Экспрессия тирозингидроксилазы в вазопрессинергических нейронах супраоптического ядра у крыс: Регуляция и функциональное значение тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Абрамова, Марина Александровна

• Абрамова, Марина Александровна
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Абрамова, Марина Александровна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 Супраоптическое ядро.

1.2. Функции ВП-нейронов.

1.2.1. Синтез, транспорт и выделение ВП.

1.2.1.1. Структура.

1.2.1.2. Биосинтез вазопрессина.

1.2.1.3. Выделение вазопрессина.

1.2.2. Синтез других пептидов.

1.2.3. Экспрессия тирозингидроксилазы.

1.2.3.1. Структура.

1.2.3.2. Регуляция экспрессии ТГ.

1.2.3.3. Эктопическая экспрессия ТГ.

1.3. Структурные компоненты задней доли гипофиза и их функциональное значение.

1.3.1. Аксоны.„.'.-.:.;.

1.3.2. Питуициты.

1.3.3. Капилляры.

1.4. Нейро-гуморальная регуляция вазопрессинергических нейронов.

1.4.1. Гуморальная регуляция.

1.4.2. Нервная регуляция.

1.4.2.2. Регуляция на уровне задней доли гипофиза.

1.5. Развитие крупноклеточной вазопрессинергической системы.

1.5.1. «Рождение» нейронов и формирование супраоптического ядра.

1.5.2. Морфология нейронов.

1.5.3. Экспрессия специфических синтезов.:.

1.5.4. Развитие эфферентных проекций.

1.5.5.Функции вазопрессина в период онтогенеза.

1.5.5.1. Нейромедиаторная.

1.5.5.2. Антидиуретическая функция.

1.5.6. Нейро-гуморальная регуляция развития ВП-ергической системы.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Животные.

2.2. Экспериментальные модели.

2.2.1. Хроническая осмотическая стимуляция.

2.2.2. Фармакологическое ингибирование (либо активация) al-адренорецепторов.

2.3. Обработка ткани.

2.3.1. Перфузия, фиксация.

2.3.2. Постфиксация и замораживание ткани.

2.3.3. Приготовление срезов.

2.4. Иммуноцитохимия.

2.4.1. Мономечение с использованием иммунопероксидазной реакции.

2.4.2. Двойное иммунофлуоресцентное мечение.

2.5. Гибридизация in situ.

2.5.2. Прегибридизация и гибридизация мРНК вазопрессина.

2.5.3. Гибридизация мРНК тирозингидроксилазы.

2.6. Микроскопия и анализ изображений.

2.6.1. Световая микроскопия.

2.6.1.1. Полуколичественный анализ.

2.6.1.2. Анализ зеркальных срезов гипофиза.

2.6.2. Люминесцентная микроскопия.

2.6.3. Конфокальная микроскопия.

2.7. Статистическая обработка результатов.

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. колокализации вазопрессина и тирозингидроксилазы в аксонах в задней доле гипофиза.

3.1.1. Мономечение, «зеркальные срезы».

3.1.2. Двойное мечение.

3.2. вазопрессинергические нейроны супраоптического ядра взрослых крыс в условиях длительной (до трех недель) осмотической стимуляции.

3.2.1. Тела нейронов в супраоптическом ядре.

3.2.2. Аксоны нейронов в задней доле гипофиза.

3.3. вазопрессинергические нейроны супраоптического ядра в онтогенезе.

3.3.1 Солевая нагрузка плодов на 21-й день эмбрионального развития и крысят на 3-й и 13-й постнатальные дни.

3.3.1.1 Контроль.

3.3.1.2. Осмотическая стимуляция.

3.3.2 Фармакологическое ингибирование а1-адренорецепторов на фоне осмотической стимуляции.

3.3.2.1. Контроль.

3.3.2.2. Ингибирование а 1-адренорецепторов.

ГЛАВА IV ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1. КОЛОКАЛИЗАЦИЯ ВАЗОПРЕССИНА И ТИРОЗИНГИДРОКСИЛАЗЫ В вазопрессинергических аксонах задней доли гипофиза.

4.2 Динамика экспрессии ВП и ТГ в крупноклеточных нейронах СОЯ в условиях длительной осмотической стимуляции.

4.2.1. Методические замечания.

4.2.2. Реакция ВП-ергических нейронов на длительную осмотическую стимуляцию.

4.2.3. Морфологические особенности ВП-ергических нейронов в условиях осмотической стимуляции.

4.3 Функциональное значение тирозингидроксилазы в вазопрессинергических нейронах.

4.4. РЕАКЦИЯ ВАЗОПРЕССИНЕРГИЧЕСКИХ НЕЙРОНОВ НА ОСМОТИЧЕСКУЮ СТИМУЛЯЦИЮ В ОНТОГЕНЕЗЕ.

4.4.1. Ответ вазопрессинергических нейронов супраоптического ядра на осмотическую стимуляцию.

4.4.2. Роль норадренергической иннервации в регуляции экспрессии вазопрессина и тирозингидроксилазы.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Экспрессия тирозингидроксилазы в вазопрессинергических нейронах супраоптического ядра у крыс: Регуляция и функциональное значение»

Пластичность нервной системы - способность реагировать на изменения функционального состояния организма - обеспечивается структурной и биохимической пластичностью составляющих ее клеточных элементов и их взаимодействий. Под влиянием факторов внешней среды и внутреннего микроокружения нейронов меняются: количество межнейрональных синаптических контактов, взаимоотношения с глиальными элементами, число рецепторов на поверхности мембран и интенсивность синтеза классических нейротрансмиттеров и регуляторных пептидов. В некоторых нейрональных системах происходит транзиторная экспрессия одиночных ферментов синтеза моноаминов. Так, первый скорость-лимитирующий фермент синтеза катехоламинов, тирозингидроксилаза (ТГ), ранее считавшийся маркером дофаминергических нейронов, был обнаружен в целом ряде некатехоламинергических нейронов при различных функциональных состояниях организма и в определенные периоды онтогенеза [Verney et al., 1988; Seil et al., 1992; Nagatsu et al., 1997].

Одной из важнейших систем мозга, участвующих в поддержании гомеостаза, является крупноклеточная вазопрессинергическая (ВП-ергическая) система, осуществляющая контроль водно-солевого обмена. Именно поэтому большое внимание уделяется изучению механизмов, связанных с адаптацией самой ВП-ергической системы. Пластичность этой системы обеспечивает ее быстрое реагирование на необходимость изменения уровня синтеза и выделения ВП. Так, при осмотической стимуляции происходит увеличение аппарата синтеза белка, повышается чувствительность ВП-ергических нейронов к нейротрансмиттерам афферентов, уменьшается поверхность контакта с элементами глии, в частности, в задней доле гипофиза, что способствует увеличению выделения ВП в системную циркуляцию [Tweedle and Hatton, 1980; Theodosis DT, 1980, 1998; Di and Tasker, 1999]. 5

Помимо изменения внутриклеточного содержания ВП в ответ на осмотическую стимуляцию в нейронах экспрессируется целый ряд других регуляторных пептидов (галанин, холецистокинин, пептид гистидин-изолейцин) [Brownstein and Mezey, 1986; Meister et al., 1990], причем в большинстве случаев вопрос о об их физиологической роли к настоящему времени не решен. Наряду с пептидами при определенных условиях в ВП-ергических нейронах осуществляется синтез и накопление ТГ [Kiss and Mezey, 1986; Meister et al., 1990; Yagita et al., 1994; Marsais and Calas, 1999], что, вероятно, также является одним из проявлений пластичности этих нейронов.

Экспрессия этого фермента характеризуется избирательностью и специфичностью. Так, в ответ на осмотическую стимуляцию увеличение уровня ТГ наблюдалось только в крупноклеточных ВП-ергических нейронах супраоптического (СОЯ) и паравентрикулярного ядер, но не в окситоцинергических нейронах - их ближайших морфологических соседях [Meister et al., 1990; Marsais and Calas, 1999]. Более того, экспрессия ТГ в ВП-ергических нейронах транзиторна - ТГ перестает синтезироваться при возвращении организма к нормальным условиям [Yagita et.al., 1994]. Ни в одном случае эктопического появления ТГ не было обнаружено других маркеров синтеза дофамина - ДОФА-декарбоксилазы, дофамина, а также ключевого фермента синтеза кофактора ТГ [Nagatsu et al., 1997; Marsais and Calas, 1999]. Проведенные до настоящего времени исследования крупноклеточных ВП нейронов были направлены, в основном, на поиски новых экспериментальных условий, при которых начинается синтез ТГ [Kiss and Mezey, 1986; Marsais and Calas, 1999]. Однако остаются невыясненными функциональное значение этого фермента, а также механизмы регуляции его синтеза. Кроме того, полностью неисследованными оказались онтогенетические аспекты экспрессии ТГ в ВП нейронах. 6

Целью настоящей работы было выяснение основных закономерностей экспрессии тирозингидроксилазы в ВП-ергических нейронах в условиях хронической осмотической стимуляции. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Выяснить возможность аксонального транспорта ТГ из тел ВП-ергических нейронов СОЯ в терминали аксонов в задней доле гипофиза;

2. Оценить динамику содержания ВП и ТГ в телах нейронов СОЯ и дистальных отделах аксонов в задней доле гипофиза в условиях длительной осмотической стимуляции;

3. Установить время начала синтеза ТГ в ВП-ергических нейронах СОЯ в онтогенезе и роль а1-адренорецепторов в регуляции данной экспрессии.

Научная новизна и практическая значимость работы.

В данной работе впервые продемонстрировано, что:

ТГ может накапливаться в дистальных отделах ВП-ергических аксонов в задней доле гипофиза - в мелких расширениях и телах Герринга;

ВП-ергические аксоны, содержащие ТГ, находятся в тесных топографических взаимоотношениях с катехоламинергическими аксонами; существует 3 фазы реакции ВП-ергической системы на осмотическую стимуляцию на фоне прогрессивного увеличения количества ТГ-иммунореактивных (ИР) нейронов и внутриклеточного содержания ТГ;

ТГ экспрессируется в осмотически стимулированных нейронах СОЯ начиная с раннего постнатального периода, тогда как появление реакции ВП-ергических нейронов на солевую нагрузку наблюдается уже в пренатальном периоде; ингибиторный контроль экспрессии ТГ со стороны норадреналина формируется в постнатальном периоде и осуществляется через а1-адренорецепторы. 7

Совокупность результатов работы позволила сформулировать научную гипотезу об участии Л-ДОФА - продукта ферментативной активности ТГ - в регуляции выделения ВП.

Полученные данные открывают возможности для понимания механизмов адаптации ВП-ергической системы в условиях ее хронической активации, что может иметь практическое значение в клинике при лечении несахарного диабета, а также при исследовании приспособленности организма к условиям длительного стресса, например, при гипо- и гипергравитации в космосе.

Работа выполнена по плану научных исследований лаборатории гормональных регуляций Института биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН и лаборатории нейробиологии и клеточных взаимодействий Института нейронаук Университета П. И М. Кюри в рамках программы проектов INTAS-RFBR, PICS, РФФИ и Министерства Иностранных дел Франции.

Публикация результатов исследования и апробация работы.

Основные материалы диссертации доложены на колловкиумах лаборатории гормональных регуляций ИБР им. Н.К. Кольцова; на международных и российских симпозиумах и конференциях (XVII съезд физиологов России в Ростове-на-Дону в сентябрь 1998, XV международный конгресс по нейронаукам IBRO в Иерусалиме в июле 1999, Всероссийская конференция "Нейроэндокринология 2000" в Санкт-Петербурге в апреле 2000). По материалам диссертации опубликовано 4 научных статьи, одна находится в печати. 8

Заключение диссертации по теме «Физиология», Абрамова, Марина Александровна

выводы

1. Тирозингидроксилаза транспортируется из тел вазопрессинергических нейронов в аксоны в задней доле гипофиза.

2. Вазопрессинергические аксоны, содержащие тирозингироксилазу, находятся в тесных топографических взаимоотношениях с катехоламинергическими аксонами.

3. В условиях длительной осмотической стимуляции на фоне прогрессивного увеличения количества ТГ-ИР нейронов и внутриклеточного содержания ТГ было выявлено 3 фазы ответа ВП-ергической системы: снижение содержания ВП в телах клеток и задней доле гипофиза, увеличение количества ВП-ИР клеток в СОЯ, стабилизация уровня ВП, что в целом свидетельствует об адаптации ВП-ергической системы.

4. В осмотически стимулированных нейронах супраоптического ядра увеличение мРНК вазопрессина наблюдается с 21-го эмбрионального дня, тогда как экспрессия тирозингидроксилазы - с 3-го постнатального дня.

5. Ингибиторный контроль экспрессии тирозингидроксилазы со стороны норадреналина формируется в постнатальном периоде и осуществляется через а 1 -адренорецепторы.

111

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Абрамова, Марина Александровна, 2001 год

1. Угрюмов М.В. (1974а) Ультраструктура нейросекреторных элементов в задней доле гипофиза интактных и хронически дегидратированных крыс. Цитология. 16 (2), 138-143.

2. Угрюмов М.В., Беленький М.А. (19746) Электронномикроскопическое исследование крупных расширений нейросекреторных волокон (тел Герринга) в задней доле гипофиза хронически дегидратированных крыс. Цитология. 16 (3), 281-286.

3. Altman J., Bayer SA. (1978a) Development of the diencephalon in the rat. I. Autoradiographic study of the time of origin and settling patterns of neurons of the hypothalamus. J Comp Neurol 182, 945-971.

4. Alper RH, Demarest KT, Moore KE. (1980) Dehydration selectively increases dopamine synthesis in tuberohypophyseal dopaminergic neurons. Neuroendocrinology. 31, 112115.

5. Altman J, Bayer SA. (1978b) Development of the diencephalon in the rat. II. Correlation of the embryonic development of the hypothalamus with the time of origin of its neurons. J Comp Neurol. 182, 973-993.

6. Altman J., Bayer SA. (1986) The development of the rat hypothalamus Adv. Anat. Embryol. Cell. Biol. 100, 1-173.

7. Altstein M. and Gainer H. (1988) Differential biosynthesis and posttranslational processing of vasopressin and oxytocin in rat brain during embryonic and postnatal development. J. Neurosci. 8, 3967-3977.

8. Anastasiadis PZ, Kuhn DM, Levine RA (1994) Tetrahydrobiopterin uptake into rat brain synaptosomes, cultured PC12 cells, and rat striatum. Brain Res. 665(1), 77-84.

9. Arluison M, Dietl M, Thibault J. (1984) Ultrastructural morphology of dopaminergic nerve terminals and synapses in the striatum of the rat using tyrosine hydroxylase immunocytochemistry: a topographical study. Brain Res Bull. 13, 169-185.

10. Armstrong WE, Gallagher MJ, Sladek CD (1986) Noradrenergic stimulation of supraoptic neuronal activity and vasopressin release in vitro: mediation by an alpha 1-receptor. Brain Res. 365, 192-197.112

11. Barker JL, Craytin JW and Nicoll RA. (1971) Noradrenaline and acetylcholine responses of supraoptic neurosecretory cells. J Physiol. (Lond.) 218, 19-32.

12. Beltramo M., Calas A., Chernigovskaya E., Thibault J. and Ugrumov M. (1997) Long lasting effect of catecholamine deficiency on the differentiating vasopressin neurons in the rat supraoptic nucleus. Neuroscience. 19, 555-561.

13. Boer GJ, Van Rheenen-Verberg CM, Uylings HB. (1982) Impaired brain development of the diabetes insipidus Brattleboro rat. Brain Res. 255(4), 557-575.

14. Boer GJ. (1985) Vasopressin and brain development: studies using the Brattleboro rat. Peptides, 6(1), 49-62.

15. Boer G.J. (1993) Vasopressin and oxytocin receptors and the developing brain. In: Receptors in the developing nervous system: Growth factors and hormones / Ed. L.S. Zagon and P.J. McLaughlin. N. Y.: Chapman and Hall, Vol. 1,225-248.

16. Boer GJ, Quak J, de Vries MC, Heinsbroek RP (1994) Mild sustained effects of neonatal vasopressin and oxytocin treatment on brain growth and behavior of the rat. Peptides. 15(2), 229-236.

17. Bondy CA, Gainer H and Russel JT (1988) Dynotphin A inhibits and naloxone increases the electrically stimulated release of oxytocin but not vasopressin from the terminals of the neural lobe. Endocrinology. 122, 1321-1327.

18. Boudaba C, Schrader LA, Tasker JG (1997) Physiological evidence for local excitatory synaptic circuits in the rat hypothalamus. J Neurophysiol. 77, 3396-4000.

19. Boudaba C, Di S and Tasker JG. (1999) Noradrenergic modulation of excitatory synaptic inputs to supraoptic and paraventricular magnocellular neurons in rat hypothalamic slices. Soc. for Neurosci. 25, P704.

20. Boudier JL, Boudier JA, Picard D. (1970) Ultrastructure of the rat's hypophysial neural lobe and it's changes during vasopressin release. Z Zellforsch Mikrosk Anat. 108(3), 357379.

21. Bourque CW, Oliet SH and Richard D. (1994) Osmoreceptors, osmoreception and osmoregulation. Frontiers in Neuroendocrinology, 15, 231-274.

22. Bowers CW Superfluous neurotransmitters? (1994) Trends Neurosci 17(8), 315-320.

23. Brownstein MJ, Rüssel JT and Gainer H (1980) Synthesis, transport, and release of posterior pituitary hormones. Science 207, 373-378.

24. Brownstein M.J. and Mezey E. (1986) Multiple chemical messengers in hypothalamic magnocellular neurons. Prog Brain Res 68, 161-168.

25. Buijs RM., Velis DN., Swaab DF. (1980) Ontogeny of vasopressin and oxytocin in the fetal rat: Early vasopressinergic innervation of the fetal brain. Peptides. 1, 315-324.

26. Calas A, Landry M, Roche D and Trembleau A. (1994) Un modèle de plasticité phénotypique: les neurones hypothalamo-posthypophysaires. C.R. Soc. Biol. 188, 187206 (French).

27. Carter DA, Murphy D. (1989) Cyclic nucleotide dynamics in the rat hypothalamus during osmotic stimulation: in vivo and in vitro studies. Brain Res. 487(2), 350-356.

28. Castel M, Gainer H, Dellmann HD. (1984) Neuronal secretory systems. Int Rew Cytol. 88,303-458.

29. Chan-Palay V., Zaborszky L., Köhler C, Goldstein M. And Palay SL. (1984) Distribution of tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the hypothalamus of rats. J. Comp. Neurol. 227,467-496.

30. Choy V.J., Watkins W.B. (1979) Maturation of the hypothalamo-neurohypophysial system I. Localization of neurophysin, oxytocin and vasopressin in the hypothalamus and neural lobe of the developing rat brain. Cell Tiss. Res. 197, 325-336.

31. Clarke G. and Patrick G. (1983) Diffferential inhibitory action by morphine on the release of oxytocin and vasopressin from the isolated neural lobe. Neurosci. Let. 39, 175-180.

32. Culpepper RM, Hebert SC, TE Andreoli. (1985) The posterior pituitary and water metabilosm.

33. Cunninghan ET, Bohn MC and Sawchenko PE. (1990) Organization of adrenergic inputs to the paraventricular and supraoptic nuclei of the hypothalamus in the rat. J Comp Neurol. 292, 651-667.

34. Cunninghan ET and Sawchenko PE. (1991) Reflecs control of magnocellular vasopressin and oxytocin secretion. TINS 14(9), 406- 411.

35. Czyzyk-Krzeska M.F., Fumari B.A., Lawson E.E. and Millhorn D.E. (1994a) Hypoxia increases rate of transcription and stability of tyrosine hydroxylase mRNA in pheochromocytoma (PC 12) cells. J. Biol. Chem. 269, 760-764.

36. Czyzyk-Krzeska M.F., Dominski Z., Kole R. and Millhorn D.E. (1994b) Hypoxia stimulates binding of a cytoplasmic protein to a pyrimidine-rich-sequence in the 3'-untranslated region of rat tyrosine hydroxylase mRNA. J. Biol. Chem. 269, 9940-9945.

37. Czyzyk-Krzeska MF, Paulding WR, Beresh JE, Kroll SL (1997) Post-transcriptional regulation of tyrosine hydroxylase gene expression by oxygen in PC 12 cells. Kidney Int. 51 (2) .-585-90114

38. Dawson S.J., Yoon S.O., Chikaraishi D.M. and Latcman D.S. (1994) The oct-2 transcription factor represses tyrosine hydroxylase expression via a heptamer TAATGARAT-like motif in the gene promoter. Nucleic Acid Res. 22, 1023-1028.

39. Day TA, Randle JC, Renaud LP (1985) Opposing alpha- and beta-adrenergic mechanisms mediate dose-dependent actions of noradrenaline on supraoptic vasopressin neurones in vivo. Brain Res. 358, 171-179.

40. Day TA and Sibbald JR (1988) Solitary nucleus excitation of supraoptic vasopressin cells via adrenergic afferents. American J of Physiol. 254, R711-R716.

41. Day TA, Sibbald JR, Khanna S (1993) ATP mediates an excitatory noradrenergic neuron input to supraoptic vasopressin cells. Brain Res. 607, 341-344.

42. Decavel C, Geffard M, Calas A (1987) Comparative study of dopamine- and noradrenaline-immunoreactive terminals in the paraventricular and supraoptic nuclei of the rat. Neurosci Lett 77(2), 149-154.

43. Dellmann HD, Rodriguez EM. (1970) Herring bodies: an electron microscopic study of local degeneration and regeneration of neurosecretory axons. Z Zellforsch. Ill, 293-315.

44. Di S and Tasker JG (1999) Plasticity of the noradrenergic modulation of hypothalamic magnocellular neurons during chronic dehydratation. Soc. for Neurosci. 25, P705.

45. Dlouha H., Krecek J., Zicha J. (1982) Postnatal development and diabetes insipidus in Brattleboro rats. Ann. N. Y. Acad. Sci. 394, 10-19.

46. Douglas WW. (1974) Involvement of calcium in exocytosis and the exocytosis-vesiculation sequence. Biochem. Soc. Symp. 39, 1.

47. Du Vigneaud V., Ressler C., Swan J.M., Katsoyannis P.G. and Roberts C.W. (1954) J. Am. Chem. Soc. 76, 3115-3121.

48. Falke N. and Martin R. (1988) Opiate binding differentially associated with oxytocin and vasopressin nerve endings from porcine neurohypophysis. Exp. Brain res. 70, 145-154.

49. Fernandez E, Craviso GL. (1999) Protein synthesis blockade differentially affects the degradation of constitutive and nicotinic receptor-induced tyrosine hydroxylase protein level in isolated bovine chromaffin cells. J N euro chem. 73, 169-178.

50. Falke N (1991) Modulation of oxytocin and vasopressin release at the level of the neurohypophysis. Prog Neurobiol. 36(6):465-484.

51. Fetissov S., Marsais F., Nicolai'dis S. and Calas A. (1997) Expression of tyrosine hydroxylase in magnocellular hypothalamic neurons of obese (fa/fa) and lean heterozygous (Fa/fa) Zucker rats. Molec. Brain Res. 50, 314-318.115

52. Fink DJ, Russell JT, Gainer H, Brownstein MJ, Baumgold J. (1981) Multiple-rate components of axonally transported proteins in the hypothalamo-neurohypophysial system of the rat. J Neurobiol. 12(5), 487-503.

53. Fossom L.H., Sterling C.R. and Tank A.W. (1992) Regulation of tyrosine hydroxylase gene transcription rate and tyrosine hydroxylase mRNA stability by cyclic AMP and glucocorticoid. Mol. Pharmacol. 42, 898-908.

54. Fujisawa H, Okuno S (1989) Regulation of the activity of tyrosine hydroxylase in the central nervous system. Adv Enzyme Regul. 28, 93-110.

55. Fung BP, Yoon SO, Chikaraishi DM. (1992) Sequences that direct rat tyrosine hydroxylase gene expression. JNeurochem. 58(6), 2044-2052.

56. Gainer H., Same Y and Brownstein M. (1 977) Biosynthesis and axonal transport of rat neurohypophysial proteins and peptides. J Cell Biol. 73, 366-381.

57. Gainer H., Altstein M., Whitnall M.H. and Wray S. The biosynthesis and secretion of oxytocin and vasopressin. (1988) In: Physiology of Reproduction. Knobil E. And Neil J. et al. (ed.) Raven Press, NY, 2265-2282.

58. Gahn LG, Roskoski R Jr (1993) Tyrosine hydroxylase activity and extrinsic fluorescence changes produced by polyanions. Biochem J. 295 ( Pt 1), 189-194.

59. Gehlert DR, Gackenheimer SL, Schober DA (1991) Autoradiographic localozation of subtipes of angiotensin II antagonist binding in the rat brain. Neuroscience. 44, 501-514.

60. Goncharevskaya OA, Dlouha H (1975) The development of various generations of nephrons during postnatal ontogenesis in the rat. AnatRec 182(3), 367-375.

61. Greengrass P and Bremner P. (1979) Binding characteristics of 3H-prazosin to rat brain a-adrenergic racaptors. Eur J Pharmacol. 55, 323-326.

62. Gribkoff VK (1991) Electrophysiological evidence for N-methyl-D-aspartate excitatory amino acids receptors in the rat supraoptic nucleus in vitro. Neurosci Lett. 131, 260-262.

63. Grima B., Lamouroux A., Blanot F., Faucon-Biguet N. and Mallet J. (1985) Complete coding sequence ofrat tyrosine hydroxylase mRNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 82, 617621.

64. Guo T-Z., Tinklenberg J., Oliker R. And Maze M. (1991) Central a 1-adrenoceptor stimulation functionally antagonizes the hypnotic response to dexmedetomidine, a2-adrenoceptor agonist. Anesthesiology 75, 252-256.

65. Haycock JW, Wakade AR (1992) Activation and multiple-site phosphorylation of tyrosine hydroxylase in perfused rat adrenal glands. J Neurochem 58(1), 57-64.116

66. Heap PF, Jones CW, Morris JF, Pickering BT. (1975) Movement of neurosecretory product through the anatomical compartments of the neural lobe of the pituitary gland. An electron microscopic autoradiographic study. Cell Tissue Res. 156(4), 483-497.

67. Höchstenbach SL and Ciriello J (1995) Plasma hypernatremia induces c-fos activity in medullary catecholaminergic neurons. Brain Res 674, 46-54.

68. Hou-Yu A, Lamme AT, Zimmerman EA and Silverman AJ. (1986) Comparative distribution of vasopressin and oxytocin neurons in the rat brain using a double-label procedure. Neuroendocrinology. 44(2), 235-246.

69. Icard-Liepkalns C., Berrard S., Faucon-Biguet N., Lebourdelles B., Ravassard P., Robert JJ and Mallet J. (1993) Tyrosine hydroxylase regulation in neurotransmission and neuroplasticity. J Physiol. 87, 153-157.

70. Iwata N., Kobayashi K.; Sasaoka T., Hidaka H., Nagatsu T. (1992) Structure of the mouse tyrosine hydroxylase gene. Biochem Biophys Res Commun 182(1), 348-354.

71. Joh TH., Son JH., Tinti C., Conti B., Kim SJ and Cho S. (1998) Unique and cell-type-specific tyrosine hydroxylase gene expression. Adv in Pharmacol, 42, 33-36.

72. Jordan D and Spyer KM (1977) Studies on the termination of sinus nerve afferents. Pflugers Archiv-Eur ope an J of Physiol. 369, 1011-12017.

73. Kalimo H. (1975) Ultrastructural studies in hypothalamic neurons of rat. III. Paraventricular and supraoptic neurons during lactation and dehydration. Cell Tissue Res. 163, 151-168.

74. Kannan H and Koizumi K. (1981) Pathways between the nuclaus tractus solitarius and neurosecretory neurons of the supraoptic nucleus: electrophysiological studies. Brain Res. 213, 17-28.

75. Kawano H, Daikoku S. (1987) Functional topography of the rat hypothalamic dopamine neuron systems: retrograde tracing and immunohistochemical study. J Comp Neurol 265, 242-253.

76. KatoY., Igarashi N., Hirasawa A., Tsujimoto G. and Kobayashi M. (1995) Distribution and developmental changes in vasopressin V-2 receptor mRNA in rat brain. Differentiation. 59, 163-169.

77. Kim KS, Park DH, Wessel TC, Song B, Wagner J A, Joh TH (1993) A dual role for the cAMP-dependent protein kinase in tyrosine hydroxylase gene expression. Proc Natl Acad Sci USA 90(8):3471-3475.

78. Kim KS, Lee MK, Carroll J, Joh TH. Both the basal and inducible transcription of the tyrosine hydroxylase gene are dependent upon a cAMP response element. J Biol Chem., 268(21).T 5689-15695.

79. King MS and Baertshi AJ. (1991) Central neural pathway mediating splanchnic osmosensation. Brain Res. 55, 268-278.

80. Kiss J.Z. and Mezey E. (1986) Tyrosine hydroxylase in magnocellular neurosecretory neurons: Response to physiological manipulation. Neuroendocrinology 43, 519-525.

81. Khanna S, Sibbald JR, Day TA (1993) Alpha 2-adrenoceptor modulation of A1 noradrenergic neuron input to supraoptic vasopressin cells. Brain Res. 613, 164-167.

82. Lightman SL, Iversen LL and Forsling ML (1982) Dopamine and (D-Ala2, D-Leu5) enkephalin inhibit the electrically stimulated neurohypophyseal release of vasopressin in vitro: Evidence for calcium-dependent opiate action. J. Neurosci. 2, 78-81.

83. Lightman SL, Todd K and Everitt BJ (1984) Ascending noradrenergic projections from the brainstem: evidence for a major role in the regulation of blood pressure and vasopressin secretion. Exp Brain Res. 55, 145-151.

84. López-Sañudo S., Podríguez-Martín E., Martín-Espinosa A. and Arilla E. (1995) Effect of phenylephrine and prazosin on the somatostatinergic system in the rat frontoparietal cortex. Peptides 16(8), 1453-1459.

85. Marsais F, Calas A. (1999) Ectopic expression of non-catecholaminergic tyrosine hydroxylase in rat hypothalamic magnocellular neurons. Neurosci 94, 151-161.

86. Mason WT, Ho I, Eckenstein T and Hatton G. (1983) Cholinergic input to rat supraoptic nucleus: Combined immunocytochemical and histochemical identification. Brain Res Bull. 11,617-626.

87. Maurer JA, Wray S. (1997) Neuronal dopamine subpopulations maintained in hypothalamic slice explant cultures exhibit distinct tyrosine hydroxylase mRNA turnover rates. J Neurosci. 17(12), 4552-4561.

88. McKinley MJ., Hards DK and Oldfield BJ. (1994) Identification of neural pathways activated in dehydrated rats by means of Fos-immunohistochemistry and neural tracing. Brain Res. 653, 305-314.

89. Meeker RB, Swanson DJ and Hayward JN (1989) Light and electron microscopic localization of glutamate immunoreactivity in the supraoptic nucleus of the rat hypothalamus. Neuroscience. 33, 157-167.

90. Meeker RB, Swanson DJ, Greenwood RS, Hayward JN. (1993) Quantitative mapping of glutamate presynaptic terminals in the supraoptic nucleus and surrounding hypothalamus. Brain Res. 600(1): 112-122.

91. Meyer DK and Brownstein MJ. (1980) Effect of surgical deafferentation of the supraoptic nucleus on its choline acetyltransferase content. Brain Res. 193, 566-569.

92. Mezey E, Kiss JZ. (1991) Coexpression of vasopressin and oxytocin in hypothalamic supraoptic neurons of lactating rats. Endocrinology. 129(4): 1814-1820.

93. Michaloudi HC, el Majdoubi M, Poulain DA, Papadopoulos GC, Theodosis DT (1997) The noradrenergic innervation of identified hypothalamic magnocellular somata and its contribution to lactation-induced synaptic plasticity. JNeuroendocrinol. 9, 17-23.

94. Minami M, Takahashi T, Maruyama W, Takahashi A, Nagatsu T, Naoi M (1992) Allosteric effect of tetrahydrobiopterin cofactors on tyrosine hydroxylase activity. Life Sci. 50(1), 15-20.

95. Misu Y., Goshima Y., Ueda H. And Okamura H. (1996) Neurobiology of L-DOPA systems. Progress in Neurobiol., 49, 415-454.

96. Mohr E, Richter D. (1990) Sequence analysis of the promoter region of the rat vasopressin gene. FEBSLett., 260(2), 305-308.

97. Morris JF, Nordmann JJ and Dyball REJ (1978) Structure-function correlation in mammalian neurosecretion. Int. Rev. Exp. Pathol. 18, 1.

98. Morris JF, Nordmann JJ. (1980) Membrane recapture after hormone release from nerve endings in the neural lobe of the rat pituitary gland. Neuroscience. 5(3), 639-659.

99. Morris JF and Pow DV (1994) New anatomical insights into the inputs and outputs from hypothalamic manocellular neurons. Ann. N.Y. Acad. Sci. 16-33.

100. Muga A., Arrondo JLR., Matrinez A., Flatmark T. And Haavik J. (1998) The effect of phosphorylation at Ser-40 on the structure and thermal stability of tyrosine hydroxylase. Advances in Pharmacology, 42, 15-18.

101. Nagatsu I., Levitt M. and Udenfriend S. (1964) Tyrosine hydroxylase : the initial step in norepinephrine biosynthesis. J. Biol. Chem. 239, 2910-2917.

102. Nakada H, Nakai Y. (1985) Electron microscopic examination of the catecholaminergic innervation of neurophysin- or vasopressin-containing neurons in the rat hypothalamus. Brain Res. 361(1-2), 247-257.

103. Nankova BB, Sabban EL (1999) Multiple signalling pathways exist in the stress-triggered regulation of gene expression for catecholamine biosynthetic enzymes and several neuropeptides in the rat adrenal medulla. Acta Physiol Scand. 167(1), 1-9.120

104. Nordmann JJ. (1977) Ultrastructural morphhometry of the rat neurohypopysis. J Anat. 123,213-218.

105. Nordmann JJ, Louis F, Morris SJ. (1979) Purification of two structurally and morphologically distinct populations of rat neurohypophysial secretory granules. Neuroscience 4(9), 1367-1379.

106. Nordmann JJ and Chevallier J. (1980) The role of microvesicles in buffering Ca2+.i in the neurohypophysis. Nature. 287, 54-56.

107. Nordmann JJ and Labouesse J (1981) Neurosecretory granules: evidence for an aging process within the neurohypophysis. Science. 211, 595.

108. North W.G. (1987) Biosynthesis of vasopressin and neurophysins. In: Vasopressin, Gash D.M. and Boer G.J.(ed.), Plenum Publishing Corporation, 175-209.

109. Oki Y, Ohgo S, Yoshimi T (1985) Effects of water deprivation and administration of hypertonic saline on dopamine concentrations in posterior pituitary and vasopressin release in rats. Brain Res. 348(1), 9-14.

110. Okuno S. and Fujisawa H. (1985) A new mechanism for regulation of 3-mooxygenase by end product and cyclic AMP-dependent protein kinase. J. Biol. Chem. 260, 2633-2635.

111. Okuno S. and Fujisawa H. (1991) Conversion of tyrosine hydroxylase in stable and inactive form by the end products. J. Neurochem. 57, 53-60.

112. Oldfield BJ., Bicknell RJ., McAUen RM, Weisinger RS and McKinley MJ (1991) Intravenous hypertonic saline induces Fos immunoreactivity in neurons throught the lamina terminalis. Brain Res. 561, 151-156.

113. Oldfield BJ, Badoer E, Hards DK and McKinley MJ (1994) Fos production in retrogradely labelled neurons of the lamina terminalis following intravenous infusion of either hypertonic saline or angiotensin II. Neuroscience. 60,255-262.

114. Oliet SH and Bourques CW (1993) Mechanosensitive channels transduce osmosensitivity in supraoptic neurons. Nature 364, 341-343.

115. Oliet SH and Bourques CW (1996) Gadolinium uncouples mechanical detection ans ocmoreceprot potential in supraoptic neurons. Neuron 16, 175-181.

116. Ostrowski NL., Young III WS., Knepper MA. And Lolait SJ (1993) Expression of vasopressin Via and VIb receptor messenger ribonucleic acid in the liver and kidney of embryonic, developing, and adult rats. Endocrinology. 133 (3), 1849-1859.

117. Ota M, Crofton JT, Toba K, Share L (1992) Effect on vasopressin release of microinjection of cholinergic agonists into the rat supraoptic nucleus. Proc Soc Exp Biol Med. 201(2):208-214.121

118. Page RB (1994) The anatomy of the hypothalamo-hypophysial complex. In: The physiology of reproduction, second ed. Knobil E and Neil JD (ed.), 1527-1597.

119. Patankar S., Lazaroff M., Yoon SO and Chikaraishi DM (1997) A Novel Basal Promoter Element Is Required for Expression of the Rat Tyrosine Hydroxylase Gene. J Neurosci 17(11), 4076-4086.

120. Pena P, Rodriguez EM, Dellmann HD, Schoebitz K. (1988) Effects of colchocine on the hupothalamo-neurohypophysial system of chronically salt-loaded rats. Neuroendocrinology. 47, 217-224.

121. Pilgrim CH, Reisert I and Grab D. (1982) Volume densities and specific surfaces of neuronal and glial tissue elements in the rat supraoptic nucleus. J. comp. Neurol. 211, 427-431.

122. Pitzel L., Lein B., Scheffels F., Konig A. (1982) Neurohypophysial hormone content and release in fetal and newborn-rats. Neuroendocrinol. Lett. 4, 349-354.

123. Pitzel L, Konig A. (1984) Lack of response in the release of oxytocin and vasopressin from isolated neurohypophyses to dopamine, met-enkephalin and leu-enkephalin. Exp Brain Res 56(2), 221-226.

124. Polenov AL, Garlov PE. (1971) The hypothalamo-hypophyseal system in Acipenseridae. I. Ultrastructural organization of large neurosecretory terminals (Herring bodies) and axoventricular contacts. ZZellforsch. 116, 349-374.

125. Polenov AL, Ugrumov MV, Belenky MA. (1975) On degeneration of peptidergic neurosecretory fibres in the albino rat. Cell Tissue Res. 160(1), 113-123.

126. Pow DV and Morris JF (1989) Dendrites of hypothalamic megnocellular neurons release neurohypophysial peptides by exocytosis. Neuroscience. 32, 435-439.

127. Pow DV (1993) Immunocytochemistry of amino acids in the rodent supraoptic nuclaus and pituitary using extremely specific, very high titre antisera. J. Neuroendocrinology.

128. Racke K, Ritzel H, Trapp B, Muscholl E. (1982) Dopaminergic modulation of evoked vasopressin release from the isolated neurohypophysis of the rat. Possible involvement of endogenous opioids. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol 319(1), 56-65.

129. Racke K, Holzbauer M, Cooper TR, Sharman DF. (1986) Dehydration increases the electrically evoked dopamine release from the neural and intermediate lobes of the rat hypophysis. Neuroendocrinology 43(1), 6-11.

130. Racke K, Hering B and Weber I (1990) Effects of different opioid receptor antagonists on the electrically-evoked release of endogenous dopamine from the isolated neural lobe of the rat pituitary gland in vitro. J Neuroendocrinol. 2, 335-339.122

131. Raisman G. (1973) An ultrastructural study of the effects of hypophysectomy on the supraoptic nucleus of the rat. J Comp Neurol. 147(2), 181-208.

132. Rajerison R.M., Butlen D., Jard S. (1976) Ontogenic development of antidiuretic hormone receptors in rat kidney: comparison of hormonal binding and adenylate cyclase activation. Mol. Cell. Endocrinol. 4, 271-285.

133. Renaud L.P. and Bourque C.W. (1991) Neurophysiology and neuropharmacology of hypothalamic magnocellular neurons secreting vasopressin and oxytocin. Prog Neurobiol 36(2), 131-69.

134. Reppert SM. and Uhl GR. (1987) Vasopressin messenger ribonucleic acid in supraoptic and suprachiasmatic nuclei: appearance and circadian regulation during development. Endocrinology. 120, 2483-2487.

135. Reppert SM. and Uhl GR. (1988) The vasopressin gene is expressed prior to stimulation in the supraoptic nuclei in fetal rats. Brain Res. 456, 392-396.

136. Rhodes CH., Morrell J.I. and Pfaff DW. (1981) Immunohistochemical analysis of magnocellular elements in rat hypothalamus: distribution and numbers of cells containing neurophysin, oxytocin and vasopressin. J. comp. Neurol. 198, 45-64.

137. Ribeiro P., Wang Y., Citron B.A. and Kaufman S. (1992) Regulation of recombinant rat tyrosine hydroxylase by dopamine. PNAS USA 89, 9593-9597.

138. Richter D (1983) Vasopressin and oxytocin are expressed as polyproteins. Trends in Biochem. Sci. 8(8), 278-281.

139. Richter D. And Schmale H. (1987) Expression of the oxytocin and vasopressin genes. Cur topics in membranes and transport. 31, 251-276.

140. Rundle SE. and Funder JW. (1988) Ontogeny of corticotropin-releasing factor and arginine vasopressin in the rat. Neuroendocrinology. 47, 303-312.

141. Russell JT, Brownstein MJ, Gainer H.(1981) Time course of appearance and release of 35S.cysteine labelled neurophysins and peptides in the neurohypophysis. Brain Res. 205(2), 299-311.

142. Saavedra JM, Palkovits M, Kizer JS, Brownstein M and Zivin JA. (1975) Distribution of biogenic amines and related enzymes in the rat pituitary gland. J Neurochem. 25, 257260.123

143. Saavedra JM. (1985) Central and peripheral catecholamine innervation of the rat intermediate and posterior pituitary lobes. Neuroendocrinology. 40, 281-284.

144. Sabban EL Synthesis of dopamine and its regulation. (1996) In: CNS neurotransmitters and neuromodulators. Dopamine. Ed. Stone TW, CRC Press.

145. Sabban EL Control of tyrosine hydroxylase gene expression in chromaffin and PC 12 cells (1997) Cell and Dev. Biol. 8, 101-111.

146. Sawchenko P.E. and Swanson L.W. (1981) Central noradrenergic pathways for the integration of hypothalamic neuroendocrine and autonomic responses. Science. 214(6), 685-687.

147. Sawchenko P.E. and Swanson L.W. (1982) The organization of noradrenergic pathways from the brainstem to the paraventricular and supraoptic nuclei in the rat. Brain Res. 4, 275-325.

148. Schussler N., Boularand S., Peillon F., Mallet J. and Faucon-Biguet N. (1995) Multiple tyrosine hydroxylase transcripts and immunoreactive forms in the rat: differential expression in the anterior pituitary and adrenal gland J. Neurosci. 42, 846-854.

149. Scholer J., Sladek JR. (1981) Supraoptic nucleus of the Brattleboro rat has an altered afferent noradrenergic input. Science 214, 347-349.

150. Schilling K., Schmale H., Oeding P., Pilgrim Ch. (1991) Regulation of vasopressin expression in cultured diencephalic neurons by glucocorticoids. Neuroendocrinology. 53, 528-535.

151. Shaw FD, Morris JF. (1980) Calcium localization in the rat neurohypophysis. Nature 287(5777), 56-58.

152. Sherman D and Nordmann J J (1982) Proc Natl AcadfSci USA, 79, 476.

153. Shioda S. and Nakai Y. (1992) Noradrenergic innervation of vasopressin-containing neurons in the rat hypothalamic supraoptic nucleus. Neurosci Lett. 140(2), 215-218.

154. Shioda S, Yada T, Muroya S, Takigawa M and Nakai Y. (1997) Noradrenaline activates vasopressin neurons via alpha 1-receptor-mediated Ca2+ signaling pathway. Neurosci Lett. 226(3), 210-212.

155. Shioda S, Iwase M, Homma I, Nakajo S, Nakaya K, Nakai Y (1998) Vasopressin neuron activation and Fos expression by stimulation of the caudal ventrolateral medulla. Brain Res Bull. 45, 443-450.

156. Seil FJ, Johnson ML, Nishi R, Nilaver G (1992) Tyrosine hydroxylase expression in non-catecholaminergic cells in cerebellar cultures. Brain Res 569, 164-168.

157. Sikora KC and Dellmann HD (1980) Pre- and postnatal synaptogenesis in the rat supraoptic nucleus. Peptides, 1 (Suppl. 1), 229-238.

158. Silverman AJ, Goldstain R, Gadde CA. (1980) The ontogenesis of neurophysin-containing neurons in the mouse hypothalamus. Peptides. 1, suppl. 1, 27-44.

159. Sinding C., Robinson AG., Seif SM., Schmid PG. (1980) Neurohypophysial peptides in the developing rat fetuses. Brain Res. 195, 177-186.

160. Sinding C., Robinson AG., Seif SM. (1980) Levels of neurohypophyseal peptides in the rat during the first month of life. II. Response to physiological stimuli. Endocrinology. 107,755-760.

161. Sladek CD and Joynt RJ. (1979) Characterization of cholinergic control of vasopressin release by the organ cultured rat hypothalamo-neurohypophyseal system. Endocrinology. 104, 659-663.

162. Sladek JR and Zimmerman EA (1982) Simultaneus monoamine histofluorescence and neuropeptide immunocytochemistry: VI. Catecholamine innervation of vasopressin and oxytocin neurons in rhesus monkey hypothalamus. Brain Res Bull. 9,431-440.

163. Sladek JR (1985) Central catecholamine pathways to vasopressin neurons. In: Vasopressin, ed. By Schrier, Raven Press, NY, p. 343-351.

164. Sladek CD and Armstrong WA. (1987) Effect of neurotransmitters and meuropeptides on vasopressin release. In: Vasopressin, ed. By Gash DM and Boer GJ. 275-333.

165. Smolen AJ Image analytic techniques for quantification of immunohistochemical staining in the nervous system. Methods in Neuro sciences. Quantitative and Qualitative Microscopy. Academic Press, San Diego. 1990.

166. Sofroniew MV and Glassmann W. (1981) Golgi-Iike immunoperoxidase staining of hypothalamic magnocellular neurons that contain vasopressin, oxytocin or neurophysin in the rat. Neurosci. 6(4), 619-643.

167. Swaab D.F., Nijveldt F. and Pool C.W. (1975) Distribution of oxytocin and vasopressin in the rat supraoptic and paraventricular nucleus. J. Endocrinol. 67, 461-462.

168. Swanson L.W., Sawchenko P.E. (1983) Hypothalamic integration: organization of the paraventricular and supraoptic nuclei. Ann. Rev. Neurosci. 6, 269-324.

169. Tanaka M., Okamura H., Kawakami F., Möns N., Geffard M and Ibata Y. (1991) L-DOPA-immunoreactivity in hypothalamic magnocellular neurons of hypothalamo-neurohypophysial system. Neurosci. Res. (Suppl.) 16, p. 29.

170. Tank AW., Piech KM., Osterhout CA., Sun B and Sterling C. (1998) Regulation of tyrosine hydroxylase gene expression by transsynaptic mechanisms and cell-cell contact. Advances in Pharmacology, vol. 42, 25-29.

171. Theodosis DT and MacVicar B. Neurone-glia interactions in the hypothalamus and pituitary. TINS, 19 (8), 363-367.

172. Theodosis DT, Majdoubi Me, Pierre K, Poulain DA. (1998) Factors governing activity-dependent structural plasticity of the hypothalamoneurohypophysial system. Cell and Mol Neurobiol. 18(2), 285-298.

173. Toescu EC, Nordmann JJ (1991) Effect of sodium and calcium on basal secretory activity of rat neurohypophysial peptidergic nerve terminals. J Physiol. 433, 127-144.

174. Trembleau A., Ugrumov M., Roche D., Calas A. (1995) Vasopressin and oxytocin gene expressions in intact rats and under the catecholamine deficiency during ontogenesis. Brain Res. Bull. 37, 437-448.

175. Tweedle CD, Hatton GI (1980) Evidence for dynamic interactions between pituicytes and neurosecretory axons in the rat. Neuroscience. 5(3), 661-671.

176. Turner R.A., Pierce J.G. and Du Vigneaud V.J. (1951). JBiol.Chem. 208, 339-349.

177. Ugrumov M.V., Melnikova V., Ersov P., Balan I., Calas A. Tyrosine hydroxylase- and/or aromatic L-amino acid decarboxylase-expressing neurons in the rat arcuate nucleus: ontogenesis and functional significance. JPsychoneuroendocr., in press.

178. Vanhatalo S, Soinila S., Kaartinen K., Back N. (1995) Colocalization of dopamine and serotonin in the pituitary gland and in the nuclei innervating it. Brain Res. 669, 275-284.

179. Vanhatalo S, Soinila S (1996) Pituitary gland receives both central and peripheral neuropeptide Y innervation. Brain Res. 740, 253-260.

180. Vanhatalo S, Soinila S. (1996) Superfluous expression of tryptophan hydroxylase in the zona incerta dopaminergic neurones. Neuroreport. 7, 2889-2892.

181. Van der Sluis PJ., Boer GJ., Swaab DF. (1986) Vasopressin and oxytocin in the developing rat brain as shown by isoelectric focusing of radioimmunoassayable peptides. Dev. Brain Res. 26, 85-90.126

182. Verbeeck MA, Adan RA, Burbach JP (1990) Vasopressin gene expression is stimulated by cyclic AMP in homologous and heterologous expression systems. FEBS Lett., 272(1-2), 89-93.

183. Visi ES and Volbekas V. (1980) Inhibition by dopamine of oxytocin release from isolated posterior lobe of the hypophysis of the rat; disinhibitory effect of (3-endorphib/enkephaline. Neuroendocrinology. 31, 46-52.

184. Vyas S., Faucon-Biguet N. and Mallet J. (1990) Transcriptionnal and post-transcriptionnal regulation of tyrosine hydroxylase gene by protein kinase C. EMBO J. 9, 3707-3712.

185. Wang K, Guldenaar SEF, McCabe JT. (1997) Fos and Jun espression in rat supraoptic nucleus neurons after acute vs. repeated osmotic stimulation. Brain Res. 746, 117-125.

186. Watson SJ., Akil H., Fiaschli W., Goldstein A., Zimmerman E., Nilaver G. and vanWimersma Greidanus TB (1982) Dynorphin and vasopressin: common localization in magnocellular neurons. Science. 216, 85-87.

187. Whitnall MH., Key S., Ben-Barak Y., Ozato K., Gainer H. (1985) Neurophysin in the hypothalamo-neurohypophysial system. II. Immunocytochemical studies of the ontogeny of oxytocinergic and vasopressinergic neurons. J. Neurosci. 5, 98-109.

188. Willoughby JO, Jervois PM, Menadue MF, Blessing WW (1987) Noradrenaline, by activation of alpha-1-adrenoceptors in the region of the supraoptic nucleus, causes secretion of vasopressin in the unanaesthetized rat. Neuroendocrinology. 45(3), 219-226.

189. Wurtman RJ, Hefti F and Melamed E (1980) Precursor control of neurotransmitter synthesis. Pharmacol Rev 32(4), 315-335.

190. Yamashita H, Inenaga K, Kannan H (1987) Depolarizing effect of noradrenaline on neurons of the rat supraoptic nucleus in vitro. Brain Res. 405(2), 348-352.

191. Yoon S.O. and Chikaraishi D.M. (1992) Tissue-specific transcription of the rat tyrosine hydroxylase gene requires synergy between an AP-1 motif and overlapping E box-containing dyad. Neuron 9, 55-67.

192. Yoon S.O. and Chikaraishi D.M. (1994) Isolation of two E box-binding factors that interact with the rat tyrosine hydroxylase enhancer. J. Biol. Chem. 269, 18453-18462.