ВЗАИМОВЛИЯНИЕ ГАМК- И ГЛУТАМАТНЫХ РЕЦЕПТОРОВ НЕЙРОНОВ КОРЫ ГОЛОВНОГО МОЗГА КРЫС тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат наук Попов Василий Анатольевич

• Попов Василий Анатольевич
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Попов Василий Анатольевич

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.........................................................................12

2.1. ОБЩИЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О ХИМИЧЕСКОЙ ТРАНСМИССИИ................................................................................12

2.2. РЕЦЕПТОРЫ ГАМК..........................................................................14

2.3. РЕЦЕПТОРЫ ГЛУТАМАТА.............................................................20

2.4. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ ГАМК И ГЛУТАМАТНОЙ МЕДИАТОРНЫХ СИСТЕМ..............................................................24

3. МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЙ........................................................30

4. РЕЗУЛЬТАТЫ.......................................................................................36

4.1. ОПИСАНИЕ НЕЙРОНОВ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В ЭКСПЕРИМЕНТЕ..............................................................................36

4.2. СВОЙСТВА ГАМК- И ГЛУТАМАТ-ОПОСРЕДОВАННЫХ ОТВЕТОВ ИЗОЛИРОВАННЫХ НЕЙРОНОВ.........................................................................................38

4.3. ВЛИЯНИЕ КОНЦЕНТРАЦИИ АГОНИСТОВ НА ПИКОВУЮ АМПЛИТУДУ ОТВЕТОВ...........................................47

4.4. ОСОБЕННОСТИ СУММАЦИИ ИОННЫХ ТОКОВ......................50

4.5. ВЛИЯНИЕ АКТИВАЦИИ РЕЦЕПТОРОВ ГЛУТАМАТА

НА ГАМК-ОПОСРЕДОВАННЫЕ ТОКИ........................................67

4.6. ВЛИЯНИЕ АКТИВАЦИИ РЕЦЕПТОРОВ ГАМК НА ГЛУТАМАТ-ОПОСРЕДОВАННЫЕ ТОКИ....................................70

4.7. МОДУЛЯЦИЯ ОТВЕТОВ НЕЙРОНОВ МЕТАБОТРОПНЫМИ РЕЦЕПТОРАМИ ГЛУТАМАТА

И ГАМК...............................................................................................73

5. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ........................................................83

5.1. ОБЩИЕ СВОЙСТВА НЕЙРОНОВ ПРЕФРОНТАЛЬНОЙ КОРЫ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В ЭКСПЕРИМЕНТАХ..................83

5.2. ХАРАКТЕРИСТИКА ГАМК- И ГЛУТАМАТ-ОПОСРЕДОВАННЫХ ОТВЕТОВ ИЗОЛИРОВАННЫХ НЕЙРОНОВ ПРЕФРОНТАЛЬНОЙ КОРЫ ГОЛОВНОГО МОЗГА КРЫСЫ.................................................................................85

5.3. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ПРОЯВЛЕНИЯ ЭФФЕКТОВ ОККЛЮЗИИ.................................................................93

5.4. МОДУЛЯЦИЯ ОТВЕТОВ НЕЙРОНОВ МЕТАБОТРОПНЫМИ РЕЦЕПТОРАМИ ГАМК.........................100

6. ВЫВОДЫ.............................................................................................108

7. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ..................................................................109

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ГАМК - гамма-аминомасляная кислота ММОА - К-метил-Б-аспартат КА - каиновая кислота

АМРА - а-амино-3-гидроксил-5-метил-4-изоксазол-пропионовая кислота

АТФ - аденозинтрифосфат

АЦ - аденилатциклаза

АМФ - аденозинмонофосфат

ИСЖ - искусственная спинномозговая жидкость

ЦНС - центральная нервная система

М№ГВ - медиальное ядро трапециевидного тела

мГлуР - метаботропные глутаматные рецепторы

иГлуР - ионотропные глутаматные рецепторы

ТПСТ - тормозной постсинаптический потенциал

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «ВЗАИМОВЛИЯНИЕ ГАМК- И ГЛУТАМАТНЫХ РЕЦЕПТОРОВ НЕЙРОНОВ КОРЫ ГОЛОВНОГО МОЗГА КРЫС»

1. ВВЕДЕНИЕ

Современные данные свидетельствуют о том, что синаптическая передача в каждом отдельном синапсе центральной нервной системы регулируется множеством факторов, в том числе набором котрансмиттеров и нейромодуляторов (Cesselin, Hamon, 1984; Burnstock, 2013). В целом ряде исследований продемонстрирована совместная локализация в пресинаптических окончаниях ряда медиаторов (Vigh et al., 1995; Seal et al., 2006; Somogyi, 2006). Могут быть колокализованы ГАМК и ацетилхолин (Manolov, Davidoff, 1989; Duarte et al., 1999; Jia et al., 2003), ГАМК и серотонин (Dunker, 1998; Barreiro-Iglesias et al., 2009), ГАМК и АТФ (Jo et al., 1999), ГАМК и дофамин (Nguyen-Legros et al., 1997; Barreiro-Iglesias et al., 2009), ГАМК и глицин (Todd et al., 1996; Legendre, 2001), а также глутамат и ацетилхолин (Li et al., 2004; Nishimaru et al., 2005), глутамат и дофамин (Sulzer, Rayport, 2000; Lapish et al., 2007; Hnasko et al., 2012), дофамин и серотонин (Vanhatalo et al., 1995) и ряд других нейротрансмиттеров.

В литературе имеются достаточно обширные сведения о взаимовлиянии нескольких медиаторов, выделяемых из одного или разных пресинаптических окончаний и широко обсуждается, каково его функциональное значение (Hnasko et al., 2012). При этом при изучении совместного действия нескольких медиаторов на многих объектах продемонстрировано, что трансмембранные ионные токи нейронов, вызываемые активацией постсинаптических рецепторов разной модальности, суммируются нелинейно. По-видимому, данное взаимовлияние представляет собой быстрый адаптивный процесс, участвующий в регуляции эффективности синаптической передачи. Факт нелинейного взаимодействия ответов нейронов установлен для большого

числа сочетаний рецепторов: P2X2 рецепторы АТФ и 5HT3 рецепторы серотонина (Boue-Grabot et al., 2003), P2X и никотиновые ацетилхолиновые рецепторы (Barajas-Lopez et al., 1998; Searl et al., 1998; Khakh et al., 2000), P2X2 и ГАМКА-рецепторы (Sokolova et al., 2001; Boue-Grabot et al., 2003), P2X3 и ГАМКА-рецепторы (Toulme et al., 2007), капсаициновые и P2X (Piper et al., 2000), а также для ГАМКа и глициновых рецепторов (Russier et al., 2002; Li et al., 2002; 2003).

ГАМК и глутамат - основные нейромедиаторы ЦНС млекопитающих, присутствующие практически во всех ее отделах. Многие нейроны могут получать входы, опосредуемые этими обоими сигнальными веществами (Staley et al., 1992). В ряде случаев ГАМК и глутамат могут высвобождаться в синаптическую щель совместно из одного окончания (Seal et al., 2006; Noh et al., 2010; Beltran et al., 2012), что может приводить к взаимовлиянию их эффектов на постсинаптическом уровне. Возможность совместной локализации ионотропных рецепторов глутамата и ГАМК в синапсе продемонстрирована во многих исследованиях (Shrivastava et al., 2011). Оба этих вещества способны активировать как ионотропные рецепторы (ГАМКа или глутаматные ММОА-типа, АМРА-типа и каинатные), так и метаботропные (ГАМКБ и множество подтипов метаботропных глутаматных рецепторов), локализованные как пре- так и постсинаптически. Постсинаптические метаботропные глутаматные рецепторы первой и второй групп достаточно широко распространены в префронтальной коре головного мозга крысы (Lopez-Bendito et al., 2002; Ohishi et al., 1993; Petralia et al., 1996). Постсинаптические ГАМКБ-рецепторы также обнаружены в коре головного мозга крысы (Princivalle et al., 2001). Это создает предпосылки для самых разнообразных взаимодействий эффектов рассматриваемых нейромедиаторов и взаимной модуляции их рецепторов в нейронах коры головного мозга (Shrivastava et al., 2011; Амахин и др., 2012).

В настоящий момент имеется информация о том, что нелинейное взаимодействие ответов нейронов в ходе одновременной активации разных рецепторов может протекать по-разному. Так, на примере ГАМК-глицинового взаимодействия сделаны предположения о его молекулярных механизмах (Амахин и др., 2012). Предполагается, что причиной нелинейной суммации ответов может быть межрецепторное взаимодействие, в том числе с участием внутриклеточных посредников et al., 2003) или неселективная активация медиатором не своих рецепторов (Baev ^ б1., 1992; ^^Ь^у et а1., 1999; Амахин и др., 2009; 2011). Однако отсутствуют достаточные сведения о нелинейном взаимодействии ГАМК-и глутамат-опосредованных токов нейронов коры. Для расширения сведений об этом необходимо исследовать вклад как инотропных, так и метаботропных рецепторов на постсинаптическом уровне.

Вышеизложенное обосновывает актуальность выбранного направления диссертационных исследований. В целом, имеющиеся на сегодняшний день сведения о взаимовлиянии активации ГАМК и глутаматных рецепторов нейронов немногочисленны и разрознены. Малоизученность этих процессов, обуславливает важность проведенных исследований.

Тема диссертационной работы «Взаимовлияние активации ГАМК- и глутаматных рецепторов нейронов коры головного мозга крыс» лежит в русле исследований межнейронной сигнализации и принадлежит к перспективному направлению нейрофизиологических исследований.

Цель работы: выяснить характер взаимодействия процессов, вызываемых активацией ГАМК- и глутаматных рецепторов в нейронах коры головного мозга крыс.

Объект исследований представлен изолированными нейронами коры головного мозга млекопитающих.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи исследований:

• исследовать свойства ответов, вызываемых действием ГАМК и глутамата на изолированные нейроны коры головного мозга крысы;

• исследовать особенности суммации ГАМК- и глутамат-опосредованных ионных токов при различных физиологических условиях;

• оценить модуляцию ГАМК- и глутамат-опосредованных ответов нейронов коры метаботропными рецепторами глутамата и ГАМК.

Исследования проводились на изолированных пирамидных нейронах коры головного мозга крысы (Wistar) методом «Пэтч-кламп» в конфигурации «Целая клетка» в режиме фиксации мембранного потенциала.

Научные положения, выносимые на защиту:

1. В нейронах коры головного мозга крысы взаимодействие между ГАМКа- и ионотропными рецепторами глутамата (АМРА и каинатными) приводит к нелинейной суммации ответов при одновременной активации рецепторов.

2. При совместной аппликации глутамата и ГАМК активация ГАМКА-рецепторов в большей мере влияет на глутаматные рецепторы, чем активация глутаматных рецепторов влияет на ГАМКА-рецепторы.

3. Постсинаптические ГАМКБ-рецепторы осуществляют модуляцию ГАМКА-рецепторов в исследованных нейронах. Эта модуляция приводит к усилению или ингибированию ГАМКА-опосредованных ионных токов.

4. Модуляции ГАМКБ-рецепторами ионотропных рецепторов глутамата в нейронах коры головного мозга крыс не выявлено.

5. Модуляции ГАМК-рецепторов и ионотропных рецепторов глутамата

метаботропными рецепторами глутамата I группы не выявлено.

Научная новизна полученных результатов диссертационных исследований заключается в следующем:

• впервые при исследовании взаимовлияния активации ГАМК- и глутаматных рецепторов нейронов коры головного мозга крыс учитывался вклад как ионотропных, так и метаботропных рецепторов;

• впервые показано значение нелинейной суммации ионных токов в регуляции сиаптической передачи при совместном воздействии медиаторов.

• впервые выявлено, что снижение амплитуды ответов, которое наблюдается при нелинейном взаимодействии ГАМК- и глутамат-опосредованных ответов происходит за счет снижения глутаматного компонента тока;

• впервые показано, что модуляция ГАМКБ-рецепторами ГАМКА-опосредованных токов может проявляться по-разному. Модулирующее влияние ГАМКБ-рецепторов на данные токи может быть ингибирующим или активирующим. Это проливает свет на роль метаботропных рецепторов в регуляции возбудимости нейрона, а также помогает разрешить противоречивые результаты ранее выполненных исследований.

Теоретическая значимость. Полученные результаты вносят существенный вклад в понимание механизмов межнейронной сигнализации в нервной системе.

В работе проанализированы пути межмедиаторной регуляции синаптической передачи на постсинаптическом уровне. Важное теоретическое значение имеют полученные в нашей работе данные о взаимодействии эффектов ГАМК и глутамата как нейромедиаторов,

взаимной модуляции сигналов, в частности нелинейной суммации и окклюзии ответов нейронов.

Практическая значимость. Результаты работы могут быть использованы при целенаправленной разработке специфических нейроактивных препаратов, а также могут быть включены в курсы лекций для студентов биологических и медицинских факультетов.

Апробация работы. Результаты данной работы были представлены и обсуждены на XVI Всероссийской медико-биологической научной конференции молодых учёных «Фундаментальная наука и клиническая медицина» и конференции молодых исследователей, посвященной памяти академика В.Л. Свидерского, Санкт-Петербург, 2013 г., на XXII съезде физиологического общества имени И.П. Павлова, Волгоград, 2013 г., наконференции «Биология - наука XXI века», Москва, 2012 г. Были также представлены и обсуждены на коллоквиумах и семинарах лаборатории молекулярных механизмов нейронных взаимодействий ИЭФБ им. И.М. Сеченова РАН.

Публикации. По теме диссертации опубликовано 6 печатных работ, в том числе 2 статьи в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК для публикаций основных научных результатов диссертаций на соискание ученых степеней.

Результаты проведенных исследований использовались в учебном процессе по нормальной физиологии для студентов Медицинского факультета Санкт-Петербургского государственного университета. Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Российского фонда фундаментальных исследований №11-04-00868 «Внутри- и внеклеточные механизмы регуляции синаптической передачи» и программы Президиума РАН «Механизмы интеграции молекулярных систем при реализации физиологических функций».

Структура и объем диссертации: диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, результатов, обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 350 источника. Работа изложена на 153 страницах машинописного текста, содержит 42 рисунка, 3 таблицы.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

С момента открытия химической природы синаптической передачи представления о механизме передачи информации между нейронами существенно расширились. Увеличилось число веществ, рассматриваемых в качестве нейромедиаторов. Детально исследованы ионные механизмы синаптической передачи и механизмы их регуляции. Появились сведения о разных механизмах действия нейромедиаторов - о ионотропных и метаботропных рецепторах. Если при действии медиаторов на ионотропные рецепторы меняется проницаемость мембраны нервной клетки, то метаботропные рецепторы не связаны напрямую с ионными каналами, а запускают каскады внутриклеточных посредников, меняя таким образом определенные параметры нейрона. Сейчас имеются сведения о многочисленных механизмах регуляции синаптической передачи как на пре-, так и на постсинаптическом уровнях.

2.1. ОБЩИЕ ПРЕДСТАВЛЕНИЯ О ХИМИЧЕСКОЙ ТРАНСМИССИИ

Химическая трансмиссия - форма взаимодействия нейронов через специализированные образования - синапсы при помощи сигнальных молекул - медиаторов. Синапс образуется между отростками или между отростком и телом нейронов. В синапсе различают пресинаптический и постсинаптический отделы и, синаптическую щель между ними. Медиаторы делят на тормозные и возбуждающие в зависимости от характера воздействия на постсинаптическую нервную клетку. Тормозные медиаторы препятствуют возникновению нервного импульса, возбуждающие - способствуют.

ГАМК - тормозный нейромедиатор в ЦНС, непротеиногенная аминокислота, из которой не синтезируется белок (Molina-Rueda et al., 2015). Большое количество ГАМКергических нейронов в нервной системе млекопитающих содержится в головном мозге (Kwon et al., 2014), ганглиях автономной нервной системы (Oldham et al., 2014), сетчатке (Dumans'ka et al., 2014). Многие годы считалось, что ГАМК является тормозным медиатором преимущественно ростральных отделов ЦНС, в то время как в спинном мозге торможение осуществляется с использованием в качестве медиатора глицином (Kwon et al., 2014). Однако сейчас показано, что в спинном мозге ГАМКергическое торможение представлено достаточно широко (Oldham et al., 2014). ГАМК образуется из глутамата с помощью фермента глутаматдекарбоксилазы в ходе метаболического пути (Dhakal et al., 2012) обозначаемого как «ГАМК-шунт» (Shimajiri et al., 2013).

Глутамат - возбуждающий нейромедиатор в ЦНС, алифатическая аминокислота, анион глутаминовой кислоты, присутствует в составе белков и низкомолекулярных соединений (Rowley et al., 2012). Глутамат синтезируется из глутамина с помощью фермента глутаминазы. Он также может образовываться из а-кетоглутарата при участии фермента аминотрансферазы (Palaiologos et al., 1989; Lieth et al., 2001; Chaudhry et al., 2002).

Медиаторы синтезируются в нейроне и запасаются в синаптических пузырьках - везикулах. В накоплении обоих медиаторов в везикулы участвуют везикулярные ферменты АТФазы, а также специализированные транспортеры. Везикулы транспортируют медиатор к пресинаптической терминали, из которой он выделяется в синаптическую щель. В щели медиатор активирует соответствующие рецепторы, расположенные на постсинаптической мембране, и удаляется различными способами.

Мембранные рецепторы представляют собой белковые комплексы на поверхности клеточных мембран, выполняющие сигнальную функцию.

Передача сигнала клетке происходит при активации рецепторов. Различают ионотропные и метаботропные рецепторы. Ионотропные рецепторы являются ионными каналами, при активации которых возникает трансмембранный ионный ток. Канал формируют белковые субъединицы. В состоянии покоя каналы обладают низкой вероятностью открытия, которая значительно увеличивается при воздействии на рецептор соответствующим медиатором (Purves et al., 2012). Группа ионотропных рецепторов опосредует быстрые трансмембранные ионные токи (Nicholls et al., 2012). Метаботропные рецепторы запускают метаболические реакции внутри клетки. При воздействии на них соответствующим медиатором активируется система вторичных посредников, например, G-белков, которые инициируют каскад реакций, в результате чего меняется функциональное состояние клетки. ГАМК и глутамат могут активировать как ионотропные, так и метаботропные рецепторы (Purves et al., 2012).

2.2. РЕЦЕПТОРЫ ГАМК

2.2.1. Ионотропные рецепторы ГАМК

Известны два типа ионотропных рецепторов ГАМК - ГАМКа и ГАМКС. Рецепторы этих типов состоят из пяти белковых субъединиц (Bormann, 2000; Chebib et al., 2000).

Субъединицы ГАМКА-рецепторов объединяют в классы на основании их биохимического сходства (Sieghart et al., 1995). Существует семь таких классов субъединиц: а, ß, у, 5, s, п и а. Каждый класс включает в себя различные изоформы субъединиц. Эти изоформы принято обозначать цифрами. Молекулярная масса субъединиц около 50 кДа. Субъединицы содержат сайты фосфорилирования, посредством которых регулируется активность рецептора (Hines et al., 2012).

В состав рецептора могут входить субъединицы разного типа (Sieghart et al., 2002). Чаще всего в состав рецептора входят субъединицы не менее трех типов (Olsen et al., 2009). Типы а, в, у субъединиц встречаются чаще всего в составе рецептора. В литературе недостаточно сведений о распространенности s, п, 0 типов субъединиц в структуре нативных ГАМКА-рецепторов. На формирование субъединичного состава рецепторов влияет множество факторов (Succol et al., 2012; Gutiérrez et al., 2014). Например, он может отличаться в зависимости от типа нейронов. Так, п-субъединица обнаружена в нейронах репродуктивной системы, но отсутствует в клетках мозга млекопитающих (Hedblom et al., 1997). Доказано, что субъединичный состав ГАМКА-рецепторов может влиять на кинетику трансмембранных ионных токов.

Активация агонистом ГАМКА-рецепторов приводит к открытию ионных каналов (Sodickson et al., 1996; Slesinger et al., 1997; Fritschy, 2014) и возникновению хлорной и незначительной карбонатной (НСО3) проводимостей (Hajos et al., 2000; Kim, 2009).

Агонистами ГАМКА-рецепторов являются: мусцимол (Holmes et al., 2013), THIP (Vanini et al., 2013), таурин (Furukawa et al., 2014), в-аланин (Kuver et al., 2012). Бикукуллин (Egawa et al., 2013), габазин (SR95531) (Wlodarczyk et al., 2013), пикротоксин (Jonaidi et al., 2012) и TBPS (Dansey et al., 2010) являются антагонистами.

Торможение, которое развивается в результате воздействия ГАМК на постсинаптические ГАМКА-рецепторы, разделяют на фазовое и тоническое. (Duguid et al., 2012). Фазовое торможение является коротковременным увеличением синаптического ингибирования, возникающее в ответ на везикулярное выделение ГАМК (Semyanov, 2002). Тоническое торможение опосредуется рецепторами, расположенными внесинаптически, чаще всего активирующимися в результате спилловера. Для этих рецепторов характерно высокое сродство к ГАМК (Farrant et al.,

2005; Glykys et al., 2007). ГАМКА-опосредованное тоническое торможение играет важную роль в функционировании ЦНС млекопитающих (Rossi et al., 2003; Martin et al., 2010). Например, уровень тонического торможения регулирует синаптическую интеграцию в мозжечке (Chadderton et al., 2004;), таламусе и неокортексе (Ye et al., 2013). А также он влияет на уровень тревожности и другие поведенческие аспекты (Maguire et al., 2005).

Активация агонистом ГАМКс-рецепторов приводит к открытию хлорных каналов (Perfilova et al., 2011; Chebib et al., 2004). ГАМКа- и ГАМКС-рецепторы имеют много общего в структурной организации. Для обоих схожих типов рецепторов предполагается наличие рецептора-предшественника, который в дальнейшем претерпел дифференциацию, при этом ГАМКС-рецепторы считаются близкими к исходной форме (Zhang et al., 2001). ГАМКА-рецепторы широко представлены в нервной системе млекопитающих, ГАМКС-рецепторы обнаружены в сетчатке позоночных.

2.2.2. Метаботропные рецепторы ГАМК

В начале 80-х годов Бовери с коллегами впервые описали бикукуллин-нечувствительные ответы нейрона на ГАМК, которые не могут быть объяснены активацией ГАМКа-рецепторов.

Это стало началом исследований метаботропных рецепторов ГАМК. Дальнейшие исследования позволили детально охарактеризовать структуру, функциональные характеристики и роль в межнейронном взаимодействии ГАМКБ-рецепторов (Bowery et al., 1979).

По структуре ГАМКБ-рецепторы являются гетеродимерами, то есть состоят из двух разных субъединиц: В1 и В2 (Pinard et al., 2010). Взаимодействие субъединиц друг с другом обеспечивает

функционирование рецептора. Субъединица В1 отвечает за взаимодействие с лигандами. Субъединица В2 отвечает за взаимодействие с G-белками. Также эта субъединица способна регулировать сродство субъединицы В1 к лиганду. Оба типа субъединиц могут образовывать различные подтипы (Bowery et al., 2002).

Физиологические эффекты агонистов зависят от субъединичного состава ГАМКБ-рецепторов (Benke et al., 2002; Foster et al., 2013). Так, воздействие агониста габапентина на ГАМКБ-рецепторы, которые содержали изоформу В1а и В2 субъединицы, приводило к эффекту аналогичному воздействию ГАМК. Однако выявлено, что при воздействии габапентином на указанные рецепторы, которые содержали изоформу субъединицы Bip и В2 или В1с и В2, эффект отсутствовал.

Состав рецепторов может значительно отличаться в разных областях головного мозга. Подтипы субъединиц ГАМКБ-рецепторов различаются временем появления в онтогенезе (Fritschy et al., 2004). Например, а подтип В1 субъединицы синтезируется раньше, чем Р-изоформа той же субъединицы. Все подтипы В2 субъединицы обнаруживаются позже, чем В1 (Vigot et al., 2006).

Различные типы нейронов ЦНС несут на своей мембране ГАМКБ-рецепторы (Enna et al., 2013). Данные рецепторы локализуются также вне ЦНС (Kato et al., 2014), например, в кишечнике (Uezono et al., 2004) и эфферентных нервных окончаниях поперечнополосатых мышц, в которых они принимают участие в регуляции сократительной деятельности (Peever et al., 2011). Выявлено присутствие данных рецепторов в сперматозоидах млекопитающих (Kanbara et al., 2011) и в гладкомышечных клетках аорты человека (Wang et al., 2014). ГАМКБ-рецепторы распределены пре- и постсинаптически (Couve et al., 2000; Liu et al., 2013).

ГАМКБ-рецепторы активируются баклофеном (Hollnagel et al., 2014), фенибутом (Dambrova et al., 2008) и CGP 44532 (Wieronska et al., 2011).

Саклофен (Liu et al., 2014) и факлофен (Kheifez et al., 2008), являются блокаторами этих рецепторов. На данный момент есть более селективные блокаторы, например, CGP 55845 (Lang et al., 2014) и CGP 35348 на основе фосфоновой кислоты (Gillani et al., 2014).

Активация ГАМКБ-рецепторов запускает каскад биохимических реакций, влияет на ряд ферментных систем: аденилатциклазу (Kuriyama et al., 1993), инозитолтрифосфат, фосфолипазу С (Komatsu, 1996). Одним из эффектов активации этих рецепторов может являться модуляция работы ионных каналов (Couve et al., 2000). Например, активация ГАМКБ-рецепторов может приводить к открытию калиевых каналов внутреннего выпрямления и закрытию кальциевых каналов (Couve et al., 2004; Bettler et al., 2004; 2006). Это происходит благодаря взаимодействию в и у субъединиц G-белка с субъединицами ионных каналов (Turecek et al., 2014). Так, в результате активации постсинаптическими ГАМКБ-рецепторами калиевых каналов внутреннего выпрямления может возникать медленный ТПСТ, например, продолжительностью в сотни миллисекунд в клетках Пуркинье мозжечка (Federici et al., 2009). Этот ТПСТ резко отличается от ТПСТ, вызываемого активацией ГАМКа-рецепторов (Lopantsev, Schwartzkroin, 1999; Kfîr et al., 2014).

В дальнейшем, эффект модуляции ионотропных рецепторов ГАМКБ-рецепторами, приводящий к появлению ионных токов, будет называться ГАМКБ-опосредованные токи. Эти токи могут приводить к длительной гиперполяризации, которая происходит вслед за быстро протекающим инотропным компонентом передачи (Liu et al., 2012; Wu et al., 2011).

Активация постсинаптических ГАМКБ-рецепторов может приводить к появлению долговременной (Patenaude et al., 2003) или кратковременной потенциации ответа (Svensson et al., 2014).

Пресинаптические ГАМКБ-рецепторы способны регулировать выделение нейромедиаторов (Vigot et al., 1997; Fu et al., 2012). Это может

происходить за счет модуляции работы потенциалзависимых кальциевых каналов, что приводит к уменьшению пресинаптического входа кальция (Sakaba et al., 2003). Входящий кальциевый ток необходим для высвобождения медиатора в синаптическую щель (Mapelli et al., 2009). В качестве примера пресинаптического эффекта можно привести снижение высвобождения ГАМК в тормозных синапсах и увеличение высвобождения глутамата в возбуждающих синапсах (Dittman et al., 1997).

2.2.3. Ассоциации рецепторов ГАМК

Субъединицы ГАМКБ-рецепторов при определенных условиях могут образовывать устойчивые комплексы (ассоциации) с субъединицами ионотропных рецепторов (Balasubramanian et al., 2004). Так, выявлена ассоциация субъединиц метаботропного ГАМКБ-рецептора с а-субъединицей ионотропного ГАМКА-рецептора в черной субстанции и бледном шаре (Waldvogel et al., 2004), а также гиппокампе (Ramirez et al., 2009).

Рецепторные ассоциации могут носить временный характер или быть постоянными. На их формирование влияет большое количество факторов. Например, пространственное расположение: колокализация ГАМКа- и ГАМКБ-рецепторов может способствовать их взаимодействию (Tao et al., 2013). А также участие регуляторных белков: метаботропные рецепторы ГАМК (Blein et al., 2004; Lujan et al., 2012) способны к взаимодействию с ними, в результате чего образуются функциональные микродомены (Balasubramanian et al., 2004), или увеличивается синтез протеинов, которые взаимодействуют с вторичными посредниками (Perroy et al., 2003; Richman et al., 2004).

Функциональная роль ассоциаций рецепторов до сих пор не достаточно исследована. Вероятно, они влияют на передачу сигнала.

Примером эффекта активации ассоциированных рецепторов может быть долговременная потенциация ответов нейронов (Balasubramanian et al., 2004).

2.3. РЕЦЕПТОРЫ ГЛУТАМАТА

Глутаматные рецепторы также подразделяются на ионотропные (иГлуР) и метаботропные (мГлуР) (Zhou et al., 2014). Ионотропные являются неселективными катионными каналами, проницаемыми для ионов натрия, калия и кальция. Они обеспечивают быструю синаптическую передачу (Swanson et al., 2005; Pankevich et al., 2011).

Ионотропные рецепторы делятся на 3 типа на основании их чувствительности к следующим агонистам:

• NMDA (К-метил^-аспартат);

• KA (каиновая кислота);

• AMPA (а-амино-3-гидрокси-5-метилизоксазол-4-пропионовая кислота) (Zheng et al., 2011).

Ионный канал формируют 4 белковые субъединицы. В состав рецепторов могут входить субъединицы разных типов (Szczurowska et al., 2013). В настоящее время идентифицированы 4 субъединицы АМРА рецепторов (GluR1-GluR4) (Pellegrini-Giampietro et al., 1997); 5 каинатных субъединиц (GluR7, КА1 и КА2 проявляют высокое сродство к каинату, GluR5 и GluR6 - низкое (Wisden, Seeburg, 1993)); 7 субъединиц NMDA рецепторов (NR1, NR2A-NR2D, NR3A, NR3B) (Vazhappilly et al., 2004).

Метаботропные глутаматные рецепторы состоят из двух субъединиц. Рецептор является гомодимером, если его формируют субъединицы относящиеся к одному типу; гетеродимером - если участвуют

субъединицы разных типов (Niswender, Conn, 2010; Tateyama, Kubo, 2011; Hlavackova et al., 2012).

На основании различий в структуре и чувствительности к агонистам выделено 8 подтипов метаботропных глутаматных рецепторов, которые объединены в 3 группы:

• 1 группа мГлуР включает мГлуР1 и мГлуР5 подтипы;

• 2 группа мГлуР включает мГлуР2 и мГлуРЗ подтипы;

• 3 группа рецепторов содержит мГлуР4, мГлуРб, мГлуР7, мГлуР8 подтипы (Brauner-Osborne et al., 2007).

1 группа мГлуР рецепторов в наибольшей степени активируется квисквалатом (Chiocchetti et al., 2006); 2 группа - LY379268 и LY389795 (Jones et al., 2005); 3 группа - L-AP4 (Cajina et al., 2013). Основные агонисты и антагонисты групп мГлуР представлены в таблице 2.1.

Активация метаботропных рецепторов запускает каскады биохимических реакций с участием G-белка (Baskys, 1992; Vaidya et al., 2013). Существуют различия в передаче сигнала для разных групп рецепторов. Так, активация рецепторов первой группы преимущественно ведет к увеличению гидролиза фосфатидилинозитдифосфата и образованию инозитолтрифосфата и диацилглицерина.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Попов Василий Анатольевич, 2016 год

7. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Амахин Д.В. Влияние метаботропных ГАМКб-рецепторов на ГАМК-опосредованные ионные токи в нейронах коры головного мозга крысы / Д.В. Амахин, В.А. Попов // Материалы XVI Всероссийской медико-биологической конференции молодых исследователей. Фундаментальная наука и клиническая медицина - человек и его здоровье. - СПб. - 2013. -С. 14-15.

2. Амахин Д.В. Механизмы десенситизации ГАМК-опосредованных ионных токов в нейронах коры головного мозга крысы / Д.В. Амахин, В.А. Попов // Материалы конференции молодых исследователей, посвященной памяти академика В.Л. Свидерского. -СПб. - 2013. - С. 37-38.

3. Амахин Д.В. Механизмы десенситизации ГАМК-опосредованных ионных токов в нейронах коры головного мозга крысы / Д.В. Амахин, В.А. Попов, Н.П. Веселкин // Тезисы докладов XXII съезда физиологического общества им. И.П. Павлова. - Волгоград. - 2013. -С. 24.

4. Амахин Д.В., Веселкин Н.П. Взаимодействие эффектов нейромедиаторов глицина и ГАМК в центральной нервной системе // Цитология. - 2012.-Т. 54 (6).-С. 469-477.

5. Амахин Д.В., Веселкин Н.П. Механизмы взаимодействия ГАМК- и глицин-опосредованных ответов нейронов спинного мозга лягушки // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова.

- 2011.-Т. 97 (10).-С. 1025-1034.

6. Амахин Д.В., Веселкин Н.П. Характеристики и взаимодействия ГАМК- и глицинэргических процессов в нейронах спинного мозга лягушки // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова.

- 2009.-Т. 95 (4).-С. 313-323.

7. Амахин Д.В., Попов В.А., Веселкин Н.П. Модуляция ГАМК- и каинат-опосредованных ионных токов изолированных нейронов коры головного мозга крысы метаботропными рецепторами // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова.

- 2014.-Т. 100 (10).-С. 1169-1179.

8. Амахин Д.В., Попов В.А., Малкиель А.И., Веселкин Н.П. Особенности суммации ГАМК- и глутамат-опосредованных ионных токов изолированных нейронов коры головного мозга крысы // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова.

- 2012.-Т. 98 (12).-С. 1490-1506.

9. Амахин, Д.В. Особенности суммации ГАМК- и глутамат-опосредованных мембранных ионных токов в нейронах коры головного мозга крысы / Д.В. Амахин, В.А. Попов, Н.П. Веселкин // Биология - наука XXI века: Материалы Международной конференции. - М. - 2012. - С. 34-35.

10.Цветков Е.А. и др. Влияние баклофена на ионотропный ток, вызванный аппликацией глицина на нейроны спинного мозга лягушки Rana temporaria / Е.А. Цветков, Ю.А. Полина, А.И. Малкиель, Н.П. Веселкин // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. - 2008.-Т. 44 (3).-С. 322-323.

11.Цветков Е.А., Веселкин Н.П. Взаимодействие постсинаптических эффектов глицина и ГАМК на нейронах спинного мозга лягушки Rana temporaria // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. - 2007.-Т. 93 (7).-С. 735-745.

12.Ahn S.M., Choe E.S. Alterations in GluR2 AMPA receptor phosphorylation at serine 880 following group I metabotropic glutamate receptor stimulation in the rat dorsal striatum. // J Neurosci Res. — 2010.

- Vol. 88, №5 — P.992-999.

13.Akaike N., Inomata N., Tokutomi N. Contribution of chloride shifts to the fade of gamma-aminobutyric acid-gated currents in frog dorsal root ganglion cells. // J Physiol. — 1987. — Vol. 391 — P.219-234.

14.Akaike N., Inomata N., Yakushiji T. Differential effects of extra- and intracellular anions on GABA-activated currents in bullfrog sensory neurons. // J Neurophysiol. — 1989. — Vol. 62, №6 — P.1388-1399.

15.Amakhin D.V., Popov V.A., Malkiel' A.I., Veselkin N.P. Summation of GABA- and glutamate-mediated ion currents in isolated rat cerebral cortex neurons. // Neuroscience and Behavioral Physiology. — 2014. — Vol. 44, №7 — P. 828-838.

16.Baer K., Waldvogel H.J., Faull R.L., Rees M.I. Localization of glycine receptors in the human forebrain, brainstem, and cervical spinal cord: animmunohistochemical review. // Front Mol Neurosci. — 2009. — Vol. 2, №25. — P.1-11.

17.Baev K.V., Rusin K.I., Safronov B.V. Primary receptor for inhibitory transmitters in lamprey spinal cord neurons. // Neuroscience. — 1992. — Vol. 46, №4 — P.931-941.

18.Bagley E.E. Opioid and GABAB receptors differentially couple to an adenylyl cyclase/protein kinase A downstream effector after chronic morphine treatment. // Front Pharmacol. — 2014. — Vol. 5, №148 — P.1-5.

19.Balasubramanian S., Teissere J.A., Raju D.V., Hall R.A. Hetero-oligomerization between GABAA and GABAB receptors reg-ulates GABAB receptor trafficking. // J Biol Chem. — 2004. — Vol. 279 — P.18840-18850

20.Bandrowski A.E., Aramakis V.B., Moore S.L., Ashe J.H. Metabotropic glutamate receptors modify ionotropic glutamate responses in neocortical pyramidal cells and interneurons. // Exp Brain Res. — 2001. — Vol. 136, №1 — P.25-40.

21.Barajas-Lopez C., Espinosa-Luna R., Zhu Y. Functional interactions between nicotinic and P2X channels in short-term cultures of guinea-pig submucosal neurons. // J Physiol. — 1998. —Vol. 513, №3 — P.671-683.

22.Barajas-Lopez C., Espinosa-Luna R., Zhu Y. Functional interactions between nicotinic and P2X channels in short-term cultures of guinea-pig submucosal neurons. // J Physiol. — 1998. — Vol. 513, №3 — P.671-683.

23.Barnes E.M. Use-dependent regulation of GABAA receptors. // Int Rev Neurobiol. — 1996. — Vol. 39 — P. 53-76.

24.Barreiro-Iglesias A., Cornide-Petronio M.E., Anadón R., Rodicio M.C. Serotonin and GABA are colocalized in restricted groups of neurons in the larval sea lamprey brain: insights into the early evolution of neurotransmitter colocalization in vertebrates. // J Anat. — 2009. — Vol. 215, №4 — P.435-443.

25.Barreiro-Iglesias A., Villar-Cerviño V., Anadón R., Rodicio M.C. Dopamine and gamma-aminobutyric acid are colocalized in restricted groups of neurons in the sea lamprey brain: insights into the early evolution of neurotransmitter colocalization in vertebrates. // J Anat. — 2009. — Vol. 215, № 6 — P.601-610.

26.Barreiro-Iglesias A., Villar-Cerviño V., Anadón R., Rodicio M.C. Dopamine and gamma-aminobutyric acid are colocalized in restricted groups of neurons in the sea lamprey brain: insights into the early evolution of neurotransmitter colocalization in vertebrates. // J Anat. — 2009. — Vol. 215, №6 — P.601-610.

27.Baskys A. Metabotropic receptors and slow excitatory actions of glutamate agonists in the hippocampus. // Trends Neurosci. — 1992. — Vol. 15, №3 — P.92-96.

28.Beltrán J.Q., Gutiérrez R. Co-release of glutamate and GABA from single, identified mossy fibre giant boutons. // J Physiol. — 2012. — Vol. 590, № 19 — P.4789-4800.

29.Ben-Ari Y., Khazipov R., Leinekugel X., Caillard O., Gaiarsa J.L. GABAA, NMDA and AMPA receptors: a developmentally regulated 'ménage á trois'. // Trends Neurosci. — 1997. — Vol. 20, №11 — P.523-529.

30.Bence K., Ma W., Kozasa T., Huang X.Y. Direct stimulation of Bruton's tyrosine kinase by G(q)-protein alpha-subunit. // Nature. — 1997. — Vol. 389, №6648 — P.296-299.

31.Benke D., Michel C., Mohler H. Structure of GABAB receptors in rat retina. // J Recept Signal Transduct Res. — 2002. — Vol. 22, № 1-4 — P.253-266.

32.Benveniste M., Wilhelm J., Dingledine R.J., Mott D.D. Subunit-dependent modulation of kainate receptors by muscarinic acetylcholine receptors. // Brain Res. — 2010. — Vol. 1352 — P.61-69.

33.Bernard P.B., Castano A.M., Bayer K.U., Benke T.A. Necessary, but not sufficient: Insights into the mechanisms of mGluR mediated long-term depression from a rat model of early life seizures. // Neuropharmacology. — 2014. — Vol. 84 — P.1-12.

34.Bertollini L., Biella G., Wanke E., Avanzini G., de Curtis M. Fluoride reversibly blocks HVA calcium current in mammalian thalamic neurones. // Neuroreport. — 1994. — Vol. 5, №5 — P.553-556.

35.Besheer J., Hodge C.W. Pharmacological and anatomical evidence for an interaction between mGluR5- and GABA(A) alpha1-containing receptors in the discriminative stimulus effects of ethanol. // Neuropsychopharmacology. — 2005. — Vol. 30, №4 — P.747-757.

36.Bettler B., Kaupmann K., Mosbacher J., Gassmann M. Molecular structure and physiological functions of GABAB receptors. // Physiol Rev. — 2004. —Vol. 84 — P.835-867.

37.Bettler B., Tiao J.Y. Molecular diversity, trafficking and subcellular localization of GABAB receptors. // Pharmacol Ther. — 2006. —Vol. 110 — P.533-543.

38.Bianchi M.T., Botzolakis E.J., Haas K.F., Fisher J.L., Macdonald R.L. Microscopic kinetic determinants of macroscopic currents: insights from coupling and uncoupling of GABAA receptor desensitization and deactivation. // J Physiol. — 2007. — Vol. 584, №3 — P.769-787.

39.Blein S., Ginham R., Uhrin D., Smith B.O., Soares D.C., Veltel S., McIlhinney R.A., White J.H., Barlow P.N. Structural analysis of the complement control protein (CCP) modules of GABA(B) receptor 1a: only one of the two CCP modules is compactly folded. // J. Biol. Chem. — 2004. —Vol. 279 — P.48292-48306.

40.Boer K., Encha-Razavi F., Sinico M., Aronica E. Differential distribution of group I metabotropic glutamate receptors in developing human cortex. // Brain Res. — 2010. — Vol.1324 — P.24-33.

41.Bony G., Szczurkowska J., Tamagno I., Shelly M., Contestabile A., Cancedda L. Non-hyperpolarizing GABAB receptor activation regulates neuronal migration and neurite growth and specification by cAMP/LKB1. // Nat Commun. — 2013. — Vol. 4 — P.1-14.

42.Bormann J. The «ABC» of GABA receptors. // Trends Pharmacol Sci. — 2000. — Vol. 21, №1 — P.16-19

43.Bormann J., Hamill O.P., Sakmann B. Mechanism of anion permeation through channels gated by glycine and gamma-aminobutyric acid in mouse cultured spinal neurones. // J Physiol. — 1987. — Vol. 385 — P.243-286.

44.Boue-Grabot E., Barajas-Lopez C., Chakfe Y., Blais D., Belanger D., Emerit M.B., Seguela P. Intracellular cross talk and physical interaction between two classes of neurotransmitter-gated channels. // J Neurosci. —

2003. — Vol. 23, № 4 — P.1246-1253.

45.Boué-Grabot E., Emerit M.B., Toulmé E., Séguéla P., Garret M. Crosstalk and co-trafficking between rho1/GABA receptors and ATP-gated channels. // J Biol Chem. — 2004. — Vol. 279, № 8 — P.6967-6975.

46.Bowery N.G., Bettler B., Froestl W., Gallagher J.P., Marshall F., Raiteri M., Bonner T.I., Enna S.J. Mammalian gamma-aminobutyric acid(B) receptors: structure and function. // Pharmacol Rev. — Vol. 2002. — 54, №2 — P.247-264.

47.Bowery N.G., Doble A., Hill D.R., Hudson A.L., Shaw J.S., Turnbull M.J. Baclofen: a selective agonist for a novel type of GABA receptor proceedings. // Br J Pharmacol. — 1979. — Vol. 67, №3 — P.444-445.

48.Bowery N.G., Hudson A.L., Price G.W. GABAA and GABAB receptor site distribution in the rat central nervous system. // Neuroscience. — 1987. — Vol. 20, №2 — P.365-383.

49.Brâuner-Osborne H., Wellendorph P., Jensen A.A. Structure, pharmacology and therapeutic prospects of family C G-protein coupled receptors. // Curr Drug Targets. — 2007. — Vol. 8, №1 — P.169-184.

50.Burgueno J., Canela E.I., Mallol J., Lluis C., Franco R., Ciruela F. Mutual regulation between metabotropic glutamate type 1alpha receptor and caveolin proteins: from traffick to constitutive activity. // Exp Cell Res. —

2004. — Vol. 300, №1 — P.23-34.

51.Burnstock G. Cotransmission in the autonomic nervous system. // Handb Clin Neurol. — 2013. — Vol. 117. — P.23-35.

52.Cajina M., Nattini M., Song D., Smagin G., Jorgensen E.B., Chandrasena G., Bundgaard C., Toft D.B., Huang X., Acher F., Doller D. Qualification of LSP1-2111 as a Brain Penetrant Group III Metabotropic Glutamate

Receptor Orthosteric Agonist. // ACS Med Chem Lett. — 2013. — Vol. 5, №2 — P.119-123.

53.Caraiscos V.B., Elliott E.M., You-Ten K.E., Cheng V.Y., Belelli D., Newell J.G., Jackson M.F., Lambert J.J., Rosahl T.W., Wafford K.A., MacDonald J.F., Orser B.A. Tonic inhibition in mouse hippocampal CA1 pyramidal neurons is mediated by alpha5 subunit-containing gamma-aminobutyric acid type A receptors. // Proc Natl Acad Sci US A. — 2004. — Vol. 101, №10 — P.3662-3667.

54.Cesselin F., Hamon M. Possible functional significance of the simultaneous release of several putative neurotransmitters by the same neuron. // Ann Endocrinol (Paris). — 1984. — Vol. 45, №3 — P.207-213.

55.Chadderton P., Margrie T.W., Hausser M. Integration of quanta in cerebellar granule cells during sensory processing. // Nature. — 2004. — Vol. 428 — P.856 -860.

56.Chalifoux J.R., Carter A.G. GABAB receptor modulation of synaptic function. // Curr Opin Neurobiol. — 2011. — Vol. 21, №2 — P.339-344.

57.Chalifoux J.R., Carter A.G. GABAB receptor modulation of voltage-sensitive calcium channels in spines and dendrites. // J Neurosci. — 2011.

— Vol. 31, №11 — P.4221-4232.

58.Chalifoux J.R., Carter A.G. GABAB receptors modulate NMDA receptor calcium signals in dendritic spines. // Neuron. — 2010. — Vol. 66, №1 — P.101-113.

59.Chaudhry F.A., Reimer R.J., Edwards R.H. The glutamine commute: take the N line and transfer to the A. // J Cell Biol. — 2002. — Vol. 157, №3

— P.349-355.

60.Chebib M. GABAC receptor ion channels. // Clin Exp Pharmacol Physiol.

— 2004. — Vol. 31, № 11 — P.800-804.

61.Chebib M., Johnston G.A. GABA-Activated ligand gated ion channels: medicinal chemistry and molecular biology. // J Med Chem. — 2000. — Vol. 43, №8 — P.1427-1447

62.Chen C.Y., Bonham A.C. Glutamate suppresses GABA release via presynaptic metabotropic glutamate receptors at baroreceptor neurones in rats. // J Physiol. — 2005. — Vol. 562, №2 — P.535-551.

63.Chen L., Yung W.H. Tonic activation of presynaptic GABA(B) receptors on rat pallidosubthalamic terminals. // Acta Pharmacol Sin. — 2005. — Vol. 26, №1 — P.10-16.

64.Chen Q.X., Wong R.K. Suppression of GABAA receptor responses by NMDA application in hippocampal neurones acutely isolated from the adult guinea-pig. // J Physiol. — 1995. — Vol. 482, №2 — P.353-362.

65.Chiocchetti A., Miglio G., Mesturini R., Varsaldi F., Mocellin M., Orilieri E., Dianzani C., Fantozzi R., Dianzani U., Lombardi G. Group I mGlu receptor stimulation inhibits activation-induced cell death of human T lymphocytes. // Br J Pharmacol. — 2006. — Vol. 148, №6 — P.760-768.

66.Cho H., Lee D., Lee S.H., Ho W.K. Receptor-induced depletion of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate inhibits inwardly rectifying K+ channels in a receptor-specific manner. // Proc Natl Acad Sci U S A. — 2005. — Vol. 102, №12 — P.4643-4648.

67.Cho K., Bashir Z.I. Cooperation between mGlu receptors: a depressing mechanism? // Trends Neurosci. — 2002. — Vol. 25, №8 — P.405-411.

68.Cho K., Brown M.W., Bashir Z.I. Mechanisms and physiological role of enhancement of mGlu5 receptor function by group II mGlu receptor activation in rat perirhinal cortex. // J Physiol. — 2002. — Vol. 540. №3 — P.895-906.

69.Cho K., Francis J.C., Hirbec H., Dev K., Brown M.W., Henley J.M., Bashir Z.I. Regulation of kainate receptors by protein kinase C and

metabotropic glutamate receptors. // J Physiol. — 2003. — Vol. 548, №3

— P.723-730.

70.Cirone J., Sharp C., Jeffery G., Salt T.E. Distribution of metabotropic glutamate receptors in the superior colliculus of the adult rat, ferret and cat. // Neuroscience. — 2002 — Vol. 109, №4 — 779-786.

71.Connelly W.M., Errington A.C., Di Giovanni G., Crunelli V. Metabotropic regulation of extrasynaptic GABAA receptors. // Front Neural Circuits. — 2013. — Vol. 7, №171 — P.1-8.

72.Connelly W.M., Errington A.C., Di Giovanni G., Crunelli V. Metabotropic regulation of extrasynaptic GABAA receptors. // Front Neural Circuits. — 2013. — Vol. 7, №171 — P.1-8.

73.Connelly W.M., Fyson S.J., Errington A.C., McCafferty C.P., Cope D.W., Di Giovanni G., Crunelli V. GABAB Receptors Regulate Extrasynaptic GABAA Receptors. // J Neurosci. — 2013. — Vol. 33, №9 — P.3780-3785.

74.Couve A. Calver A.R., Fairfax B., Moss S.J., Pangalos M.N. Unravelling the unusual signalling properties of the GABA(B) receptor. // Biochem Pharmacol. — 2004. —Vol. 68, № 8 — P.1527-1536.

75.Couve A., Moss S.J., Pangalos M.N. «GABAB receptors: a new paradigm in G protein signaling». // Mol Cell Neurosci. — 2000. — Vol. 16, № 4

— P.296-312.

76.Couve A., Moss S.J., Pangalos M.N. GABAB receptors: a new paradigm in G protein signaling. // Mol Cell Neurosci. — 2000. — Vol. 16 №4 — P.296-312.

77.Crook J., Hendrickson A., Robinson FR. Co-localization of glycine and gaba immunoreactivity in interneurons in Macaca monkey cerebellar cortex. // Neuroscience. — 2006. — Vol. 141, №4 — P.1951-1959.

78.Czarnecki A., Birtoli B., Ulrich D. Cellular mechanisms of burst firing-mediated long-term depression in rat neocortical pyramidal cells. // J Physiol. — 2007. — Vol. 578, №2 — P.471-479.

79.Dambrova M., Zvejniece L., Liepinsh E., Cirule H., Zharkova O., Veinberg G., Kalvinsh I. Comparative pharmacological activity of optical isomers of phenibut. // Eur J Pharmacol. — 2008. —Vol. 583, № 1 — P.128-134.

80.Dansey M.V., Di Chenna P.H., Veleiro A.S., Kristofikova Z., Chodounska H., Kasal A., Burton G. Synthesis and GABAA receptor activity of A-homo analogues of neuroactive steroids. // Eur J Med Chem. — 2010. — Vol. 45, № 7 — P.3063-3069.

81.de Ligt R.A., Kourounakis A.P., Izerman A.P. Inverse agonism at G protein-coupled receptors: (patho)physiological relevance and implications for drugdiscovery. // Br J Pharmacol. — 2000. — Vol.130, №1 — P.1-12.

82.Delille H.K., Mezler M., Marek G.J. The two faces of the pharmacological interaction of mGlu2 and 5-HT2A - relevance of receptor heterocomplexes and interaction through functional brain pathways. // Neuropharmacology. — 2013. — Vol. 70 — P.296-305.

83.Delmas P., Coste B., Gamper N., Shapiro M.S. Phosphoinositide lipid second messengers: new paradigms for calcium channel modulation. // Neuron. — 2005. — Vol. 47, №2 — P.179-182.

84.DeWire S.M., Ahn S., Lefkowitz R.J., Shenoy S.K. Beta-arrestins and cell signaling. // Annu Rev Physiol. — 2007. — Vol. 69 — P.483-510.

85.Dhakal R., Bajpai V.K., Baek K.H. Production of gaba (? - Aminobutyric acid) by microorganisms: a review. // Braz J Microbiol. — 2012.— Vol. 43, № 4 — P.230-241.

86.Dhami G.K., Ferguson S.S. Regulation of metabotropic glutamate receptor signaling, desensitization and endocytosis. // Pharmacol Ther. — 2006. — Vol. 111, №1 — P.260-271.

87.Diana E. Pankevich, Miriam Davis, Bruce M. Altevogt. Glutamate-Related Biomarkers in Drug Development for Disorders of the Nervous System // Workshop Summary: Institute of Medicine (US) Forum on Neuroscience and Nervous System Disorders.- Washington: National Academies Press (US), 2011. - 74 p.

88. Diaz-Hernandez M., Sanchez-Nogueiro J., Miras-Portugal M.T. Role of CaCMKII in the cross talk between ionotropic nucleotide and nicotinic receptors in individual cholinergic terminals. // J Mol Neurosci. — 2006. — Vol. 30, №1-2 — P.177-180.

89.Dittman J.S., Regehr W.G. Mechanism and kinetics of heterosynaptic depression at a cerebellar synapse. // J Neurosci. — 1997. — Vol. 17, №23 — P.9048-9059.

90.Drouet J.B., Fauvelle F., Maunoir-Regimbal S., Fidier N., Maury R., Peinnequin A., Denis J., Buguet A., Canini F. Differences in prefrontal cortex GABA/glutamate ratio after acute restraint stress in rats are associated with specific behavioral and neurobiological patterns. // Neuroscience. — 2015. — Vol. 285 — P.155-165.

91.Duarte C.B., Santos P.F., Carvalho A.P. Corelease of two functionally opposite neurotransmitters by retinal amacrine cells: experimental evidence and functional significance. // J Neurosci Res. — 1999. — Vol. 58, № 4 — P.475-479.

92.Duguid I., Branco T., London M., Chadderton P., Hausser M. Tonic inhibition enhances fidelity of sensory information transmission in the cerebellar cortex. // J Neurosci. — 2012. — Vol. 32 — P.11132-11143.

93.Dumans'ka H.V., Rykhal's'kyi O.V., Veselovs'kyi M.S. Characteristics of quantal release of glutamate and GABA in synapses between retinal

ganglion cells and superior colliculus neurons in coculture. // Fiziol Zh.

— 2014. — Vol. 60, № 1 — P.3-10.

94.Dunker N. Colocalization of serotonin and GABA in retinal neurons of Ichthyophis kohtaoensis (amphibia; Gymnophiona). // Anat Embryol (Berl). — 1998. — Vol. 197, №1 — P.69-75.

95.Egawa K., Yamada J., Furukawa T., Yanagawa Y., Fukuda A. Cl? homeodynamics in gap junction-coupled astrocytic networks on activation of GABAergic synapses. // J Physiol. — 2013. — Vol. 591, №16 — P.3901-3917.

96.Ehrengruber M.U., Doupnik C.A., Xu Y., Garvey J., Jasek M.C., Lester H.A., Davidson N. Activation of heteromeric G protein-gated inward rectifier K+ channels overexpressed by adenovirus gene transfer inhibits the excitability of hippocampal neurons. // Proc Natl Acad Sci U S A. — 1997. — Vol. 94, №13 — P.7070-7075.

97.Enna S.J., McCarson K.E. Characterization of GABA receptors. // Curr Protoc Pharmacol. — 2013. —Vol. 63 — P.1-26.

98.Enz R. The trick of the tail: protein-protein interactions of metabotropic glutamate receptors. // Bioessays. — 2007. — Vol. 29, №1 — P.60-73.

99.Errington A.C., Cope D.W., Crunelli V. Augmentation of Tonic GABA(A) Inhibition in Absence Epilepsy: Therapeutic Value of Inverse Agonists at Extrasynaptic GABA(A) Receptors. // Adv Pharmacol Sci. — 2011. — Vol. 2011 — 1-12.

100. Errington A.C., Di Giovanni G., Crunelli V., Cope D.W. mGluR control of interneuron output regulates feedforward tonic GABAA inhibition in the visual thalamus. // J Neurosci. — 2011. — Vol. 31. №23

— P.8669-8680.

101. Errington A.C., Gibson K.M., Crunelli V., Cope D.W. Aberrant GABA(A) receptor-mediated inhibition in cortico-thalamic networks of

succinic semialdehyde dehydrogenase deficient mice. // PLoS One. — 2011. — Vol. 6, №4 — P.1-9

102. Fairfax B.P., Pitcher J.A., Scott M.G., Calver A.R., Pangalos M.N., Moss S.J., Couve A. Phosphorylation and chronic agonist treatment atypically modulate GABAB receptor cell surface stability. // J Biol Chem. — 2004. — Vol. 279, №13 — P.12565-12573.

103. Farrant M., Nusser Z. Variations on an inhibitory theme: phasic and tonic activation of GABAA receptors. // Nat Rev Neurosci. — 2005. — Vol. 6 — P.215-229

104. Federici M., Nistico R., Giustizieri M., Bernardi G., Mercuri N.B. Ethanol enhances GABAB-mediated inhibitory postsynaptic transmission on rat midbrain dopaminergic neurons by facilitating GIRK currents. // Eur J Neurosci. — 2009. — Vol. 29, № 7 — P.1369-1377.

105. Fiorentino H., Kuczewski N., Diabira D., Ferrand N., Pangalos M.N., Porcher C., Gaiarsa J.L. GABA(B) receptor activation triggers BDNF release and promotes the maturation of GABAergic synapses. // J Neurosci. — 2009. — Vol. 29, №37 — P.11650-11661.

106. Flor P.J., Battaglia G., Nicoletti F., Gasparini F., Bruno V. Neuroprotective activity of metabotropic glutamate receptor ligands. // Adv Exp Med Biol. — 2002. — Vol. 513 — P.197-223.

107. Foster J.D., Kitchen I., Bettler B., Chen Y. GABAB receptor subtypes differentially modulate synaptic inhibition in the dentate gyrus to enhance granule cell output. // Br J Pharmacol. — 2013. — Vol. 168, № 8 — P.1808-1819.

108. Francesconi A., Kumari R., Zukin R.S. Regulation of group I metabotropic glutamate receptor trafficking and signaling by the caveolar/lipid raft pathway. // J Neurosci. — 2009. — Vol. 29, №11 — P.3590-3602

109. Fritschy J.M., Panzanelli P. GABAA receptors and plasticity of inhibitory neurotransmission in the central nervous system. // Eur J Neurosci. — 2014. — Vol. 39, №11 — P.1845-1865.

110. Fritschy J.M., Sidler C., Parpan F., Gassmann M., Kaupmann K., Bettler B., Benke D. Independent maturation of the GABAB receptor subunits GABAB1 and GABAB2 during postnatal development in rodent brain. // J. Comp. Neurol. — 2004. — Vol. 477 — P.235-252.

111. From Neuron to Brain / John G. Nicholls [et al.].- Fifth Edition.-Sunderland (MA): Sinauer Associates, 2012.- 621 p.

112. Frosch M.P., Lipton S.A., Dichter M.A. Desensitization of GABA-activated currents and channels in cultured cortical neurons. // J Neurosci. — 1992. — Vol. 12. №8 — P.3042-3053.

113. Fu Y., Wu X., Lu J., Huang Z.J. Presynaptic GABA(B) Receptor Regulates Activity-Dependent Maturation and Patterning of Inhibitory Synapses through Dynamic Allocation of Synaptic Vesicles. // Front Cell Neurosci. — 2012. — Vol. 6, № 57 — P.1-20.

114. Furukawa T., Yamada J., Akita T., Matsushima Y., Yanagawa Y., Fukuda A. Roles of taurine-mediated tonic GABAA receptor activation in the radial migration of neurons in the fetal mouse cerebral cortex. // Front Cell Neurosci. — 2014. — Vol. 8, № 88 — P.1-18.

115. Gaiarsa J.L., Porcher C. Emerging neurotrophic role of GABAB receptors in neuronal circuit development. // Front Cell Neurosci. — 2013. — Vol. 7, №206 — P.1-11.

116. Gamper N., Shapiro M.S. Calmodulin mediates Ca2+-dependent modulation of M-type K+ channels. // J Gen Physiol. — 2003. — Vol. 122, №1 — P.17-31.

117. Gao X.B., Chen G., van den Pol A.N. GABA-dependent firing of glutamate-evoked action potentials at AMPA/kainate receptors in

developing hypothalamic neurons. // J Neurophysiol. — 1998. — Vol. 79, №2 — P.716-726.

118. Gentet L.J., Clements J.D. Binding site stoichiometry and the effects of phosphorylation on human alpha1 homomeric glycine receptors. // J Physiol. — 2002. — Vol. 544, №1 — P.97-106.

119. Gerber U., Gee C.E., Benquet P. Metabotropic glutamate receptors: intracellular signaling pathways. // Curr Opin Pharmacol. — 2007. — Vol. 7, №1 — P.56-61.

120. Gerrow K., Triller A.GABAA receptor subunit composition and competition at synapses are tuned by GABAB receptor activity. // Mol Cell Neurosci. — 2014. — Vol. 60 — P.97-107.

121. Gillani Q., Iqbal S., Arfa F., Khakwani S., Akbar A., Ullah A., Ali M., Iqbal F. Effect of GABAB receptor antagonist (CGP35348) on learning and memory in albino mice. // ScientificWorldJournal. — 2014. —Vol. 2014 — P.1-6.

122. Glykys J., Mody I. Activation of GABAA receptors: views from outside the synaptic cleft. // Neuron. — 2007. — Vol. 56 — P.763-770.

123. Grassi F. Cl(-)-mediated interaction between GABA and glycine currents in cultured rat hippocampal neurons. // Brain Res. — 1992. — Vol. 594, №1 — P.115-123.

124. Gubellini P., Saulle E., Centonze D., Costa C., Tropepi D., Bernardi G., Conquet F., Calabresi P. Corticostriatal LTP requires combined mGluR1 and mGluR5 activation. // Neuropharmacology. — 2003. — Vol. 44, №1 — P.8-16.

125. Gutierrez M.L., Ferreri M.C., Gravielle M.C. GABA-induced uncoupling of GABA/benzodiazepine site interactions is mediated by increased GABAA receptor internalization and associated with a change in subunit composition. // Neuroscience. — 2014. — Vol. 257 — P.119-129.

126. Gutiérrez R. The GABAergic phenotype of the «glutamatergic» granule cells of the dentate gyrus. // Prog Neurobiol. — 2003. — Vol. 71, №5 — P.337-358.

127. Haage D., Backstrom T., Johansson S. Interaction between allopregnanolone and pregnenolone sulfate in modulating GABA-mediated synaptic currents in neurons from the rat medial preoptic nucleus. // Brain Res. — 2005. — Vol. 1033, №1 — P.58-67.

128. Hajos N., Nusser Z., Rancz E.A., Freund T.F., Mody I. Cell type-and synapse-specific variability in synaptic GABAA receptor occupancy. // Eur J Neurosci, — 2000. — Vol. 12, № 3 — P.810-818.

129. Hedblom E., Kirkness E.F. A novel class of GABAA receptor subunit in tissues of the reproductive system. // J Biol Chem. — 1997. — Vol. 272, № 24 — P.15346-15350.

130. Hermans E., Challiss R.A. Structural, signalling and regulatory properties of the group I metabotropic glutamate receptors: prototypicfamily C G-protein-coupled receptors. // Biochem J. — 2001. — Vol. 359, №3 — P.465-484.

131. Hines R.M., Davies P.A., Moss S.J., Maguire J. Functional regulation of GABAA receptors in nervous system pathologies. // Curr Opin Neurobiol. — 2012. —Vol. 22, №3 — P.552-558.

132. Hlavackova V., Zabel U., Frankova D., Batz J., Hoffmann C., Prezeau L., Pin J.P., Blahos J., Lohse M.J. Sequential inter- and intrasubunit rearrangements during activation of dimeric metabotropic glutamate receptor 1. // Sci Signal. — 2012. —Vol. 5, №237 — P.59-64

133. Hnasko T.S., Chuhma N., Zhang H., Goh G.Y., Sulzer D., Palmiter R.D., Rayport S., Edwards R.H. Vesicular glutamate transport promotes dopamine storage and glutamate corelease in vivo. // Neuron. — 2010. — Vol. 65, №5 — P.643-656.

134. Hnasko T.S., Edwards R.H. Neurotransmitter corelease: mechanism and physiological role. // Annu Rev Physiol. — 2012. —Vol. 74 — P.225-243.

135. Hollnagel J.O., Maslarova A., Haq R.U., Heinemann U.O. GABAB receptor dependent modulation of sharp wave-ripple complexes in the rat hippocampus in vitro. // Neurosci Lett. — 2014. — Vol. 574 — P.15-20.

136. Holmes N.M., Parkes S.L., Killcross A.S., Westbrook R.F. The basolateral amygdala is critical for learning about neutral stimuli in the presence of danger, and the perirhinal cortex is critical in the absence of danger. // J Neurosci. — 2013. —Vol. 33, № 32 — P.13112-13125.

137. Hull C., von Gersdorff H. Fast endocytosis is inhibited by GABA-mediated chloride influx at a presynaptic terminal. // Neuron. — 2004. — Vol. 44, №3 — P.469-482.

138. Iacovelli L., Salvatore L., Capobianco L., Picascia A., Barletta E., Storto M., Mariggio S., Sallese M., Porcellini A., Nicoletti F., De Blasi A. Role of G protein-coupled receptor kinase 4 and beta-arrestin 1 in agonist-stimulated metabotropic glutamate receptor 1 internalization and activation of mitogen-activated protein kinases. // J Biol Chem. — 2003.

— Vol. 278, №14 — P.12433-12442.

139. Jensen K., Jensen M.S. Lambert J.D. Post-tetanic potentiation at GABAergic IPSCs in cultured rat hippocampal neurones. // J Physiol. — 1999. — Vol. 519 — P.71-84.

140. Jensen K., Lambert J.D. Jensen M.S. Activity-dependent depression of GABAergic IPSCs in cultured hippocampal neurons. // J Neurophysiol.

— 1999. — Vol. 82 — P.42-49

141. Jia H.G., Yamuy J., Sampogna S., Morales F.R., Chase M.H. Colocalization of gamma-aminobutyric acid and acetylcholine in neurons in the laterodorsal and pedunculopontine tegmental nuclei in the cat: a

light and electron microscopic study. // Brain Res. — 2003. — Vol. 992, № 2 — P.205-219.

142. Jo Y.H., Boue-Grabot E. Interplay between ionotropic receptors modulates inhibitory synaptic strength. // Commun Integr Biol. — 2011. — Vol. 4, №6 — P.706-709.

143. Jo Y.H., Donier E., Martinez A., Garret M., Toulme E., Boue-Grabot E. Cross-talk between P2X4 and gamma-aminobutyric acid, type A receptors determines synaptic efficacy at a central synapse. // J Biol Chem. — 2011. — Vol. 286, №22 — P.19993-20004.

144. Jo Y.H., Schlichter R. Synaptic corelease of ATP and GABA in cultured spinal neurons. // Nat Neurosci. — 1999. — Vol. 2, № 3 — P.241-245

145. Johnson M.D. Synaptic glutamate release by postnatal rat serotonergic neurons in microculture. // Neuron. — 1994. — Vol. 12 — P.433-442.

146. Johnson R.P., Fearon I.M. GABA(B) receptor activation augments TASK-1 in MAH cells and mediates autoreceptor feedback during hypoxia. // Biochem Biophys Res Commun. — 2003. — Vol. 312, №2 — P.421-425.

147. Joly C., Gomeza J., Brabet I., Curry K., Bockaert J., Pin J.P. Molecular, functional, and pharmacological characterization of the metabotropic glutamate receptor type 5 splice variants: comparison with mGluR1. // J Neurosci. — 1995. — Vol. 15, №5 — P.3970-3981.

148. Jonaidi H., Noori Z. Neuropeptide Y-induced feeding is dependent on GABAA receptors in neonatal chicks. // J Comp Physiol A Neuroethol Sens Neural Behav Physiol. — 2012. — Vol. 198, №11 — P.827-832.

149. Jonas P., Bischofberger J., Sandkuhler J. Corelease of two fast neurotransmitters at a central synapse. // Science — 1998. — Vol. 281 — P.419-424.

150. Jones C.K., Eberle E.L., Peters S.C., Monn J.A., Shannon H.E. Analgesic effects of the selective group II (mGlu2/3) metabotropic glutamate receptor agonists LY379268 and LY389795 in persistent and inflammatory pain models after acute and repeated dosing. // Neuropharmacology. — 2005. — Vol. 49, № 1 — P.206-218.

151. Kaar A., Rae M.G. Metabotropic glutamate receptor-mediated cyclic ADP ribose signalling. // Biochem Soc Trans. — 2015. — Vol. 43, №3 — P.405-409.

152. Kamikubo Y., Shimomura T., Fujita Y., Tabata T., Kashiyama T., Sakurai T., Fukurotani K., Kano M. Functional cooperation of metabotropic adenosine and glutamate receptors regulates postsynaptic plasticity in the cerebellum. // J Neurosci. — 2013. — Vol. 33, №47 — P.18661-18671.

153. Kanbara K., Mori Y., Kubota T., Watanabe M., Yanagawa Y., Otsuki Y. Expression of the GABAA receptor/chloride channel in murine spermatogenic cells. // Histol Histopathol. — 2011. — Vol. 26, № 1 — P.95-106.

154. Kaneda M., Nakamura H., Akaike N. Mechanical and enzymatic isolation of mammalian CNS neurons. // Neurosci Res. — 1988. — Vol. 5, №4 — P.299-315.

155. Kantamneni S. Cross-talk and regulation between glutamate and GABAB receptors. // Front Cell Neurosci. — 2015. — Vol. 9, №135 — P.1-7.

156. Kanumilli S., Toms N.J., Venkateswarlu K., Mellor H., Roberts P.J. Functional coupling of rat metabotropic glutamate 1a receptors to phospholipase D in CHO cells: involvement of extracellular Ca2+, protein kinase C, tyrosine kinase and Rho-A. // Neuropharmacology. — 2002. — Vol. 42, № 1 — P.1-8.

157. Karlsson U., Druzin M., Johansson S. Cl(-) concentration changes and desensitization of GABA(A) and glycine receptors. // J Gen Physiol.

— 2011. — Vol. 138, № 6 — P.609-626.

158. Karlsson U., Druzin M., Johansson S. Cl(-) concentration changes and desensitization of GABA(A) and glycine receptors. // J Gen Physiol.

— 2011. — Vol. 138, №6 — P.609-626.

159. Kato K., Nakagawa C., Murabayashi H., Oomori Y. Expression and distribution of GABA and GABAB-receptor in the rat adrenal gland. // J Anat. — 2014. —Vol. 224, №2 — P.207-215.

160. Kawaguchi S.Y., Hirano T. Signaling cascade regulating long-term potentiation of GABA(A) receptor responsiveness in cerebellar Purkinje neurons. // J Neurosci. — 2002. — Vol. 22, №10 — P.3969-3976.

161. Kay A.R., Wong R.K. Isolation of neurons suitable for patch-clamping from adult mammalian central nervous systems. // J Neurosci Methods. — 1986. — Vol. 16, №3 — P.227-238.

162. Kellenberger S., Malherbe P., Sigel E. Function of the alpha 1 beta 2 gamma 2S gamma-aminobutyric acid type A receptor is modulated by protein kinase C via multiple phosphorylation sites. // J Biol Chem. — 1992. — Vol. 267, №36 — P.25660-25663.

163. Kew J.N., Kemp J.A. Ionotropic and metabotropic glutamate receptor structure and pharmacology. // Psychopharmacology (Berl). — 2005. — Vol. 179, №1 — P.4-29.

164. Kfir A., Ohad-Giwnewer N., Jammal L., Saar D., Golomb D., Barkai E. Learning-induced modulation of the GABAB-mediated inhibitory synaptic transmission: mechanisms andfunctional significance. // J Neurophysiol. — 2014. —Vol. 111, №10 — P.2029-2038.

165. Khakh B.S., Zhou X., Sydes J., Galligan J.J., Lester H.A. State-dependent cross-inhibition between transmitter-gated cation channels. // Nature. — 2000. —Vol. 406, №6794 — P.405-410.

166. Khakh B.S., Zhou X., Sydes J., Galligan J.J., Lester H.A. State-dependent cross-inhibition between transmitter-gated cation channels. // Nature. — 2000. — Vol. 406, №6794 — P.405-410.

167. Kheifez I.A., Molodavkin G.M., Voronina T.A., Dugina Y.L., Sergeeva S.A., Epstein O.I. Involvement of the GABA-B system in the mechanism of action of ultralow-dose antibodies to S-100 protein. // Bull Exp Biol Med. — 2008. —Vol.145, № 5 — P.614-616.

168. Kim D.Y., Fenoglio K.A., Kerrigan J.F., Rho J.M. Bicarbonate contributes to GABAA receptor-mediated neuronal excitation in surgically resected human hypothalamic hamartomas. // Epilepsy Res. — 2009. — Vol. 83, № 1 — P.89-93.

169. Kim K.H., Ha J.H., Chung S.H., Kim C.T., Kim S.K., Hyun B.H., Sawada K., Fukui Y., Park I.K., Lee G.J., Kim B.K., Lee N.S., Jeong Y.G. Glutamate and GABA concentrations in the cerebellum of novel ataxic mutant Pogo mice. // J Vet Sci. — 2003. — Vol. 4, №3 — P.209-212.

170. Komatsu Y. GABAB receptors, monoamine receptors, and postsynaptic inositol trisphosphate-induced Ca2+ release are involved in the induction of long-term potentiation at visual cortical inhibitory synapses. // J Neurosci. — 1996. —Vol.16, № 20 — P.6342-6352.

171. Korogod S.M., Savtchenko L.P. Glutamatergically induced pattern of Ca2+ driving potential as a mechanism of postsynaptic plasticity. // Biophys J. — 1997. — Vol. 73, №3 — P.1655-1664.

172. Kotak V.C., Korada S., Schwartz I.R., Sanes D.H. A developmental shift from GABAergic to glycinergic transmission in the central auditory system. // J Neurosci. — 1998. — Vol. 18 — P.4646-4655.

173. Krause M., Offermanns S., Stocker M., Pedarzani P. Functional specificity of G alpha q and G alpha 11 in the cholinergic and glutamatergic modulation of potassium currents and excitability in

hippocampal neurons. // J Neurosci. — 2002. — Vol. 22, №3 — P.666-673.

174. Krishnan B., Genzer K.M., Pollandt S.W., Liu J., Gallagher J.P., Shinnick-Gallagher P. Dopamine-induced plasticity, phospholipase D (PLD) activity and cocaine-cue behavior depend on PLD-linked metabotropic glutamate receptors in amygdala. // PLoS One. — 2011. — Vol. 6, №9 — P.1-17.

175. Kubota H., Katsurabayashi S., Moorhouse A.J., Murakami N., Koga H., Akaike N. GABAB receptor transduction mechanisms, and cross-talk between protein kinases A and C, in GABAergic terminals synapsing onto neurons of the rat nucleus basalis of Meynert. // J Physiol.

— 2003. — Vol. 551, №1 — P.263-276.

176. Kulik A., Nakadate K., Nyíri G., Notomi T., Malitschek B., Bettler B., Shigemoto R. Distinct localization of GABA(B) receptors relative to synaptic sites in the rat cerebellum and ventrobasal thalamus. // Eur J Neurosci. — 2002. — Vol. 15, №2 — P.291-307.

177. Kuriyama K., Nakayasu H., Mizutani H., Narihara R., Ichida T. Cerebral GABAB receptor: proposed mechanisms of action and purification procedures. // Neurochem Res. — 1993. — Vol. 18, №4 — P.377-383.

178. Kuryshev Y.A., Naumov A.P., Avdonin P.V., Mozhayeva G.N. Evidence for involvement of a GTP-binding protein in activation of Ca2+ influx by epidermal growth factor in A431 cells: effects of fluoride and bacterial toxins. // Cell Signal. — 1993. — Vol. 5, №5 — P.555-564.

179. Kuver A., Shen H., Smith S.S. Regulation of the surface expression of a4p25 GABAA receptors by high efficacy states. // Brain Res. — 2012.

— Vol. 1463 — P.1-20.

180. Kwon S.H., Scheinost D., Lacadie C., Benjamin J., Myers E.H., Qiu M., Schneider K.C., Rothman D.L., Constable R.T., Ment L.R.

GABA, Resting-State Connectivity and the Developing Brain. // Neonatology. — 2014. — Vol. 106, № 2 — P.149-155.

181. Lang M., Moradi-Chameh H., Zahid T., Gane J., Wu C., Valiante T., Zhang L. Regulating hippocampal hyperexcitability through GABAB Receptors. // Physiol Rep. — 2014. — Vol. 2, № 4 — P.1-17

182. Lapish C.C., Kroener S., Durstewitz D., Lavin A., Seamans J.K. The ability of the mesocortical dopamine system to operate in distinct temporal modes. // Psychopharmacology (Berl). — 2007. — Vol. 191, № 3 — P.609-625.

183. Le Foll F., Soriani O., Vaudry H., Cazin L. Contribution of changes in the chloride driving force to the fading of I(GABA) in frog melanotrophs. // Am J Physiol Endocrinol Metab. — 2000. — Vol. 278, №3 — P.430-443.

184. Lee S., Hjerling-Leffler J., Zagha E., Fishell G., Rudy B. The largest group of superficial neocortical GABAergic interneurons expresses ionotropic serotonin receptors. // J Neurosci. — 2010. — Vol. 30, №50 — P.16796-16808.

185. Legendre P. The glycinergic inhibitory synapse. // Cell Mol Life Sci. — 2001. — Vol. 58, № 5-6 — P.760-793.

186. Lenz R.A., Pitler T.A., Alger B.E. High intracellular Cl-concentrations depress G-protein-modulated ionic conductances. // J Neurosci. — 1997. — Vol. 17, №16 — P.6133-6141.

187. Li W.C., Soffe S.R., Roberts A. Glutamate and acetylcholine corelease at developing synapses. // Proc Natl Acad Sci U S A. — 2004.

— Vol. 101, № 43 — P.15488-15493.

188. Li W.C., Soffe S.R., Roberts A. Glutamate and acetylcholine corelease at developing synapses. // Proc Natl Acad Sci U S A. — 2004.

— Vol.101, №43 — P.15488-15493.

189. Li Y., Wu L.J., Legendre P., Xu T.L. Asymmetric cross-inhibition between GABAA and glycine receptors in rat spinal dorsal horn neurons. // J Biol Chem. — 2003. — Vol. 278, №40 — P.38637-38645.

190. Li Y., Wu L.J., Legendre P., Xu T.L. Asymmetric cross-inhibition between GABAA and glycine receptors in rat spinal dorsal horn neurons. // J Biol Chem. — 2003. — Vol. 278, №40 — P.38637-38645.

191. Li Y., Wu L.J., Legendre P., Xu T.L. Asymmetric cross-inhibition between GABAA and glycine receptors in rat spinal dorsal horn neurons. // J Biol Chem. — 2003. — Vol. 278, №40 — P.38637-38645.

192. Li Y., Xu T.L. State-dependent cross-inhibition between anionic GABA(A) and glycine ionotropic receptors in rat hippocampal CA1 neurons. // Neuroreport. — 2002. — Vol. 13, №2 — P.223-226.

193. Li Y., Xu T.L. State-dependent cross-inhibition between anionic GABA(A) and glycine ionotropic receptors in rat hippocampal CA1 neurons. // Neuroreport. — 2002. — Vol. 13, №2 — P.223-226.

194. Li Y., Xu T.L. State-dependent cross-inhibition between anionic GABA(A) and glycine ionotropic receptors in rat hippocampal CA1 neurons. // Neuroreport. — 2002. — Vol. 13, №2 — P.223-226.

195. Lieth E., LaNoue K.F., Berkich D.A., Xu B., Ratz M., Taylor C., Hutson S.M. Nitrogen shuttling between neurons and glial cells during glutamate synthesis. // J. Neurochem. — 2001. — Vol. 76 — P.1712-1723.

196. Linn C.L. Second messenger pathways involved in up-regulation of an L-type calcium channel. // Vis Neurosci. — 2000. — Vol. 17, №3 — P.473-482.

197. Liu J., Ren Y., Li G., Liu Z.L., Liu R., Tong Y., Zhang L., Yang K. GABAB receptors resist acute desensitization in both postsynaptic and presynaptic compartments of periaqueductal gray neurons. // Neurosci Lett. — 2013. —Vol. 543 — P.146-151.

198. Liu Q.Y., Wang C.Y., Cai Z.L., Xu S.T., Liu W.X., Xiao P., Li C.H. Effects of intrahippocampal GABAB receptor antagonist treatment on the behavioral long-term potentiation and Y-maze learning performance. // Neurobiol Learn Mem. — 2014. — Vol. 114 — P.26-31.

199. Liu T., Petrof I., Sherman S.M. Modulatory effects of activation of metabotropic glutamate receptors on GABAergic circuits in the mouse cortex. // J Neurophysiol. — 2014. — Vol. 111, №11 — P.2287-2297.

200. Liu T., Petrof I., Sherman S.M. Modulatory effects of activation of metabotropic glutamate receptors on GABAergic circuits in the mouse cortex. // J Neurophysiol. — 2014. — Vol. 111, № 11 — P.2287-2297.

201. Liu Y., Huang D., Wen R., Chen X., Yi H. Glycine receptor-mediated inhibition of medial prefrontal cortical pyramidal cells. // Biochem Biophys Res Commun. — 2015. — Vol. 456, №2 — P.666-669.

202. Liu Z.L., Ma H., Xu R.X., Dai Y.W., Zhang H.T., Yao X.Q., Yang K. Potassium channels underlie postsynaptic but not presynaptic GABAB receptor-mediated inhibition on ventrolateral periaqueductal gray neurons. // Brain Res Bull. — 2012. — Vol. 88, № 5 — P.529-533.

203. Lopantsev V., Schwartzkroin P.A. GABAA-Dependent chloride influx modulates GABAB-mediated IPSPs in hippocampal pyramidal cells. // J Neurophysiol. — 1999. — Vol. 82, №3 — P. 1218-1223.

204. Lopez-Bendito G., Shigemoto R., Fairen A., Lujan R. Differential distribution of group I metabotropic glutamate receptors during rat cortical development. // Cereb Cortex. — 2002. — Vol. 12, №6 — P.625-638.

205. Lujan R., Ciruela F. GABAB receptors-associated proteins: potential drug targets in neurological disorders? // Curr Drug Targets. — 2012. — Vol. 13, №1 — P.129-144.

206. Luscher C., Jan L.Y., Stoffel M., Malenka R.C., Nicoll R.A. G protein-coupled inwardly rectifying K+ channels (GIRKs) mediate

postsynaptic but not presynaptic transmitter actions in hippocampal neurons. // Neuron. — 1997. — Vol. 19, №3 — P.687-695.

207. Machu T.K., Firestone J.A., Browning M.D. Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II and protein kinase C phosphorylate a synthetic peptide corresponding to a sequence that is specific for the gamma 2L subunit of the GABAA receptor. // J Neurochem. — 1993. — Vol. 61, №1 — P.375-377.

208. Maguire J. Stress-induced plasticity of GABAergic inhibition. // Front Cell Neurosci. — 2014. — Vol. 8, №157 — P.1-8.

209. Malenka R.C., Bear M.F. LTP and LTD: an embarrassment of riches. // Neuron. — 2004. — Vol. 44, №1 — P. 5-21.

210. Manolov S., Davidoff M. Acetylcholinesterase activity, choline acetyltransferase and GABA immunoreactivity in the ventral horn of the spinal cord of rats during chromatolysis. // Rev Neurol (Paris). — 1989. — Vol. 145, №1 — P.55-59.

211. Mapelli L., Rossi P., Nieus T., D'Angelo E. Tonic activation of GABAB receptors reduces release probability at inhibitory connections in the cerebellar glomerulus. // J Neurophysiol. — 2009. — Vol. 101 — P.3089-3099.

212. Martin L.J., Zurek A.A., MacDonald J.F., Roder J.C., Jackson M.F., Orser B.A. Alpha5 GABAA receptor activity sets the threshold for long-term potentiation and constrains hippocampus-dependent memory. // J Neurosci. — 2010. — Vol. 30 — P.5269 -5282.

213. McAllister A.K. Dynamic aspects of CNS synapse formation. // Annu Rev Neurosci. — 2007. — Vol. 30 — P.425-450.

214. McDonald B.J., Amato A., Connolly C.N., Benke D., Moss S.J., Smart T.G. Adjacent phosphorylation sites on GABAA receptor beta subunits determine regulation by cAMP-dependent protein kinase. // Nat Neurosci. — 1998. — Vol. 1, №1 — P.23-28.

215. McDonald B.J., Amato A., Connolly C.N., Benke D., Moss S.J., Smart T.G. Adjacent phosphorylation sites on GABAA receptor beta subunits determine regulation by cAMP-dependent protein kinase. // Nat Neurosci. — 1998. — Vol. 1, №1 — P.23-28.

216. McDonald B.J., Moss S.J. Conserved phosphorylation of the intracellular domains of GABA(A) receptor beta2 and beta3 subunits by cAMP-dependent protein kinase, cGMP-dependent protein kinase protein kinase C and Ca2+/calmodulin type II-dependent protein kinase. // Neuropharmacology. — 1997. — Vol. 36, №10 — P.1377-1385.

217. McDonald B.J., Moss S.J. Differential phosphorylation of intracellular domains of gamma-aminobutyric acid type A receptor subunits by calcium/calmodulin type 2-dependent protein kinase and cGMP-dependent protein kinase. // J Biol Chem. — 1994. — Vol. 269, №27 — P.18111-18117.

218. Mele M., Ribeiro L., Inacio A.R., Wieloch T., Duarte C.B. GABA(A) receptor dephosphorylation followed by internalization is coupled to neuronal death in in vitro ischemia. // Neurobiol Dis. — 2014. — Vol. 65 — P.220-232.

219. Mitchell S.J., Silver R.A. GABA spillover from single inhibitory axons suppresses low-frequency excitatory transmission at the cerebellar glomerulus. // J Neurosci. — 2000. — Vol. 20, №23 — P.8651-8658.

220. Mitchell S.J., Silver R.A. Glutamate spillover suppresses inhibition by activating presynaptic mGluRs. // Nature. — 2000. — Vol. 404, №6777 — P.498-502.

221. Molina-Rueda J.J., Pascual M.B., Pissarra J., Gallardo F. A putative role for y-aminobutyric acid (GABA) in vascular development in pine seedlings. // Planta. — 2015. — Vol. 241, №1 — P.257-267

222. Morishita W., Sastry B.R. Pharmacological characterization of pre-and postsynaptic GABAB receptors in the deep nuclei of rat cerebellar slices. // Neuroscience. — 1995. — Vol. 68, №4 — P.1127-1137.

223. Morrisett R., Mott D., Lewis D., Swartzwelder H., Wilson W. GABAB-receptor-mediated inhibition of the N-methyl-D-aspartate component of synaptic transmission in the rat hippocampus. // J Neurosci. — 1991. — Vol. 11 — P.203-209.

224. Mouginot D., Kombian S.B., Pittman Q.J. Activation of presynaptic GABAB receptors inhibits evoked IPSCs in rat magnocellular neurons in vitro. // J Neurophysiol. — 1998. — Vol. 79, №3 — P. 1508-1517.

225. Nakamura M., Sato K., Fukaya M., Araishi K., Aiba A., Kano M., Watanabe M. Signaling complex formation of phospholipase Cbeta4 with metabotropic glutamate receptor type 1alpha and 1,4,5-trisphosphate receptor at the perisynapse and endoplasmic reticulum in the mouse brain. // Eur J Neurosci. — 2004. —Vol. 20, №11 — P.2929-2944.

226. Neale S.A., Salt T.E. Modulation of GABAergic inhibition in the rat superior colliculus by a presynaptic group II metabotropic glutamate receptor. // J Physiol. — 2006. — Vol. 577, №2 — P.659-669.

227. Neuroscience / Dale Purves [et al.].- Edition: fifth.- Sunderland (MA): Sinauer Associates, 2012.- 759 p.

228. Nguyen-Legros J., Versaux-Botteri C., Savy C. Dopaminergic and GABAergic retinal cell populations in mammals. // Microsc Res Tech. — 1997. — Vol. 36, №1 — P.26-42.

229. Nishimaru H., Restrepo C.E., Ryge J., Yanagawa Y., Kiehn O: Mammalian motor neurons corelease glutamate and acetylcholine at central synapses. // Proc Natl Acad Sci USA — 2005. —Vol. 102 — P.5245-5249.

230. Niswender C.M., Conn P.J. Metabotropic glutamate receptors: physiology, pharmacology, and disease. // Annu Rev Pharmacol Toxicol.

— 2010. — Vol. 50 — P.295-322.

231. Noh J., Seal R.P., Garver J.A., Edwards R.H., Kandler K. Glutamate co-release at GABA/glycinergic synapses is crucial for the refinement of an inhibitory map. // Nat Neurosci. — 2010. — Vol. 13, №2 — P.232-238.

232. O'Brien J.A., Berger A.J. Cotransmission of GABA and glycine to brain stem motoneurons. // J Neurophysiol. — 1999. — Vol. 82 — P.1638-1641.

233. Ohishi H., Shigemoto R., Nakanishi S., Mizuno N. Distribution of the messenger RNA for a metabotropic glutamate receptor, mGluR2, in the central nervous system of the rat. // Neuroscience. — 1993. — Vol. 53, №4 — P.1009-1018.

234. Oldham M.A., Ciraulo D.A. Bright light therapy for depression: a review of its effects on chronobiology and the autonomic nervous system. // Chronobiol Int. — 2014. — Vol. 31, № 3 — P.305-319.

235. Olsen R.W., Sieghart W. GABA A receptors: subtypes provide diversity of function and pharmacology. // Neuropharmacology. — 2009.

— Vol. 56, № 1 — P.141-148.

236. Otani S., Daniel H., Takita M., Crepel F. Long-term depression induced by postsynaptic group II metabotropic glutamate receptors linked to phospholipase C and intracellular calcium rises in rat prefrontal cortex. // J Neurosci. — 2002. — Vol. 22, №9 — P.3434-3444.

237. Otmakhova N., Lisman J. Contribution of I^ and GABAB to synaptically induced afterhyperpolarizations in CA1: a brake on the NMDA response. // J Neurophysiol. — 2004. — Vol. 92 — P.2027-2039.

238. Otmakhova N.A., Lisman J.E. Contribution of Ih and GABAB to synaptically induced afterhyperpolarizations in CA1: a brake on the

NMDAresponse. // Neurophysiol. — 2004. — Vol. 92, №4 — P.2027-2039.

239. Pacey L.K., Tharmalingam S., Hampson D.R. Subchronic administration and combination metabotropic glutamate and GABAB receptor drug therapy in fragile X syndrome. // J Pharmacol Exp Ther. — 2011. — Vol. 338, №3 — P.897-905.

240. Palaiologos G., Hertz L., Schousboe A. Role of aspartate aminotransferase and mitochondrial dicarboxylate transport for release of endogenously and exogenously supplied neurotransmitter in glutamatergic neurons. // Neurochem Res. — 1989. — Vol. 14, №4 — P.359-366.

241. Pankratov Y., Lalo U. Calcium permeability of ligand-gated Ca2+ channels. // Eur J Pharmacol. — 2014. — Vol. 739 — P.60-73.

242. Papke D., Gonzalez-Gutierrez G., Grosman C. Desensitization of neurotransmitter-gated ion channels during high-frequency stimulation: a comparative study of Cys-loop, AMPA and purinergic receptors. // J Physiol. — 2011. — Vol. 589, №7 — P.1571-1585.

243. Patenaude C., Chapman C.A., Bertrand S., Congar P., Lacaille J.C. GABAB receptor- and metabotropic glutamate receptor-dependent cooperative long-term potentiation of rat hippocampal GABAA synaptic transmission. // J Physiol. — 2003. —Vol. 553, №1 — P.155-167.

244. Peever J. Control of motoneuron function and muscle tone during REM sleep, REM sleep behavior disorder and cataplexy/narcolepsy. // Arch Ital Biol. — 2011. — Vol. 149, №4 — P.454-466.

245. Pellegrini-Giampietro D.E., Gorter J.A., Bennett M.V., Zukin R.S. The GluR2 (GluR-B) hypothesis: Ca(2+)-permeable AMPA receptors in neurological disorders. // Trends Neurosci. — 1997. — Vol. 20, №10 — P.464-470.

246. Perfilova V.N., Tiurenkov I.N. GABAC receptors: structure and functions. // Eksp Klin Farmakol. — 2011. — Vol. 74, №1 — P.45-49.

247. Perroy J., Adam L., Qanbar R., Chenier S., Bouvier M. Phosphorylation-independent desensitization of GABA(B) receptor by GRK4. // EMBO J. — 2003. —Vol. 22, №15 — P.3816-3824.

248. Petralia R.S., Wang Y.X., Niedzielski A.S., Wenthold R.J. The metabotropic glutamate receptors, mGluR2 and mGluR3, show unique postsynaptic, presynaptic and glial localizations. // Neuroscience. — 1996. — Vol. 71, №4 — P.949-976.

249. Pin J.P., Comps-Agrar L., Maurel D., Monnier C., Rives M.L., Trinquet E., Kniazeff J., Rondard P., Prezeau L. G-protein-coupled receptor oligomers: two or more for what? Lessons from mGlu and GABAB receptors. // J Physiol. — 2009. — Vol. 587, №22 — P.5337-5344.

250. Pinard A., Seddik R., Bettler B. GABAB receptors: physiological functions and mechanisms of diversity. // Adv Pharmacol. — 2010. — Vol. 58 — P.231-255.

251. Piper A.S., Docherty R.J. One-way cross-desensitization between P2X purinoceptors and vanilloid receptors in adult rat dorsal root ganglion neurones. // J Physiol. — 2000. — Vol. 523, №3 — P.685-696.

252. Piper A.S., Docherty R.J. One-way cross-desensitization between P2X purinoceptors and vanilloid receptors in adult rat dorsal root ganglion neurones. // J Physiol. — 2000. — Vol. 523, №3 — P.685-696.

253. Pitt S.J., Sivilotti L.G., Beato M. High intracellular chloride slows the decay of glycinergic currents. // J Neurosci. — 2008. — Vol. 28, №45 — P.11454-11467.

254. Plested A.J., Mayer M.L. Structure and mechanism of kainate receptor modulation by anions. // Neuron. — 2007. — Vol. 53, №6 — P.829-841.

255. Poleg-Polsky A., Diamond J.S. Imperfect space clamp permits electrotonic interactions between inhibitory and excitatory synaptic conductances, distorting voltage clamp recordings. // PLoS One. — 2011.

— Vol. 6, №4 — P.1-11.

256. Porter J.T., Nieves D. Presynaptic GABAB receptors modulate thalamic excitation of inhibitory and excitatory neurons in the mouse barrel cortex. // J Neurophysiol. — 2004. — Vol. 92, №5 — P.2762-2770.

257. Prezeau L., Gomeza J., Ahern S., Mary S., Galvez T., Bockaert J., Pin J.P. Changes in the carboxyl-terminal domain of metabotropic glutamate receptor 1 by alternative splicing generatereceptors with differing agonist-independent activity. // Mol Pharmacol. — 1996. — Vol. 49, №3 — P.422-429.

258. Princivalle A.P., Pangalos M.N., Bowery N.G., Spreafico R. Distribution of GABA(B(1a)), GABA(B(1b)) and GABA(B2) receptor protein in cerebral cortex and thalamus of adult rats. // Neuroreport. — 2001. — Vol. 12, №3 — P.591-595.

259. Ramirez O.A., Vidal R.L., Tello J.A., Vargas K.J., Kindler S., Hartel S., Couve A. Dendritic assembly of heteromeric gamma-aminobutyric acid type B receptor subunits in hippocampal neurons. // J Biol Chem. — 2009. — Vol. 284, №19 — P.13077-13085.

260. Reiner A., Isacoff E.Y. Tethered ligands reveal glutamate receptor desensitization depends on subunit occupancy. // Nat Chem Biol. — 2014.

— Vol. 10, № 4 — P.273-280

261. Richman R.W., Tombler E., Lau K.K., Anantharam A., Rodriguez J., O'Bryan J.P., Diverse-Pierluissi M.A. N-type Ca2+ channels as scaffold proteins in the assembly of signaling molecules for GABAB receptor effects. // J Biol Chem. — 2004. — Vol. 279, №23 — P.24649-24658.

262. Rives M.L., Vol C., Fukazawa Y., Tinel N., Trinquet E., Ayoub M.A., Shigemoto R., Pin J.P., Prezeau L. Crosstalk between GABAB and mGlu1a receptors reveals new insight into GPCR signal integration. // EMBO J. — 2009. — Vol. 28, №15 — P.2195-2208.

263. Robbins T.W. From arousal to cognition: the integrative position of the prefrontal cortex. // Prog Brain Res. — 2000. — Vol. 126 — P.469-483.

264. Rodrigues R.J., Almeida T., de Mendonfa A., Cunha R.A. Interaction between P2X and nicotinic acetylcholine receptors in glutamate nerve terminals of the rat hippocampus. // J Mol Neurosci. — 2006. — Vol. 30, №1-2 — P.173-176.

265. Rojas A., Dingledine R. Ionotropic glutamate receptors: regulation by G-protein-coupled receptors. // Mol Pharmacol. — 2013. — Vol. 83, №4 — P.746-752.

266. Rojas A., Wetherington J., Shaw R., Serrano G., Swanger S., Dingledine R. Activation of group I metabotropic glutamate receptors potentiates heteromeric kainate receptors. // Mol Pharmacol. — 2013. — Vol. 83, №1 — P.106-121.

267. Rossi D. J., Hamann M., Attwell D. Multiple modes of GABAergic inhibition of rat cerebellar granule cells. // J. Physiol. — 2003. — Vol. 548 — P.97-110.

268. Rowley N.M., Madsen K.K., Schousboe A., Steve W.H. Glutamate and GABA synthesis, release, transport and metabolism as targets for seizure control. // Neurochem Int. — 2012. — Vol. 61, №4 — P.546-558.

269. Russier M., Kopysova I.L., Ankri N., Ferrand N., Debanne D. GABA and glycine co-release optimizes functional inhibition in rat brainstem motoneurons in vitro. // J Physiol. — 2002. — Vol. 541, №1 — P.123-137.

270. Russier M., Kopysova I.L., Ankri N., Ferrand N., Debanne D. GABA and glycine co-release optimizes functional inhibition in rat brainstem motoneurons in vitro. // J Physiol. — 2002. — Vol. 541, №1 — P.123-137.

271. Sakaba T., Neher E. Direct modulation of synaptic vesicle priming by GABABreceptor activation at a glutamatergic synapse. // Nature. — 2003. —Vol. 424 — P.775-778.

272. Samengo I.A., Scotti V., Martire M. Co-application of the GABAB receptor agonist, baclofen, and the mGlu receptor agonist, L-CCG-I, facilitates [(3)H]GABA release from rat cortical nerve endings. // J Neural Transm. — 2013. — Vol. 120, № 12 — P.1641-1649.

273. Sanders H., Berends M., Major G., Goldman M.S., Lisman J.E. NMDA and GABAB (KIR) conductances: the "perfect couple" for bistability. // J Neurosci. — 2013. — Vol. 33, №2 — P.424-429.

274. Sandler R., Smith A.D. Coexistence of GABA and glutamate in mossy fiber terminals of the primate hippocampus: an ultrastructural study. // J Comp Neurol. — 1991. — Vol. 303, №2 — P.177-192.

275. Sanes D.H., Friauf E. Development and influence of inhibition in the lateral superior olivary nucleus. // Hear Res. — 2000. — Vol. 147, №1-2 — P.46-58.

276. Schwartz N.E., Alford S. Physiological activation of presynaptic metabotropic glutamate receptors increases intracellular calcium and glutamate release. // J Neurophysiol. — 2000. — Vol. 84, №1 — P.415-427.

277. Seal R.P., Edwards R.H. Functional implications of neurotransmitter co-release: glutamate and GABA share the load. // Curr Opin Pharmacol. — 2006. — Vol. 6, № 1 — P.114-119.

278. Seal R.P., Edwards R.H. Functional implications of neurotransmitter co-release: glutamate and GABA share the load. // Curr Opin Pharmacol. — 2006. — Vol. 6, № 1 — P.114-119.

279. Searl T.J., Silinsky E.M. Cross-talk between apparently independent receptors. // J Physiol. — 1998. —Vol. 513, №3 — P.629-630.

280. Semyanov A.V. GABA-ergic inhibition in the CNS: types of GABA receptors and mechanisms of tonic GABA-mediated inhibitory action. // Neurophysiology. — 2002. — Vol. 34, №1 — P.71-80.

281. Sernagor E., Chabrol F., Bony G., Cancedda L. GABAergic control of neurite outgrowth and remodeling during development and adult neurogenesis: general rules and differences in diverse systems. // Front Cell Neurosci. — 2010. — Vol. 4, №11 — P.1-11.

282. Servitja J.M., Masgrau R., Pardo R., Sarri E., von Eichel-Streiber C., Gutkind J.S., Picatoste F. Metabotropic glutamate receptors activate phospholipase D in astrocytes through a protein kinase C-dependent and Rho-independent pathway. // Neuropharmacology. — 2003. — Vol. 44, № 2 — P.171-180.

283. Servitja J.M., Masgrau R., Pardo R., Sarri E., von Eichel-Streiber C., Gutkind J.S., Picatoste F. Metabotropic glutamate receptors activate phospholipase D in astrocytes through a protein kinase C-dependent and Rho-independent pathway. // Neuropharmacology. — 2003. — Vol. 44, №2 — P.171-180.

284. Shimajiri Y., Oonishi T., Ozaki K., Kainou K., Akama K. Genetic manipulation of the ?-aminobutyric acid (GABA) shunt in rice: overexpression of truncated glutamate decarboxylase (GAD2) and knockdown of ?-aminobutyric acid transaminase (GABA-T) lead to sustained and high levels of GABA accumulation in rice kernels. // Plant Biotechnol J. — 2013. — Vol. 11, № 5 — P.594-604.

285. Shrivastava A.N., Triller A., Sieghart W. GABA(A) Receptors: Post-Synaptic Co-Localization and Cross-Talk with Other Receptors. // Front Cell Neurosci. — 2011. — Vol. 5, №7 — P.1-12.

286. Shrivastava A.N., Triller A., Sieghart W., Sarto-Jackson I. Regulation of GABA(A) receptor dynamics by interaction with purinergic P2X(2) receptors. // J Biol Chem. — 2011. — Vol. 286, №16 — P. 14455-14468.

287. Sieghart W. Structure and pharmacology of gamma-aminobutyric acid A receptor subtypes. // Pharmacol. Rev. — 1995. — Vol. 47 — P.181-234.

288. Sieghart W. Unravelling the role of GABAA receptor subtypes in distinct neurons and behaviour. // J Physiol. — 2012. — Vol. 590, №10 — P.2181-2182.

289. Slesinger P.A., Stoffel M., Jan Y.N., Jan L.Y. Defective y-aminobutyric acid type B receptor-activated inwardly rectifying K+ currents in cerebellar granule cells isolated from weaver and Girk2 null mutant mice. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. — 1997. — Vol. 94 — P.12210-12217

290. Smith Y., Charara A., Hanson J.E., Paquet M., Levey A.I. GABA(B) and group I metabotropic glutamate receptors in the striatopallidal complex in primates. // J Anat. — 2000. — Vol. 196 — P.555-576.

291. Smith Y., Charara A., Paquet M., Kieval J.Z., Pare J.F., Hanson J.E., Hubert G.W., Kuwajima M., Levey A.I. Ionotropic and metabotropic GABA and glutamate receptors in primate basal ganglia. // J Chem Neuroanat. — 2001. — Vol. 22 — P. 13-42.

292. Sodickson D.L., Bean B.P. GABAB receptor-activated inwardly rectifying potassium current in dissociated hippocampal CA3 neurons. // J. Neurosci — 1996. — Vol. 16 — P.6374-6385.

293. Sohn J.W., Lee D., Cho H., Lim W., Shin H.S., Lee S.H., Ho W.K. Receptor-specific inhibition of GABAB-activated K+ currents by muscarinic and metabotropic glutamate receptors in immature rat hippocampus. // J Physiol. — 2007. — Vol. 580, № 2 — P.411-422.

294. Sokolova E., Nistri A., Giniatullin R. Negative cross talk between anionic GABAA and cationic P2X ionotropic receptors of rat dorsal root ganglion neurons. // J Neurosci. — 2001. — Vol. 21, №14 — P.4958-4968

295. Sokolova E., Nistri A., Giniatullin R. Negative cross talk between anionic GABAA and cationic P2X ionotropic receptors of rat dorsal root ganglion neurons. // J Neurosci. — 2001. — Vol. 21, №14 — P.4958-4968.

296. Somogyi J. Functional significance of co-localization of GABA and Glu in nerve terminals: a hypothesis. // Curr Top Med Chem. — 2006. — Vol. 6, № 10 — P.969-973.

297. Staley K.J., Mody I. Shunting of excitatory input to dentate gyrus granule cells by a depolarizing GABAA receptor-mediated postsynaptic conductance. // J Neurophysiol. — 1992. — Vol. 68, №1 — P.197-212.

298. Stepulak A., Rola R., Polberg K., Ikonomidou C. Glutamate and its receptors in cancer. // J Neural Transm. — 2014. — Vol. 121, №8 — P.933-944.

299. Succol F., Fiumelli H., Benfenati F., Cancedda L., Barberis A. Intracellular chloride concentration influences the GABAA receptor subunit composition. // Nat Commun. — 2012. — Vol.3, №738 — P.1-10

300. Suh B.C., Hille B. Recovery from muscarinic modulation of M current channels requires phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate synthesis. // Neuron. — 2002. — Vol. 35, №3 — P.507-520.

301. Sulzer D., Rayport S. Dale's principle and glutamate corelease from ventral midbrain dopamine neurons. // Amino Acids. — 2000. —Vol. 19, № 1 — P.45-52.

302. Svensson E., Proekt A., Jing J., Weiss K.R. PKC-mediated GABAergic enhancement of dopaminergic responses: implication for short-term potentiation at a dual-transmitter synapse. // J Neurophysiol. — 2014. —Vol. 112, №1 — P.22-29.

303. Swanson C.J., Bures M., Johnson M.P., Linden A.M., Monn J.A., Schoepp D.D. Metabotropic glutamate receptors as novel targets for anxiety and stress disorders. // Nat Rev Drug Discov. — 2005. — Vol. 4, №2 — P.131-144.

304. Swope S.L., Moss S.J., Raymond L.A., Huganir R.L. Regulation of ligand-gated ion channels by protein phosphorylation. // Adv Second Messenger Phosphoprotein Res. — 1999. — Vol. 33 — P.49-78.

305. Szczurowska E., Mares P. NMDA and AMPA receptors: development and status epilepticus. // Physiol Res. — 2013. — Vol. 62, №1 — P.21-38.

306. Tabata T., Kano M. GABA(B) receptor-mediated modulation of glutamate signaling in cerebellar Purkinje cells. // Cerebellum. — 2006. — Vol. 5, №2 — P.127-133.

307. Tabata T., Kano M. GABAB receptor-mediated modulation of metabotropic glutamate signaling and synaptic plasticity in central neurons. // Adv Pharmacol. — 2010. — Vol. 58 — P.149-173.

308. Tabata T., Kano M. GABAB receptor-mediated modulation of metabotropic glutamate signaling and synaptic plasticity in central neurons. // Adv Pharmacol. — 2010. — Vol. 58 — P.149-173.

309. Tao W., Higgs M.H., Spain W.J., Ransom C.B. Postsynaptic GABAB receptors enhance extrasynaptic GABAA receptor function in

dentate gyrus granule cells. // J Neurosci. — 2013. — Vol. 33, №9 — P.3738-3743.

310. Tateyama M., Kubo Y. Dual signaling is differentially activated by different active states of the metabotropic glutamate receptor 1alpha. // Proc Natl Acad Sci U S A. — 2006. — Vol. 103, № 4 — P.1124-1128.

311. Tateyama M., Kubo Y. The intra-molecular activation mechanisms of the dimeric metabotropic glutamate receptor 1 differ depending on the type of G proteins. // Neuropharmacology. — 2011. — Vol. 61, №4 — P.832-841.

312. Todd A.J. GABA and glycine in synaptic glomeruli of the rat spinal dorsal horn. // Eur J Neurosci. — 1996. — Vol. 8, №12 — P.2492-2498.

313. Todd A.J., Watt C., Spike R.C., Sieghart W. Colocalization of GABA, glycine, and their receptors at synapses in the rat spinal cord. // J Neurosci. — 1996. — Vol. 16, №3 — P.974-982.

314. Toulme E., Blais D., Leger C., Landry M., Garret M., Seguela P., Boue-Grabot E. An intracellular motif of P2X(3) receptors is required for functional cross-talk with GABA(A) receptors in nociceptive DRG neurons. // J Neurochem. — 2007. — Vol. 102, №4 — P. 1357-1368.

315. Toulme E., Blais D., Leger C., Landry M., Garret M., Seguela P., Boue-Grabot E. An intracellular motif of P2X(3) receptors is required for functional cross-talk with GABA(A) receptors in nociceptive DRG neurons. // J Neurochem. — 2007. — Vol. 102, №4 — P. 1357-1368.

316. Toulme E., Blais D., Leger C., Landry M., Garret M., Seguela P., Boue-Grabot E. An intracellular motif of P2X(3) receptors is required for functional cross-talk with GABA(A) receptors in nociceptive DRG neurons. // J Neurochem. — 2007. — Vol. 102, №4 — P. 1357-1368.

317. Trombley P.Q., Hill B.J., Horning M.S. Interactions between GABA and glycine at inhibitory amino acid receptors on rat olfactory

bulb neurons. // J Neurophysiol. — 1999. — Vol. 82, № 6 — P.3417-3422.

318. Turecek R., Schwenk J., Fritzius T., Ivankova K., Zolles G., Adelfinger L., Jacquier V., Besseyrias V., Gassmann M., Schulte U., Fakler B., Bettler B. Auxiliary GABAB receptor subunits uncouple G protein ßy subunits from effector channels to induce desensitization. // Neuron. — 2014. — Vol. 82, № 5 — P.1032-1044.

319. Tyszkiewicz J.P., Gu Z., Wang X., Cai X., Yan Z. Group II metabotropic glutamate receptors enhance NMDA receptor currents via a protein kinase C-dependent mechanism in pyramidal neurones of rat prefrontal cortex. // J Physiol. — 2004. — Vol. 554, №3 — P.765-777.

320. Uchigashima M., Fukaya M., Watanabe M., Kamiya H. Evidence against GABA release from glutamatergic mossy fiber terminals in the developing hippocampus. // J Neurosci. — 2007. — Vol. 27, №30 — P.8088-8100.

321. Uezono Y., Kaibara M., Hayashi H., Kawakami S., Enjoji A., Kanematsu T., Taniyama K. Characterization of GABAB receptor in the human colon. // J Pharmacol Sci. — 2004. — Vol. 94, № 2 — P.211-213.

322. Vaidya A., Jain S., Jain A.K., Agrawal A., Kashaw S.K., Jain S.K., Agrawal R.K. Metabotropic glutamate receptors: a review on prospectives and therapeutic aspects. // Mini Rev Med Chem. — 2013. — Vol. 13, №13 — P.1967-1981.

323. Vanhatalo S., Soinila S., Kaartinen K., Back N. Colocalization of dopamine and serotonin in the rat pituitary gland and in the nuclei innervating it. // Brain Res. — 1995. — Vol. 669, № 2 — P.275-284.

324. Vanini G., Baghdoyan H.A. Extrasynaptic GABAA receptors in rat pontine reticular formation increase wakefulness. // Sleep. — 2013. — Vol. 36, № 3 — P.337-343.

325. Vargas G., Yeh T.Y., Blumenthal D.K., Lucero M.T. Common components of patch-clamp internal recording solutions can significantly affect protein kinase A activity. // Brain Res. — 1999. — Vol. 828, №1-2

— P.169-173.

326. Vazhappilly R., Sucher N.J. Translational regulation of the N-methyl-D-aspartate receptor subunit NR1. // Neurosignals. — 2004. — Vol. 13, №4 — P.190-193.

327. Vigh B., Debreceni K., Manzano e Silva M.J. Similar localization of immunoreactive glutamate and aspartate in the pineal organ and retina of various nonmammalian vertebrates. // Acta Biol Hung. — 1995. — Vol. 46, №1 — P.99-106.

328. Vigot R., Barbieri S., Brauner-Osborne H., Turecek R., Shigemoto R., Zhang Y.P., Lujan R., Jacobson L.H., Biermann B., Fritschy J.M., Vacher C.M., Muller M., Sansig G., Guetg N., Cryan J.F., Kaupmann K., Gassmann M., Oertner T.G., Bettler B. Differential compartmentalization and distinct functions of GABAB receptor variants. // Neuron. — 2006.

— Vol. 50, № 4 — P.589-601.

329. Vigot R., Batini C. GABA(B) receptor activation of Purkinje cells in cerebellar slices. // Neurosci Res. — 1997. — Vol. 29 — P.151-160.

330. Vorobjev V.S., Sharonova I.N., Haas H.L. A simple perfusion system for patch-clamp studies. // J Neurosci Methods. — 1996. — Vol. 68, №2 — P.303-307.

331. Voulalas P.J., Holtzclaw L., Wolstenholme J., Russell J.T., Hyman S.E. Metabotropic glutamate receptors and dopamine receptors cooperate to enhance extracellular signal-regulated kinase phosphorylation in striatal neurons. // J Neurosci. — 2005. — Vol. 25, №15 — P.3763-3773.

332. Waldvogel H.J., Billinton A., White J.H., Emson P.C., Faull R.L. Comparative cel-lular distribution of GABAA and GABAB receptors in the human basal ganglia: immunohistochemical colocalization of the

alpha 1 sub-unit of the GABAA receptor, and the GABABR1 and GABABR2 receptor subunits. // J. Comp. Neurol. — 2004. — Vol. 470

— P.339-356.

333. Waldvogel H.J., Billinton A., White J.H., Emson P.C., Faull R.L. Comparative cellular distribution of GABAA and GABAB receptors in the human basal ganglia: immunohistochemical colocalization of the alpha 1 subunit of the GABAA receptor, and the GABABR1 and GABABR2 receptor subunits. // J Comp Neurol. — 2004. — Vol. 470, №4 — P.339-356.

334. Wang X.P., Cheng Z.Y., Schmid K.L. GABAB receptors are expressed in human aortic smooth muscle cells and regulate the intracellular Ca2+ concentration. // Heart Vessels. — 2014. — Vol. 2014

— P.1-8.

335. Wang Y., Neubauer F.B., Luscher H.R., Thurley K. GABAB receptor-dependent modulation of network activity in the rat prefrontal cortex in vitro. // Eur J Neurosci. — 2010. — Vol. 31, №9 — P.1582-1594.

336. Watkins J.C., Jane D.E. The glutamate story. // Br J Pharmacol. — 2006 — Vol. 147, №1 — P.100-108.

337. Wetherington J.P., Lambert N.A. GABA(B) receptor activation desensitizes postsynaptic GABA(B) and A(1) adenosine responses in rat hippocampal neurones. // J Physiol. — 2002. — Vol. 544, №2 — P.459-467.

338. Wieronska J.M., Kusek M., Tokarski K., Wabno J., Froestl W., Pilc A. The GABA B receptor agonist CGP44532 and the positive modulator GS39783 reverse some behavioural changes related to positive syndromes of psychosis in mice. // Br J Pharmacol. — 2011. —Vol. 163, №5 — P.1034-1047.

339. Willard S.S., Koochekpour S. Glutamate, glutamate receptors, and downstream ignaling pathways. // Int J Biol Sci. — 2013. — Vol. 9, №9

— P.948-959.

340. Wisden W., Seeburg P.H. Mammalian ionotropic glutamate receptors. // Curr Opin Neurobiol. — 1993. — Vol. 3, №3 — P.291-298.

341. Wlodarczyk A.I., Sylantyev S., Herd M.B., Kersante F., Lambert J.J., Rusakov D.A., Linthorst A.C., Semyanov A., Belelli D., Pavlov I., Walker M.C. GABA-independent GABAA receptor openings maintain tonic currents. // J Neurosci. — 2013. — Vol. 33, №9 — P.3905-3914

342. Wu Y., Wang H.Y., Lin C.C., Lu H.C., Cheng S.J., Chen C.C., Yang H.W., Min M.Y. GABAB receptor-mediated tonic inhibition of noradrenergic A7 neurons in the rat. // J Neurophysiol. — 2011. —Vol. 105, №6 — P.2715-2728.

343. Yasuda H., Barth A.L., Stellwagen D., Malenka R.C. A developmental switch in the signaling cascades for LTP induction. // Nat Neurosci. — 2003. — Vol.6, №1 — P.15-16.

344. Ye Z., McGee T.P., Houston C.M., Brickley S.G. The contribution of 5 subunit-containing GABAA receptors to phasic and tonic conductance changes in cerebellum, thalamus and neocortex. // Front Neural Circuits. — 2013. — Vol. 7, № 203 — P.1-8.

345. Yu Z.F., Cheng G.J., Hu B.R. Studies on desensitization of GABAB receptor coupled adenylate cyclase. // Sheng Li Xue Bao. — 1997. — Vol. 49, №1 — P.25-30.

346. Zhang D., Pan Z.H., Awobuluyi M., Lipton S.A. Structure and function of GABA(C) receptors: a comparison of native versus recombinant receptors. // Trends Pharmacol Sci. — 2001. — Vol. 22, № 3

— P.121-132.

347. Zhang H., Craciun L.C., Mirshahi T., Rohacs T., Lopes C.M., Jin T., Logothetis D.E. PIP(2) activates KCNQ channels, and its hydrolysis

underlies receptor-mediated inhibition of M currents. // Neuron. — 2003. — Vol. 37, №6 — P.963-975.

348. Zhang J., Berg D.K. Reversible inhibition of GABAA receptors by alpha7-containing nicotinic receptors on the vertebrate postsynaptic neurons. // J. Physiol. (Lond.) — 2007. — Vol. 579 — P.753-763

349. Zheng X.Y., Zhang H.L., Luo Q., Zhu J. Kainic acid-induced neurodegenerative model: potentials and limitations. // J Biomed Biotechnol. — 2011. — Vol. 2011 — P.1-10.

350. Zhou Y., Danbolt N.C. Glutamate as a neurotransmitter in the healthy brain. // J Neural Transm. — 2014. — Vol. 121, №8 — P.799-817.