хряще СЖ является основным источником питательных веществ. Она служит резервуаром белков хрящевой ткани и поэтому состав СЖ может быть биомаркером, отражающим здоровье и патофизиологическое состояние сустава. Способность СЖ к смазыванию хряща достигается за счет сочетания действия всех трех ее компонентов: ГК, лубрицина и фосфолипидов [77].

1.1.4 Роль цитоскелета ХЦ в поддержании функций суставного хряща

Цитоскелет ХЦ представлен трехмерной сетью, состоящей из трех основных типов волокон: актиновых микрофиламентов (АМ), микротрубочек (МТ) и промежуточных филаментов (ПФ) (Рис. 1.2) [2, 40].

Рисунок 1.2. Организация цитоскелета в ХЦ: распределение АМ, ПФ и МТ в объеме клетки (по БаИ^На й а1., 2018)

АМ представляют собой полимерные нитевидные образования диаметром 6-8 нм, состоящие из белка актина [8]. АМ обладают высокой динамичностью: на конце микрофиламента, обращенном к плазматической мембране (плюс-конец), происходит полимеризация актина из его мономеров в цитоплазме, тогда как на противоположном (минус-конец) идет его деполимеризация. Организация и функционирование актинового цитоскелета обеспечиваются рядом актинсвязывающих белков, которые регулируют процессы полимеризации-деполимеризации АМ, связывают их друг с другом и придают контрактильные свойства. Так, в результате вызванных ростовыми факторами перестроек актинового цитоскелета в клетке происходит формирование псевдоподий

t Направление миграции клетки

Микрофиламенты, актин Промежуточные филаменты, виментин Микротрубочки, тубулин

нитевидной формы - филоподий. В основе их образования лежит полимеризация нескольких собранных в пучок АМ: на их плюс-концах происходит рост концов филаментов, которые генерируют толкающую силу. Эта сила «выпячивает» плазматическую мембрану в виде очень узких псевдоподиальных выростов — филоподий, которые участвуют в клеточном восприятии, подвижности и взаимодействии клеток друг с другом. АМ играют важнейшую роль в клеточной миграции и обеспечивают передачу толкающих и сжимающих сил внутри клетки [73, 91]. АМ физически взаимодействуют с белками ВКМ через трансмембранные рецепторы (интегрины), и координация между этими компонентами является необходимой для поддержания фенотипа ХЦ [109]. Если ХЦ поместить на адгезивную поверхность и дать распластаться, можно наблюдать образование актиновых стресс-фибрилл [20], как это происходит при явлении дедифференцировки, сопровождаемом снижением синтеза аггрекана и коллагена II типа с одновременным повышением синтеза коллагена I типа, что свидетельствует о том, что ХЦ приобретают фибробластоподобный фенотип [31, 45, 99]. Однако при помещении ХЦ в трехмерные условия культивирования [45], равно как и при обработке цитохалазином Д (ЦитоД), вызывающим деполимеризацию АМ, происходит восстановление хондрогенного фенотипа [62, 182]. Было показано, что восстановление фенотипа ХЦ связано с реорганизацией АМ, которая приводит к увеличению экспрессии коллагена II типа и повышению содержания ПГ в матриксе [185].

МТ - белковые внутриклеточные образования, представляющие собой полые цилиндры диаметром 25 нм, стенка которых образована димерами тубулина. Помимо важнейшей роли МТ в формировании веретена деления во время митоза и организации распределения органелл, то есть расположения аппарата Гольджи и эндоплазматического ретикулума, отдельно выделяют их фундаментальное значение в транспортировке и секреции белков [133]. В ХЦ целостность МТ также имеет решающее значение для синтеза и секреции как коллагенов, так и ПГ. Сообщалось о присутствии тубулина в первичных ресничках ХЦ, и ультраструктурные исследования выявили прямую связь между внеклеточными

коллагеновыми волокнами и белками цилиарных МТ [30]. Динамикой МТ можно управлять химически, используя колхицин или нокодазол (Нок), вызывающие их деполимеризацию [53], а также таксол для стабилизации организации МТ [188]. Разобщение сети МТ колхицином подавляет синтез и секрецию ПГ и коллагенов [125, 152]. Необходимо отметить, что колхицин диссоциирует аппарат Гольджи в ХЦ, поэтому его влияние на синтез компонентов ВКМ может быть связано как с нарушением внутриклеточного транспорта, так и с изменениями нормального функционирования аппарата Гольджи.

ПФ в ХЦ представлены полимерными нитевидными структурами диаметром 10 нм, состоящими из белка виментина. Виментин способствует направленной миграции клеток, координируя динамику АМ и МТ. Частицы виментина разбираются на периферии клеток и подвергаются ретроградному транспорту по поперечным актиновым дугам для возможного включения в зрелые ПФ. Зрелые ПФ ограничивают ретроградный поток актина и контролируют положение ядра во время миграции клеток. Долгоживущие ПФ также координируют поддержание клеточной полярности во время миграции, связываясь с относительно короткоживущими МТ и формируя паттерн роста новых МТ [40].

Суставной хрящ подвергается высокой механической нагрузке, при этом система цитоскелета играет важную роль в способности ХЦ сопротивляться возникающим напряжениям и восстанавливаться после них [108, 242]. АМ вносят наибольший вклад в обеспечение жесткости и изменение объема ХЦ при сжатии, тогда как ПФ ограничивают поперечную деформацию клеток [186]. В свою очередь, МТ поддерживают порог критического напряжения и отвечают за время восстановления ХЦ после приложенной нагрузки [186]. Было показано, что компрессия отдельных ХЦ приводит к перестройке компонентов цитоскелета [145], которые способствуют передаче напряжений к ядру во время сжатия [106], что приводит к изменению биосинтетической регуляции в клетках [65, 148]. Таким образом, цитоскелет ХЦ играет роль своеобразного физического интерфейса между собственно ХЦ и ВКМ и индуцирует формирование биосинтетического ответа, что приводит к противодействию механической нагрузке [49].

Несмотря на достаточную изученность цитоскелета клеток и роли отдельных его компонентов в механобиологическом поведении ХЦ, проведение исследований на отдельных клетках связано с рядом ограничений. Изоляция ХЦ из их естественной среды приводит к нарушению связей между цитоскелетом и ВКМ [107, 140], при этом нивелируется влияние клеточного микроокружения на передачу механической нагрузки к ХЦ [26, 135]. С этой точки зрения наиболее рациональным подходом в изучении роли цитоскелета является использование не одиночных клеток, а клеточных агрегатов с интактным ВКМ и сохраненными клеточными контактами.

1.2 Современные клинические подходы к лечению повреждений суставного хряща

Используемые в клинической практике подходы к лечению повреждений суставного хряща травматической или дегенеративной природы можно разделить на две категории: симптоматические и восстановительные (Рис. 1.3) [166].

Рисунок 1.3. Современные подходы к лечению дефектов суставного хряща, применяемые в клинической практике (по Medvedeva et а!., 2018)

Симптоматическая терапия может быть представлена системным применением лекарственных препаратов, обычно обезболивающих и противовоспалительных средств, а также местными внутрисуставными инъекциями, такими как инъекции кортикостероидов или богатой тромбоцитами плазмы (platelet-reach plasma, PRP).

Восстановительные методы, в свою очередь, можно разделить на хирургические, такие как создание микропереломов или мозаичную хондропластику, и регенеративные, основанные на использовании подходов регенеративной медицины и клеточных технологий (Рис. 1.4 А-Б).

1.2.1 Системная симптоматическая терапия

К препаратам первого ряда, часто назначаемым для перорального применения при травматических или дегенеративных повреждениях хряща, относят нестероидные противовоспалительные средства (НПВС), которые, согласно рекомендациям Международного общества исследований остеоартрита (The Osteoarthritis Research Society International, OARSI) характеризуются наибольшей степенью доказательности: 93% [248]. Обезболивающее и противовоспалительное действие НПВС обусловлено ингибированием фермента циклооксигеназы (ЦОГ), катализирующего синтез простагландинов - медиаторов воспаления, простациклинов и тромбоксанов. Применяют как неселективные ингибиторы ЦОГ, блокирующие действие всех ее изоформ, так и селективные ингибиторы ЦОГ-2, экспрессия которой связана с процессом воспаления. OARSI также рекомендует использование глюкозаминсульфата и хондроитинсульфата для получения возможного структурно-модифицирующего эффекта и опиоидных анальгетиков для лечения рефрактерной боли [248]. Необходимо отметить, что системное применение лекарственных препаратов часто связано с возникновением нежелательных побочных эффектов, в частности с усугублением артериальной гипертензии, сердечной недостаточности, сахарного диабета, ишемической болезни сердца, заболеваний почек и печени [235].

1.2.2 Внутрисуставные инъекции

Внутрисуставная инъекция является минимально инвазивной процедурой, которая используется для доставки различных соединений непосредственно в сустав. Такой тип инъекций может осуществляться при амбулаторном лечении и применяется также для тестирования лекарственных препаратов при лечении остеоартрита (ОА). Наиболее часто используемыми соединениями для внутрисуставных инъекций являются кортикостероиды, ГК и PRP.

Инъекции кортикостероидов

OARSI рекомендует использование внутрисуставных инъекций кортикостероидов для облегчения боли при ОА за счет их противовоспалительных свойств [163]. Национальный институт здоровья и клинического совершенствования Великобритании (National Institute of Care Excellence, NICE) и Американский колледж ревматологии (American College of Rheumatology, ACR) рассматривают внутрисуставные инъекции кортикостероидов как дополнительную терапию для облегчения боли у пациентов с ОА [113]. Терапевтический эффект достигается при введении низких доз кортикостероидов, тогда как их длительное применение в высоких дозах вызывает значительное повреждение хрящевой ткани, является токсичным для хондроцитов [239] и, как показано, может ускорять прогрессирование ОА [164]. Эффективность внутрисуставных инъекций кортикостероидов со временем снижается [128].

Инъекции ГК

ГК представляет собой несульфатированный ГАГ и является важнейшим компонентом СЖ, участвующим в поддержании гомеостаза в суставе [97]. При повреждении хрящевой ткани концентрация ГК в СЖ часто снижается. Вследствие разбавления, фрагментации и синтеза укороченных полимеров молекулярная масса ГК также уменьшается [160]. Внутрисуставные инъекции ГК используются для повышения вязкости СЖ и восстановления концентрации и молекулярной массы ГК до нормальных значений [11, 85]. Несмотря на то что внутрисуставные инъекции ГК получили одобрение Управления по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов в США (Food and Drug

Аётт1в1ха1:юп, БЭЛ) около двадцати лет назад, в метаанализе рандомизированных клинических исследований не было выявлено значительного эффекта внутрисуставных инъекций ГК при лечении ОА по сравнению с плацебо [126, 203].

Инъекции РЯР

РЯР, получаемая из аутологичной крови пациента, содержит высокие концентрации тромбоцитов, секретирующих различные ростовые факторы, протеазы и цитокины, способствующие активации множества сигнальных путей, которые, как считается, индуцируют восстановление тканей [15, 64, 205, 210]. Протеомный анализ выделенных тромбоцитов человека выявил более полутора тысяч уникальных белков [64, 194]. В большинстве исследований, посвященных использованию внутрисуставных инъекций РЯР при дегенеративном ОА, сообщается о снижении боли и улучшении работоспособности пациентов [174], при этом ни одно исследование не указывает на ухудшение показателей [210]. Было показано, что концентрация воспалительных и проангиогенных факторов в плазме крови значительно снижена у пациентов, получавших РЯР, по сравнению с группой плацебо [115], однако механизм действия богатой тромбоцитами плазмы остается неясным [205]. В настоящее время внутрисуставные инъекции РЯР не одобрены FDA и не рекомендованы ОАК^1 для лечения повреждений хряща из-за отсутствия убедительных доказательств клинической эффективности.

1.2.2 Хирургические методы

Методы, используемые при хирургических вмешательствах, можно разделить на репаративные и заместительные [250]. Репаративные методы, или методы стимуляции костного мозга, основаны на привлечении мезенхимальных стволовых клеток (МСК) путем нарушения целостности губчатого костного вещества [1, 223]; данная стимуляция приводит к образованию фиброхрящевой ткани в месте дефекта. Заместительные методы, или методы тканевой регенерации, направлены на замещение поврежденной ткани, при котором сохраняется ее микроструктура и биомеханические функции.

Репаративные методы лечения

К указанным методам относят создание микропереломов [218], субхондральное сверление [141], абразию (кюретаж) [23, 143] и другие технологии. Принцип данных методов основан на контролируемом разрушении субхондральной кости и создании каналов между хрящом и подлежащим костным мозгом. Принято считать, что привлечение МСК в место дефекта приводит к позитивным трофическим изменениям и формированию ткани, близкой к нативному хрящу [14, 24]. Однако данная группа методов предназначена для лечения дефектов небольшого, менее 2 см2, и среднего, до 2.5см2, размера [47, 100]. Кроме того, создание микропереломов обеспечивает относительно непродолжительное улучшение, так как при физиологической нагрузке в месте дефекта наблюдается формирование фиброзного, а не гиалинового хряща и его последующая дегенерация [173]. Данные методы, однако, широко используются в клинической практике благодаря своей простоте и низкой стоимости.

Заместительные методы лечения

Заместительные методы основаны на замене поврежденного хряща тканевыми лоскутами. В частности, распространено использование костно-хрящевых аутотрансплантатов, полученных непосредственно от самого пациента (мозаичная хондропластика), и аллографтов, а также имплантация аутологичной надкостницы [111, 229]. В случае мозаичной пластики забор костно-хрящевых блоков цилиндрической формы осуществляют с ненагружаемой поверхности хряща и в последующем имплантируют их в место дефекта [141]. Будучи в целом успешными, результаты мозаичной хондропластики могут сильно отличаться в зависимости от возраста, пола пациента и размера поражения [179]. К другим недостаткам относят болезненность донорского участка и ограниченную доступность донорской ткани, что делает мозаичную хондропластику применимой только к дефектам небольшого и, в некоторых случаях, среднего размера [110]. Кроме того, мозаичная пластика является сложной хирургической операцией, поскольку все имплантируемые костно-хрящевые блоки нуждаются в дополнительной регулировке по высоте. Проблемы, связанные с трансплантацией

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Грядунова Анна Александровна, 2021 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Айрапетов Г. А., Воротников А. А., Коновалов Е. А. Методы хирургического лечения локальных дефектов гиалинового хряща крупных суставов (обзор литературы) // Гений ортопедии. - 2017. - V. 23. - № 4. - P. 485-491.

2. Алиева И. Б., Узбеков Р. Э. Цитоскелет - современный взгляд на архитектуру клетки // Природа. - 2012. - V. 10. - P. 16-23.

3. Басок Ю. Б., Григорьев А. М., Кирсанова Л. А., Вахрушев И. В., Цветкова А. В., Грядунова А. А., Ярыгин К. Н., Севастянов В. И. Сравнительное исследование процесса хондрогенной дифференцировки мезенхимальных стромальных клеток, выделенных из разных источников // Вестник трансплантологии и искусственных органов. - 2019. - V. 21. - № 1. - P. 101-112.

4. Бекетов Е. Е., Исаева Е. В., Шегай П. В., Иванов С. А., Каприн А. Д. Современное состояние тканевой инженерии для восстановления хрящевой ткани // Гены и клетки. - 2019. - V. 14. - № 2. - P. 12-20.

5. Божокин М. С., Божкова С. А., Нетылько Г. И. Возможности современных клеточных технологий для восстановления поврежденого суставного хряща (аналитический обзор литературы) // Травматология и ортопедия России. - 2016. -V. 22. - № 3. - P. 122-134.

6. Божокин М. С., Божкова С. А., Нетылько Г. И., Румакин В. П., Наконечный, Г.И. Чепурненко М. Н. Морфофункциональная характеристика хондрорегенераторного процесса в экспериментальном локальном дефекте поверхности суставного хряща // Международный журнал прикладных и фундаментальных исследований. - 2017. - V. 8. - P. 302-306.

7. Буравков С. В. Конфокальная сканирующая микроскопия неокрашенных депарафинированных срезов // Клиническая и экспериментальная морфология. -2016. - V. 3. - № 19. - P. 63-68.

8. Васильев Ю. М. Клетка как архитектурное чудо. Часть 1. Живые нити // Соросовский образовательный журнал. - 1996. - V. 2. - P. 36-43.

9. Грядунова А. А., Буланова Е. А., Кудан Е. В., Перейра Ф. Д. А. С., Хесуани Ю. Д., Миронов В. А. Масштабируемая биофабрикация и

морфологическая оценка тканевых сфероидов // Клиническая и экспериментальная морфология. - 2019. - V. 8. - № 2. - Р. 12-20.

10. Грядунова А. А., Васнецова О. А., Каралкин П. А. Маркетинговое исследование нового тканевого инжектора, использующегося для замещения хрящевых дефектов // Ремедиум. Журнал о российском рынке лекарств и медицинской технике. - 2016. - V. 11. - Р. 21-26.

11. Демкин С. А., Маланин Д. А., Рогова Л. Н., Снигур Г. Л., Григорьева Н. В., Байдова К. В. Морфогенез гиалинового хряща коленного сустава на фоне внутрисуставного введения обогащенной тромбоцитами аутологичной плазмы и/или препарата гиалуроновой кислоты у крыс с экспериментальным остеоартрозом // Травматология и ортопедия России. - 2016. - V. 22. - №2 4. - Р. 7688.

12. Еремеев А. В., Зубкова О. А., Ручко Е. С., Лагарькова М. А., Сидоров В. С., Рагозин А. О. Ключевые характеристики аутологичного биомедицинского продукта для коррекции дефекта хрящевой ткани // Медицина экстремальных ситуаций. - 2020. - V. 4. - № 22. - Р. 59-66.

13. Кудан Е. В., Перейра Ф. Д. А. С., Парфенов В. А., Касьянов В. А., Хесуани Ю. Д., Буланова Е. А., Миронов В. А. Распластывание тканевых сфероидов, сформированных из первичных фибробластов человека, на поверхности микроволокнистого электроспиннингового полиуретанового матрикса (сканирующее электронно-микроскопическое исследование) // Морфология. - 2015. - V. 148. - № 6. - Р. 70-74.

14. Макушин В. Д., Ступина Т. А. К вопросу об активизации процессов, регулирующих восстановление структуры суставного хряща (обзор литературы и собственные данные) // Гений ортопедии. - 2014. - V. 1. - Р. 82-87.

15. Мастыков А. Н., Дейкало В. П., Самсонова И. В., Б. К. К. Эффективность применения обогащенной тромбоцитами плазмы при лечении травматических дефектов хряща суставных поверхностей // Новости хирургии. - 2013. - V. 21. -№ 4. - Р. 3-9.

16. Омельяненко Н. П., Ильина В. К., Ковалев А. В., Родионов С. А., Иванов В.

А., Хлыстова А. В. Возможности использования собственно соединительнотканных клеток (ССТК) при восстановлении поврежденной соединительной ткани // Вестник уральской медицинской академической науки. -2015. - V. 4. - P. 122-125.

17. Омельяненко Н. П., Родионов С. А. Структурная динамика хондроцитов при культивировании // Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2017. - V. 3. - P. 184-191.

18. Панасюк А. Ф., Ларионов Е. В. Хондроитинсульфаты и их роль в обмене хондроцитов и межклеточного матрикса хрящевой ткани // Научно-практическая ревматология. - 2000. - V. 2. - P. 46-55.

19. Пономарев И. В., Кочнева М. Л., Barnewitz D. Влияние условий культивирования хондроцитов в трехмерном состоянии на формирование внеклеточного матрикса в тканеинженерных хрящевых конструктах // Клеточные технологии в биологии и медицине. - 2013. - V. 4. - P. 197-205.

20. Сахенберг Е. И., Николаенко Н. С., Пинаев Г. П. Исследование распластывания и организации актинового цитокелета стромальных клеток костного мозга и клеток хряща при их раздельном и совместном культивировании на разных белках внеклеточного матрикса // Цитология. - 2014. - V. 56. - № 10. -P. 708-716.

21. Смурова К. М., Алиева И. Б., Воробьев И. А. Динамика восстановления цитоплазматических микротрубочек после их разрушения нокодазолом в клетках культуры Vero // Биологические мембраны. - 2002. - V. 19. - № 6. - P. 486-496.

22. Советников Н. Н., Кальсин В. А., Коноплянников М. А., В. М. В. Клеточные технологии и тканевая инженерия в лечении дефектов суставной поверхности // Клиническая практика. - 2013. - V. 1. - P. 52-66.

23. Тарасенко Л. Л., Масхудов С. М. Анализ методов лечения патологии гиалинового хряща // Вестник СурГУ. Медицина. - 2018. - V. 2. - P. 17-21.

24. Шевцов В. И., Макушин В. Д., Ступина Т. А., Степанов М. А. Экспериментальные аспекты изучения репаративной регенерации суставного хряща в условиях туннелирования субхондральной зоны с введением

аутологичного костного мозга // Гений ортопедии. - 2010. - V. 2. - P. 5-10.

25. Яременко О. Б., Анохина Г. А., Бурьянов А. А. Сустав. Хрящ. Коллаген // Травма. - 2020. - V. 21. - № 4. - P. 6-12.

26. Alexopoulos L. G., Setton L. A., Guilak F. The biomechanical role of the chondrocyte pericellular matrix in articular cartilage // Acta Biomaterialia. - 2005. - V. 1. - № 3. - P. 317-325.

27. Amack J. D., Manning M. L. Knowing the boundaries: Extending the differential adhesion hypothesis in embryonic cell sorting // Science. - 2012. - V. 338. - № 6104. -P. 212-215.

28. Amaral R. L. F., Miranda M., Marcato P. D., Swiech K. Comparative analysis of 3D bladder tumor spheroids obtained by forced floating and hanging drop methods for drug screening // Frontiers in Physiology. - 2017. - V. 8. - № AUG. - P. e605.

29. Anderer U., Libera J. In vitro engineering of human autogenous cartilage // Journal of Bone and Mineral Research. - 2002. - V. 17. - № 8. - P. 1420-1429.

30. Anthony Poole C., Zhang Z. J., Ross J. M. The differential distribution of acetylated and detyrosinated alpha-tubulin in the microtubular cytoskeleton and primary cilia of hyaline cartilage chondrocytes // Journal of Anatomy. - 2001. - V. 199. - № 4. -P. 393-405.

31. Archer C. W., Rooney P., Wolpert L. Cell shape and cartilage differentiation of early chick limb bud cells in culture // Cell Differentiation. - 1982. - V. 11. - № 4. -P. 245-251.

32. Armiento A. R., Stoddart M. J., Alini M., Eglin D. Biomaterials for articular cartilage tissue engineering: Learning from biology // Acta Biomaterialia. - 2018. -V. 65. - P. 1-20.

33. Aspberg A. The Different Roles of Aggrecan Interaction Domains // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. - 2012. - V. 60. - № 12. - P. 987-996.

34. Ateshian G. A., Warden W. H., Kim J. J., Grelsamer R. P., Mow V. C. Finite deformation biphasic material properties of bovine articular cartilage from confined compression experiments // Journal of Biomechanics. - 1997. - V. 30. - № 11-12. -P. 1157-1164.

35. Baptista L. S., Silva K. R., Pedrosa C. S. G., Amaral R. J. F. C., Belizario J. V., Borojevic R., Granjeiro J. M. Bioengineered Cartilage in a Scaffold-Free Method by Human Cartilage-Derived Progenitor Cells: A Comparison With Human Adipose-Derived Mesenchymal Stromal Cells // Artificial Organs. - 2013. - V. 37. - № 12. -P. 1068-1075.

36. Bargagna-Mohan P., Deokule S. P., Thompson K., Wizeman J., Srinivasan C., Vooturi S., Kompella U. B., Mohan R. Withaferin A Effectively Targets Soluble Vimentin in the Glaucoma Filtration Surgical Model of Fibrosis // PLoS ONE. - 2013. -V. 8. - № 5. - P. e63881.

37. Bargagna-Mohan P., Hamza A., Kim Y. eon, Khuan (Abby) Ho Y., Mor-Vaknin N., Wendschlag N., Liu J., Evans R. M., Markovitz D. M., Zhan C. G., Kim K. B., Mohan R. The Tumor Inhibitor and Antiangiogenic Agent Withaferin A Targets the Intermediate Filament Protein Vimentin // Chemistry and Biology. - 2007. - V. 14. -№ 6. - P. 623-634.

38. Barie A., Kruck P., Sorbi R., Rehnitz C., Oberle D., Walker T., Zeifang F., Moradi B. Prospective Long-term Follow-up of Autologous Chondrocyte Implantation With Periosteum Versus Matrix-Associated Autologous Chondrocyte Implantation: A Randomized Clinical Trial // American Journal of Sports Medicine. - 2020. - V. 48. -№ 9. - P. 2230-2241.

39. Bartlett W., Skinner J. A., Gooding C. R., Carrington R. W. J., Flanagan A. M., Briggs T. W. R., Bentley G. Autologous chondrocyte implantation versus matrix-induced autologous chondrocyte implantation for osteochondral defects of the knee. A prospective, randomised study // Journal of Bone and Joint Surgery - Series B. - 2005. -V. 87. - № 5. - P. 640-645.

40. Battaglia R. A., Delic S., Herrmann H., Snider N. T. Vimentin on the move: New developments in cell migration // F1000Research. - 2018. - V. 7. - P. e15967.

41. Beachley V., Kasyanov V., Nagy-Mehesz A., Norris R., Ozolanta I., Kalejs M., Stradins P., Baptista L., Silva K. da, Grainjero J., Wen X., Mironov V. The fusion of tissue spheroids attached to pre-stretched electrospun polyurethane scaffolds // Journal of Tissue Engineering. - 2014. - V. 5. - P. 2041731414556561.

42. Beaune G., Blanch-Mercader C., Douezan S., Dumond J., Gonzalez-Rodriguez D., Cuvelier D., Ondarfuhu T., Sens P., Dufour S., Murrell M. P., Brochard-Wyart F. Spontaneous migration of cellular aggregates from giant keratocytes to running spheroids // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2018. - V. 115. - № 51. - P. 12926-12931.

43. Belair D. G., Wolf C. J., Wood C., Ren H., Grindstaff R., Padgett W., Swank A., MacMillan D., Fisher A., Winnik W., Abbott B. D. Engineering human cell spheroids to model embryonic tissue fusion in vitro // PLoS ONE. - 2017. - V. 12. - № 9. -P. e0184155.

44. Benien P., Swami A. 3D tumor models: History, advances and future perspectives // Future Oncology. - 2014. - V. 10. - № 7. - P. 1311-1327.

45. Benya P. D., Shaffer J. D. Dedifferentiated chondrocytes reexpress the differentiated collagen phenotype when cultured in agarose gels // Cell. - 1982. - V. 30. - № 1. - P. 215-224.

46. Beresford G. W., Agius L. Cytochalisin D exerts stimulatory and inhibitory effects on insulin-induced glucokinase mRNA expression in hepatocytes // Molecular and Cellular Biochemistry. - 1994. - V. 139. - № 2. - P. 177-184.

47. Bhosale A. M., Richardson J. B. Articular cartilage: Structure, injuries and review of management // British Medical Bulletin. - 2008. - V. 87. - № 1. - P. 77-95.

48. Bhumiratana S., Eton R. E., Oungoulian S. R., Wan L. Q., Ateshian G. A., Vunjak-Novakovic G. Large, stratified, and mechanically functional human cartilage grown in vitro by mesenchymal condensation // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2014. - V. 111. - № 19. - P. 6940-6945.

49. Blain E. J. Involvement of the cytoskeletal elements in articular cartilage homeostasis and pathology // International Journal of Experimental Pathology. - 2009. -V. 90. - № 1. - P. 1-15.

50. Blakely A. M., Manning K. L., Tripathi A., Morgan J. R. Bio-Pick, Place, and Perfuse: A New Instrument for Three-Dimensional Tissue Engineering // Tissue Engineering - Part C: Methods. - 2015. - V. 21. - № 7. - P. 737-746.

51. Blase C., Becker D., Kappel S., Bereiter-Hahn J. Microfilament dynamics during

HaCaT cell volume regulation // European Journal of Cell Biology. - 2009. - V. 88. -№ 3. - P. 131-139.

52. Borin D., Puzzi L., Martinelli V., Cibinel M., Lapasin R., Sbaizero O. An engineering insight into the relationship of selective cytoskeletal impairment and biomechanics of HeLa cells // Micron. - 2017. - V. 102. - P. 88-96.

53. Borisy G. G., Taylor E. W. The mechanism of action of colchicine. Colchicine binding to sea urchin eggs and the mitotic apparatus. // The Journal of cell biology. -1967. - V. 34. - № 2. - P. 535-548.

54. Borne M. P. J. van den, Raijmakers N. J. H., Vanlauwe J., Victor J., Jong S. N. de, Bellemans J., Saris D. B. F. International Cartilage Repair Society (ICRS) and Oswestry macroscopic cartilage evaluation scores validated for use in Autologous Chondrocyte Implantation (ACI) and microfracture // Osteoarthritis and Cartilage. - 2007. - V. 15. -№ 12. - P. 1397-1402.

55. Brabander M. J. De, Veire R. M. L. Van de, Aerts F. E. M., Borgers M., Janssan P. A. J. The Effects of Methyl [5-(2-Thienylcarbonyl)-1H-benzimidazol-2-yl]carbamate, (R 17934; NSC 238159), a New Synthetic Antitumoral Drug Interfering with Microtubules, on Mammalian Cells Cultured in Vitro // Cancer Research. - 1976. - V. 36. - № 3. -P. 905-916.

56. Brittberg M., Lindahl A., Nilsson A., Ohlsson C., Isaksson O., Peterson L. Treatment of Deep Cartilage Defects in the Knee with Autologous Chondrocyte Transplantation // New England Journal of Medicine. - 1994. - V. 331. - № 14. - P. 889895.

57. Brittberg M., Recker D., Ilgenfritz J., Saris D. B. F. Matrix-Applied Characterized Autologous Cultured Chondrocytes Versus Microfracture: Five-Year Follow-up of a Prospective Randomized Trial // American Journal of Sports Medicine. - 2018. - V. 46. - № 6. - P. 1343-1351.

58. Brittberg M., Winalski C. S. Evaluation of cartilage injuries and repair // Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. - 2003. - V. 85. - P. 58-69.

59. Brocklehurst R., Bayliss M. T., Maroudas A., Coysh H. L., Freeman M. A., Revell P. A., Ali S. Y. The composition of normal and osteoarthritic articular cartilage

from human knee joints. With special reference to unicompartmental replacement and osteotomy of the knee // Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. - 1984. - V. 66. -№ 1. - P. 95-106.

60. Brodland G. W. New information from cell aggregate compression tests and its implications for theories of cell sorting // Biorheology. - 2002. - V. 40. - №2 1-3. - P. 273277.

61. Brody L. T. Knee osteoarthritis: Clinical connections to articular cartilage structure and function // Physical Therapy in Sport. - 2015. - V. 16. - № 4. - P. 301-316.

62. Brown P. D., Benya P. D. Alterations in chondrocyte cytoskeletal architecture during phenotypic modulation by retinoic acid and dihydrocytochalasin B-induced reexpression // Journal of Cell Biology. - 1988. - V. 106. - № 1. - P. 171-179.

63. Bulanova E. A., Koudan E. V., Degosserie J., Heymans C., Pereira F. D. A. S., Parfenov V. A., Sun Y., Wang Q., Akhmedova S. A., Sviridova I. K., Sergeeva N. S., Frank G. A., Khesuani Y. D., Pierreux C. E., Mironov V. A. Bioprinting of a functional vascularized mouse thyroid gland construct // Biofabrication. - 2017. - V. 9. - № 3. -P. 034105.

64. Burkhart J. M., Gambaryan S., Watson S. P., Jurk K., Walter U., Sickmann A., Heemskerk J. W. M., Zahedi R. P. What can proteomics tell us about platelets? // Circulation Research. - 2014. - V. 114. - № 7. - P. 1204-1219.

65. Buschmann M. D., Hunziker E. B., Kim Y. J., Grodzinsky A. J. Altered aggrecan synthesis correlates with cell and nucleus structure in statically compressed cartilage // Journal of Cell Science. - 1996. - V. 109. - № 2. - P. 499-508.

66. Casco M., Olsen T., Herbst A., Evans G., Rothermel T., Pruett L., Simionescu D., Visconti R., Alexis F. Iron oxide nanoparticles stimulates extra-cellular matrix production in cellular spheroids // Bioengineering. - 2017. - V. 4. - № 1. - P. 4010004.

67. Chan B. P., Leong K. W. Scaffolding in tissue engineering: General approaches and tissue-specific considerations // European Spine Journal. - 2008. - V. 17. - P. 467479.

68. Chang T. T., Hughes-Fulford M. Monolayer and spheroid culture of human liver hepatocellular carcinoma cell line cells demonstrate distinct global gene expression

patterns and functional phenotypes // Tissue Engineering - Part A. - 2009. - V. 15. - № 3. - P. 559-567.

69. Chen D., Yang L., Chen X., Zhang X., Liu Y., Guo Z., Zhang L. W. Automated contour analysis of multi-cellular spheroids spreading through high content imaging // Physical Biology. - 2018. - V. 15. - № 2. - P. 026006.

70. Chen K., Wu M., Guo F., Li P., Chan C. Y., Mao Z., Li S., Ren L., Zhang R., Huang T. J. Rapid formation of size-controllable multicellular spheroids: Via 3D acoustic tweezers // Lab on a Chip. - 2016. - V. 16. - № 14. - P. 2636-2643.

71. Christensen B. B. Autologous tissue transplantations for osteochondral repair // Danish Medical Journal. - 2016. - V. 63. - № 4. - P. B5236.

72. Cohen N. P., Foster R. J., Mow V. C. Composition and dynamics of articular cartilage: Structure, function, and maintaining healthy state // Journal of Orthopaedic and Sports Physical Therapy. - 1998. - V. 28. - № 4. - P. 203-215.

73. Cooper J. A. Effects of cytochalasin and phalloidin on actin. // The Journal of cell biology. - 1987. - V. 105. - № 4. - P. 1473-1478.

74. Costell M., Gustafsson E., Aszodi A., Morgelin M., Bloch W., Hunziker E., Addicks K., Timpl R., Fassler R. Perlecan maintains the integrity of cartilage and some basement membranes // Journal of Cell Biology. - 1999. - V. 147. - № 5. - P. 11091122.

75. Cui X., Dini S., Dai S., Bi J., Binder B. J., Green J. E. F., Zhang H. A mechanistic study on tumour spheroid formation in thermosensitive hydrogels: Experiments and mathematical modelling // RSC Advances. - 2016. - V. 6. - № 77. - P. 73282-73291.

76. Dang P. N., Dwivedi N., Phillips L. M., Yu X., Herberg S., Bowerman C., Solorio L. D., Murphy W. L., Alsberg E. Controlled Dual Growth Factor Delivery From Microparticles Incorporated Within Human Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cell Aggregates for Enhanced Bone Tissue Engineering via Endochondral Ossification // STEM CELLS Translational Medicine. - 2016. - V. 5. - № 2. - P. 206-217.

77. Daniel M. Boundary cartilage lubrication: Review of current concepts // Wiener Medizinische Wochenschrift. - 2014. - V. 164. - № 5-6. - P. 88-94.

78. Darling E. M., Athanasiou K. A. Rapid phenotypic changes in passaged articular

chondrocyte subpopulations // Journal of Orthopaedic Research. - 2005. - V. 23. - № 2.

- P. 425-432.

79. David R., Luu O., Damm E. W., Wen J. W. H., Nagel M., Winklbauer R. Tissue cohesion and the mechanics of cell rearrangement // Development (Cambridge). - 2014.

- V. 141. - № 19. - P. 3672-3682.

80. Dean C. S., Chahla J., Serra Cruz R., LaPrade R. F. Fresh Osteochondral Allograft Transplantation for Treatment of Articular Cartilage Defects of the Knee // Arthroscopy Techniques. - 2016. - V. 5. - № 1. - P. 157-161.

81. Derrett S., Stokes E. A., James M., Bartlett W., Bentley G. Cost and health status analysis after autologous chondrocyte implantation and mosaicplasty: A retrospective comparison // International Journal of Technology Assessment in Health Care. - 2005. -V. 21. - № 3. - P. 359-367.

82. Devitt B. M., Bell S. W., Webster K. E., Feller J. A., Whitehead T. S. Surgical treatments of cartilage defects of the knee: Systematic review of randomised controlled trials // Knee. - 2017. - V. 24. - № 3. - P. 508-517.

83. DiFederico E., Shelton J. C., Bader D. L. Complex mechanical conditioning of cell-seeded agarose constructs can influence chondrocyte biosynthetic activity // Biotechnology and Bioengineering. - 2017. - V. 114. - № 7. - P. 1614-1625.

84. Duan L., Ma B., Liang Y., Chen J., Zhu W., Li M., Wang D. Cytokine networking of chondrocyte dedifferentiation in vitro and its implications for cell-based cartilage therapy // American Journal of Translational Research. - 2015. - V. 7. - № 2. - P. 194208.

85. Estades-Rubio F. J., Reyes-Martín A., Morales-Marcos V., García-Piriz M., García-Vera J. J., Perán M., Marchal J. A., Montañez-Heredia E. Knee viscosupplementation: Cost-effectiveness analysis between stabilized hyaluronic acid in a single injection versus five injections of standard hyaluronic acid // International Journal of Molecular Sciences. - 2017. - V. 18. - № 3. - P. 658.

86. Eyre D. R., Weis M. A., Wu J. J. Articular cartilage collagen: An irreplaceable framework? // European Cells and Materials. - 2006. - V. 12. - P. 57-63.

87. Fennema E., Rivron N., Rouwkema J., Blitterswijk C. van, Boer J. De Spheroid

culture as a tool for creating 3D complex tissues // Trends in Biotechnology. - 2013. -V. 31. - № 2. - P. 108-115.

88. Fickert S., Gerwien P., Helmert B., Schattenberg T., Weckbach S., Kaszkin-Bettag M., Lehmann L. One-Year Clinical and Radiological Results of a Prospective, Investigator-Initiated Trial Examining a Novel, Purely Autologous 3-Dimensional Autologous Chondrocyte Transplantation Product in the Knee // Cartilage. - 2012. - V. 3. - № 1. - P. 27-42.

89. Flannery C. R., Hughes C. E., Schumacher B. L., Tudor D., Aydelotte M. B., Kuettner K. E., Caterson B. Articular cartilage superficial zone protein (SZP) is homologous to megakaryocyte stimulating factor precursor and is a multifunctional proteoglycan with potential growth-promoting, cytoprotective, and lubricating properties in cartilage metabolism // Biochemical and Biophysical Research Communications. -1999. - V. 254. - № 3. - P. 535-541.

90. Fleming P. A., Argraves W. S., Gentile C., Neagu A., Forgacs G., Drake C. J. Fusion of uniluminal vascular spheroids: A model for assembly of blood vessels // Developmental Dynamics. - 2010. - V. 239. - № 2. - P. 398-406.

91. Fletcher D. A., Mullins R. D. Cell mechanics and the cytoskeleton // Nature. -2010. - V. 463. - № 7280. - P. 485-492.

92. Flitney E. W., Kuczmarski E. R., Adam S. A., Goldman R. D. Insights into the mechanical properties of epithelial cells: the effects of shear stress on the assembly and remodeling of keratin intermediate filaments // The FASEB Journal. - 2009. - V. 23. -№ 7. - P. 2110-2119.

93. Forgacs G., Foty R. A., Shafrir Y., Steinberg M. S. Viscoelastic properties of living embryonic tissues: A quantitative study // Biophysical Journal. - 1998. - V. 74. - № 5. -P. 2227-2234.

94. Foty R. A., Steinberg M. S. The differential adhesion hypothesis: A direct evaluation // Developmental Biology. - 2005. - V. 278. - № 1. - P. 255-263.

95. Foty R. A simple hanging drop cell culture protocol for generation of 3D spheroids // Journal of Visualized Experiments. - 2011. - № 51. - P. 2720.

96. Frank E. H., Grodzinsky A. J. Cartilage electromechanics-I. Electrokinetic

transduction and the effects of electrolyte pH and ionic strength // Journal of Biomechanics. - 1987. - V. 20. - № 6.

97. Fraser J. R. E., Laurent T. C., Laurent U. B. G. Hyaluronan: Its nature, distribution, functions and turnover // Journal of Internal Medicine. - 1997. - V. 242. - № 1. - P. 2733.

98. Frey O., Misun P. M., Fluri D. A., Hengstler J. G., Hierlemann A. Reconfigurable microfluidic hanging drop network for multi-tissue interaction and analysis // Nature Communications. - 2014. - V. 5. - P. 4250.

99. Glowacki J., Trepman E., Folkman J. Cell Shape and Phenotypic Expression in Chondrocytes // Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. -1983. - V. 172. - № 1. - P. 93-98.

100. Gobbi A., Karnatzikos G., Kumar A. Long-term results after microfracture treatment for full-thickness knee chondral lesions in athletes // Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. - 2014. - V. 22. - № 9. - P. 1986-1996.

101. Goyal D., Goyal A., Keyhani S., Lee E. H., Hui J. H. P. Evidence-based status of second- and third-generation autologous chondrocyte implantation over first generation: A systematic review of level i and II studies. V. 29 / D. Goyal, A. Goyal, S. Keyhani, E.H. Lee, J.H.P. Hui 2. - 2013.

102. Grad S., Eglin D., Alini M., Stoddart M. J. Physical stimulation of chondrogenic cells in vitro: A review // Clinical Orthopaedics and Related Research. - 2011. - V. 469. - № 10. - P. 2764-2772.

103. Graner F. Can surface adhesion drive Cell-rearrangement? Part I: Biological cell-sorting // Journal of Theoretical Biology. - 1993. - V. 164. - № 4. - P. 455-476.

104. Grin B., Mahammad S., Wedig T., Cleland M. M., Tsai L., Herrmann H., Goldman R. D. Withaferin A alters intermediate filament organization, cell shape and behavior // PLoS ONE. - 2012. - V. 7. - № 6. - P. e39065.

105. Gross A. E., Shasha N., Aubin P. Long-term followup of the use of fresh osteochondral allografts for posttraumatic knee defects // Clinical Orthopaedics and Related Research. - 2005. - № 435. - P. 79-87.

106. Guilak F. Compression-induced changes in the shape and volume of the

chondrocyte nucleus // Journal of Biomechanics. - 1995. - V. 28. - № 12. - P. 15291541.

107. Guilak F., Mow V. C. The mechanical environment of the chondrocyte: A biphasic finite element model of cell-matrix interactions in articular cartilage // Journal of Biomechanics. - 2000. - V. 33. - № 12. - P. 1663-1673.

108. Guilak F., Ratcliffe A., Mow V. C. Chondrocyte deformation and local tissue strain in articular cartilage: A confocal microscopy study // Journal of Orthopaedic Research. -1995. - V. 13. - № 3. - P. 410-421.

109. Gupta P. D., Rangaraj N. Hormones, cytoskeletal proteins and cell shape // Current Science. - 1996. - V. 71. - № 10. - P. 737-745.

110. Hangody L., Fules P. Autologous osteochondral mosaicplasty for the treatment of full-thickness defects of weight-bearing joints: Ten years of experimental and clinical experience // Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. - 2003. - V. 85. - № SUPPL. 1. - P. 25-32.

111. Hangody L., Kish G., Karpati Z., Udvarhelyi I., Szigeti I., Bely M. Mosaicplasty for the treatment of articular cartilage defects: Application in clinical practice // Orthopedics. - 1998. - V. 21. - № 7. - P. 751-756.

112. Helfand B. T., Mendez M. G., Murthy S. N. P., Shumaker D. K., Grin B., Mahammad S., Aebi U., Wedig T., Wu Y. I., Hahn K. M., Inagaki M., Herrmann H., Goldman R. D. Vimentin organization modulates the formation of lamellipodia // Molecular Biology of the Cell. - 2011. - V. 22. - № 8. - P. 1274-1289.

113. Hochberg M. C., Altman R. D., April K. T., Benkhalti M., Guyatt G., McGowan J., Towheed T., Welch V., Wells G., Tugwell P. American College of Rheumatology 2012 recommendations for the use of nonpharmacologic and pharmacologic therapies in osteoarthritis of the hand, hip, and knee // Arthritis Care and Research. - 2012. - V. 64. - № 4. - P. 465-474.

114. Howes A. L., Richardson R. D., Finlay D., Vuori K. 3-Dimensional culture systems for anti-cancer compound profiling and high-Throughput screening reveal increases in EGFR inhibitor-mediated Cytotoxicity compared to monolayer culture systems // PLoS ONE. - 2014. - V. 9. - № 9. - P. e108283.

115. Huang G., Hua S., Yang T., Ma J., Yu W., Chen X. Platelet-rich plasma shows beneficial effects for patients with knee osteoarthritis by suppressing inflammatory factors // Experimental and Therapeutic Medicine. - 2018. - V. 15. - № 3. - P. 30963102.

116. Huey D. J., Hu J. C., Athanasiou K. A. Unlike bone, cartilage regeneration remains elusive // Science. - 2012. - V. 338. - № 6109. - P. 917-921.

117. Ingber D. E., Dike L., Hansen L., Karp S., Liley H., Maniotis A., McNamee H., Mooney D., Plopper G., Sims J., Wang N. Cellular Tensegrity: Exploring How Mechanical Changes in the Cytoskeleton Regulate Cell Growth, Migration, and Tissue Pattern during Morphogenesis // International Review of Cytology. - 1994. - V. 150. -P. 173-224.

118. Ingber D. E. Tensegrity I. Cell structure and hierarchical systems biology // Journal of Cell Science. - 2003. - V. 116. - № 7. - P. 1157-1173.

119. Ishiwata T., Hasegawa F., Michishita M., Sasaki N., Ishikawa N., Takubo K., Matsuda Y., Arai T., Aida J. Electron microscopic analysis of different cell types in human pancreatic cancer spheres // Oncology Letters. - 2018. - V. 15. - № 2. - P. 24852490.

120. Ivaska J., Pallari H. M., Nevo J., Eriksson J. E. Novel functions of vimentin in cell adhesion, migration, and signaling // Experimental Cell Research. - 2007. - V. 313. -№ 10. - P. 2050-2062.

121. Jain R. K., Au P., Tam J., Duda D. G., Fukumura D. Engineering vascularized tissue // Nature Biotechnology. - 2005. - V. 23. - № 7. - P. 821-823.

122. Jakab K., Damon B., Marga F., Doaga O., Mironov V., Kosztin I., Markwald R., Forgacs G. Relating cell and tissue mechanics: Implications and applications // Developmental Dynamics. - 2008. - V. 237. - № 9. - P. 2438-2449.

123. Jakab K., Neagu A., Mironov V., Markwald R. R., Forgacs G. Engineering biological structures of prescribed shaped using self-assembling multicellular systems // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. -2004. - V. 101. - № 9. - P. 2864-2869.

124. Janmey P. A., Euteneuer U., Traub P., Schliwa M. Viscoelastic properties of

vimentin compared with other filamentous biopolymer networks // Journal of Cell Biology. - 1991. - V. 113. - № 1. - P. 155-160.

125. Jansen H. W., Bornstein P. Effects of antimicrotubular agents on glycosaminoglycan synthesis and secretion by embryonic chick cartilage and chondrocytes // BBA - General Subjects. - 1974. - V. 362. - № 1. - P. 150-159.

126. Jevsevar D., Donnelly P., Brown G. A., Cummins D. S. Viscosupplementation for Osteoarthritis of the Knee: A systematic review of the evidence // Journal of Bone and Joint Surgery - American Volume. - 2014. - V. 97. - № 24. - P. 2047-2060.

127. Johnstone B., Alini M., Cucchiarini M., Dodge G. R., Eglin D., Guilak F., Madry H., Mata A., Mauck R. L., Semino C. E., Stoddar M. J. Tissue engineering for articular cartilage repair - The state of the art // European Cells and Materials. - 2012. -V. 25. - P. 248-267.

128. Juni P., Hari R., Rutjes A. W. S., Fischer R., Silletta M. G., Reichenbach S., Costa B. R. da Intra-articular corticosteroid for knee osteoarthritis // Cochrane Database of Systematic Reviews. - 2015. - V. 2015. - № 10. - P. CD005328.

129. Karl I., Bereiter-Hahn J. Cell Contraction Caused by Microtubule Disruption Is Accompanied by Shape Changes and an Increased Elasticity Measured by Scanning Acoustic Microscopy // Cell Biochemistry and Biophysics. - 1998. - V. 29. - № 3. -P. 225-241.

130. Kelm J. M., Djonov V., Ittner L. M., Fluri D., Born W., Hoerstrup S. P., Fussenegger M. Design of custom-shaped vascularized tissues using microtissue spheroids as minimal building units // Tissue Engineering. - 2006. - V. 12. - № 8. -P. 2151-2160.

131. Kelm J. M., Timmins N. E., Brown C. J., Fussenegger M., Nielsen L. K. Method for generation of homogeneous multicellular tumor spheroids applicable to a wide variety of cell types // Biotechnology and Bioengineering. - 2003. - V. 83. - № 2. - P. 173-180.

132. Khoshgoftar M., Wilson W., Ito K., Donkelaar C. C. Van Influence of tissue- and cell-scale extracellular matrix distribution on the mechanical properties of tissue-engineered cartilage // Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. - 2013. - V. 12. - № 5. - P. 901-913.

133. Kiefer B., Sakai H., Solari A. J., Mazia D. The molecular unit of the microtubules of the mitotic apparatus // Journal of Molecular Biology. - 1966. - V. 20. - № 1. - P. 7579.

134. Kinney M. A., Hookway T. A., Wang Y., McDevitt T. C. Engineering three-dimensional stem cell morphogenesis for the development of tissue models and scalable regenerative therapeutics // Annals of Biomedical Engineering. - 2014. - V. 42. - №2 2. -P. 352-367.

135. Knight M. M., Ross J. M., Sherwin A. F., Lee D. A., Bader D. L., Poole C. A. Chondrocyte deformation within mechanically and enzymatically extracted chondrons compressed in agarose // Biochimica et Biophysica Acta - General Subjects. - 2001. -V. 1526. - № 2. - P. 141-146.

136. Kosheleva N. V., Efremov Y. M., Shavkuta B. S., Zurina I. M., Zhang D., Zhang Y., Minaev N. V., Gorkun A. A., Wei S., Shpichka A. A., Saburina I. N., Timashev P. S. Cell spheroid fusion: beyond liquid drops model // Scientific Reports. -2020. - V. 10. - № 1. - P. 12614.

137. Koudan E. V., Bulanova E. A., Pereira F. D. A. S., Parfenov V. A., Kasyanov V. A., Hesuani Y. D., Mironov V. A. Patterning of tissue spheroids biofabricated from human fibroblasts on the surface of electrospun polyurethane matrix using 3D bioprinter // International Journal of Bioprinting. - 2016. - V. 2. - № 1. - P. 45-52.

138. Koudan E. V., Korneva J. V., Karalkin P. A., Gladkaya I. S., Gryadunova A. A., Mironov V. A., Khesuani Y. D., Bulanova E. A. The Scalable Standardized Biofabrication of Tissue Spheroids from Different Cell Types Using Nonadhesive Technology // 3D Printing and Additive Manufacturing. - 2017. - V. 4. - № 1. - P. 5360.

139. Kreuz P. C., Steinwachs M., Erggelet C., Krause S. J., Ossendorf C., Maier D., Ghanem N., Uhl M., Haag M. Classification of graft hypertrophy after autologous chondrocyte implantation of full-thickness chondral defects in the knee // Osteoarthritis and Cartilage. - 2007. - V. 15. - № 12. - P. 1339-1347.

140. Lacy B. E., Underhill C. B. The hyaluronate receptor is associated with actin filaments // Journal of Cell Biology. - 1987. - V. 105. - № 3. - P. 1395-1404.

141. Lamplot J. D., Schafer K. A., Matava M. J. Treatment of Failed Articular Cartilage Reconstructive Procedures of the Knee: A Systematic Review // Orthopaedic Journal of Sports Medicine. - 2018. - V. 6. - № 3. - P. 2325967118761871.

142. Langer R., Vacanti J. P. Tissue engineering // Science. - 1993. - V. 260. - № 5110.

- P. 920-926.

143. Laupattarakasem W., Laopaiboon M., Laupattarakasem P., Sumananont C. Arthroscopic debridement for knee osteoarthritis // Cochrane Database of Systematic Reviews. - 2008. - № 1. - P. CD005118.

144. Leduc C., Etienne-Manneville S. Intermediate filaments in cell migration and invasion: The unusual suspects // Current Opinion in Cell Biology. - 2015. - V. 32. -P. 102-112.

145. Lee D. A., Knight M. M., F. Bolton J., Idowu B. D., Kayser M. V., Bader D. L. Chondrocyte deformation within compressed agarose constructs at the cellular and subcellular levels // Journal of Biomechanics. - 2000. - V. 33. - № 1. - P. 81-95.

146. Lee H. J., Lee S. J., Uthaman S., Thomas R. G., Hyun H., Jeong Y. Y., Cho C. S., Park I. K. Biomedical applications of magnetically functionalized organic/inorganic hybrid nanofibers // International Journal of Molecular Sciences. - 2015. - V. 16. - № 6.

- P. 13661-13677.

147. Lehmann M., Martin F., Mannigel K., Kaltschmidt K., Sack U., Anderer U. Three-dimensional scaffold-free fusion culture: The way to enhance chondrogenesis of in vitro propagated human articular chondrocytes // European Journal of Histochemistry. - 2013.

- V. 57. - № 4. - P. 206-216.

148. Leipzig N. D., Athanasiou K. A. Static compression of single chondrocytes catabolically modifies single-cell gene Expression // Biophysical Journal. - 2008. -V. 94. - № 6. - P. 2412-2422.

149. Lin H., Li Q., Lei Y. Three-dimensional tissues using human pluripotent stem cell spheroids as biofabrication building blocks // Biofabrication. - 2017. - V. 9. - № 2. -P. 025007.

150. Lin R. Z., Chang H. Y. Recent advances in three-dimensional multicellular spheroid culture for biomedical research // Biotechnology Journal. - 2008. - V. 3. - № 9-

10. - P. 1172-1184.

151. Liu B. P., Chrzanowska-Wodnicka M., Burridge K. Microtubule depolymerization induces stress fibers, focal adhesions, and DNA synthesis via the GTP-binding protein Rho // Cell Adhesion and Communication. - 1998. - V. 5. - № 4. - P. 249-255.

152. Lohmander S., Moskalewski S., Madsen K., Thyberg J., Friberg U. Influence of colchicine on the synthesis and secretion of proteoglycans and collagen by fetal guinea pig chondrocytes // Experimental Cell Research. - 1976. - V. 99. - № 2. - P. 333-345.

153. Mabvuure N., Hindocha S., S. Khan W. The Role of Bioreactors in Cartilage Tissue Engineering // Current Stem Cell Research & Therapy. - 2012. - V. 7. - № 4. -P. 287-292.

154. Makris E. A., Gomoll A. H., Malizos K. N., Hu J. C., Athanasiou K. A. Repair and tissue engineering techniques for articular cartilage // Nature Reviews Rheumatology. -2015. - V. 11. - № 1. - P. 21-34.

155. Malda J., Grauw J. C. de, Benders K. E. M., Kik M. J. L., Lest C. H. A. van de, Creemers L. B., Dhert W. J. A., Weeren P. R. van Of Mice, Men and Elephants: The Relation between Articular Cartilage Thickness and Body Mass // PLoS ONE. - 2013. -V. 8. - № 2. - P. e57683.

156. Maldonado M., Nam J. The role of changes in extracellular matrix of cartilage in the presence of inflammation on the pathology of osteoarthritis // BioMed Research International. - 2013. - V. 2013. - P. 284873.

157. Mao Y., Hoffman T., Wu A., Kohn J. An Innovative Laboratory Procedure to Expand Chondrocytes with Reduced Dedifferentiation // Cartilage. - 2018. - V. 9. - № 2. - P. 202-211.

158. Marcacci M., Filardo G., Kon E. Treatment of cartilage lesions: What works and why? // Injury. - 2013. - V. 44. - № S1. - P. 11-15.

159. Marlovits S., Aldrian S., Wondrasch B., Zak L., Albrecht C., Welsch G., Trattnig S. Clinical and radiological outcomes 5 years after matrix-induced autologous chondrocyte implantation in patients with symptomatic, traumatic chondral defects // American Journal of Sports Medicine. - 2012. - V. 40. - № 10. - P. 2273-2280.

160. Marshall K. W. Intra-articular hyaluronan therapy // Foot and Ankle Clinics. -

2003. - V. 8. - № 2. - P. 221-232.

161. Marturano J. E., Arena J. D., Schiller Z. A., Georgakoudi I., Kuo C. K. Characterization of mechanical and biochemical properties of developing embryonic tendon // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2013. - V. 110. - № 16. - P. 6370-6375.

162. Massai D., Isu G., Madeddu D., Cerino G., Falco A., Frati C., Gallo D., Deriu M. A., Labate G. F. D. U., Quaini F., Audenino A., Morbiducci U. A versatile bioreactor for dynamic suspension cell culture. Application to the culture of cancer cell spheroids // PLoS ONE. - 2016. - V. 11. - № 5. - P. e0154610.

163. McAlindon T. E., Bannuru R. R., Sullivan M. C., Arden N. K., Berenbaum F., Bierma-Zeinstra S. M., Hawker G. A., Henrotin Y., Hunter D. J., Kawaguchi H., Kwoh K., Lohmander S., Rannou F., Roos E. M., Underwood M. OARSI guidelines for the non-surgical management of knee osteoarthritis // Osteoarthritis and Cartilage. -2014. - V. 22. - № 3. - P. 363-388.

164. McAlindon T. E., LaValley M. P., Harvey W. F., Price L. L., Driban J. B., Zhang M., Ward R. J. Effect of intra-articular triamcinolone vs saline on knee cartilage volume and pain in patients with knee osteoarthritis a randomized clinical trial // JAMA

- Journal of the American Medical Association. - 2017. - V. 317. - № 19. - P. 19671975.

165. McCarthy H. S., Roberts S. A histological comparison of the repair tissue formed when using either Chondrogide® or periosteum during autologous chondrocyte implantation // Osteoarthritis and Cartilage. - 2013. - V. 21. - № 12. - P. 2048-2057.

166. Medvedeva E. V., Grebenik E. A., Gornostaeva S. N., Telpuhov V. I., Lychagin A. V., Timashev P. S., Chagin A. S. Repair of damaged articular cartilage: Current approaches and future directions // International Journal of Molecular Sciences. - 2018.

- V. 19. - № 8. - P. 2366.

167. Mendez M. G., Kojima S., Goldman R. D. Vimentin induces changes in cell shape, motility, and adhesion during the epithelial to mesenchymal transition // The FASEB Journal. - 2010. - V. 24. - № 6. - P. 1838-1851.

168. Meyer U., Wiesmann H. P., Libera J., Depprich R., Naujoks C., Handschel J.

Cartilage defect regeneration by ex vivo engineered autologous microtissue - Preliminary results // In Vivo. - 2012. - V. 26. - № 2. - P. 251-257.

169. Middleton C. A., Brown A. F., Brown R. M., Roberts D. J. H. The shape of cultured epithelial cells does not depend on the integrity of their microtubules // Journal of Cell Science. - 1988. - V. 91. - № 3. - P. 337-345.

170. Mills J. W., Scwiebert E. M., Stanton B. A. Evidence for the role of actin filaments in regulating cell swelling // Journal of Experimental Zoology. - 1994. - V. 268. - № 2.

- P. 111-120.

171. Mironov V., Visconti R. P., Kasyanov V., Forgacs G., Drake C. J., Markwald R. R. Organ printing: Tissue spheroids as building blocks // Biomaterials. - 2009. - V. 30.

- № 12. - P. 2164-2174.

172. Mistry H., Connock M., Pink J., Shyangdan D., Clar C., Royle P., Court R., Biant L. C., Metcalfe A., Waugh N. Autologous chondrocyte implantation in the knee: Systematic review and economic evaluation. V. 21 / H. Mistry, M. Connock, J. Pink, D. Shyangdan, C. Clar, P. Royle, R. Court, L.C. Biant, A. Metcalfe, N. Waugh 2. - 2017.

173. Mithoefer K., Mcadams T., Williams R. J., Kreuz P. C., Mandelbaum B. R. Clinical efficacy of the microfracture technique for articular cartilage repair in the knee: An evidence-based systematic analysis // American Journal of Sports Medicine. - 2009.

- V. 37. - № 10. - P. 2053-2063.

174. Montañez-Heredia E., Irízar S., Huertas P. J., Otero E., Valle M. Del, Prat I., Díaz-Gallardo M. S., Perán M., Marchal J. A., Hernandez-Lamas M. D. C. Intra-articular injections of platelet-rich plasma versus hyaluronic acid in the treatment of osteoarthritic knee pain: A randomized clinical trial in the context of the Spanish national health care system // International Journal of Molecular Sciences. - 2016. - V. 17. - № 7. - P. 1064.

175. Mooney D. J., Langer R., Ingber D. E. Cytoskeletal filament assembly and the control of cell spreading and function by extracellular matrix // Journal of Cell Science.

- 1995. - V. 108. - № 6. - P. 2311-2320.

176. Morris R. A., Damon B., Mironov V., Kasyanov V., Ramamurthi A., Moreno-Rodriguez R., Trusk T., Potts J. D., Goodwin R. L., Davis J., Hoffman S., Wen X., Sugi Y., Kern C. B., Mjaatvedt C. H., Turner D. K., Oka T., Conway S. J., Molkentin J.

D., Forgacs G., Markwald R. R. Periostin regulates collagen fibrillogenesis and the biomechanical properties of connective tissues // Journal of Cellular Biochemistry. -2007. - V. 101. - № 3. - P. 695-711.

177. Mow V. C., Guo X. E. Mechano-electrochemical properties of articular cartilage: Their inhomogeneities and anisotropies // Annual Review of Biomedical Engineering. -2002. - V. 4. - P. 175-209.

178. Musumeci G., Loreto C., Imbesi R., Trovato F. M., Giunta A. Di, Lombardo C., Castorina S., Castrogiovanni P. Advantages of exercise in rehabilitation, treatment and prevention of altered morphological features in knee osteoarthritis. A narrative review // Histology and Histopathology. - 2014. - V. 29. - № 6. - P. 707-719.

179. Nakagawa Y., Mukai S., Yabumoto H., Tarumi E., Nakamura T. Serial Changes of the Cartilage in Recipient Sites and Their Mirror Sites on Second-Look Imaging after Mosaicplasty // American Journal of Sports Medicine. - 2016. - V. 44. - № 5. - P. 12431248.

180. Nakagawa Y., Muneta T., Otabe K., Ozeki N., Mizuno M., Udo M., Saito R., Yanagisawa K., Ichinose S., Koga H., Tsuji K., Sekiya I. Cartilage derived from bone marrow mesenchymal stem cells expresses lubricin in vitro and in vivo // PLoS ONE. -2016. - V. 11. - № 2. - P. e0148777.

181. Narayanan L. K., Thompson T. L., Shirwaiker R. A., Starly B. Label free process monitoring of 3D bioprinted engineered constructs via dielectric impedance spectroscopy // Biofabrication. - 2018. - V. 10. - № 3. - P. 035012.

182. Newman P., Watt F. M. Influence of cytochalasin d-induced changes in cell shape on proteoglycan synthesis by cultured articular chondrocytes // Experimental Cell Research. - 1988. - V. 178. - № 2. - P. 199-210.

183. Ng H. Y., Alvin Lee K. X., Shen Y. F. Articular Cartilage: Structure, Composition, Injuries and Repair // JSM Bone and Joint Dis. - 2017. - V. 1. - № 2. - P. 1010.

184. Niemeyer P., Laute V., Zinser W., Becher C., Kolombe T., Fay J., Pietsch S., Kuzma T., Widuchowski W., Fickert S. A Prospective, Randomized, Open-Label, Multicenter, Phase III Noninferiority Trial to Compare the Clinical Efficacy of Matrix-Associated Autologous Chondrocyte Implantation With Spheroid Technology Versus

Arthroscopic Microfracture for Cartilage Defects o // Orthopaedic Journal of Sports Medicine. - 2019. - V. 7. - № 7. - P. 2325967119854442.

185. Nofal G. A., Knudson C. B. Latrunculin and cytochalasin decrease chondrocyte matrix retention // Journal of Histochemistry and Cytochemistry. - 2002. - V. 50. - №2 10.

- P. 1313-1323.

186. Ofek G., Wiltz D. C., Athanasiou K. A. Contribution of the cytoskeleton to the compressive properties and recovery behavior of single cells // Biophysical Journal. -2009. - V. 97. - № 7. - P. 1873-1882.

187. Omelyanenko N. P., Karalkin P. A., Bulanova E. A., Koudan E. V., Parfenov V. A., Rodionov S. A., Knyazeva A. D., Kasyanov V. A., Babichenko I. I., Chkadua T. Z., Khesuani Y. D., Gryadunova A. A., Mironov V. A. Extracellular Matrix Determines Biomechanical Properties of Chondrospheres during Their Maturation In Vitro // Cartilage. - 2020. - V. 11. - № 4. - P. 521-531.

188. Parekh H., Simpkins H. The transport and binding of taxol // General Pharmacology. - 1997. - V. 29. - № 2. - P. 167-172.

189. Pérez-Pomares J. M., Foty R. A. Tissue fusion and cell sorting in embryonic development and disease: Biomedical implications // BioEssays. - 2006. - V. 28. - № 8.

- P. 809-821.

190. Peterson L., Minas T., Brittberg M., Nilsson A., Sjogren-Jansson E., Lindahl A. Two-to 9-year outcome after autologous chondrocyte transplantation of the knee // Clinical Orthopaedics and Related Research. - 2000. - № 374. - P. 212-234.

191. Phull A. R., Eo S. H., Abbas Q., Ahmed M., Kim S. J. Applications of Chondrocyte-Based Cartilage Engineering: An Overview // BioMed Research International. - 2016. - V. 2016. - P. 1879837.

192. Ponomarev I. V., Kochneva L. M., Barnewitz D. Effect of 3D chondrocyte culturing conditions on the formation of extracellular matrix in cartilage tissue-engineering constructs // Bulletin of Experimental Biology and Medicine. - 2014. -V. 156. - № 4. - P. 548-555.

193. Qi D., Gill N. K., Santiskulvong C., Sifuentes J., Dorigo O., Rao J., Taylor-Harding B., Wiedemeyer W. R., Rowat A. C. Screening cell mechanotype by parallel

microfiltration // Scientific Reports. - 2015. - V. 5. - P. 17595.

194. Qureshi A. H., Chaoji V., Maiguel D., Faridi M. H., Barth C. J., Salem S. M., Singhal M., Stoub D., Krastins B., Ogihara M., Zaki M. J., Gupta V. Proteomic and phospho-proteomic profile of human platelets in basal, resting state: Insights into integrin signaling // PLoS ONE. - 2009. - V. 4. - № 10. - P. e7627.

195. Raghavan S., Mehta P., Horst E. N., Ward M. R., Rowley K. R., Mehta G. Comparative analysis of tumor spheroid generation techniques for differential in vitro drug toxicity // Oncotarget. - 2016. - V. 7. - № 13. - P. 16948-16961.

196. Rago A. P., Dean D. M., Morgan J. R. Controlling cell position in complex heterotypic 3D microtissues by tissue fusion // Biotechnology and Bioengineering. -2009. - V. 102. - № 4. - P. 1231-1241.

197. Raich W. B., Agbunag C., Hardin J. Rapid epithelial-sheet sealing in the Caenorhabditis elegans embryo requires cadherin-dependent filopodial priming // Current Biology. - 1999. - V. 9. - № 20. - P. 1139-1146.

198. Rane T. D., Armani A. M. Two-photon microscopy analysis of gold nanoparticle uptake in 3D cell spheroids // PLoS ONE. - 2016. - V. 11. - № 12. - P. e0167548.

199. Restle L., Costa-Silva D., Lourenfo E. S., Bachinski R. F., Batista A. C., Linhares A. B. R., Alves G. G. A 3D Osteoblast in Vitro Model for the Evaluation of Biomedical Materials // Advances in Materials Science and Engineering. - 2015. -V. 2015. - P. 268930.

200. Rotsch C., Radmacher M. Drug-induced changes of cytoskeletal structure and mechanics in fibroblasts: An atomic force microscopy study // Biophysical Journal. -2000. - V. 78. - № 1. - P. 520-535.

201. Roughley P. J. Articular cartilage and changes in arthritis noncollagenous proteins and proteoglycans in the extracellular matrix of cartilage // Arthritis Research. - 2001. -V. 3. - № 6. - P. 342-347.

202. Rouwkema J., Rivron N. C., Blitterswijk C. A. van Vascularization in tissue engineering // Trends in Biotechnology. - 2008. - V. 26. - № 8. - P. 434-441.

203. Rutjes A. W. S., Jüni P., Costa B. R. da, Trelle S., Nüesch E., Reichenbach S. Viscosupplementation for osteoarthritis of the knee: A systematic review and meta-

analysis // Annals of Internal Medicine. - 2012. - V. 157. - № 3. - P. 180-191.

204. Ryan P. L., Foty R. A., Kohn J., Steinberg M. S. Tissue spreading on implantable substrates is a competitive outcome of cell-cell vs. cell-substratum adhesivity // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. -2001. - V. 98. - № 8. - P. 4323-4327.

205. Sakata R., Reddi A. H. Platelet-Rich Plasma Modulates Actions on Articular Cartilage Lubrication and Regeneration // Tissue Engineering - Part B: Reviews. - 2016.

- V. 22. - № 5. - P. 408-419.

206. Santos J. M., Camoes S. P., Filipe E., Cipriano M., Barcia R. N., Filipe M., Teixeira M., Simoes S., Gaspar M., Mosqueira D., Nascimento D. S., Pinto-Do-O P., Cruz P., Cruz H., Castro M., Miranda J. P. Three-dimensional spheroid cell culture of umbilical cord tissue-derived mesenchymal stromal cells leads to enhanced paracrine induction of wound healing // Stem Cell Research and Therapy. - 2015. - V. 6. - № 1. -P. 90.

207. Satelli A., Li S. Vimentin in cancer and its potential as a molecular target for cancer therapy // Cellular and Molecular Life Sciences. - 2011. - V. 68. - № 18. - P. 3033-3046.

208. Schiele N. R., Flotow F. Von, Tochka Z. L., Hockaday L. A., Marturano J. E., Thibodeau J. J., Kuo C. K. Actin cytoskeleton contributes to the elastic modulus of embryonic tendon during early development // Journal of Orthopaedic Research. - 2015.

- V. 33. - № 6. - P. 874-881.

209. Schubert T., Anders S., Neumann E., Scholmerich J., Hofstadter F., Grifka J., Muller-Ladner U., Libera J., Schedel J. Long-term effects of chondrospheres on cartilage lesions in an autologous chondrocyte implantation model as investigated in the SCID mouse model // International Journal of Molecular Medicine. - 2009. - V. 23. - № 4. -P. 455-460.

210. Shahid M., Kundra R. Platelet-rich plasma (PRP) for knee disorders // EFORT Open Reviews. - 2017. - V. 2. - № 2. - P. 28-34.

211. Shahin K., Doran P. M. Shear and compression bioreactor for cartilage synthesis // Methods in Molecular Biology. - 2015. - V. 1340. - P. 221-233.

212. Shepherd D. E. T., Seedhom B. B. The "instantaneous" compressive modulus of

human articular cartilage in joints of the lower limb // Rheumatology. - 1999. - V. 38. -№ 2. - P. 124-132.

213. Shi Y., Ma J., Zhang X., Li H., Jiang L., Qin J. Hypoxia combined with spheroid culture improves cartilage specific function in chondrocytes // Integrative Biology (United Kingdom). - 2015. - V. 7. - № 3. - P. 289-297.

214. Shimoto T., Zhang X. Y., Akieda S., Ishikawa A., Higaki H., Nakayama K. Analysis of cell spheroid morphological characteristics using the spheroid morphology evaluation system // Journal of Robotics and Mechatronics. - 2018. - V. 30. - № 5. -P. 819-826.

215. Siebold R., Suezer F., Schmitt B., Trattnig S., Essig M. Good clinical and MRI outcome after arthroscopic autologous chondrocyte implantation for cartilage repair in the knee // Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. - 2018. - V. 26. - № 3. -P. 831-839.

216. Silva K. R., Rezende R. A., Pereira F. D. A. S., Gruber P., Stuart M. P., Ovsianikov A., Brakke K., Kasyanov V., Silva J. V. L. Da, Granjeiro J. M., Baptista L. S., Mironov V. Delivery of human adipose stem cells spheroids into lockyballs // PLoS ONE. - 2016. - V. 11. - № 11. - P. e0166073.

217. Sophia Fox A. J., Bedi A., Rodeo S. A. The basic science of articular cartilage: Structure, composition, and function // Sports Health. - 2009. - V. 1. - № 6. - P. 461468.

218. Steadman J. R., Rodkey W. G., Rodrigo J. J. Microfracture: Surgical technique and rehabilitation to treat chondral defects // Clinical Orthopaedics and Related Research. -2001. - № 391S. - P. 362-369.

219. Stehbens S. J., Paterson A. D., Crampton M. S., Shewan A. M., Ferguson C., Akhmanova A., Parton R. G., Yap A. S. Dynamic microtubules regulate the local concentration of E-cadherin at cell-cell contacts // Journal of Cell Science. - 2006. -V. 119. - № 9. - P. 1801-1811.

220. Stehbens S., Wittmann T. Targeting and transport: How microtubules control focal adhesion dynamics // Journal of Cell Biology. - 2012. - V. 198. - № 4. - P. 481-489.

221. Steinberg M. S. Reconstruction of tissues by dissociated cells // Science Science. -

1963. - V. 141. - № 3579. - P. 401-408.

222. Steinberg M. S., Takeichi M. Experimental specification of cell sorting, tissue spreading, and specific spatial patterning by quantitative differences in cadherin expression // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 1994. - V. 91. - № 1. - P. 206-209.

223. Steinwachs M. R., Guggi T., Kreuz P. C. Marrow stimulation techniques // Injury.

- 2008. - V. 39. - № 1S. - P. 26-31.

224. Stirbat T. V., Mgharbel A., Bodennec S., Ferri K., Mertani H. C., Rieu J. P., Delanoe-Ayari H. Fine Tuning of Tissues' Viscosity and Surface Tension through Contractility Suggests a New Role for a-Catenin // PLoS ONE. - 2013. - V. 8. - № 2. -P. e52554.

225. Stuart M. P., Matsui R. A. M., Santos M. F. S., Cortes I., Azevedo M. S., Silva K. R., Beatrici A., Leite P. E. C., Falagan-Lotsch P., Granjeiro J. M., Mironov V., Baptista L. S. Successful low-cost scaffold-free cartilage tissue engineering using human cartilage progenitor cell spheroids formed by micromolded nonadhesive hydrogel // Stem Cells International. - 2017. - V. 2017. - P. 7053465.

226. Susienka M. J., Wilks B. T., Morgan J. R. Quantifying the kinetics and morphological changes of the fusion of spheroid building blocks // Biofabrication. - 2016.

- V. 8. - № 4. - P. 045003.

227. Takito J., Nakamura M. Precursors linked via the zipper-like structure or the filopodium during the secondary fusion of osteoclasts // Communicative and Integrative Biology. - 2012. - V. 5. - № 5. - P. 453-457.

228. Tang D. D., Gerlach B. D. The roles and regulation of the actin cytoskeleton, intermediate filaments and microtubules in smooth muscle cell migration // Respiratory Research. - 2017. - V. 18. - № 1. - P. 54.

229. Torrie A. M., Kesler W. W., Elkin J., Gallo R. A. Osteochondral allograft // Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. - 2015. - V. 8. - № 4. - P. 413-422.

230. Tsai A. C., Liu Y., Yuan X., Ma T. Compaction, fusion, and functional activation of three-dimensional human mesenchymal stem cell aggregate // Tissue Engineering -Part A. - 2015. - V. 21. - № 9-10. - P. 1705-1719.

231. Tseng H., Gage J. A., Desai P. K., Haisler W. L., Shah J. V, Li W., Souza G. R. Luminescent Viability Assays in Magnetically Bioprinted 3D Cultures Limitations of Two-Dimensional Cell Culture Models // Promega PubHub. - 2015. - V. 9. - № 15. -P. 1-9.

232. Vasioukhin V., Fuchs E. Actin dynamics and cell-cell adhesion in epithelia // Current Opinion in Cell Biology. - 2001. - V. 13. - № 1. - P. 76-84.

233. Vasquez R. J., Howell B., Yvon A. M. C., Wadsworth P., Cassimeris L. Nanomolar concentrations of nocodazole alter microtubule dynamic instability in vivo and in vitro // Molecular Biology of the Cell. - 1997. - V. 8. - № 6. - P. 973-985.

234. Vrij E., Rouwkema J., Lapointe V., Blitterswijk C. Van, Truckenmuller R., Rivron N. Directed Assembly and Development of Material-Free Tissues with Complex Architectures // Advanced Materials. - 2016. - V. 28. - № 21. - P. 4032-4039.

235. Waksman J. C., Brody A., Phillips S. D. Nonselective nonsteroidal antiinflammatory drugs and cardiovascular risk: Are they safe? // Annals of Pharmacotherapy. - 2007. - V. 41. - № 7-8. - P. 1163-1173.

236. Wang J., Miao Y., Huang Y., Lin B., Liu X., Xiao S., Du L., Hu Z., Xing M. Bottom-up Nanoencapsulation from Single Cells to Tunable and Scalable Cellular Spheroids for Hair Follicle Regeneration // Advanced Healthcare Materials. - 2018. -V. 7. - № 3. - P. 1700447.

237. Wang S., Wang X., Boone J., Wie J., Yip K. P., Zhang J., Wang L., Liu R. Application of Hanging Drop Technique for Kidney Tissue Culture // Kidney and Blood Pressure Research. - 2017. - V. 42. - № 2. - P. 220-231.

238. Waterman-Storer C. M., Salmon W. C., Salmon E. D. Feedback interactions between cell-cell adherens junctions and cytoskeletal dynamics in newt lung epithelial cells // Molecular Biology of the Cell. - 2000. - V. 11. - № 7. - P. 2471-2483.

239. Wernecke C., Braun H. J., Dragoo J. L. The effect of intra-articular corticosteroids on articular cartilage: A systematic review // Orthopaedic Journal of Sports Medicine. -2015. - V. 3. - № 5. - P. 1-7.

240. Whatley B. R., Li X., Zhang N., Wen X. Magnetic-directed patterning of cell spheroids // Journal of Biomedical Materials Research - Part A. - 2014. - V. 102. - № 5.

- P. 1537-1547.

241. Widuchowski W., Lukasik P., Kwiatkowski G., Faltus R., Szyluk K., Widuchowski J., Koczy B. Isolated full thickness chondral injuries. Prevalance and outcome of treatment. A retrospective study of5233 knee arthroscopies // Acta Chirurgiae Orthopaedicae et Traumatologiae Cechoslovaca. - 2008. - V. 75. - № 5. - P. 382-386.

242. Wu J. Z., Herzog W., Epstein M. Modelling of location- and time-dependent deformation of chondrocytes during cartilage loading // Journal of Biomechanics. - 1999.

- V. 32. - № 6. - P. 563-572.

243. Wyss H. M. Cell Mechanics: Combining Speed with Precision // Biophysical Journal. - 2015. - V. 109. - № 10. - P. 1997-1998.

244. Yan Y., Bejoy J., Xia J., Griffin K., Guan J., Li Y. Cell population balance of cardiovascular spheroids derived from human induced pluripotent stem cells // Scientific Reports. - 2019. - V. 9. - № 1. - P. 1295.

245. Yasui Y., Ando W., Shimomura K., Koizumi K., Ryota C., Hamamoto S., Kobayashi M., Yoshikawa H., Nakamura N. Scaffold-free, stem cell-based cartilage repair // Journal of Clinical Orthopaedics and Trauma. - 2016. - V. 7. - № 3. - P. 157163.

246. Zeifang F., Oberle D., Nierhoff C., Richter W., Moradi B., Schmitt H. Autologous chondrocyte implantation using the original periosteum-cover technique versus matrix-associated autologous chondrocyte implantation: A randomized clinical trial // American Journal of Sports Medicine. - 2010. - V. 38. - № 5. - P. 924-933.

247. Zelenski N. A., Leddy H. A., Sanchez-Adams J., Zhang J., Bonaldo P., Liedtke W., Guilak F. Type VI collagen regulates pericellular matrix properties, chondrocyte swelling, and mechanotransduction in mouse articular cartilage // Arthritis and Rheumatology. - 2015. - V. 67. - № 5. - P. 1286-1294.

248. Zhang W., Moskowitz R. W., Nuki G., Abramson S., Altman R. D., Arden N., Bierma-Zeinstra S., Brandt K. D., Croft P., Doherty M., Dougados M., Hochberg M., Hunter D. J., Kwoh K., Lohmander L. S., Tugwell P. OARSI recommendations for the management of hip and knee osteoarthritis, Part II: OARSI evidence-based, expert consensus guidelines // Osteoarthritis and Cartilage. - 2008. - V. 16. - № 2. - P. 137-

249. Zheng M. H., Willers C., Kirilak L., Yates P., Xu J., Wood D., Shimmin A. Matrix-Induced Autologous Chondrocyte Implantation (MACI®): Biological and histological assessment // Tissue Engineering. - 2007. - V. 13. - № 4. - P. 737-746.

250. Zylinska B., Silmanowicz P., Sobczynska-Rak A., Jarosz L., Szponder T. Treatment of articular cartilage defects: Focus on tissue engineering // In Vivo. - 2018. -V. 32. - № 6. - P. 1289-1300.