Зависимость экспрессии гена щелочной фосфатазы Escherichia coli от фосфолипидного состава цитоплазматической мембраны тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Анисимова, Елена Васильевна

• Анисимова, Елена Васильевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Анисимова, Елена Васильевна

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

ГЛАВА 1. ФОСФОЛИПИДЫ - ВАЖНЫЕ КОМПОНЕНТЫ БАКТЕРИАЛЬНЫХ МЕМБРАН.

1.1. Структура и свойства фосфолипидов.

1.2. Биосинтез фосфолипидов и его регуляция.

1.3. Участие фосфолипидов в секреции белков.

1.3.1. Взаимосвязь секреции с обменом фосфолипидов.

1.3.2. Доказательства участия фосфолипидов в секреции белков, выявленные с помощью мутантных штаммов.

1.3.3. Взаимодействие фосфолипидов с топогенными последовательностями секретируемого белка.

1.3.4. Влияние фосфолипидов на функционирование компонентов секреторного аппарата.

1.4 Участие фосфолипидов в репликации ДНК.

1.5. Роль фосфолипидов в биогенезе клеточной оболочки.

1.6. Участие фосфолипидов в фолдинге белков.

1.7. Возможное участие фосфолипидов в регуляции экспрессии генов.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Бактериальные штаммы и плазмиды.

2.2. Среды и условия культивирования.

2.3. Выделение плазмидной ДНК.

2.4. Полимеразная цепная реакция.

2.5. Трансформация клеток Е. coli плазмидной ДНК.

2.6. Элиминация плазмиды pDD72 из клеток штамма AD93.

2.7. Выделение суммарной РНК.

2.8. Включение метки в 5'- конец олигонуклеотидного зонда.

2.9. Нозерн-блот-гибридизация.

2.10. Анализ динамики превращения импульсно меченого предшественника щелочной фосфатазы в зрелую форму.

2.11. Анализ синтеза РНК.

2.12. Иммуноферментный анализ щелочной фосфатазы.

2.13. Иммуноферментный анализ липопротеина.

2.14. Анализ фосфолипидного состава мембран.

2.14.1. Экстракция липидов.

2.14.2. Тонкослойная хроматография.

2.14.3. Определение липидного фосфора.

2.15. Электрофорез белков.

2.16. Аналитические методы.

2.16.1. Определение активности щелочной фосфатазы.

2.16.2. Определение активности /?-галактозидазы.

2.16.3. Определение содержания белка.

2.16.4. Определение 2-кето-З-дезокси-О-маннооктоната.

2.16.5. Определение содержания экзополисахаридов.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

ГЛАВА 3. УЧАСТИЕ ФОСФАТИДИЛГЛИЦЕРИНА В СЕКРЕЦИИ ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ ЧЕРЕЗ ЦИТОПЛАЗМАТИЧЕСКУЮ МЕМБРАНУ К COU.

3.1. Инактивация генаpgsA приводит к нарушению фосфолипидного состава мембран Е. coli.

3.2. Инактивация гена pgsA снижает эффективность секреции щелочной фосфатазы через цитоплазматическую мембрану Е. coli.

ГЛАВА 4. ВЛИЯНИЕ АНИОННЫХ ФОСФОЛИПИДОВ ЦИГОПЛАЗМАТИЧЕС-КОЙ МЕМБРАНЫ ECOU НА СЕКРЕЦИЮ ЩЕЛОЧНОЙ ФОСФАТАЗЫ В КУЛЬТУРАЛЬНУЮ СРЕДУ И НА БИОГЕНЕЗ КОМПОНЕНТОВ КЛЕТОЧНОЙ ОБОЛОЧКИ.

4.1. При инактивации гена pgsA увеличивается секреция щелочной фосфатазы через внешнюю мембрану.

4.2. Изменение содержания анионных фосфолипидов мембран влияет на содержание и биогенез компонентов клеточной оболочки.

ГЛАВА 5. ВЛИЯНИЕ ФОСФОЛИПИДНОГО СОСТАВА МЕМБРАН НА

ЭКСПРЕССИЮ ГЕНА phoA.

5.1. Биосинтез щелочной фосфатазы подавляется при инактивации гена pgsA.

5.2. Инактивация гена pgsA влияет на динамику репрессии синтеза щелочной фосфатазы.

5.3. Экспрессия генов под контролем РРНо промотора подавляется при изменении фосфолипидного состава мембран.

5.4. Влияние фосфолипидного состава мембран на экспрессию гена phoA на уровне транскрипции.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Зависимость экспрессии гена щелочной фосфатазы Escherichia coli от фосфолипидного состава цитоплазматической мембраны»

Актуальность проблемы. Изучение молекулярных механизмов секреции и экспрессии белков является важным фундаментальным исследованием, а также необходимым условием для создания научных основ технологии микробиологического производства ферментов. Транслокация белка из цитоплазмы в специфические компартменты клетки, или секреция, • является основой многих процессов: биогенеза и сборки экзобелков и супрамолекулярных структур клеточной оболочки, регуляции метаболизма, а также взаимодействия клеток с окружающей средой. В настоящее время имеются значительные достижения в установлении основ этого процесса, однако, полностью понять его механизм невозможно без учета динамических особенностей структуры и метаболизма мембранных фосфолипидов, без рассмотрения экспрессии генов и секреции белков как части биогенеза клеточной оболочки, в котором фосфолипиды участвуют в качестве метаболических предшественников ее компонентов.

Состояние проблемы. К настоящему времени накоплено много экспериментальных данных, свидетельствующих об участии как анионных . фосфолипидов (Nesmeyanova, Bogdanov, 1989; De Vrije et al., 1990; Kusters et al, 1994; Nesmeyanova et al., 1997; Van Voorst, de Kruijff, 2000), так и цвиттерионного фосфатидилэтаноламина (Cullis, de Kruijff, 1978; Rietveld et al., 1995; Golovastov et al., 2000) в транслокации белков через цитоплазматическую мембрану бактерий. Эти результаты подтверждают гипотезу о важной роли фосфолипидов мембран в секреции белков, впервые высказанную М.А. Несмеяновой (Nesmeyanova, 1982). Показано, что для функционирования белковых компонентов секреторного аппарата требуются анионные фосфолипиды (АФЛ) (Lill et al., 1990; Hendrick, Wickner, 1991). Они также взаимодействуют с положительно заряженным N-концевым участком сигнального пептида предшественников белков при инициации секреции (Nesmeyanova, 1982; Kajava et al., 1991; Phoenix et al., 1993).

Цвиттерионный фосфолипид - фосфатидилэтаноламин участвует в секреторном процессе путем формирования небислойной структуры мембран, которая способствует транслокации белка через мембрану (Rietveld et al, 1995; Mikhaleva et al, 1999; Головастов и др., 2000). Недавно также показано, что этот фосфолипид взаимодействует с N-концевой областью зрелой полипептидной цепи, помогая, как предполагается, ее входу в транслокационный канал (Головастов и др., 2002). Кроме того, было установлено, что дисбаланс фосфолипидов, вызванный отсутствием фосфатидилэтаноламина, влияет не только на секрецию щелочной фосфатазы (PhoA), но и на экспрессию ее гена, контролируемого собственным промотором Ррно (Mikhaleva et al, 2001). Однако вклад индивидуальных классов фосфолипидов в экспрессию генов и секрецию белков, а также молекулярный механизм их вовлечения в эти процессы остаются мало изученными.

Ранее в лаборатории М.А. Несмеяновой были получены первые косвенные доказательства участия анионного фосфатидилглицерина (ФГ) в секреции щелочной фосфатазы Е. coli (Евдокимова, Несмеянова, 1977; Несмеянова, Евдокимова, 1979). Его содержание и обмен увеличивались в процессе секреции белка, и именно он был обнаружен в транслокационном сайте мембран (Богданов и др., 1985а,Ь). Позднее участие ФГ в секреции белков было подтверждено в опытах in vitro (De Vrije et al, 1988; Kusters et al., 1991). Однако прямые доказательства участия этого фосфолипида в секреции белка у бактерий in vivo отсутствуют. Остается неясным вносит ли именно фосфатидилглицерин вклад в секрецию или он может быть заменен другим анионным фосфолипидом?

Цель и задачи исследования. Целью данной работы являлось установление роли индивидуальных классов фосфолипидов мембран в секреции щелочной фосфатазы и экспрессии ее гена у Е. coli, а также выявление взаимосвязи между секрецией белка и биогенезом клеточной оболочки.

В качестве модели для решения конкретных задач исследования использовали щелочную фосфатазу Е. coli - типичный секретируемый белок, биогенез которого хорошо изучен. Биогенез этого белка включает его синтез в цитоплазме в виде предшественника, содержащего на N-конце дополнительную последовательность, называемую сигнальным пептидом; транслокацию предшественника через цитоплазматическую мембрану с использованием Sec-зависимого секреторного пути; процессинг (отщепление сигнального пептида сигнальной пептидазой на внешней стороне цитоплазматической мембраны) и посттранслокационную модификацию в периплазме с образованием активной формы фермента.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

1) Изучить влияние инактивации гена pgsA, ответственного за синтез фосфатидилглицерина у Е. coli, на секрецию PhoA in vivo и дифференцировать вклад в секрецию фосфатидилглицерина и других анионных фосфолипидов;

2) Исследовать влияние состава анионных фосфолипидов цитоплазматической мембраны на биогенез компонентов клеточной оболочки и вклад этих фосфолипидов во взаимосвязь секреции белка с биогенезом оболочки;

3) Изучить влияние изменений в фосфолипидном составе мембран, вызванных мутациями в генах фосфолипидного обмена pgsA и pssA, ответственных за синтез ФГ и ФЭ, соответственно, на экспрессию гена щелочной фосфатазы.

Научная новизна работы. В настоящей работе с использованием мутантных штаммов Е. coli получены новые данные, свидетельствующие об участии in vivo анионного фосфолипида фосфатидилглицерина в экспрессии генов и секреции белков на примере щелочной фосфатазы. Результаты свидетельствуют о корреляции секреции PhoA с содержанием в клетках мутантных штаммов фосфатидилглицерина, а не анионных фосфолипидов в целом, подтверждая участие в секреции PhoA именно этого фосфолипида. Кроме того, выявлено, что в условиях значительного снижения содержания фосфатидилглицерина подавляется не только секреция, но и биосинтез PhoA. Получены доказательства влияния фосфолипидного состава на экспрессию гена phoA, регулируемую PhoR-PhoB двухкомпонентной системой, с использованием созданной нами репортерной конструкции (рРНОllacZ) и метода РНК-блот-гибридизации. Результаты данного исследования позволяют сделать заключение о том, что значительные изменения в составе мембранных фосфолипидов (преобладание фосфатидилэтаноламина в случае pgsA -мутантов и его полное отсутствие в pssA-мутантах), имеют одинаковый эффект на активность РРНо промотора и синтез мРНК гена щелочной фосфатазы.

Изучены особенности биогенеза оболочки у штаммов Е. coli с контролируемым синтезом анионных фосфолипидов. Результаты свидетельствуют в пользу того, что существует, во-первых, взаимосвязь между секрецией PhoA через цитоплазматическую мембрану и биогенезом компонентов оболочки (липопротеина и липополисахарида), во-вторых -между секрецией белка в среду и нарушением биогенеза компонентов оболочки, ответственных за ее проницаемость, в-третьих - фосфолипиды вносят определенный вклад в это взаимодействие.

Научно-практическое значение Решение поставленных в работе задач вносит новый вклад в понимание механизма участия наиболее динамичного компонента мембран - фосфолипидов в экспрессии генов и секреции белков у бактерий, что важно для многих областей клеточной биологии, биотехнологии и медицины, связанных с оптимизацией экспрессии важных секретируемых бактериальных ферментов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Анисимова, Елена Васильевна

ВЫВОДЫ:

1. Выявлено, что инактивация pgsA гена, ответственного за синтез фосфатидилглицерина, приводит к снижению уровня секреции щелочной фосфатазы E.coli. Впервые in vivo показана взаимосвязь секреции щелочной фосфатазы E.coli с содержанием в клетках анионного фосфолипида фосфатидилглицерина, а не других анионных фосфолипидов.

2. При снижении содержания анионных фосфолипидов в мембране наблюдается уменьшение содержания компонентов внешней мембраны -липопротеина и липополисахарида.

3. Изменение состава внешней мембраны является причиной усиления секреции щелочной фосфатазы в среду, свидетельствуя о взаимосвязи секреции белка с биогенезом клеточной оболочки на уровне метаболизма анионных фосфолипидов.

4. Установлено, что при инактивации pgsA и pssA генов, ответственных за синтез ФГ и ФЭ, соответственно, подавляется активность РРНо промотора.

5. Показано, что уровень синтеза мРНК щелочной фосфатазы существенно ингибируется как при снижении содержания фосфатидилглицерина, так и в отсутствии фосфатидилэтаноламина.

6. Изменения состава мембран, вызванные как снижением содержания анионного фосфатидилглицерина, так и отсутствием цвиттерионного фосфатидилэтаноламина оказывают одинаковый эффект на экспрессию гена phoA несмотря на различие в структуре этих фосфолипидов. Полученные данные свидетельствуют о том, что решающую роль в экспрессии гена phoA играет дисбаланс фосфолипидов и суммарный заряд мембран, а не изменение в содержании отдельных фосфолипидов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Результаты настоящей работы свидетельствуют в пользу того, что • секреция PhoA в мутантных штаммах Е. coli коррелирует с содержанием анионного фосфатидилглицерина, и только его значительное снижение существенно подавляет секрецию PhoA через цитоплазматическую мембрану. Кроме того, в настоящей работе показано влияние содержания анионных фосфолипидов мембран на секрецию PhoA через внешнюю мембрану Е. coli, что является следствием снижения в ней липопротеина и липополисахарида, определяющих ее барьерные свойства. Полученные результаты свидетельствуют о существовании взаимосвязи между секрецией белка через цитоплазматическую мембрану и биогенезом компонентов оболочки (положительная с ЛПС и отрицательная с ЛП), а также между секрецией белка в среду и нарушением биогенеза компонентов оболочки, . ответственных за ее проницаемость. Очевидно, что анионные фосфолипиды вносят вклад в это взаимодействие в качестве предшественников компонентов клеточной оболочки.

В данной работе нами было установлено, что инактивация гена pgsA не только снижает секрецию PhoA через цитоплазматическую мембрану, но и подавляет ее биосинтез при условии значительного снижения фосфатидилглицерина (до 3%). Мы предположили, что влияние фосфолипидного состава мембран на биосинтез может быть обусловлено его воздействием на экспрессию гена щелочной фосфатазы.

Показана зависимость экспрессии гена phoA от фосфолипидного состава мембран Е. coli на уровне активности РРНо промотора и синтеза phoA-yRUK. Данные свидетельствуют о том, что радикальные изменения в составе мембранных фосфолипидов даже противоположного характера (в результате pgsA- и /ш^-мутаций) оказывают одинаковый эффект на транскрипцию гена phoA. По всей видимости, решающую роль во влиянии на экспрессию играет соотношение фосфолипидов и суммарный заряд мембран, а не изменение в содержании индивидуальных классов фосфолипидов.

Проведенный нами анализ литературных данных выявил различный эффект фосфолипидных модификаций на экспрессию разных генов: для одних генов это проявляется в активации (sodA, degP), для других (flhD-flhC оперон) - в репрессии их активности. В настоящей работе выявлено репрессирующее влияние дисбаланса фосфолипидного состава, вызванного снижением содержания в мембранах АФЛ в результате мутации в гене pgsA или полным отсутствием цвиттерионного ФЭ в результате мутации в гене pssA, на экспрессию гена phoA на уровне транскрипции.

Следует отметить, что все упомянутые выше примеры влияния несбалансированного фосфолипидного состава на экспрессию генов относятся к двухкомпонентным регуляторным системам сигнальной трансдукции. С помощью таких систем бактерии отвечают на изменения в окружающей среде, акцептируя мембранными сенсорами сигналы извне и переводя их в специфические сигналы, которые воспринимаются цитоплазматическими белками регуляторами транскрипции (Alex, Simon, 1994). Механизм передачи сигнала от сенсора состоит в фосфорилировании белка-регулятора сенсором и универсален для разных систем. К таким регуляторным системам относится и система регуляции фосфатного обмена PhoR-PhoB, участвующая в трансдукции Р, сигнала и контролирующая экспрессию генов Pho регулона, в том числе и гена phoA, кодирующего ключевой фермент Pho регулона - щелочную фосфатазу (рис. 18). Она состоит из мембранного сенсора PhoR, акцептирующего внешние сигналы, и цитоплазматического фактора транскрипции PhoB, взаимодействующего с регуляторными элементами ДНК.

В условиях достаточного количества Р, в среде эта молекула диффундирует через ОтрС и OmpF поры внешней мембраны и затем узнается переносчиком неорганического фосфата (Pit), который переносит его через цитоплазматическую мембрану. Однако, сталкиваясь с условиями низкой концентрации фосфата, E.coli и другие микроорганизмы развили периплазма ш mm цитоплазма

S А С В и

Pi н ш теш 1

Рис. 18. Модель регуляции экспрессии генов РЬо-регулона двухкомпонентной системой трансдукции Pi-сигнала (PhoR-PhoB). Экспрессия генов РЬо-регулона Е. coli подвергается как негативному, так и позитивному контролю. Сенсорный белок PhoR участвует в обоих типах контроля, существуя в двух формах - в форме репрессора (PhoRR) и активатора (PhoRA) белка PhoB. Образование PhoRR происходит в условиях избытка неорганического фосфата (Pj) и требует наличия медиатора PhoU и Pst-системы транспорта Pj, состоящей из белков-переносчиков (PstA, PstB, PstC, PstS). В условиях фосфорного голодания при отсутствии насыщения PstS экзогенным фосфатом, конформационные изменения Pst-системы приводят к высвобождению PhoRR из репрессорного комплекса. Далее PhoRA аутофосфорилируется по остатку гистидина и фосфорилирует PhoB за счет переноса фосфатной группы на остаток аспартата белка PhoB. Фосфорилированный PhoB (PhoB-P), связываясь с последовательностью pho-бокса

70 промотора, изменяет конформацию ДНК, способствуя тем самым взаимодействию а -субъединицы РНК-полимеразы с промотором. В результате запускается транскрипция генов Pho-регулона. При избытке Pj в среде экспрессия генов РЬо-регулона репрессируется за счет образования репрессорного комплекса, в состав которого входят белки PhoR, PhoU и все четыре белка-переносчика Pst-системы. Когда Pi связывается с белком PstS, Pst-система претерпевает конформационные изменения, которые передаются белком PhoU на PhoR, что приводит к образованию формы PhoRR. PhoRR может инактивировать PhoB-P путем дефосфорилирования. PhoE - поровый белок наружной мембраны, который облегчает в условиях фосфорного голодания диффузию фосфорсодержащих соединений через наружную мембрану (Wanner, 1994). вспомогательную систему, называемую Pho регулоном, позволяющую им максимально эффективно усваивать фосфор из внешней среды.

Возможное объяснение влияния на экспрессию phoA состоит в том, что состав полярных и ацильных групп фосфолипидов, а тем самым и общий заряд мембран, может воздействовать на конформацию и функционирование мембранных сенсоров и, вследствие этого, на передачу сигнала на регулятор транскрипции. В случае PhoA регулятор транскрипции PhoB выступает в роли активатора гена phoA, но его активность проявляется только после фосфорилирования его мембранным сенсором в ответ на сигнал о недостатке фосфора в среде. По всей видимости, в клетках с нарушенным фосфолипидным составом белок PhoB не получает сигнал от мембранного сенсора и не способен передавать его на промотор, что выражается в подавлении синтеза рйоЛ-транскриптов.

Очевидно, что взаимоотношения между компонентами мембран и регуляторных систем сигнальной трансдукции достаточно сложны и образуют сложную сеть специфических взаимодействий фосфолипидов мембран, сенсоров, регуляторов и разнообразных эффекторов. Мембранные сенсоры находятся в определенном липидном окружении и их активность, а также внутримембранная топология могут зависеть от этого окружения. Вследствие этого фосфолипиды мембран могут быть косвенно вовлечены в регуляцию активности определенных генов за счет их воздействия на функцию мембранных белков.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Анисимова, Елена Васильевна, 2006 год

1. Бадякина А.О., Корякина Ю.А., Сузина Н.Е., Несмеянова М.А. Изменение фосфолипидного состава мембран Escherichia coli влияет на уровень секреции периплазматической щелочной фосфатазы в среду. -Биохимия, 2003, т.68, с.917- 925.

2. Бадякина А.О., Сузина Н.Е., Дмитриев В.В., Тараховский Ю.С. Цфасман И.М., Несмеянова М.А. Особенности химического состава и структуры оболочки клеток Escherichia coli, секретирующих щелочную фосфатазу в среду. Биохимия, 1995, т.60, с.505-516.

3. Богданов М.В., Сузина Н.Е., Несмеянова М.А. Особенности обмена фосфолипидов и ультраструктурной организации цитоплазматической мембраны Escherichia coli в процессе секреции щелочной фосфатазы. -Биол. мембраны, 1985а, т.2, с.367-375.

4. Богданов М.В., Тараховский Ю.С., Манувахова М.Ш., Гонгадзе Г.М., Несмеянова М.А. Особенности химического состава и структуры оболочки клеток Escherichia coli, секретирующих щелочную фосфатазу в среду. Биол. мембраны, 1989, т.6, с.301-308.

5. Демина Н.Н., Камзолова С.Г. Сенсорно-регуляторные системы бактерий. Успехи современной биологии, 1992, т.112, с.238-251.

6. Головастов В.В., Михалева Н.И., Кадырова Л.Ю., Несмеянова М.А. Основной фосфолипид Escherichia coli фосфатидилэтаноламин -необходим для эффективной продукции и секреции щелочной фосфатазы. - Биохимия, 2000, т.65, №9, с.1295-1304.

7. Головастов В.В., Золов С.Н., Несмеянова М.А. Изучение взаимодействия экспорт-инициирующего домена зрелой щелочной фосфатазы Escherichia coli с фосфолипидами мембран в процессе секреции. Биохимия, 2002, т.67, с. 1182-1190.

8. Головастов В.В., Анисимова Е.В., Несмеянова М.А. Инактивация гена pgsA влияет на биосинтез и секрецию щелочной фосфатазы Escherichia coli. Молекулярная Биология, 2003, т.37, с.885-892.

9. Евдокимова О.А., Несмеянова М.А. Фосфолипидный состав клеток и мембран Escherichia coli в условиях репрессии и дерепрессии биосинтеза щелочной фосфатазы. Биохимия, 1977, т.42, с. 1791-1799.

10. Евдокимова О.А., Несмеянова М.А., Кулаев И.С. Индукция синтеза щелочной фосфатазы у Escherichia coli преинкубацией при пониженной температуре. Биохимия, 1978, т.43, с.1680-1687.

11. Захарова И.Я., Косенко Л.В. Методы изучения микробных полисахаридов, Наукова Думка, Киев, 1982, с.37-38.

12. Землянухина О.А., Колычева В.В., Несмеянова М.А. Влияние . липотропных агентов спиртов на биосинтез и репрессию секретируемой щелочной фосфатазы у Escherichia coli. Биохимия, 1981, т.46, с.92-99.

13. Золов С.Н., Михалева Н.И., Калинин А.Е., Несмеянова М.А. Взаимодействие npePhoA с фосфолипидами in vivo и in vitro в зависимости от заряда N-конца сигнального пептида и содержания вмембранах анионных фосфолипидов. Биохимия, 2002, т.61, с. 10511060.

14. Калинин А.Е., Карамышев А.Л., Несмеянова М.А. Нарушение процессинга щелочной фосфатазы, как следствие единичных замен аминокислот, влияет на состав и обмен фосфолипидов клеток Escherichia coli. Биохимия, 1996, т.61, с.104- ИЗ.

15. Калинин А.Е., Михалева Н.И., Карамышев А.Л., Карамышева З.Н., Несмеянова М.А. Взаимодействие предшественников мутантных щелочных фосфатаз с фосфолипидами мембран in vivo и in vitro. -Биохимия, 1999, т.64, с.1214-1223.

16. Лойда 3., Госсрау Р., Шиблер Т. Гистохимия ферментов. М.: Мир, 1982,272 с.

17. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. Методы генетической инженерии. М.: Мир, 1984,480 с.

18. Милейковская Е., Жанг М., Доухан В. Роль кардиолипина в энергозапасающих мембранах. Биохимия, 2005, т.70, с.191-196.

19. Миллер, Дж. Эксперименты в молекулярной генетике. М.: Мир, 1976, • 436 с.

20. Несмеянова М.А., Богданов М.В., Колот М.Н., Землянухина О.А., Кулаев И.С. Взаимодействие щелочной фосфатазы с кислыми фосфолипидами клеток Escherichia coli и искусственных мембран. -Биохимия, 1982, т.47, с.671-677.

21. Несмеянова М.А., Евдокимова О.А. Фосфолипиды Escherichia coli и активность щелочной фосфатазы. Биохимия, 1979, т.44, с.1512-1520.

22. Несмеянова М.А., Сузина Н.Е., Цфасман И.М., Бадякина А.О. Секреция периплазматического PhoA-белка при его сверхсинтезе в среду с помощью везикул внешних мембран. Мол. биология, 1991, т.25, с.974-987.

23. Ahn Т., Kim Н. Effects of nonlamellar lipids on the ATPase activity of SecA bound to model membranes. J. Biol. Chem., 1998, v.273, p.21692-21698.

24. Ahn Т., Kim J.-S., Lee B.-C., Yun C.-H. Effects of lipids on the interaction of SecA with model membranes. Archives of Biochemistry and Biophysics, 2001, v.395, p.14-20.

25. Aiba H., Adhya S., de Crombrugghe B. Evidence for two functional gal promoters in intact Esherichia coli. J. Biol. Chem., 1981, v. 256, №22, p.l 1905-11910.

26. Alex L., Simon M. Protein histidine kinases and signal transduction in prokaryotes and eukaryotes. Trends Genet., 1994, v. 10, p.l33-138.

27. Ames G.F., Spudish E., Nicaido H. Lipids membrane of Salmonella typhimurium and Escherichia coli: structure and metabolism. J. Bacterid., 1968, v.95, p.833-843.

28. Asai, Y., Y. Katayose, C. Hikita, A. Ohta, and I. Shibuya. Suppression of the lethal effect of acidic-phospholipid deficiency by defective formation of the major outer membrane lipoprotein in Escherichia coli. J. Bacterid. 1989, v.171, p.6867-6869.

29. Audet A., Cole R., Proulx P. Polyglycerophosphatide metabolism in Escherichia coli. Biochim. Biophys. Acta, 1975, v.380, p.414-420.

30. Beacham I.R., Taylor N.S., Youell M. Enzyme secretion in Escherichia coli: synthesis of alkaline phosphatase and acid hexose phosphatase in the absence of phospholipid synthesis. J. Bacteriol., 1976, v. 128, p.522-527.

31. Benach J., Chou Y.-T., Fak J.J., Itkin A., Nicolae D.D., Smith P.C., Wittrock G., Floyd D.L., Golsaz C.M., Gierasch L.M., Hunt J.F.

32. Phospholipid-induced monomerization and signal-peptide-induced oligomerization of SecA. J. Biol. Chem., 2003, v.278, p.3628-3638.

33. Benson S., Silnavy T.J. Information within the mature LamB protein necessary for localization to the outer membrane of Escherichia coli K12. -Cell, 1983, v.32, p.1325-1335.

34. Blobel G. Intracellular protein topogenesis. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1980, v.77, p.1496-1500.

35. Bogdanov M., Dowhan W. Phosphatidylethanolamine is required for in vivo function of the membrane-associated lactose permease of Escherichia coli. -J. Biol. Chem., 1995, v.270, p.732-739.

36. Bogdanov M., Dowhan W. Phospholipid-assisted protein refolding: phosphatidylethanolamine is required at the late step of the conformational maturation of the polytopic membrane protein lactose permease. The EMBO J., 1998, v.17, p.5255-5264.

37. Bogdanov M., Dowhan W. Lipid-assisted folding. J. Biol. Chem., 1999, v.274, p.36827-36830.

38. Bogdanov M., Heacock P.N., Dowhan W. A polytopic membrane protein displays a reversible topology dependent on membrane lipid composition. -The EMBO J., 2002, v.21, p.2107-2116.

39. Bogdanov M., Sun J., Kaback H.R., Dowhan W. A phospholipid acts as a chaperone in assembly of membrane transport protein. J. Biol. Chem., 1996, v.271, p.11615-11618.

40. Bogdanov M., Umeda M., Dowhan W. Phospholipid-assisted refolding of an integral membrane protein. Minimum structural features for phosphatidylethanolamine to act as a molecular chaperone. J. Biol. Chem., 1999, v.274, p.12339-12345.

41. Boyd D., Beckwith J. The role of charged amino acids in the localization of secreted and membrane proteins. Cell, 1990, v.62, p.1031-1033.

42. Braun V. Covalent lipoprotein from the outer membrane of E. coli. -Biochim. Biophys. Acta, 1975, v.415, p.335-377.

43. Breukink E., Demel R.A., De Korte-Kool G., de Kruijff B. SecA insertion into phospholipids is stimulated by negatively charged lipids and inhibited by ATP: a monolayer study. Biochemistry, 1992, v.31, p.l 119-1124.

44. Cashman J.S., Webster R.E. Effect of cessation of phospholipid synthesis on the synthesis of a specific membrane-associated bacteriophage protein in E.coli.- J. Bacterid., 1977, v.129, p.1245-1249.

45. Castuma, С. E., E. Crooke, and A. Kornberg. Fluid membranes with acidic domains activate DnaA, the initiator protein of replication in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1993, v.268, p.24665-24668.

46. Chalvardjian A., Rudnicki E. Determination of lipid phosphorous in the nanomolar range. Anal. Biochem., 1970, v.36, p.225-226.

47. Chang C.N., Inouye H., Model P., Beckwith J. Processing of alkaline phosphatase precursor to the mature enzyme by on Escherichia coli inner membrane preparation. J. Bacterid., 1980, v.142, p.726-728.

48. Cronan J.E.Jr. Thermal regulation of the membrane lipid composition of Escherichia coli. Evidence for the direct control of fatty acid synthesis. J. Biol. Chem., 1975, v.250, p.7074-7077.

49. Cronan J.E.Jr., Vagelos P. R. Metabolism and function of the membrane phospholipids of Escherichia coli. Biochim. Biophys. Acta, 1972, v.265, • p.25-60.

50. Cronan J.E.Jr. Phospholipid modifications in bacteria. Curr. Opinion in Microbiol., 2002, v.5, p.202-205.

51. Crook E., Castuma C.E., Kornberg A. The chromosome origin of Escherichia coli stabilizes DnaA protein during rejuvenation by phospholipids. J. Biol. Chem., 1992, v.267, p. 16779-16782.

52. Davis R.I. Disk electrophoresis. II. Method and application to human serum proteins. Annu. N. Y. Acad. Sci., 1964, v.121, p.404-427.

53. DeChavigny A., Heacock P. N., Dowhan W. Sequence and inactivation of the pss gene of Escherichia coli. Phosphatidylethanolamine may not be essential for cell viability. J. Biol. Chem., 1991, v.266, p.5323-5332.

54. De Cock H., Brandenburg K., Wiese A., Hoist 0., Seydel U. Non-lamellar structure and negative charges of lipopolysaccharides required for efficient folding of outer membrane protein PhoE of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1999, v.274, p.5114-5119.

55. De Cock H., Tommassen J. Lipopolysaccharides and divalent cations are involved in the formation of an assembly-competent intermediate of outer-membrane protein PhoE of Escherichia col. The EMBO J., 1996, v. 15, p.5567-5593.

56. De Kruijff B. Polymorphic regulation of membrane lipid composition. -Nature, 1987,v.329, p.587-588.

57. De Kruijff B. Lipid polymorphism and biomembrane function. Curr. Opin. Chem. Biol., 1997, v.l, p.564-569.

58. De Vrije G.J., Batenburg A.M., Killian J.A., de Kruijff B. Lipid involvement in protein translocation in Escherichia coli. Mol. Microbiol., 1990, v.4, p.143-150.

59. De Vrije Т., de Swart R.L., Dowhan W., Tommassen J., de Kruijff B. Phosphatidilglycerol is involved in protein translocation across Escherichia coli inner membranes. Nature (London), 1988, v.334, p. 173-175.

60. Donohue-Rolfe A.M., Schaechter M. Translocation of phospholipids from the inner to the outer membrane of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1980, v.77, p.1867-1871.

61. Dowhan W. Molecular basis for membrane phospholipid diversity: why are there so many lipids? Annu. Rev. Biochem., 1997, v.66, p.l99-232.

62. Dowhan W. Genetic analysis of lipid-protein interactions in Escherichia coli membranes. Biochim. Biophys. Acta, 1998, v. 13 76, p.455-466.

63. Driessen A.J.M., Fekkes P., van der Wolk J.P.M. The Sec system. Current Opinion in Microbiol., 1998, v. 1, p.216-222.

64. Driessen A.J.M., Manting E.H., van der Does C. The structural basis of protein targeting and translocation in bacteria. Nature Structural Biology, 2001, v.8, p.492-498.

65. Driessen A.J.M., Wickner W. Solubilization and functional reconstitution of • the protein-translocation enzymes of Escherichia coli Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, v.87, p.3107-3111.

66. Economou A. Bacterial secretome: the assembly manual and operating instructions. Mol. Membrane Biology, 2002, v.19, p.l59-169.

67. Economou A., Pogliano J.A., Beckwith J., Oliver D.B., Wickner W. SecA membrane cycling at SecYEG is driven by distinct ATP binding and hydrolysis events and is regulated by SecD and SecF. Cell, 1995, v.83, p.l 171-1181.

68. Economou A., Wickner W. SecA promotes preprotein translocation by undergoing ATP-driven cycles of membrane insertion and deinsertion. -Cell, 1994, v.78,p.835-843.

69. Emr S.D., Hanley-Way S., Silhavy T.J. Suppressor mutations that restore export of a protein with a defective signal sequence. Cell, 1981, v.23, p.79-88.

70. Emr S.D., Hedgpeth J., Clemet J.-M., Silhavy T.J., Hornung M. Sequence analysis of mutations that prevent export of lambda receptor, an

71. Escherichia coli outer membrane protein. Nature (London), 1980, v.285, p.82-85.

72. Emr S.D., Silhavy T.J. Importance of secondary structure in the signal peptide for protein export. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1983, v.80, p.4599-4603.

73. Fralick J.A., Lark K.G. Evidence for the involvement of unsaturated fatty acids in initiating chromosome replication in Escherichia coli. J. Mol. Biol., 1973, v.80, p.459-475.

74. Fine J.B., Sprecker H. Unidimensional thin-layer chromatography of phospholipids on boric acid-impregnated plates. J. Lipid Res., 1982, v.23, p.660-663.

75. Freudl R., Schwarz H., Stierhof Y.D., Gamon K., Hindennach I., Henning U. An outer membrane protein (OmpA) of Escherichia coli K-12 undergoes a conformational change during export. J. Biol. Chem., 1986, v.261, p.l 1355-11361.

76. Garner, J., and E. Crooke. Membrane regulation of the chromosomal replication activity of E. coli DnaA requires a discrete site on the protein. ' EMBOJ., 1996, v.15, p.2313-2321.

77. Gierasch L.M. Signal sequences. Biochemistry, 1989, v.28, p.923-930.

78. Hasin M., Kennedy E.P. Role of phosphatidylethanolamine in the biosynthesis of pyrophosphoethnolamine residues in the lipopolysaccharide of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1982, v.257, p. 12475-12477.

79. Hayashi S., Wu H.C. Lipoproteins in bacteria. J. Bioenerg. Biomembr., 1990, v.22, p.451-471

80. Hayashi S., Wu H.C. Accumulation of prolipoprotein in Escherichia coli mutants defective in protein secretion. J. Bacterid., 1985, v. 161, p.949-954.

81. Heacock P.N, Dowhan W. Construction of a lethal mutation in synthesis of . the major acidic phospholipids Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1987, v.262, p.13044-13049.

82. Heide Т. Van der, Poolman B. Osmoregulated ABC-transport system of Lactococcus lactis senses water stress via changes in the physical state of the membrane. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, v.97, p.7102-7106.

83. Hendrick J.P., Wickner W. SecA protein needs both acidic phospholipids and SecY/E protein for functional, high-affinity binding to the Escherichia coli plasma membrane. J. Biol. Chem., 1991, v.266, p.24596-24600.

84. Hoch F. L. Cardiolipins and biomembrane functions. Biochim. Biophys. Acta, 1992, v.1113, p.71-133.

85. Hokin M.R., Hokin L.E. Dynamic aspects of phospholipids during protein secretion. In: Metabolism and physiological significance of lipids (Dawson R.M.C. and Rhodes D.W., eds.) Wiley, N.Y., 1964, p.423-434.

86. Horiuchi Т., Maki H., Sekiguchi M. Rnase H-defective mutants of Escherichia coli: a possible discriminatory role of Rnase H in initiation of DNA replication. Mol. Gen. Genet., 1984, v.195, p.17-22.

87. Huijbregts R.P., de Kroon A.I., de Kruijff B. Rapid transmembrane movement of C6-NBD-labeled phospholipids across the inner membrane of Escherichia coli. Biochim. Biophys. Acta, 1996, v.1280, p.41-50.

88. Huijbregts R.P., de Kroon A.I., de Kruijff B. Topology and transport of membrane lipids in bacteria. Biochim. Biophys. Acta, 2000, v. 1469, p.43-61.

89. Huijbregts R.P., de Kroon A.I., Killian J.A., de Kruijff B. Transbilayer ' movement of phospholipids in biogenic membranes. Biochemistry, 2004, v.43, p.2673-2681.

90. Inouye H., Beckwith J. Synthesis and processing of alkaline phosphatase precursor in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, v.74, p. 1440-1444.

91. Inoue K., Matsuzaki H., Matsumoto K., Shibuya I. Unbalanced membrane phospholipid compositions affect transcriptional expression of certain regulatory genes in Escherichia coli. J. Bacteriol., 1997, v. 179, p.2872-2878.

92. Inouye H., Michaelis S., Wright A., Beckwith J. Cloning and restriction mapping of alkaline phosphatase structural gene (phoA) of Escherichia coli -and generation of deletion mutant in vitro. J. Bacterid., 1981, v.146, p.668-675.

93. Izui K. A lipid requirement for induction of alkaline phosphatase, one of periplasmic enzymes, in Escherichia coli. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1971, v.45, p.1506-1512.

94. Iuchi S., Lin E.C.C. Signal transduction in the Arc system for control of operons encoding aerobic respiratory enzymes. In: Two-component signal transduction (Hoch J.A., Silhavy T.J, eds.), Amer. Soc. Microbiol., Washington, 1995, p.223-232.

95. Jacob F., Brenner S., Cuzin F. On the regulation of DNA replication in bacteria. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1963, v.28, p.329-348.

96. Jackson B.J., Bohin J.-P., Kennedy E.P. Biosynthesis of membrane-derived oligosaccharides: characterization of mdoB mutants defective phosphoglycerol transferase I activity. J. Bacterid., 1984, v.160, p.967-981.

97. Kajava A.V., Bogdanov M.V., Nesmeyanova M.A. Stereochemical analysis of interaction of signal peptide with phospholipids at the initiation of protein translocation across the membrane. J. Biomol. Struct. & Dynamics, 1991, v.9, p.143-157.

98. Kamitani S., Akiyama Y., Ito K. Identification and characterization of an Escherichia coli gene required for the formation of correctly folded alkaline phosphatase, a periplasmic enzyme. The EMBO J., 1992, v.l 1, p.57-62.

99. Karkhanis Y.D., Zeltner J.Y., Jackson J J., Carlo D.J. A new and improved microassay to determine 2-keto-3-deoxyoctonate in lipopolysaccharide of gram-negative bacteria. Anal. Biochem., 1978, v.85, p.595-601.

100. Keller R.C., Killian J.A., de Kruijff, B. Anionic phospholipids are essential for alpha-helix formation of the signal peptide of prePhoE upon interaction with phospholipid vesicles. Biochemistry, 1992, v.31, p. 1672-1677.

101. Kikuchi, S., I. Shibuya, and K. Matsumoto. Viability of an Escherichia coli pgsA null mutant lacking detectable phosphatidylglycerol and cardiolipin. -J. Bacterid., 2000, v. 182, p.371-376.

102. Killian J.A., de Jong A.M., Bijvelt J., Verkleij A.J., de Kruijff B. Induction of non-bilayer lipid structures by functional signal peptides. The EMBO J., 1990, v.9, p.815-819.

103. Kitamura E., Nakayma Y., Matsuzaki H., Matsumoto K., Shibuya I. Acidic- ' phospholipid deficiency represses the flagellar master operon through a novel regulatory region in Escherichia coli. Biosci. Biothechnol. Biochem., 1994, v.58, p.2305-2307.

104. Kito M., Ishinaga M., Wishihara M., Kato M., Sawada S., Hata T. Metabolism of the phosphatidyl glycerol molecular species in Escherichia coli. Eur. J. Biochem., 1975, v.54, p.55-63.

105. Kogoma Т., Skarstad К., Boye E., von Meyenburg K., Steen H.B. RecA protein acts at the initiation of stable DNA replication in rnh mutants of Escherichia coli K-12. J. Bacterid., 1985, v. 163, p.439-444.

106. Kol M.A., van Dalen A., de Kroon A.I., de Kruijff B. Translocation of phospholipids is facilitated by a subset of membrane-spanning proteins of the bacterial cytoplasmic membrane. J. Biol. Chem., 2003, v.278, p.24586-24593.

107. Kontinen V.P., Tokuda H. Overexpression of phosphatidylglycerophosphate syntase restores protein translocation in a secG deletion mutant of Escherichia coli at low temperature. FEBS Lett., 1995, v.364, p.157-160.

108. Kornberg R.D., McConnell H.M. Inside-outside transitions of phospholipids in vesicle membranes. Biochemistry, 1971, v. 10, p.l 111-1120.

109. Kusters R., Breukink E., Gallusser A., Kuhn A., de Kruijff B. A dual role for phosphatidylglycerol in protein translocation across Escherichia coli inner membrane. J. Biol. Chem., 1994, v.269, p.1560-1563.

110. Kusters R., Dowhan W., de Kruijff B. Negatively charged phospholipids restore prePhoE translocation across phosphatidylglycerol-depleted Escherichia coli inner membrane vesicles. J. Biol. Chem., 1991, v.266, p.8659-8662.

111. Laemmli U.K. Cleavage of structural protein during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970, v.227, p.680-685.

112. Lazzaroni, J.C., Atlan, D. and Portalier, R.C. Excretion of alkaline phosphatase by Escherichia coli K12 pho constitutive mutants transformed with plasmids carrying the alkaline phosphatase structural gene. J. Bacteriol., 1985, v.164, p.1376-1380.

113. Lazzaroni JC, Fognini-Lefebvre N, Portalier R. Cloning of the excC and excD genes involved in the release of periplasmic proteins by E. coli К12. -Mol. Gen. Genet., 1989, v.218, p.460-464.

114. Lazzaroni, J.-C., Portalier R. The excC gene of E. coli K-12 required for cell envelope integrity encodes the peptidoglycan-associated lipoprotein (Pal). -Mol. Microbiol., 1992, v.6, p.735-742.

115. Leenhouts J.M., van den Wijngaard P.W., de Kroon A.I., de KruijfF B. Anionic phospholipids can mediate membrane insertion of the anionic part of a bound peptide. FEBS Lett., 1995, v.370, p. 189-192.

116. Lill R., Dowhan W., Wickner W. The ATPase activity of SecA is regulated by acidic phospholipids, SecY, and the leader and mature domains of precursor proteins. Cell, 1990, v.60, p.271-280.

117. Lindblom G., Rilfors L. Nonlamellar phases formed by membrane lipids. -Adv. Colloid Interface Sci., 1992, v.41, p.101-125.

118. Liu X., Ferenci T. Regulation of porin-mediated outer membrane permeability by nutrient limitation in Escherichia coli. J. Bacteriology, 1998, v.180, p.3917-3922.

119. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall RJ. Protein measurement with the Folin-phenol reagent. J. Biol. Chem., 1951, v.l93, p.265-275.

120. Lugtenberg B. Van Alphen L. Molecular architecture and functioning of the outer membrane of Escherichia coli and other gram-negative bacteria. Biochim. Biophys. Acta, 1983, v.737, p.51-115.

121. Makino K., Amemura M., Kim S.-K., Nakata A. In: Phosphate in Microorganisms: Cellular and Molecular Biology. (Torriani-Gorini A., Yagil E., Silver S., eds.), Amer. Soc. Microbiol., Washington, D.C., 1994, p. 5-12.

122. Makise, M., Mima, S., Tsuchiya, Т., and Mizushima, T. Identification of amino acids involved in the functional interaction between DnaA protein and acidic phospholipids. J. Biol. Chem., 2000, v.275, p.4513-4518.

123. Michaelis S., Inouye H., Oliver D., Beckwith J. Mutations that alter the • signal sequence of alkaline phosphatase in Escherichia coli. J. Bacteriol., 1983, v.154, p.366-374.

124. Mikhaleva N.I., Santini C-Lise, Giordano G., Nesmeyanova M.A., Wu L.-F. Requirement for phospholipids of the translocation of the trimethylamine N-oxide reductase through the Tat pathway in Escherichia coli. FEBS Lett., 1999, v.463, p.331-335.

125. Miller K.J. and Kennedy E.P. Transfer of phosphoethanolamine residues from phosphoethanolamine to the membrane-derived oligosaccharides in Escherichia coli.-J. Bacterid., 1987, v. 169, p.682-686.

126. Mileykovskaya E., Dowhan W. The Cpx two-component signal transduction pathway is activated in Escherichia coli mutant strains lacking phosphatidylethanolamine. J. Bacterid., 1997, v.179, p.1029-1034.

127. Mileykovskaya E., Dowhan W. Visualization of phospholipid domains in Escherichia coli by using the cardiolipin-specific fluorescent dyelO-N-nonyl acridine orange. J. Bacterid., 2000, v. 182, p.1172-1175.

128. Miyazaki C., Kuroda M., Ohta A., Shibuya I. Genetic manipulation of membrane phospholipid composition in Escherichia coli: pgsA mutants defective in phosphatidylglycerol synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1985, v.82, p.7530-7534.

129. Morein S., Andersson A., Rilfors L., Lindblom G. Wild-type Escherichia coli cells regulate the membrane lipid composition in a "window" between gel and non-lamellar structures. J. Biol. Chem., 1996, v.271, p.6801-6809.

130. Mori H., Ito K. The Sec protein-translocation pathway. TRENDS in Microbiol., 2001, v.9, p.494-500.

131. Mug-Opstalten D., Witholt B. Preferential release of new outer membrane fragments by exponentially growing Escherichia coli. Biochim. Biophys. Acta, 1978, v.508, p.287-295.

132. Nakata A., Shinagawa H., Rothman F. Molecular mechanism of isozyme formation of alkaline phosphatase in Escherichia coli. In: Phosphate metabolism and cellular regulation in microorganisms (Torriani-Gorini A.,

133. Rothman F., Silver S., Wright A. and Yagil E., eds.), Amer. Soc. Microbiol., Washington, D.C., 1987, p.139-141.

134. Nesmeyanova M.A. On the possible participitation of acid phospholipids in the translocation of secreted proteins through the bacterial cytoplasmic membrane. FEBSLett., 1982, v.142, p.189-193.

135. Nesmeyanova M.A., Bogdanov M.V. Participation of acid phospholipids in protein translocation across the bacterial cytoplasmic membrane. FEBS Lett., 1989, v.257, p.203-207.

136. Nesmeyanova, M.A., Kalinin, A.E., Karamishev, A.L., Mikhaleva, N.I., and Krupyanko, V.I. Overproduction, secretion, isolation and properties of recombinant alkaline phosphatase encoded in Escherichia coli. Proc. Biochem, 1996, v.32, p. 1-7.

137. Newman, G., and Crooke, E. DnaA, the initiator of Escherichia coli chromosomal replication, is located at the cell membrane. J. Bacterid., 2000, v. 182, p.2604-2610.

138. Nikaido H. Biosynthesis and assembly of lipopolisaccharide and the outer membrane layer of gram-negative cell wall. In: Bacterial membranes and walls (Leive L., ed.), N.Y., Dekker, 1973, p. 131-208.

139. Nikaido H., Vaara M. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability. Microbiol. Rev., 1985, v.49, p.l-32.

140. Nishino Т., Kitamura E., Matsuzaki H., Nishijima S., Matsumoto K., Shibyua I. Flagellar formation depends on membrane acidic phospholipids in Escherichia coli. Biosci. Biothechnol. Biochem., 1993, v.57, p.l805-1808.

141. Nishijima S., Asami Y., Uetake N., Yamagoe S., Ohta A., Shibuya I. Disruption of the Escherichia coli els gene responsible for cardiolipin synthesis.- J. Bacterid., 1988, v.l70, p.775-780.

142. Nishiyama K., Mizushima S., Tokuda H. A novel membrane protein involved in protein translocation across the cytoplasmic membrane of Escherichia coli. The EMBO J., 1993, v.12, p.3409-3415.

143. Norris V., Fralick J., Danchin A. A SeqA hyperstructure and its interactions direct the replication and sequestration of DNA. Mol. Microbiol., 2000, v.37, p.696-702.

144. Ogawa Т., Pickett G.G., Kogoma Т., Kornberg A. Rnase H confers specificity in the -dependent initiation of replication at the unique origin of the Escherichia coli chromosome in vivo and in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1984, v.81, p. 1040-1044.

145. Or E., Navon A., Rapoport T. Dissociation of the dimeric SecA ATPase during protein translocation across the bacterial membrane. The EMBO J., 2002, v.21, p.4470-4479.

146. Pages, J.M., Anba, J. & Lazdunski, C. Conditions leading to secretion of a normally periplasmic protein in E. coli. Journal of Bacteriology, 1987, v.l 69, p.1386-1390.

147. Parkinson J.S. Genetic approaches for signaling pathways and proteins. In: Two-components signal transduction (Hoch J.A., Silhavy T.J., eds.), Amer. Soc. Microbiol., Washington, D.C., 1995, p.9-23.

148. Pratt L.A., Silhavy T.J. Porin regulon of Escherichia coli. In: Two-component signal transduction (Hoch J.A., Silhavy T.J., eds.), Amer. Soc. Microbiol., Washington, D.C., 1995, p.105-126.

149. Pugsley A.P. The complete general secretory pathway in gram-negative bacteria. Microbiol. Rev., 1993, v.57, p.50-108.

150. Raetz C.R.H. Enzymology, genetics, and regulation of membrane phospholipid synthesis in Escherichia coli. Microbiol. Rev., 1978, v.42, p.614-659.

151. Raetz C.R., Dowhan W. Biosynthesis and function of phospholipids in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1990, v.265, p. 1235-1238.

152. Raetz C.R., Whitfield C. Lipopolysaccharide endotoxins. Annu. Rev. Biochem., 2002, v.71, p.635-700.

153. Rietveld A.G., Chupin V.V., Koorengevel M.C., Wienk H.L., Dowhan W., de Kruijff B. Regulation of lipid polymorphism is essential for the viability of phosphatidylethanolamine-deficient Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1994, v.269, p.28670-28675.

154. Rietveld A.G., Killian J.A., Dowhan W., de Kruijff B. Polymorphic regulation of membrane phospholipid composition in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1993, v.268, p. 12427-12433.

155. Rietveld A.G., Koorengevel M.C., de Kruijff B. Non-bilayer lipids are required for efficient protein transport across the plasma membrane of Escherichia coli. The EMBO J., 1995, v.14, p.5506-5513.

156. Rilfors L., Lindblom G., Wieslander A., Christiansson A. In: Membrane fluidity (Kates M. and Manson L.A., eds.), Plenum, London, 1984, p.205-245.

157. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning. A laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory, N.Y., 1989, v. 1-3, p. 1626.

158. Sambrook J., Russel D.W. Molecular Cloning: A Laboratory Manual. 3rd ed. ' Cold Spring Harbor Lab. Press, N.Y., 2001, v.l, ch. 7.

159. Sankaran K., Wu H.C. Lipid modification of bacterial prolipoprotein: transfer of diacylglycerol moiety from phosphatidylglycerol. J. Biol. Chem., 1994, v.269, p.19701-19706.

160. Schneider J.E., Reinhold V., Rumley M.K., Kennedy E.P. Structural studies of the membrane-derived oligosaccharides of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1979, v.254, p.l 0135-10138.

161. Schulman H., Kennedy E.P. Relation of turnover of membrane phospholipids to synthesis of membrane-derived oligosaccharides of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1977, v. 252, p.4250-4255.

162. Shi W., Bogdanov M., Dowhan W., Zusman D. The pss and psd genes are • required for motility and chemotaxis in Escherichia coli. J. Bacterid., 1993, v.l75,p.7711-7714.

163. Sekimizu K., Bramhill В., Kornberg A. Sequential early stages in the in vitro initiation of replication at the origin of the Escherichia coli chromosome. J. Biol. Chem., 1988, v.263, p.7124-7130.

164. Sekimizu, Kornberg A. Cardiolipin activation of dnaA protein, the initiation protein of replication in Escherichia coli J. Biol. Chem., 1988, v.263, p.7131-7135.

165. Shibuya I. Metabolic regulations and biological functions of phospholipids in Escherichia coli. Prog. Lipid Res., 1992, v.31, p.245-299.

166. Skorko-Glonek J., Lipinska В., Krzewski K., Zolese G., Bertoli E., Tanfani F. HtrA heat shock protease interacts with phospholipid membranes and undergoes conformational changes. J. Biol. Chem., 1997, v.272, p.8974-8982.

167. Suzuki M., Нага H., and Matsumoto K. Envelope Disorder of Escherichia coli Cells Lacking Phosphatidylglycerol J. Bacterid., 2002, v.l84, p.5418-5425.

168. Suzuki I., Los D.A., Kanesaki Y., Mikami K., Murata., N. The pathway for perception and trunsduction of low-temperature signals in Synechocystis. -EMBO J., 2000, v.l9, p.1327-1334.

169. Suzuki H., Nishiyama K.-I., Tokuda H. Increases in anionic phospholipids contents specifically restore protein translocation in a cold-sensitive secA or secG null mutant. J. Biol. Chem., 1999, v.274, p.31020-31024.

170. Tommassen J., de Vrije Т., de Cock H., Bosch D., de Kruijff B. Involvement of membrane lipids in protein export in Escherichia coli. J. Cell Sci. Suppl., 1989, v.l 1, p.73-83.

171. Torriani A.M. Influence of inorganic phosphate in the formation of phosphatase by Escherichia coli. Biochim. Biophys. Acta, 1960, v.38, p.460-466.

172. Torriani A.M. Alkaline phosphatase from Escherichia coli. In: Procedures in nucleic acid research (Cantoni G.L. and Davis R., eds.), Harper and Row, Publishers, N.Y., 1966, p.224-234.

173. Torriani-Gorini A. Introduction: the pho regulon of Escherichia coli. In: Phosphate Metabolism and Cellular Regulation in Microorganisms (Torriani-Gorini A., Yagil E., Silver S., eds.), Amer. Soc. Microbiol., Washington, D.C., 1994, p.1-4.

174. Ulbrandt N.D., London E., Oliver D.B. Deep penetration of a portion of Escherichia coli SecA protein into model membranes is promoted by anionic phospholipids and by partial unfolding. J. Biol. Chem., 1992, v.267, p.15184-15192.

175. Van den Brink-van der Laan E., Dalbey R.E., Demel R.A., Killian J.A., de Kruijff B. Effect of non-bilayer lipids on membrane binding and insertion of the catalytic domain of leader peptidase. Biochemistry, 2001, v.40, p.9677-9684.

176. Van der Does C., Swaving J., van Klompenburg W., Driessen A.J.M. Non-bilayer lipids stimulate the activity of the reconstituted bacterial protein translocase. J. Biol. Chem., 2000, v.275, p.2472-2478.

177. Van Klompenburg W., Paetzel M., de Jong J.M., Dalbey R.E., Demel R.A., von Heijne G., Kruijff B. Phosphatidylethanolamine mediates insertion of the catalytic domain of leader peptidase in membranes. FEBS Lett., 1998, v.431, p.75-79.

178. Van Voorst F., de Kruijff B. Role of lipids in the translocation of proteins across membranes. Biochem. J., 2000, v.347, p.601-612.

179. Wang H.-W., Chen Y., Yang H., Chen X., Duan M.-X., Tai P.C., Sui S.-F. Ring-like pore structures of SecA: Implication for bacterial proteinconduc-ting channels. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003, v. 100, p.4221-4226.

180. Westphal 0., Luderitz Z. The formation of 2-keto-3-deoxyheptonic acid in . extracts of Escherichia coli B. J. Biol. Chem., 1959, v.234, p.705-709.

181. Zhang W.-Y., Inouye M., Wu H.C. Neither lipid modification nor processing of prolipoprotein is essential for the formation of murein bound lipoprotein in Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1992, v.267, p. 19631-19635.

182. Yakushi, Т., Т. Tajima, S. Matsuyama, and H. Tokuda. Lethality of the covalent linkage between mislocalized major outer membrane lipoprotein and the peptidoglycan of Escherichia coli. J. Bacteriol., 1997, v. 179, p.2857-2862.

183. Yamada M., Makino K., Amemura M., Shinagawa H., Nakata A. Regulation of the phosphate regulon of Escherichia coli: analysis of mutant phoB and phoR genes causing different phenotypes. J. Bacteriol., 1989, v.171, p.5601-5606.

184. Yung B.Y., Kornberg A. Membraneattachment activates dnaA protein, the initiation protein of chromosome replication in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 1988, v.85, p.7202-7205.

185. Xia W., Dowhan W. In vivo evidence for the involvement of anionic phospholipids in initiation of DNA replication in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, v.92, p.783-787.

186. Wu H.C., Tokunaga M., Tokunaga H., Hayashi S., and Giam C.-Z. Posttranslational modification and processing of membrane lipoproteins in bacteria.-J. Cell Biochem., 1983, v.22, p.l61-171.

187. Wood J.M. Osmosensing by bacteria: signals and membrane-based sensors. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 1999, v.63, p.230-262.