Выявление и активация in vitro скрытых регенерационных потенций сетчатки глаза позвоночных животных тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.05, кандидат биологических наук Новикова, Юлия Петровна

• Новикова, Юлия Петровна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Новикова, Юлия Петровна

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Развитие глаза позвоночных животных.

2. Организация сетчатки позвоночных.

3. Организация пигментного эпителия позвоночных.

4. Регенерация сетчатки глаза. 17 4.1. Внутренние источники регенерации сетчатки.

4.1.1. Внутренний источник регенерации клеток нейральной 18 сетчатки рыб.

4.1.2. Внутренний источник регенерации клеток нейральной 24 сетчатки у бесхвостых амфибий.

4.1.3. Потенциальный внутренний источник регенерации клеток 27 нейральной сетчатки у хвостатых амфибий.

4.1.4. Клетки Мюллеровской глии, как источник регенерации 33 клеток сетчатки у позвоночных животных.

4.1.5. Способность к регенерации сетчатки у птиц и 35 млекопитающих.

5. Феномен трансдифференцировки клеток РПЭ в клетки сетчатки.

5.1 .Регенерация нейральной сетчатки из трансдифференцирующихся клеток ПЭС у тритонов.

5.2. Свойства клеток пигментного эпителия сетчатки 56 млекопитающих и его превращения в развитии и при патологии.

6. Модели культивирования тканей сетчатки и пигментного 61 эпителия глаза.

7. Использование антиоксидантов, как способ увеличения 66 жизнеспособности тканей глаза в условиях культивирования in vitro и при патологии in vivo.

8. Влияние факторов роста на регенерацию тканей глаза. 69 МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

РЕЗУЛЬТАТЫ

1. Ротационное культивирование ретинального пигментного 89 эпителия тритона.

1.1 .Морфология культивированного РПЭ.

1.2.Изучение включения БрДУ в клетки РПЭ.

1.3. Экспрессия пан-нейральных белков клетками РПЭ.

1.4. Влияние фактора роста фибробластов (РОБ) на РПЭ тритона при 94 ротационном культивировании.

2. Ротационное культивирование РПЭ взрослой крысы.

2.1. Морфология культивированного РПЭ.

2.2. Выявление клеточной гибели.

2.3. Выявление пролиферативной активности, с помощью 100 предшественника синтеза ДНК БрДУ (BrdU) в клетки РПЭ.

2.4. Экспрессия пронейральных белков клетками РПЭ.

2.5. Протекторное действие антиоксиданта SkQl на РПЭ крысы при Ю1 ротационном культивировании.

3. Ротационное культивирование нейральной сетчатки тритона.

3.1. Морфологические изменения в культивированной сетчатке.

3.2. Пролиферативная активность клеток культивированной 112 сетчатки тритона.

3.3. Экспрессия белков - маркеров специфических клеточных 114 типов.

3.4. Влияние антиоксиданта SkQl при ротационном 116 культивировании изолированной сетчатки взрослого тритона.

3.5. Изучение профиля генов, кодирующих маркерные 118 специфические и регуляторные белки, при 3D роллерном культивировании тканей глаза взрослого тритона.

4. Ротационное культивирование сетчатки крысы.

4.1. Морфологические изменения в культивированной сетчатке.

4.2. Изучение пролиферативной активности клеток культивированной сетчатки. 4.3. Экспрессия белков - маркеров специфических клеточных 129 типов.

5. Исследование пула пролиферирующих клеток в сетчатке тритона 130 после искусственной отслойки in situ.

5.1. Исследование локализации и накопления ДНК-синтезирующих 130 клеток в сетчатке тритона с использованием многократного мечения 3Н-тимидином.

5.2. Изучение пролиферирующих клеток в сетчатке тритона с 133 помощью насыщения BrdU.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

1. Эксперименты in vitro.

1.1. Ротационное культивирование РПЭ тритона и крысы.

1.2. Ротационное культивирование сетчатки тритона и крысы.

2. Эксперименты in vivo. 157 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 161 ВЫВОДЫ 165 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Выявление и активация in vitro скрытых регенерационных потенций сетчатки глаза позвоночных животных»

Многие заболевания глаза, приводящие к потере зрения, такие как пигментный ретинит, отслойка сетчатки, связанная с возрастом макулярная дегенерация сетчатки, заболевания сетчатки при диабете и глаукоме сопровождаются гибелью нейронов сетчатки. Для того чтобы научиться лечить данные заболевания необходимо, в частности, определить и найти возможности стимулировать клеточные источники для регенерации сетчатки.

У взрослых млекопитающих поврежденная сетчатка, как и другие отделы ЦНС, не регенерирует, а погибшие клетки не могут быть замещены образующимися de novo. Это связано с потерей способности клеток сетчатки взрослых млекопитающих к пролиферации и жестко стабилизированной дифференцировкой нейронов сетчатки. Однако это не означает, что эта ткань не располагает скрытыми внутренними клеточными источниками для восстановления. Последние 10 лет в мире ведется активный поиск этого ресурса, локализующегося как внутри самой сетчатки, так и вне ее, но в пределах глаза (Lamba et al., 2008).

Способность восстановления сетчатки in vivo за счет клеток ретинального пигментного эпителия (РПЭ) обнаружена у многих животных в эмбриональном и личиночном состоянии (Stroeva, Mitashov, 1983). У взрослых животных такие примеры — исключение. Наивысшей способностью к регенерации сетчатки обладает РПЭ взрослых тритонов (Stone, 1950; Hasegawa, 1965; Миташов, 1968; Keefe, 1973; Григорян, Миташов, 1979; Stroeva, Mitashov, 1983; Mitashov, 1997; Chiba, Mitashov, 2007). В основе регенерации сетчатки у этих животных лежит активно изучаемый на протяжении многих лет в нашей лаборатории процесс трансдифференцировки клеток РПЭ в нейроны и глиальные клетки сетчатки. У взрослых млекопитающих, в частности крыс, РПЭ не проявляет способности к замещению погибших клеток сетчатки ни в одной из известных моделей ее повреждения. Тем не менее, относительно недавно было показано, что у птиц и млекопитающих клетки РПЭ и пигментированный эпителий цилиарного тела в условиях in vitro также способны проявлять некоторые свойства малодифференцированных клеток-предшественников (Ahmad et al, 2000; Tropepe, 2000; Engelhardt et al., 2004, 2005; Reh, Fisher, 2006; Cicero et al., 2009). При культивировании клеток РПЭ человека также была показана экспрессия пан-нейральных маркерных белков на фоне подавления исходных характеристик РПЭ (Amemiya et al., 2004). Также известно, что в условиях отслойки сетчатки у млекопитающих происходит инициация пролиферации отдельных ее клеточных типов. Так исследование включения 3Н-тимидина в отслоенной сетчатке кошки показало возможность синтеза ДНК для всех не нейральных клетках: макроглиальных клетках Мюллера, астроцитах, микроглиальных клетках и макрофагах сетчатки, а также в эндотелиальных клетках хороида (Fisher et al., 1991).

Для выявления восстановительных способностей сетчатки низших позвоночных модель отслойки сетчатки применяется редко. В немногочисленных работах исследована сборка и слущивание фоторецепторных дисков в зависимости от аппозиции сетчатки и РПЭ у Xenopus laevis (Kaplan et al., 1990, Defoe et al., 1992; Kaplan, 1998), а также изменения глутаматэргической системы при отслойке сетчатки саламандры (Sherry, Townes-Anderson, 2000). Пролиферативной активности клеток сетчатки в условиях разобщения с РПЭ посвящена только одна работа, выполненная in vitro на тканях глаза эмбрионов шпорцевой лягушки, для решения вопроса о влиянии РПЭ на выход клеток сетчатки из пролиферативной фазы (Stiemke, Hollyfield, 1995).

В последние годы микрохирургическая отслойка сетчатки у тритонов оказалась удобной моделью in vivo для выявления обладающих потенциями к пролиферации клеток сетчатки у Urodela (Григорян и др., 1995, 1996, Grigoryan, 2007). Опыты с полной отслойкой сетчатки у тритона PI. waltl. показали, что у этих животных она остается жизнеспособной на всех сроках наблюдения (около двух месяцев). В результате Н-тимидиновой импульсной радиоавтографии на полутонких серийных срезах в разные сроки после отслойки удавалось выявить несколько типов клеток, включающих меченый предшественник синтеза ДНК. В S-фазе были обнаружены клетки ростовой зоны глаза, макро- и микроглии, а также отдельные клетки витреального ряда слоя интернейронов (Григорян, Поплинская, 1999). Поскольку число обнаруженных в этом исследовании ДНК-синтезирующих клеток было невелико, работа нуждалась в дополнительных экспериментах с применением иных маркеров синтеза ДНК и использованием длительной непрерывной доставки предшественника.

В сетчатке глаза взрослых крыс также были идентифицированы клетки, способные к пролиферации и фенотипическим модуляциям. Исследования in vivo при повреждении с помощью нейротоксинов показали, что роль потенциального источника для регенерации может принадлежать клеткам Мюллера. Они входят в пролиферативную фазу, дедифференцируются, коэкспрессируют маркерный белок прогениторных клеток - нестин, и специфический белок глиальных клеток - GFAP, а затем, в определенных условиях, белки фоторецепторов и биполяров. Последнее и стало свидетельством продукции глиальными клетками Мюллера в зрелой сетчатке немногочисленных нейронов de novo (Ooto et al., 2004; Wan et al., 2008). Было также показано, что in vitro клетки Мюллера склонны к образованию сфероидов, где экспрессируются специфический для глиальных клеток ретинальальдегид (CRALBP), связывающий белок, GFAP и нестин (Monnin et al., 2007). Несмотря на эти и другие находки в области исследования скрытых регенераторных возможностей сетчатки взрослых позвоночных и человека, эта работа еще далека от завершения. В частности, в данном аспекте не проводилось сравнение сетчаток низших и высших позвоночных, культивированных в сходных условиях in vitro.

Клеточное культивирование in vitro нейронов ЦНС, и в частности сетчатки, является сложным экспериментальным подходом (Romano, Hicks, 2007). В последнее время растет число работ, где используется органотипическое культивирование изолированной сетчатки взрослых низших (Kustermann et al., 2008) и высших позвоночных животных (Koizumi et al., 2007; Fernandez-Bueno et al., 2008; Johnson, Martin, 2008; Kaempf et al, 2008). Эти исследования выполнены с различными целями, однако ни одно не связано с изучением в сетчатке клеток, являющихся источником для ее восстановления. Ранее мы показали, что 3D органотипическое длительное культивирование позволяет не только следить за реконструкцией сетчатки, но и обнаружить популяции пролиферирующих и дедифференцированных клеток (Григорян и др., 2005). В результате возникло предположение, что при таком способе культивирования "молчащие" клетки-предшественники могут быть стимулированы к делениям, а в дальнейшем, при направленном воздействии, и развитию в нейрональном направлении. Это дало бы возможность накапливать клетки для восполнения нейронов, утраченных в результате повреждения или заболеваний сетчатки.

Для ответа на другой вопрос, а именно, почему потенции ретинального пигментного эпителия (РПЭ) к трансдифференцировке в клетки сетчатки у низших и высших позвоночных проявляются в различной степени, необходимо было получить модели in vivo-like in vitro, позволяющие культивирование РПЭ разных животных в сходных условиях. В данном исследовании мы применили разработанный ранее способ длительного ротационного органотипического 3D культивирования. Ко времени начала работы данный метод в лаборатории применялся для культивирования тканей глаза тритона (Григорян и др., 2005, Grigroryan, 2007) и никем в мире не был использован для культивирования "whole amount" РПЭ в составе задней стенки глаза и изолированной сетчатки взрослых млекопитающих. Таким образом, основным направлением данной работы стало изучение клеток — потенциальных источников для восполнения нейронов сетчатки при ее повреждении у низших и высших позвоночных.

Цели исследования.

• Выявление в сетчатке высших и низших позвоночных животных клеток, способных при повреждении сетчатки в условиях культивирования in vitro и in vivo к пролиферации и трансформации фенотипа.

• Увеличение пула потенциальных клеточных источников регенерации с помощью фактора роста фибробластов (FGF2) и митохондриального антиоксиданта (SkQl).

В работе предстояло решить следующие задачи:

• С помощью метода постоянной доставки предшественника синтеза ДНК изучить in vivo популяции клеток сетчатки тритона, способные входить в пролиферативную фазу при длительной отслойке от ретинального пигментного эпителия (РПЭ).

Разработать условия роллерного органотипического культивирования in vitro для тканей глаза высших позвоночных.

• Изучить морфологические изменения в сетчатке и РПЭ в условиях долговременного культивирования этих тканей in vitro.

• На основании иммунохимических и морфологических критериев определить локализацию и фенотипы пролиферирующих клеток сетчатки тритона и крысы при культивировании in vitro.

• Исследовать профиль экспрессии генов-маркеров дифференцировки до и после культивирования сетчатки и РПЭ тритона in vitro.

• Изучить влияние фактора роста фибробластов (FGF2) и митохондриального антиоксиданта SkQl на жизнеспособность, пролиферативную активность и изменение фенотипа клеток тканей глаза в условиях in vitro.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Новикова, Юлия Петровна

выводы

1. Разработаны условия органотипического ЗО-культивирования in vitro сетчатки и пигментного эпителия глаза взрослых низших (тритон) и высших (крыса) позвоночных животных для длительного поддержания жизнеспособности, активации пролиферации и изменений фенотипа клеток.

2. При отслойке сетчатки in vivo и при культивировании in vitro обнаружены процессы регенерации, выражающиеся в замещении погибающих клеток за счет пролиферирующих клеток ростовой зоны и мюллеровской глии, а также их последующей миграции в ядерные слои сетчатки. При добавлении антиоксиданта SkQl в среду культивирования сетчатки тритона пул малодифференцированных клеток увеличивается до 80% от общего числа клеток.

3. В сетчатке крысы in vitro происходят клеточные перемещения, пролиферация макрофагов и глиальных клеток. Клетки периферии сетчатки крысы (аналога ростовой зоны сетчатки тритона) - в пролиферативную фазу не входят. На клеточном уровне в фоторецепторах сетчатки крысы обнаружены транслокация рековерина и синтез мтДНК.

4. При сравнении процессов, происходящих в ретинальном пигментном эпителии (РПЭ) тритона и крысы in vitro, наблюдается сходство, а именно выход части клеток из слоя и изменение их фенотипа в сторону макрофагального.

5. В клетках слоя РПЭ тритона и крысы на фоне невысокой пролиферативной активности регистрируется экспрессия пронейральных маркерных белков.

6. Отличительным свойством РПЭ тритона при данном способе культивирования является способность к образованию 1-3 рядов дедифференцирующихся клеток раннего регенерата сетчатки.

7. ДНК-синтезирующая активность клеток РПЭ тритона увеличивается при добавлении в среду культивирования РСР2 или при снятии склеральной оболочки.

8. Присутствие антиоксиданта в среде культивирования РПЭ крысы не только снижает клеточную гибель, но и ингибирует трансформацию клеток РПЭ в сторону макрофагального фенотипа.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Дегенерация нейронов сетчатки позвоночных может быть вызвана различными причинами, в том числе световым повреждением, генетическими изменениями и старением организма. Все нейроны сетчатки являются терминально дифференцированными клетками, не способными войти в клеточный цикл, а поэтому они не могут быть замещены вновь образованными. Ретинальный пигментный эпителий (РПЭ) играет важнейшую роль в поддержании «здоровья» сетчатки, и в тоже время является областью патологических процессов при различных заболеваниях сетчатки, включая ретинальную дистрофию, макулярную дегенерацию и отслойку сетчатки.

В мире приложено много усилий для того, чтобы обнаружить скрытые потенции клеток сетчатки и РПЭ к их регенерации. Среди этих работ многочисленны те, где используется клеточное культивирование тканей глаза. Это заведомо ограничивает экстраполяцию получаемых результатов на системы in vivo. Использованные в работе методы длительного 3D культивирования тканей глаза "whole amount", а также модель отслойки сетчатки in vivo, позволяют максимально приблизиться к условиям глаза живого организма, но в то же время манипулировать со средой культивирования и применять на этих моделях современные технологии клеточной биологии.

Полученные в исследовании данные во многом являются новыми. При изучении пролиферативного потенциала отслоенной сетчатки тритона с помощью оригинального метода длительной и постоянной доставки предшественника синтеза ДНК (BrdU) и изучения полутонких срезов сетчатки после многократного мечения 3Н-тимидином подтверждено наличие нескольких популяций клеток, способных к входу в S-фазу: ростовая область сетчатки, глиальные клетки и предшественники во внутреннем ядерном слое. При отслойке сетчатки у тритона скорость их воспроизведения является низкой, но, по-видимому, достаточной для восстановления клеточной численности после вызванной отслойкой гибели части клеток.

Проведено 3D длительное органотипическое культивирование целой сетчатки и РПЭ, полученных из глаз позвоночных животных разных классов (тритон и крыса). Эта работа осуществлена впервые и позволила выявить скрытые, индуцированные условиями культивирования, регенерационные свойства этих тканей. С применением иммунохимических маркеров пролиферирующих клеток и клеточных фенотипов доказано участие глиальных клеток (тритон и крыса), клеток ростовой зоны и минорных популяций в ядерных слоях (тритон) и гистиоцитов (крыса) в восстановлении/реконструкции сетчатки in vitro. Для тритона понижение уровня дифференцировки названных клеточных популяций in vitro впервые подтверждено при использовании молекулярных маркеров (ENTPDase, нуклеостемин, ЬИ-тубулин). У этих животных также впервые описан способ реконструкции/регенерации сетчатки за счет клеточного замещения в ее структуре без участия РПЭ. Показана возможность усиления выявленных регенерационных ответов в сетчатке тритона с помощью антиоксиданта SkQl, предотвращающего гибель пролиферирующих и вновь образующихся дедифференцированных клеток. В изолированной сетчатке взрослой крысы обнаружены митотические деления глиальных клеток и резидентных моноцитов, а также активная транслокация тел нейронов - ответов, расцененных нами как способность к реконструкции. В целом данные свидетельствуют о том, что в сетчатке позвоночных в условиях 3D культивирования происходит активация клеток, способных к делениям и трансформации фенотипа, а также молекулярных механизмов, ответственных за процесс понижения уровня клеточной дифференцировки.

При тех же способах анализа проведено сравнительное исследование ретинального пигментного эпителия (РПЭ) в составе задней стенки глаза взрослых тритонов и крыс. Выяснено, что поведение клеток РПЭ животных с полярными возможностями для регенерации in vivo (тритон и крыса), in vitro имеет некоторые сходства. У обоих видов они обладают ДНК-синтезирующей активностью, но редко входят в митотическую фазу, а, вымещаясь, приобретают макрофагальный фенотип. Клетки в слое РПЭ удерживают исходную морфологию, но при этом часть из них экспрессирует пан-нейральные белки (NF-200, vimentin). Отличие клеток РПЭ тритона от таковых крысы выражалось в его способности формировать in vitro ряды дедифференцированных NF-200+ клеток. Об изменении дифференцировки этих клеток в сторону понижения свидетельствовала также выявленная с помощью ПЦР экспрессия гена нуклеостемина. Добавление в среду FGF2 усиливало пролиферацию и процесс дедифференцировки. В целом данные говорят о том, что РПЭ взрослых тритона и крысы сохраняет потенции к проявлению черт нейральных клеток предшественников, однако более глубокие изменения по пути ретинальной дифференцировки присущи только РПЭ тритона, где FGF2 является одним из основных регуляторов. Мы обнаружили также, что при введении в среду культивирования РПЭ крысы антиоксиданта SkQl происходит существенное снижение, как клеточной гибели, так и проявления патологических изменений РПЭ, а именно его трансформации в макрофагальный фенотип.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Новикова, Юлия Петровна, 2010 год

1. Бажин A.B., Григорян Э.Н., Тихомирова Н.К. и др. Иммунохимическое изучение локализации кальций-связывающего белка рековерина в сетчатке тритона Pleurodeles waltl // Изв. АН. Сер. биол. 2002. № 4. С. 427-436.

2. Григорян Э.Н Полная отслойка сетчатки вызывает изменения экспрессии цитокератинов в клетках пигментного эпителия сетчатки у тритонов // Изв. РАН. Сер. биол. 1995. № 4. С. 412-421.

3. Григорян Э.Н. Сетчатка позвоночных: внутренний клеточный резерв для регенерации // Онтогенез. 2003. Т. 34. № 6. С. 417-431.

4. Григорян Э.Н. Сетчатка хвостатых амфибий как модель для изучения регенерационных возможностей сетчатки других позвоночных // Онтогенез. 1996. Т.27. № 3. С. 173-185.

5. Григорян Э.Н., Антон Г.Дж. Появление и распределение белка нейрофиламентов НФ-200 в трансдифференцирующихся клетках пигментного эпителия и других клетках глаза в процессе регенерации сетчатки у тритонов // Онтогенез. 1993. Т. 24. № 4. С. 39-52.

6. Григорян Э.Н., Антон Г.Дж. Анализ экспрессии кератинов в клетках пигментного эпителия сетчатки в процессе их трансдифференцировки у тритонов // Онтогенез. 1995. Т. 26. № 4. С. 310-323.

7. Григорян Э.Н., Дольникова А.Э., Белкин В.М. Распределение фибронектина в процессе трансдифференцировки и пролиферации клеток глаза после отслойки сетчатки и удаления хрусталика у тритонов

8. Онтогенез. 1990. Т.21. № 4. С. 403-^08.

9. Григорян Э.Н., Иванова И.П., Поплинская В. А. Обнаружение новых, внутренних источников регенерации нейральной сетчатки после ее отслойки у тритонов. I. Морфологическое и количественное исследования //Известия РАН. Сер. биол. 1996. N 3. С. 319-332.

10. Григорян Э.Н., Краснов М.С., Алейникова КС., и др. Ротационное культивирование изолированной сетчатки тритона как способ получения малодифференцированных, пролиферирующих клеток in vitro //ДАН. 2005. Т. 404. № 5. С. 566-570.

11. Григорян Э.Н., Миташов В.И. Радиоавтографическое исследование пролиферации и синтеза меланина в клетках пигментного эпителия при регенерации глаза у тритонов // Онтогенез. 1979. Т. 10. № 2. С. 137-144.

12. Григорян Э.Н., Миташов В.И. Культивирование пигментного эпителия сетчатки в полости линзэктомированного глаза тритонов // Онтогенез. 1985. Т. 16. № 1. С. 34-^3.

13. Григорян Э.Н., Новикова Ю.П., Килина О.В., Филиппов П.П. Новый метод культивирования in vitro пигментного эпителия сетчатки в составе заднего сектора глаза взрослой крысы // Клеточные технологии и биологии и медицине. 2007. № 4. С. 207-215.

14. Григорян Э.Н., Поплинская В.А. Обнаружение внутренних источников регенерации нейральной сетчатки после ее отслойки у тритонов. II. Радиоавтографическое исследование // Известия РАН. 1999. №5. С. 583-591.

15. Дабагян Н.В. Регенерация сетчатки в глазах зародышей осетра // Журн. общ. биологии. 1960. Т. 21. С.48-53.

16. Дабагян Н.В. Регуляционные свойства глаз зародышей осетровых рыб // Докл. АН СССР. 1959. Т. 125. С. 938-940.

17. Дабагян Н.В., Спиридонова Т.Л., Оганесян P.O. Регенерация сетчатки у головастиков // Научн. докл. высш. школы. Биол. науки. 1969.1. Т. 50. № 4. С. 25-27.

18. Дабагян Н.В., Шерешева E.JI. Регенерация сетчатки у головастиков // Арх. анатомии, гистологии и эмбриологии. 1966. Т. 50. № 6. С. 12-19.

19. Давыдова Т.В. Ультраструктура смещенных биполяров в сетчатке черепах //Цитология. 1981. Т. 23. № 1. С. 12-15.

20. Краснов М.С., Григорян Э.Н., Ямскова В.П. Модель органотипического культивирования сетчатки вместе с тканями заднего сектора глаза тритона для изучения действия адгезивных гликопротеинов // Известия РАН. Сер. биол. 2003. № 1. С. 22-36.

21. Лопашов Г.В., Строева ОТ. Развитие глаза в свете экспериментальных исследований // М.: Изд-во. АН СССР, 1963. 205 с.

22. Митаиюв В.И. Авторадиоавтографическое исследование восстановления сетчатки у гребенчатых тритонов (Triturus cristatus) II ДАН. 1968. Т. 181. № 6. С. 1510-1513.

23. Миташов В.И. Динамика синтеза ДНК в пигментном эпителии в процессе восстановления глаза после хирургического удаления сетчатки у взрослых гребенчатых тритонов (Triturus cristatus) II Цитология. 1969а. T.l 1. № 4. С. 434^146.

24. Миташов В.И. Характеристика митотических циклов клеток пигментного эпителия и зачатка сетчатки у взрослых тритонов {Triturus cristatus, Triturus taeniatus) //Докл. АН СССР. 19696. Т. 189. №3. С.666-669.

25. Миташов В.И. Динамика синтеза ДНК в клетках пигментного эпителия взрослых тритонов при восстановлении глаза после перерезкизрительного нерва и кровеносных сосудов // Цитология. 1970а. Т. 12. № 12. С. 1521-1529.

26. Миташов В.И. Радиоавтографическое и цитофотометрическое исследование трансформации клеток пигментного эпителия в сетчатку при регенерации глаза у тритонов // Дисс. кан. биол. наук. 19706. Москва. 187 с.

27. Миташов В.И Закономерности изменений митотических циклов при клеточной трансформации и регенерации у низших позвоночных животных // Цитология. 1980. Т.22. № 4. С. 371-380.

28. Миташов В.И. Клеточные источники, регуляторные факторы и экспрессия генов при регенерации хрусталика и сетчатки у позвоночных животных // Известия РАН. Сер. биол. 1996. № 3. С. 298318.

29. Миташов В.И. Мультипотентные и стволовые клетки в развивающемся, сформированном и регенерирующем глазу позвоночных животных // Известия РАН. Сер. биол. 2001. № 6. С. 717— 727.

30. Миташов В.И, Григорян Э.Н. Радиоавтографическое исследование пролиферации клеток пигментного эпителия тритонов при трансплантации в полость безлинзового глаза // Онтогенез. 1984. Т. 15. №1. С. 49-55.

31. Миташов В.И, Кусалакос С. Молекулярные механизмы развития и дифференцировки структур глаза дрозофил и позвоночных // Онтогенез. 2001. Т. 32. С. 14-28.

32. Миташов В.И, Малиованова С Д. Пролиферативные потенции клеток пигментного и цилиарного эпителиев глаза шпорцевых лягушек в норме и при регенерации // Онтогенез. 1982. Т. 13. С. 228-234.

33. Панова И.Г., Поплинская В.А., Ершов A.B., Строева О.Г. Кинетика клеточных популяций ретинального пигментного эпителия в пре- и постнатальном развитии у крыс // Журн. общ. биологии. 1986. Т. XLVII. № 3. С. 402-410.

34. Поплинская В.А. Цитоструктура и морфогенез наружных сегментов палочек. Онтогенез. 1995. Т 26. № 1. С. 5-21.

35. Свистунов С.А., Миташов В.И. Радиоавтографическое исследование роста сетчатки у взрослых амфибий // Онтогенез. 1985. Т. 16. С. 474-482.

36. Северин С.Е., Скулачёв В.П., Ягужинский JI.C. Возможная роль карнитина в транспорте жирных кислот через митохондриальную мембрану//Биохимия. 1970. Т. 35. С. 1250-1257.

37. Сологуб A.A. Становление дифференцировки пигментного эпителия и стимуляция его метаплазии у костистых рыб // Онтогенез. 1975. Т. 6. № 1.С. 39-47.

38. Строева О.Г. Превращение пигментного эпителия в сетчатку на продвинутых стадиях эмбриогенеза крыс // Докл. АН СССР. 1962. Т. 143. С. 991-993.

39. Строева О.Г. Экспериментальное исследование морфогенетических свойств пигментного эпителия в эмбриогенезе млекопитающих//Журн. общ. биология. 1960. Т. 21. С. 113-121.

40. Строева О.Г. Морфогенез и врожденные аномалии глаза млекопитающих. 1971. М., Наука. 242 с.

41. Строева О.Г. Наследственные и экзогенные колобомы сетчатки и нормальный морфогенез глаза. I. Наследственные колобомы // Журн. Общ. Биол. 1961а. Т. 22. С. 255-264.

42. Строева О.Г. Наследственные и экзогенные колобомы сетчатки и нормальный морфогенез глаза // Журн. Общ. Биол. 19616. Т.22. С. 436- 443.

43. Строева О.Г., Миташов В.И. Дифференцировка и дедифференцировка пигментированных частей глаза позвоночных животных при метаплазии // Метаплазия тканей. 1970. Наука. М. С. 93105.

44. Школъник-Яррос Е.Г., Калинина А.В. Нейроны сетчатки. М.: Наука, 1986. 204 с.

45. Abe S., Eguchi G. An analysis of differentiative capacity of pigmented epithelial cells of adult newt iris in clonal cell culture // Develop. Growth Differ. 1977. V.19. P. 309-317.

46. Abrahan C.E., Insua M.F., Politi L.E., et al. Oxidative stress promotes proliferation of retinal glia cells in vitro II J. Neurosci. Res. 2009. V. 87. № 4. P. 964-977.

47. Acevedo M.C., Ortiz J.R. Effect of serum, fibronectin and laminin on cell morphology and growth of Xenopus laevis dorsal iris cells in vitro II J. Cell Biol. 1989. V.109. № 4. P. 324a.

48. Adler R. A model of retinal cell differentiation in the chick embryo // Prog. Ret. Eye Res. 2000. V. 19. № 5. P. 529-557.

49. Ahmad I., Jang L., Pham H. Identification of neural progenitors in the adult mammalian eye // Biochem. Biophys. Res Commu. 2000. V. 270. №2. P. 517-521.

50. Amato M., Arnaut E., Perron M. Retinal stem cells in vertebrates: parallels and divergences I I Int. J. Dev. Biol. V. 48. P. 993-1001.

51. Anndreazzoli M., Gestri G., Angeloni D., Menna E., Barsacchi G. Role of Xrxl in Xenopus eye and anterior brain development // Develoment.1999. V. 126. P. 2451-2460.

52. Amemiya K., Haruta M., Takahashi M. et al. Adult human retinal pigment epithelial cells capable of differentiating into neurons // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. V. 316. P. 1-5.

53. Araki M, Iida I, Taketani S., Watanabe K., Ohta T., Saito T. Characterization of photoreceptor cell differentiation in the rat retinal cell culture //Developmental Biology. 1987. V. 124.№ 1. P. 239-247.

54. Araki M. Regeneration of the amphibian retina: Role of tissue interaction and related signaling molecules on RPE transdifferentiation // Develop. Growth Differ. 2007. V. 49. P. 109-120.

55. Araki M. A comparative study of amphibian retinal regeneration by tissue culture technology. // In: "Strategies for Retinal Tissue Repair and Regeneration in Vertebrates: from Fish to Human". Ed. Chiba Ch. Research Singpost, India. 2008. P. 77-93.

56. Barnstable C.J. Molecular aspects of development of mammalian optic cup and formation of retinal cell types // Prog. Retina Res. 1991. V. 10. P. 45-67.

57. Arrindell E.L., McKay B.S., Jaffe G.J., Burke J.M. Modulation of potassium transport in cultured retinal pigment epithelium and retinal glial cells by serum and epidermal growth factor // Exp. Cell Res. 1992. V. 203. P. 192-197.

58. Ban Y., Rizzolo L.J. A culture model of development reveals multiple properties of RPE tight junctions // Mol Vis. 1997. № 3 P. 18-27.

59. Belecky-Adams T., CookB., Adler R. Correlations between terminal mitosis and differentiated fate of retinal precursor cells in vivo and in vitro: analysis with the "window-labeling" technique // Devel. Biol. 1996. V. 5. № 178(2). P. 304-315.

60. Belecky-Adams T., Tomarev S., Li H.s., Ploder L, Mclnners R.R., Sundin O., Adler R. Pax6, Proxl, and ChxlO homeobox gene expression correlates with phenotypic fate of retinal precursor cells // Invest.

61. Ophthalmol. Vis. Res. 1997. V. 38. P. 1293-1303.

62. Böhmer J.A., Sellhaus B., Schräge N.F. Effects of ascorbic acid on retinal pigment epithelial cells // Curr. Eye Res. 2001. V. 23. № 3. P. 206214.

63. Bornier G., Panitz F., Zhou X., et al. Expended retina territory by midbrain transformation upon overexpression of Six6 (Optx2) in Xenopus embryos // Mech. Dev. 2000. V. 93. P. 59-69.

64. Borsani G., DeCrandi A., Billabio A. et al. EYA4, a novel vertebrate gene related to Drosophila eyes absent II Hum. Mol. Genet. 1999. V. 8. P. 11-23.

65. Bovollenta P., Mallamac Puelles L., Boncinelli E. Expression pattern of Six 3, a member af six/sine oculis family of transcription factors // Mech. Dev. 1997. V. 70. P. 201-203.

66. Braekevelt C.R. Fine structure of the retinal epithelium and tapetum lucidum in the giant danio (danio malabaricus) (teleost). Anat. Embryol. (Berl.). 1980. V. 158 № 3. P. 317-28.

67. Braisted J.E., Essman T.F., Raymond P.A. Selective regeneration of photoreceptors in goldfish retina // J. Compar. Neurol. 1994. V. 120. P. 2409-2419.

68. Bringmann A., Pannicke T., Grosche J., Francke M. et al. Müller cells in the healthy and diseased retina // Prog. Retin. Eye Res. 2006. V. 25. № 4. P. 397-424.

69. Brown N.L., Kznekar S., Vetter M.L. et al. Math5 encodes a murine basic helix-loop-helix transcription factor expressed during early stages of retinal neurogenesis // Development. 1998. V. 125. P. 4821-4833.

70. Bryan J.A., Campochiaro P.A. A retinal pigment epithelial cell-derived growth factors // Arch. Ophthalmol. 1986. V. 104. P. 422-425.

71. Bugra K., Jacquemin E., Ortiz J.R., Jeanny J.C., Hicks D. Analysis of opsin mRNA and protein expression in adult and regenerating newt retina by immunology and hybridization // J. Neurocytol. 1992. V. 21. P. 171-183.176

72. Burke J.M., Hjelmeland L.M. Mosaicism of the retinal pigment epithelium: seeing the small picture // Mol. Interv. 2005. V. 5. № 4. P. 241249.

73. Burke J.M., Twining S.S. Vitreous macrophage elicitation: generation of stimulants for pigment epithelium in vitro II Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1987. V. 28. № 7. P. 1100-7.

74. Cameron D.A. Cellular proliferation and neurogenesis in the injured retina of adult zebrafish // Vis. Neurosci. 2000. V. 17. № 5 P. 789-797.

75. Campochiaro P.A., Hackett S.F., Conway B.P. Retinoic acid promotes density-dependent growth arrest in human retinal pigment epithelial cells // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1991. V. 32. P. 65-72.

76. Campociaro P., Hackett S.F., Vinores S.A. et al. Platelet-derived growth factor is an autocrine growth stimulator in retinal pigmented epithelial cells // J. Cell Sci. 1994. V. 107. P. 2459-2469.

77. Campochiaro P.A., Sugg R., Grotendorst G., Hielmeland L.V. Retinal pigment epithelial cells produce PDGF-like proteins and secrete them into their media // Exp. Eye Res. 1989. V. 49. P. 217-227.

78. Casarosa S., Adreazzoli M., Simeone M., Barsacchi G. Xrx-1, a novel Xenopus homebook gene expressed during eye and pineal gland development //Mech. Dev. 1997. V. 61. P. 187-198.

79. Caubit X., Thangarajah R., Theil T. et al. Mouse Dac, a novel nuclear factor with gomology to Drosophila dachshund shows a dynamicexpression in the neural crest, the eye, the neocortex, and the limb bud // Dev. Dyn. 1999. V. 214. P. 66-80.

80. Cepko C.L. Retinal cell fate determination. // Progress Ret. Res. 1993. V.12. P. 1-12.

81. Cepko C.L. The roles of intiristic and extrinsic cues and bHLH genes in the determination of retinal cell fates // Curr. Opin. Neurobiol. 1999. V. 9. P. 37-46.

82. Cepko C. L., Austin C.P., Yang X. et al. Cell fate determination in the vertebrate retina // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. P. 589-595.

83. Chang M.-L., Wu C.-H., Jiang-Shieh Y.-F., et al. Reactive changes of retinal astrocytes and Muller glial cells in kainite-induced neuroexcitotoxicity // J. Anat. 2007. V. 210. P. 54-65.

84. Chen S., Samuel W., Fariss R.N. et al. Differentiation of human retinal pigment epithelial cells into neuronal phenotype by N-(4-hydroxyphenyl) retinamide // J. Neurochem. 2003. V. 84. P. 972-981.

85. Chiba C., Hoshino A., Nakamura K. et al. Visual cycle protein RPE65 persists in new retinal cells during retinal regeneration of adult newt // J. Comp. Neurol. 2006. V. 495. № 4. P. 391-407.

86. Cho S.H., Cepko C.L. Wnt2b/beta-catenin-mediated canonical Wnt signaling determines the peripheral fates of the chick eye. Development. 2006. V. 133. P. 3167-3177.

87. Cicero S.A., Johnson D., Reyntjens S., et al. Cells previously identified as retinal stem cells are pigmented ciliary epithelial cells // PNAS. 2009. V. 106. № 16. P. 6685-6690.

88. Close J.L., Liu J., Gumuscu B., Reh T.A. Epidermal growth factor receptor expression regulates proliferation in the postnatal rat retina//Glia.2006. V. 54. №2. P. 94-104.

89. Coulombre J.L., Coulombre A.J. Regeneration of neural retina from pigmented epithelium in the chick embryo // Devel. Biol. 1965. V. 12. P. 7992.

90. Coulombre J.L., Coulombre A.J. Influence of mouse neural retina on regeneration of chick neural retina from chick embryonic pigmented epithelium//Nature. 1970. V. 228. P. 559-560.

91. Crawford B. Some factors controlling cell polarity in chick retinal pigment epithelium cells in clonal culture // Tissue and Cell. 1983. V. 15. P. 993-1005.

92. Das A.V., Mallya K.B., Zhao X, Ahmad F., Bhattacharya S., Thoreson W.B., Hegde G. V., Ahmad I. Neural stem cell properties of Muller glia in the mammalian retina: regulation by Notch and Wnt signaling. // Dev Biol. 2006. V. 299. № 1. P. 283-302.

93. Davis R. J., Shen W., Heanue T.A., Mardon G. Mouse Dach, a homologue of Drosophila dachshund, is expressed in the developing retina, brain, and limbs // Development, Genes, Evolution. 1999. V. 209. P. 526536.

94. Del Rio-Tsonis K., Jung J.S., Chiu I.M., Tsonis P.A. Conservation of fibroblast growth factor function in lens regeneration // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 13701-13706.

95. Del Rio-Tsonis K., Tsonis P.A. Eye regeneration at the molecular age // Dev. Dyn. 2003. V. 226. P. 211-224.

96. Dickson D.H., Hollenberg M.J. The fine structure of the pigmented epithelium and photoreceptor cells of the newt, Triturus viridescens dorsalis

97. Rafinesque) // J. Morphol. 1971. V. 135. P. 389-432.

98. Duncan K.G., Bailey K.R., Kane J.P., Schwartz D.M. Human retinal pigment epithelial cells express scavenger receptors BI and BI // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. V. 292. № 4. P. 1017-1022.

99. Duncan M.K., Kos L., Jenkins N.A., Gilbert D.J., Copeland N.G., Tomarev S.I. Eyes absent: A gene family found in several metazoan phyla // Mammalian Genome. 1997. V. 8. P. 479-485.

100. Eguchi G. Transdifferentiation in pigmented epithelial cells of vertebrate eyes in vitro // In: Mechanisms of cell change. 1979. Ebert J.D., Okada T.S. (eds.). Wiley, New York. P. 273-291.

101. Eguchi G. Lens transdifferentiation in the vertebrate retinal pigmented epithelial cells // Prog. Ret. Res. 1993. V. 12. P. 205-230.

102. Engelhardt M., Bogdahn U., Aigner L. Adult retinal pigment epithelium cells express neural progenitor properties and the neuronal precursor protein doublecorti II Brain Res. 2005. V. 1040. P. 98-111.

103. Engelhardt M., Wachs F.P., Couillard-Despres S., Aigner L. The neurogenic competence of progenitors from the postnatal rat retina in vitro II Exp. Eye Res. 2004. V.78. № 5. P. 1025-1036.

104. Eppig J. Jr. , Dumont J. W. Cytochemical localization of tyrosinase activity in pigmented epithelial cells of Rana pipiens and Xenopus laevis larvae // J. Ultrastruct. Res. 1972. V. 39. № 3. P. 397-410.

105. Ezzeddine Z.D., Yang X, DeChiara T. et al. Postmitotic cells fated to become rod photoreceptors can be respecified by CNTF treatment of the retina//Development. 1997. V. 124. P. 1055-1067.

106. Faillace M.P., Julian D., Korenbrot J.I. Mitotic activation of proliferative cells in the inner nuclear layer of the mature fish retina:regulatory signals and molecular markers // J. Compar. Neurol. 2002. V. 451. P. 127-141.

107. Fan Y., Bergmann A. Apoptosis induced compensatory proliferation. The cell is dead. Long live the cell. // Trends Cell Biol. 2008. V. 18. № 10. P. 467-473.

108. Feigenspan A., Bormann J'., Wassle H. Organotypic slice culture of the mammalian retina // Visual Neurosci. 1993. V.10. P.203-217.

109. Fernandez-Bueno I., Pastor J.C., Gayoso M.J., et al. Müller and macrophage-like cell interactions in an organotypic culture of porcine neuroretina//Mol. Vis. 2008. V.14. P. 2148-2156.

110. Flannery J.G., O'Day W., Pfeffer B.A., Horwitz J., Bok D. Uptake, processing and release of retinoids by cultured human retinal pigment epithelium // Exp. Eye Res. 1990. V. 51. P. 717-728.

111. Finlay D., Wilkinson G., Kypta R., De Curtis I., Reichardt L. Retinal cultures. //Methods Cell Biol. 1996. V. 51. P. 265-83.

112. Fischer A.J., Reh T.A. Müller glia is a potential source of neural regeneration in the postnatal chicken retina // Nature Neurosci. 2001. V. 4. P. 247-252.

113. Fisher A. J., Reh T.A. Identification of a proliferating marginal zone of retinal progenitors in the postnatal chicken // Devel. Biol. 2000. V. 220. P. 197-210.

114. Fischer A.J., Reh T.A. Potential of Müller glia to become neurogenic retinal progenitor cells // Glia. 2003. V. 43. № 1. P. 70-76.

115. Fischer A.J., Reh T.A. Muller glia are a potential source of neural regeneration in the postnatal chicken retina // Nature neuroscience. 2001a. V. 4. P. 247-252.

116. Fischer A.J., Reh T.A. Transdifferentiation of pigmented epithelial cells: a source of retinal stem cells? // Dev. Neurosci. 2001b. V. 23. P. 268276.

117. Fisher S.K., Erickson P.A., Lewis G.P., Anderson D.H. Intraretinalproliferation induced by retinal detachment // Invest. Ophthal. Vis. Sei. 1991. V. 32. №6. P. 1739-1748.

118. Fisher S.K., Lewis G.P., Linberg K.A., Verardo M.R. Cellular remodeling in mammalian retina: results from studies of experimental retinal detachment // Prog. Retin. Eye Res. 2005. V. 24. № 3. P. 395-431.

119. Fischer A.J., Scott M.A., Tuten W. Mitogen-activated protein kinase-signaling stimulates Müller glia to proliferate in acutely damaged chicken retina// Glia. 2009. V.57. № 2. P. 166-181.

120. Foreman D.M., Pancholi S., Jarvis-Evans J., McLeod D., Boulton M.E. A simple organ culture model for assessing the effects of growth factors on corneal re-epithelialization. // Exp. Eye Res. 1996. V. 62. № 5. P. 555-64.

121. Freund C., Horsford D.J., Mclnnes R.R. Transcription factor genes and the developing eye: a genetic perspective. // Human Molecul. Genet. 1996. V. 5. P. 1471-1488.

122. Fuhrmann S., Levine E.M., Reh T.A. Extraocular mesenchyme patterns the optic vesicle during early eye development in the embryonic chick. Development. 2000. V. 127. P. 4599-4609.

123. Gaur V., Liu Y., Turner J. RPE conditioned medium stimulates photoreceptor cell survival, neurite outgrowth and differentiation in vitro // Exp. Eye Res. 1992. V. 54. P. 645-639.

124. Gay C.G., Winkles J. A. Heparin-binding growth factor-1 stimulation of human endothelial cells induces platelet-derived growth factor A-chain gene expression // J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 3284-3292.

125. Germer A., Kuhnel K., Grosche J.,et al. Development of the neonatal rabbit retina in organ culture. 1. Comparison with histogenesis in vivo, and effect of a gliotoxin (alfa-aminoadipic acid) // Anat. Embryol. (Berl). 1997. V.196. № 1. P. 67-79.

126. Goodwin T.J., Jessup J.M., Wolf D.A. Morphologic differentiation of colon carcinoma cell lines HT-29 and HT-29KM in rotating-wall vessels.// In Vitro Cell Dev Biol. 1992. V. 28. P. 47-60.

127. Grigoryan E.N., Mitashov V.I., Anton H.J. Microgravity effects on neural retina regeneration in the newt // Advan. Space Res. 1998. V. 22. № 2. P. 293-301.

128. Grigorian E.N., Novikova Yu.P., Kilina O.V., Philippov P.P. The novel antioxidant SkQl as an effective protector of rat eye tissues cultured organotypically in vitro II Submitted. 2009.

129. Hadlock T., Sundback C., Koka R., Hunter D., Cheney M., Vacanti J. A novel, biodegradable polymer conduit delivers neurotrophins and promotes nerve regeneration // Laryngoscope. 1999. V. 109. № 9. P. 1412-6.

130. Hale I.L., Fisher S.K., Matsumoto B. Effects of retinal detachment on rod disc membrane assemble in cultured frog retinas. // Invest. Opthalmol. Vis. Sci. 1991. V. 32. № 11. P. 2873-2881.

131. Halfter W, Deiss S. Axonal pathfinding in organ-cultured embryonic avian retinae // Dev. Biol. 1986. V. 114. № 2. P. 296-310.

132. Hammond T.G., Hammond J.M. Optimized suspension culture: the rotating-wall vessel.//Am. J. Physiol. Renal Physiol. 2001. V. 281. № 1. P. 12-25.

133. Harris W.A. Cellular diversification in the vertebrate retina // Curr. Opin. Gen. Devel. 1997. V. 7. № 5. P. 651-658.

134. Harris W.A., Perron M. Molecular recapitulation: the growth of the vertebrate retina // Int. J. Devel. Biol. 1998. V. 42. P. 299-304.

135. Hay E.D., Dodson J.W. Secretion of collagen by corneal epithelium. I. Morphology of the collagenous products produced by isolated epithelia grown on frozen-killed lens.// J Cell Biol. 1973 V.57. № 1. P. 190213.

136. Hayashi T., Mizuno N., Ueda Y, Okamoto M., Kondoh H. FGF2triggers iris-derived lens regeneration in newt eye // Mechan. Develop. 2004. V. 121. №6. P. 519-526

137. Hayes S., Nelson B.R., Buckingham B., Reh T.A. Notch signaling regulates regeneration in the avian retina.// Dev Biol. 2007. V. 312. № l.P. 300-11.

138. Hasegawa M. Restitution of the eye after removal of the retina and lens in the newt Triturus pyrrhogaster I I Embryologia. 1958. V. 4. № l.P. 1— 32.

139. Hasegawa M. Restitution of the eye from iris after removal of the retina and lens together with the eye coats in the newt Triturus pyrrhogaster //Embryologia. 1965. V. 8. P. 362-386.

140. Hendrickson A.E. Regeneration of the retina in the newt (Diemictylus v. viridescens). An electron microscope study // University microfilm Inc. University of Washington. Ph.D. Thesis. 1964. P. 1-254.

141. Hendrickson A. E. Landolt's club in the amphibian retina: a Golgi and electron microscope study // Invest. Ophthalm. 1966. V. 5. № 5. P. 484496.

142. Hirsch N., Harris W.A. Xenopus Pax6 and retinal development // J. Neurobiol. 1997. V. 32. P. 45-61.

143. Hitchcock P.F., Raymond P.A. Retinal regeneration // Trends Neurosci. 1992. V. 15. P. 103-108.

144. Hoff A., Hammerle H., Schlosshauer B. Organotypic culture system of chicken retina // Brain Res Brain Res Protoc. 1999. V. 4. № 3. P. 237-48.

145. Holt C.E., Bertsch T.W., Ellis H.M., Harris W.A. Cellular determination in the Xenopus retina is independent of leneage and birth date //Neuron. 1988. V.l. P. 15-26.

146. Iandiev I., Uckermann O., Pannicke T., Wurm A., Tenckhojf S., Pietsch U.C., Reichenbach A., Wiedemann P., Bringmann A., Uhlmann S. Glial cell reactivity in a porcine model of retinal detachment. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2006. V. 47. № 5. p. 2161-71.

147. Ikeda U., Ikeda M, Oguchi A. et al. Interleukin 6 stimulates growth of vascular smooth muscle cells in a PDGF-dependent mariner // Am. J. Physiol. 1991. V. 260. P. 1713-1717.

148. Ikegami Y., Mitsuda S., Araki M. Neural cell differentiation from retinal pigment eoithelial cells of the newt: an organ culture model for the urodele retinal regeneration // J. Neurobiol. 2002. V. 50. P. 209-220

149. Ingber D.E., Folkman J. How does extracellular matrix control capillary morphogenesis? // Cell. 1989. V. 58. № 5. P. 803-5.

150. Jasoni C.L., Walkar M.B., Reh T.A. A chicken achaete-scute homolog (CASH-1) is expressed in a temporally and spatially discrete manner in the developing nervous system // Development. 1994. V. 120. P. 769-783.

151. Jaworowski A., Fang Z., Khong T.F., Augusteyn R.C. Protein synthesis and secretion by cultured retinal pigment epithelia // Biochim Biophys Acta. 1995. V. 1245. № 1. P. 121-9.

152. Jean D., Ewan K, Gruss P. Molecular regulators involved in vertebrate eye development. // Mech. Dev. 1998. V. 76. P. 3-18.

153. Johns P.R. Formation of photoreceptors in larval and adult goldfish // J. Neurosci. 1982. V. 2. P. 178-198.

154. Johns P.R. Growth of the adult goldfish eye. III. Source of the new retinal cells // J. Compar. Neurol. 1977.V. 176. P. 348-358.

155. Johnson T.V., Martin K.R. Development and characterization of an adult retinal explant organotypic tissue culture system as an in vitro intraocular stem cell transplantation model // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2008. V. 49. № 8. P.3503-3512.

156. Julian D., Ennis K, Korenbrot J.I. Birth and fate of proliferative cells in the inner nuclear layer of the mature fish retina // J. Compar. Neurol. 1998. V. 394. P. 271-282.

157. Justilien V., Pang J.J., Renganathan K, Zhan X., Crabb J.W., Kim S.R., Sparrow JR., Hauswirth W. W., Lewin A.S. SOD2 knockdown mousemodel of early AMD // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2007. V. 48. № 10. P. 4407-20.

158. Kaplan M.W. Exposure of rod outer segments to serum is not responsible for abnormal disk membrane morphogenesis in a model of retinal detachment // Curr. Eye Res. 1998. V. 17. № 8. P. 793-797.

159. Kaplan M. W., Iwata R.T., Sterrett C.B. Retinal detachment prevents normal assembly of disk membranes in vitro II Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1990. V. 31. N l.P. 1-8.

160. Kawakami K, Ohto H., Takizawa T., Saito T. Identification and expression of Six family genes in mouse retina // FEBS Lett. 1996. V. 393. P. 259-263.

161. Keefe J.R. An analysis of urodelian retinal regeneration (I, II, III, IV) II J. Compar. Neurol. 1973. V. 184. P. 185-257.

162. Keefe J.R. The fine structure of the retina in the newt Triturus viridescens III Exp. Zool. 1971. V. 177. № 3. P. 263-294.

163. Kelley M.W., Turner J.K, Reh T.A. Ligands of steroid/thyroid receptors induce cone photoreceptors in vertebrate retina // Development. 1995. V. 121. № 11. P. 3777-85.

164. Klein L.R., MacLeish P.R., Weisel T.N. Immunolabeling by a newt retinal pigment epithelium antibody during retinal development and regeneration//J. Comp. Neurol. 1990. V. 293. P. 331-339.

165. Knight J.K., Raymond P.A. Retinal pigment epithelium does not transdifferentiate in adult goldfish // J. Neurobiol. 1995. V. 27. № 4. P. 447456.

166. Koizumi A., Zeck G., Ben Y., et al. Organotypic culture of physiologically functional adult mammalian retinas II PLoS ONE. 2007. V. 2. №2. P. e221.

167. Komeima K, Rogers B.S., Lu L., Campochiaro P.A. Antioxidants reduce cone cell death in a model of retinitis pigmentosa II Proc Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 130. № 30. P. 11300-5.

168. Komeima K., Rogers B.S., Campochiaro P.A. Antioxidants slow photoreceptor cell death in mouse models of retinitis pigmentosa // J Cell Physiol. 2007. V. 213. № 3. P. 809-15.

169. Korte G.E., Perlman J.I., Pollack A. Regeneration of mammalian retinal pigment epithelium // Internat. Rev. Cytol. 1994. V.152. P.223-263.

170. Korte G.E., Chandra-Wanderman M. Distribution of Na+, K+-ATPase in regenerating retinal pigment epithelium in the rabbit. A study by electron microscopic cytochemistry // Exp. Eye Res. 1993. P. 219-229.

171. Kosaka M., Kodama R., Eguchi G. In vitro culture system for iris-pigmented epithelial cells for molecular analysis of transdifferentiation // Exp Cell Res. 1998. V. 245. № 2. P. 245-51.

172. Koznick Z, Pfeffer P., Kralova J. et al. Molecular cloning and expression of the human and mouse homologues of the Drosophila dachshund gene II Dev. Gene Evol. 1999. V. 209. P. 537-545.

173. Kubota R., Hokoc J.N., Moshiri A. et al. A comparative study of neurogenesis in the retinal ciliary marginal zone of homeothermic vertebrates //Devel. Brain Res. 2002. V. 134. № 1-2. P. 31-41.

174. Kurz-Isler G., Wolburg H. Morphological study on the regeneration of the retina in the rainbow trout after oubain-induced damage: evidence for dedifferentiation of photoreceptors // Cell Tissue Res. 1982. V.225. P. 165178.

175. Kustermann S., Schmid S., Biehlmaier O., Kohler K. Survival, excitability, and transfection of retinal neurons in an organotypic culture of mature zebrafish retina // Cell Tissue Res. 2008. V. 332. № 2. P. 195-209.

176. Lamba B, Karl M., Reh T. Neural regeneration and cell replacement: A view from the eye. //Cell stem cells. 2008. № 2. P. 538-547.

177. Landolt E. Beitrage zur anatomie der retina von frosh, salamander undtriton//Arch. mikr. anat. 1871. Bd. 7. S. 81-88.

178. Lassen N., Black W.J., Estey T., Vasiliou V. The role of corneal crystallins in the cellular defense mechanisms against oxidative stress //

179. Semin Cell Dev Biol. 2008. V. 19. № 2. P. 100-12.

180. Layer P.G., Willbold E. Histogenesis of the avian retina in reaggregation culture: from dissociated cells to laminar neuronal networks.// Int. Rev. Cytol. 1993. V. 146. P. 1-47.

181. Leschey K.H., Hackett S.F., Singer J.H., Campochiaro P.A. Growth factor responsiveness of human retinal pigment epithelial cells // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1990. V. 31. P. 839-846.

182. Levine R.L. La regenerescence de la retina chez Xenopus laevis II Rev. Can. Biol. 1981. V. 40. P. 19-27.

183. Leure-duPree A. Ultrastructure of the pigment epithelium in the domestic sheep // Amer. J. Ophthalmol. 1968. V. 65. P. 383-398.

184. Lewis G.P., Fisher S.K. Up-regulation of glial fibrillary acidic protein in response to retinal injury: its potential role in glial remodeling and a comparison to vimentin expression // Int. Rev. Cytol. 2003. V. 230. P. 263290.

185. Li T., Wu S.M., Lam D.M.K., Watt C.B. Localization of classical neurotransmitters in interneurons of the larval tiger salamander retina // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1990. V. 31. № 2. P. 262-271.

186. Liberman E.A., Topaly V.P., Tsofina L.M., Jasaitis A.A., Skulachev V.P. Mechanism of coupling of oxidative phosphorylation and the membrane potential of mitochondria//Nature. 1969. V. 222. P. 1076-8.

187. Liljekvist-Larsson I., Torngren M., Abrahamson M., Johansson K. Growth of the postnatal rat retina in vitro: Quantitative RT-PCR analyses of mRNA expression for photoreceptor proteins // Mol. Vision. 2003. V. 9. P. 657-664.

188. Liu L., Cheng S.H., Jiang L.Z., Hansmann G., Layer P.G. Thepigmented epithelium sustains cell growth and tissue differentiation of chicken retinal explants in vitro // Exp. Eye Res. 1988. V. 46. № 5. P. 80112.

189. Liu H., Xu S., Wang Y., Mazerolle C., Thurig S., Coles B.L., Ren J.C., Taketo M.M., van der Kooy D, Wallace VA. Ciliary margin transdifferentiation from neural retina is controlled by canonical Wnt signaling // Dev. Biol. 2007. V. 308. P. 54-67.

190. Lu L., Garcia C.A., Mikos A.G. Retinal pigment epithelium cell culture on thin biodegradable poly(DL-lactic-co-glycolic acid) films // J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 1998 V. 9. № 11. P. 1187-205.

191. Lombardo F. Course and localization of mitoses during regeneration of the retina in an adult teleost // Atti. Acad. Naz. Linzei-Rendi-conti Sci. Fis. Mat. etNat. 1972. V .53. P. 323-327.

192. Loosli F., Koster R.W., Carl N., Krone A., Wittbrodt J. Six3, a medaka homologue of Drosophila homeobox gene sine oculis in expressed in the anterior embrionic shield and the developing eye // Mech. Dev. 1998. V. 74. P. 159-164.

193. Lopashov G.V., Sologub A.A. Artificial metaplasia of pigmented epithelium into retina in tadpoles and adult frogs// J. Embryol. Exp. Morphol. 1972. V. 28. P. 521-547.

194. Machemer R., Kroll A.J. Experimental retinal detachment in the owl monkey. VII. Photoreceptor protein renewal in normal and detached retina.// // J. Embryol. Exp. Morphol. 1971. V. 71. P. 690.

195. Maier W., Wolburg H. Regeneration of the goldfish retina after exposure to different doses of ouabain // Cell Tissue Res. 1979. V. 202. P. 99-118.

196. Mack A.F., Fernald R.D. Thin slices of teleost retina continue to grow in culture. // J Neurosci. Methods. 1991. V. 36. №2-3. P. 195-202.

197. Mandelcorn M.S., Machemer R., Fineberg E., Hersch S.B. Proliferation and metaplasia of intravitreal retinal pigment epithelium cellautotransplants // Am. J. Ophthalmol. 1975. V. 80. № 2. P. 227-237.

198. Marshall J., Ansell P.L. Membranous inclusions in the retinal pigment epithelium phagosomes and myeloid bodies // J. Anat. 1971. V. 1110. P. 91-104.

199. Martinez-Morales JR., Rodrigo I., Bovolenta P. Eye development: a view from the retina pigmented epithelium // Bioassays. 2004. V. 26. № 7. P. 766-777.

200. Mathers P.H., Grinberg A., Mahon K.A., Jamrich M. The Rx homebook gene is essential for vertebrate eye development // Nature. 1997. V. 387. P. 603-607.

201. Matsuo 71, Tsutsui Y., Matsuo N. Transdifferentiation of chick embryonic retinal pigment epithelial cells to lentoid structure in suspension culture // Acta Med Okayama. 1998. V. 52. № 3. P. 125-30.

202. McDevitt D.S., Brahma S.K., Courtois Y, Jeanny J.C. Fibroblast growth factor receptors and regeneration of the eye lens // Dev. Dyn. 1997. V. 208. P. 220-226.

203. McKinnon S.J. Glaucoma: ocular Alzheimer's disease? // Front Biosci. 2003. V. 1. № 8. P. 1140-56.

204. McLaren M.J., Sasabe T., Li C.Y., Brown M.E., Inana G. Spontaneously arising immortal cell line of rat retinal pigmented epithelial cells. Exp. Cell Res. 1993. V. 204. № 2. P.311-20.

205. Mey J., Thanos S. Ontogenetic changes in the regenerative ability of chick retinal ganglion cells as revealed by organ explants // J. Neurosci. Methods. 1991. V. 264. P. 347-355.

206. Mishima N., Tomarev S. Chicken Eyes absent 2 gene: Isolation and expression pattern during development // Int. J. Dev. Biol. 1998. V. 42. P. 1109-1115.

207. Mitashov V.I. Mechanisms of retina regeneration in vertebrates // Internat. J. Devel. Biol. 1996. V. 40. P. 833-844.

208. Mitashov VI. Retinal regeneration in amphibians // Internat. J.

209. Devel. Biol. 1997. V. 41. P. 893-905.

210. Mitashov V.I., Arsanto J.P., Markitantova Y.V., Thouveny Y. Remodeling processes during neural retinal regeneration in adult urodeles: an immunohistochemical survey // Int. J. Dev. Biol. 1995. V. 39. № 6. P. 9931003.

211. Mitsuda S., Yoshii Ch., Ikegami Y., Araki M. Tissue interaction between the retinal pigment epithelium and the choroids triggers retinal regeneration of the newt Cynops pyrrhogaster // Dev. Biol. 2005. V. 280. P. 122-132.

212. Mizuno M., Takabatake T., Takahashi T.C., Takashima K. Pax-6 gene expression in newt eye development // Dev. Genes Evol. 1997. V. 207. P. 167-176.

213. Model P.G. The ultrastructural localization of 3H-DOPA in differentiating amphibian melanophores grown in vitro // Develop. Biol. 1973. V. 34. P. 297-308.

214. Model P.G., Dalton H.C. The uptake and localization of radiactive DOPA by amphibian melanoblasts in vitro // Develop. Biol. 1968. V. 17. P. 245-271.

215. Monnin J., Morand-Villeneuve N., Michel G., et al. Production of neurospheres from mammalian Miiller cells in culture //Neurosci. Lett. 2007. V.421.№ l.P. 22-26.

216. Monroy A. Ricerche sulla capacita lentogena dell' iride de gli Amfibi // Arch. Entw-Mech. 1939. V. 139. P. 536-555.

217. Moroi S.E., Hao Y., Inoue-Matsuhisa E., et al. Cell signaling in bovine ciliary epithelial organ culture // J. Ocul. Pharmacol. Ther. 2000. V.16. № l.P. 65-74.

218. Moran D,, Palmer J.D., Model P.G. The role of phenylalanine in differentiating amphibian melanocytes // Develop. Biol. 1973. V. 34. P. 297308.

219. Morse D.E., McCann P.S. Neuroectoderm of the early embryonic rat eye // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1984. V. 25. P. 899-907.

220. Moscona A. Rotation-mediated histogenetic aggregation of dissociated cells. A quantifiable approach to cell interactions in vitro // Exp. Cell Res. 1961. V. 22. P. 455-75.

221. Moyer F.H. Genetic variations in the fine structure and ontogeny of mouse melanin granules // Amer. Zool. 1966. V. 6. P.43-66.

222. Moyer K.E. Internal impulses to aggression.// Trans N Y Acad. Sci. 1969. V. 31. №2. P. 104-14.

223. Murphy T.L., Sakamoto T., Hinton D.R. et al. Migration of retinal pigment epithelium cells in vitro is regulated by protein kinase C // Exp. Eye Res. 1995. V. 60. P. 683-695.

224. Neill J.M., Barnstable C.J. Expression of the cell surface antigens RET-PE2 and N-CAM by rat retinal pigment epithelial cells during development and in tissue culture // Exp. Eye Res. 1990. V.51. P.573-583.

225. Ng T.F., Kitaichi N., Taylor A. W. In vitro generated autoimmune regulatory T cells enhance intravitreous allogenic retinal graft survival //1.vest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2007. V. 48. № 11. P. 5112-5117.

226. Ogilvie J.M., Speck J.D., Lett J.M., Fleming T.T. A reliable method for organ culture of neonatal mouse retina with long-term survival //J. Neurosci. Methods. 1999. V. 87. № 1. P. 57-65.

227. Oliver G., Mailhos A., Wahr R. et. al. Six3, a murine homologue of the sine oculis gene, demarcates the most anterior border in the developing neural plate and is expressed during eye development // Development. 1995. V. 121. P. 4045-4055.

228. Ooto S., Akagi T., Kageyama R., Akita J., Mandai M., Honda Y., Takahashi M. Potential for neural regeneration after neurotoxic injury in the adult mammalian retina // PNAS, 2004. V. 101, № 37, P. 13654-13659.

229. Orts-Llorca F., Genis-Galvez J.M. Experimental production of retinal septa in the chick embryo. Differentiation of pigment epithelium into neuronal retina // Acta. Anat. 1960. V. 42. P. 31-70.

230. Okada T.S. Transdifferentiation // Oxford. Clarendon Press, 1991. 238 p

231. Osakada F., Ooto S., Akagi T., Mandai M., Akaike A., Takahashi M. Wnt signaling promotes regeneration in the retina of adult mammals// J Neurosci. 2007. V. 27. № 15. P. 4210-9.

232. Otteson D.C., D'Costa A.R., Hitchcock P.F. Putative stem cells and the lineage of rod photoreceptors in the mature retina of the goldfish // Devel. Biol. 2001. V. 232. P. 62-76.

233. Park C.M., Hollenberg M.J. Basic fibroblast growth factor induces retinal regeneration in vivo II Devel. Biol. 1989. V. 134. P. 201-205.

234. Park C.M., Hollenberg M.J. Growth factor induced retinal regeneration in vivo II Internat. Rev. Cytol. 1993. V.146. P. 49-74.

235. Park C.M., Hollenberg M.J. Induction of retinal regeneration in vivo by growth factors // Internat. Rev. Cytol. 1991. V.148. P. 322-333.

236. Perron M., Kanekar S., Vetter M.L., Harris W.A. The genetic sequence of retinal development in the ciliary margin of the Xenopus eye //

237. Dev. Biol. 1998. V. 199. P. 185-200.

238. Perron M., Harris W.A. Retinal stem cells in vertebrates // Bioassays. 2000. V. 22. № 8. P. 685-688.

239. Picaud S, Hicks D, Forster V, Sahel J\ Dreyfus H. Adult human retinal neurons in culture: Physiology of horizontal cells.// Invest Ophthalmol. Vis. Sci. 1998. V. 39. № 13. P. 2637-48.

240. Pinzon-Duarte G., Kohler K., Arango-Gonzalez B., Guenther E. Cell differentiation, synaptogenesis, and influence of the retinal pigment epithelium in a rat neonatal organotypic retina culture //Vision Research. 2000. V. 40. № 25. P. 3455-3465.

241. Pittack C., Grunwald G.B., Reh T.A. Fibroblast growth factors are necessary for neural retina but not pigmented epithelium differentiation in chick embryos. Development. 1997. V. 124. P. 805-816.

242. Prada C., Puga J., Perez-Mendez L. et al. Spatial and temporal patterns of neurogenesis in the chick retina // Eur. J. Neurosci. 1991. V. 3. P. 559-569.

243. Raad De S., Comte M, Nef P., et al. Distribution pattern of three neural calcium-binding proteins (NSC-1, VILIP and recoverin) in chicken, bovine and rat retina // Histochem. J. 1995. V. 27. P. 524-535.

244. Rattner A., Toulabi L., Williams J., Yu H., Nathans J. The genomic response of the retinal pigmented epithelium to light damage and retinal detachment // J. Neurosci. 2008. V.28. P. 9880-9889.

245. Raymond P.A. Retinal regeneration in teleost fish // Ciba Found Symp. 1991. V. 160. P.171-186. Discussion P. 186-91.

246. Raymond P.A. The unique origin of rod photoreceptors in the teleost retina // Trends Neurosci. 1985a. V.8. P. 12-17.

247. Raymond P.A. Cytodifferentiation of photoreceptors in larval goldfish: delayed maturation of rods // J. Comp. Neurol. 1985b. V. 236. P. 90-105.

248. Raymond P.A. Defining a retinal stem cell niche. // In: "Strategies for Retinal Tissue Repair and Regeneration in Vertebrates: from Fish to Human". Ed. Chiba Ch. Research Singpost, India. 2008. P. 1-11.

249. Raymond P.A., Barthel L.K. Retinal regeneration in goldfish: use of cell specific monoclonal antibodies to assess the reestablishment of normal cytoarchitecture// Soc. Neurosci. 1988. V. 15. P. 808-816.

250. Raymond P.A., Barthel L.K., Bernardos R.L., Perkowski J.J. Molecular characterization of retinal stem cells and their niches in adult zebrafish // BMC Dev Biol. 2006. V. 6. P. 36-43.

251. Raymond P.A., Braisted J.E., Knight J.K, Wu D., Barthel L.K Role of cell-cell interactions in the regulation of retinal regeneration // In: 6th Internat. Symp. on Neural Regeneration. Pacific Grove. 1995. P. 29.

252. Raymond P.A., Hitchcock P.F. Retinal regeneration: common principles but diversity of mechanisms // Advan. Neurol. 1997. V. 72. P. 171-184.

253. Raymond-Johns P.A. Formation of photoreceptors in larval and adult goldfish//J. Neurosci. 1982. V. 2. P. 178-198.

254. Raymond-Johns P.A., Fernald R.D. Genesis of rods in teleost fish retina//Nature. 1981. V.293. P. 141-142.

255. Reh T.A, Fischer A.J. Retinal stem cells 11 Methods Enzymol. 2006. V. 419. P. 52-73.

256. Reh T.A., Nagy T. A possible role for the vascular membrane in retinal regeneration in Rana catasbienna tadpoles. // J. Neurosci. 1987. V. 330. P. 68-71.

257. Reh T.A., Cljavin I.J. Age of differentiation determines rat germinal cell phenotype: induction of differentiation by dissociation // J. Neurosci. 1989. V. 9. P. 4179-4189.

258. Reyer R.W. DNA synthesis and the incorporation of labeled iris cells into the lens during lens regeneration in adult newts // Develop. Biol. 1971a. V. 24. № 4. P. 533-558.

259. Reyer R. W. The origins of the regenerating neural retina on two species of urodele // Anat. Rec. 1971b. V. 169. P. 410-411.

260. Reyer R.W. The amphibian eye: development and regeneration. In: Handbook of Sensory Physiology. V.II. Part 5: The visual system in vertebrates (F.Crescitelli, ed.), Springer-Verlag, Berlin Heidelberg - New-York. 1977. P. 309-390.

261. Rickman D.W. Parvalbumin immunoreactivity is enhanced by brain-derived neurotrophic factor in organotypic cultures of rat retina // J. Neurobiol. 1999. V. 41. № 3. P. 376-84.

262. Romano C., Hicks D. Adult retinal neuronal cell culture // Prog. Ret. Eye Res. 2007. V. 26. P. 379-397.

263. Ryeom S.W., Sparrow J., Silverstein R.L. CD36 participates in the phagocytosis of rod outer segments by retinal pigment epithelium // J. Cell Sci. 1996. V. 109. P. 387-395.

264. Sagara H., Hirosawa K. Monoclonal antibodies which recognize endoplasmic reticulum in the retinal pigment epithelium // Exp. Eye Res. 1991. V. 53. P. 765-771.

265. Sakaguchi D.S., Janick L.M., Reh T.A. Basic fibroblast growth factor (FGF-2) induced transdifferentiation of retinal pigment epithelium: generation of retinal neurons and glia.// Dev Dyn. 1997. V. 209. № 4. P. 387-98.

266. Sakami S., Etter P., Reh T.A. Activin signaling limits the competence for retinal regeneration from the pigmented epithelium // Mech. Dev. 2008. V. 125. P. 106-116.

267. Sal la S, Redbrake C, Becker J, Reim M. Remarks on the vitality of the human cornea after organ culture. //Cornea. 1995. V. 14. № 5. P. 502-8.

268. Sassoe-Pognetto M., Feigenspan A., Bormann J., Wassle H. Synaptic organization of an organotypic slice culture of the mammalian retina. Vis. Neurosci. 1996. V. 13. № 4. P. 759-71.

269. Sato T. Uber die Determination des fetalen Augenspalts bei Triton tainiatus // Wilhelm Roux' Arch. Entwickl.-Mech. Org. 1933. V. 128. P. 343-377.

270. Seigel G.M. The golden age of retinal cell culture // Mol. Vis. 1999. V. 19;5:4.

271. Seiji M., Shinao M.S., Birbeck C., Fitzpatrick T.B. Subcellular localization of melanin biosynthesis // Ann. N.-Y. Acad. Sci. 1963. V. 100. P. 497-533.

272. Seo H.C., Drivenes O., Ellinbsen S., Fjose A. expression of two zebrafish homologs of the murine Six3 demarcates the initial eye primordia // Mech. Dev. 1998. V. 73. P. 45-57.

273. Sherry D.M., Townes-Anders on E. Rapid glutamatergic alterations in the neural retina induced by retinal detachment // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2000. V. 41. № 9. P. 2779-2790.

274. Singhal S., Vemuganti G.K. Primary adult human retinal pigment epithelial cell cultures on human amniotic membranes // Indian J. Ophthalmol. 2005. V. 53. № 2. P. 109-113.

275. Skene J.H. Axonal growth-associated proteins // An№ Rev. Neurosci. 1989. V. 12, P. 127-156.

276. Soderpalm A., Szel A., Caffe A.R., van Veen T. Selective development of one cone photoreceptor type in retinal organ culture.// Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1994. V. 35. № 11. P. 3910-21.

277. Skulachev VP. Membrane Bioenergetics, Springer- Verlag, Berlin1971. Heidenberg. 1988.

278. Steinberg R.H. Survival factors in retinal degenerations.// Curr. Opin. Neurobiol. 1994. V. 4. № 4. P. 515-24.

279. Stenkamp D.L., Barthel L.K., Raymond P.A. Spatiotemporal coordination of rod and cone photoreceptor differention in goldfish retina. // J. Comp. Neurol. 1997. V. 382. P. 272-284.

280. Stepanik P.L., Lerious V., McGinnis J.F. Developmental appearance, species and tissue specificity of mouse 23-kDa, a retinal calcium-binding protein (recoverin) // Exp. Eye Res. 1993. V. 57. № 2. P. 189-197.

281. Stiemke MM, Hollyfield J.G. Cell birthdays in Xenopus laevis retina//Differentiation. 1995. V. 58. № 3. P. 189-93.

282. Stone L.S. Neural retina degeneration followed by regeneration by surviving retinal pigment cells in grafted adult salamander eyes // Anat. Rec. 1950a. V. 106. P. 89-109.

283. Stone L.S. The role of retinal pigment cells in regenerating neural retina of adult salamander eye // J. Exp. Zool. 1950b. V.113. P. 9-31.

284. Stone L.S. Regeneration of the iris and lens from retina pigment cells in adult newt eyes // J. Exp. Zool. 1955. V. 129. P. 505-534.

285. Stone L.S. Regeneration of the retina, iris, and lens // In: Regeneration of vertebrates. III. University of Chicago Press. C.S.Thornton (Ed.). 1959. P. 3-14.

286. Stone L.S. Regeneration of the lens iris and neural retina in a vertebrate eye // Yale J. Biol. Med. 1960. V. 32. P. 464-473.

287. Stone L.S., Steinitz H. The regeneration of lenses in eyes with intact and regenerating retina in adult Triturus viridescens // J. Exp. Zool. 1953. V. 124. P. 435-^68.

288. Stone L.S., Steinitz H. Regeneration of neural retina and lens from retina pigment cells grafts in adult newts // J. Exptl. Zool. 1957. V. 135. P. 301-315.

289. Stone L.S., Zaur L.S. Reimplantation and transplantation of adult eyes in the salamander (Triturus viridescens) with return to vision // J. Exp. Zool. 1940. V. 85. P. 243-270.

290. Stramm L.E., Haskins M.E., McGovern M.M., Aguirre G.D. Tissue culture of cat retinal pigment epithelium // Exp Eye Res. 1983. V. 36. № l.P. 91-101.

291. Strauss O. The Retinal Pigment Epithelium in Visual Function //Physiol. Rev. 2005. V. 85. P. 845-881.

292. Straznicky K., Gaze R.M. The growth of the retina in Xenopus laevis: An autoradiographic study // J. Embryol. Exp. Morphol. 1971. V. 26. P.67-79

293. Stone L.S. The role of retinal pigment cells in regenerating neural retina of adult salamander eye // J. Exp. Zool. 1950. V. 113. P. 9-31.

294. Stroeva O.G. Experimental analysis of the eye morphogenesis in mammals // Internat. Rev. Cytol. 1960. V. 8. P. 349-368.

295. Stroeva O.G., Mitashov V.I. Retinal pigment epithelium: proliferation and differentiation during development and regeneration // Internat. Rev. Cytol. 1983. V. 83. P. 221-293.

296. Sullivan R., Penfold P., Pow D.V Neuronal migration and glial remodeling in degenerating retinas of aged rats and in nonneovascular AMD // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2003. V. 44. P. 856-865.

297. Susaki K., Chiba C. MEK mediates in vitro neural transdifferentiation of the adult newt retinal pigment epithelium cells: Is FGF2 an induction factor? // Pigment Cell Res. 2007. V. 20. P. 364-379.

298. Tauchi M. Displaced and indolamine-accumulating bipolar cells in the turtle retina // Neurosci. Res. 1989. V.10. P. 57-66.

299. Tezel G. Oxidative stress in glaucomatous neurodegeneration: mechanisms and consequences // Prog. Retin. Eye Res. 2006. V. 25. № 5. P. 490-513.

300. Thanos S. Alterations in the morphology of ganglion cell dendritesin the adult rat retina after optic nerve transsection and grafting of peripheral nerve segments // Cell and Tissue Res. 1988. V. 254 P. 599-609.

301. Thanos S., Bahr M., BardeY.-A., Vanselow J. Survival and axonal elongation of adult rat retinal ganglion cells. In vitro effects of lesioned sciatic nerve and brain derived neurotrophic factor // Eur. J. Neurosci. 1989. V. l.P. 19-26.

302. Tomarev S.I. Pax6, Eye absent and Prox-1 in eye development // Int. J. Dev. Biol. 1997. V. 41. P. 835-842.

303. Tosini G., Menaker M. Circadian rhythms in cultured mammalian retina.// Science. 1996. V. 272(5260) P. 419-21.

304. Toy J., Yang J.M., Leppert G.S., Sundin O.H. The optx2 homeobox gene is expressed in early precursors of the eye and activates retina-specific genes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. V. 95. 10643-10648.

305. Tropepe V. Retinal stem cells in the adult mouse eye // Science. 2000. V. 287. P. 2032-2036.

306. Tsunematsu Y., Coulombre A.J. Demonstration of transdifferentiation of neural retina from pigmented retina in culture // Develop. Growth. Differ. 1981. V. 23. P. 297-311.

307. Turner D.L., Cepko C.L. A common progenitor for neurons and glia persists in rat retina late in development //Nature. 1987. V. 238. P. 131-136.

308. Underwood L.W., Ide Ch.F. An autoradiographic study during regeneratin in fully differentiated Xenopus eyes. // J. Exp. Zool. 1992. V. 262. P. 193-201.

309. Unsworth B.R., Lelkes P.I Growing tissues in microgravity // Nat Med. 1998. V. 4. № 8. P. 901-7.

310. Vergara N., Del Rio-Tsonis K. Retinal regeneration in the Xenopus laevis tadpole: a new model system // Mol Vis. 2009. V. 15. P. 1000-13.

311. Vinores S.A., Derevjanik N.L., Mahlow J. et al. Class III beta-tubulin in human retinal pigment epithelial cells in culture and in epiretinal membranes // Exp. Eye Res. 1995. V. 60. P. 385-400.

312. Viktorov I.V., Aleksandrova O.P., Alekseeva N.Y. Roller organ culture of the retina from postnatal rats // Bull. Exp. Biol. Med. 2006. V. 142. № 4. P. 486-489.

313. Victorov I.V., Lyjin A.A., Aleksandrova O.P. A modified roller method for organotypic brain cultures: free-floating slices of postnatal rat hippocampus // Brain Research Protocols. 2001. V. 7. P. 30-37.

314. Vihtelic T.S., Hyde D.R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebraflsh (Danio rerio) retina // J. Neurobiol. 2000. V. 44. № 3. P. 289-307.

315. Villegas-Perez M.P., Vidal-Sanz M., Bray G.M., Aguayo A.J. Influence of peripheral nerve grafts on the survival and regrowths of axotomized retinal ganglion cells in the adult rat // J. Neurosci. 1988. V. 8. P. 265-280.

316. Vinothkumar S., Rastegar S., Takamiya M., Ertzer R., Strahle U. Sequential and cooperative action of Fgfs and Shh in the zebraflsh retina // Dev Biol. 2008. V. 314. P. 200-214.

317. Waid D.K., McLoon S.C. Immediate differentiation of ganglion cells following mitosis in developing retina // Neuron. 1995. V. 14. № l.P. 117-124.

318. Wachs H. Neue Versuche zur Wolffschen Linsenregeneration // Archiv, for Mikroskopische Anatomie und Entwicklungsmechanik der Organismen. 1914. Bd. 39. S. 384-451.

319. Wachs H. Restitution des Auges nach Extirpation von Retina and Linse bei Triton (Neue Versuche zur Wolffschen Linsenregeneration, 2. Teil) // Roux1 Arch. Entwicklungsmech. Organismen. 1920. Bd. 46. S. 328-390.

320. Wallace S. The retinal-pigment epithelial interface. // British Journal of Ophthalmology, 1979. V. 63. P. 71-84.

321. Wan J., Zheng H., Xiao H.L., She Z.J., Zhou G.M. Sonic hedgehog promotes stem-cell potential of Müller glia in the mammalian retina.// Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. V. 363. № 2. P. 347-54.

322. Wan J., Zheng H., Chen Z.L., et al. Preferential regeneration of photoreceptor from Miiller glia after retinal degeneration in adult rat // Vision Res. 2008. V. 48. № 2. P. 223-234.

323. Wetts R., Fraser S.E. Multipotent precursors can give rise to all major cell types of the frog retina // Science. 1988. V. 239. P. 1142-1145.

324. Wetts R., Quon R.F. Autonomous proliferation of neural precursors in the tadpole retina revealed after partial removal of the embryonic eyebud // Devel. Brain Res. 1995. V. 86. № 1-2. P. 57-66.

325. Wetts R., Serbedzija G.№, Fraser S.E. Cell lineage analysis reveals multipotent precursors in the ciliary margin of the frog retina // Devel. Biol. 1989. V. 136. P. 254-263.

326. Wiedemann P. Growth factors in retinal disease: Proliferative vitreoretinopathy, proliferative diabetic retinopathy and retinal degeneration // Surv. Ophthalmol. 1992. V. 36. P. 373-384.

327. Willbold E., Layer P.G. A hidden retina regenerative capacity from the chick ciliary margin is reactivated in vitro, that is accompanied by down regulation of butyrylcholinesterase // Eur. J. Neurosci. 1991. V. 4. P. 210220.

328. Williams Jr.J.A. The regeneration of the neural retina from retina pigment cells in adult newt eyes: an electron microscopic study // University Microfilm Inc. Ann. Arbor. University of Michigan. Ph.D. Thesis. 1964. P. 1-82.

329. Woodford B.J., Blanks J.C. Uptake of tritiated thymidine in mitochondria of the retina// Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1989. V. 30. № 12. P. 2528-2532.

330. Wu D.M., Schneiderman T., Burgett J. et al. Cones regenerate fromretinal stem cells sequestered in the inner nuclear layer of adult goldfish retina // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2001. V. 42. P. 2115-2124.

331. Xu PX, Cheng J., Epstein J.A., Maas R.L. Mouse Eya genes during limb tendon development and encode a transcriptional activation function // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 11 974-11 979.

332. Xue L.P., Lu J., Hu S., et al. Muller glial cells express nestin coupled with glial fibrillary acidic protein in experimentally induced glaucoma in the rat retina // Neuroscience. 2006. V. 139. № 2. P. 723-732.

333. Young R. W. Protein renewal in rods and cones studied by electron microscope autoradiography // J. Cell Biol. V. 1967. V. 35. P. 1474-1489.

334. Young R.W. Biogenesis and renewal of visual cell outer segment membrane // Exp. Eye Res. 1974. V.18. № 3. P. 215-222.

335. Young R. W., BockD. Participation of the retinal pigment epithelium in the rod outer segment renewal process // J. Cell Biol. 1969. V. 42. № 2. P. 392-403.

336. Young R. W. Cell differentiation in the retina of the mouse// Anat. Rec. 1985. V. 212. P. 199-205.

337. Zhao S., Rizzolo L.J., Barnstable C.J. Differentiation and transdifferentiation of the retinal pigment epithelium // Internat. Rev. Cytol. 1997. V. 171. P. 225-266.

338. Zalokar M. Contribution a l'etude de la regeneration de cristallin chez le Triton // Rev. Suisse Zool. 1944. V.51. P. 443-521.

339. Zhao S., Thornquist S.C., Barnstable C.J. In vitro transdifferentiation of embryonic rat retinal pigment epithelium to neural retina // Brain Res. 1995. V. 677. P. 300-310.

340. Zhao S., Rizzolo L., Barnstable C. Differentiation and transdifferentiation of the retinal pigment epithelium // Internat. Rev. Cytol. 1997. V. 171. P. 225-266.

341. Zhao X, Das A.V., Soto-Leon F., Ahmad I. Growth factor-responsive progenitors in the postnatal mammalian retina // Develop. Dynam.2032005. V. 232. P. 349-358.

342. Zhu M., Provis J.M., Penfold P.L. Isolation, culture and characteristics of human foetal and adult retinal pigment epithelium // Aust N Z J Ophthalmol. 1998. P. 50-2.

343. Zuber M.E., Perron M, Philport A., Bang A., Harris W.A. Giant eyes in Xenopus leavis by overexpression of XOptx2 // Cell. 1999. V. 98. P. 341-352.