Участие цитоплазматических компонентов секреторного аппарата E. coli - белков SecB и SecA, в секреции щелочной фосфатазы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Хохлова, Ольга Владимировна

• Хохлова, Ольга Владимировна
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Хохлова, Ольга Владимировна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. ОБЩИЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О СЕКРЕЦИИ БЕЖОВ.

1.1. Транслокационный аппарат Е. coli.

1.1.1. SecA - транслокационная АТРаза Е. coli.

1.1.2. Транслоказа SecYEGDFYajC.

1.2. Модель See-зависимого секреторного пути.

2. МОЛЕКУЛЯРНЫЕ ШАПЕРОНЫ И ИХ РОЛЬ В СЕКРЕЦИИ БЕЛКОВ.

2.1. Общее представление о шаперонах.

2.2. Неспецифические шапероны Е. coli.

2.2.1. Белки DnaK/J, GrpE.

2.2.2. Белки GroEL/ES.

2.2.3. SRP.

2.3. Экспорт-специфический шаперон SecB.

2.3.1. Кристаллическая структура SecB.

2.3.2. Взаимодействие SecB с пребелками.

2.3.3. Взаимодействие шаперона SecB с транслокационной АТРазой SecA.

2.3.4. Взаимодействие комплекса пребелок-SecB-SecA и белков транслокационного канала.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1 .Материалы.

2.1.1. Бактериальные штаммы.

2.1.2. Плазмиды.

2.1.3. Среды и растворы.

2.1.4. Реактивы.

2.2.Методы.

2.2.1.Условия культивирования.

2.2.2. Выделение плазмидной ДНК.

2.2.3. Получение компетентных клеток Е. coli и их трансформация

2.2.4. Определение активности щелочной фосфатазы.

2.2.5. Анализ спектра изоформ щелочной фосфатазы.

2.2.6. Субклеточное фракционирование.

2.2.7. Определение скорости превращения предшественника щелочной фосфатазы в зрелую форму in vivo.

2.2.8. Электрофорез белков.

2.2.9. Иммуноблотинг.

2.2.10. Иммунопреципитация.

2.2.11. Определение концентрации белка.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Секреция щелочной фосфатазы зависит от присутствия в клетках белка SecB.

3.1.1. Зависимость секреции щелочной фосфатазы от SecB определяется температурой культивирования.

3.1.2. Влияние SecB на секрецию зависит от источника углерода для роста клеток.

3.1.3. Секреция щелочной фосфатазы, но не синтез и посттрансляционная модификация зависит от присутствия SecB.

3.2. Секреция щелочной фосфатазы зависит от активности See А и эта зависимость определяется наличием в клетке SecB.

3.3. Белки SecB и SecA взаимодействуют с экспорт-инициирующим доменом зрелой части щелочной фосфатазы.

3.3.1. Влияние SecB и SecA на секрецию щелочной фосфатазы определяется первичной структурой экспорт-инициирующего домена.

3.3.2. Содержание белков SecB и SecA в клетках Е. coli не зависит от уровня секреции щелочной фосфтазы, определяемого первичной структурой экспорт-инициирующего домена.

3.3.3. Содержание цитоплазматических факторов секреции в иммунопреципитате предшественника щелочной фосфатазы зависит от первичной структуры его экспортинициирующего домена.

3.4. N-концевая область сигнального пептида не участвует во взаимодействии с белками SecB и SecA, но делит с ними функцию таргетинга npePhoA к мембране.

3.4.1. Смена заряда N-концевой области сигнального пептида снижает секрецию щелочной фосфатазы в зависимости от содержания в клетках белка SecB.

3.4.2. Влияние смены заряда N-концевой области сигнального пептида на секрецию щелочной фосфатазы зависит от активности белка SecA.

3.4.3. Смена заряда N-концевой области сигнального пептида увеличивает зависимость секреции от SecB и SecA, и не влияет на их содержание в иммунопреципитате PhoA.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Участие цитоплазматических компонентов секреторного аппарата E. coli - белков SecB и SecA, в секреции щелочной фосфатазы»

Актуальность проблемы.

Многие белки, синтезируемые в цитоплазме бактерий, для осуществления своих функций должны транслоцироваться через цитоплазматическую мембрану, чтобы занять определенное место в клеточной оболочке бактериальной клетки или выделиться в окружающую среду. Этот процесс, называемый секрецией, лежит в основе биогенеза этих белков и надмолекулярных клеточных структур, взаимодействия клетки с окружающей средой. Знание принципов межмолекулярных взаимодействий между указанными компонентами и секретируемым белком необходимо для понимания молекулярного механизма секреции, без чего, в свою очередь, невозможно решить многие проблемы клеточной биологии и биотехнологии. Сказанное определяет актуальность исследования секреции белков и его различных этапов.

Состояние проблемы.

Информация о транслокации белка из цитоплазмы в специфические клеточные компартменты, находящаяся в структуре самого белка, реализуется с помощью секреторного аппарата. В настоящее время биохимически и генетически наиболее полно охарактеризован секреторный аппарат Escherichia coli. В него входят цитоплазматические и мембранные Sec белки (Fekkes, Driessen, 1999), а также фосфолипиды (van Voorst F., de Kruijff В. 2000). К цитоплазматическим белкам относятся экспорт-специфический шаперон SecB (Kumamoto, Beckwith, 1985), а также неспецифические шапероны GroEL/ES (Kusukawa et al., 1989; Altman et al, 1991), DnaK/J и GrpE (Altman et al1991; Wild et al., 1992; Wild et al, 1996). Существует и другой фактор таргетинга, который является гомологом эукариотической сигнал узнающей частицы (SRP), он помогает транслокации преимущественно мембранных белков (De Gier et al, 1997). Шапероны участвуют в транслокации предшественников белков (пребелков) за счет стабилизации развернутой конформации их вновь синтезированных полипептидных цепей (Hendrick, Hartl, 1993), компетентной для транслокации через мембраны. Кроме того, экспорт-специфический шаперон SecB направляет пребелок к мембраносвязанному транслокационному каналу за счет своего специфического взаимодействия с ее компонентом - белком SecA (Fekkes et al.,1997). Мембраносвязанный транслокационный канал состоит из периферического белка SecA - транслокационной АТРазы (Oliver, Beckwith, 1982), и комплекса интегральных мембранных белков SecY, SecD, SecE, SecF, SecG, и YajC, которые формируют собственно транслокационный канал (транслокон) (Fekkes, Driessen, 1999). SecA играет центральную роль в транслокации белков. Во-первых, SecA функционирует в качестве рецептора для комплекса SecB-пребелок (De Cook, Randall, 1998), направляя его к транслокону. Во-вторых, он является молекулярным мотором, непосредственно участвующим в транслокации путем связывания пребелка и входа вместе с ним в транслокационный канал (Economou, Wickner, 1994). Повторяющиеся циклы входа SecA в мембрану и выхода из нее за счет конформационных изменений белка (Van der Does et al., 1998) регулируются связыванием и гидролизом ATP. В настоящее время модель SecB-зависимого направления пребелков к мембранному транслокону (SecA-SecYEG) подробно описана, а новые данные по структурной организации SecB позволяют понять некоторые принципы межмолекулярных взаимодействий между указанными компонентами секреторной машины и секретируемыми белками (Driessen et al., 2001). Но, несмотря на то, что SecB является основным экспорт-специфическим шапероном, не выяснено полностью, в секреции каких белков он принимает участие, какие факторы определяют взаимодействие его с секретируемыми белками. В частности, до сих пор нет единого мнения о влиянии его на секрецию щелочной фосфатазы. Не выяснены полностью и требуют решения молекулярные основы взаимодействия компонентов секреторного аппарата и секретируемых белков. Это касается и специфичности участков взаимодействия SecB и SecA с предшественниками секретируемых белков при инициации секреции.

Неизвестно, взаимодействуют ли эти белки с экспорт-инициирующим доменом зрелого белка, важным для секреции, вносит ли сигнальный пептид и, в частности, его положительно заряженная N-концевая область какой-то вклад в это взаимодействие.

Цель данной работы - выяснить механизм вовлечения в секрецию белка, на примере щелочной фосфатазы Escherichia coli, цитоплазматических компонентов секреторного аппарата - экспорт-специфического шаперона SecB и транслокационной АТРазы SecA.

В задачи исследования входило:

1) оценить влияние белков SecB и SecA на секрецию щелочной фосфатазы;

2) выявить, определяется ли влияние этих белков на секрецию первичной структурой щелочной фосфатазы, и взаимодействуют ли белки SecB и SecA с экспорт-инициирующим доменом ее зрелой полипептидной цепи;

3) установить вклад положительно заряженной N-концевой области сигнального пептида предшественника щелочной фосфатазы в его взаимодействие с белками SecB и SecA и в направление пребелка к мембране.

Научная новизна работы

В данной работе впервые установлена зависимость секреции щелочной фосфатазы (PhoA) от цитоплазматического шаперона - белка SecB. В наибольшей степени эта зависимость проявляется при что подтверждает гипотезу о том, что потребность в SecB для секреции белка определяется скоростью его сворачивания.

Впервые показано, что влияние белков SecB и SecA на секрецию щелочной фосфатазы зависит от структуры N-концевой области зрелой полипептидной цепи белка - экспорт-инициирующего домена. Выявлено, что SecB и SecA взаимодействуют с щелочной фосфатазой вблизи участка отщепления сигнального пептида. С использованием метода коиммунопреципитации показано, что мутация в этой области, существенно подавляющая секрецию, нарушает взаимодействие пребелка с цитоплазматическими компонентами секреторной системы БесВ и 8есА, что может быть причиной такого подавления.

Показано, что положительно заряженный участок сигнального пептида не вовлекается в прямое взаимодействие пребелка с БесВ и БесА. Смена заряда сигнального пептида, однако, существенно увеличивает зависимость секреции от этих белков, впервые свидетельствуя, во-первых, о вкладе этой области в функционирование сигнального пептида в качестве внутримолекулярного шаперона, а также в функцию таргетинга белка к мембране, которую сигнальный пептид разделяет с белками БесВ и 8есА.

Научно-практическое значение работы

Полученные в работе новые данные о секреции щелочной фосфатазы расширяют представление о механизме посттрансляционной транслокации белка и роли цитоплазматического шаперона БесВ и транслокационной АТРазы БесА в этом процессе, о принципах взаимодействия топогенных последовательностей секретируемого белка с секреторным аппаратом клетки. Данная работа является фундаментальным исследованием, однако, полученные результаты могут иметь и практическое значение для повышения вывода из цитоплазмы ценных рекомбинантных белков при их повышенном синтезе.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Хохлова, Ольга Владимировна

ВЫВОДЫ

1. Используя мутантные штаммы Е. coli, содержащие и не содержащие белок SecB, впервые показано, что для оптимальной секреции щелочной фосфатазы требуется белок SecB. Однако его стимулирующее влияние на секрецию щелочной фосфатазы зависит от температуры, подтверждая гипотезу о том, что потребность в шапероне SecB для секреции определяется скоростью сворачивания (фолдинга) белка.

2. Выявлено, что белки SecB и SecA влияют на секрецию щелочной фосфатазы координировано: отсутствие или инактивация одного из этих белков снижает влияние на секрецию другого.

3. Установлено, что степень влияния SecB и SecA на секрецию щелочной фосфатазы зависит от первичной структуры ее экспорт-инициирующего домена в зрелой полипептидной цепи. Методом коиммунопреципитации показано взаимодействие этих белков с N-концевой областью экспорт-инициирующего домена.

4. Показано, что положительно заряженная область сигнального пептида не участвует в непосредственном взаимодействии предшественника щелочной фосфатазы с белками SecB и SecA, однако разделяет с ними функцию направленного переноса (таргетинга) белка к мембране.

5. Выявлен вклад положительно заряженной N-концевой области сигнального пептида в функцию сигнального пептида как внутримолекулярного шаперона.

91

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Хохлова, Ольга Владимировна, 2003 год

1. Головастов В.В., Золов С.Н., Несмеянова М.А. 2002. Изучение взаимодействия экспорт-инициирующего домена зрелой щелочной фосфатазы Escherichia coli с фосфолипидами мембран в процессе секреции. Биохимия. 67, 1182-1190.

2. Золов С.Н., Михалева Н.И., Калинин А.Е., Несмеянова М.А. 2002. Взаимодействие npePhoA с фосфолипидами in vivo и in vitro в зависимости от заряда N-конца сигнального пептида и содержания в мембранах анионных фосфолипидов. Биохимия. 67, 1051-1060.

3. Кононова С.В., Золов Н.С., Крупянко В.И., Несмеянова М.А. 2000. Первичная структура N-концевой области зрелой PhoA необходима для секреции и функционирования фермента. Биохимия. 65, 1270-1277.

4. Лойда 3., Госсрау Р., Шиблер Т. 1982. Гистохимия ферментов. Лабораторные методы. М: Мир, 272 с.

5. Agashe V., Hartl F. 2000. Roles of molecular chaperones in cytoplasmicprotein folding. Semin. Cell Dev. Biol. 11,15-25.

6. Akita M., Sasaki S., Matsuyama S., Mizushima S. 1990. SecA interacts with secretory proteins by recognizing the positive charge at the amino terminus of the signal peptide in Escherichia coli. J. Biol. Chem. 265, 8164-8169.

7. Akiyama Y., Ito K. 1987. Topology analysis of the SecY protein, an integral membrane protein involved in protein export in Escherichia coli. EMBO J. 6, 3465-3470.

8. Altman E., Kumamoto C., Emr S. 1991. Heat-shock proteins can substitute for SecB function during protein export in Escherichia coli. EMBO J. 10, 239-245.

9. Anfinsen C. 1973. Principles that govern the folding of protein chains. Science.181, 223-230.

10. Arkowitz R., Wickner W. 1994. SecD and SecF are required for the proton electrochemical gradient stimulation of preprotein translocation. EMBO J. 13, 954-963.

11. Batey R., Rambo R., Lucast L., Rha В., Doudna J. 2000. Crystal structure of the ribonucleoprotein core of the signal recognition particle. Science. 287, 1232-1239.

12. Baud C., Karamanou S., Sianidis G., Vrontou E., Politou A., Economou A. 2002. Allosteric communication between signal peptides and the Sec A protein DEAD motor ATPase domain. J. Biol. Chem. 277, 13724-13731.

13. Ben-Zvi A., Goloubinoff P. Mechanisms of disaggregation and refolding of stable protein aggregates by molecular chaperone. J. Struct. I Biol. 135, 84-93.

14. Berks B., Sargent F., Palmer T. 2000. The Tat protein export pathway. Mol. Microbiol. 35, 260-274.

15. Bieker K., Silhavy T. 1990. PrlA (SecY) and PrlG (SecE) interact directly and function sequentially during protein translocation in E. coli. Cell. 61, 833-842.

16. Bochkareva E., Lissin N., Girshovich A. Transient association of newly synthesized unfolded proteins with the heat-shock GroEL protein. Nature. 336, 254-257.

17. Boisvert D., Wang J., Otwinowski Z., Horwich A., Sigler P. 1996. The 2.4 A crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL complexed with ATP gamma S. Nat. Struct. Biol. 3, 170-177.

18. Braig K., Otwinowski Z., Hegde R., Boisvert D., Joachimiak A., Horwich A., Sigler P. 1994. The crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL at 2.8 A. Nature. 371, 578-586.

19. Breukink E., Nouwen N., van Raalte A., Mizushima S., Tommassen J., de Kruijff B. 1995. The C terminus of SecA isinvolved in both lipid binding and SecB binding. J. Biol Chem. 270, 7902-7907.

20. Bruce J., Smith V., Liu C., Randall L„ Smith R. 1998. The observation of chaperone-ligand noncovalent complexes with electrospray ionization mass spectrometry. Protein Sci. 7, 1180-1185.

21. Brundage L., Fimmel C., Mizushima S., Wickner W. 1992. SecY, SecE andband 1 form the membrane-embedded domain of Escherichia coli preprotein translocase. J. Biol. Chem. 267, 4166-4170.

22. Brundage L., Hendrick J., Schiebel E., Driessen A., Wickner W. 1990. The purified E. coli integral membrane protein SecY/E is sufficient for reconstitution of SecA dependent precursor protein translocation. Cell. 62, 649657.

23. Buchner J., Schmidt M., Fuchs M., Jaenicke R., Rudolph R., Schmid F., Kiefhaber T. 1991. GroE facilitates the refolding of citrate synthase by suppressing aggregation. Biochemistry. 30, 1586-1591.

24. Cabelli R., Dolan K., Qian L., Oliver D. 1991. Characterization of membrane-associated and soluble states of SecA protein from wild-type and SecA51 (TS) mutant strains of Escherichia coli. J. Biol. C.hem. 266, 24420-24427.

25. Casadaban M. J. 1976. Transposition and fusion of the lac genes to selected promoters in Escherichia coli using bacteriophage lambda and mu. J. Mol. Biol. 104, 541-555.

26. Chen X., Brown T., Tai P. 1998. Identification and characterization of protease-resistant SecA fragments: SecA has two membrane-integral forms. J. Bacteriol. 180, 527-537.

27. Chen X., Xu H., Tai P. 1996. A significant fraction of functional SecA is permanently embedded in the membrane. SecA cycling on and off the membrane is not essential during protein translocation. ,J. Biol. Chem. 271, 29698-29706.

28. Colier D., Bankaitis V., Weiss J., Bassford P. 1988. The antifolding activity of SecB promotes the export of the E.coli maltose-binding protein. Cell. 53, 273283.

29. Collinson I., Breyton C., Duong F., Tziatzios C., Schubert D., Or E., Rapoport T., Kuhlbrandt W. 2001. Projection structure and oligomeric properties of a bacterial core protein translocase. EMBO J. 20, 2462-2471.

30. Craig E., Baxter B„ Becker J., Halladay J., Ziegelhoffer T. 1994 in Heat Shock Proteins: Structure, Function and Regulation. Eds Morimoto R., Tissieres A., Georgopoulos C. NY: Cold Spring Harbor Lab, pp. 31-52.

31. Davis B. 1964. Disk electrophoresis. II. Method and application to human serum proteins. Ann. N. Y. Acad. Sci. 121, 404-427.

32. Dempsey B., Economou A., Dunn S., Shilton B. 2002. The ATPase domain of

33. SecA can form a tetramer in solution. J. Mol. Biology. 315, 831-843.33. den Blaauwen T., Terpetschnig E., Lakowicz J., Driessen J. 1997. Interaction of SecB with soluble SecA. FEBSLett. 416, 35-38.

34. Derman A., Puziss J., Bassford J., Beckwith J. 1993. A signal sequence is not required for protein export in prlA mutants of Escherichia coli. EMBO J. 12, 879-888.

35. Diamond D., Randall L. 1997. Kinetic partitioning. Poising SecB to favor association with a rapidly folding ligand. J. Biol. Chem. 272, 28994-28998.

36. Douville K., Leonard M., Brundage L., Nishiyama K., Tokuda H., Mizushima S., WicknerW. 1994. Band 1 subunit of Escherichia coli preportein translocase and integral membrane export factor PI2 are the same protein. J. Biol. Chem. 269, 18705-18707.

37. Driessen A. 1992. Precursor protein translocation by the Escherichia coli translocase is directed by the protonmotive force. EMBO J. 11, 847-853.

38. Driessen A. 1993. SecA, the peripheral subunit of the Escherichia coli precursor protein translocase, is functional as a dimer. Biochemistry. 32, 13190-13197.

39. Driessen A., Fekkes P., van der Wolk J. 1998. The Sec system. Curr. Opin. Microbiol. 1, 216-222.

40. Driessen A., Manting E., van der Does C. 2001. The structural basis of protein targeting and translocation in bacteria. Nature Struct. Biol. 8, 492-498.

41. Duong F., Wickner W. 1997a. Distinct catalytic roles of the SecYE, SecG and SecDFyajC subunits of preprotein translocase holoenzyme. EMBO J. 16, 27562768.

42. Duong F., Wickner W. 1997b. The SecDFyajC domain of preprotein translocase controls preprotein movement by regulating SecA membrane cycling. EMBO J. 16,4871-4879.

43. Economou A. 1998. Bacterial preprotein translocase: mechanism and conformational dynamics of a processive enzyme. Mol. Microbiol. 27, 511518.

44. Economou A., Pogliano J., Beckwith J., Oliver D., Wickner W. 1995. SecA membrane cycling at SecYEG is driven by distinct ATP binding and hydrolysis events and is regulated by SecD and SecF. Cell. 83, 1171-1181.

45. Economou A., Wickner W. 1994. SecA promotes preprotein translocation by undergoing ATP-driven cycles into the membrane insertion and definition. Cell. 78, 835-843.

46. Eichler J., Brunner J., Wickner W. 1997. The protease protected 30 Kda domain of SecA is largely inaccessible to the membrane lipid phase. EMBO J. 16,2188-2196.

47. Eichler J., Rinard K., WicknerW. 1998. Endogenous SecA catalyzes preprotein translocation at SecYEG. J. Biol. Chem. 273, 21675-21681.

48. Eichler J., Wickner W. 1997. Both an N-terminal 65-Kda domain and a C-Terminal 30-Kda domain of SecA cycle into the membrane at secYEG during translocation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 5574-5581.

49. Eichler J., Wickner W. 1998. The SecA subunit of Escherichia coli preprotein translocase is exposed to the periplasm. J. Bacterial. 180, 5776-5779.

50. Ellis R. 1987. Proteins as molecular chaperones. Nature. 328, 378-379.

51. Ellis R. 1997. Do molecular chaperones have to be protein? Biochem. Bioph. Res. Co. 238,687-692.

52. Ellis R. 2001. Macromolecular crowding: obvious but underappreciated. Trends. Biochem. Sci. 26, 597-604.

53. Emr S., Hanley-Way S., Silhavy T. 1981. Suppressor mutations that restore export of a protein with a defective signal sequence. Cell. 23, 79-88.

54. Fandl J., Cabelli R., Oliver D., Tai P. 1988. SecA supresses the temperature-sensitive SecY24 defect m protein translocation in E.coli membrane vesicles. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 85, 8953-8957.

55. Fekkes P., de Wit J., van der Wolk J., Kimsey H., Kumamoto C., Dnessen A. 1998. Preprotein transfer to the Escherichia coli translocase requires the cooperative binding of SecB and the signal sequence to SecA. Mol. Microbiol. 29, 1179-1190.

56. Fekkes P., Driessen A. 1999. Protein targeting to the bacterial cytoplasmic membrane. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 63, 161-173.

57. Fekkes P., van der Does C., Driessen A. 1997. The molecular chaperone SecB is released from the carboxy-termmus of SecA during initiation of precursor protein translocation. EMBO J. 16, 6105-6113.

58. Fikes J., Bassford J. 1989. Novel secA alleles improve export of maltose-binding protein synthesized with a defective signal peptide. J. Bacteriol. 171, 402-409.

59. Finley D., Bartel B., Varshavsky A. 1989. The tails of ubiquitin precursors are ribosomal proteins whose fusion to ubiquitin facilitates ribosome biogenesis. Nature. 338, 394-401.

60. Flower A., Doebele C., Silhavy T. 1994. PrlA and PrlG suppressors reduce the requirement for signal sequence recognition. J. Bacteriol. 176, 5607-5614.

61. Francetic O., Kumamoto C. 1996. Escherichia coli SecB stimulates export without maintaining export competence of ribose-binding protein signal sequence mutants. J. Bacteriol. 178, 5954-5959.

62. Gannon P., Kumamoto C. 1993. Mutations of the molecular chaperone protein SecB which alter the interaction between SecB and maltose-binding protein. J. Biol. Chem. 268, 1590-1595.

63. Gannon P., Li P., Kumamoto C. 1989. The mature portion of Escherichia coli maltose-binding protein (MBP) determines the dependence of MBP on SecB for export. J. Bacteriol. 171, 813-818.

64. Gardel C., Johnson K., Jacq A., Beckwith J. 1990. The secD locus of E. coli codes for two membrane proteins required for protein export. EMBO J. 9, 3209-3216.

65. Geller B. 1991. Energy requirements for protein translocation across the Escherichia coli inner membrane. Mol. Microbiol. 5, 2093-2098.

66. Hanada M., Nishiyama K., Mizushima S., Tokuda H. 1994. Reconstitution of an efficient protein translocation machinery comprising SecA and the three membrane proteins SecY SecE and SecG (pl2). J. Biol. Chem. 269, 2362523631.

67. Hanein D., Matlack K., Jungnickel B., Plath K., Kalies K., Miller K., Rapoport T., Akey C. 1996. Oligomeric rings of the Sec61p complex induced by ligands required for protein translocation. Cell. 87, 721-732.

68. Hardy S., Randall L. 1991. A kinetic partitioning model of selective binding of nonnative proteins by the bacterial chaperone SecB. Science. 251, 439-443.

69. Hartl F. 1996. Molecular chaperones in cellular protein folding. Nature. 381, 571-579.

70. Hartl F., Hayer-Hartl M. 2002. Molecular chaperones in the cytosol: from nanscent chain to folded protein. Science. 295, 1852-1858.

71. Hartl F., Lecker S„ Schiebel E., Hendrick J., Wickner W. 1990. The binding cascade of SecB to SecA to SecY/E mediates preprotein targeting to the E. coli plasma membrane. Cell. 63, 269-279.

72. Hartmann E., Sommer T., Prehn S., Gorlich D., Jentsch S., Rapoport T. 1994. Evolutionary conservation of components of the protein translocation complex. Nature. 367, 654-657.

73. Herbort M., Klein M., Manting E., Driessen A., Freudl R. 1999. Temporal expression of the Bacillus snbtilis secA gene encoding a central component of the preprotein translocase. J. Bacterial. 181, 493-500.

74. Herskovits A., Bochkareva E., Bibi E. 2000. New prospects in studying the bacterial signal recognition particle pathway. Mol. Microbiol. 38, 927-939.

75. Homma T., Yoshihisa T., Ito K. 1997. Subunit interactions in the Escherichia coli protein translocase: SecE and SecG associate independently with SecY. FEBSLett. 408, 11-15.

76. Houry W., Frishman D., Eckerskorn C., Lottspeich F., Hartl F. 1999.1.entification of in vivo substrates of the chaperonin GroEL. Nature. 402, 147154.

77. Huie J., Silhavy T. 1995. Suppression of signal sequence defects and azide resistance in Escherichia coli commonly result from the same mutations in SecA .J. Bacteriol. 177, 3518-3526.

78. Hunt J., Weaver A., Landry S., Gierasch L., Deisenhofer J. 1996. The crystalstructure of the GroES co-chaperonin at 2.8 A resolution. Nature. 379, 37-45.

79. Ito K. 1992. SecY and integral membrane components of the Escherichia coli protein translocation system. Mol. Microbiol. 6, 2423-2428.

80. Joly J., Wickner W. 1993. The SecA and SecY subunits of translocase are the nearest neighbors of a translocating preprotein, shielding it from phospholipids. EMBOJ. 12, 255-263.

81. Kajava A., Zolov S., Kalinin A., Nesmeyanova M. 2000. Net charge of the first 18 residues of the mature sequence may be critical for protein translocation across the cytoplasmic membrane of gram-negative bacteria. J. Bacteriol. 182, 2163-2169.

82. Kajava A., Zolov S., Pyatkov K., Kalinin A., Nesmeyanova M. 2002. Processing of Escherichia coli alkaline phosphatase: sequence requirements and possible conformations of the -6 to -4 region of the signal peptide. J. Biol. Chem. Ill, 50396-50402.

83. Karamanou S., Vrontou E., Sianidis G., Baud C., Roos T., Kuhn A., Politou A.,

84. Economou A. 1999. A molecular switch in SecA protein couples ATP hydrolysis to protein translocation. Mol. Microbiol. 34, 1133-1145.

85. Karamyshev A., Karamysheva Z., Kajava A., Ksenzenko V., Nesmeyanova M. 1998. Processing of Escherichia coli alkaline phosphatase: role of the primary structure of the signal peptide cleavage region. J. Mol. Biol. Ill, 859-870.

86. Karzai A., Mcmacken D. 1996. A bipartite signaling mechanism involved in

87. DnaJ-mediated activation of the Escherichia coli DnaK protein. J. Biol. Chem. 211, 11236-11246.

88. Kawaguchi S., Muller J., Linde D., Kuramitsu S., Shibata T., Inoue Y., Vassylyev D., Yokoyama S. 2001. The crystal structure of the ttCsaA protein: an export-related chaperone from Thermus thermophilus. EMBO J. 20, 562569.

89. Keenan R., Freymann D., Stroud R., Walter, P. 2001. The signal recognition particle. ,4wi Rev. Biochemistry. 70, 755-775.

90. Keenan R., Freymann D., Walter P., Stroud R. 1998. Crystal structure of the signal sequence binding subunit of the signal recognition particle. Cell. 94, 181-191.

91. Khisty V., Munske G., Randall L. 1995. Mapping of the binding frame for the chaperone SecB within a natural ligand, galactose-binding protein. J. Biol. Chem. 270, 25920-25927.

92. Khisty V., Randall L. 1995. Demonstration in vivo that interaction of maltose-binding protein with SecB is determined by a kinetic partitioning. J. Bacteriol. Ill, 3277-3282.

93. Kim J., Kendall D. 1998. Identification of a sequence motif that convers SecB-independent secretory protein in vivo. J. Bacteriol. 180, 1396-1401.

94. Kim J., Miller A., Wang L., Muller J., Kendall D. 2001.Evidence that SecB enhances the activity of SecA. Biochemistry. 40, 3674-3680.

95. Kim Y., Rajapandi T., Oliver D. 1994. SecA protein is exposed to the periplasmic surface of the E. coli, inner membrane in its active state. Cell. 78, 845-853.

96. Kimsey H., Dagarag M., Kumamoto C. 1995. Diverse effects of mutation on the activity of the Escherichia coli export chaperone SecB. J. Biol Chem. 270, 22831-22835.

97. Kimura E., Akita M., Matsuyama S., Mizushima S. 1991. Determination of a region in SecA that interacts with presecretory proteins in Escherichia coli. J. Biol Chem. 266, 6600-6606.

98. Knoblauch N., Rudiger S., Schonfeld H., Driessen A., Schneider-Mergener J., Bukau B. 1999. Substrate specificity of the SecB chaperone. J. Biol Chem. 21 A, 34219-34225.

99. Kumamoto C. 1989. Escherichia coli SecB protein associates with exported protein precursors in vivo. Proc. Natl Acad. Sei. USA. 86, 5320-5324.

100. Kumamoto C. 1991. Molecular chaperones and protein translocation across the Escherichia coli inner membrane. Mol. Microbiol. 5, 19-22.

101. Kumamoto C., Beckwith J. 1985. Evidence for specificity at an early step in protein export in Escherichia coli. J. Bacteriol. 163, 267-274.

102. Kumamoto C., Francetic O. 1993. Highly selective binding of nascent polypeptides by an Escherichia coli chaperone protein in vivo. J. Bacteriol. 175,2184-2188.

103. Kumamoto C., Gannon P. 1988. Effects of Escherichia coli secB mutations on pre-maltose binding protein conformation and export kinetics. J. Biol Chem. 263, 11554-11558.

104. Kusters R., de Vrije T., Breukink E„ de Kruijff, B. 1989. SecB protein stabilizes a translocation-competent state of purified prePhoE protein.J. Biol. Chem. 264, 20827-20830.

105. Kusukawa N., Yura T., Ueguchi C., Akiyama Y., Ito K. 1989. Effects of mutations in heat-shock genes groES and groEL on protein export in Escherichia coll EMBOJ. 8, 3517-3521.

106. Laemmli U. 1970. Cleavage of structural protein during the assembly of head of bacteriophage T4. Nature. 227, 680-685.

107. Laminet A., Ziegelhoffer T., Georgopoulos C., Pluckthun A. 1990. The Escherichia coli heat shock proteins GroEL and GroES modulate the folding of the beta-lactamase precursor. EMBO J. 9, 2315-2319.

108. Laskey R., Honda B., Mills A., Finch J. 1978. Nucleosomes are assembled byan acidic protein which binds histones and transfers them to DNA. Nature. 275,416-420.

109. Laufen T., Zuber U., Buchberger A., Bukau B. 1998 in Molecular Chaperones in the Life Cycle of Proteins. Eds Fink A., Goto Y. New York: Dekker, pp. 241-274.

110. Lill R., Crookc E„ Gutnrie B., Wickner W. 1988. The "trigger factor cycle" includes ribosomes, presecretory proteins and the plasma membrane. Cell. 54, 1013-1018.

111. Lill R., Dowhan W., Wickner W. 1990. The ATPase activity of SecA is regulated by acidic phospholipids, SecY, and the leader and mature domains of precursor proteins. Cell. 60, 271-280.

112. Liu G., Topping T., Randall L. 1989. Physiological role during export for the retardation of folding by the leader peptide of maltose-binding protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 86, 9213-9217.

113. Lowry O., Rosebrough N., Farr A., Randall R. 1951. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 193, 265-275.

114. Mande S., Melira V., Bloom B., Hol W. 1996. Structure of the heat shock protein chaperonin-10 of Mycobacterium leprae. Science. 271, 203-207.

115. Manting E., van Der Does C., Remigy H., Engel A., Driessen A. 2000. SecYEG assembles into a tetramer to form the active protein translocation channel. EMBOJ. 19, 852-861.

116. Matsuo E. Mori H., Shimoike T., Ito K. 1998. Syd, a SecY-interacting protein, excludes SecA from the SecYE complex with an altered SecY24 subunit. J. Biol. Chem. 273, 18835-18840.

117. Matsuyama S., Fujita Y., Mizushima S. 1993. SecA is involved in the release of translocated secretory proteins from the cytoplasmic membrane of Escherichia coli. EMBOJ. 12, 265-270.

118. Matsuyama S., Fujita Y., Sagara K., Mizushima S. 1992. Overproduction, purification and characterization of SecD and SecF integral membrane components of the protein translocation machinery of Escherichia coli. BBA. 1122, 77-84.

119. Matsuyama S., Kimura E., Mizushima S. 1990. Complementation of two overlapping fragments of SecA, a protein translocation ATPase of Escherichia coli, allows ATP binding to its amino-terminal region. J. Biol. Chem. 267, 8760-8767.

120. Mayhew M., da Silva A., Martin J., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Hartl F. 1996. Protein folding in the central cavity of the GroEL-GroES chaperonin complex. Nature. 379, 420-426.

121. Meyer T., Menetret J., Breitling R„ Miller K„ Akey C„ Rapoport T. 1999. The bacterial SecY/E translocation complex forms channel-like structures similar to those of the eukaryotic Sec61p complex. J. Mol. Biology. 285, 1789-1800.

122. Michaelis S., Hunt J., Beckwith J. 1986. Effects of signal sequence mutations on the kinetics of alkaline phosphatase export to the periplasm in Escherichia coli. J. Bacteriol. 167, 160-167.

123. Miller A., Wang L., Kendall D. 1998. Synthetic signal peptides specifically recognize SecA and stimulate ATPase activity in the absence of preprotein. J. Biol. Chem. 273, 11409-11412.

124. Miura T., Mizushima S. 1968. Separation by density gradient centrifiigation of two types of membrane from spheroplast membrane of E. coli. BBA. 150, 159-161.

125. Montoya G., Svensson C., Luirink J., Sinning I. 1997. Crystal structure of the NG domain from the signal-recognition particle receptor FtsY. Nature 385, 365-368.

126. Mori H., Ito K. 2001. The Sec protein-translocation pathway. Trends Microbiol. 9, 494-500.

127. Muller J. 1999. Effects of pre-protein overexpression on SecB synthesis in Escherichia coli. FEMSMicrobiol. Lett. 176, 219-227.

128. Muller. I. 1996. Influence of impaired chaperone or secretion function on SecB production in Escherichia coli. J. Bacteriol. 178, 6097-6104.

129. Muren E., Suciu D., Topping T., Kumamoto C., Randall L. 1999. Mutational alterations in the homotetrameric chaperone SecB that implicate the structure as dimer of dimers. J. Biol. Chem. 274, 19397-19402.

130. Murphy C., Beckwith J. 1994. Residues essential for the function of SecE, amembrane component of the Escherichia coli secretion apparatus, are located in a conserved cytoplasmic region. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91, 25572560.

131. Nakata A., Shinagawa H., Rothman F. 1987 in Phosphate Metabolism and Cellular Regulation in Microorganisms. Eds Torriani-Gorini A., Rothman F. G., Silver S., Wright A., Yagil E. Washington: American Society for Microbiology, 139-141.

132. Nakatogawa H., Ito K. 2001. Secretion monitor, Sec M, undergoes self-translation arrest in the cytosol. Mol. Cell. 7, 185-192.

133. Nesmeyanova M., Bogdanov M. 1989. Participation of acid phospholipids in protein translocation across the bacterial cytoplasmic membrane. FEBS Lett. 257, 203-207.

134. Nesmeyanova M., Kalinin A., Karamyshev N., Mikhaleva N., Krupyanko V. 1997. Overproduction, secretion, isolation and properties of recombinant alkaline phosphatase encoded in Escherichia coli. Process Biochem. 32, 1-7.

135. Nesmeyanova ML, Motlokh O., Kolot M., Kulaev I. 1981. Multiple forms of alkaline phosphatase from Escherichia coli cells with repressed and derepressed biosynthesis of the enzyme.,J. Bacteriol. 146, 453-459.

136. Nesmeyanova M. 1982. On the possible participation of acid phospholipids in the translocation of secreted proteins through the bacterial cytoplasmic membrane. FEBSLett. 142, 189-193.

137. Nilsson I., von Heijne G. 1991. A de novo designed signal peptide cleavage cassette functions in vivo. J. Biol. Chem. 266, 3408-3410.

138. Nishiyama K., Fukuda A., Morita K., Tokuda H. 1999. Membrane deinsertionof SecA underlying proton motive forcedependent stimulation of protein translocation. EMBO J. 18, 1049-1058.

139. Nishiyama K., Kabuyama Y., Akimaru J., Matsuyama S., Tokuda H., Mizushima S. 1991. SecY is an indispensable component of the protein secretory machinery of E.coli. BBA. 1065, 89-98.

140. Nishiyama K., Mizushima S., Tokuda H. 1992. The carboxyl terminal region of SecE interacts with SecY and is functional in the reconstitution of protein translocation activity in Escherichia coli. ,J. Biol. Chem. 267, 7170-7176.

141. Nishiyama K., Mizushima S., Tokuda H. 1993. A novel membrane protein involved in protein translocation across the cytoplasmic membrane of E. coli. EMBO J. 12, 3409-3415.

142. Nishiyama K., Suzuki T., Tokuda H. 1996. Inversion of the membrane topology of SecG coupled with SecA-dependent preprotein translocation. Cell. 85,71-81.

143. Nishiyama K., Suzuki T., Tokuda H. 1996. Inversion of the membrane topology of SecG coupled with SecA-dependent preprotein translocation. Cell. 85,71-81.

144. Oliver D., Beckwith J. 1982. Identification of a new gene (secA) and gene product involved in the secretion of envelope proteins in Escherichia coli. J. Bacteriol. 150, 686-691.

145. Oliver D., Cabelli R., Dolan K., Jarosik G. 1990b. Azide resistant mutants of Escherichia coli alter the SecA protein an azide-sensitive component of the protein export machinery. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 87, 8227-8231.

146. Oliver D., Cabelli R., Jarosik G. 1990a. SecA protein: autoregulated initiator of secretory precursor protein translocation across the E. coli plasma membrane. J. Bioenerg. Biomemb. 22, 311-336.

147. Osborne R., Silhavy T. 1993. PrlA suppressor mutations cluster in regions corresponding to three distinct topological domains. EMBO J. 12, 3391-3398.

148. Paetzel M., Dalbey R., Strynadka N. 2000. The structure and mechanism of bacterial type I signal peptidases. A novel antibiotic target. Pharmacology and Therapy. 87, 27-49.

149. Panse V., Swaminathan C., Aloor J., Surolia A., Varadarajan R. 2000a. Unfolding thermodynamics of the tetrameric chaperone, SecB. Biochemistry. 39, 2362-2369.

150. Panse V., Vogel., Trommer W., Varadarajan R. 2000. A thermodynamic coupling mechanism for the disaggregation of a model peptide substrate by chaperone SecB. J. Biol. Chem. 275, 18698-18703.

151. Pogliano K., Beckwith J. 1994a. Genetic and molecular characterization ofthe Escherichia coli secD operon and its products. J. Bacteriol. 176, 804-814.

152. Pogliano K., Beckwith J. 1994b. SecD and SecF facilitate protein export in E. coli. EMBO J. 13,554-561.

153. Price A., Economou A., Duong F., Wickner W. 1996. Separable ATPase and membrane insertion domains of the SecA subunit of preprotein translocase. J. Biol. Chem. 271, 31580-31584.

154. Puig, A., Gilbert F. 1994. Anti-chaperone behavior of BiP during the protein disulfide isomerase-catalyzed refolding of reduced denatured lysozyme. J. Biol. Chem. 269, 25889-25896.

155. Rajapandi T., Oliver D. 1994. Carboxy-terminal region of Escherichia coli SecA ATPase is important to promote its protein translocation activity in vivo. Biochem. Biophys. Res. Commim. 200, 1477-1483.

156. Rajapandi T., Oliver D. 1996. Integration of SecA protein in to the Escherichia coli inner membrane is regulated by its amino-terminal ATP-binding domain. Mol. Microbiol. 20, 43-51.

157. Ramamurthy V., Oliver D. 1997. Topology of the integral membrane form of Escherichia coli SecA protein reveals multiple periplasmically exposed regions and modulation by ATP binding. ,J. Biol. Chem. 272, 23239-23246.

158. Randall L. 1992. Peptide binding by chaperone SecB: implications for recognition of nonnative structure. Science. 257, 241-245.

159. Randall L., Hardy S. 1995. High selective with low specifity: how SecB has solved the paradox of chaperone binding. Trends Biochem. Sci. 20, 65-69.

160. Randall L., Hardy S. 2000. The promiscuous and specific sides of SecB. Nat. Struct. Biol. 7, 1077-1079.

161. Randall L., Hardy S. 2002. SecB, one small chaperone in the complex milieu of the cell. Cell. Mol. Life Sci. 59, 1617-1623.

162. Randall L., Hardy S„ Topping T., Smith V., Bruce J., Smith R. 1998. The interaction between the chaperone SecB and its ligands: evidence for multiple subsites for binding. Protein Sci. 7, 2384-2390.

163. Randall L., Topping T., Hardy S. 1990. No specific recognition of leader peptide by SecB, a chaperone involved in protein export. Science. 18, 860863.

164. Randall L. Topping T., Hardy S., Pavlov M., Freistroffer D., Ehrenberg M. 1997. Binding of SecB to ribosome-bound polypeptides has the same characteristics as binding to full-length, denatured proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 802-807.

165. Sagara K., Matsuyama S., Mizushima S. 1994. SecF stabilizes SecD and SecY components of the protein translocation machinery of the Escherichia coli cytoplasmic membrane. J. Bacteriol. 176, 4111-4116.

166. Sambrook J., Fritch E., Maniatis T. 1989. Molecular cloning: a laboratory manual. N.Y.: Cold Spring Harbor Lab. Press, 319 p.

167. Sarker S., Rudd K., Oliver D. 2000. Revised translation start site for secM defines an atypical signal peptide that regulates Escherichia coli secA expression. J. Bacteriol. 182, 5592-5595.

168. Schatz P., Bieker K., Ottemann K., Silhavy T., Beckwith J. 1991. One ofthree transmembrane stretches is sufficient for the functioning of the SecE protein, a membrane component of the E. coli secretion machinery. EMBO J. 10, 1749-1757.

169. Schatz P., Riggs P., Jacq A., Fath M., Beckwith J. 1989. The secE gene encodes an integral membrane protein required for protein export in Escherichia coli. Genes Dev. 3, 1035-1044.

170. Schiebel E., Driessen A., Hartl F., Wickner W. 1991. AiiH+ and ATP function at different steps of the catalytic cycle of preprotein translocase. Cell. 64, 927939.

171. Schmidt M., Kiser K. 1999. SecA: the ubiquitous component of preprotein translocase in prokaryotes. Microbes and Infection. 1, 993-1004.

172. Schmidt M., Dolan K., Oliver D. 1991. Regulation of Escherichia coli secA mRNA translation by a secretion responsive element. J. Bacteriol. 173, 66056611.

173. Schmidt M., Oliver D. 1989. SecA protein autogenously represses its own translation during normal protein secretion in Escherichia coli. J. Bacteriol. 171, 643-649.

174. Scnaitman C. 1971. Solubilization of the cytoplasmic membrane of E. coli by Triton-XlOO. J. Bacteriol. 108, 545-552.

175. Snyders S., Ramamurthy V., Oliver D. 1997. Identification of a region of interaction between Escherichia coli SecA and SecY proteins. J. Biol. Chem. 272, 11302-11306.

176. Seoh H., Tai P. 1997. Carbon sourse-dependent synthesis of SecB, a cytosolic chaperone involved in protein translocation across Escherichia coli membranes. J. Bacteriol. 179, 1077-1081.

177. Shilton B., Svergun D., Volkov V., Koch M., Cusack S., Economou A. 1998. Escherichia coli, SecA shape and dimensions. FEBS Lett. 436, 277-282.

178. Shinde U., Liu J., Inouye M. 1997. Protein memory through altered foldingmediated by intramolecular chaperones. Nature. 389, 520-522.

179. Shtilerman M., Lorimer G., Englander S. 1999. Chaperonin function: folding by forced unfolding. Science. 284, 822-825.

180. Simon S., Blobel G. 1991. A protein-conducting channel in the endoplasmic reticulum. Cell. 65,371-380.

181. Smith V., Hardy S., Randall L. 1997. Determination of the binding frame of the chaperone SecB within the physiological ligand oligopeptide-binding protein. Protein Sei. 6, 1746-1755.

182. Smith V., Schwartz B., Randall L., Smith R. 1996. Electrospray mass spectrometric investigation of the chaperone SecB. Protein Sei. 5, 488-494.

183. Sparrer H., Rutkat K., Buchner J. 1997. Catalysis protein folding by symmetric chaperone complexes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 94, 1096-1100.

184. Stader J., Gansheroff L., Silhavy T. 1989. New suppressors of signal-sequence mutations prlG are linked tightly to the secE gene of Escherichia coli. Genes Dev. 3,1045-1052.

185. Stenberg G., Fersht A. 1997. Folding of barnase in the presence of the molecular chaperone SecB. J. Mol. Biol. 274, 268-275.

186. Szabo A., Korszun R., Hartl F., Flanagan J. 1996. A zinc finger-like domainof the molecular chaperone DnaJ is involved in binding to denatured protein substrates. EMBOJ. 15, 408-417.

187. Taura T., Akiyama Y., Ito K. 1994. Genetic analysis of SecY: additional export-defective mutations and factors affecting their phenotypes. Mol. Gen. 243, 261-269.

188. Thorn J., Randall L. 1988. Role of the leader peptide of maltose-binding protein in two steps of the export process. J. Bacterial. 170, 5654-5661.

189. Todd M., Viitanen P., Lorimer G. 1994. Dynamics of the chaperonin ATPase cycle: Implications for facilitated protein folding. Science. 265, 659-666.

190. Tokuda H., Akimaru J., Matsuyama S., Nishiyama K., Mizushima S. 1991. Purification of SecE and reconstitution of SecE-dependent protein translocation activity. FEBSLett. 279, 233-236.

191. Topping T., Randall L. 1994. Determination of the binding frame within a physiological ligand for the chaperone SecB. Protein Sci. 3, 730-736.

192. Topping T., Randall L. 1997. Chaperone SecB from Escherichia coli mediates kinetic partitioning via a dynamic equilibrium with its ligands. J. Biol. Chem. 272, 19314-19318.

193. Topping T., Woodbury R., Diamond D., Hardy S., Randall L. 2001. Directdemonstration that homotetrameric chaperone SecB undergoes a dynamic dimer-tetramer equilibrium. J. Biol. Chem. 276, 7437-7441.

194. Torriani A. 1960. Influence of inorganic phosphate in the formation of phosphatase by Escherichia coli. BBA. 38, 460-466.

195. Viitanen P., Gatenby A., Lorimer G. 1992. Purified chaperonin-60 (GroEL) interacts with the nonnative states of a multitude of Escherichia coli proteins. Protein Sei. 1, 363-369.

196. Wang L., Miller A., Kendall D. 2000. Signal peptide determinants of SecAbinding and stimulation of ATPase activity. J. Biol. Chem. 275, 10154-10159.

197. Watanabe M., Blobel G. 1989. SecB functions as a cytosolic signal recognition factor for protein export in E. coli. Cell. 58, 695-705.

198. Watanabe M., Blobel G. 1993. SecA protein is required for translocation of a model precursor protein into inverted vesicles of Escherichia coli plasma membrane. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 90, 9011-9015.

199. Watanabe M., Blobel G. 1995. High-affinity binding of Escherichia coli SecB to the signal sequence region of a presecretory protein. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 92, 10133-10136.

200. Weinkauf S., Hunt J., Scheuring J., Henry L., Fak J., Oliver D., Deisenhofer J. 2001. Conformational stabilization and crystallization of the SecA translocation ATPase from Bacillus subtilis. Crystallography. 57, 559-565.

201. Weiss J., Ray P., Bassford P. 1988. Purified SecB protein of Escherichia coli retards folding and promotes membrane translocation of the maltose-binding protein in vitro. Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 85, 8978-8982.

202. Weissman J., Rye H., Fenton W., Beechem J., Horwich A. 1996. Characterization of the active intermediate of a GroEL/GroES-mediated protein folding reaction. Cell. 84, 481-490.

203. Wickner W., Driessen A., Hartl F. 1991. The enzymology of protein translocation across the Escherichia coli plasma membrane. Annu. Rev. Biochem. 60, 101-124.

204. Wild J., Rossmeissl P., Walter W., Gross C. 1996. Involvement of the DnaK-DnaJ-GrpE chaperone team in protein secretion in Escherichia coli. ,J. Bacteriol. 178, 3608-3613.

205. Wild T., Altman E., Yura, T., Gross C. 1992. DnaK and DnaJ heat shock proteins participate in protein export in Escherichia coli. Genes Dev. 6, 11651172.

206. Wolfe P., Wickner W., Goodman J. 1983. Sequence of the leader peptidase gene of Escherichia coli and the orientation of leader peptidase in the bacterial envelope. J. Biol. Chem. 258, 12073-12080.

207. Woorst F., de Kruijff B. 2000. Role of lipids in the translocation of proteins across membranes. J. Biochem. 347, 601-612.

208. Xu Z., Horwich A., Sigler P. 1997. The crystal structure of the asymmetric

209. GroEL-GroES-(ADP)7 chaperonin complex. Nature. 388, 741-750.

210. Xu Z., Knafels J., Yoshino K. 2000. Crystal structure of the bacterial protein export chaperone SecB. Nat. Struct. Biol. 7, 1172-1177.

211. Yang Y., Yu N., Tai P. 1997. SecE-depleted membranes of Escherichia coli are active. SecE is not obligatorily required for the in vitro translocation of certain protein precursors. J. Biol. Chem. 272, 13660-13665.

212. Zahn R., Perrett S., Fersht A. 1996. Conformational states bound by the molecular chaperones GroEL and SecB, a hidden unfolding (annealing) activity. J. Mol. Biol. 261, 43-61.

213. Zhu X., Zhao X., Burkholder W., Gragerov A., Ogata C., Gottesman M.,

214. Hendrickson W. 1996. Structural analysis of substrate binding by the molecular chaperone DnaK. Science. 272, 1606-1614.

215. PSX'JL/ 'ЖЛЯ БИБЛИОТЕК// "- <è> СуЪ