Биосенсорные системы на основе бактерий-деструкторов ε-капролактама и их применение для экологического контроля и биотехнологических исследований тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.23, кандидат химических наук Россинская, Ирина Владимировна

• Россинская, Ирина Владимировна
• кандидат химических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат химических наук Россинская, Ирина Владимировна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ 1 '

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1 Промышленное производство и потребление капролактама

1.2 Биологическая обработка отходов, содержащих капролактам и его олигомеры

1.3 Физико-химические методы определения екапролактама и его олигомеров в водных средах

1.4 Биохимические основы и генетический контроль деградации капролактама

1.4.1 Влияние капролактама на живые организмы и параметры его токсичности

1.4.2 Микробиологическая деградация синтетических лактамов

1.4.3 Бактерии-деструкторы капролактама

1.4.4 Микробный метаболизм капролактама

1.4.5 Ферменты биодеградации капролактама

1.4.6 Генетический контроль биодеградации капролактама: плазмиды деградации

1.5 Биохимия микробиологической деградации линейных и циклических олигомеров капролактама

1.5.1 Биохимические пути и ферменты биодеградации олигомеров

1.5.2 Биодеградация циклического димера 6аминогексаноата,

1.5.3 Приобретенная способность к деградации олигомеров

1.6 Микроорганизмы-деструкторы синтетических полимеров

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Биосенсорные системы на основе бактерий-деструкторов ε-капролактама и их применение для экологического контроля и биотехнологических исследований»

Капролактам является сырьем для получения полимерных материалов (капрон, найлон-6), применяемых в различных областях промышленности, сельского хозяйства, медицины, быта. Обратимость процесса получения поликапроамида приводит к тому, что продукты полимеризации всегда содержат определённое количество низкомолекулярных фракций олигомеров, как линейных, так и циклических. Отходы производств капролактама и полимерных материалов в настоящее время сбрасываются в водоемы, подвергаются захоронению или сжигаются, что нецелесообразно с экономической и экологической точек зрения. Кроме того, широкое применение поликапроамида вместе с его низкой биодоступностью создаёт проблему утилизации капроновых изделий, пришедших в негодность. В связи с этим необходимо уделять внимание разработке экспресс-метода контроля, ориентированного на детекцию опасного уровня загрязнения и разрабатывать методы утилизации капролактама и его полимеров и олигомеров.

В настоящее время перспективными считаются методы биохимической диагностики загрязнения, в частности применение биосенсорных методов, сочетающих чувствительность методов биотестирования и операционные характеристики физико-химических сенсоров. Первый подход к созданию биосенсора для детекции капролактама в водных средах представлен в работе Риделя (Riedel), где показана принципиальная возможность получения аналитических сигналов сенсора, основанного на иммобилизованных клетках штамма - деструктора Pseudomonas putida К14 и кислородном электроде, при добавлении капролактама в измерительную ячейку [1]. Способность к окислению капролактама у большинства штаммов бактерий рода Pseudomonas контролируется конъюгативными плазмидами биодеградации капролактама - САР-плазмидами. К настоящему времени описан ряд САР-плазмид, которые отличаются по характеру детерминируемой ими способности к утилизации капролактама и его интермедиатов. Находясь в одном и том же бактериальном хозяине, они в значительной степени различаются по характеру регуляции процесса трансформации указанного ксенобиотика. Гетерогенность плазмид с точки зрения их функциональной экспрессии дает возможность конструирования практически полезных штаммов с повышенной способностью к разложению ксенобиотика;

Использование микроорганизмов в биосенсорных системах предполагает предварительный отбор- наиболее активных в отношении исследуемых субстратов- штаммов. Ранее:немецкими исследователями была показана возможность проведения скрининга микроорганизмов-деструкторов ксенобиотиков при помощи биосенсорных технологий (на основании оценки, их дыхательной активности в присутствии потенциальных субстратов)'[2]; Биосенсорный' подход для экспресс-оценки- окислительной активности штаммов микроорганизмов,, в том числе с разным сочетанием»; «бактериальный хозяин - плазмида», является перспективным; для исследований в области биотехнологии защиты окружающей среды.

Вопрос о биотрансформации олигомеров; капролактама изучен в меньшей степени. Описан1 ряд бактерий^ утилизирующих линейные и циклические олигомеры капролактама, показана принципиальная возможность деградации найлона-6,6 лигнинразрушающими грибами. Однако возможности применения микроорганизмов для биологической очистки сточных вод и отходов производств, содержащих олигомеры капролактама, а также для создания биосенсорных систем, в настоящее, время только исследуется.

Заключение диссертации по теме «Биотехнология», Россинская, Ирина Владимировна

выводы

1. Разработана лабораторная модель биосенсора кюветного типа, которая позволяет проводить сравнительную оценку окислительной активности штаммов — деструкторов капролактама. Рабочие параметры биосенсорной модели на основе штамма Pseudomonas putida BS394(pBS268) составили: pH среды 7,6; концентрация солей буферного раствора 33 мМ; содержание клеток в рецепторном элементе 25 мг (по сырому весу)/мл агарового геля.

2. Впервые показана возможность, применения биосенсорного подхода для быстрого скрининга бактериальных штаммов с различными комбинациями «бактериальный хозяин — САР-плазмида». Выявлено, что на процесс утилизации капролактама большее влияние оказывает выбор бактериального хозяина. ,

3. Получены значения удельных активностей ферментных систем деградации капролактама in vivo для бактериальных штаммов-деструкторов капролактама. Наиболее высокую удельную активность наблюдали для штаммов P.putida BS394(pBS268) и P.putida BS394(pBS265): 0,17±0,02 и 0,16±0,02 мкМ/(мг-мин) соответственно.

4. Разработан и опробован на образцах производственных отходов макет биосенсора проточно-инжекционного типа на основе штамма P.putida BS394(pBS268) для анализа капролактама в водных средах. Основные характеристики биосенсорной системы: длительность единичного измерения 10 мин; нижний предел обнаружения 0,005 мМ; операционная стабильность 5,3 %; долговременная стабильность 10 суток.

5. Впервые выявлен механизм трансформации линейных олигомеров капролактама под действием бактериальных клеток, содержащих плазмиду биодеградации капролактама: окислительное переаминирование до соответствующих дикарбоновых кислот. Показана принципиальная возможность создания биосенсора для детекции линейных олигомеров в водных средах.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

По 'результатам литературного анализа можно заключить, что нерешенными к настоящему времени, однако имеющими важное значение для разработки экспресс-методов контроля степени очистки и методов биологической очистки отходов производств капролактама и полимерных материалов на его основе, являются следующие вопросы:

- выявление влияния видовых и штаммовых различий бактерий и комбинаторики «плазмида-бактериальный хозяин» на деградативную активность штаммов-деструкторов капролактама; поиск метода, позволяющего проводить быстрый скриннинг наиболее активных деструкторов капролактама; исследование фундаментальных закономерностей процессов биодеградации олигомеров капролактама как антропогенных поллютантов окружающей среды, в том числе механизмов приобретения микроорганизмами способности к деградации олигомеров капролактама, генетического контроля и путей деградации олигомеров бактериями различных родов;

- разработка способов оценки эффективности биотрансформации олигомеров капролактама, содержащихся в значительных количествах в промышленных отходах производств полимерных материалов.

Биосенсорные системы вследствие их экспрессности, возможности работы on-line, умеренной стоимости являются хорошей альтернативой существующим методам анализа водных сред. Количество различных типов биосенсоров как сочетаний какой-либо специфической биологической системы и определенного вида преобразователя практически неограниченно.

Биосенсоры на основе целых клеток микроорганизмов (микробные сенсоры) широко используют для экологического мониторинга объектов окружающей среды [73]. Кроме того, такие биосенсоры могут быть использованы не только для аналитических целей, но и для изучения влияния различных факторов на бактериальную клетку in vivo. Благодаря возможности применения "мягких" методов иммобилизации обеспечивается минимальное повреждение клеток микроорганизмов, что дает возможность достоверной оценки прямого воздействия внешних факторов на живые клетки [16].

Выбор бактериальных штаммов-деструкторов капролактама в качестве объекта исследования продиктован актуальностью разработки методов анализа и биологической очистки сточных вод, содержащих данный ксенобиотик. Капролактам - один из наиболее востребованных на мировом рынке и широко используемых химических продуктов, суммарные годовые мощности по его производству в СНГ в 2005 г. составили 446 тыс. тонн. Так, на территории Тульский области расположен один из пяти основных производителей капролактама в СНГ - ОАО «Щекиноазот» (мощность - 50 тыс. тонн капролактама в год).

Целью данной диссертационной работы являлось выявление закономерностей аэробной деградации капролактама и его олигомеров бактериальными штаммами с помощью биосенсорного подхода и разработка макета биосенсора для определения капролактама в водных средах.

Для достижения указанной цели необходимо было решить следующие задачи:

Ьоздать лабораторную модель биосенсорной установки, позволяющую проводить количественную оценку окислительной активности различных бактериальных штаммов - деструкторов капролактама; провести сравнительное изучение окислительной активности бактериальных штаммов с различным сочетанием «бактериальный хозяин — САР-плазмида» с использованием биосенсорной установки;

- выявить корреляцию между параметрами градуир'овочных графиков, полученных с помощью биосенсоров на основе штаммов с различным сочетанием «бактериальный хозяин - САР-плазмида», и удельными активностями ферментных систем in vivo этих бактериальных штаммов; предложить подход для экспресс-оценки окислительной активности микроорганизмов;

- на основе наиболее активного штамма — деструктора капролактама разработать макет микробного сенсора (биосенсора проточно-инжекционного типа) для детекции капролактама в водных средах, определить его аналитические и метрологические характеристики;

- применить разработанный макет биосенсорной установки для экспресс-оценки содержания капролактама в процессе его биологической утилизации в модельных системах и реальных образцах технологических вод и отходов производств;

- показать возможность применения биосенсорного подхода в сочетании с другими физико-химическими методами для изучения процессов микробиологической трансформации олигомеров.

В результате анализа литературных данных по микробной деградации капролактама и его производных в работе в качестве бактерий-деструкторов были выбраны представители рода Pseudomonas, для которых хорошо изучены генетический контроль и ферменты деградации данных ксенобиотиков.

В диссертационной работе, выполненной на базе Тульского государственного университета, бактерии-деструкторы капролактама рода Pseudomonas были использованы как основа лабораторной модели биосенсора, с помощью которого изучали физиолого-биохимические основы и генетический контроль процессов деградации капролактама и его олигомеров, проводили разработку макета биосенсора проточно-инжекционного типа для детекции капролактама (рис. 1.16).

Биосенсорные системы на основе бактерий-деструкторов капролактама разработка лабораторной модели биосенсора кюветного типа I выбор рабочих параметров биосенсора для детекции капрйлактама и выявление наиболее ативного штамма-деструктора изучение регуляция деградации капролактама бактериями с различным сочетанием "бактериальный хозяиин-С АР-плазм ида" исследование процесса трансформации олигомеров капролактама с помощью биосенсорного подхода разработка макета биосенсора проточио-нижекционного тина для определения содержания капролактама в водных средах оценка влияния САР-плазмиды и бактериального хозяина на регуляцию процесса утилизации капролактама выявление пути трансформации олигомеров бактриальными клетками

•о определение содержания капролактама в реальных объектах определение удельных активностей ферментных систем деградации квпррлякмфи?' установление продуктов биотрансформации; олигомеров с помощью масс-. с№КЩ>ометр ии .

Рис.1.16 Схема проводимых исследований На первом этапе проводили разработку лабораторной модели микробного сенсора кюветного типа, позволяющую проводить сравнительную оценку окислительной активности штаммов - деструкторов капролактама, В качестве основы рецепторных элементов биосенсоров использовали пять бактериальных штаммов с различным сочетанием «бактериальный хозяин - С АР-плазм ида». Были получены параметры градуировочных зависимостей биосенсоров на основе исследуемых штаммов (эффективная константа Михаэлиса, коэффициент чувствительности, предел обнаружения, линейный диапазон), которые использовали далее для сравнительной характеристики бактериальных штаммов.

Для пяти исследуемых штаммов по скорости утилизации капролактама определили удельную активность ферментных систем деградации капролактама ш vivo, что позволило выявить наиболее активный штамм-деструктор капролактама. Далее провели сравнительную оценку активностей ферментных систем и параметров градуировочных зависимостей биосенсоров. Было показано, что с помощью микробного биосенсора можно проводить экспресс-оценку активности ферментной системы, отвечающей за деградацию капролактама.

Для • биосенсора на основе бактериального штамма, показавшего на предыдущем этапе исследования наибольшую эффективность деструкции капролактама, определили рабочие параметры биосенсорной модели, такие как рН среды измерения, концентрация солей буферного раствора, содержание клеток в рецепторном элементе. Кроме того, были исследованы операционная и долговременная стабильность и селективность микробного биосенсора юоветного типа. Полученные данные послужили основой для разработки макета биосенсора проточно-инжекционного типа, который применили для анализа промышленных образцов технологических и сточных вод производств, содержащих капролактам.

На завершающем этапе изучали способность исследуемых бактерий к трансформации олигомеров капролактама — веществ, содержащихся в значительных количествах в отходах производств полимерных материалов на основе капролактама (на территории Тульской области - предприятие по производству полимерных волокон «Химволокно», г. Щекино; мощность 17,8 тыс. тонн полиамида-6 в год). Оценили возможность создания биосенсора для детекции олигомеров в водных средах. С целью выявления пути трансформации линейных олигомеров провели инкубацию линейных олигомеров с исследуемыми бактериальными клетками с последующей идентификацией продуктов трансформации методом масс-спектрометрии.

ГЛАВА 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ 2.1 Биосенсорные измерения

Для определения концентрации органических соединений применяли микробные сенсоры на основе кислородного электрода, в основе работы которых лежит регистрация изменения дыхательной активности бактериальных клеток, иммобилизованных на поверхности электрода, в присутствии субстратов. Ток восстановления кислорода на платиновом катоде прямопропорционален концентрации кислорода в приэлектродном пространстве. При добавлении субстрата (например, капролактама) в измерительную кювету происходит его окисление, вследствие чего снижается концентрация Ог. При биосенсорных исследованиях регистрацию сигнала сенсора проводят, как правило, по максимальной скорости изменения силы тока и/или по величине амплитуды изменения силы тока. При этом для построения графических зависимостей используют систему координат «ответ сенсора — концентрация субстрата».

В исследованиях применяли два режима измерений: кюветный и проточно-инжекционный. Типичные отклики сенсоров (графическое отображение изменений силы тока) приведены на рис. 3.4 и 3.19. При юоветном режиме измеряемым параметром (ответом сенсора) являлась максимальная скорость изменения силы тока (нА/с), при проточно-инжекционном - амплитуда изменения силы тока (нА). I

2.1.1 Формирование рецепторного элемента

Клетки бактерий осаждали центрифугированием (8000 об/мин, центрифуга «MiniSpin» (Eppendorf, Германия), 10 мин), отмывали 33 мМ фосфатным буфером рН=7,6 (соли Na2HP04 и КН2РО4, Диа-М, Россия), сырую массу клеток разбавляли в 5 раз (по массе) буферным раствором, полученную суспензию смешивали в соотношении 1:7 с 2% агаровым гелем (агар-агар бактериологический, Диа-М, Россия), охлажденным до 50°С. Полученную смесь выдерживали при температуре 20-24 °С в течение часа до полного застывания геля и отделяли фрагмент толщиной 1 мм и диаметром 5 мм. Подготовленный биорецепторный элемент помещали на поверхность кислородного электрода (ЗАО "Кронас", Москва) и фиксировали с помощью капроновой сетки. Содержание клеток в агаровом геле составляло 25 мг сырого веса клеток/мл, что соответствует 9x10 КОЕ/мл.

2.1.2 Кюветный способ регистрации сигнала В качестве преобразователя использовали гальваностат-потенциостат 1РС2000 (ЗАО "Кронас", Москва): рабочий потенциал -700 мВ; объем кюветы 4 мл. Используемый буферный раствор - фосфатный, рН=7,6, концентрация солей 33 мМ; перемешивание магнитной мешалкой 200 об/мин; ввод пробы осуществляли автоматическими микропипетками переменного объема (20-200 мкл, 200-1000 мкл) («ЛЕНПИПЕТ», Россия).

2.1.3 Проточно-инжекционный способ регистрации сигнала Клеточное дыхание регистрировали с помощью проточно-инжекционного анализатора растворённого кислорода «БиоланЮЮ», используя кислородный электрод Кларка (ЗАО "Кронас", Москва), на I поверхности которого располагали рецепторный элемент. Рабочий потенциал -700 мВ; скорость протока 0,6 мл/мин; объём пробы 50 мкл; общее время анализа 300 секунд; 100 секунд - предпромывка системы; 100 секунд -конечная промывка системы. Для работы использовали фосфатный буферный раствор рН=7,6, концентрация солей 33 мМ.

Обработка результатов проводилась с помощью встроенной программы «Вю1ап1010».

2.2 Калибровка биосенсора При определении содержания капролактама в модельных растворах и образцах промышленных отходов биосенсорным методом в качестве референтных использовали методы тонкослойной хроматографии и фотометрии.

2.2.1 Тонкослойная хроматография Измерение концентрации капролактама проводили согласно [20]. 100 мкл анализируемой пробы разбавляли до 10 мл, подкисляли добавлением 100 мкл ледяной уксусной кислоты и экстрагировали хлороформом (х.ч.) дважды по 5 мл в течение 2 мин. Хлороформенный экстракт упаривали до5 объема 1 мл. Аликвотную часть 50 мкл наносили на пластинку силуфол с помощью хроматографического шприца. Пластинку помещали в хроматографическую камеру с подвижным растворителем (хлороформ — уксусная кислота 40:1). После окончания операции хроматографирования- пластинку извлекали из камеры, высушивали до удаления паров растворителя и проявляли спиртовым раствором нингидрина.* Затем пластинку экспонировали при 130°С в течение 301 мин. Количественное определение осуществляли по площади пятна по предварительно построенному калибровочному графику.

2.2.2 Фотометрический метод Содержание капролактама проводили фотометрическим методом с гидроксиламином согласно [72]. Отбирали 50 мл анализируемой сточной воды, переносили в колбу вместимостью 100 мл и нейтрализовали 0;1 н раствором кислоты, или щелочи. Добавляли 20 мл 3 М раствора гидрохлорида гидроксиламина, 5 мл 1 н раствора гидроксида натрия, присоединяли к колбе обратный холодильник и кипятили 30 мин. После охлаждения к раствору добавляли^,5 мл 2 н раствора соляной-кислоты, 15 мл 10% раствора хлорида железа (III) и доводили объем до 100 мл. Через 10 мин измеряли оптическую плотность при А,=500 нм в кюветах с толщиной слоя 1 см. Количественное определение осуществляли по предварительно построенному калибровочному графику.

2.3 Определение удельной активности ферментной системы деградации капролактама

Удельные активности ферментных систем бактерий-деструкторов определяли по убыли концентрации капролактама при инкубации с бактериальными- клетками. Для этого в реакционный сосуд помещали суспензию клеток (концентрация клеток 190 мг сырого веса/мл, что соответствует 2x109 КОЕ/мл) в буферном растворе (33 мМ фосфатный буфер, рН=7,6), затем добавляли е-капролактам до конечной концентрации 2,5 мМ.

Общий объеме реакционной смеси' 1 мл. Измерения проводили при 20°С и постоянном перемешивании. На начальной стадии1 и через, 60 минут с ♦ момента добавления отбирали 300 мкл раствора, центрифугировали 5 мин, 12000 об/мин. В'- супернатанте определяли: концентрацию капролактама методом тонкослойной! хроматографии; [20] и биосенсорным методом. За удельную активность ферментной системы in vivo принимали изменение концентрации, субстрата за единицу времени (мин),, отнесенную к сырой" массе клеток (мг).

2:4 Практическое применение биосенсорных систем 2.4.1 Определение концентрации капролактама в образцах промышленных отходов В работе использовали образцы двух типов — технологические воды цеха' предприятия по;, производству капролактама, полученные на. предприятии, «Щекиноазот», г. Щёкино (образец №1), и капролактам-олигомерный концентрат (КОК) предприятия;но производству полимерных, волокощ предприятие «Химволокно», г. Щекино (образец №2). Концентрацию7 капролактама; в, образцах определяли с помощью биосенсора на основе P.putida BS394(pBS268), фотометрическим- методом; и методом тонкослойной хроматографии.

2.4.2. Оценка степени биодеградации капролактама в образцах промышленных отходов Для определения степени биодеградации капролактама образцы; разбавляли фосфатным- буфером так, чтобы концентрация содержащегося в них. капролактама' составляла 2 мМ; Клетки штамма-деструктора P.putida BS394(pBS268) добавляли в количестве 2,3x109 КОЕ/мл. Смесь, инкубировали при 24°С в течение 6 ч, после чего отбирали» пробы, клетки? удаляли центрифугированием, в супернатанте определяли; содержание капролактама биосенсорным методом.

2.5 Определение пути биотрансформации олигомеров

2.5.1 Оценка способности бактериальных клеток к росту на олигомерах Культивирование бактерий P.putida BS394(pBS268) проводили на жидкой минеральной среде Эванса (Е) с добавлением олигомеров капролактама в качестве единственных источников углерода и энергии. Линейные олигомеры добавляли в количестве 0,05-0,1%. Среду стерилизовали автоклавированием в течение 30 мин при 1 атмосфере. Необходимый для роста ауксотрофных штаммов цистеин добавляли в концентрации 50 мкг/мл. Культивирование культуры осуществляли на орбитальном шейкере-инкубаторе BIOSAN ES-20/60 (Латвия) при 28°С и скорости вращения 180 об/мин.

2.5.2 Инкубация бактерий-деструкторов капролактама в присутствии олигомеров

Изучение процесса трансформации олигомеров бактериальным штаммом P.putida BS394(pBS268) проводили в условиях длительной инкубации бактериальных клеток в присутствии субстрата (табл.2.1). Клетки штамма-деструктора капролактама P.putida BS394(pBS268) добавляли в фосфатный буферный раствор, содержащий 2 мМ линейного олигомера, в количестве 2,3x109 КОЕ/мл. Смесь инкубировали при 24°С в течение 24-48 ч при постоянном перемешивании.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Россинская, Ирина Владимировна, 2008 год

1.Riedel К., Naumov .A.V., Grishenkov V.G., Boronin A.M., Stein H.J., Scheller F., Mueller H.-G. Plasmid-containing microbial sensor for e-caprolactam // Appl. Microbiol Biotechnol. 1989. № 31. P. 502-504

2. Beyersdorf-Radeck В., Riedel K., Karlson U., Bachmann T.T., Schmid R.D.

3. Screening of xenobiotic compounds degrading microorganisms using biosensor techniques // Microbiol Res. 1998. V. 153. №3. P. 239-243 З.Овчинников В.И., Ручинский P.P. Производство капролактама. М.: Химия. 1977. 263 с. .

4. Леванова С.В., Герасименко В.И., Глазко И:Л., Соколов А.Б.,

5. Сумарченкова И.А., Канаев А.В. Синтез сложных эфиров из жидких отходов производства капролактама // Рос. Хим. Ж. (Ж. Рос. Хим.об-ва им. Д.И. Менделеева). 2006. Т.1. №3. С.37-42

6. Глазко И. Л., Леванова С. В., Канаев А. В., Сабитов С. С., Петров Г. Г.,

7. Носикова Е. А. Оптимизация стадии дистилляции, капролактама // Рос. хим. ж. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева). 2006. Т. 1. № 3. С.59-64

8. Соколов А.Б., Печатников М;Г., Крижановский А.С., Петров Г.Г.

9. Комбинирование химических и биологических способов очистки капролактамсодержащих стоков // Рос. хим. ж. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева). 2006. Т. 1. № 3. С.48-53

10. Наумова Р.П. Разрушение в-капролактама бактериями // Прикладнаябиохимия и микробиология. 1969. Т.5. Вып.1. С. 43-46

11. Колесов Ю.Ф. // Изв. высш. уч. заведений: Строительство иархитектура. 1971. Т.6. С. 127

12. Kulkarni R.S., Kanekar P.P. Bioremediation of e-caprolactam from nylon-6waste water by use of Pseudomonas aeruginosa MCM B-407 // Current microbiology. 1998. V. 37. P.191-194

13. Steinbechel A. Biopolymers // Matsumura S. (eds.): Vol. 9: Miscellaneous Biopolymers and Biodégradation of Synthetic Polymers. Euro: Wiley-VCH, Weinheim. 2002. 598 p.

14. П.Наумова Р.П. Микробный метаболизм неприродных соединений. Казань: Изд-во КГУ. 1985. 126 с.

15. Shama G., Wase D.AJ. The biodégradation of caprolactam and some related compounds. A review // International Biodeterioration Bulletin ISSN 0020-6164. 1981. V.17. №1. P.l-9

16. Яковлев C.B., Карелин Я.Н., Ласков Ю.М., Воронов Ю.В. Очистка производственных сточных вод. М.: Стройиздат. 1985. 333 с.

17. Мишуков Б.Г. Биологическое удаление азота и, фосфора из городских сточных вод // Вода и экология: проблемы и решения. 2004. №3. С. 1518

18. Baxi N.N., Shah А.К. Biological treatment of the components of solid oligomeric waste from a nylon-6 production plant // World Journal of Microbiology & Biotechnology. 2000. V. 16. P. 835-840

19. Baxi N.N., Shah А.К. e-Caprolactam-degradation by Alcaligenes faecalis for. bioremediation of wastewater of a nylon-6 production plant // Biotechnology Letters. 2002. V.24. P. 1177-1180

20. Churacek J., Riha J., Jurecek M. N,N-Dimethyl-p-aminobenzenazobenzoyl chloride as a new reagent for the identification of alcohols (in German) // Fresenius Z Anal Chem. 1970. V. 249. P. 120-121

21. Тихомирова Ю.М., Безвершенко В.И., Архангельский Д.Н. // Химические волокна. 1966. №6. С.37

22. A.c. 1679362 СССР, МКИ G 01 N 30/02. Способ количественного определения капролактама в водных растворах / Э.Д. Мактаз,. JI.E. Ботвинова (СССР). 4673772/25; Заявлено 4.04.89; Опубл. 23.09.91. Бюл. № 35.-2 с.

23. Воронин A.M., Грищенков В.Г., Кулаков Л.А., Наумова Р.П. Характеристика плазмиды pBS271, контролирующей деградацию в-капролактама бактериями рода Pseudomonas II Микробиология. 1986.

24. Т.55. Вып. 2. С. 231-236 »

25. МУК 4.1.1209-03. Разработаны Сотниковым Е.Е., Малышевой А.Г., Кирьяновой Л.Ф., Каменецкой Д.Б. (Москва). Газохроматографическое определение е-капролактама в воде. 2003. 7 с.

26. Сборник Н.С. Аналитический контроль производства в азотной промышленности. М.: Химия. 1986. Вып. 6. 102 с.

27. Prijambada I., Negoro S., Yomo Т., Urabe I. Emergence of nylon oligomer degradation enzymes in Pseudomonas aeruginosa РАО through experimental evolution // Applied and Environmental Microbiology. 1995. V.61. №5. P.2020-2022

28. Kulkarni R.S., Kanekar P.P. Effect of some curing agents on phenotypic stability in Pseudomonas putida degradation e-caprolactam // World Journal of Microbiology and Biotecnology. 1998. V. 14. P. 255-257

29. Беспамятнов Г.П. Кротов Ю.А. Предельно допустимые концентрации химических веществ в окружающей среде: Справочник. Д.: Химия, 1985. 528 с.

30. Грищенков В.Г., Аминов Р.И., Воронин A.M. Конкурентные взаимодействия в смешанных культурах изогенных штаммов Pseudomonas putida В S394, несущих четыре разные природные плазмиды утилизации капролактама // Микробиология. 1993. Т.62. Вып.З. С. 460-468

31. Есикова Т.З., Грищенков В.Г., Воронин A.M. Плазмиды деградации капролактама // Микробиология. 1990. Т.59. Вып. 4. С. 547-552

32. Есикова Т.З., Грищенков В.Г. Регуляция экспрессии плазмидных детерминантов, ответственных за деградацию капролактама бактериями рода Pseudomonas II Микробиология. 1992. Т.61. Вып.5. С.843-851

33. Kinoshita S., Okada H. Degradation of e-caprolactam by subcellular fraction of Achromobacter guttatus II J. Ferment. Technol. 1973. V.51. P. 753-756

34. Negoro S. Biodégradation of nylon oligomers // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2000. V. 54. P. 461-466

35. Shevtsova I.I. The use of caprolactam by yeasts // Visn. Kiyyiv. Univ. Ser. Biol. 1969. V. 11. P. 149-151

36. Наумова Р.П., Голованова Э.В., Губернаторова В.А., Волков Б.В. Контроль биохимической очистки стоков производства капролактама // Вест. техн. и экон. информации. 1963. №8. С. 30

37. Fukumura Т. Bacterial breakdown of e-caprolactam and its cyclic oligomers // Plant Cell Physiol. 1966. V.7. P. 93-104

38. Наумова Р.П. Изучение превращения капролактама бактериями // Итоговая научная аспирантская конференция: Тезисы докладов. Казань. 1964 г. 65 с.

39. Наумова Р.П. Превращение капролактама бактериями: Автореф. дисс. канд. биол. наук. Казань. 1966. 30 с.

40. Kinoshita S., Kageyama S., Iba К., Yamada Y., Okada H. Utilisation of cyclic and linear oligomers of e-aminocapronic acid by Achromobacter guttatus KI72 // Agr. Biol. Chem. 1974. V.39. №6. P. 1219-1223

41. Наумова Р.П., Белов И.С. Превращение s-аминокапроновой кислоты при бактериальном разрушении капролактама // Биохимия. 1968. Т.ЗЗ. С. 946

42. Boronin A.M., Naumova R.P., Grishchenkov V.G., Ilijunskaya O.N. Plasmid specifying e-caprolactam degradation in Pseudomonas strains // FEMS Microbiol. Lett. 1984. V. 22. P. 167-171

43. Davey J.F., Trudgill P.W. The metabolism of trans-cyclohexan-1,2-diol by an Acinetobacter species 11 Eur. J. Biochem. 1977. V.74. P. 115-127

44. Есикова Т.З. Плазмиды биодеградации s-капролактама бактерий рода Pseudomonas: Дисс. канд. биол. наук. Пущино. 1990. 133 с.

45. Esikova T.Z., Grishchenkov V.G., Kulakov L.A., Morenkova M.A., Boronin A.M. Incompatibility groups of epsilon-caprolactam biodégradation plasmids from bacteria of Pseudomonas genus // Mol Gen Mikrobiol Virusol. 1990. №4. P. 25-33

46. Перт С. Дж. Основы культивирования микроорганизмов и клеток. Пер. с англ. Петровой Т.А., Позмоговой И.Н./ Под ред. Работновой И.Л. М.: Мир. 1978. 325 с.

47. Наумова Р.П., Есикова Т.З., Ильинская О.Н. Метаболизм капролактама у псевдомонад в связи с его плазмидной обусловленностью //Микробиология. 1988. Т.57. Вып. 3. С. 426-430

48. Herai S., Hashimoto Y., Higashibata'Н., Maseda H., Ikeda H., Omura S., Kobayashi M. Hyper-inducible expression system for streptomycetes // Applied Biological Sciences. 2004. V. 101. №39. P. 14031-14035

49. Литвиненко Л.А., Петрикевич С.Б., Кравчук A.B., Грищенков В.Г. Катаболизм капролактама и' его интермедиатов производными штамма Pseudomonas putida В S394, содержащими различные сар-плазмиды //Микробиология. 1993. Вып.З. С. 447-452

50. Kinoshita S., Muranaka М., Okada Н. // J. Ferment. Technol. 1975. V. 53. 223-229

51. Deguchi Т., Yoshihisa К., Kakezawa M., Nishida T. Purification and characterization of a nylon-degrading enzyme // Appl Environ Microbiol. 1998. V. 64. №4. P. 1366-1371

52. Fukumura T. Hydrolysis of cyclic and linear oligomers of 6-aminocaproic acid by a bacterial cell extract // Journal of Biochemistry. 1966. №59. P. 531-536

53. Negoro S., Taniguchi Т., Kanaoka M., Kumura H., Okada H. Plasmid-determined enzymatic degradation of nylon oligomers // J. Bacteriol. 1983. V. 155. P. 22-31

54. Tsuchiya K., Fukuyama S., Kanzaki N., Kanagawa K., Negoro S., Okada^ H. High homology between 6-aminohexanoate-cyclic-dimer hydrolases of Flavobacterium and Pseudomonas strains // J. Bacteriol. 1989. V. 171. P. 3187-3191

55. Negoro S., Shinagawa H., Nakata A., Kinoshita S., Hatozaki Т., Okada H. Plasmid control of 6-aminohexanoic acid cyclic dimer degradation enzymes of Flavobacterium sp. strain KI72 // J. Bacteriol. 1980. V. 143. P. 238-245

56. Obst M., Steinbüchel A. Microbial degradation of Poly(aminoacid)s // Biomacromolecules. 2004. №5. P. 1166-1176

57. Kinoshita S., Terada T., Taniguchi T., Takene Y., Masuda S., Matsunaga N., Okada H. Purification and characterization of 6-aminohexanoic acid oligomer hidrolase of Flavobacterium sp. KI72 // Eur. J. Biochem. 1981. V.116. P.547-551

58. Kato K., Fujiyama K., Hatanaka H., Prijambada I., Negoro S., Urabe I., Okada H. Amino acid alteration essential for increasing the catalytic activity of nylon-oligomer-degradation enzyme of Flavobacterium sp. II Eur. J. Biochem. 1991. V.200. P. 165-169

59. Okada H., Negoro S., Kumura H., Nakamura S. Evolutionary adaptation ofplasmid-encoded enzymes for degrading nylon oligomers // Nature. 1983.1. V.306. №10. P. 203-206

60. Kanagawa K., Oishi M., Negoro S.5 Urabe I., Okada H. Characterisation of the 6-aminohexanoate-dimer hydrolase from Pseudomonas sp. NK87 // J. Gen. Microbiol1. 1993 V. 139. P. 787-795

61. Fukumura T., Takeuchi M.5 Banno I. Stepwise loss of e-aminicaproic acid cyclic dimer in Alcaligenes species D-2 // European Journal of Applied Microbiology and Biotechnology. 1982. V. 14. P. 120-124

62. Yasura K.5 Uedo Y., Takeo M.5 Kato D., Negoro S. Genetic organization of nylon-oligomer-degrading enzymes from alcalophilic bacterium,

63. Agromyces sp. KY5R // J. of bioscience and bioengineering. 2007. V.104. № 3. P.521-524.

64. Kinoshita S., Negoro S., Muramatsu M., Bisaria V.S., Sawada S., Okada H. 6-aminohexanoic acid cyclic dimmer hydrolase: A new cyclic amide hydrolase produced by Acromobacter gyttatus KI72 // Eur. J. Biochem. 1977. V. 80. P. 489-495

65. Kawai F. Sphingomonads involved in biodégradation of xenobiotic polymers // Journal of Industrial Microbiology & Biotechnology. 1999. V. 23. P. 400-407

66. Kawai F. Microbial aspects of the degradation of water-soluble synthetic polymers//Macromol Symp. 1997.V. 123. V. 177-187

67. Гершкович А.А., Кибирев В.К. Синтез пептидов. Реагенты и методы. -Киев: Наукова думка. 1992. 360 с.

68. Dunn H.W., Gunsalus I.C. Transmissible plasmids coding early ensymes of naphthalene oxidation in Pseudomonas putida II J. Bacteriol. 1973.V.114. P. 974-979

69. Evans C.G.T., Herbert D., Tempest D.W. The continuous cultivation of microorganisms: II. Construction of a chemostat // Methods Microbiol. 1970. V.2. P.277-327

70. Лурье Ю.Ю. Аналитическая химия промышленных сточных вод. — М.:Химия. 1984. 448 с.

71. Решети лов А.Н. Биосенсоры в России: монография / А.Н. Решетилов, В.А. Алферов, Т.А. Решетилова, О.Н. Понаморева. Тула: Изд-во ТулГУ. 2007. 111 с.

72. Спицын А.П., Райнина Е.И., Лозинский В.И., Спасов С.Д. Иммобилизованные клетки микроорганизмов. М.: Изд-во МГУ, 1994.-288 с.

73. Борисов И.А. Лобанов А.В., Решетилов А.Н., Курганов Б.И. Количественный анализ калибровочных зависимостей биосенсоров // Прикладная биохимия и микробиология. 2000. Т. 36. №3. С. 256-262

74. Matsushita К., Hiroaki Ebisuya, M. Ameyama, O.Adachi. Change of the terminal oxidase from cytochrom al in shaking culture to cytochrom о in static culture of Acetobacter aceti II Journal of bacteriology. 1992. V.174. N.l.P. 122-129

75. Yasui Y., Suneya Y., Mori A. Behavour of acetic acid bacteria grown in surface culture toward oxygen // J. Ferment. Technol. 1978. V. 56. P. 266272

76. Пуста K.A., Решетилов A.H. Физиолого-биохимические особенности Gluconobacter oxydans и перспективы использования в биотехнологии и биосенсорных системах // Прикладная биохимия и микробиология. 1998. Т. 34. N4. С. 339-353

77. Современная микробиология. Прокариоты. Под ред. Й.Ленгеля, Г. Древса и Г. Шлегеля. Т.1 М.: Мир. 2005

78. Биотехнология: Микробиологическое производство биологически активных веществ и препаратов / Под ред. Н.С. Егорова, В.Д. Самуилова. М.:Высш.шк. 1987 - 143 с.