Роль кардиолипина в функционировании мембранных белковых комплексов Escherichia coli тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Иванова, Вилена Витальевна

• Иванова, Вилена Витальевна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Иванова, Вилена Витальевна

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ

ОБОЗНАЧЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Структура и функции фосфолипидов бактериальных мембран

1.2. Функция кардиолипина в биологических мембранах

1.3. Синтез кардиолипина у прокариот и эукариот

1.4. Структура и стабильность комплекса II электрон-транспортной цепи

1.5. Структура и функции транслоконовой системы БесУЕО ^

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1. Оборудование и реактивы

2.2. Объекты исследования

2.2.1. Использованные штаммы микроорганизмов и плазмиды

2.3. Методы, использованные в работе

2.3.1. Культивирование микроорганизмов

2.3.2. Мечение и экстракция фосфолипидов

2.3.3. Одномерная тонкослойная хроматография фосфолипидов

2.3.4. Двумерная тонкослойная хроматография фосфолипидов

2.3.5. Получение полного клеточного лизата E.coli

2.3.6. Получение мембранного экстракта E.coli

2.3.7. Выделение внутренних мембран E.coli

2.3.8. Солюбилизация мембранных комплексов и голубой нативный ПААГ электрофорез

2.3.9. Денатурирующий электрофорез мембранных белков в

ПААГ

2.3.10. Вестерн-блот

2.3.11. Определение активности щелочной фосфатазы

2.3.12. Измерение клеточного рН Е.соН

2.3.13 Статистический анализ данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1 Определение ориентации активных центров кардиолпинсинтаз во ^

внутренней мембране Е.соН

3.2. Роль кардиолипина в организации комплекса II Е.соН

3.3. Роль кардиолипина в стабильности и активности транслокона 8есУЕО/8есА

3.4. Стабильность комплекса БесУЕО в зависимости от уровня кардиолипина в мембранах Е.соН

3.5. Роль кардиолипина в сборке порина ОтрБ Е.соН

3.6. Роль кардиолипина в функционировании щелочной фосфатазы Е.соН

3.7. Влияние кардиолипина на транслокацию и сборку пермеазы лактозы „ ЬасУ

3.8. Роль кардиолипина в регулировании цитоплазматического рН Е.соН

4 ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ

4.1. Ориентация активных центров кардиолипинсинтаз Е.соН

4.2. Кардиолипин влияет на ассоциацию субъединиц комплекса II дыхательной цепи Е.соН в суперкомплекс и на энергетический обмен

4.3. Кардиолипин стабилизирует димерную форму транслокона ЗесУШ

4.4. Активность транслоконовой системы БесУЕО зависит от образования суперкомплекса, стабилизируемого кардиолипином ^^

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

108

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

1. АТ - антитела

2. ДДМ - додецилмальтозид

3. ДФМ - дифосфатидилманитол

4. К Л - кардиолипин

5. ЛБ - среда Лурия-Бертани

6. ПААГ - полиакриламидный гель

7. ТСХ - тонкослойная хроматография

8. ФГ - фосфатидилглицерин

9. ФМ - фосфатидилманнитол

10. ФС - фосфатидилсерин

11. ФЭ - фосфатидилэтаноламин

12. ЭДТА - этилендиаминтетраацетат

13. СЬА - кардиолипинсинтаза А

14. СЬВ - кардиолипинсинтаза В

15. СЬС-кардиолипинсинтаза С

16. БССР- карбонил цианид 4-трифлуорометокси фенилгидразон

17. 9АА - 9-аминоакридин

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль кардиолипина в функционировании мембранных белковых комплексов Escherichia coli»

ВВЕДЕНИЕ

Кардиолипин (KJI), или дифосфатидилглицерин - фосфолипид с четырьмя остатками жирных кислот, который в эукариотических клетках входит в состав мембран митохондрий и является одним из главных фосфолипидов мембран прокариот.

Кардиолипин - важный структурный компонент бактериальной мембраны E.coli [Krebs et al., 1979]. В мембранах дикого типа E.coli содержится от 5 до 15% KJI от всех фосфолипидов [Tan et al., 2012]. Уровень KJI может увеличиваться при стрессе, например, при увеличении концентрации солей в среде [Евдокимова и соавт.,\911\ Вероятно, это связано с необходимостью улучшения энергетического обмена клетки и поддержанием структуры мембраны [Mileykovskaya et al., 2009; Schlame et al., 2009].

В настоящее время известно о наличии трех кардиолипинсинтаз E.coli: кардиолипинсинтаза A (ClsA), кардиолипинсинтаза В (ClsB) и кардиолипинсинтаза С (ClsC). Данные ферменты функционируют с разной активностью в зависимости от фазы роста, при этом механизм синтеза KJI кардиолипинсинтазой С является уникальным и обнаружен только в клетках E.coli и заключается в конденсации молекулы фосфатидилглицерина и фосфатидилэтаноламина. Неизвестно, способен ли KJI к движению по типу флип-флоп, поэтому наличие нескольких генов кардиолипинсинтаз может быть связано с необходимостью регулировать его содержание на внешней и внутренней сторонах мембраны независимо [Guo, 2000; Mileykovskaya et al., -2009; Bogdanov, 2011;-Tan-et-al.^-2012]. Изучение ^топографии- различных кардиолипинсинтаз в мембране E.coli будет способствовать определению функциональной роли KJI в клетке.

В исследованиях in vitro, с использованием искусственных мембран и нанодисков, было показано, что изменения в фосфолипидном составе, например отсутствие фосфатидилглицерина или фосфотидилэтаноламина, могут повлечь

за собой конформационные и топологические изменения мембранных белков, выполняющих определенные функции в клетке, такие как, например, транслокация и фолдинг мембранных белков комплексом SecYEG, электрон-транспортная функция комплексом II дыхательной цепи, что, в конечном итоге, может привести к нарушению протонного градиента и транспорта необходимых веществ внутрь клетки пермеазами и поринами и т.д. [Cecchini, 2003; White, 2003; Yankovskaya, 2003; Zimmer, 2008; Bekker et al., 2009]. Подобные гипотезы нуждаются в подтверждении in vivo, чего ранее не проводилось.

Некоторыми авторами [Gidden, 2009; Quigley and Tropp, 2009; Geiger, 2010], было выдвинуто предположение о том, что наличие KJI в бактериальной мембране, активно выполняющей метаболическую и энергетическую функцию, может быть необходимо для стабилизации белковых комплексов, осуществляющих перенос электронов и участвующих в процессах окислительного фосфорилирования, но экспериментально функция KJI не установлена.

KJI может быть также важен для выживания клетки E.coli в экстремальных условиях вследствие его возможного непосредственного участия в передаче протонов с одной стороны мембраны на другую, таким образом регулируя кислотность клетки [Arias-Cartin, 2011; Baysse and O'Gara, 2007; Gold, 2010].

Изучение роли KJI в регуляции мембранного потенциала и энергетического баланса клетки E.coli имеет большое фундаментальное и практическое значение, так как может позволить создать модель данного -процесса в кардиомиоцитах с целью снижения риска развития сердечной недостаточности.

Изучение взаимосвязи липидного микроокружения и стабильности мембранных белков, таких как порины OmpF и ОтрА, которые являются экстрацеллюлярными антигенами и транспортерами низкомолекулярных антибиотиков и других соединений, имеет не только фундментальное значение,

но и может быть использовано в терапии бактериальных инфекций, например, для повышения эффективности антибиотиков.

Цель работы: характеристика участия кардиолипина в структурной организации и функционировании мембранных белковых комплексов E.coli: комплекса II дыхательной цепи, транслокона SecYEG, пермеазы лактозы LacY, щелочной фосфатазы PhoA и порина OmpF.

Основные задачи исследования:

1. Установить ориентацию активных центров кардиолипинсинтаз в плазматической мембране E.coli.

2. Исследовать роль кардиолипина в ассоциации субъединиц макромолекулярного комплекса II дыхательной цепи.

3. Изучить влияние кардиолипина на формирование функционально-активного макромолекулярного комплекса транслокона SecYEG.

4. Определить участие кардиолипина в фолдинге мембранных белков LacY, PhoA и OmpF.

5. Выявить участие кардиолипина в поддержании клеточного pH E.coli.

Научная новизна. Впервые определена топография кардиолипинсинтаз во внутренней мембране E.coli. Выявлено, что активный центр кардиолипинсинтазы А, обладающей максимальной активностью и являющейся основной, обращен внутрь клетки (в цитоплазму), в то время как у других кардиолипинсинтаз В и С активный центр обращен в периплазматическое пространство.

Кардиолипинсинтаза В участвуют в образовании фосфатидилманнитола и дифосфатидилманнитола при инактивации гена маннитолпермеазы А. При одновременной активности генов кардиолипинсинтаз С и В не синтезируются фосфатидилманнитол и дифосфотилилманнитол, а уровень КЛ снижен.

КЛ стабилизирует комплекс II дыхательной цепи вне зависимости от уровня аэрации при культивировании E.coli.

KJI принимает участие в фолдинге мембранных полипептидов OmpF, LacY и PhoA, стабилизируя димер SecYEG, выполняющий функцию транслокона для формирования нативной конформации данных белков.

Показано, что KJI участвует в поддержании pH цитоплазмы клетки E.coli и отсутствие данного фосфолипида приводит к повышению pH внутриклеточной среды, что является результатом снижения мембранного протонного градиента.

Практическая значимость. Полученные результаты могут быть использованы для разработки новых подходов к применению антибиотиков и других биологических агентов в условиях их пониженной способности транспортироваться и метаболизироваться внутри клеток прокариот и эукариот.

На основе результатов данного исследования могут быть созданы средства регуляции и повышения энергетического уровня клеток, в частности кардиомиоцитов.

Мутант ВКТ12 представляет интерес для изучения его биологических свойств, так как отсутствие неспецифического транспортера OmpF тримера, как антигена внешней мембраны E.coli, может повлечь за собой изменение иммуногенности и патогенности штамма.

Результаты и методы исследований могут быть использованы в учебном процессе в рамках дисциплин: «Биотехнология», «Молекулярная биология», «Биохимия мембран», «Микробиология» и «Биохимия микроорганизмов» ИФМиБ КФУ.

Связь работы с научными программами и собственный вклад автора в исследования. Эксперименты проводились в лабораториях кафедры

_____биохимии Института фундаментальной медицины ~и—биологии Казанского

(Приволжского) федерального университета, Казань, Россия. Часть экспериментов выполнялась в лаборатории биохимии липидов кафедры биохимии и молекулярной биологии Центра наук о здоровье Университета Техас-Хьюстон, США. Личное участие заключалось в разработке темы

исследований, выборе объектов для изучения, полном проведении экспериментов, обработке полученных результатов, их анализ и интерпретация.

Положения, выносимые на защиту:

1. Активный центр мембранного белка кардиолипинсинтазы А направлен в сторону цитоплазмы, а кардиолипинсинтаз В и С - в периплазматическое пространство клеток E.coli.

2. Кардиолипин стабилизирует нативную структуру комплекса II дыхательной цепи и транслокона SecYEG E.coli, который способствует фолдингу мембранных белков: пермеазы лактозы LacY, щелочной фосфатазы PhoA и порина OmpF.

3. Кардиолипин участвует в гомеостазе цитоплазматического pH E.coli.

Апробация работы. Результаты работы были представлены на следующих конференциях:

1. «Актуальные проблемы биохимии и бионанотехнологий», III научно-практическая интернет-конференция (Казань, КФУ, ноябрь 2012),

2. «Биология - наука XXI века», 17 международная пущинская школа-конференция молодых ученых (Пущино, РАН, апрель 2013),

3. «Актуальные проблемы биохимии и бионанотехнологий» IV Международная научная онлайн конференция, посвященная 150-летию основания кафедры биохимии в Казанском университете (Казань, КФУ, октябрь 2013)

4. «Липидология - наука XXI века», Международная научно- практическая онлайн конференция (Казань, КФУ, ноябрь 2013)г ~ ~

Публикации. По данной теме опубликовано 4 работы в сборниках международных и всероссийских конференций и 3 статьи в изданиях, рекомендованных ВАК

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Структура и функции фосфолипидов бактериальных мембран

Основным компонентом бактериальной, также как и любой другой, мембраны является липидная часть, которая выполняет основную функцию -изоляцию биохимических процессов благодаря свойству избирательной проницаемости. Однако состав липидов широко варьирует в зависимости от типа мембраны и вида бактерий.

Сложные липиды мембран бактерий включают фосфолипиды и гликолипиды. Фосфолипиды представляют собой разнообразную группу липидов, содержащих в своем составе остаток фосфорной кислоты. Фосфолипиды делятся на глицерофосфолипиды, основу которых составляет трехатомный спирт глицерин, и сфингофосфолипиды, содержащие аминоспирт сфингозин [Северин, 2003; Васьковский, 1997].

Неполярная часть фосфолипидов представлена остатками жирных кислот, которые имеют углеродную цепь различной длины и разной степени насыщения. Следует отметить, что под одним общим названием фосфолипида, например, фосфатидилэтаноламина, могут подразумеваться молекулы с остатками различных жирных кислот [Оо1сШпе, 1982].

В отличие от эукариот, бактерии могут иметь широкий спектр жирных кислот в составе мембраны [Жеребцов и соавт., 2002]. Наряду с типичными насыщенными и ненасыщенными жирными кислотами, бактерии могут содержать жирные кислоты с дополнительными метальными, гидроксильными или даже циклическими группами. Соотношение этих жирных кислот может варьировать, в зависимости от изменения условий, например изменения температуры, для поддержания оптимальной текучести мембран [Сгопап, 2003; Маигуа е/ а1, 2013].

Стабильность структуры бислоя легче сохраняется при формировании липидами одного класса. Однако для осуществления функций мембран требуется большое разнообразие липидов, способных изменять текучесть мембран, в зависимост от условий [Zhang and Rock, 2008]. Структура и размеры таких агрегатов определяются межмолекулярными силами и термодинамическими законами [Tresset, 2009]. Кроме того, по форме липидных молекул можно рассчитать структуру агрегатов, формируемых в водной среде по «критическому параметру упаковки» [Kirchhausen, 2012].

Форма молекул фосфолипидов зависит как от размера полярной «головки», так и от насыщенности и длины цепи жирных кислот. В зависимости от формы фосфолипиды способны образовывать ламеллярные (пластинчатые) и неламеллярные липидные структуры [Domenech et al., 2007].

Многие организмы, включая бактерии, имеют способность регулировать фосфолипидный состав мембраны в условиях изменения температуры. В большинстве случаев данный процесс сопровождается увеличением количества ненасыщенных жирных кислот при снижении температуры [Lewis and McElhaney, 2000; Koynova et al., 2006]. Однако у мутантных по гену фосфатидилсеринсинтазы штаммов, не имеющих фосфатидилэтаноламина в составе мембраны (фосфатидилсерин является предшественником для фосфатидилэтаноламина), была замечена преимущественно ламеллярная структура мембраны [Baysse and О'Gara, 2007].

Грамотрицательные бактерии имеют две мембраны. Внешняя мембрана содержит белки, липополисахариды и фосфолипиды [Мушмабараков и —Кузнецов, 2007].-Цитоплазматические и внешние мембраньг содержат разный фосфолипидный состав [Spector and Yorek, 1985; van Meer et al., 2008]. У бактерии Salmonella typhimurium соотношение фосфолипидов во внешней мембране составляет 81:17:2 для фосфатидилэтаноламина (ФЭ), фосфатидилглицерина (ФГ) и кардиолипина (KJI). В цитоплазматической мембране это соотношение составляет 60:33:7 [Rana et al., 1991]. Аналогичные

результаты были получены для Escherichia coli К-12, и Pseudomonas sp. [Oursei et al., 2007; Rowe et al., 2000]. Внутренняя мембрана E.coli содержит на 10-20% больше ненасыщенных жирных кислот, чем содержится во внешней, что влияет на ее текучесть: температура для фазового перехода гель-золь у цитоплазматической мембраны ниже [Vigh et al., 2005].

Фосфатидилглицерин и дифосфатидилглицерин формируют гексагональную форму молекулы при добавлении эквимолярной концентрации ионов кальция Ca . При этом фосфатидилэтаноламин формирует данную структуру в водной среде самостоятельно [Epand and Bottega, 1988].

Фотосинтетические пурпурные несерные бактерии Rhodopseudomonas содержат в составе мембран фосфатидилглицерин, фосфатидилэтаноламин и фосфатидилхолин до 20-25%, который стабилизирует структуру ненасыщенного фосфатидилэтаноламина.

Пурпурные серные бактерии, такие как Chromatiaceae, содержат фосфатидилглицерин, дифосфатидилглицерин и фосфатидилэтаноламин, но не фосфатидилхолин. Они имеют большее количество фосфатидилглицерина в мембране и небольшое количество гликозилглицеридов. Однако подгруппа Chromatiaceae — Ectothwrhodospira содержит от 65 до 76% ненасыщенных жирных кислот, фосфатидилглицерин, кардиолипин, фосфатидилхолин и сравнительно небольшое количество фосфатидилэтаноламина [Goldfine, 1984].

У других грамотрицательных бактерий, содержащих до 65% ненасыщенных жирных кислот, также как и у фотосинтетических бактерий, в состав мембран входят такие полярные липиды, как фосфатидил-N-

_____диметилэтаноламин или фосфатидилхолин, — которые —предположительно

стабилизируют бислой, содержащий ненасыщенный фосфатидилэтаноламин.

У метанотрофов содержание фосфатидилэтаноламина может достигать 77% или отсутствовать вообще. Некоторые грамотрицательные бактерии, патогены животных и растений, например, Brucella abortus и Brucella melitensis содержат более 30% фосфатидилхолина, кроме типичных фосфолипидов, и до

75% ненасыщенных жирных кислот. Bordetella pertussis имеет около 45% ненасыщенных жирных кислот, не содержит фосфатидилхолин, но около 20% фосфатидилсерина (ФС). Legionella имеет от 9 до 15% фосфатидил-N-метилэтаноламина, 1-2% фосфатидил-Ы-диметилэтаноламина и 29-36% фосфатидилхолина [Geiger, 2010]. Другой патоген, Lotus pedunculatus, содержит большое количество разветвленных насыщенных и ненасыщенных жирных кислот, а также обычные ненасыщенные и циклопропановые липиды. Однако свободноживущие формы данных бактерий содержат большое количество других нейтральных липидов. Таким образом, бактерии, содержащие большое количество ненасыщенных ацильных групп, имеют в составе мембран фосфатидилхолин и иногда фосфатидил-Ы-диметилэтаноламин [Christie and Han, 2010; Гальченко, 2001].

Следует отметить, что многие бактерии, содержащие фосфатидилхолин, формируют внутриклеточные мембраны, которые нестабильны при увеличении концентрации внутриклеточного кальция. При этом предполагается, что фосфатидилэтаноламин с ненасыщенными жирными кислотами, а также присутствие фосфатидилхолина, способствует образованию не-бислойной структуры, которые стремятся к инвагинации мембраны в виде мицелл [Веп-Dov and Korenstein, 2012].

Грамположительные бактерии еще более различаются по фосфолипидному составу между собой. Среди родов грамположительных бактерий род Bacillus по фосфолипидному составу наиболее близок грамотрицательным бактериям. Фосфатидилэтаноламин составляет от 20 до 45%, —остальные— два—главных—фосфолипида- —- фосфатидилглицерин и кардиолипин. У Bacillus amyloliquefansis до 90% фосфатидилэтаноламина располагается на внешней стороне бислоя, однако для других бацилл данная асимметрия выражена менее сильно. У B.megaterium до 40% фосфатидилглицерина было найдено во внешнем слое. У грамположительных кокк и лактобацилл главными фосфолипидами являются фосфатидилглицерин и

кардиолипин, однако их соотношение варьирует [Goldflne, 1984; Gidden et al., 2009].

Для бактериальных мембран характерно наличие отрицательно заряженных фосфолипидов, что отличает ее от эукариотических клеток, содержащих преимущественно нейтральные фосфолипиды. При этом доля их увеличивается при уменьшении доли цвиттерионов, что напрямую влияет на структуру и функции бактериальных мембран. Например, мутантные по гену psd (фосфатидилсериндекарбоксилазы) штаммы E.coli, подвержены лизису при непермиссивной температуре. Вероятно, лизис индуцируется накоплением фосфатидилсерина, так как мутанты по гену фосфатидилсеринсинтазы pssA имеют способность расти при данной температуре с условием наличия большого количества бивалентных катионов в среде [Mileykôvskaya et al., 1998]. Было показано, что отсутствие фосфатидилэтаноламина в мембране приводит к инверсии первых шести доменов мембранного белка пермеазы лактозы LacY, что указывает на влияние фосфолипидного состава мембраны на топологию мембранных белков и на их активность [Bogdanov et al., 2008]. Кроме того, отсутствие фосфатидилэтаноламина в мембране приводит к снижению активности щелочной фосфатазы PhoA, которая принимает активное участие в дефосфорилировании молекул в периплазматическом пространстве грамотрицательных бактерий с целью их последующего транспорта внутрь клетки [Mikhaleva et al., 2001].

Немаловажную роль в функционировании и стабильности мембранных белков принимают фосфолипиды, выступая в качестве липидных шаперонов, участвуя —в фолдинге,-транслокации и транспорте белков [Amin and-Hazelbauer, 2012; Lee, 2003; Lee, 2004; Contreras et al., 2011]. Было отмечено, что участие фосфатидилэтаноламина в топологии пермеазы лактозы может быть связано не только с формированием пула нейтрально заряженных фосфолипидных молекул в мембране, препятствующих инверсии белка, но и в качестве донора электронов. Эксперименты по вычислительной молекулярной динамике

показали, что фосфатидилэтаноламин оказывает более значительное воздействие на топологию пермеазы лактозы, чем фосфатидилглицерин, что подтверждается экспериментально [Picas et al., 2010].

Значимое положение среди фосфолипидов занимает кардиолипин в связи с особенностями молекулярной структуры. Имея в составе 4 остатка жирных кислот и 2 остатка фосфорной кислоты, кардиолипин обладает уникальными свойствами и может быть донором протонов и электронов в мембране, регулировать проницаемость мембраны, выполнять стабилизирующую функцию [Lewis and McElhaney, 2009; Mileykovskaya and Dowhan, 2009].

1.2 Функции кардиолииина в биологических мембранах

Кардиолипин впервые был выделен из мембран клеток сердечной мышцы быка, что дало тривиальное название данному фосфолипиду [Pangborn, 1942]. Позже кардиолипин был найден в значительных количествах в мембране митохондрий всех эукариотических клеток, а также в плазматической мембране бактерий, то есть в мембранах, поддерживающих электрохимический потенциал для переноса веществ и синтеза АТФ. Кардиолипин, обладая одинаковыми четырьмя ацильными группами, имеет 2 различных фосфатидных остатка и 2 хиральных центра, формируя диастереоизомер. Каждая фосфатидная группа имеет по одному протону, при этом константы диссоциации для них различны, что зависит от их кислотности (pKai=2,8 и рКа2>8,0). Считается, что слабая кислотность второй фосфатной группы возникает вследствие формирования - стабильной внутримолекулярной—водородной- связи—с—центральной 2-гидроксильной группой [Schlame et al., 1993]. В обычных физиологических условиях молекула кардиолипина несет только один отрицательный заряд.

В водной дисперсии фосфолипиды могут образовывать прочную бициклическую резонансную структуру с центральной гидроксильной группой,

продуцируя кислый анион. Резонансная структура особенно стабильна, если все четыре жирные кислоты идентичны, что создает симметрию в молекуле.

I - ^

<—s*

4 " X

о

(У С. 0 ДАГ С \ С ДАГ

И* t * Tim

I о С О I

ДАГ >7 V ДАГ

flj

Рисунок 1. Бициклическая структура кардиолипина [Haines, 2009]

Благодаря уникальной форме молекулы, кардиолипин способен формировать мицеллярные, ламеллярные и гексагональные структуры в водной среде в зависимости от рН и ионной силы [Haines, 2009]. Предполагается, что кардиолипин в бислое мембраны ориентирован глицериновой группой в сторону раздела фаз вода-мембрана, а фосфатидные остатки - перпендикулярно поверхности мембраны. Однако кардиолипин имеет также тенденцию образовывать переходные не-бислойные домены, влияющие на процессы, происходящие в клетке. Способность структурировать гексагональную форму играет определенную роль в контакте внутренней митохондриальной мембраны с внешней. Дилизокардиолипин (содержит 2 ацильные группы) может формировать мицеллярные и ламеллярные структуры, в то время как ацил-кардиолипин (5 ацильных групп) существует исключительно в гексагональной форме. Кардиолипин (4 ацильных группы) может находиться как в гексагональном, так и в ламеллярном состоянии [Ortiz et al., 1999].

Рисунок 2. Структура липидных образований в воде. А - ламеллярная структура (чаще бислойная), Б - мицеллярная, В - инвертированная гексагональная [Haines, 2009]

Глицериновая группировка кардиолипина делится на два фосфатидных остатка, что предполагает его способность взаимодействовать с полярными группами «головок» других фосфолипидов. Кроме того, вторая гидроксильная группа центрального глицеринового остатка является донором водорода для образования водородной связи, однако возникает стерическое препятствие для взаимодействия, поэтому маловероятна связь кардиолипина с липидами. Так как кардиолипин имеет 4 остатка жирных кислот, то велика комбинация вариантов содержания различных жирных кислот в данной молекуле. Однако наиболее часто содержатся жирные кислоты с длиной углеродной цепи С18, 80% из которых, как правило, составляет линолевая кислота.

Кардиолипин дрожжей имеет жирные кислоты С16-С18, в то время как у Escherichia coli содержит насыщенные или мононенасыщенные жирные кислоты с длиной цепи С14-С18 [Joshi et al., 2009].

Одна из важных функций кардиолипина в мембране бактерий связана с его участием в регуляции осмотического давления, испытываемого клеткой. Уровень кардиолипина может увеличиваться при стрессе, например, при увеличении концентрации солей в среде. Очевидно, это связано с необходимостью улучшения энергетического обмена и поддержания структуры мембраны. Так на Staphylococcus aureus было показано, что для выживания данного микроорганизма необходимо наличие кардиолипина в составе мембраны [Tsai et al., 2011].

Изменения в экстраклеточном осмотическом давлении влияют на подвижность воды, что приводит к разведению или концентрированию цитоплазмы клеток, в результате чего происходит нарушение их структуры и функций. Клетки для предотвращения данного процесса накапливают вещества, препятствующие дегидрированию цитоплазмы. Бактерии используют ионы К+, органические анионы, такие как глутамат, и незаряженные цвиттерионные органические компоненты, выступающие в роли осморегуляторов [Record et al., 1998]. Кроме того, клетки снижают проницаемость и вязкость мембраны для регуляции транспорта воды и веществ. Клетки E.coli выполняют данную регуляцию, изменяя соотношение цвиттерионного фосфолипида фосфатидилэтаноламина к анионным фосфатидилглицерину и кардиолипину. При повышении концентрации солей в среде происходит увеличение количества анионных~фосфолипидов"в 'мембране, в основномг за счет кардиолипина. Но мутантные по гену кардиолипинсинтазы штаммы E.coli имеют низкий уровень кардиолипина вне зависимости от осмолярности среды. По всей видимости, кардиолипин может влиять на текучесть мембраны, на функционирование мембранных белков, особенно таких, как осморегуляторные белки MscL (механочувствительный канал, который высвобождает

цитоплазматические вещества наружу, когда клетка подвергается отрицательному осмосу) и РгоР (осмосенсорный транспортер, активирующийся при увеличении осмотического давления и захватывающий осморегуляторные молекулы внутрь клетки) [Romantsov et al., 2009].

При изучении клеток прокариот было обнаружено, что кардиолипин концентрируется в полярных и септальных областях цитоплазматической мембраны, что может быть связано с процессом клеточного деления.

Кроме того, кардиолипин эукариот, являясь компонентом митохондриальной мембраны, принимает участие в онкотических и апоптотических процессах, происходящих в клетках. Уровень его синтеза регулируется лизофосфатидилглицерином, который ингибирует активность кардиолипинсинтазы. В литературе есть сведения о том, что инозитол ингибирует активность кардиолипинситазы в клетках дрожжей.

В процесс апоптоза происходит увеличение количества лизофосфатидов в мембране, что приводит к активации фосфолипазы А2. По всей видимости, механизм, который лежит в процессе синтеза лизофосфатидов является липолизом, запускающим продукцию свободных радикалов. Также определенную роль играет и содержание тех или иных жирных кислот, которые входят в состав кардиолипина, а также степень его ацилирования (моно- или диацилированный кардиолипин). Однако в апоптотических клетках кардиолипин более стабилен, нежели фосфатидилэтаноламин, менее подвержен гидролизу (менее, чем в 10 раз). Вероятно, процессу гидролиза кардиолипина фосфолипазами препятствует стерическое связывание кардиолипина с цитохромом с и другими белками [McMillin and Dowhan, 2002]. — -

Однако участие кардиолипина в апоптозе клеток не всегда выражается в его активации. Кроме того, существуют противоречивые сведения о том, что снижение или уменьшение кардиолипина в мембране влияет на активность митохондрий. Например, снижение активности кардиолипинсинтазы в клетках HeLa достигалось путем использования малой интерферирующей РНК, что

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Иванова, Вилена Витальевна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Северин, Е.С. Биохимия : учебник для вузов / Е.С. Северин Северина -Москва : Издательство Гэотар-медиа. - 2003. - 779 с.

2. Бадякина, А.О. Изменение фосфолипидного состава мембран Escherichia coli влияет на уровень секреции периплазматической щелочнойфосфатазы в среду / А.О. Бадякина, Ю.А. Корякина, Н.Е. Сузина, М.А. Несмеянова //Биохимия, 2003. Т. 68. - №7. - С.917-925.

3. Васьковский, В.Е. Липиды. / В.Е. Васьковский // Соросовский образовательный журнал. - 1997. - №3. - С.32-37.

4. Гальченко, В.Ф. Метанотрофные бактерии / В.Ф. Гальченко - Москва : ГЕОС.-2001.-500 с.

5. Головастов, В.В. Влияние фосфолипидного состава мембран и заряда сигнального пептида щелочной фосфотазы Escherichia coli на эффективность ее секреции / В.В. Головастов, М.А. Несмеянова// Биохимия, 2003. Т.68, №10. -С.1355-1364.

6. Жеребцов, H.A. Биохимия : учебник / H.A. Жеребцов, Т.Н. Попова, В.Г. Артюхова. -Воронеж : Издательство Воронежского государственного университета. - 2002. - 689 с.

7. Золов, С.Н., Михалева Н.И., Калинин А.Е., Несмеянова М.А. 2002. Взаимодействие npePhoA с фосфолипидами in vivo и in vitro в зависимости от заряда N-конца сигнального пептида и содержания в мембранах анионных фосфолипидов. Биохимия. 67, 1051-1060______

8. Мушмабараков, H.H. Молекулярная биология : учебное пособие / H.H. Мушмабараков, С.Л. Кузнецов. - Москва.: Мед. информ. - 2007. - 271 с.

9. Alami, М. Nanodiscs unravel the interaction between the SecYEG channel and its cytosolic partner SecA / M. Alami, K. Dalai, B. Lelj-Garolla, S.G. Sligar, F. Duong // EMBO Journal. - 2007. - V.26. - P. 1995-2004.

10. Amin, D.N. Influence of membrane lipid composition on a transmembrane bacterial chemoreceptor / D.N. Amin and G.L. Hazelbauer // J. Biol. Chem. - 2012. -doi:10.1074/jbc.Ml 12.415588.

11. Angelini, S. FtsY, the bacterial signal-recognition particle receptor, interacts functionally and physically with the SecYEG translocon / S. Angelini, S. Deitermann, H.G. Koch // EMBO Rep. - 2005. - V.5. - P.476-481.

12. Arias-Cartin, R. Cardiolipin-based respiratory complex activation in bacteria / R. Arias-Cartin, S. Grimaldi, J. Pommier, P. Lanciano, C. Schaefer, P. Arnoux, G. Giordano, B. Guigliarelli, A. Magalon // PNAS. - 2011. - V.108. - P.7781-7786.

13. Baile, M.G. Deacetylation on the matrix side of the mitochondrial inner membrane regulates cardiolipin remodeling / M.G. Baile, K. Whited, S.M. Claypool // Molecular biology of the cell. - 2013 [in press],

14. Barcello-Coblijn, G. An improved method for separating cardiolipin by HPLC / G. Barcello-Coblijn, E.J. Murphy // Lipids. - 2008. - V.43. - P.971-976.

15. Baysse, C. Role of membrane structure during stress signaling and adaptation in Pseudomonas / C. Baysse and F. O'Gara // Pseudomonas. - 2007. - Ch.7.- P. 193224.

16. Bazan, S. Cardiolipin-dependent reconstitution of respiratory supercomplexes from purified Saccharomyces cerevisiae complexes III and IV / S. Bazan, E. Mileykovskaya, V.K. Malampalli, P. Heacock, G.C. Sparagna, W. Dowhan // The journal of biological chemistry. -2013. -V.288. -P.401-411.

17. Becker, K.P. Protein kinase C and phospholipase D: intimate interactions in intracellular signaling / K.P. Becker, Y.A. Hannun // Cell. Mol. Life Sci. - 2005. -V.62. -P.1448-1461.

18. Bekker, M. Respiration of Escherichia coli can be fully uncoupled via the nonelectrogenic terminal cytochrome bd-II oxidase / M. Bekker, S. de Vries, A. Ter Beek, K.J. Hellingwerf, M.J. Teixeira de Mattos // Journal of bacteriology. - 2009. -V.191. -P.5510-5517.

19. Ben-Dov, N. Enhancement of cell membrane invaginations, vesiculation and uptake of macromolecules by protonation of the cell surface / N. Ben-Dov and R. Korenstein // PLoS One. - V.7.: e35204.

20. Berlyn, M.B. Integrated linkage map of Escherichia coli K-12 / M.B. Berlyn, K.B. Low, K.E. Rudd // Escherichia coli and Salmonella: Cellular and molecular biology, 2nd Ed., Am. Soc. for Microbiology, Washington D.C. - 1996. - P. 17151902.

21. Bogdanov, M. To flip or not to flip: lipid-protein charge interactions are a determinant of final membrane protein topology / M. Bogdanov, J. Xie, P. Heacock, W. Dowhan // Journal of cell biology. - 2008. - V.182. - P.925-935.

22. Bogdanov, M. Lipid-protein interactions as determinants of membrane protein structure and function / M. Bogdanov and W. Dowhan // Biochem. Soc. Trans. -2011. - V.39. - P.767-774.

23. Bogdanov, M. Subcellular localization and logistics of integral membrane protein biogenesis in Escherichia coli / M. Bogdanov, M. Aboulwafa, M. Sauer // J. Mol. Microbiol. Biotechnol. - 2013. - V.23(l-2). - P. 23-34.

24. Bottinger, L. Phosphatidylethanolamine and cardiolipin differentially affect the stability of mitochondrial respiratory chain supercomplexes / L. Bottinger, S.E. Horvath, T. Kleinschroth, C. Hunte, G. Daum, N. Pfanner, T. Becker // Journal of molecular biology. - 2012. - V.423. - P.677-686.

25. Carman, G.M. An unusual phosphatidylethanolamine-utilizing cardiolipin synthase is discovered in bacteria /PNAS. -2012. - V. 109. - P. 16402-16403.

26. Cecchini, G. Function and structure of complex II of the respiratory-chain / G. Cecchini // Annu. Rev. Biochem. - 2003. - V.72. - P.77-109.

27. Christie, W.W. Lipid analysis - isolation, separation, identification and lipidomic analysis (4th edition) / W.W. Christie and X. Han // Oily Press, UK. - 2010. - P.1-446.

28. Claypool, S.M. Cardiolipin defines the interactome of the major ADP/ATP carrier protein of the mitochondrial inner membrane / S.M. Claypool, Y. Oktay, P. Boontheung, J.A. Loo, C.M. Koehler // Journal of cell biology. - 2008. - V. 182. -P.937-950.

29. Bornemann, T. Signal sequence-independent membrane targeting of ribosomes containing short nascent peptides within the exit tunnel / T. Bornemann, J. Jockel, M.V. Rodnina, W. Wintermeyer // Nature Struct. Mol. Biol. - 2008. - V.15. - P.494-499.

30. Contreras, F.-X. Specificity of intramembrane protein-lipid interactions / F.-X. Contreras, A.M. Ernst, F. Wieland, B. Brugger // Cold Spring Harb Perspect Biol. -2011.;3:a004705.

31. Cronan, J.E. Bacterial membrane lipids: where do we stand? / J.E. Cronan // Annu. Rev. Microbiol. - 2003. - V.57. - P.203-224.

32. Dalbey, R.E. Assembly of bacterial inner membrane proteins / R.E. Dalbey, P. Wang, A. Kuhn // Annu. Rev. Biochem. - 2011. - V.80. - pp. 161-187.

33. De Siervo, A.J. Biosynthesis of cardiolipin in the membranes of Micrococcus lysodeikticus / A.J. De Siervo and M.R.J. Salton // Biochimia et Biophysica Acta. -1971. - V.239. — P.280-292.

34. Domenech, O. Supported planar bilayers from hexagonal phases / O. Domenech, A. Morros, M.E. Cabanas, M.T. Montero, J. Hernandez-Borrell // Biochimica et Biophysica Acta - Biomembranes. - 2007. -V. 1768. - P. 100-106.

35. Driessen, A.J.M. Protein translocation across the bacterial membrane / A.J.M. - Driessen, N. Nouwen // Annu. Rev. Biochem. - 2008. =LV.77. - P.643-667.

36. Eletsky, A. Solution NMR structure of yeast succinate dehydrogenase flavinylation factor Sdh5 reveals a putative Sdhl binding site / A. Eletsky, M.-Y. Jeong, H. Kim, H.-W. Lee, R. Xiao, D.J. Pagliarini, J.H. Prestegard, D.R. Winge, G.T. Montelione, T. Szyperski // Biochemistry. - 2012. - V.51. - pp.8475-8477.

37. Epand, R.M. Determination of the phase behavior of phosphatidylethanolamine admixed with other lipids and the effects of calcium chloride: implications for protein kinase C regulation / R.M. Epand, R. Bottega // Biochimica et Biophysica Acta. -1988. - V.944. — P.144-154.

38. Exton, J.H. Phospholipase D: enzymology, mechanism of regulation, and function / J.H. Exton // Physiology Review. - 1997. - V.77. - P.303-320.

39. Fensome, A. ADP-ribosylation factor and Rho proteins mediate fMLP-dependent activation of phospholipase D in human neutrophils / A. Fensome, J. Whatmore, C. Morgan, D. Jones, S. Cockcroft // Journal of biological chemistry. -1998. - V.273. — P.13157-13164.

40. Focia, P.J. Heterodimeric GTPase core of the SRP targeting complex / P.J. Focia, I.V. Shepotinovskaya, J.A. Seidler, D.M. Freymann // Science. - 2004. -V.303. - P.373-377.

41. Geiger, O. Lipids and Legionella virulence / K.N. Timmis (ed.) // Handbook of hydrocarbon and lipid microbiology. - 2010. - P.3195-3202.

42. Gidden, J. Lipid compositions in Escherichia coli and Bacillus subtilis during growth as determined by MALDI-TOF and TOF/TOF mass spectrometry / J. Gidden, J. Denson, R. Liyanage, D.M. Ivey, J.O. Lay // Int. J. Mass. Spectrom. - 2009. -V.283. - P.178-184.

43. Gold, V.A. Allosteric regulation of SecA: magnesium-mediated control of conformation and activity / V.A. Gold, A. Robson, A.R. Clarke, I. Collinson // The journal of biological chemistry. -2007. -V.282. - P. 17424-17432.

44. Gold, V.A.M. The action of cardiolipin on the bacterial translocon / V.A.M. Gold, A. Robson, H. Bao, T. Romantsov, F. Duong, I. Collinson // PNAS. - 2010. -V.107. - P.10044-10049.

45. Goldfine, H. Lipids of prokaryotes - structure and distribution / H. Goldfine // Current topics in membrane and transport. -1982.-V. 17.- pp. 1 -43.

46. Gonen, T. Recent progress in membrane protein structures and investigation methods / T. Gonen, G. Waksman // Current opinions in structural biology. — 2012. — V.22. -P.467-468.

47. Gonidakis, S. Genome-wide screen identifies Escherichia coli TCA cycle-related mutants with extended chronological lifespan dependent on acetate metabolism and the hypoxia-inducible transcription factor ArcA / S. Gonidakis, S.E. Finkel, V.D. Longo // Aging Cell. - 2010. - V.9. - P.868-881.

48. Gratkowski, H. Cooperativity and specificity of association of a designed transmembrane peptide / H. Gratkowski, Q.H. Dai, A.J. Wand, W.F. DeGrado, J.D. Lear // Biophys. Journal. - 2002. - V.83. - P. 1613-1619.

49. Guo, D. A second Escherichia coli protein with CL synthase activity / D. Guo, B.E. Tropp // Biochimia et Biophysica Acta. - 2000. - V. 1483. - P.263-274.

50. Haines, T.H. Cardiolipin: a proton trap for oxidative phosphorylation / T.H. Haines, N.A. Dencher // FEBS Letters. - 2002. - V.528. - pp.35-39.

51. Haines, T. A new look at cardiolipin / T. Haines // Biochimia et Biophysica Acta. - 2009. - V. 1788. - P. 1997-2002.

52. Hiraoka, S. Active increase in cardiolipin synthesis in the stationary growth phase and its physiological significance in Escherichia coli / S. Hiraoka, H. Matsuzaki, I. Shibuya // FEBS. - 1993. - V.336. - P.221-224.

53. Huang, Z. Cardiolipin deficiency leads to decreased cardiolipin peroxidation and increased resistance of cells to apoptosis / Z. Huang, J. Jiang, V.A. Tyurin, Q. Zhao, A. Mnuskin, J. Ren, N.A. Belikova, W. Feng, I.V. Kurnikov, V.E. Kagan // Free Radical Biology and Medicine. - 2008. - V.44. - P.1935-1944.

54. Iwata, F. Change of subunit composition of mitochondrial complex II (succinate-ubiquinone reductase/quinol-fumarate reductase) in Ascaris suum during the migration in the experimental host / F. Iwata, N. Shinjyo, H. Amino, K. Sakamoto, M.K. Islam, N. Tsuji, K. Kita // Parasitol. Int. - 2008. - V.57. - P.54-61.

55. Joshi, A.S. Cellular functions of cardiolipin in yeast / A.S. Joshi, J. Zhou, V.M. Gohil, S. Chen, M.L. Greenberg // Biochimia et Biophysica Acta. - 2009. - V.l793. -P.212-218.

56. Kagan, V.E. Mitochondria-targeted disruptors and inhibitors of cytochrome c/cardiolipin peroxidase complexes: a new strategy in anti-apoptotic drug discovery / V.E. Kagan, A. Bayir, H. Bayir, D. Stoyanovsky, G.G. Borisenko, Y.Y. Tyurina, P. Wipf, J. Atkinson, J.S. Greenberg, R.S. Chapkin, N.A. Belikova // Mol. Nutr. Food Res. - 2009. - V.53. - P.104-114.

57. Karp, G. Cell and Molecular Biology / G. Karp // Hoboken N.J.: John Wiley and Sons. - 2008. - P.193-194.

58. Ke, L. The phosphonic acid analog of phosphatidylglycerol phosphate: influence on Escherichia coli growth and physiology / L. Ke, R. Engel, B.E. Tropp // Biochimia et Biophysica Acta. - 1992. - V.l 128. - P.250-257.

59. Kern, R. Chaperone-like properties of lysophospholipids / R. Kern, D. Joseleau-Petit, M.K. Chattopadhyay, G. Richarme // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2001. - V.289. - P.1268-1274.

60. Kirchhausen, T. Bending membranes / T. Kirchhausen // Nature cell biology. -2012. - V.14. - P.906-908.

61. Koynova, R. An intracellular lamellar-nonlamellar phase transition rationalizes the superior performance of some cationic lipid transfection agents / R. Koynova, L. Wang, R.C. McDonald // PNAS. - 2006. - V.103. - P.14373-14378.

62. Kutik, S. The translocator maintenance protein Tam41 is required for mitochondrial cardiolipin biosynthesis / S. Kutik, M. Rissler, X.L. Guan, B. Guiard, G. Shui, N. Gebert // Journal of cell biology. - 2008. - V.l 83. - P. 1213-1221.

63. Lancaster, C.R.D. Succinate: quinine oxidoreductases: new insights from X-ray crystal structures / C.R.D. Lancaster, A. Kroger // Biochimia et Biophysica Acta. -2000. - V. 1459. - P.422-431.

64. Lee, A.G. Lipid-protein interactions in biological membranes: a structural perspective / A.G. Lee // Biochimica et Biophysica Acta. - 2003. - V. 1612. - P. 1-40.

65. Lee, A.G. How lipids affect the activities of integral membrane proteins / A.G. Lee // Biochimica et Biophysica Acta. - 2004. - V.1666. - P.62-87.

66. Lewi,s R.N. Surface charge markedly attenuates the nonlamellar phase-forming propensities of lipid bilayer membranes: calorimetric and (31)P-nuclear magnetic resonance studies of mixtures of cationic, anionic, and zwitterionic lipids / R.N. Lewis and R.N. McElhaney // Biophys. J. - 2000. - V.79. - P. 1455-1464.

67. Lewis, R.N.A.H. The physicochemical properties of cardiolipin bilayers and cardiolipin-containing lipid membranes / R.N.A.H. Lewis and R.N. McElhaney // Biochimica et Biophysica Acta - Biomembranes. - 2009. - V.1788. - P.2069-2079.

68. Baars, L. Protein targeting, translocation and insertion in Escherichia coli. Proteomic analysis of substrate-pathway relationships. Doctoral thesis. Stockholm 2007.-P. 1-55.

69. Lu, Z. YidC - A molecular chaperone for LacY protein folding via the SecYEG machinery / Z. Lu, R. Kaback, H. Dalbey, E. Ross // J. Biol. Chem - Membrane Biology-2013.-P. 286-288.

70. Maier, K.S. An amphiphilic region in the cytoplasmic domain of KdpD is recognized by the signal recognition particle and targeted to the Escherichia coli membrane /K.S. Maier, S. Hubich, H. Liebhart, S. Krauss, A. Kuhn, S. Facey // Molecular microbiology. -2008. -V.68. - P. 1471-1484.

71. Maklashina, E. Defining a direction: electron transfer and catalysis in Escherichia coli complex II enzymes / E. Maklashina, G. Cecchini, S.A. Dikanov // Biochimia et Biophysica Acta. - 2013. - V.1827. - P.668-678.

72. Maklashina, E. The quinone-binding and catalytic site of complex II / E. Maklashina, G. Cecchini // Biochimia et Biophysica Acta. - 2010. - V.1797. -P.1877-1882.

73. Maurya, S.R. Modulating lipid dynamics and membrane fluidity to drive rapid folding of a transmembrane barrel / S.R. Maurya, Chaturvedi D., Mahalakshmi R. // Nature. Scientific reports. - 2013. - doi: 10.1038/srep01989.

74. McMillin, J.B. Cardiolipin and apoptosis / J.B. McMillin and W. Dowhan // Biochimia et Biophysica Acta. - 2002. - V. 1585. - P.97-107.

75. Mikhaleva, N.I. Depletion of phosphatidylethanolamine affects secretion of Escherichia coli alkaline phosphatase and its transcriptional expression / N.I. Mikhaleva, V.V. Golovastov, S.N. Zolov, M.V. Bogdanov, W. Dowhan, M.A. Nesmeyanova // FEBS Letters. - 2001. - V.493. - P.85-90.

76. Mileykovskaya, E. Localization and function of early cell division proteins in filamentous Escherichia coli cells lacking phosphatidylethanolamine / E. Mileykovskaya, Q. Sun, W. Margolin, W. Dowhan // Journal of bacteriology. - 1998.

- V. 180. - P.4252-4257.

77. Mileykovskaya, E. Cardiolipin in energy transducing membranes / E. Mileykovskaya, M. Zhang, W. Dowhan // Biochemistry (Moscow). - 2005. - V.70. -P.191-196.

78. Mileykovskaya, E. Cardiolipin membrane domains in prokaryotes and eukaryotes / E. Mileykovskaya, W. Dowhan // Biochimia et Biophysica Acta. - 2009.

- V.1788. -P.2084-2091.

79. Mitra, K. Structure of the E.coli protein-conducting channel bound to a translating ribosome / K. Mitra, C. Schaffitzel, T. Shaikh, F. Tama, S. Jenni, C.L. Brooks, N. Ban, J. Frank // Nature. - 2005. - V.438. - P.318-324.

80. Mori, H. An essential amino acid residues in the protein translocation channel revealed by targeted random mutagenesis of SecY / H. Mori, K. Ito // PNAS. - 2001.

- V.98. - P.5128-5133.

81. Nishijima, S. Disruption of the Escherichia coli els gene responsible for cardiolipin synthesis / S. Nishijima, Y. Asami, N. Uetake, S. Yamagoe, A. Ohta, I. Shibuya // Journal of bacteriology. - 1988. - V.170. - P.775-780.

82. Ortiz, A. Membrane fusion and the lamellar-to-inverted-hexagonal phase transition in cardiolipin vesicle systems induced by divalent cations / A. Ortiz, J.A. Killian, A.J. Verkleij, J. Wilschut // Biophys. J. - 1999. - V.77. - P.2003-2014.

83. Osman, C. Making heads or tails of phospholipids in mitochondria / C. Osman, D. Voelker, T. Langer // Journal of cell biology. - 2011. - V. 192. - P.7-16.

84. Ott, M. Cytochrome c release from mitochondria proceeds by a two-step process / M. Ott, J. Robertson, V. Godvadze, B. Zhivotovsky, S. Orrenius // PNAS. -2002. - V.99. - P.1259-1263.

85. Oursel, D. Lipid composition of membranes of Escherichia coli by liquid chromatography/tandem mass spectrometry using negative electrospray ionization / D. Oursel, C. Loutelier-Bourhis, N. Orange, S. Chevalier, V. Norris, C.M. Lange // Rapid Commun. Mass. Spectrom. - 2007. - V.21. - P. 1721-1728.

86. Oyedotun, K.S. The quaternary structure of the Saccharomyces cerevisia succinate dehydrogenase. Homology modeling, cofactor docking, and molecular dynamics simulation studies / K.S. Oyedotun, B.D. Lemire // Journal of biological chemistry. - 2004. - V.279. - P.9424-9431.

87. Palsdottir, H. Structure of the yeast cytochrome bci complex with a hydroxyquinone anion Q0 site inhibitor bound / H. Palsdottir, C.G. Lojero, B.L. Trumpower, C. Hunte // The journal of biological chemistry. - 2003. - V.278. -P.31303-31311.

88. Pangborn, M. Isolation and purification of a serologically active phospholipid from beef heart / M. Pangborn / Journal of biological chemistry. - 1942. - V.143. -P.247-256.

89. Pfeiffer, K. Cardiolipin stabilizes respiratory chain supercomplexes / K. Pfeiffer, V. Gohil, R.A. Stuart, C. Hunte, U. Brandt, M.L. Greenberg, H. Schagger // The journal of biological chemistry. - 2003. - V.278. - P.52873-52880.

90. Picas, L. Evidence of phosphatidylethanolamine and phosphatidylglycerol presence at the annular region of lactose permease of Escherichia coli / L. Picas, M.T.

Montera, A. Morros, J.L. Vazquez-Ilbar, J. Hernandez-Borrell // Biochimica et Biophysica Acta. - 2010. - V.1798. - P.291-296.

91. G Pluschke, Function of phospholipids in Escherichia coli. Characterization of a mutant deficient in cardiolipin synthesis / G Pluschke, Y. Hirota and P. Overath // J. Biol. Chem. - 1978. - V.258. - P. 5048-5055.

92. Pniewska, E. The involvement of phospholipase A2 in asthma and chronic obstructive pulmonary disease / E. Pniewska and R. Pawliczak // J. Mediators of inflammation. - 2013. - V.2013. - P. 1-12.

93. Quigley, B.R. E.coli cardiolipin synthase: function of N-terminal conserved residues / B.R. Quigley and B.E. Tropp // Biochimia et Biophysica Acta. - 2009. -V.1788. -P.2107-2113.

94. Rampini, C. Metabolisme du diphosphatidyl-glycerol d' E.coli K-12 après l'arrêt par incubation en milieu sans sourse d'energie, du développement des bacteries / C. Rampini, E. Barbu, J. Polonovski // C.R. Acad. Sei. (Paris). - 1970. - V.270. -P.882-885.

95. Rana, F.R. Determination of the lipid composition of Salmonella typhimurium outer membranes by 31P NMR / F.R. Rana, K.M. Sultany, J. Blazyk // Journal of microbiological methods. - 1991. - V. 14. - P.41 -51.

96. Record, M.T.Jr. Responses of E.coli to osmotic stress: large changes in amounts of cytoplasmic solutes and water / M.T.Jr. Record, E.S. Courtenay, D.S. Cayley, H.J. Guttman // Trends in Biochemical Sciences. - 1998. - V.23. - P. 143148.

97. Robinson, N.C. Functional binding of cardiolipin to cytochrome c oxidase / N.C. Robinson // Journal of bioenergetics and biomembranes. - 1993. - V.25. -P.153-163.

98. Romantsov, T. Cardiolipin and the osmotic stress responces of bacteria / T. Romantsov, Z. Guan, J.M. Wood // Biochimia et Biophysica Acta. - 2009. - V.1788. -P.2092-2100.

99. Rowe, N.J. Lipid composition and taxonomy of [Pseudomonas] echinoides: transfer to the genus Sphingomonas / N.J. Rowe, J. Tunstall, L. Galbraith, S.G. Wilkinson // Microbiology. - 2000. - V.146. - P.3007-3012.

100. Sandoval-Caderon, M. A eukaryote-like cardiolipin synthase is present in Streptomyces coelicolor and in most actinobacteria / M. Sandoval-Caderon, O. Geiger, Z. Guan, F. Barona-Gomez, C. Sohlenkamp // Journal of biological chemistry. - 2009. - V.284. - P. 173 83-173 90.

101. Schlame, M. Mitochondrial cardiolipin in diverse eukaryotes / M. Schlame, S. Brody, K.Y. Hostetler // European Journal of Biochemistry. - 1993. - V.212. - P.727-733.

102. Schlame, M. Cardiolipin synthase from yeast / M. Schlame, M.L. Greenberg // Biochimia et Biophysica Acta. - 1997. - V.1348. - P.201-206.

103. Schlame, M. Cardiolipin synthesis for the assembly of bacterial and mitochondrial membranes / M. Schlame // J. Lipid Res. - 2008. - V.49. - P. 16071620.

104. Schlame, M. Cardiolpin remodeling and the function of tafazzin / M. Schlame // Biochimica et Biophysica Acta. - 2012. - V. 1831(3). - P.582-588.

105. Schagger, H. Respiratory chain supercomplexes of mitochondria and bacteria / H. Schagger// Biochimia et Biophysica Acta. - 2002. - V. 1555. -P. 154-159.

106. Schwall, C.T. The stability and activity of respiratory complex II is cardiolipin-dependent / C.T. Schwall, V.L. Greenwood, N.N. Alder // Biochimica et Biophysica Acta. - 2012. - V. 1817(9). - P. 1588-1596.

107. Shibuya, I. Alteration of phospholipid compositionjbyjcombined defects in phosphatidylserine and cardiolipin synthases and physiological consequences in Escherichia coli / I. Shibuya, C. Miyazaki, A. Ohta // Journal of bacteriology. - 1985. - V.161. - P.1086-1092.

108. Shibuya I. Cardiolipin synthase from Escherichia coli / I. Shibuya, S. Hiraoka // Methods of Enzymology. - 1992. - V.209. - P.321-330.

109. Shibuya, I., Yamagoe S., Miyazaki C., Matsuzaki H., Ohta A. Biosynthesis of Novel Acidic Phospholipid Analogs in Escherichia coli // Journal of Bacteriology.-1985.- V.161, No 2.- P.473-477.

110. Shinzawa-Itho, K. Structures and physiological role of 13 integral lipids of bovine hearth cytochrome c oxidase / K. Shinzawa-Itho, H. Aoyama, K. Muramoto, H. Terada, T. Kurauchi, Y. Tadehara // EMBO Journal. - 2007. - V.26. - P. 17131725.

111. Sousa P.M. The aerobic respiratory chain of Escherichia coli: from genes to supercomplexes / P.M. Sousa, M.A. Videira, A. Bohn, B.L. Hood, T.P. Conrads, L.F. Goulao, A.M. Melo // Microbiology. - 2012. - V. 158. - P.2408-2418.

112. Spector, A.A. Membrane lipid composition and cellular function / A.A. Spector and M.A. Yorek // Journal of lipid research. - 1985. - V.26. - P. 1015-1035.

113. Stuckey, J.A. Crystal structure of a phospholipase D family member / J.A. Stuckey, J.E. Dixon // Nature Structural Biology. - 1999. - V.6. - pp.278-284.

114. Serricchio, M. An essential-bacterial type cardiolipin synthase mediates cardiolipin formation in a eukaryote / M. Serricchio, P. Butikofer // PNAS. - 2012. -V.109. - P.16592-16597.

115. Tamai, K.T. Biochemical characterization and regulation of cardiolpin synthase in Saccharomyces cerevisiae / K.T. Tamai, M.L. Greenberg // Biochimia et Biophysica Acta. - 1990. - V.1046. - P.214-222.

116. Tan, B.K. Discovery of a cardiolipin synthase utilizing phosphatidylethanolamine and phosphatidylglycerol as substrates / B.K. Tan, M. Bogdanov, J. Zhao, W. Dowhan, C.R. Raetz, Z. Guan // PNAS. -2012. - V.109. -P.16504-16509.

117. Tian, H.-F. The evolution of cardiolipin biosynthesis and maturation pathways and its implication for the evolution of eukaryotes / H.-F. Tian, J.-M. Feng, J.-F. Wen // BMC evolutionary biology. -2012.-V.12.-P.1-15.

118. Tresset, G. The multiple faces of self-assembled lipidic systems / G. Tresset // PMC Biophysics. - 2009. - V.2. - P. 1-25.

119. Tropp, B.E. Cardiolipin synthase from Escherichia coli / B.E. Tropp // Biochimia et Biophysica Acta. - 1997. - V.1348. - P. 192-200.

120. Tsai, M. Staphylococcus aureus requires cardiolipin for survival under conditions of high salinity / M. Tsai, R.L. Ohniwa, Y. Kato, S.L. Takeshita, T. Ohta, S. Saito, H. Hayashi, K. Morikawa // BMC Mocrobiology. - 2011. - V.l 1. - P.l-12.

121. van Hellemond, J.J. Biochemical and evolutionary aspects of anaerobically functioning mitochondria / J.J. van Hellemond, A. van der Klei, S.W. van der Weelden, A.G. Tielens // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. - 2003. - V.358. -P.205-213.

122. van Meer, G. Membrane lipids: where they are and how they behave / G. van Meer, D.R. Voelker, G.W. Feigenson // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. - 2008. - V.9. -P.112-114.

123. Varma, S. Ionization States of Residues in OmpF and Mutants: Effects of Dielectric Constant and Interactions between Residues / S. Varma and E. Jakobsson // Biophysical Journal. - 2004. - V.86. - P.690-704.

124. Veenendaal, A.K.J. The protein-conducting channel SecYEG / A.K.J. Veenendaal, C. van der Does, A.J.M. Driessen // Biochimia et Biophysica Acta. -2004. - V.1694. - P.81-95.

125. Vigh, L. The significance of lipid composition for membrane activity: new concepts and ways of assessing function / L. Vigh, P.V. Escriba, A. Sonnleitner, M. Sonnleitner, S. Piotto, B. Maresca, I. Horvath, J.L. Harwood // Progress in lipid research. - 2005. - V.44. - P.304-344.

126. Vicki, A. M. Golda, Alice Robsona, Huan Baob, Tatyana Romantsovc, Franck Duongb,l, and Ian Collinsona. The action of cardiolipin on the bacterial translocon // Biochemistry. 2010.V 107(22). - P. 10044-10049.

127. Wagner, K. Mitochondrial FIFO-ATP synthase: the small subunits e and g associate with monomeric complexes to trigger dimerization / K. Wagner, P. Rehling, L.K. Sanjuan-Szklarz, R.D. Taylor, N. Pfanner, M. van der Laan // Journal of Molecular Biology. - 2009. - V.392. - P.855-861.

128. White, S.H. Translocons, thermodynamics, and the folding of membrane proteins / S.H. White // FEBS Letters. - 2003. - V.555. - pp.116-121.

129. Yankovskaya, V. Architecture of succinate dehydrogenase and reactive oxygen species generation / V. Yankovskaya, R. Horsefield, S. Tornroth, C. Luna-Chavez, H. Miyoshi, C. Leger, B. Byrne, G. Cecchini, S. Iwata // Science. - 2003. - V.299. -P.700-704.

130. Zhang, X. Cardiolpin-deficiency in Rhodobacter sphaeroides alters the lipid profile of membranes and of crystallized cytochrome oxidase, but structure and function are maintained / X. Zhang, B. Tamot, C. Hiser, G.E. Reid, C. Benning, S. Ferguson-Miller // Biochemistry. - 2011. - V.50. - P.3879-3890.

131. Zhang, Y.-M. Membrane lipid homeostasis in bacteria / Y.-M. Zhang and C.O. Rock // Nature Reviews Microbiology. - 2008. - V.6. - P.222-233.

132. Zimmer, J. Structure of a complex of the ATPase SecA and the protein-translocating channel / J. Zimmer, Y. Nam, T.A. Rapoport // Nature. - 2008. - V.455. - pp.936-943.