Закономерности функционирования ферментных систем микроорганизмов как биокатализаторов в амперометрических биосенсорах тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, доктор химических наук Понаморева, Ольга Николаевна

• Понаморева, Ольга Николаевна
• доктор химических наук
• 2013

Оглавление диссертации доктор химических наук Понаморева, Ольга Николаевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. БИОЭЛЕКТРОХИМИЧЕСКОЕ ОКИСЛЕНИЕ УГЛЕВОДОВ И СПИРТОВ УКСУСНОКИСЛЫМИ БАКТЕРИЯМИ вШСОМОВАСТЕК ОХУОАЫБ

1.1. Потенциал бактерий СЫсопоЬаМег как биокатализаторов при разработке медиаторных биосенсоров и биотопливных элементов: обоснование выбора объекта исследований

1.1.1. Физиолого-биохимические особенности уксуснокислых бактерий рода аисопоЬас1ег

1.1.1.1. Особенности дыхательной цепи

1.1.1.2. Метаболизм углеводов и спиртов

1.1.1.3. Характеристика мембранных дегидрогеназ

1.1.2. Биоэлектрохимические системы на основе уксуснокислых бактерий ЫисопоЬаМег. обзор разработанных устройств и подходов к их созданию

1.1.2.1. Биосенсоры на основе СЫсопоЬасгег

1.1.2.2. Микробные топливные элементы на основе Glucon.oba.cter

1.2. Восстановление искусственных акцепторов электронов ферментными системами целых клеток аисопоЬаМег

1.2.1. Редокс-красители для определения их метаболической активности микроорганизмов: обоснование методики исследования

1.2.2. Конкуренция кислорода и искусственных акцепторов за электроны мембранных оксидоредуктаз СЫсопоЪаШг охуйат

1.2.3. Эффективность искусственных акцепторов электронов при окислении глюкозы бактериями СЫсопоЬасгег охуйат

1.2.4. Анализ субстратной специфичности бактерий Glucon.oba.cter охуйат при взаимодействии с искуссвенным акцептором электронов

1.2.5. Сравнительная характеристика целых клеток С1исопоЬас1ег охус1ат и их ферментных фракций как биокатализаторов окисления глюкозы и

этанола в присутствии искусственных акцепторов электронов

1.3. Анализ процессов биоэлектрохимического окисления субстратов уксуснокислыми бактериями аисопоЬаМег охуйат (медиаторный биоэлектрокатализ)

1.3.1. Оценка возможности использования редокс-соединений как медиаторов переноса электронов в биосенсорах на основе бактерий СШсопоЬаШг охус1ат методом вольтамперометрии

1.3.2. Субстратная специфичность бактерий аисопоЪасгег охус1ат в условиях биоэлектрохимического окисления при участии медиаторов электронного транспорта

1.3.3. Моделирование процессов электрокаталитического окисления глюкозы иммобилизованными бактериями Glu.conoba.cter охуйат

1.3.3.1. Скоростьопределяющие стадии окисления субстратов иммобилизованными на поверхности электрода бактериями в условиях функционирования медиаторного биосенсора

1.3.3.2. Биоэлектрокаталитическое окисление субстратов в системах с иммобилизованными бактериями - механизм «пинг-понг». Эффективность медиаторов

ГЛАВА 2. ИММОБИЛИЗОВАННЫЕ МИКРООРГАНИЗМЫ -ДЕСТРУКТОРЫ КАПРОЛАКТАМА КАК БИОРАСПОЗНАЮЩИЕ

ЭЛЕМЕНТЫ БИОСЕНСОРОВ

2.1. Методы анализа капролактама в водных средах и биохимические основы деградации капролактама и его олигомеров (обзор): отправные точки для исследования

2.1.1 Физико-химические методы определения 8-капролактама в водных

средах

2.1.2. Биодеградация капролактама и олигомеров аминокапроновой кислоты

2.1.2.1. Биохимические и генетические аспекты катаболизма капролактама

2.1.2.2. Ферменты деградации нейлоновых олигомеров

2.2. Скрининг бактерий с различными сочетаниями «САР-плазмида -бактериальный хозяин» по окислительной активности

2.3. Трансформация линейных олигомеров е-аминокапроновой кислоты бактериями-деструкторами капролактама

2.3.1. Дыхательная активность бактерий-деструкторов капролактама в присутствии олигомеров

2.3.2. Трансформация олигомеров бактериями-деструкторами капролактама: масс-спектрометрическое исследование

3.3.3. со-Трансаминазная активность бактерий в присутствии 6-аминогексаноата и димера 6-аминогексаноата

ГЛАВА 3. БИОСЕНСОРЫ ДЛЯ ЭКОЛОГИЧЕСКОГО МОНИТОРИНГА

3.1. Микробные биосенсоры в экотоксикологии: принципы функционирования и практическое применение (обзор)

3.1.1. Биосенсоры для оценки токсичности среды и определения токсикантов

3.1.2. БПК-биосенсоры

3.2. Микробный сенсор для мониторинга содержания капролактама в стоках

3.2.1. Макет микробного сенсор кюветного типа для детекции капролактама

3.2.2. Макет биосенсора проточно-инжекционного типа

3.3. Микробный биосенсор и методика для оценки токсичности продукции

бытового назначения

3.4. Медиаторные биосенсоры на основе уксуснокислых бактерий и выделенных из них мембранных фракций для определения суммарного

содержания Сахаров, спиртов и БПК

3.4.1. Микробный медиаторный биосенсор

3.4.1.1. Выбор рабочих параметров функционирования микробных сенсоров

3.4.1.2. Долговременная и операционная стабильность микробных медиаторных биосенсоров

3.4.2. Медиаторный биосенсор на основе мембранных фракций бактерий

3.4.2.1. Выбор рабочих параметров функционирования медиаторного

ч

биосенсора на основе мембраной фракции бактерий аисопоЬаМег охус1ат

3.4.2.2. Долговременная и операционная стабильность медиаторных биосенсоров на основе мембранной фракции бактерий аисопоЬас1ег охуйат

ч 3.4.3. Характеристики макетов БПК-биосенсоров

ГЛАВА 4. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

4.1. Реактивы и материалы

4.2. Биокатализаторы как основа биораспознающих элементов биосенсоров: штаммы микроорганизмов, питательные среды, условия культивирования, буферные растворы, ферментные фракции бактерий

4.2.1. Штаммы микроорганизмов

4.2.2. Среды и условия культивирования микроорганизмов

4.2.3. Буферные растворы

4.2.4. Выделение ферментных структур бактерий СЫсопоЬасгег охус1ап8

4.3. Взаимодействие искусственных акцепторов электронов с уксуснокислыми бактериями

4.3.1. Дегидрогеназная активность ферментных фракций бактерий

4.3.2. Скорости восстановления редокс-красителей целыми клетками бактерий

4.4. Амперометрические методы регистрации окислительной активности иммобилизованного биоматериала

4.4.1. Биоэлектрохимические системы с медиаторным переносом электронов

4.4.2. Регистрация дыхательной активности иммобилизованных микроорганизмов-деструкторов капролактама с помощью амперометрического кислородного датчика

4.5. Методы определения капролактама и степени его деградации

4.5.1. Тонкослойная хроматография растворов капролактама

4.5.2 Фотометрический метод определения капролактама

4.5.3. Газохроматографическое определение капролактама

4.5.4. Определение концентрации капролактама в образцах промышленных отходов

4.5.5. Оценка степени биодеградации капролактама в образцах промышленных отходов

4.6. Масс-спектрометрический анализ биодеградации олигомеров 6-аминогексановой кислоты

4.7. Трансаминазная активность

4.8. Оценка токсичности образцов бытовой продукции

4.8.1. Пробоподготовка образцов продукции бытового назначения

4.8.2. Дыхательная активность микроорганизмов как тест-функция для оценки токсичности

4.8.3. Референтные методы для гигиенической оценки продукции

бытового назначения по химическому фактору

4.9. Определение БПК5 модельных и реальных образцов

4.9.1. Стандартный метод разбавления

4.9.2. Моделирование процесса спиртового брожения

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Закономерности функционирования ферментных систем микроорганизмов как биокатализаторов в амперометрических биосенсорах»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Ежегодно в окружающую среду выбрасываются сотни новых загрязняющих веществ с неизученным влиянием на человека. Ужесточение требований к их нормированию приводит к необходимости проведения сложных и дорогостоящих исследований по экологической безопасности [1]. В экологии и токсикологии предпочтительно комплексное использование различных методов анализа: физико-химических, биохимических, биологических [2, 3]. Физико-химические методы позволяют с высокой точностью и селективностью определять индивидуальные вещества, однако не дают прямой информации о биологической опасности ксенобиотиков и не позволяют адекватно оценить действие веществ на окружающую среду и на человека, так как не учитывают синергические, антагонистические и потенциальные эффекты неизвестных соединений [4]. Биохимические методы анализа основаны на специфических взаимодействиях биологических макромолекул между собой или с другими соединениями в анализируемых образцах. Эти взаимодействия сопровождаются изменениями в системе, которые можно зарегистрировать с помощью физико-химических преобразователей. Биологические макромолекулы можно рассматривать как химические соединения, поэтому биохимические методы анализа позволяют определять содержание специфических соединений в пробе с высокой чувствительностью, что является их главным достоинством [5]. Следует отметить, что в качестве биочувствительного компонента могут выступать не только индивидуальные биологические молекулы, но и биологические системы, например, органеллы, целые клетки и ткани. Однако, как и физико-химические, биохимические методы не позволяют оценить токсическое действие анализируемого образца. Биологические методы анализа - методы качественного обнаружения, основанны на применении живых организмов в качестве аналитических индикаторов [6]. Живые организмы всегда обитают в

среде строго определенного химического состава и в условиях воздействия определенных факторов окружающей среды. Если нарушить этот состав, то живая система через некоторое время подаст определенный сигнал. Живые организмы в этом случае выступают в роли индикаторов или тест-объектов. Биологические методы анализа можно разделить на две группы: биоиндикация и биотестирование. Биоиндикация - обнаружение и определение экологически значимых антропогенных нагрузок на основе реакций на них живых организмов непосредственно в среде обитания [7]. Биотестирование - это процедура установления токсичности исследуемого объекта с помощью живых организмов в лабораторных условиях [8]. Для этого используют реакции живых организмов (тест-функции). Большинство биологических методов позволяют только оценить качество среды, но не позволяют проводить количественное определение токсикантов. В то же время получаемая с помощью этих методов информация характеризуется интегральным характером восприятия и отражением всех токсических воздействий, обусловленных совместным присутствием токсикантов. В 2010 году странами-членами таможенного союза приняты Единые санитарно-эпидемиологические и гигиенические требования [9], направленные на обеспечение безопасности продукции, и многие разделы этого документа включают такой показатель как токсичность. Однако существующие методы экспресс-оценки токсичности имеют свои ограничения. Принятие Регламента №1907/2006 Европейского Парламента и Совета ЕС от 18 декабря 2006, касающегося правил регистрации, оценки, санкционирования и ограничения химических веществ (REACH), также подталкивает развитие токсикологических методов биотестирования [10].

Таким образом, разработка эффективных методов биотестирования для оценки токсичности является одним из приоритетных направлений аналитической биотехнологии. Сопряжение биологических и биохимических компонентов с физико-химическими преобразователями позволяет

разрабатывать биоаналитические системы (биосенсоры) и новые методы биотестирования на их основе [11]. Биосенсор - это интегральная система, которая способна воспринимать и преобразовывать специфичную количественную или полуколичественную аналитическую информацию с использованием биологического распознающего элемента, находящегося в тесном контакте с преобразователем. Биосенсор отличается от любой биоаналитической системы, прежде всего, тем, что при его использовании в анализе нет необходимости в дополнительных процедурах пробоподготовки [12]. Техническое решение методов анализа с применением биосенсоров упрощено по сравнению с физико-химическими, биохимическими методами анализа и биологическими методами оценки токсичности.

В качестве биораспознающего компонента в биосенсорах может использоваться различный биоматериал, как биологические макромолекулы (ферменты, иммунокомпоненты, ДНК и т.д.), так и живые объекты (срезы тканей, клетки, органеллы). Принципы функционирования молекулярных биосенсоров основаны на биохимических взаимодействиях, т.е. с их помощью реализуются биохимические методы анализа. Целоклеточные биосенсоры можно рассматривать и как инструменты для реализации биохимических методов, и как инструменты биотестирования. В качестве тест-объектов и биочувствительных элементов наиболее часто используют клетки микроорганизмов. Микроорганизмы - это живые датчики, реакция которых зависит от взаимодействия целой группы факторов, оперативно отражая множество тонких и важных изменений в окружающей среде [13, 14]. Несмотря на то, что первые микробные сенсоры созданы в 70-е годы прошлого столетия, исследования по разработке таких биоаналитических устройств активно продолжаются и в настоящее время [15-17]. Микробные сенсоры нашли применение, прежде всего, в экотоксикологии. По имеющимся прогнозам мировой рынок биосенсоров достигнет 12 миллиардов долларов США к 2015 году, при этом сектор рынка биосенсоров

для мониторинга окружающей среды неуклонно растет и составит в 2016 году 14,6% от всего рынка биосенсоров по сравнению с 12,6% в 2009 году [18]. Исследование закономерностей функционирования микроорганизмов-деструкторов ксенобиотиков и их ферментных систем как биокатализаторов является необходимым этапом при разработке биосенсоров для экотоксикологического анализа.

Одной из важных проблем в экологии является загрязнение природных водоемов сточными водами биотехнологических производств, в особенности спиртовых. Преобладающая часть современных технологий производства этилового спирта до сегодняшнего дня являются незамкнутыми, и основным технологическим отходом спиртового производства, образующимся после перегонки спирта, является жидкая послеспиртовая барда, объем которой в более чем в 12 раз превышает объем основного продукта. Сточные воды спиртовых заводов характеризуются высоким содержанием органических загрязнителей (по БПК до 6500 мг/л), что приводит к гибели естественных экосистем вокруг таких предприятий. Разработка методов экспресс-анализа с применением биосенсоров позволит быстро реагировать на сбои в очистке стоков таких производств. Еще одна экологическая проблема связана с интенсивным развитием промышленного производства. Это приводит к тому, что различные неприродные химические соединения, токсичные для живых организмов, в больших количествах попадают в окружающую среду. Одним из распространенных ксенобиотиков является капролактам, ежегодное мировое производство которого исчисляется миллионами тонн. Капролактам - один из наиболее востребованных на мировом рынке химических продуктов: он используется как сырье для получения полимерных материалов, которые находят широкое применение в различных отраслях промышленности, сельского хозяйства, медицины и быта. В сточных водах производств, связанных с капролактамом, содержится этот ксенобиотик и его производные. Смесь олигомеров, образующихся в ходе полимеризации

капролактама, составляют основу твердых отходов. В зависимости от эффективности процесса полимеризации, количество твердых отходов может варьировать от 20 до 180 тонн /год для разных заводов [19]. Отходы производств капролактама и полимерных материалов в настоящее время подвергаются захоронению или сжигаются, что нецелесообразно с экономической и экологической точек зрения. При таком способе утилизации низкомолекулярные отходы могут вымываться и попадать в грунтовые воды. Кроме того, широкое применение поликапроамида вместе с его низкой биодоступностью создает проблему утилизации капроновых изделий, пришедших в негодность. Интерес автора к обозначенной проблеме обусловлен тем, что в Тульской области расположен один из крупнейших заводов России по производству капролактама и полимеров на его основе. Микробные сенсоры, специально разработанные для экологического контроля химических и биотехнологических предприятий, позволят оперативно реагировать на увеличение выбросов загрязненных сточных вод.

Интенсивное производство одежды, обуви, посуды, игрушек из полимерных и других материалов, связанное с развитием химической промышленности, привело к тому, что в настоящее время ощущается острая потребность во всесторонней гигиенической оценке данной группы товаров по показателям безопасности для здоровья населения, и является важной задачей санитарно-эпидемиологического надзора [9]. Описанные выше достоинства микроорганизмов как тест-объектов свидетельствуют о значительном потенциале микробных биосенсоров для практического использования в токсикологических исследованиях.

Некоторые микроорганизмы, иммобилизованные на проводящих материалах, могут участвовать в обмене электронами с поверхностью электрода непосредственно (биоэлектрокатализ) [20-25] и при участии медиаторов электронного транспорта (медиаторный биоэлектрокатализ) [26, 27], и, как следствие, генерировать электрический ток, что активно изучают

с целью дальнейшего практического применения, например для разработки микробных биотопливных элементов (БТЭ), способных превращать химическую энергию органических соединений в электроэнергию [28, 29], и медиаторных микробных сенсоров [16, 30-32]. Использование соединений с обратимыми окислительно-восстановительными свойствами (медиаторов электронного транспорта, электронных челноков), способных к быстрому переносу электронов от ферментов или ферментных систем микроорганизмов на электрод, позволяет увеличивать выход электрического тока и создавать новые пути внеклеточного переноса электронов в биоэлектрохимических системах. Медиаторы представлены разными классами неорганических и органических соединений [33]. Исследование вопроса о том, какой тип медиатора или какое его свойство обеспечивает быстрый перенос электронов от ферментов к электроду в системах с целыми клетками микроорганизмов, представляется важным для разработки микробных топливных элементов и биосенсоров электрохимического типа.

Решение проблем и вопросов, позволяющих сократить пробелы в недостатке знаний о биохимических и биофизических принципах функционирования биоэлектрохимических систем на основе целых клеток микроорганизмов, послужит созданию надежных, высокочувствительных и селективных методов и устройств биодетекции для решения экотоксикологических задач, что и определило выбор направления исследований в данной работе. В общей постановке данная задача не может быть рассмотрена в силу значительного многообразия микроорганизмов и их ферментных систем. В связи с этим исследование в диссертационной работе ограничено анализом функционирования ферментных систем уксуснокислых бактерий аисопоЬаМег, способных к быстрому переносу электронов на медиаторы, бактерий-деструкторов капролактама и некоторых бактерий -тест-объектов для оценки токсичности продукции бытового назначения.

Цель работы: решение комплекса научно-практических задач, связанных с разработкой надежных и высокочувствительных амперометрических биосенсоров на основе целых клеток микроорганизмов и аналитических биотехнологий в области экологического мониторинга. Для реализации цели в рамках этой работы были поставлены следующие основные задачи:

- построить экспериментальные модели для исследования процессов переноса заряда в системе «окисляемое соединение - бактерии - медиатор -электрод»;

- разработать методологию оценки эффективности переноса электронов от ферментов иммобилизованных бактерий на электрод в присутствии медиаторов электронного транспорта, основанную на использовании амперометрического метода, для выбора сочетания «окисляемое соединение - бактерии - медиатор» при разработке амперометрических микробных биосенсоров и биотопливных элементов;

выявить закономерности аэробной деградации капролактама бактериями с различным сочетанием «бактериальный хозяин - САР-плазмида» при разработке биосенсоров для экологического контроля;

- выяснить роль ферментов деградации капролактама в трансформации низкомолекулярных олигомеров аминокапроновой кислоты бактериями-деструкторами капролактама;

- исследовать возможность создания унифицированной биосенсорной системы, на основе которой возможна разработка серии приборов для экологического мониторинга водных сред, унифицированность системы основана на использовании различных штаммов микроорганизмов, избирательно чувствительных к определенному соединению или широкому спектру соединений;

- разработать макеты биосенсоров для экологического мониторинга, которые могут быть использованы в научных исследованиях, в учебном

процессе и как прототипы опытных образцов приборов для серийного выпуска.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Выявленные закономерности функционирования ферментных систем уксуснокислых бактерий С.охуйат в условиях биоэлектрохимического окисления субстратов в присутствии медиаторов электронного транспорта, как теоретическая основа разработки медиаторных биосенсоров и биотопливных элементов.

2. Предложенный подход для быстрой оценки окислительной активности бактериальных штаммов с помощью биосенсоров на основе иммобилизованных микроорганизмов, который обеспечивает оперативность и надежность получаемых данных и является эффективным инструментом оценки деградативных свойств аэробных микроорганизмов.

3. Выявленный путь биотрансформации низкомолекулярных линейных олигомеров £-аминокапроновой кислоты: окислительное переаминирование до соответствующих дикарбоновых кислот под действием ферментов катаболизма капролактама, гены которых локализованы на САР-плазмидах, что имеет большое практическое значение для разработки технологий биологической очистки отходов производств капролактама и полимеров на его основе.

4. Характеристики разработанных макетов биосенсоров на основе разных штаммов микроорганизмов для экологического мониторинга (БПК, суммарного содержания Сахаров и спиртов, определения содержания капролактама, оценки токсичности товаров народного потребления), которые могут служить прототипами опытных образцов приборов для серийного освоения.

Заключение диссертации по теме «Биотехнология (в том числе бионанотехнологии)», Понаморева, Ольга Николаевна

ВЫВОДЫ

1. Построены экспериментальные модели амперометрических медиаторных биосенсоров на основе иммобилизованных целых клеток микроорганизмов на поверхности графитовых и графитово-пастовых электродов, эти модели биосенсоров позволяют производить высокоточные измерения токов биоэлектрохимического окисления субстратов в наноамперном диапазоне и исследовать функционирование ферментных систем бактерий in vivo при использовании нано- и микро- количеств биомассы микроорганизмов.

2. Разработана методология оценки эффективности переноса электронов от ферментов иммобилизованных бактерий на электрод в присутствии медиаторов электронного транспорта для выбора сочетания «окисляемое соединение - бактерии - медиатор» при разработке амперометрических микробных биосенсоров и биотопливных элементов, которая основана на моделировании процессов биоэлектрохимического окисления субстратов иммобилизованными клетками бактерий.

2. Предложена модель биоэлектрохимического окисления субстратов иммобилизованными бактериями при участии медиаторов переноса электронов как двухсубстратная ферментативная реакция, протекающая по механизму «пинг-понг». Получены новые данные о возможности переноса заряда в системах «глюкоза/этанол - биокатализаторы (уксуснокислые бактерии или их мембранные фракции) - ферроцены и хиноны - электрод». Выявлена связь индексов эффективности медиаторов с электронными эффектами заместителей.

3. Впервые показана возможность применения мембранных фракций разрушенных клеток уксуснокислых бактерий в качестве биораспознающего элемента при создании медиаторных биосенсоров для определения индекса БПК как недорогих и стабильных биосенсорных систем экологического контроля.

4. На примере бактерий - деструкторов капролактама показана возможность быстрой оценки окислительной активности бактериальных штаммов с различными комбинациями «бактериальный хозяин - плазмида деградации» с использованием микробных биосенсоров на основе кислородного электрода.

5. Впервые показано, что под действием ферментов катаболизма капролактама происходит окислительное переаминирование линейных олигомеров аминокапроновой кислоты до соответствующих дикарбоновых кислот. Установлено, что процесс трансформации линейных олигомеров находится под генетическим контролем САР-плазмид.

6. Разработана унифицированная биосенсорная система, на основе которой возможна разработка серии приборов для экологического мониторинга водных сред, унифицированность биосенсора основана на использовании различных штаммов микроорганизмов, избирательно чувствительных к определенному соединению, либо к большому их числу (для определения БПК и оценки токсичности).

7. Определены функциональные характеристики макетов биосенсоров проточно-инжекционного и кюветного типов для определения БПК, содержания капролактама, оценки токсичности товаров народного потребления. Эти макеты являются прототипами опытных образцов приборов для серийного освоения в службах по экологическому и санитарно-химическому надзору.

8. Сформулированы принципы, положенные в основу методики для оценки токсичности товаров бытового назначения из полимерных и текстильных материалов с помощью электрохимического микробного биосенсора. Разработанная методика оценки токсичности товаров народного потребления из полимерных и текстильных материалов апробирована в испытательных лабораториях, осуществляющих контроль товаров народного потребления.

БЛАГОДАРНОСТИ

Выражаю глубокую благодарность своему научному консультанту д.х.н., проф. Решетнлову А.Н. h заведующему кафедрой химии ТулГУ, к.х.н., проф. Алферову В.А., по инициативе которых было начато это исследование, за постоянное внимание, помощь, обсуждение результатов и огромную организационную помощь в работе.

Искренне признательна коллегам, принимавшим участие в работе на разных ее этапах: преподавателям, дипломникам и аспирантам кафедры химии и кафедры биотехнологии ТулГУ - д.б.н. Музафарову E.H., к.х.н. Бабкиной Е.Е., к.х.н. Инджгия Е.Ю., к.х.н. Алферову C.B., к.х.н. Арляпову В.А., к.х.н. Российской И.В., к.б.н. Чепковой И.Ф., к.б.н. Лагуновой Н.Л., Ануфриеву М.А. и многим другим.

Хотелось бы выразить огромную благодарность директору ИБФМ РАН, чл.-корр. РАН, д.б.н. Воронину A.M. и ученому секретарю ИБФМ РАН, д.б.н. Решетиловой Т.А. за организацию совместных научных исследований и поддержку в работе.

Большую благодарность приношу сотрудникам ИБФМ РАН к.б.н. Есиковой Т.З. и Баскунову Б.П. за неоценимую помощь в проведении микробиологических и масс-спектрометрических исследований по биотрансформации олигомеров аминокапроновой кислоты и интерпретации полученных результатов, к.б.н. Филонову А.Е. и к.б.н. Пунтус И.Ф. за методическую помощь и профессиональные советы.

Искренняя благодарность заведующей лаборатории санитарно-химических и токсикологических исследований ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Тульской области» В.А.Щегловой за содействие в проведении токсикологических исследований.

Особая признательность заведующему кафедрой био- и нанобиотехнологии МИТХТ им. М.В.Ломоносова, акад. Швецу В.И., заведующему кафедрой химии и технологии биологически активных соединений имени H.A. Преображенского МИТХТ им. М.В.Ломоносова, д.х.н., проф. Миронову А.Ф., к.х.н., вед.н.с. МИТХТ им. М.В.Ломоносова Румянцевой В.Д. - моим первым учителям в науке, которые открыли для меня эту прекрасную сторону жизни, верили в меня и поддерживали.

Большое спасибо членам моей семьи, моим друзьям, всем коллегам за постоянную моральную поддержку и веру в успех.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Суммируя вышеизложенный материал, можно отметить следующее.

Научная новизна работы заключается в разработке научно-методологического подхода к созданию надежных и высокочувствительных электрохимических биосенсоров на основе целых клеток микроорганизмов и аналитических биотехнологий в области экологического мониторинга.

В рамках данной работы получены оригинальные данные о закономерностях функционирования ферментных систем уксуснокислых бактерий и бактерий - деструкторов капролактама. Все результаты исследования являются новыми. В том числе:

На основе количественного анализа процессов, протекающих в микробных медиаторных биосенсорах, установлено, что окисление в биоэлектрохимических системах «глюкоза/этанол - С. охуйат - медиатор электронного транспорта - электрод» можно рассматривать как двухсубстратную ферментативную реакцию, протекающую по механизму «пинг-понг», что обусловлено функционированием мембранлокализованных ферментов. Эта модель позволяет провести количественную оценку эффективности медиаторов электронного транспорта и биокатализаторов в медиаторных биосенсорах. На примере производных ферроцена показано, что эффективность медиаторов зависит от электронных эффектов заместителей.

Впервые показана возможность применения мембранных фракций разрушенных клеток уксуснокислых бактерий в качестве биораспознающего элемента при создании медиаторного биосенсора для определения индекса БПК. Это открывает новые возможности при разработке чувствительных, недорогих стабильных биосенсорных систем для экологического контроля.

Впервые показана возможность быстрой оценки окислительной активности бактериальных штаммов с различными комбинациями «бактериальный хозяин - плазмида деградации». Показано, что биосенсорная регистрация дыхательной активности иммобилизованных клеток микроорганизмов обеспечивает оперативность и надежность получаемых данных.

Впервые выявлен путь биотрансформации низкомолекулярных линейных олигомеров аминокапроновой кислоты, который включает реакции окислительного переаминирования до соответствующих дикарбоновых кислот под действием ферментов катаболизма капролактама. Установлено, что процесс трансформации линейных олигомеров находится под генетическим контролем САР-плазмид.

Впервые сформулированы принципы, положенные в основу методики для оценки токсичности товаров бытового назначения из полимерных и текстильных материалов с помощью электрохимического микробного биосенсора.

Практическая значимость результатов работы заключается в следующем:

Описанные закономерности функционирования ферментных систем уксуснокислых бактерий С.охуйапБ в условиях электрокаталитического окисления субстратов в присутствии медиаторов электронного транспорта формируют теоретическую основу для создания микробных биосенсоров и биотопливных элементов.

Выявленная способность бактерий - деструкторов капролактама участвовать в частичной трансформации низко молекулярных линейных олигомеров за счет широкой субстратной специфичности ферментов пути деградации капролактама имеет практическое значение для разработки технологий биологической очистки отходов производств капролактама.

Разработана новая методика биотестирования - методика оценки токсичности товаров народного потребления из полимерных и текстильных материалов. Методика апробирована в испытательных лабораториях, осуществляющих контроль товаров народного потребления.

Макеты биосенсоров проточно-инжекционного и кюветного типов для определения БПК, содержания капролактама, оценки токсичности товаров народного потребления могут служить прототипами опытных образцов приборов для серийного освоения. Разрабатываемые биоаналитические системы могут использоваться для выполнения ежедневных текущих анализов проб воды и стоков на предприятиях системы водоочистки РФ, Станциями санитарно-эпидемиологического контроля, службами МЧС, экологическими структурами предприятий химической и нефтеперерабатывающей промышленности. По итогам апробация биосенсора для оценки токсичности получено экспертное заключение из ФГУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Тульской области» о том, что биосенсорные анализаторы на основе термооксиметра и иммобилизованных микроорганизмов могут быть использованы для оснащения лабораторий Роспотребнадзора и различных экологических структур. В шести патентах, заявленных в Российской Федерации, отражены принципы и методы функционирования биосенсоров на основе целых клеток микроорганизмов для определения суммарного содержания легко утилизируемых субстратов, БПК, токсичных органических соединений, капролактама. Показано превосходство разработанных биосенсоров по своим характеристикам над известными аналогами.

Биосенсорные установки функционируют в лабораториях университета и используются в ходе обучения студентов по направлениям 020100-Химия, 240700-Био технология, 020400-Биология, что позволяет совершенствовать экспериментальную и приборную базу университета и повысить качество образования.

Список литературы диссертационного исследования доктор химических наук Понаморева, Ольга Николаевна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Wharfe, J., Hazardous chemicals in complex mixtures - A role for direct toxicity Assessment. Ecotoxicology 2004,13, (5), 413-421.

2. Pasco, N. F.; Weld, R. J.; Hay, J. M.; Gooneratne, R., Development and applications of whole cell biosensors for ecotoxicity testing. Analytical and bioanalytical chemistry 2011,400, (4), 931-45.

3. Hodgson, E., A textbook of modern toxicology. 4 ed.; John Wiley & Sons: 2010; p 648.

4. Hansen, L. H.; Sorensen, S. J., The use of whole-cell biosensors to detect and quantify compounds or conditions affecting biological systems. Microbial ecology 2001,42, (4), 483-494.

5. Биохимические методы анализа. Том 12. В кн. Проблемы аналитической химии. Под ред. Дзантиева Б.Б. . М.: Наука. 2010. - 329 с.

6. Holt, Е. A.; Miller, S. W., Bioindicators: using organisms to measure environmental impacts Nature Education Knowledge 2011, 3, (10), 8.

7. Gerhardt, A., Bioindicator species and ther use in biomonitoring. In Environmental Monitoring, Maslov, B. S., Ed. EOLSS: 2009; Vol. 1, p 587.

8. Мелехова, О. П.; Сарапульцева, Е. П., Биологический контроль окружающей среды: биоиндикация и биотестирование. 3-е изд. М.:Академия. 2010. - 288 с.

9. 4. Единые санитарно-эпидемиологические и гигиенические требования к товарам, подлежащих санитарно-эпидемиологическому надзору (контролю). - М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2010. - 707 с.

10. EU REACH Regulation (ЕС) 1907/2006. In Official Journal of the European Union: 2006; Vol. 396, p 849.

11. Turner, A. P., Biosensors. Current opinion in biotechnology 1994, 5, (1), 4953.

12. McGrath, Т. F.; Elliott, С. Т.; Fodey, Т. L., Biosensors for the analysis of microbiological and chemical contaminants in food. Analytical and bioanalytical chemistry 2012,403, (1), 75-92.

13. Bjerketorp, J.; Hakansson, S.; Belkin, S.; Jansson, J. K., Advances in preservation methods: keeping biosensor microorganisms alive and active. Current opinion in biotechnology 2006, 17, (1), 43-9.

14. Eltzov, E.; Marks, R. S., Whole-cell aquatic biosensors. Analytical and bioanalytical chemistry 2011,400, (4), 895-913.

15. Tecon, R.; van der Meer, J. R., Bacterial biosensors for measuring availability of environmental pollutants. Sensors 2008, 8, (7), 4062-4080.

16. Su, L.; Jia, W.; Hou, C.; Lei, Y., Microbial biosensors: a review. Biosensors & bioelectronics 2011, 26, (5), 1788-99.

17. Park, M.; Tsai, S. L.; Chen, W., Microbial biosensors: engineered microorganisms as the sensing machinery. Sensors 2013,13, (5), 5777-95.

18. Thusu, R., Strong growth predicted for biosensors market. Sensors Weekly 2010.

19. Глазко, И. Д.; Леванова, С. В.; Соколов, А. Б.; И.А., Т., Усовершенствование переработки отходов производства капролактама. Нефтехимия 2003,43, (2), 158-160.

/ \ т г . 1 • 1______ п о .к : -1- тт~_______ ту . л т_________ л л . т>________1_____ о .

zu. rvaruiiKeyaii, г^., заииьи jvumai, iv., lviuiugobau, ivi., uciclimans, o.; Yegnaraman, V., Bioelectrocatalysis of Acetobacter aceti and Gluconobacter roseus for current generation. Environmental science & technology 2009,43, (22), 8684-9.

21. Дебабов, В. Г., Производство электричества микроорганизмами. Микробиология 2008, 77, (2), 149-157.

22. Lovley, D. R., The microbe electric: conversion of organic matter to electricity. Current opinion in biotechnology 2008, 19, (6), 564-71.

23. Rabaey, K.; Rodriguez, J.; Blackall, L. L.; Keller, J.; Gross, P.; Batstone, D.; Verstraete, W.; Nealson, К. H., Microbial ecology meets electrochemistry:

electricity-driven and driving communities. The ISME journal 2007, 1, (1), 9-18.

24. Patil, S. A.; Harnisch, F.; Kapadnis, B.; Schroder, U., Electroactive mixed culture biofilms in microbial bioelectrochemical systems: the role of temperature for biofilm formation and performance. Biosensors & bioelectronics 2010, 26, (2), 803-8.

25. Erable, B.; Duteanu, N. M.; Ghangrekar, M. M.; Dumas, C.; Scott, K., Application of electro-active biofilms. Biofouling 2010, 26, (1), 57-71.

26. Torres, C. I.; Marcus, A. K.; Lee, H. S.; Parameswaran, P.; Krajmalnik-Brown, R.; Rittmann, B. E., A kinetic perspective on extracellular electron transfer by anode-respiring bacteria. FEMS microbiology reviews 2010, 34, (1), 3-17.

27. Bennetto, H. P., Electrisity generation by microorganisms. Biotecnology Education 1990, 1, (4), 163-168.

28. Rabaey, K.; Verstraete, W., Microbial fuel cells: novel biotechnology for energy generation. TRENDS in Biotechnology 2005, 23, (6), 291-298.

29. Kumar, A.; Katuri, K.; Lens, P.; Leech, D., Does bioelectrochemical cell configuration and anode potential affect biofilm response? Biochemical Society transactions 2012, 40, (6), 1308-14.

3u. Liu, C.; Yong, D.; Yu, D.; Dong, S., Cell-based biosensor for measurement of phenol and nitrophenols toxicity. Talanta 2011, 84, (3), 766-70.

31. Yong, D.; Liu, C.; Yu, D.; Dong, S., A sensitive, rapid and inexpensive way to assay pesticide toxicity based on electrochemical biosensor. Talanta 2011, 84,(1), 7-12.

32. Oota, S.; Hatae, Y.; Amada, K.; Koya, H.; Kawakami, M., Development of mediated BOD biosensor system of flow injection mode for shochu distillery wastewater. Biosensors & bioelectronics 2010, 26, (1), 262-6.

33. Gorton, L., Carbon paste electrodes modified with enzymes, tissues, and cells. Electroanalysis 1995, 7, (1), 23-45.

34. Schroder, U., Anodic electron transfer mechanisms in microbial fuel cells and their energy efficiency. Physical chemistry chemical physics : PCCP 2007, 9, (21), 2619-29.

35. Asai, K., Acetic acid bacteria: classification and biochemical activities. Univ. Park Press: Baltimore, 1968.

36. Matsutani, M.; Hirakawa, H.; Yakushi, Т.; Matsushita, K., Genome-wide phylogenetic analysis of Gluconobacter, Acetobacter, and Gluconacetobacter. FEMS Microbiol Lett 2011, 315, (2), 122-8.

37. Sievers, M.; Swings, J., The genus Acetobacteraceae.. In Bergeys Manual of Systematic Bacteriology 2nd Edition., New York 2005; pp 41-95.

38. Yamada, Y.; P., Y., Genera and species in acetic acid bacteria. Int J Food Microbiol. 2008, 125, (1), 15-24.

39. De Muynck, C.; Pereira, C. S.; Naessens, M.; Parmentier, S.; Soetaert, W.; Vandamme, E. J., The genus Gluconobacter oxydans: comprehensive overview of biochemistry and biotechnological applications. Critical reviews in biotechnology 2007, 27, (3), 147-71.

40. Yukphan, P.; Malimas, Т.; Lundaa, Т.; Muramatsu, Y.; Takahashi, M.; Kaneyasu, M.; Tanasupawat, S.; Nakagawa, Y.; Suzuki, K.; Tanticharoen, M.; Yamada, Y., Gluconobacter wancherniae sp. nov., an acetic acid

1 , Г rn. •__" , 1 i i r* , i , ■ op; j 1 _C

oacieriurri irorn i nai isuicties m uie aipiia-rroieouactena. I lie Journal of general and applied microbiology 2010, 56, (1), 67-73.

41. Malimas, Т.; Yukphan, P.; Takahashi, M.; Muramatsu, Y.; Kaneyasu, M.; Potacharoen, W.; Tanasupawat, S.; Nakagawa, Y.; Tanticharoen, M.; Yamada, Y., Gluconobacter japonicus sp. nov., an acetic acid bacterium in the Alphaproteobacteria. International journal of systematic and evolutionary microbiology 2009, 59, (Pt 3), 466-71.

42. Луста, К. A.; A.H., P., Физиоло го-биохимические особенности Gluconobacter oxydans и перспективы исполь-зования в биотехнологии

и биосенсорных системах Прикладная биохимия и микробиология 1998, 34, (4), 339-354.

43. Butters, Т. D.; Dwek, R. A.; Piatt, F. М., Imino sugar inhibitors for treating the lysosomal glycosphingolipidoses Glycobiology 2005, 15, 1143-1152.

44. Torija, M. J.; Mateo, E.; Guillamon, J. M.; Mas, A., Identification and quantification of acetic acid bacteria in wine and vinegar by TaqMan-MGB probes. Food microbiology 2010, 27, (2), 257-65.

45. Silberbach, M.; Maier, В.; Zimmermann, M.; Buchs, J., Glucose oxidation by Gluconobacter oxydans: characterization in shaking-flasks, scale-up and optimization of the pH profile. Applied microbiology and biotechnology 2003, 62, (1), 92-8.

46. Deppenmeier, U.; Ehrenreich, A., Physiology of acetic acid bacteria in light of the genome sequence of Gluconobacter oxydans. Journal of molecular microbiology and biotechnology 2009,16, (1-2), 69-80.

47. Adachi, O.; Moonmangmee, D.; Toyama, H.; Yamada, M.; Shinagawa, E.; Matsushita, K., New developments in oxidative fermentation. Applied microbiology and biotechnology 2003, 60, (6), 643-53.

48. Gupta, A.; Singh, V. K.; Qazi, G. N.; Kumar, A., Gluconobacter oxydans: its biotechnological applications. Journal of molecular microbiology and

7 • 7 7 1 -> Л Л Г СГ

oioiecnnoiogy ¿uui, j, tpj, я-чо-jd.

49. Deppenmeier, U.; Hoffmeister, M.; Prust, C., Biochemistry and biotechnological applications of Gluconobacter strains. Applied microbiology and biotechnology 2002, 60, (3), 233-42.

50. Raspor, P.; Goranovic, D., Biotechnological applications of acetic acid bacteria. Critical reviews in biotechnology 2008, 28, (2), 101-24.

51. Gao, K. L.; Wei, D.Z. , Asymmetric oxidation by Gluconobacter oxydans. Applied microbiology and biotechnology 2006, 70, 135-139.

52. Chen, M.; Lin, J.; Ma, Y.; Wei, D., Characterization of a novel NADPH-dependent oxidoreductase from Gluconobacter oxydans. Mol Biotechnol 2010,46, (2), 176-81.

53. Ge, X.; Zhao, Y.; Hou, W.; Zhang, W.; Chen, W.; Wang, J.; Zhao, N.; Lin, J.; Wang, W.; Chen, M.; Wang, Q.; Jiao, Y.; Yuan, Z.; Xiong, X., Complete genome sequence of the industrial strain Gluconobacter oxydans H24. Genome Announc 2013, 1, (1).

54. Sugisawa, T.; Miyazaki, T.; Hoshino, T., Microbial production of L-ascorbic acid from D-sorbitol, L-sorbose, L-gulose, and L-sorbosone by Ketogulonicigenium vulgare DSM 4025. Biosci Biotechnol Biochem 2005, 69, (3), 659-62.

55. Hancock, R. D., Recent patents on vitamin C: opportunities for crop improvement and single-step biological manufacture. Recent Pat Food Nutr Agric 2009, 1,(1), 39-49.

56. Hu, Z. C.; Liu, Z. Q.; Xu, J. M.; Zheng, Y. G.; Shen, Y. C., Improvement of 1,3-dihydroxyacetone production from Gluconobacter oxydans by ion beam implantation. Prep Biochem Biotechnol 2012,42, (1), 15-28.

57. Hekmat, D.; Bauer, R.; Fricke, J., Optimization of the microbial synthesis of dihydroxyacetone from glycerol with Gluconobacter oxydans. Bioprocess ana owsysiems engineering ¿uuj, zo, ^zj, iu^-io.

58. Ano, Y.; Shinagawa, E.; Adachi, O.; Toyama, H.; Yakushi, T.; Matsushita, K., Selective, high conversion of D-glucose to 5-keto-D-gluoconate by Gluconobacter suboxydans. Biosci Biotechnol Biochem 2011, 75, (3), 586-9.

59. Habe, H.; Fukuoka, T.; Kitamoto, D.; Sakaki, K., Biotechnological production of D-glyceric acid and its application. Applied microbiology and biotechnology 2009, 84, (3), 445-52.

60. Wei, G.; Yang, X.; Gan, T.; Zhou, W.; Lin, J.; Wei, D., High cell density fermentation of Gluconobacter oxydans DSM 2003 for glycolic acid

production. Journal of industrial microbiology & biotechnology 2009, 36, (8), 1029-34.

61. Merfort, M.; Herrmann, U.; Bringer-Meyer, S.; Sahm, H., High-yield 5-keto-D-gluconic acid formation is mediated by soluble and membrane-bound gluconate-5-dehydrogenases of Gluconobacter oxydans. Applied microbiology and biotechnology 2006, 73, (2), 443-51.

62. Ameyama, M.; Matsushita, F.; Shinagawa, E.; Adachi, O., Sugar-oxidizing respiratory chain of Gluconobacter suboxydans. Evidence for a branched respiratory chain and characterization of respiratory chain-linked cytochromes Agric Biol Chem 1987, 51, (11), 2943-2950.

63. Yakushi, T.; Matsushita, K., Alcohol dehydrogenase of acetic acid bacteria: structure, mode of action, and applications in biotechnology. Applied microbiology and biotechnology 2010, 86, (5), 1257-1265.

64. Matsushita, K.; Yakushi, T.; Takaki, Y.; Toyama, H.; Adachi, O., Generation mechanism and purification of an inactive form convertible in vivo to the active form of quinoprotein alcohol dehydrogenase in Gluconobacter suboxydans. Journal of bacteriology 1995, 177, (22), 6552-9.

65. Richhardt, J.; Luchterhand, B.; Bringer, S.; Biichs, J.; M., B., Evidence for a key role of cytochrome bo3 oxidase in respiratory energy metabolism of Gluconobacter oxydans. J Bacieriol. 2013, 195, (18), 4210-4220.

66. Meyer, M.; Schweiger, P.; Deppenmeier, U., Effects of membrane-bound glucose dehydrogenase overproduction on the respiratory chain of Gluconobacter oxydans. Applied microbiology and biotechnology 2013, 97, (8), 3457-66.

67. Miura, H.; Mogi, T.; Ano, Y.; Migita, C. T.; Matsutani, M.; Yakushi, T.; Kita, K.; Matsushita, K., Cyanide-insensitive quinol oxidase (CIO) from Gluconobacter oxydans is a unique terminal oxidase subfamily of cytochrome bd. Journal of biochemistry 2013, 153, (6), 535-45.

68. Hanke, T.; Richhardt, J.; Polen, T.; Sahm, H.; Bringer, S.; Bott, M., Influence of oxygen limitation, absence of the cytochrome bc( 1) complex and low pH on global gene expression in Gluconobacter oxydans 621H using DNA microarray technology. Journal of biotechnology 2012, 157, (3), 359-72.

69. Lee, S. A.; Choi, Y.; Jung, S.; Kim, S., Effect of initial carbon sources on the electrochemical detection of glucose by Gluconobacter oxydans. Bioelectrochemistry 2002, 57, (2), 173-8.

70. Macauley, S.; McNeil, B.; Harvey, L. M., The genus Gluconobacter and its applications in biotechnology. Criticáis Reviews in Biotechnology 2001, 21, (1), 1-25.

71. Rauch, B.; Pahlke, J.; Schweiger, P.; Deppenmeier, U., Characterization of enzymes involved in the central metabolism of Gluconobacter oxydans. Applied microbiology and biotechnology 2010, 88, (3), 711-8.

72. Peters, B.; Mientus, M.; Kostner, D.; Junker, A.; Liebl, W.; Ehrenreich, A., Characterization of membrane-bound dehydrogenases from Gluconobacter oxydans 621H via whole-cell activity assays using multideletion strains. Applied microbiology and biotechnology 2013, 97, (14), 6397-412.

73. Holscher, T.; Schleyer, U.; Merfort, M.; Bringer-Meyer, S.; Gorisch, H.; Sarim, H., Glucose oxidation and PQQ-dependent dehydrogenases in Gluconobacter oxydans. Journal of molecular microbiology and biotechnology 2009, 16, (1-2), 6-13.

74. Matsushita, K.; Shinagawa, E.; Adachi, O.; Ameyama, M., Reactivity with ubiquinone of quinoprotein D-glucose dehydrogenase from Gluconobacter suboxydans. Journal of biochemistry 1989, 105, (4), 633-7.

75. Shinagawa, E.; Matsushita, K.; Adachi, O.; Ameyama, M., Evidence for electron transfer via ubiquinone between quinoproteins D-glucose dehydrogenase and alcohol dehydrogenase of Gluconobacter suboxydans. Journal of biochemistry 1990, 107, (6), 863-7.

76. Matsushita, K.; Fujii, Y.; Ano, Y.; Toyama, H.; Shinjoh, M.; Tomiyama, N.; Miyazaki, T.; Sugisawa, T.; Hoshino, T.; Adachi, O., 5-Keto-D-gluconate production is catalyzed by a quinoprotein glycerol dehydrogenase, major polyol dehydrogenase, in Gluconobacter species. Appled and Enviromental Microbiology 2003, 69, (4), 1959-1966.

77. Matsushita, K.; Toyama, H.; Adachi, O., Respiratory chains and bioenergetics of acetic acid bacteria. Adv. Microb. Physiol. 1994, 36, 247301.

78. Keliang, G.; Dongzhi, W., Asymmetric oxidation by Gluconobacter oxydans. Applied microbiology and biotechnology 2006, 70, (2), 135-9.

79. Ameyama, M.; Shinagawa, E.; Matsushita, K.; Adachi, O., D-glucosedehydrogenase Gluconobacter suboxydans: solubilisation, purification and characterization. Agric. Biol. Chem. 1981,45, 851-861.

80. Dokter, P.; Frank, J.; Duine, J.; Duine, J. A., Purification and characterization of quinoprotein glucose dehydrogenase from Acinetobacter calcoaceticus L.M.D. 79.41. Biochem. J. 1986, 239, 163-167.

81. Matsushita, K.; Shinagawa, E.; Adachi, O.; Ameyama, M., Quinoprotein D-glucose dehydrogenases in Acinetobacter calcoaceticus LMD 79.41: purification and characterization of the membrane-bound enzyme distinct

r 111. . 4 . • T r . .7 1 AOA r /" /1 \ /"" O

irom me soiUDie enzyme, nruorue van L,eeuwennoeK jü, vi), od-iz..

82. Smolander, M.; Buchert, J.; Viikari, L., Large-scale applicable purification and characterization of a membrane-bound PQQ-dependent aldose dehydrogenase. Journal of biotechnology 1993, 29, (3), 287-97.

83. Ameyama, M.; Shinagawa, E.; Matsushita, K.; Adachi, O., D-fructose dehydrogenase of Gluconobacter industrius: purification, characterization, and application to enzymatic microdetermination of D-fructose. Journal of bacteriology 1981, 145, (2), 814-23.

84. Abolhassan, M. S.; Sepehr, S.; Islami, M.; Sahabani, A.; Soudi, M. R.; Moosavi-Nejad, S. Z., Purification and characterization of membrane-bound

quinoprotein alcohol dehydrogenase from native strain of Acetbacter. J. Biological Sciences 2007, 7, (2), 315-320.

85. Islami, M.; Shabani, A.; Saifi-Abolhassan, M.; Sepehr, S.; Soudi, M. R.; Mossavi-Nejad, S. Z., Purification and characterization of alcohol dehydrogenase from Gluconobacter suboxydans. Pak J Biol Sci 2008, 11, (2), 208-13.

86. Moonmangmee, D.; Fujii, Y.; Toyama, H.; Theeragool, G.; Lotong, N.; Matsushita, K.; Adachi, O., Purification and characterization of membrane-bound quinoprotein cyclic alcohol dehydrogenase from Gluconobacter frateurii CHM 9. Biosci Biotechnol Biochem 2001, 65, (12), 2763-72.

87. Sugisawa, T.; Hoshino, T., Purification and properties of membrane-bound D-sorbitol dehydrogenase from Gluconobacter suboxydans IFO 3255. Biosci Biotechnol Biochem 2002, 66, (1), 57-64.

88. Holscher, T.; Weinert-Sepalage, D.; Gorisch, H., Identification of membrane-bound quinoprotein inositol dehydrogenase in Gluconobacter oxydans ATCC 621H. Microbiology 2007, 153, (Pt 2), 499-506.

89. Adachi, O.; Yoshihara, N.; Tanasupawat, S.; Toyama, H.; Matsushita, K., Purification and characterization of membrane-bound quinoprotein quinate dehydrogenase. Biosci Biotechnol Biochem 2003, 67, (10), 2115-23.

90. Vangnai, A. S.; Toyama, H.; De-Eknamkui, W.; Yoshihara, N.; Adachi, O.; Matsushita, K., Quinate oxidation in Gluconobacter oxydans IF03244: purification and characterization of quinoprotein quinate dehydrogenase. FEMS Microbiol Lett 2004, 241, (2), 157-62.

91. Treu, B. L.; Minteer, S. D., Isolation and purification of PQQ-dependent lactate dehydrogenase from Gluconobacter and use for direct electron transfer at carbon and gold electrodes. Bioelectrochemistry 2008, 74, (1), 737.

92. Zhang, J.; Li, S.; Xu, H.; Zhou, P.; Zhang, L.; Ouyang, P., Purification of xylitol dehydrogenase and improved production of xylitol by increasing

XDH activity and NADH supply in Gluconobacter oxydans. Journal of agricultural and food chemistry 2013.

93. Toyama, H.; Furuya, N.; Saichana, I.; Ano, Y.; Adachi, O.; Matsushita, K., Membrane-bound, 2-keto-D-gluconate-yielding D-gluconate dehydrogenase from "Gluconobacter dioxyacetonicus" IFO 3271: molecular properties and gene disruption. Applied and environmental microbiology 2007, 73, (20), 6551-6.

94. Matsushita, K.; Shinagawa, E.; Inoue, T.; Adachi, O.; Ameyama, M., Immunological evidence for two types of PQQ-dependent D-glucose dehydrogenase in bacterial membranes and the location of the enzyme in Escherichia coli. FEMS. Microbiol. Letts. 1986, 37, 141-147.

95. Buchert, J., A xylose-oxidizing membrane-bound aldose dehydrogenase of Gluconobacter oxydans ATTC 621 J. Biotechnol. 1991, 18, 103-114.

96. Anthony, C.; Ghosh, G., The structure and function of the PQQ-containing quinoprotein dehydrogenases. Progress in Biophysics & Molecular Biology 1998, 69, (1), 1-21.

97. Cozier, G. E.; Anthony, C., Structure of the quinoprotein glucose dehydrogenase of Escherichia coli modelled on that of methanol dehydrogenase from Methylobacterium extorquens. Biochem. J. 1995, 312,

y'^l/A y r\ J—

0/V-DÖD.

98. Dewanti, A. R.; Duine, J. A., Reconstitution of membrane-integrated quinoprotein glucose dehydrogenase apoenzyme with PQQ and the holoenzyme's mechanism of action. Biochemistry 1998, 37, (19), 6810-6818.

99. Ameyama, M.; Nonobe, M.; Hayashi, M.; Shinagawa, E.; Adachi, O.; Matsushita, K., Mode of binding of pyrroloquinoline quinone to apo-glucose dehydrogenase. Agric Biol Chem 1985,49, 1227-1231.

100. Matsushita, K.; Adachi, O., Bacterial quinoproteins glucose dehdyrogenase and alcohol dehydrogenase. In Principles and application of quinoproteins, Davidson, V. L., Ed. Marcel Dekker Inc: New York, 1993; pp 47-63.

101. Fujimoto, H.; Kosaka, T.; Yamada, M., Menaquinone as well as ubiquinone as a crucial component in the Escherichia coli respiratory chain. In Chemical Biology, Ekinci, D., Ed. In-Tex: 2012; pp 187-208.

102. Yamada, M.; Sumi, K.; Matsushita, K.; O., A.; Yamada, Y., Topological analysis of quinoprotein glucose dehydrogenase in Escherichia coli and its ubiquinone-binding The Journal of biological chemistry 1993, 268, (17), 12812-12817.

103. Matsushita, K.; Arents, J.; Bader, R.; Yamada, M.; Adachi, O.; Postma, P. W., Escherichia coli is unable to produce pyrroloquinoline quinone (PQQ). Microbiology 1997,143, (10), 3149-3156.

104. Elias, M. D.; Nakamura, S.; Migita, C. T.; Miyoshi, H.; Toyama, H.; Matsushita, K.; Adachi, O.; Yamada, M., Occurrence of a bound ubiquinone and its function in Escherichia coli membrane-bound quinoprotein glucose dehydrogenase. The Journal of biological chemistry 2004, 279, (4), 30783083.

105. Miyoshi, H.; Niitome, Y.; Matsushita, K.; Yamada, M.; Iwamura, H., Topographic characterization of the ubiquinone reduction site of glucose dehydrogenase in Escherichia coli using depth-dependent fluorescent inhibitors. Biochimica et biophysica acta 1999, 1412, (1), 29-36.

106. Mogi, T.; Ano, Y.; Nakatsuka, T.; Toyama, H.; Muroi, A.; Miyoshi, H., Migita, C. T.; Ui, H.; Shiomi, K.; Omura, S.; Kita, K.; Matsushita, K., Biochemical and spectroscopic properties of cyanide-insensitive quinol oxidase from Gluconobacter oxydans. Journal of biochemistry 2009, 146, (2), 263-71.

107. Matsushita, K.; Yakushi, T.; Toyama, H.; Shinagawa, E.; Adachi, O., Function of multiple heme c moieties in intramolecular electron transport and ubiquinone reduction in the quinohemoprotein alcohol dehydrogenase-cytochrome c complex of Gluconobacter suboxydans. The Journal of biological chemistry 1996, 271, (9), 4850-7.

108. Tamaki, T.; Fukaya, M.; Takemura, H.; Tayama, K.; Okumura, H.; Kawamura, Y.; Nishiyama, M.; Horinouchi, S.; Beppu, T., Cloning and sequencing of the gene cluster encoding two subunits of membrane-bound alcohol dehydrogenase from Acetobacter polyoxogenes. Biochimica et biophysica acta 1991, 1088, (2), 292-300.

109. Matsushita, K.; Kobayashi, Y.; Mizuguchi, M.; Toyama, H.; Adachi, O.; Sakamoto, K.; Miyoshi, H., A Tightly bound quinone functions in the ubiquinone reaction sites of quinoprotein alcohol dehydrogenase of an acetic acid bacterium, Gluconobacter suboxydans. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry 2008, 72, (10), 2723-2731.

110. Kondo, K.; Beppu, T.; Horinouchi, S., Cloning, sequencing, and characterization of the gene encoding the smallest subunit of the three-component membrane-bound alcohol dehydrogenase from Acetobacter pasteurianus. J Bacterial. 1995, 177, (17), 5048-5055.

111. Frebortova, J.; Matsushita, K.; Arata, H.; Adachi, O., Intramolecular electron transport in quinoprotein alcohol dehydrogenase of Acetobacter methanolicus: a redox-titration study. Biochimica et biophysica acta 1998, 1363, (1), 24-34.

112. Svitel, J.; Tkac, J.; Vostiar, I.; Navratil, M.; Stefuca, V.; Bucko, M.; Gerneiner, P., Glucoriubactei in biosensors; applications of whole cells and enzymes isolated from Gluconobacter and Acetobacter to biosensor construction. Biotechnology letters 2006, 28, (24), 2003-10.

113. Lei, Y.; Chen, W.; Mulchandani, A., Microbial biosensors. Analytica ChimicaActa 2006, 568, (1-2), 200-210.

114. Rodriguez-Mozaz, S.; Lopez de Alda, M. J.; Barcelo, D., Biosensors as useful tools for environmental analysis and monitoring. Analytical and bioanalytical chemistry 2006, 386, (4), 1025-41.

115. Karyakin, A. A., Principles of direct (mediator free) bioelectrocatalysis. Bioelectrochemistry 2012, 88, 70-75.

116. Tkac, J.; Svitel, J.; Vostiar, I.; Navratil, M.; Gemeiner, P., Membrane-bound dehydrogenases from Gluconobacter sp.: interfacial electrochemistry and direct bioelectrocatalysis. Bioelectrochemistry 2009, 76, (1-2), 53-62.

117. Watanabe, K., Recent developments in microbial fuel cell technologies for sustainable bioenergy. Journal of bioscience and bio engineering 2008, 106, (6), 528-36.

118. Sleutels, T. H.; Ter Heijne, A.; Buisman, C. J.; Hamelers, H. V., Bioelectrochemical systems: an outlook for practical applications. ChemSusChem 2012, 5, (6), 1012-9.

119. Lovley, D. R., Electromicrobiology. Annual review of microbiology 2012, 66, 391-409.

120. Chaubey, A.; Malhotra, B. D., Mediated biosensors. Biosensors & bioelectronics 2002, 17, 441-456.

121. Bentley, A.; Atkinson, A.; Jezek, J.; Rawson, D. M., Whole cell biosensors-electrochemical and optical approaches to ecotoxicity testing. Toxicology in vitro : an international journal published in association with BIBRA 2001, 15, (4-5), 469-75.

122. Nakamura, H.; Suzuki, K.; Ishikuro, H.; Kinoshita, S.; Koizumi, R.; Okuma, S.; Gotoh, M.; Karube, I., A new BOD estimation method employing a double-mediator system by fenicyaiiide arid menadione using the eukaryote Saccharomyces cerevisiae. Talanta 2007, 72, (1), 210-6.

123. Chen, H.; Ye, T.; Qiu, B.; Chen, G.; Chen, X., A novel approach based on ferricyanide-mediator immobilized in an ion-exchangeable biosensing film for the determination of biochemical oxygen demand. Anal Chim Acta 2008, 612,(1), 75-82.

124. Wilson, R.; Turner, A. P., Glucose oxidase: an ideal enzyme Biosensors & bioelectronics 1992, 7, 165-185.

125. Reshetilov, A. N.; Il'iasov, P. V.; Lakhina, L. V.; Pankratova, E. V.; Pershikov, R. V., Sensor for rapid measurement of blood glucose. Klinicheskaia laboratornaia diagnostika 1996, (2), 26-9.

126. Reshetilov, A. N.; Donova, M. V.; Dovbnya, D. V.; Boronin, A. M.; Leathers, T. D.; Greene, R. V., FET-microbial sensor for xylose detection based on Gluconobacter oxydans cells. Biosensors & bioelectronics 1996, 11, (4), 401-8.

127. Reshetilov, A.; Iliasov, P.; Donova, M.; Dovbnya, D.; Boronin, A.; Leathers, T.; Geene, R., Evaluation of a Gluconobacter oxydans whole cell biosensor for amperometric detection of xylose. Biosensors & bioelectronics 1997, 12, (3), 241-247.

128. Svitel, J.; Curilla, O.; Tkac, J., Microbial cell-based biosensor for sensing glucose, sucrose or lactose. Biotechnology and applied biochemistry 1998, 27 ( Pt 2), 153-8.

129. Reshetilov, A. N.; Efremov, D. A.; Iliasov, P. V.; Boronin, A. M.; Kukushskin, N. I.; Greene, R. V.; Leathers, T. D., Effects of high oxygen concentrations on microbial biosensor signals. Hyperoxygenation by means of perfluorodecalin. Biosensors & bioelectronics 1998,13, (7-8), 795-9.

130. Tkac, J.; Vostiar, I.; Gemeiner, P.; Sturdik, E., Monitoring of ethanol during fermentation using a miciubial biosensor with enhanced selectivity. Bioelectrochemistry 2002, 56, (1-2), 127-9.

131. Sefcovicova, J.; Filip, J.; Mastihuba, V.; Gemeiner, P.; Tkac, J., Analysis of ethanol in fermentation samples by a robust nanocomposite-based microbial biosensor. Biotechnology letters 2012, 34, (6), 1033-9.

132. Tkac, J.; Gemeiner, P.; Svitel, J.; Benikovsky, T.; Sturdik, E.; Vala, V.; Petrus, L.; Hrabarova, E., Determination of total sugars in lignocellulose hydrolysate by a mediated Gluconobacter oxydans biosensor Anal Chim Acta 2000, 420, 1-7.

133. Lobanov, A. V.; Borisov, I. A.; Gordon, S. H.; Greene, R. V.; Leathers, T. D.; Reshetilov, A. N., Analysis of ethanol-glucose mixtures by two microbial sensors: application of chemometrics and artificial neural networks for data processing. Biosensors & bioelectronics 2001, 16, (9-12), 1001-7.

134. Tkac, J.; Vostiar, I.; Gorton, L.; Gemeiner, P.; Sturdik, E., Improved selectivity of microbial biosensor using membrane coating. Application to the analysis of ethanol during fermentation. Biosensors & bioelectronics 2003,18, (9), 1125-34.

135. Katrlik, J.; Vostiar, I.; Sefcovicova, J.; Tkac, J.; Mastihuba, V.; Valach, M.; Stefuca, V.; Gemeiner, P., A novel microbial biosensor based on cells of Gluconobacter oxydans for the selective determination of 1,3-propanediol in the presence of glycerol and its application to bioprocess monitoring. Analytical and bioanalytical chemistry 2007, 388, (1), 287-95.

136. Ikeda, Т.; Kurosaki, Т.; Takayama, К.; Капо, K.; Miki, K., Measurements of oxidoreductase-like activity of intact bacterial cells by an amperometric method using a membrane-coated electrode. Analytical chemistry 1996, 68, (1), 192-8.

137. Babkina, E.; Chigrinova, E.; Ponamoreva, O.; Alferov, V.; Reshetilov, A., Bioelectrocatalydc oxidation of glucose by inimobilized bacteria Gluconobacter oxydans. Evaluation of water-insoluble mediator efficiency. . Electroanalysis 2006, 18, (19-20), 2023-2029.

138. Бабкина, E. E.; Понаморева, О. H.; Алферов, В. А.; Решетилов, А. Н.; Богдановская, В. А., Оценка эффективности водорастворимых медиаторов при биоэлектрокаталитическом окислении глюкозы иммобилизованными бактериями Сенсорные системы 2006, 20, (4), 329-335.

139. Indjgia, Е.; Ponamoreva, О.; Alferov, V.; Reshetilov, A., Interaction of ferrocene mediators with Gluconobacter oxydans immobilized whole cells

and membrane fractions in oxidation of ethanol. Electroanalysis 2012, 24, (4), 924 - 930.

140. Понаморева, О. H.; Инджгия, Е. Ю.; Алферов, В. А.; Решетилов, А. Н., Эффективность биоэлектрокаталитического окисления этанола целыми клетками и мембранной фракцией бактерий Gluconobacter oxydans в присутствии медиаторов электронного транспорта. Электрохимия 2010,46, (12), 1503-1508.

141. Arlyapov, V. A.; Chigrinova, Е. Y.; Ponamoreva, О. N.; Reshetilov, A. N., Express detection of BOD in wastewaters of starch-processing industry. . In Starch science and technology Zaikov, G. E., Ed. Nova Sciense Publishers, Inc.: New York, 2008; pp 43-50.

142. Чигринова, E. Ю.; Бабкина, E. E.; Понаморева, О. H.; Алферов, В. А.; Решетилов, А. Н., Микробные сенсоры на основе производных ферроцена и бензохинона, применяемых в качестве медиаторов. Сенсорные системы 2007, 21, (3), 263-269.

143. Vostiar, I.; Ferapontova, Е. Е.; Gorton, L., Electrical "wiring" of viable Gluconobacter oxydans cells with a flexible osmium-redox polyelectrolyte. Electrochemistry Communications 2004, 6, (7), 621-626.

144. Hasan, K.; Patil, S. A.; Leech, D.; Hagerhall, C.; Gorton, L., Electrochemical communication between microbial cells and electrodes via osmium redox systems. Biochemical Society transactions 2012, 40, (6), 1330-5.

145. Tkac, J.; Svitel, J.; Novak, R.; Sturdik, E., Triglyceride assay by amperometric microbial biosensor: Sample hydrolysis and kinetic approach. Anal Lett 2000, 33, 2441-2452.

146. Odaci, D.; Timur, S.; Telefoncu, A., A microbial biosensor based on bacterial cells immobilized on chitosan matrix. Bioelectrochemistry 2009, 75,(1), 77-82.

V _

147. Valach, M.; Katrlik, J.; Sturdik, E.; Gemeiner, P., Ethanol Gluconobacter biosensor designed for flow injection analysis. Sensors and Actuators B: Chemical 2009, 138, (2), 581-586.

148. Tuncagil, S.; Odaci, D.; Vans, S.; Timur, S.; Toppare, L., Electrochemical polymerization of l-(4-nitrophenyl)-2,5-di(2-thienyl)-l H-pyrrole as a novel immobilization platform for microbial sensing. Bio electrochemistry 2009, 76, (1-2), 169-74.

149. Yilmaz, O.; Demirkol, D. O.; Gulcemal, S.; Kline, A.; Timur, S.; Cetinkaya, В., Chitosan-ferrocene film as a platform for flow injection analysis applications of glucose oxidase and Gluconobacter oxydans biosensors. Colloids and surfaces. B, Biointerfaces 2012, 100, 62-8.

150. Lovley, D. R., Bug juice: harvesting electricity whih microorganisms. Nature Reviews Microbiology 2006, 4 497-508.

151. Rengasamy, K.; Berchmans, S., Simultaneous degradation of bad wine and electricity generation with the aid of the coexisting biocatalysts Acetobacter aceti and Gluconobacter roseus. Bioresource technology 2012, 104, (0), 388-393.

152. Алферов, С. В.; Томашевская, Jl. Г.; Богдановская, В. А.; Понаморева, О. Н.; Решетилов, А. Н., Анод биотопливного элемента на основе бактериальных клеток Gluconobacter oxydans и медиатора электронного транспорта 2,6-дихлорфенолиндофенола. Электрохимия 2006, 42, (4), 456-457.

153. Reshetilov, A.; Alferov, S.; Tomashevskaya, L.; Ponamoreva, О., Testing of bacteria Gluconobacter oxydans and electron transportmediators composition for application in biofuel cell. Electroanalysis 2006, 18, 20302034.

154. Алферов, С. В.; Воеводская, О. А.; Нгуен, В. Т.; Арляпов, В. А.; Понаморева, О. Н.; Решетилов, А. Н., Уксуснокислые бактерии

Gluconobacter oxydans как биокатализаторы в медиаторном биотопливном элементе. Сенсорные системы 2011, 25, (4), 346-351.

155. Справочник биохимика: Пер. с англ. Мир: М., 1991; р 554.

156. Степанов, Б. И.; Попов, С. П., Введение в химию и технологию органических красителей. 3 е изд. 1984; р 342.

157. Matsushita, К.; Yakushi, Т.; Toyama, Н.; Adachi, О.; Miyoshi, Н.; Tagami, Е.; Sakamoto, К., The quinohemoprotein alcohol dehydrogenase of Gluconobacter suboxydans has ubiquinol oxidation activity at a site different from the ubiquinone reduction site. Biochimica et biophysica acta 1999, 1409, (3), 154-64.

158. Schaule, G.; Flemming, H. C.; Ridgway, H. F., Use of 5-cyano-2,3-ditolyl tetrazolium chloride for quantifying planktonic and sessile respiring bacteria in drinking water. Applied and environmental microbiology 1993, 59, (11), 3850-7.

159. Tote, K.; Vanden Berghe, D.; Maes, L.; Cos, P., A new colorimetric microtitre model for the detection of Staphylococcus aureus biofilms. Letters in applied microbiology 2008,46, (2), 249-54.

160. Nakamura, H.; Hattori, D.; Tokunaga, D.; Suzuki, Y., An isothermal absorptiometric assay for viable microbes using the redox color indicator 2,6-dichlorophenolindoprienol. Analytical biochemistry 2013, 441, (2), 1406.

161. Crawford, R.; Paszczynski, A.; Lang, Q.; Erwin, D.; Allenbach, L.; Corti, G.; Anderson, Т.; Cheng, I.; Wai, C.; Barnes, В.; Wells, R.; Assefi, Т.; Mojarradi, M., Measurement of microbial activity in soil by colorimetric observation of in situ dye reduction: an approach to detection of extraterrestrial life. BMC microbiology 2002,2, (1), 1-8.

162. Roller, S. D.; Bennetto, H. P.; Delaney, G. M.; Mason, J. R.; Stirling, J. L.; Thurston, C. F., Electron-transfer coupling in microbial fuel cells: 1. Comparison of redox-mediator reduction rates and respiratory rates of

bacteria. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. Biotechnology 1984, 34, (1), 3-12.

163. Bennetto, H. P.; Dew, M. E.; Stirling, J. L.; Tanaka, K., Rates of reduction of phenothiazine 'redox' dyes by E. coli. Chem and Ind 1981, 8, (776).

164. Delaney, G. M.; Bennetto, H. P.; Mason, J. R.; Roller, S. D.; Stirling, J. L.; Thurston, C. F., Electron-transfer coupling in microbial fuel cells. 2. performance of fuel cells containing selected microorganism—mediator— substrate combinations. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. Biotechnology 1984, 34, (1), 13-27.

165. Alferov, S. V.; Coman, V.; Gustavsson, T.; Reshetilov, A. N.; von Wachenfeldt, C.; Hägerhäll, C.; Gorton, L., Electrical communication of cytochrome enriched Escherichia coli JM109 cells with graphite electrodes. Electrochimica Acta 2009, 54, (22), 4979-4984.

166. Gómez-Manzo, S.; González-Valdez, A. A.; Oria-Hernández, J.; Reyes-Vivas, H.; Arreguin-Espinosa, R.; Kroneck, P. M. H.; Sosa-Torres, M. E.; Escantilla, J. E., The active (ADHa) and inactive (ADHi) forms of the PQQ-alcohol dehydrogenase from Gluconacetobacter diazotrophicus differ in their respective oligomeric structures and redox state of their corresponding prosthetic groups. FEMS Microbiology Letters 2012, 328, (2), 106-113.

167. Laurinavieius, V.; Razumiene, J.; Kurtinailiene, B.; Gureviene, V.; Marcinkeviciene, L.; Bachmatova, I., Comprative characterization of soluble and membrane-bound PQQ-glucose dehydrogenases. Biologija 2003, (2), 31-34.

168. Richhardt, J.; Bringer, S.; Bott, M., Role of the pentose phosphate pathway and the Entner-Doudoroff pathway in glucose metabolism of Gluconobacter oxydans 621H. Applied microbiology and biotechnology 2013, 97, (10), 4315-4323.

169. Lapenaite, I.; Kurtinaitiene, B.; Razumiene, J.; Laurinavieius, V.; Marcinkeviciene, L.; Bachmatova, I.; Meskys, R.; Ramanavicius, A.,

Properties and analytical application of PQQ-dependent glycerol dehydrogenase from Gluconobacter sp. 33. Analytica Chimica Acta 2005, 549, (1-2), 140-150.

170. Gorton, L., Selective detection in flow analysis based on the combination of immobilized enzymes and chemically modified electrodes. Anal. Chim. Acta 1991, 250, 203-210.

171. Katz, E.; Shipway, A. N.; Willner, I., Mediated electron-transfer between redox-enzymes and electrode supports. In Encyclopedia of Electrochemistry, Wilson, G. S., Ed. Wiley-VCH GmbH: Weinheim, Germany, 2002; Vol. 9, pp 559-626.

172. Перевалова, Э. Г.; Решетова, M. Д.; Гранберг, К. И., Методы элементоорганической химии. Ферроцен. Наука: М., 1983; р 557.

173. Martic, S.; Labib, М.; Shipman, Р. О.; Kraatz, Н. В., Ferrocene-peptido conjugates: from synthesis to sensory applications. Dalton transactions 2011,40, (28), 7264-90.

174. Hall, D. W.; Russell, C. D., Substituent effects in the chronopotentiometric oxidation of ferrocene derivatives. Internal solvation of certain substituted ferricenium ions'. Journal of the American Chemical Societ 1967, 89, (10), 2316-2322.

175. Skiadai, P.; Morozova, N. O.; Reshetilov, A. N., Amperometric biosensors for detection of phenol using chemically modified electrodes containing immobilized bacteria. Biosensors and Bioelectronics 2002, 17, (10), 867873.

176. Takayama, K.; Kurosaki, Т.; Ikeda, Т.; Nagasawa, Т., Bioelectrocatalytic hydroxylation of nicotinic acid at an electrode modified with immobilized bacterial cells of Pseudomonas fluorescens in the presence of electron transfer mediators. Journal of Electroanalytical Chemistry 1995, 381, 47-53.

111. Wang, X.; Liu, M.; Wang, X.; Wu, Z.; Yang, L.; Xia, S.; Chen, L.; Zhao, J., p-Benzoquinone-mediated amperometric biosensor developed with

Psychrobacter sp. for toxicity testing of heavy metals. Biosensors & bioelectronics 2013, 41, 557-62.

178. Ikeda, T.; Kano, K., An electrochemical approach to the studies of biological redox reactions and their applications to biosensors, bioreactors, and biofuel cells. Journal of Biosience and Bio engineering 2001, 92, (1), 9-18.

179. Ikeda, T.; Kano, K.; Maeda, M.; Tatsumi, H.; Matsushita, K., Electrocatalytic properties of Acetobacter aceti cells immobilized on electrode for the quinone-mediated oxidation of ethanol. J. Electroanal. Chem. 1997,430, 197-204.

180. Polak, M.; Rawson, D.; Haggett, G. D., Redox mediated biosensors incorporating cultured fish cells for toxicity assessment. Biosensors & bioelectronics 1996, 11, (12), 1253-1257.

181. Hoh, G. L. K.; McEven, W. E.; Kleinberg, J., Chronopotenciometric oxidation of ferrocenes. Org. Biolog. Chem. 1961, 3949-3953.

182. Okochi, M.; Matsunaga, T., Electrochemical sterilization of bacteria using graphite electrode modified with adsorbed ferrocene Electrochimica Acta 1997,42, (20-22), 3247-3250.

183. Babanova, S.; Hubenova, Y.; Mitov, M., Influence of artificial mediators on yeast-based fuel cell performance. Journal of bioscience and bioengineering 2011, 112, (4), 379-87.

184. Smolander, M.; Marko-Varga, G.; Gorton, L., Aldose dehydrogenase-modified carbon paste electrodes as amperometric aldose sensors. Anal Chim Acta 1995, 302, 233-240.

185. Matsumoto, K.; Kano, K.; Ikeda, T., Theory of steady-state catalytic current of mediated bioelectrocatalysis. Journal of Electroanalytical Chemistry 2002, 535 37-40.

186. Ikeda, T.; Kano, K., Bioelectrocatalysis-based application of quinoproteins and quinoprotein-containing bacterial cells in biosensors and biofuel cells.

Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics 2003, 1647, (1-2), 121-126.

187. Albery, W. J.; Bartlett, P. N., Amperometric enzyme electrodes: Part I. Theory. Journal of Electroanalytical Chemistry and Interfacial Electrochemistry 1985, 194, (2), 211-222.

188. Pepi, F.; Tata, A.; Garzoli, S.; Giacomello, P.; Ragno, R.; Patsilinakos, A.; Fusco, M. D.; D'Annibale, A.; Cannistraro, S.; Baldacchini, C.; Favero, G.; Frasconi, M.; Mazzei, F., Chemically modified multiwalled carbon nanotubes electrodes with ferrocene derivatives through reactive landing. The Journal of Physical Chemistry С 2011, 115, (11), 4863-4871.

189. Bunte, C.; Prucker, O.; Konig, Т.; Ruhe, J., Enzyme containing redox polymer networks for biosensors or biofuel cells: a photochemical approach. Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2010, 26, (8), 6019-27.

190. Merchant, S. A.; Tran, Т. O.; Meredith, M. Т.; Cline, Т. C.; Glatzhofer, D. Т.; Schmidtke, D. W., High-sensitivity amperometric biosensors based on ferrocene-modified linear poly(ethylenimine). Langmuir : the ACS journal of surfaces and colloids 2009, 25, (13), 7736-42.

191. Chuo, T.-W.; Wei, T.-C.; Chang, Y.; Liu, Y.-L., Electrically-driven biofouling release of a poly(tetrafluoroethylene) membrane modified with an electrically-induced reversibiy crosslinked polymer. ACS applied materials & interfaces 2013.

192. van Staveren, D. R.; Metzler-Nolte, N., Bioorganometallic chemistry of ferrocene. Chemical reviews 2004, 104, (12), 5931-5986.

193. Кузнецов, Б.; Хлупова, M.; Шлеев, С.; Карапетьянц, А.; Ярополов, А., Электрохимический метод измерения метаболической активности и числа клеток. Прикладная биохимия и микробиология 2006, 42, (5), 599608.

194. Heiskanen, A.; Spegel, C.; Kostesha, N.; Lindahl, S.; Ruzgas, Т.; Emneus, J., Mediator-assisted simultaneous probing of cytosolic and mitochondrial redox activity in living cells. Analytical biochemistry 2009, 384, (1), 11-19.

195. Heiskanen, A.; Coman, V.; Kostesha, N.; Sabourin, D.; Haslett, N.; Baronian, K.; Gorton, L.; Dufva, M.; Emneus, J., Bioelectrochemical probing of intracellular redox processes in living yeast cells—application of redox polymer wiring in a microfluidic environment. Analytical and bioanalytical chemistry 2013,405, (11), 3847-3858.

196. Clark, L. C.; Wolf, R.; Granger, D.; Taylor, Z., Continuous recording of blood oxygen tensions by polarography. Journal of applied physiology 1953, 6, (3), 189-193.

197. Beyersdorf-Radeck, В.; Riedel, K.; Karlson, U.; Bachmann, Т. Т.; Schmid, R. D., Screening of xenobiotic compounds degrading microorganisms using biosensor techniques. Microbiol Res. 1998, 153, (3), 239-243.

198. Российская, И. В.; Есикова, Т. 3.; Понаморева, О. Н.; Решетилов, А. Н., Биосенсорная оценка катаболической активности штаммов-деструкторов е-каполактама с различными сочетаниями «САР-плазмида - бактериальный хозяин». Биотехнология 2008, 4, 44-47.

199. Gad, S. С.; Robinson, К.; Serota, D. G.; Colpean, В. R., Developmental toxicity studies of capiolactam m the rat and rabbit. J Appl Toxicol. 1987, 7, (5), 317-326.

200. Reinhold, R. W.; Hoffman, G. M.; Bolte, H. F.; Rinehart, W. E.; Rusch, G. M.; Parod, R. J.; M., K., Subchronic inhalation toxicity study of caprolactam (with a 4-week recovery) in the rat via whole-body exposures. Toxicol Sci. 1998,44, (2), 197-205.

201. Recommendation from the scientific expert group on occupational exposure limits for s-caprolactam In European Commission: Employment, S. A. a. I., Ed. 1995.

202. Анализ рынка, капролактама в России в 2008-2012 гг, прогноз на 20132017 гг BusinesStat: 2013; р 47.

203. Вольф, JL А.; Хайтин, Б. Ш., Производство поликапроамида. Химия: М., 1977; р 208.

204. Anastas, Р. Т.; Warner, J. С., Green chemistry: theory and practice. Oxford University Press: Oxford, UK, 1998; p 135.

205. В.В.Лунин, E. С. Л., «Зеленая» химия в России. In Сборник статей "Зеленая химия в России", Лунина, В. В.; Тундо, П.; Локтева, Е. С., Eds. Издательство Московского университета: М., 2004; рр 10-23.

206. Thomas, J. M.; Raja, R., Design of a "green" one-step catalytic production of epsilon-caprolactam (precursor of nylon-6). Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 2005, 102, (39), 13732-6.

207. Соколов, А. Б.; Печатников, M. Г.; Крижановский А.С.; Петров, Г. Г., Комбинирование химических и биологических способов очистки капролактам со держащих стоков. Рос. хим. ж. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева) 2006,1, (3), 48-53.

208. Глазко, И. Л.; Леванова, С. В.; Канаев, А. В.; Сабитов, С. С.; Петров, Г. Г.; Носикова, Е. А., Оптимизация стадии дистилляции капролактама. Рос. хим. ж. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева) 2006, L, (3), 5964.

209. Карасёва, С. Я.; Красных, Е. Л.; Леванова, С. В.; Петров, Г. Г.; Садивский, С. Я., К вопросу о качестве капролактама и полиамида. Рос. хим. ж. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева) 2006, L, (3), 54-58.

210. Леванова, С. В.; Герасименко, В. И.; Глазко, И. Л.; Соколов, А. Б.; Сумарченкова, И. А.; Канаев, А. В., Синтез сложных эфиров из жидких отходов производства капролактама. Рос. хим. ж. (Ж. Рос. хим. об-ва им. Д.И. Менделеева) 2006, L, (3), 37-42.

211. Наумова, Р. П.; Голованова, Э. В.; Губернаторова, В. А.; Б.В., В., Контроль биохимической очистки стоков производства капролактама. Вест. техн. и экон. информации 1963, (8), 30.

212. МУК 4.1.1209-03 Газохроматографическое определение Е-капролактама в воде. 4.1.МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ. ХИМИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ. Определениеконцентраций химических веществ в воде централизованных систем питьевого водоснабжения. Сборник методических указаний. Выпуск 3. Минздрав России, Москва. 2004. 7 с.

213. ПНД Ф 14.1:2:4.211-05 (ФР.1.31.2001.00360) Количественный химический анализ вод. Методика выполнения измерений массовой концентрации капролактама в пробах питьевых, природных и сточных вод газохроматографическим методом.

214. Bergmany, F., Colorimetric determination of amides as hydroxamic acids Analytical chemistry 1952, 24, (8), 1367-1369.

215. МУ 1671-77. Методические указания на колориметрическое определение капролактама в воздухе. Министерство здравоохранения СССР. 1977. 18 с.

216. А.с. 1679362 СССР. Способ количественного определения капролактама в водных растворах - МКИ G 01 N 30/02 ; Заявлено

Л Г\ Л Г>Г\ Т"1 "\Г. Л Г /Т ЛЛ АЛ Л1 Г\ _ 1 ЛЛ1

¿Кич-.ОУ ; Г>НШ.Л" О J WliyUJi. ¿j.vjy.y 1. — z С. . 1УУ1.

217. Fukumura , T., Bacterial breakdown of e-caprolactam and its cyclic oligomers. Plant Cell Physiol 1966, 7, 93-104.

218. Shama, G.; Wase, D. A., The biodégradation of caprolactam and some related compounds. International Biodeterioration Bulletin. A review 1981, 17,(1), 1-9.

219. Baxi, N. N.; Shah, A. K., e-Caprolactam-degradation by Alcaligenes faecalis for bioremediation of wastewater of a nylon-6 production plant. Biotechnology letters 2002, 24, 1177-1180.

220. Kulkarni, R. S.; Kanekar, P. P., Bioremediation of epsilon-caprolactam from nylon-6 waste water by use of Pseudomonas aeruginosa MCM В-407. Curr Microbiol 1998, 37, (3), 191-4.

221. Грищенков, В. Г.; Аминов, Р. И.; Воронин, А. М., Конкурентные взаимодействия в смешанных культурах изогенных штаммов Pseudomonas putida BS394, несущих четыре разные природные плазмиды утилизации капролактама. Микробиология 1993, 62, (3), 460468.

222. Есикова, Т. 3.; Грищенков, В. Г.; Воронин, А. М., Плазмиды деградации капролактама Микробиология 1990, 59, (4), 547-552.

223. Есикова, Т. 3.; Грищенков, В. Г., Регуляция экспрессии плазмидных детерминантов, ответственных за деградацию капролактама бактериями рода Pseudomonas. Микробиология 1992, 61, (5), 843-851.

224. Kinoshita, S.; Okada, Н., Degradation of e-caprolactam by subcellular fraction of Achromobacter guttatus. J. Ferment. Technol. 1973, 51, 753-756.

225. Baxi, N., Influence of s-caprolactam on growth and physiology of environmental bacteria. Ann Microbiol 2013, 1-6.

226. Есикова, Т. 3. Плазмиды биодеградации е-капролактама бактерий рода Pseudomonas. Пущино, 1990.

227. Наумова, Р. П.; Есикова, Т. 3.; Ильинская, О. Н., метаболизм капролактама у псевдомонад в связи с его плазмидной обусловленностью. Микробиология 1988, 57, (3), 426-430.

228. Воронин, А. М.; Грищенков, В. Г.; Кулаков, JI. А.; Наумова, Р. П., Характеристика плазмиды pBS271, контролирующей деградацию 8-капролактама бактериями рода Pseudomonas. Микробиология 1986, 55, (2), 231-236.

229. Park, Е. S.; Kim, М.; Shin, J. S., Molecular determinants for substrate selectivity of omega-transaminases. Applied microbiology and biotechnology 2012, 93, (6), 2425-35.

230. Наумова, Р. П.; Белов, И. С., Превращение г-аминокапроновой кислоты при бактериальном разрушении капролактама. Биохимия 1968, 33, 946.

231. Seo, J. Н.; Hwang, J. Y.; Seo, S. H.; Kang, H.; Hwang, B. Y.; Kim, B. G., Computational selection, identification and structural analysis of omega-aminotransferases with various substrate specificities from the genome sequence of Mesorhizobium loti MAFF303099. Biosci Biotechnol Biochem 2012, 76, (7), 1308-14.

232. Markova, M.; Peneff, C.; Hewlins, M. J.; Schirmer, Т.; John, R. A., Determinants of substrate specificity in omega-aminotransferases. The Journal of biological chemistry 2005, 280, (43), 36409-16.

233. Yagi, Т.; Misono, H.; Tanizawa, K.; Yoshimura, Т.; Soda, K., Characterization of the half and overall reactions catalyzed by L-lysine:2-oxoglutarate 6-aminotransferase. Journal of biochemistry 1991, 109, (1), 615.

234. Fujii, Т.; Narita, Т.; Agematu, H.; Agata, N.; Isshiki, K., Characterization of L-lysine 6-aminotransferase and its structural gene from Flavobacterium lutescens IF03084. J Biochem. 2000, 128, (3), 391-397.

235. Valmaseda, E. M.; Campoy, S.; Naranjo, L.; Casqueiro, J.; Martin, J. F., Lysine is catabolized to 2-aminoadipic acid in Penicillium chrysogenum by an orriega-aminoLransferase and to saccnaropine by a lysine 2-ketogiutarate reductase. Characterization of the omega-aminotransferase. Molecular genetics and genomics : MGG 2005, 274, (3), 272-82.

236. Tripathi, S. M.; Ramachandran, R., Overexpression, purification and crystallization of lysine epsilon-aminotransferase (Rv3290c) from Mycobacterium tuberculosis H37Rv. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr Sect F Struct Biol Cryst Commun. 2006 62, (6), 572-575.

237. Liras, P.; Demain, A. L., Methods in enzymology. Chapter 16. Enzymology of J3-lactam compounds with cephem structure produced by Actinomycete. In David, A. H„ Ed. Academic Press: 2009; Vol. Volume 458, pp 401-429.

238. Rausch, С.; Lerchner, A.; Schiefner, A.; Skerra, A., Crystal structure of the omega-aminotransferase from Paracoccus denitrificans and its phylogenetic relationship with other class III aminotransferases that have biotechnological potential. Proteins 2013, 81, (5), 774-87.

239. Malik, M. S.; Park, E. S.; Shin, J. S., Features and technical applications of omega-transaminases. Applied microbiology and biotechnology 2012, 94, (5), 1163-71.

240. Herai, S.; Hashimoto, Y.; Higashibata, H.; Maseda, H.; Ikeda, H.; Omura, S.; Kobayashi, M., Hyper-inducible expression system for streptomycetes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 2004, 101, (39), 14031-5.

241. Boronin, A. M.; Naumova, R. P.; Grishchenkov, V. G.; Ilijunskaya , O. N., Plasmid specifying e-caprolactam degradation in Pseudomonas strains. FEMS Microbiol. Lett. 1984, 22, 167-171.

242. Esikova, T. Z.; Grishchenkov, V. G.; Kulakov, L. A.; Morenkova, M. A.; Boronin, A. M., Incompatibility groups of epsilon-caprolactam biodégradation plasmids from bacteria of Pseudomonas genus. Mol Gen Mikrobiol Virusol. 1990, (4), 25-33.

243. Kulkarni, R. S.; Kanekar, P. P., Effect of some curing agents on phenotypic stability in Pseudomonas putida dégradation s-caprolactam Wor ld Journal of Microbiology and Biotecnology 1998, 14, 255-257.

244. Литвиненко, Л. А.; Петрикевич, С. Б.; Кравчук, А. В.; Грищенков, В. Г., Катаболизм капролактама и его интермедиатов производными штамма Pseudomonas putida BS394, содержащими различные сар-плазмиды. Микробиология 1993, (3), 447-452.

245. Fukumura, Т., Hydrolysis of cyclic and linear oligomers of 6-aminocaproic acid by a bacterial cell extract. Journal of biochemistry 1966, 59, 531-536.

246. Negoro, S., Biodegradation of nylon oligomers. Applied microbiology and biotechnology 2000, 54, (4), 461-6.

247. Kato, K.; Fujiyama, K.; Hatanaka, H. S.; Priyambada, I. D.; Negoro, S.; Urabe, I.; Okada, H., Amino acid alterations essential for increasing the catalytic activity of the nylon-oligomer-degradation enzyme of Flavobacterium sp. European journal of biochemistry / FEBS 1991, 200, (1), 165-9.

248. Negoro, S.; Ohki, T.; Shibata, N.; Sasa, K.; Hayashi, H.; Nakano, H.; Yasuhira, K.; Kato, D.; Takeo, M.; Higuchi, Y., Nylon-oligomer degrading enzyme/substrate complex: catalytic mechanism of 6-aminohexanoate-dimer hydrolase. Journal of molecular biology 2007, 370, (1), 142-56.

249. Ohki, T.; Shibata, N.; Higuchi, Y.; Kawashima, Y.; Takeo, M.; Kato, D.; Negoro, S., Two alternative modes for optimizing nylon-6 byproduct hydrolytic activity from a carboxylesterase with a beta-lactamase fold: X-ray crystallographic analysis of directly evolved 6-aminohexanoate-dimer hydrolase. Protein science : a publication of the Protein Society 2009, 18, (8), 1662-73.

250. Kato, K.; Ohtsuki, K.; Koda, Y.; Maekawa, T.; Yomo, T.; Negoro, S.; Urabe, I., A plasmid encoding enzymes for nylon oligomer degradation: nucleotide sequence and analysis of pOAD2. Microbiology 1995, 141 ( Pt 10), 2585-90.

251. Okada, H.; Negoro, S.; Kimura, H.; Nakamura, S., Evolutionary adaptation of plasmid-encoded enzymes for degrading nylon oligomers. Nature 1983, 306, (5939), 203-6.

252. Kanagawa, K.; Negoro, N.; Takada, N.; Okada, H., Plasmid dependence of Pseudomonas sp. strain NK 87 enzymes that degrade 6-aminohexanoate-cyclic dimer. J. Bacteriol. 1989, 171, (6).

253. Kanagawa, K.; Oishi, M.; Negoro, S.; Urabe, I.; Okada, H., Characterisation of the 6-aminohexanoate-dimer hydrolase from Pseudomonas sp. NK87. J. Gen. Microbiol. 1993, 139, 787-795.

254. Negoro, S.; Shinagawa, H.; Nakata, A.; Kinoshita, S.; Hatozaki, T.; Okada, H., Plasmid control of 6-aminohexanoic acid cyclic dimer degradation enzymes of Flavobacterium sp. K172. Journal of bacteriology 1980, 143, (1), 238-45.

255. Yasuhira, K.; Uedo, Y.; Takeo, M.; Kato, D.; Negoro, S., Genetic organization of nylon-oligomer-degrading enzymes from alkalophilic bacterium, Agromyces sp. KY5R. Journal of bioscience and bio engineering 2007, 104, (6), 521-4.

256. Yasuhira, K.; Tanaka, Y.; Shibata, H.; Kawashima, Y.; Ohara, A.; Kato, D.; Takeo, M.; Negoro, S., 6-Aminohexanoate oligomer hydrolases from the alkalophilic bacteria Agromyces sp. strain KY5R and Kocuria sp. strain KY2. Applied and environmental microbiology 2007, 73, (21), 7099-102.

257. Yasuhira, K.; Shibata, N.; Tanaka, Y.; Kumagai, N.; Nagai, K.; Kato, D.; Takeo, M.; Negoro, S.; Higuchi, Y., Crystallization and X-ray diffraction analysis of nylon-oligomer hydrolase (NylC) from Agromyces sp. KY5R. Acta crystallographica. Section F, Structural biology and crystallization communications 2011, 67, (Pt 8), 892-5.

258. Negoro, S.; Shibata, N.; Tanaka, Y.; Yasuhira, K.; Shibata, H.; Hashimoto, H.; Lee, Y. H.; Oshima, S.; Santa, R.; Mochiji, K.; Goto, Y.; Ikegami, T.; Nagai, K.; Kato, D.; Takeo, IvI.; Higuchi, Y., Three-dimensional structure of nylon hydrolase and mechanism of nylon-6 hydrolysis. The Journal of biological chemistry 2012, 287, (7), 5079-90.

259. Prijambada, I. D.; Negoro, S.; Yomo, T.; Urabe, I., Emergence of nylon oligomer degradation enzymes in Pseudomonas aeruginosa PAO through experimental evolution. Applied and environmental microbiology 1995, 61, (5), 2020-2.

260. Wang, C. C.; Lee, C. M., Isolation of the epsilon-caprolactam denitrifying bacteria from a wastewater treatment system manufactured with

acrylonitrile-butadiene-styrene resin. Journal of hazardous materials 2007, 145,(1-2), 136-41.

261. Baxi, N.; Shah, A., The use of solid waste of a nylon-6 plant as a nutrient for bacterial decolourisation of dyes. World Journal of Microbiology and Biotechnology 2007, 23, (9), 1321-1326.

262. Baxi, N. N.; Shah, A. K., Biological treatment of the components of solid oligomeric waste from a nylon-6 production plant. World J Microbiol Biotechnol Adv 2000,16, 835-840.

263. Truppo, M. D.; Rozzell, J. D.; Moore, J. C.; Turner, N. J., Rapid screening and scale-up of transaminase catalysed reactions. Organic & biomolecular chemistry 2009, 7, (2), 395-8.

264. Bartos, J.; Pesez, M., Colorimetric and fluorimetric determination of aldehydes and ketones Pure & Appi. Chem., Vol. 1979, 51, 1803-1814.

265. Васильев, В. Ю.; Ерёмин, В. П., Экспресс-метод определения активности у-аминобутират-а-кетоглутарат трансаминазы Экспериментальная биологическая медицина 1968, 66, (9), 123-125.

266. Jaffrezic-Renault, N.; Dzyadevych, S. V., Conductometric Microbiosensors for Environmental Monitoring. Sensors 2008, 8, 2569-2588.

267. Marquis, B. J.; Love, S. A.; Braun, K. L.; Haynes, C. L., Analytical methods to assess nanoparticie toxicity. Analyst 2009, 134, (3), 425-39.

268. Hsieh, C. Y.; Tsai, M. H.; Ryan, D. K.; Pancorbo, О. C„ Toxicity of the 13 priority pollutant metals to Vibrio fisheri in the Microtox chronic toxicity test. The Science of the total environment 2004, 320, (1), 37-50.

269. Daniel, M.; Sharpe, A.; Driver, J.; Knight, A. W.; Keenan, P. O.; Walmsley, R. M.; Robinson, A.; Zhang, Т.; Rawson, D., Results of a technology demonstration project to compare rapid aquatic toxicity screening tests in the analysis of industrial effluents. Journal of environmental monitoring : JEM 2004, 6, (11), 855-65.

270. Liu, X.; Germaine, K. J.; Ryan, D.; Dowling, D. N., Whole-cell fluorescent biosensors for bioavailability and biodégradation of polychlorinated biphenyls. Sensors 2010,10, (2), 1377-98.

271. Shin, H. J., Genetically engineered microbial biosensors for in situ monitoring of environmental pollution. Applied microbiology and biotechnology 2011, 89, (4), 867-77.

272. D'Souza, S. F., Microbial biosensors. Biosensors & bioelectronics 2001, 16, (6), 337-53.

273. Baeumner, A. J., Biosensors for environmental pollutants and food contaminants. Analytical and bioanalytical chemistry 2003, 377, (3), 434-45.

274. Reshetilov, A., Microbial, enzymatic, and immune biosensors for ecological monitoring and control of biotechnological processes. Applied Biochemistry and Microbiology 2005,41, (5), 442-449.

275. Campanella, L.; Favero, G.; Tomassetti, M., Immobilized yeast cells biosensor for total toxicity testing. The Science of the total environment 1995,171,227-234.

276. Timur, S.; Pazarlioglu, N.; Pilloton, R.; Telefoncu, A., Thick film sensors based on laccases from different sources immobilized in polyaniline matrix. Sensors and Actuators B: Chemical 2004, 97, (1), 132-136.

277. Kirgoz, U. A.; Odaci, D.; Timur, S.; Merkoci, A.; Alegret, S.; Besun, N.; Telefoncu, A., A biosensor based on graphite epoxy composite electrode for aspartame and ethanol detection. Anal ChimActa 2006, 570, (2), 165-9.

278. Timur, S.; Anik, U.; Odaci, D.; Gorton, L., Development of a microbial biosensor based on carbon nanotube (CNT) modified electrodes. Electrochemistry Communications 2007, 9, (7), 1810-1815.

279. Emelyanova, E. V.; Reshetilov, A. N., Rhodococcus erythropolis as the receptor of cell-based sensor for 2,4-dinitrophenol detection: effect of 'co-oxidation'. Process Biochemistry 2002, 37, 683-692.

280. Reshetilov, A. N.; Semenchuk, I. N.; Iliasov, P. V.; Taranova, L. A., The amperometric biosensor for detection of sodium dodecyl sulfate. Anal Chim Acta 1997, 347, (1-2), 19-26.

281. Taranova, L.; Semenchuk, I.; Manolov, T.; Iliasov, P.; Reshetilov, A., Bacteria-degraders as the base of an amperometric biosensor for detection of anionic surfactants. Biosensors & bioelectronics 2002, 17, (8), 635-40.

282. Taranova, L. A.; Fesay, A. P.; Ivashchenko, G. V.; Reshetilov, A. N.; Winther-Nielsen, M.; Emneus, J., Comamonas testosteroni Strain TI as a Potential Base for a Microbial Sensor Detecting Surfactants. Applied Biochemistry and Microbiology 2004, 40, (4), 404-408.

283. Okochi, M.; Mima, K.; Miyata, M.; Shinozaki, Y.; Haraguchi, S.; Fujisawa, M.; Kaneko, M.; Masukata, T.; Matsunaga, T., Development of an automated water toxicity biosensor using Thiobacillus ferrooxidans for monitoring cyanides in natural water for a water filtering plant. Biotechnology and bioengineering 2004, 87, (7), 905-11.

284. Lei, Y.; Mulchandani, P.; Chen, W.; Mulchandani, A., Biosensor for direct determination of fenitrothion and EPN using recombinant Pseudomonas putida JS444 with surface expressed organophosphorus hydrolase. 1. Modified Clark oxygen electrode. Sensors 2006, 6, 466-472.

285. Lei, Y.; Mulchandani, P.; Chen, W.; Mulchandani, A., Biosensor for direct determination of fenitrothion and EPN using recombinant Pseudomonas putida JS444 with surface-expressed organophosphorous hydrolase. 2. Modified carbon paste electrode. Appl Biochem Biotechnol 2007, 136, (3), 243-50.

286. Mulchandani, P.; Chen, W.; Mulchandani, A.; Wang, J.; Chen, L., Amperometric microbial biosensor for direct determination of organophosphate pesticides using recombinant microorganism with surface expressed organophosphorus hydrolase. Biosensors & bioelectronics 2001, 16, 433^37.

287. Belkin, S., Microbial whole-cell sensing systems of environmental pollutants. Current Opinion in Microbiology 2003, 6, (3), 206-212.

288. Buchinger, S.; Grill, P.; Morosow, V.; Ben-Yoav, H.; Shacham-Diamand, Y.; Biran, A.; Pedahzur, R.; Belkin, S.; Reifferscheid, G., Evaluation of chrono-amperometric signal detection for the analysis of genotoxicity by a whole cell biosensor. Anal ChimActa 2010, 659, (1-2), 122-8.

289. Popovtzer, R.; Neufeld, T.; Biran, D.; Ron, E. Z.; Rishpon, J.; Shacham-Diamand, Y., Novel Integrated Electrochemical Nano-Biochip for Toxicity Detection in Water. Nano Letters 2005, 5, (6), 1023-1027.

290. Neufeld, T.; Biran, D.; Popovtzer, R.; Erez, T.; Ron, E. Z.; Rishpon, J., Genetically Engineering pfabA pfabB Bacteria: in Electrochemical Whole Cell Biosensor for detection Water Toxicity. Anal. Chem. 2006, 78, 49524956.

291. Ivask, A.; Rolova, T.; Kahru, A., A suite of recombinant luminescent bacterial strains for the quantification of bioavailable heavy metals and toxicity testing. BMC biotechnology 2009, 9, 41.

292. Elad, T.; Belkin, S., Whole-cell biochips for online water monitoring. Bioengineered bugs 2012, 3, (2), 124-8.

293. Horsburgh, A. M.; Mardlin, D. P.; Turner, N. L.; Henkler, R.; Strachan, N.; Glover , L. A.; raton, G. I.; Kiiinam, K., On-line microbial biosensing and fingerprinting of water pollutants. Biosensors & bioelectronics 2002, 17, 495-501.

294. Bechor, O.; Smulski, D. R.; Van Dyk, T. K.; LaRossa, R. A.; Belkin, S., Recombinant microorganisms as environmental biosensors: pollutants detection by Escherichia coli bearing fabA'::lux fusions. Journal of biotechnology 2002, 94, 125-32.

295. Tiensing, T.; Strachan, N.; Paton, G. I., Evaluation of interactive toxicity of chlorophenols in water and soil using lux-marked biosensors. Journal of Environmental Monitoring 2002, 4, (4), 482-489.

296. Philp, J. C; Balmand, S.; Hajto, E.; Bailey, M. J.; Wiles, S.; Whiteley, A. S.; Lilley, A. K.; Hajto, J.; Dunbar, S. A., Whole cell immobilised biosensors for toxicity assessment of a wastewater treatment plant treating phenolics-containing waste. Analytica Chimica Acta 2003,487, (1), 61-74.

291. Song, W.; Pasco, N.; Gooneratne, R.; Weld, R. J., Comparison of three genetically modified Escherichia coli biosensor strains for amperometric tetracycline measurement. Biosensors & bioelectronics 2012, 35, (1), 69-74.

298. Farre, M.; Goncalves, C.; Lacorte, S.; Barcelo, D.; Alpendurada, M. F., Pesticide toxicity assessment using an electrochemical biosensor with Pseudomonas putida and a bioluminescence inhibition assay with Vibrio fischeri. Analytical and bioanalytical chemistry 2002, 373, (8), 696-703.

299. Rensing, C.; Maier, R. M., Issues underlying use of biosensors to measure metal bioavailability. Ecotoxicology and environmental safety 2003, 56, (1), 140-147.

300. Gooding, J. J.; Chow, E.; Finlayson, R., Biosensors for Detecting Metal Ions: NewTrends. Current Chemistry 2003, 56, 159-162.

301. Tibazarwa, C.; Corbisier, P.; Mench, M.; Bossus, A.; Solda, P.; Mergeay, M.; Wyns, L.; van der Lelie, D., A microbial biosensor to predict bioavailable nickel in soil and its transfer to plants. Environmental pollution 2001, 113,(1), 19-26.

302. Fu, Y.-J.; Chen, W.-L.; Huang, Q.-Y., Construction of two lux-tagged Hg2+-specific biosensors and their luminescence performance. Applied microbiology and biotechnology 2008, 79, (3), 363-370.

303. Tom-Petersen, A.; Hosbond, C.; Nybroe, O., Identification of copper-induced genes in Pseudomonas fluorescens and use of a reporter strain to monitor bioavailable copper in soil. FEMS microbiology ecology 2001, 38, (1), 59-67.

304. Polyak, В.; E.Bassis; Novodvorets, A.; Belkin, S.; Marks, R. S., Optical fiber bioluminescent whole-cell microbial biosensors to genotoxicants. Water Science and Technology 2000, 42, (1-2), 305-311.

305. Rosen, R.; Davidov, Y.; LaRossa, R. A.; Belkin, S., Microbial sensors of ultraviolet radiation based on recA'::lux fusions. Appl Biochem Biotechnol 2000, 89, (2-3), 151-60.

306. Wang X, He Y, Liu M. Toxicities assessment of Cu2+ and Zn2+ on activated sludge by ToxTell biosensor. Acta Scientiae Circumstantiae 2012, 32, (5), 1049-53.

307. Возная, H. Ф., Химия воды и микробиология. Высшая школа: М., 1979; р 361.

308. Методы охраны внутренних вод от загрязнения и истощения. М: Агропромиздат. 1985; р 220.

309. Лурье, Ю. Ю., Аналитическая химия промышленных сточных вод. Химия: М., 1984; - 448 с.

310. Количественный химический анализ вод. Методика выполнения измерений биохимической потребности в кислороде после п-дней инкубации (БПКполн.) в поверхностных пресных, подземных (грунтовых), питьевых, сточных и очищенных сточных водах. ПНД Ф 14. 1:2:3:4. 123-97. - М.: 1997,- 27 с.

311. Hikuma, М.; Suzuki, Н.; Yasuda, Y.; Karube, I.; Suzuki, S., Amperometric estimation of BOD by using living immobilized yeasts. European Journal of Applied Microbiology and Biotechnology 1979, 8, (4), 289-297.

312. Karube, I.; Matsunaga, Т.; Mitsuda, S.; Suzuki, S., Microbial electrode BOD sensors. Biotechnol Bioeng. 1977, 19, (10), 1535-1547.

313. Arlyapov, V.; Kamanin, S.; Ponamoreva, O.; Reshetilov, A., Biosensor analyzer for BOD index express control on the basis of the yeast microorganisms Candida maltosa, Candida blankii, and Debaryomyces hansenii. Enzyme and microbial technology 2012, 50, (4-5), 215-20.

314. Reshetilov, A.; Arlyapov, V.; Alferov, V.; Reshetilova, Т., BOD Biosensors: Application of Novel Technologies and Prospects for the Development. In State of the Art in Biosensors - Environmental and Medical Applications, InTech: 2013.

315. Chen, D.; Cao, Y.; Liu, В.; Kong, J., A BOD biosensor based on a microorganism immobilized on an A1203 sol-gel matrix. Analytical and bioanalytical chemistry 2002, 372, (5-6), 737-9.

316. Veiling, S.; Tenno, Т., Different calibration methods of a microbial BOD sensor for analysis of municipal wastewaters. Sensors and Actuators B: Chemical 2009, 141, (1), 233-238.

317. Понаморева, О. H.; Арляпов, В. А.; Алферов, В. А.; Решетилов, А. Н., Микробные биосенсоры для определения биологического потребления кислорода (обзор). Прикладная биохимия и микробиология 2011, 47, (1), 5-15.

318. Bourgeois, W.; Burgess, J. Е.; Stuetz, R. M., On-line monitoring of wastewater quality: a review. Journal of Chemical Technology & Biotechnology 2001, 76, (4), 337-348.

319. Rodriguez-Mozaz, S.; Alda, M. J.; Marco, M. P.; Barcelo, D., Biosensors for environmental monitoring A global perspective. Talanta 2005, 65, (2), 2917.

320. Liu, J.; Mattiasson, В., Microbial BOD sensors for wastewater analysis. Water research 2002, 36, 3786-3802.

321. Liu, J.; Björnsson, L.; Mattiasson, В., Immobilised activated sludge based biosensor for biochemical oxygen demand measurement. Biosensors and Bioelectronics 2000, 14, (12), 883-893.

322. Jia, J.; Tang, M.; Chen, X.; Qi, L.; Dong, S., Co-immobilized microbial biosensor for BOD estimation based on sol-gel derived composite material. Biosensors and Bioelectronics 2003, 18, (8), 1023-1029.

323. Kumlanghan, A.; Kanatharana, P.; Asawatreratanakul, P.; Mattiasson, B.; Thavarungkul, P., Microbial BOD sensor for monitoring treatment of wastewater from a rubber latex industry. Enzyme and microbial technology 2008,42, (6), 483-491.

324. Kim, M. N.; Kwon, H. S., Biochemical oxygen demand sensor using Serratia marcescens LSY 4. Biosensors & bio electronics 1999, 14, (1), 1-7.

325. Lehmann, M.; Chan, C.; Lo, A.; Lung, M.; Tag, K.; Kunze, G.; Riedel, K.; Gruendig, B.; Renneberg, R., Measurement of biodegradable substances using the salt-tolerant yeast Arxula adeninivorans for a microbial sensor immobilized with poly(carbamoyl)sulfonate (PCS). Part II: Application of the novel biosensor to real samples from coastal and island regions. Biosensors & bioelectronics 1999,14, (3), 295-302.

326. Tag, K.; Lehmann, M.; Chan, C.; Renneberg, R.; Riedel, K.; Kunze, G., Measurement of biodegradable substances with a mycelia-sensor based on the salt tolerant yeast Arxula adeninivorans LS3. Sensors and Actuators B: Chemical 2000, 67, (1-2), 142-148.

327. Yang, Z.; Suzuki, H.; Sasaki, S.; Karube, I., Disposable sensor for biochemical oxygen demand. Applied microbiology and biotechnology 1996, 46, (1), 10-14.

328. Yoshida, N.; Nakamura, H.; Karube, I.; Yano, K.; Morita, T.; McNiven, S. J., A mediator-type biosensor as a new approach to biochemical oxygen demand estimation. The Analyst 2000, 125, (12), 2280-2284.

329. Pasco, N.; Baronian, K.; Jeffries, C.; Webber, J.; Hay, J., MICREDOX-development of a ferricyanide-mediated rapid biochemical oxygen demand method using an immobilised Proteus vulgaris biocomponent. Biosensors & bioelectronics 2004, 20, (3), 524-32.

330. Trosok, S. P.; Driscoll, B. T.; Luong, J. H., Mediated microbial biosensor using a novel yeast strain for wastewater BOD measurement. Applied microbiology and biotechnology 2001, 56, (3-4), 550-554.

331. Riedel, К.; Naumov, А. V.; Grishenkov, V. G.; Boronin, A. M.; Stein, H. J.; Scheller, F.; Mueller, H.-G., Plasmid-containing microbial sensor for e-caprolactam. Appl. Microbiol Biotechnol. 1989, 31, 502-504.

332. Thevenot, D. R.; Toth, K.; Durst, R. A.; Wilson, G. S., Electrochemical biosensors: recommended definitions and classification. Biosensors & bioelectronics 2001, 16, (1-2), 121-31.

333. Борисов, И. А.; Лобанов, А. В.; Решетилов, A. H.; Курганов, Б. И., Количественный анализ калибровочных зависимостей биосенсоров Прикладная биохимия и микробиология 2000, 36, (3), 256-262.

334. Гигиеническая оценка одежды для детей, подростков и взрослых: МУК 4.1/4.3.1485-03. М.: Федеральный центр Госсанэпиднадзора Минздрава России, 2003 .-15с.

335. Textbook of Modern Toxicology. 3rd ed.; A JOHN WILEY & SONS, INC., PUBLICATION: Canada, 2004.

336. Общая токсикология. Под ред. А.О.Лойд. СПб.:ЭЛБИ-СПб. 2006. 224 с.

337. Захаров, И. С.; Пожаров, А. В.; Гурская, Т. В.; Финогенов, А. Д., Биосенсорные системы в медицине и экологии. С.Пб.: Санкт-Петербургский государственный университет телекоммуникаций им. проф. М.А. Бонч-Бруевича. 2006; - 99 с.

338. Часть IV. Токсикологические методы контроля. Перечень методик, внесенных в Государственный реестр методик количественного химического анализа. М.: ФБУ Федеральный центр анализа и оценки технологенного воздействия. 2013.

339. 120. Биотестирование продукции из полимерных и других материалов: МУ 1.1.037-95.. М.: Федеральный центр Госсанэпиднадзора Минздрава России, 1995. - 9 с.

340. 20. Оценка токсичности по интенсивности биолюминесценции бактерий. Методические указания. - М.: Федеральный центр Госсанэпиднадзора Минздрава России, 2000. - 24 с.

341. Gleeson, М. A. G.; Sudbery, P. Е., Genetic analysis in the methylotrophic yeast Hansenula polymorpha Yeast 1988,4, 293-303.

342. Зайцев, M. Г.; Арляпов, В. А.; Алферов, В. А.; Решетилов, А. Н., Характеристика рецепторных элементов биосенсора при двух способах иммобилизации метилотрофных дрожжей. Прикладная биохимия и микробиология 2012, 48, (5), 1-7.

343. Алферов, В. А.; Зайцев, М. Г.; Понаморева, О. Н.; Кузнецова, Т. А.; Рогова, Т. В.; Решетилов, А. Н., Электрохимический сенсор на основе алкогольоксидазы для экспресс-определения содержания низших спиртов. Журнал аналитической химии 2011, 66, (12), 1322-1329.

344. Robbens, J.; Dardenne, F.; Devriese, L.; Coen, W.; Blust, R., Escherichia coli as a bioreporter in ecotoxicology. Applied microbiology and biotechnology 2010, 88, (5), 1007-1025.

345. Blattner, F. R., The Complete Genome Sequence of Escherichia coli K-12. Science 1997,277, (5331), 1453-1462.

346. Санитарно-микробиологический анализ питьевой воды: МУК 4.2.101801. - М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2001. - 76 с.

347. Smith, Н. W., Survival of orally administered E. coli K-12 in alimentary tract of human. Nature Biotechnology 1975, 55, 500-502.

348. Gvozdev, A. R.; Tukhvatullin, I. A.; Gvozdev, R. I., Quinone-dependent alcohol dehydrogenases and FAD-dependent alcohol oxidases. Biochemistry. Biokhimiia 2012,77, (8), 843-56.

349. Гершкович, А. А.; Кибирев, В. К., Синтез пептидов. Реагенты и методы. Наукова думка: Киев, 1992.

350. Грищенков, В. Г.; Радзион, А. А.; Медведев, П. А.; Балина, М. И.; Воронин, А. М., ПолучениеТп5-индуцированных мутантов плазмидсодержащего штамма-деструктора нафталина и салицилата Pseudomonas putida BS394(pBS216) с ингибированием роста на различных субстратах при пониженной температуре Микробиология 2004, 73, (3), 430-432.

351. Gruzman, М. В.; Titorenko, V. I.; Ashin, V. V.; Lusta, К. A.; Trotsenko, Y. A., Multiple molecular forms of alcohol oxidase from the methylotrophic yeast Pichia methanolica. Biochemistry. Biokhimiia 1996, 61, 1537-1544.

352. Ю.Ю., JL, Справочник no аналитической химии 6-е изд. перераб. и доп. ed.; Химия: М., 1989; р 448.

353. Bradford, М. М., Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry 1976, 72, 248-254.

354. Яровенко, В. Jl., Технология спирта. Колос: М., 2002.

355. Гигиеническая оценка одежды для детей, подростков и взрослых: МУК 4.1/4.3.1485-03. М.: Федеральный центр Госсанэпиднадзора Минздрава России, 2003 .-15с.

356. Газохроматографическое определение гексана, гептана, ацетальдегида, ацетона, метилацетата, этилацетата, метанола, изопропанола, акрилонитрила, н-пропанола, н-пропилацетата, бутилацетата, изо-бутанола, н-бутанола, бензола, толуола, этилбензола, м-, о-, и п-ксилолов, изопропилбензола, стирола, а-метилстирола в водных вытяжках из материалов различного состава: Методические рекомендации. - М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2007. - 19 с.

357. Методика выполнения измерений массовых концентраций железа, кобальта, марганца, меди, никеля, серебра, хрома и цинка в пробах питьевых, природных и сточных вод методом атомно-абсорбционной

спектрометрии. ПНД Ф 14.1:2:4.139-98. - М.: ГК РФ по охране окружающей среде, 1998. - 45 с.

358. Методика определения токсичности химических соединений, полимеров, материалов и изделий с помощью люминесцентного бактериального теста: Методические рекомендации МР 11-1/131-09. -М.: ФГУЗ «Федеральный центр гигиены и эпидемиологии» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека», 2009. - 16 с.

ч

ч