Влияние изменений активности р53 и генов семейства ras на стабильность кариотипа иммортализованных и опухолевых клеток человека и грызунов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.14, кандидат биологических наук Агапова, Лариса Степановна

• Агапова, Лариса Степановна
• кандидат биологических наук
• 1998

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Агапова, Лариса Степановна

ОГЛАВЛЕНИЕ

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Изменения р53 в опухолевых клетках

1.2. Структурно-функциональная организация гена и белка р53

1.2.1. Ген р53

1.2.2. Функциональные домены белка р53

1.3. Физиологические функции р53 и их нарушения

в опухолевых клетках

1.3.1. Активация р53 при различных внутриклеточных изменениях

1.3.2. Роль р53 в регуляции клеточного цикла

1.3.3. Роль р53 в регуляции апоптоза

1.3.4. Роль р53 в поддержании стабильности генома

1.4. Кооперация аномалий р53 и активации онкогенов

семейства ras в канцерогенезе

1.4.1. Основные сведения об онкобелках семейства Ras

и их эффекторах

1.4.2. Изменения генов семейства ras в опухолевых клетках

1.4.3. Кооперирующее действие онкогенов ras и аномалий

р53 в экспериментальных системах in vitro

1.5. Заключение

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Клеточные линии

2.2. Получение клонов клеток LIM1215, экспрессирующих различные мутантные р53

2.3. Хромосомный анализ

2.4. Изучение распределения клеток по фазам клеточного

цикла с помощью FACScan-анализа

2.5. Изучение способности клеток входить в S-фазу клеточного цикла по включению ими 5-бромдезоксиуридина

2.6. Вестерн-анализ экспрессии р53

2.7. Определение влияния экспрессии экзогенных конструкций на частоту появления клонов клеток с потенциальной амплификацией гена cad

2.8. Анализ копийности гена cad методом гибридизации

по Саузерну

Глава 3. Результаты исследований

3.1. Влияние мутантных р53 на стабильность кариотипа

клеток LIM1215

3.2. Влияние p53-GSE на стабильность генома крысиных эмбриональных фибробластов

3.3. Действие онкогена ras на генетическую стабильность и чекпойнты клеточного цикла в зависимости от активности р53

Глава 4. Обсуждение полученных результатов

Выводы

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние изменений активности р53 и генов семейства ras на стабильность кариотипа иммортализованных и опухолевых клеток человека и грызунов»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Опухолевый супрессор р53 играет ключевую роль в регуляции клеточного цикла, апоптоза, репарации ДНК и некоторых других фундаментальных процессов жизнедеятельности клетки. В связи с этим неудивительно, что нарушения его функции являются наиболее универсальным изменением в различных новообразованиях человека. Согласно общепринятым представлениям, повреждения р53 ведут к инактивации охранных механизмов, предотвращающих размножение клеток, в которых уже произошли или могут произойти различные генетические изменения, в том числе и онкогенные. Так, недавно было показано, что нормальное функционирование р53 препятствует пролиферации клеток, содержащих активированные онкогены семейства ras [Serrano et al., 1997]. Вызываемая аномалиями р53 генетическая нестабильность является движущей силой неуклонной опухолевой прогрессии, детерминирующей появление и отбор все более и более агрессивных клонов. Между тем, детальные механизмы возникновения нестабильности генома при различных нарушениях р53 во многом остаются неясными. В частности, остается невыясненной роль р53 в предотвращении изменений числа хромосом. Неясны и генетические последствия кооперативного действия аномалий р53 и экспрессии активированных онкогенов семейства ras - события, которое также довольно часто наблюдается в различных новообразованиях человека.

Цели и задачи исследования. Целью настоящей работы являлось изучение роли различных нарушений функции р53 и активации онкогенов семейства ras в

возникновении генетической нестабильности. Было запланировано решение следующих экспериментальных задач:

1. Определить влияние экспрессии экзогенных р53 с миссенс-мутациями в кодонах 175, 248 и 273 - наиболее частыми повреждениями р53 в различных новобразованиях человека - на частоту возникновения числовых и структурных изменений хромосом в человеческих клетках с нормальным статусом эндогенного р53.

2. Изучить генетические последствия инактивации р53 по доминантно-негативному механизму и исследовать эффекты, возникающие при подавлении функции различных доменов белка р53.

3. Проанализировать влияние экспрессии активированных онкогенов семейства ras на частоту возникновения различных генетических нарушений и функциональную активность чекпойнтов клеточного цикла в клетках с нормальным и инактивированным р53.

Научная новизна и практическая значимость работы. В настоящей работе впервые показано, что экспрессия р53 с характерными для опухолей человека мутациями (Trp248, His273, His 175) приводит к увеличению частоты хромосомных разрывов в пролиферирующих клетках и появлению клеток с дополнительными хромосомами. С помощью клонального анализа, подобного тесту Луриа-Дельбрюка, продемонстрировано, что в популяции человеческих клеток линии LIM1215 темп индуцированного мутантными р53 появления гипердиплоидных вариантов составляет примерно 10" на клетку на генерацию. Обнаружено, что подавление активности р53 дикого типа путем трансдукции в

клетки генетических супрессорных элементов, также как и экспрессия мутантных р53, увеличивает вероятность появления в делящихся клетках самых разных генетических нарушений - гетероплоидии, незарепарированных разрывов хромосом и рекомбинаций ДНК, приводящих к генной амплификации. При этом впервые показано, что последствия супрессии различных частей белка или мРНК р53 неодинаковы: спектр и/или частота генетических нарушений при ингибировании функциональной активности олигомеризационного домена были выше, чем при подавлении функции трансактивационного и ДНК-связывающего доменов. Обнаружено, что экспрессия активированных онкогенов N-ras и Н-ras также может вызывать разнообразные генетические изменения, однако вероятность их появления определяется функциональной активностью р53-зависимых сигнальных путей в ras-трансформированных клетках. Впервые продемонстрировано кооперативное действие нарушений функции р53 и экспрессии онкогенов ras, приводящее к инактивации G1- и 02-чекпойнтов клеточного цикла и отмене запрета на вход поврежденных клеток, соответственно, в S фазу и митоз.

Результаты проведенной работы способствуют лучшему пониманию механизмов опухолевой прогрессии, что является важным для создания принципиально новых методов лечения злокачественных новообразований.

Заключение диссертации по теме «Онкология», Агапова, Лариса Степановна

Выводы

1. Исследовано влияние различных аномалий р53 на стабильность генома. Показано, что экспрессия р53 с миссенс-мутациями в кодонах, чаще всего поражаемых в различных новообразованиях человека, увеличивает вероятность появления в популяциях человеческих клеток линии LIM1215 метафаз с хромосомными разрывами и изменениями числа хромосом.

2. Подавление функций р53 в эмбриональных крысиных фибробластах с помощью трансдукции генетических супрессорных элементов, также как и экспрессия мутантных р53, увеличивает вероятность возникновения самых разных изменений генома: разрывов хромосом, анеуплоидии и полиплоидии, генной амплификации.

3. Блокирование функции разных участков молекулы р53 оказывает дифференциальный эффект на вероятность возникновения различных генетических нарушений. Наибольший спектр изменений и самая высокая их частота наблюдались при трансдукции супрессорного элемента, ингибирующего олигомеризационный домен р53.

4. Экспрессия активированных онкогенов семейства ras может вызывать генетическую нестабильность, в частности, увеличение частоты эндоредупликации, полиплоидии, разрывов хромосом и генной амплификации. Однако эффективность действия онкогенов ras на стабильность генома определяется состоянием р53-зависимых сигнальных путей: при сохранении функции р53 экспрессия ras вызывает лишь незначительное увеличение частоты хромосомных разрывов, тогда как при инактивации р53 частота и спектр ras-индуцированных изменений резко возрастают.

5. В основе совместного влияния аномалий р53 и экспрессии онкогенов ras на стабильность генома лежит их кооперация в инактивации G1/S и G2/M чекпойнтов клеточного цикла. При сохранении функции р53, экспрессия ras не отменяет остановку поврежденных клеток в Gl и G2, тогда как в клетках с инактив ир о в анным р53 экспрессия ras приводит к дальнейшему ослаблению Gl-чекпойнта и практически полной отмене задержки поврежденных клеток в G2 фазе клеточного цикла.

1.5. Заключение

В последнее время достигнут значительный прогресс в понимании базовых механизмов канцерогенеза. Обнаружено, что ключевую роль в них играют нарушения функции опухолевого супрессора р53, являющиеся наиболее универсальным молекулярным изменением в клетках различных новообразований человека. Это связано с выполнением р53 разнообразных охранных функций. Обладая уникальной способностью активироваться при самых разных неблагоприятных воздействиях и регулировать множество сигнальных молекул, р53 выполняет широкий круг охранных функций. Изменяя транскрипцию определённых генов или связываясь с другими белками, р53 активирует в поврежденных клетках G1- и С2-чекпойнты клеточного цикла, стимулирует в них репарационные процессы или апоптоз. Таким образом, нормальное функционирование р53 препятствует репродукции генетических ошибок, что, в свою очередь, предотвращает образование клонов неопластических клеток и/или их дальнейшую опухолевую прогрессию. Вероятность развития новообразований при инактивации охранных функций р53 резко возрастает не только за счет возникновения генетической нестабильности, но и в результате отмены негативного контроля пролиферации клеток, в которых перманентно активированы некоторые онкогены, в частности, гены семейства ras. Складывается впечатление, что в настоящее время достигнуто понимание базовых принципов функционирования опухолевого супрессора р53 и основополагающих механизмов канцерогенеза при его инактивации. Однако, невыясненными остаются многие вопросы, в том числе и касающиеся роли р53 в контроле стабильности генома. В частности, неясно, осуществляет ли р53 контроль за числом хромосом в клетке? И, если да, то каковы механизмы такого контроля? Каков вклад вновь приобретенных активностей мутантных р53 в развитие генетической нестабильности? Одинаковы ли генетические последствия инактивации разных функциональных доменов р53? Кооперируют ли онкогены ras и аномалии р53 в индукции генетической нестабильности? и т.д. Поиску ответов на эти вопросы как раз и посвящено настоящее исследование.

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Клеточные линии

Были использованы линии клеток с разным статусом эндогенного р53 и их производные, в которые были трансдуцированы генно-инженерные конструкции, экспрессирующие либо различные кДНК р53, либо разные формы онкогенов семейства ras. В качестве контроля использовали аналогичные сублинии, в которые были трансдуцированы векторы без вставки. В большинстве случаев мы использовали сублинии, происходящие из нескольких десятков клонов, независимо возникших после введения генно-инженерных конструкций, что нивелирует значение межклональных отличий, не связанных с экспрессией трансдуцированных генов. Для некоторых целей были использованы индивидуальные клоны. Перечень использованных клеток включал:

1. Клетки наследственного неполипозного рака восходящей кишки человека линии LIM 1215 [Whitehead et al, 1985] которые содержат две копии гена р53 дикого типа и продуцируют нормальный короткоживущий белок, стабилизирующийся в ответ на УФ-облучение [Зайчук и др., 1993]. Клетки этой линии имеют очень стабильный, псевдодиплоидный кариотип с единственным маркером - 13р+. Сублинии LIM 1215, экспрессирующие различные формы экзогенного человеческого р53 [дикого типа (wt) и с мутациями в кодонах 248 (Тгр248), 273 (His273), 175 (His 175)], а также их производные, содержащие экзогенный активированный онкоген N-ravasp12 были получены ранее в нашей лаборатории Б.П.Копниным и детально описаны в статьях В.С.Осовской и др.

1995], Stromskaya et al. [1995], Агаповой и др. [1996], Райхлина и др. [1996] и Agapova et al. [1996],

2. Крысиные эмбриональные фибробласты (REF), полученные путем трипсинизации крысиных эмбрионов второй половины беременности (для опытов использовали клетки 2-6 пассажей in vitro) и их производные, экспрессирующие различные p53-GSE [Ossovskaya et al, 1996]. GSE (Genetic Suppressive Elements - "генетические супрессорные элементы") представляют собой короткие фрагменты кДНК крысиного р53 (до 300 пар нуклеотидов) в смысловой ориентации. Они кодируют короткие пептиды, соответствующие разным доменам р53, и действуют как негативно-доминантные элементы, подавляющие нормальную функциональную активность р53. Использованы культуры REF, содержащие p53-GSE, гомологичные четырем различным участкам мРНК р53: GSE105 (соответствует 1-50 аминокислотным остаткам трансактивационного домена крысиного р53); GSE123 (соответствует кодонам 123-171 ДНК-связывающего домена р53); GSE22 (соответствует кодонам 312391 С-концевого участка р53, включающего олигомеризационный домен); и GSE108 (соответствует участку З'-нетранслируемой области гена р53). Все эти p53-GSE способны иммортализовать первичные крысиные и мьппиные эмбриональные фибробласты, а два из них - GSE22 и GSE105 - в кооперации с онкогеном ras вызывают образование фокусов морфологической трансформации [Ossovskaya et al, 1996].

3. Спонтанно иммортализованные крысиные фибробласты линии REF52, экспрессирующие р53 дикого типа [Ishizaka, 1995] и их сублинии с трансдуцированными p53-GSE22 (REF52/GSE22), мутантным p53-Hisl75 (REF52/175) и активированным онкогеном N-rasasp12 (сублинии REF52/GSE22-ras REF52/175-ras), которые были получены и любезно предоставлены П.М.Чумаковым (Институт молекулярной биологии РАН).

4. р53-негативные человеческие фибробласты MDAH041/tet-ras и крысиные р53-позитивные иммортализованные фибробласты Ratl/tet-ras с тетрациклин-регулируемой экспрессией онкогена N-rasasp12 (получены и любезно предоставлены П.М.Чумаковым).

5. Сублинии крысиных иммортализованных фибробластов Rat2 с дексаметазонрегулируемой экспрессией протонкогена N-ras или онкогена H-rasleu12 (Rat 2/5 и Rat2-HT1, соответственно) [McKay et al., 1986; Alexandrova et al., 1993].

6. Клетки рака толстой кишки человека линии SW480, в которых единственный аллель гена р53 содержит мутации в двух положениях: 273(Arg-»His) и 309(Pro->Ser) [Baker et al., 1990]; клетки хронического миелоидного лейкоза человека К562, не продуцирующие эндогенный р53 [Lozzio et al., 1975; Осовская и др., 1995].

Все клетки выращивали в среде DMEM (Sigma) с добавлением 10% сыворотки коровьих эмбрионов в атмосфере с 5% ССЬ- Чтобы предотвратить появление в популяции ревертантнов, выбросивших генно-инженерные конструкции, клетки периодически культивировали в среде, содержащей селективные агенты для каждой из введенных конструкций (генитицин (Sigma) -500 мкг/мл, гигромицин (Sigma) - 100 мкг/мл).

2.2. Получение клонов клеток LIM1215, экспрессирующих различные мутантные р53

В качестве продуцентов рекомбинантных вирионов использовали полученные ранее в нашей лаборатории сублинии мышиных упаковочных клеток \j/-CRIP, трансфицированные конструктами, экспрессирующими мутантные p53-Hisl75 и р53-Тгр248 [Kopnin et al., 1995]. Эти конструкты были созданы на основе ретровирусного вектора pPS/neo, в котором вставки экспрессируются под контролем сильного вирусного промотора LTR MuLV [Прасолов и Чумаков, 1988].

Среду, в которой клетки-продуценты \j/-CRIP культивировались в течение суток (105 клеток на 1мл среды с 1% сыворотки), фильтровали через мембраны Millipore с диаметром пор не более 0.22мкМ. Супернатант, содержащий рекомбинантные вирионы и полибрен (Serva, 8 мкг/мл) добавляли к реципиентным клеткам, находящимся в середине логарифмической фазы роста. Смесь клеток с вирионами инкубировали 1-4 часа при 37°С в атмосфере с 5% СС>2. Затем среду смешивали в соотношении 1:3 со свежей ростовой средой, содержащей 10% сыворотки и оставляли на ночь. Утром среду еще раз меняли на свежую. Через 24-48 часов клетки рассевали на 96-луночные платы (2x104 клеток на лунку) в 0,1 мл среды, содержащей 400 мкг/мл генитицина (Sigma). Индивидуальные колонии, выросшие в разных лунках, были размножены примерно до 106 клеток и использованы для приготовления хромосомных препаратов. Экспрессия экзогенных мутантных р53 была подтверждена методом Вестерн-анализа в лаборатории П.М.Чумакова [Agapova et al., 1996].

2.3. Хромосомный анализ

Хромосомные препараты готовили по общепринятым методам. В культуральную среду добавляли 0.15-0.4 мкг/мл колцемида ("Gibco") на 1.5-2.5 часа, клетки снимали смесью версена и 0,25% трипсина (1:1), центрифугировали при 1000 об/мин в течение 7 минут, надосадочную жидкость сливали, клетки помещали в гипотонический раствор (0.56% КС1) на 10-25 минут при 37°С и фиксировали трижды по 30 минут в охлажденном (4°С) фиксаторе, состоящим из смеси метанола с уксусной кислотой (3:1). После этого суспензию клеток раскапывали на охлажденные стекла и высушивали.

Хромосомные препараты окрашивали 2% раствором краски Гимзы либо рутинно, либо на G- или С-полосы. Для окраски на G- или С-полосы использовали модифицированную методику с предобработкой трипсином [Ozkinay С., Mitelman F., J979]. В каждом случае кариотипировали не менее 100 метафаз, при подсчете числа полиплоидов анализировали не менее 1000 клеток.

2.4. Изучение распределения клеток по фазам клеточного цикла с помощью FACScan-анализа.

Клетки снимали версен/трипсином и центрифугировали (1000 об/мин) в течение 10-15 минут. Осадок два раза промывали PBS и суспендировали (100500 тыс. клеток/мл) в растворе PBS, содержащем Тритон Х-100 (0.4 %), бромистый этидий (50 мкг/мл) и РНКазу A (Sigma; 100 мкг/мл). После этого клеточную суспензию анализировали с помощью проточного цитофлюориметра (Becton-Dickinson), используя программное обеспечение производителя.

2.5. Изучение способности клеток входить в S-фазу клеточного цикла по включению ими 5-бромдезоксиуридина

5-бромдезоксиуридин (5-БДУ, Serva) в концентрации 0.033 мкг/мл добавляли на 10-14 часов. По окончании инкубации с 5-БДУ покровные стекла с клетками 2-3 раза отмывали PBS (35-37°С) и фиксировали в 4% параформальдегиде (на PBS) в течение 15-20 минут при комнатной температуре. После фиксации и трехкратного промывания в PBS, клетки подвергались в течение 5-7 минут воздействию раствора, содержащего 1% Тритона Х-100 (Sigma) и 4% полиэтиленгликоль (Mr 40.000). Далее стекла промывали в 2-3 сменах PBS, инкубировали в PBS 20-30 минут и гидролизовали 4M HCl в течение 15-25 минут при комнатной температуре, а затем отмывали 3-4 раза в PBS. Для выявления включения 5-BrUd использовался метод непрямой иммуно-флуоресценции. Окраску производили с помощью последовательного инкубирования покровных стекол в двух растворах антител. Перед обработкой первыми антителами покровные стекла с клетками инкубировали в 0.2% бычьего сывороточного альбумина (на PBS) в течение 40 минут, а затем отмывали два-три раза PBS. Для первой инкубации использовали мышиные моноклональные антитела, специфичные к 5-бромдезоксиуридину (Sigma). После отмывки от первых антител (2-3 раза PBS) препараты в течение 40 минут инкубировали в растворе FITC-меченных IG-антител. Для неспецифической окраски ядер в раствор вторых антител добавлялся краситель Hoechst 33258 (Polysciences Inc., 0.2 мкг/мл). После двух инкубаций стекла промывали PBS, заключали в эльванол и анализировали с помощью флуоресцентного микроскопа.

2.6. Вестерн-анализ экспрессии р53

107 клеток отмывали охлаждённым во льду фосфатным буфером PBS (2 раза) и лизировали при 0°С в 0.5 мл буфера, содержащего 20мМ HEPES рН 7.6, ЮмМ NaCl, 1.5мМ MgCl2, 0.2мМ EDTA, 80% глицерола, 0.1% Triton Х-100, 1мМ дитиотрейтола и 10мкг/мл апротинина ("Sigma"). Полученные после центрифугирования ядра инкубировали на встряхивателе при 0°С в течение 45 мин. в 30-60 мкл такого же буфера, содержащего 500мМ NaCl. Далее образцы центрифугировали при 10.000 об/мин. в течение 10 мин. и фракционировали ядерные экстракты в 10% полиакриламидном геле.

Белки из геля переносили на нитроцеллюлозные мембраны Hybond-ECL ("Amersham"), и инкубировали с моноклональными антителами РаЬ421 (реагируют как с р53 дикого типа, так и с мутантными р53) или РаЬ240 (специфичны для мутантных р53). Взаимодействие с антителами детектировали, используя кит ECL (Western blotting analysis system, "Amersham") в соответствии с рекомендациями производителя.

2.7. Определение влияния экспрессии экзогенных конструкций на частоту появления клонов клеток с потенциальной амплификацией гена cad

По 2-3x105 клеток рассевали на 90мм чашки в среду с N-фосфоацетил-L-аспартата (PALA, «NIH Laboratories»). В качестве селективных использовали дозы, равные 3-4 LD50 (20-30 ц.М). Для определения LD50 предварительно проводили анализ эффективности клонообразования клеток исследуемых линий в средах с различными дозами PALA (с этой целью по 300 клеток рассевали на 60мм чашки и определяли отношение числа колоний, выросших при данной дозе препарата к числу колоний в контрольных чашках, не содержащих цитостатика). Селективная среда менялась каждые 5-7 дней. Колонии окрашивали краской Гимзы, когда они достигали размера не менее 50 клеток.

2.8. Анализ копийности гена cad методом гибридизации по Саузерну

Высокомолекулярную ДНК выделяли по стандартной методике [Маниатис и др., 1984]. Концентрации ДНК определяли с помощью микрофлюориметра ("Hoefer Sc.", США). Юмкг ДНК обрабатывали 2-4 часа при 37° С рестриктазой Eco R1, из расчета 5-7 единиц фермента на мкг ДНК. Продукты реакции разделяли в 1% агарозном геле методом электрофореза и переносили на нейлоновую мембрану Hybond N («Amersham»), Далее мембрану предгибридизовали (2-3 часа) и гибридизовали (14-24 часов) при 65°С в буфере, содержащем 5xSSC, 5-кратный раствор Денхардта, 0,5% SDS, 100 мкг/мл денатурированной ДНК спермы лосося. Пробу для гибридизации метили по методу «рассеянной затравки» Файнберга-Фогельстайна [Feinberg and Fogelstein, 1983; 1984], используя Multipime DNA Labelling System («Amersham»). Реакцию проводили согласно протоколу, предложенному фирмой Amersham. В качестве пробы использовали pCAD142, представляющую собой к-ДНКовую последовательность участка гена хомячка cad [Shigesada et al, 1985], которая была любезно предоставлена нам д-ром G.Stark (Cleveland Clinic Foundation, Кливленд, США). После гибридизации блот отмывали в растворах, содержащих 0,1% SDS и понижающиеся концентрации SSC (от 2 до 0,5 х SSC) при 65°С по 10-30 минут в каждом растворе. После этого проводили авторадиографию, используя рентгеновскую пленку Kodak и усиливающие экраны ЭУИ-1. Экспозицию проводили при -70°С. После экспозиции пленку обрабатывали согласно инструкции изготовителя.

Глава 3. Результаты исследований

3.1. Влияние мутантныхр53 на стабильность кариотипа клеток ЫМ1215 Как уже указывалось выше (см. Главу 1 «Обзор литературы») нормальное функционирование р53 предотвращает деление клеток с поврежденной ДНК. В связи с этим, логично было предположить, что аномалии функции р53 будут увеличивать частоту пролиферирующих клеток с незарепарированными разрывами ДНК. Не столь очевидной представлялась роль р53 в контроле числа хромосом, хотя ряд данных и указывал также на возможную связь между инактивацией р53 и появлением гетероплоидных клеток. Чтобы проверить, действительно ли аномалии р53 могут приводить к накоплению клеток с различными аномалиями кариотипа, мы трансдуцировали различные формы кДНК р53 человека в клетки ЫМ1215, характеризующиеся высокой кариотипической стабильностью (см. Главу 2 «Материалы и методы»), и сопоставили влияние различных мутантных р53 на частоту митотических клеток с числовыми и структурными изменениями хромосом.

Анализ полученных индивидуальных клонов и массовых культур клеток ЫМ1215, конститутивно экспрессирующих р53 с миссенс-мутациями в кодонах 175, 248 и 273 показал, что трансдукция мутантных р53 сопровождается увеличением частоты хромосомных разрывов в митотических клетках и появлением в популяциях гипердиплоидных вариантов с 47-53 хромосомами. Так в сублиниях, экспрессирующих р53-Тгр248 или р53-Шз273 под контролем гомологичного промотора гена р53, число спонтанных хромосомных разрывов было в 2-4 раза выше, чем в контрольных клетках, несущих «пустой» вектор

ШО/пео (Рис. 3), а доля гипердиплоидных клеток стала составлять 6-10%, тогда как в исходной линии ЫМ1215 и контрольной сублинии ЫМ/пео она была менее 1% (Рис. 4). Экспрессия экзогенного р53 дикого типа не вызывала таких эффектов (Рис. 3, 4). метафаз с разрывами число разрывов на 100 клеток

248

Рис. 3. Частота хромосомных разрывов в сублиниях клеток ЫМ1215, экспрессирующих различные формы экзогенного р53 (\у1:, Шз175, №8273, Тгр248) или только селектируемый ген пео. (Приведены суммарные результаты двух экспериментов, в каждом из которых анализировали не менее 75 метафаз для каждой группы опыта).

1 оо

80

60

40

20 О

ЮО

80

60

40

20

1 ОО

80

60

40

20 пео п = 1 50)

1 оо

80

60

40

20

Н1з175 п = 225)

ЬПз273 п=200) p53wt п = 1 25) о1-юо во во

40

20

ЮО

80

60

40

20

Н1э194 п = 50)

Тгр248 п = 200)

43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53

Рис. 4. Распределение околодиплоидных клеток по числу хромосом в сублиниях клеток ЫМ1215, экспрессирующих различные формы экзогенного р53 (лл^, Н1б273, Тгр248) или только селектируемый ген пео. (В каждой культуре проанализировано 150-200 метафаз). о

Следует заметить, что, наряду с появлением гипердиплоидов, в ряде случаев в сублиниях с экзогенным мутантным р53 наблюдалось также незначительное увеличение доли гиподиплоидных клеток (44-45 хромосом). Однако нехватка хромосом, как известно, может являться артефактом (нарушение целостности метафаз после обработки гипотоническим раствором в ходе приготовления хромосомных препаратов). В связи с этим трудно судить об истинном числе гиподиплоидных вариантов в исследованных популяциях и, следовательно, не представляется возможным утверждать, что экспрессия мутантного р53 влияет каким-то образом на количество гиподиплоидов. В то же время индукция гипердиплоидии всеми тестированными мутантами р53 являлась несомненной.

Чтобы определить темп возникновения гипердиплоидии, индуцируемой мутантными р53, мы исследовали индивидуальные клоны, прошедшие относительно небольшое число клеточных делений (около 20) после трансдукции p53-Hisl75 или р53-Тгр248. (Мы анализировали клоны на стадии, когда число клеток в них достигло примерно 1х106). В 10 из 12 таких культур были обнаружены клетки с 47-53 хромосомами, тогда как в аналогичных контрольных клонах, в которые был введен пустой ретровирусный вектор pPS/neo, гипердиплоидные варианты найдены не были (см. Табл. 1). При этом независимо возникшие клоны с трансдуцированным мутантным р53 содержали примерно одинаковое количество гипердиплоидных клеток. Это свидетельствует о довольно высоком темпе образования de novo таких клеток. Если допустить, что гипердиплоидные клетки не имеют селективных преимуществ или недостатков, частота образования вариантов с лишними хромосомами в популяциях клеток LIM 1215, экспрессирующих мутантные p53-Hisl75 или р53о

Тгр248, составляет примерно 2x10" на клетку на генерацию.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Агапова, Лариса Степановна, 1998 год

Список литературы

Агапова Л.С., Туровец H.A., Иванов A.B., Ильинская Г.В., Чумаков U.M., Копнин Б.П. Индукция гипердиплоидии и хромосомных разрывов в клетках LIM1212, экспрессирующих экзогенный мутантный р53. Генетика, 1996, т.32, с. 1080-1087.

Зайчук Т.А., Кузнецов Н.В., Оссовская B.C., Копнин Б.П., Чумаков П.М. Специфические ДНК-связывающие свойства онкобелка р53 из опухолевых клеток человека. Докл. РАН, 1993, 330, 386-389.

Ильинская Г.В. Изучение генетических факторов, влияющих на частоту появления и локализацию дополнительных генных копий в клетках млекопитающих in vitro. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук, Москва, 1997.

Кондратов Р.В., Пугачева E.H., Кузнецов Н.В., Прасолов B.C., Копнин Б.П., Чумаков П.М. Ген аденозиндезаминазы человека содержит р53-респонсивный элемент. Докл. РАН, 1995, 346, 260-263.

Манниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Д. Молекулярное клонирование. Методы генетической инженерии. Москва, "Мир", 1984.

Оссовская B.C., Копнин Б.П., Райхлин Н.Т., Смирнова Е.А., Прасолов B.C., Чумаков П.М. Влияние на различные линии клеток кДНК р53, экспрессируемого под контролем экзогенного гомологичного промотора. Мол. биол., 1995, 29, 63-72.

Прасолов B.C., Чумаков П.М. Антисмысловая РНК р53 ингибирует пролиферацию нормальных и трансформированных клеток. Мол. биол., 1988, т.22, с. 1371-1380.

Райхлин Н.Т, Володина Ю.Л., Смирнова Е.А., Перевозчиков А.Г., Чумаков П.М., Копнин Б.П. Стимуляция дифференцировки клеток рака толстой кишки LIM1215 при экспрессии экзогенного антионкогена р53 или активированного онкогена ras. Архив, nam., 1995, 57, 34-38.

Abrahamson S.L., Lee J.M., Bernstein A. Regulation of p53-mediated apoptosis and cell cycle arrest by steel factor. Mol. Cell. Biol., 1995, 15, 6953-6960.

Aelst L. V. and D 'Souza-Schorey C. Rho GTPases and signaling networks. Gen. Development, 1997, 11, 2295-2322.

Agapova L.S., Ilyinskaya G.V., Turovets N.A., Ivanov A.V., Chumakov P.M., Kopnin B.P., Chromosome changes caused by alterations of p53 expression. Mut. Res., 1996, 354, 129138.

Agarwal M.L., Agarwal A., Taylor W.R., Stark G.R. p53 controls both the G2/M and G1 cell cycle checpoints and mediates reversible growth arrest in human fibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci., U.S.A., 1995, v.92, p.8493-8497.

Agoff S.N., Hou J., Lizer D.I., Wu B. Regulation of the human hsp70 promoter by p53. Science, 1993, 259, 84-87.

Ahuja H., Bar-Eli M., Advani S.H., Benchimol S., Cline M.J. Alterations in the p53 gene and the clonal evolution of the blast crisis of chronic myelocytic leukemia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989, 86, 6783-6787.

Alexandrova A.Y., Dugina V.B., Paterson H., Bershadsky A.D., Vasiliev J.M. Motility of intracellular particles in rat fibroblasts is greatly enhanced by phorbol ester and by overexpression of normal p21N"ras. CellMotil. Cytoskeleton, 1993, v.25, p.254-256.

Arrowsmith C.H. and Morin P. New insights into p53 function from structural studies. Oncogene, 1996, 12, 1379-1385.

Atadja P., Wong H., Garkavtsev I., Veillette C., Riabovol K. Increased activity of p53 in senescing fibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, 92, 8348-8352.

Bakalkin G., Yakovleva T., Selivanova G., Magnusson K.P., Szekely L., Kiseleva E., Klein G., Terenius L., and Wiman KG. p53 binds single-stranded DNA ends and catalyzes DNA renaturation and strand transfer. Proc.Natl. Acad. Sci., 1994, 91, 413-417.

Bakalkin G., Selivanova G., Yakovleva T., Kiseleva E., Kashuba E., Magnussen K.P., Szekely L., Klein G., Terenius L., Wiman KG. p53 binds single stranded DNA through the C-terminal domain and internal segments via the middle domain. Nucleic Acids Res., 1995, 23, 362-369.

Baker S.J., Fearon E.R, Niqro J.M., Hamilton S.R., Preisinger A.C., Jessup J.M., vanTuinen P., Ledbetter D.H., Barker D.F., Nakamura Y., White R., Vogelstein B.. Chromosome 17 deletions and p53 gene mutations in colorectal carcinomas. Science, 1989, v. 244, p.217 -221.

Baker S. J.,Preisinger A.C., Jessup J.M. p53 gene mutations occur in combination with 17p allelic deletions as late events in colorectal tumorigenesis. Cancer Res., 1990, v.50, p.7717-7722.

Barak Y, Juven T. Hafjher R., and Oren M. mdm2 expression is induced by wild type p53 activity. EMBO J., 1993, 12,461-468.

Barak, Y., Gottlieb, E., Juven Gershon, T., and Oren, M. Regulation of mdm2 expression by p53: alternative promoters produce transcripts with nonidentical translation potential. Genes Dev., 1994, 8, 1739-1749.

BarbacidM. ras genes. Annu. Rev. Biochem., 1987,56, 779-828.

Bargonetti, J., Friedman, P.N., Kern, S.E., Vogelstein, B., and Prives, C. Wild-type but not mutant p53 immunopurified proteins bind to sequences adjacent to the SV40 origin of replication. Cell, 1991, 65,1083-1091.

Bargonetti J., Manfredi J.J., Chen X., Marshak D.R., Prives C. A proteolytic fragment from the central region of p53 has marked sequence-specific DNA-binding activity when generated from wild-type but not from oncogenic mutant p53 protein. Genes Dev., 1993, v.7, p.2565-2574.

Bayle J.H., Elenbaas B., Levine A.J. The carboxy-terminal domain of the p53 regulates sequence-specific DNA binding through its nonspecific nucleic acid-binding activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, 92, 5729-5733.

BressacB., Kew M., Wands J., Ozturk M. Selective G to T mutations of p53 gene in hepatocellular carcinoma from Southern Africa. Nature, 1991, 350, 429-431.

Beham A., Marin M.C., Fernandez A., Herrmann J., Brisbay S., Tari A.M., Lopez-Berestein G., Lozano G., Sarkiss M., McDonnell T.J. Bcl-2 inhibits p53 nuclear import following DNA damage. Oncogene, 1997, 15, 2767-2772.

Bienz-Tadmor B; Zakut-Houri R; Libresco S; Givol D; Oren M. The 5' region of the p53 gene: evolutionary conservation and evidence for a negative regulatory element. EMBO J., 1985, 4, 3209-3213.

Benchimol S., Lamb P., Crawford L.V., Sheer D., Shours T.B., Bruns G.A.P., Peacock J. Transformation assotiated p53 protein is encoded by a gene on human chromosome 17. Som. CellMol. Gen., 1985, v. 11, p.505 - 509.

Bertrand P., Rouillard D., Boulet A., Levalois C., Soussi T., Lopez B.S. Increase of spontaneous intrachromosomal homologous recombination in mammalian cells expressing a mutant p53 protein. Oncogene, 1997, 14, 1117-1122.

Bischoff F.Z., Yim S.O., Pathak S., Grant G., Siciliano M.J., Giovanella B.C., Strong L.C., Tainsky M.A. Spontaneous abnormalities in normal fibroblasts from patients with Li-

Fraumeni cancer syndrome: aneuploidy and immortalization. Cancer Res., 1990, v.50, p.7979-7984.

Blandino G.; Scardigli R.; Rizzo M.G.; Crescenci M.; Soddu S.; Sacchi A. Wild-type p53 modulates apoptosis of normal IL-3 deprived hematopoietic cells. Oncogene, 1995, 10, 731-737.

Bos J.L., Toksoz D., Marshall C.J., Verlaan-de Vries, Veeneman G.H., Van der Eb A. J., Van Boom J.H., Janssen J.W.G., Steenvoorden A.C.M. Amino-acid substitutions at codon 13 of the N-ras oncogene in human acute myeloid leukaemia. Nature (Lond.), 1985, 315, 726730.

BosJ.L. ras oncogenes in human cancer: a review. Cancer Res., 1989, 49, 4682-4689.

Bourne H.R., Sanders D.A., McCormic F. The GTPase superfamily: a concerved switch for diverse cell function. Nature, 1991, 349, 117-127.

Brain R. and Jenkins J.R. Human p53 directs DNA strand reassociation and is photolabelled by 8-azido ATP. Oncogene, 1994, 9, 1775-1780.

Buckbinder L., TalbottR., Velasco-Miguel S., Takenaka L., FahaB., Seizinger B.R., andKley N. Induction of the growth inhibitor IGF-binding protein 3 by p53. Nature, 1995, 377, 646649.

Caelles C., Heimberg A., Karin M. p53-dependent apoptosis in the absence of p53-target genes. Nature, 1994, 370, 220-223

Canman C.E.; Gilmer T.M.; Coutts S.B.; Kastan, M.B. Growth factor modulation of p53-mediated growth arrest versus apoptosis. Genes Dev., 1995, 9, 600-611.

Carder P., Wyllie A.H., Purdie C.A., Morris R.G., White S., PirisJ., BirdC.C. Stabilised p53 facilitates aneuploid clonal divergence in colorectal cancer. Oncogene, 1993, v.3, p. 13971401.

Caron de Fromentel C., Soussi T. The TP53 tumor suppressor gene: a model for investigating human mutagenesis. Genes, Chromosome, Cancer, 1992, v.4 p.l - 15.

Chen P.L., Chen Y, Bookstein R., Lee W.H. Genetic mechanisms of tumor suppression by the human p53 gene. Science, 1990, 250, 1576-1580.

Chen J.-Y., Funk W.D., Wright W.E., Shay J.W., and Minna J.D. Heterogeneity of transcriptional activity of mutant p53 proteins and p53 DNA target sequences. Oncogene, 1993, 8, 2159-2166.

Chen X., Bargonetti J., and Prives C. p53, through p21 (WAF1/CIP1), induces cyclin D1 synthesis. Cancer Res, 1995, 55, 4257-4263.

Chen J., Willingham T., ShufordM., Bruce D., Rushing E., Smith Y, Nisen P.D. Effects of ectopic overexpression of p21/wafl/cipl on aneuploidy and the malignant phenotype of human brain tumor cells. Oncogene, 1996, 13, 1395-1403.

Chernov M. V. and Stark G.R. The p53 activation and apoptosis induced by DNA damage are reversibly inhibited by salicylate. Oncogene, 1997, 14, 2503-2510.

Chernova O.B., Chernov M.V., Agarwal M.L., Taylor W.R., Stark G.R. The role of p53 in regulating genomic stability when DNA and RNA synthesis are inhibited. Trends Biochem., 1995,20, 431-434.

Cho , Y., Gorina S., Jeffrey P.D., and Pavletich N.P. Crystal structure of a p53 tumor suppressor-DNA complex: Understanding tumorigenic mutations. Science, 1994, 265, 346355.

Chumakov A.M., Miller C.W., Chen D.L., Koeffler H.P. Analysis of p53 trans-activation through high-affinity binding-sites. Oncogene, 1993, v.8, p. 3005-3011.

Chumakov P.M., Pugacheva E.N., Ossovskaya V.S., Kondratov R.V., Kuznetsov N.V., Ivanov A.V., Prassolov V.S., Mazo I.A., Gudkov A.V., Kopnin B.P. Functions of the p53 involved in control of malignant transformation. Cancer and the Cell Cycle. ISREC-AACR symposium. ISREC Press, Lausanne, 1996, A-35.

Clarke A.R., Purdie C.A., Harrison D.J., Morris R.G., Bird C.C., Hooper M.L., Wyllie A.H. Thymocyte apoptosis is induced by p53-dependent and independent pathways. Nature (London), 1993, 362, 849-852.

Clore G.M., ErnstR., ClubbJ.G., Omichinski W.M.P., Kennedy K, Sakaguchi E., AppellaE., Gronenborn A.M. Refined solution structure of the oligomerization domain of the tumor suppressor p53. Struct. Biol, 1995, 2, 321-332.

Cowley S., Pater son H., Kemp P., Marshall C.J. Activation of MAP kinase kinase is necessary and sufficient for PC 12 differentiation and for transformation of NIH 3T3 cells. Cell, 1994, 77, 841-852.

Cox, L.S., T.Hupp, C.A.Midgley, and D.P.Lane. A direct effect of activated human p53 on nuclear DNA replication. EMBO J., 1995, 14, 2099-2105.

Cox L.S.; Lane D.P. Tumour suppressors, kinases and clamps: how p53 regulates the cell cycle in responce to DNA damage. BioEssays, 1995, 17, 501-508.

Craig S. W. and Johnson R.P. Assembly of focal adhesions: progress, paradigms, and portents. Curr. Opinion Cell Biol., 1996, 4, 74-85.

Crook T., Wrede D., Vousden K.H. p53 point mutation in HPV negative human cervical carcinoma cell lines. Oncogene, 1991, 6, 873-875.

Cross S.M., Sanches C.A., Morgan C.A., Schimke M.K., Ramel S., Idzerda R.L.., Raskind W.H., ReidB.J. A p53-dependent mouse spindle checkpoint. Science, 1995, v.267, p. 13531356.

Dameron KM., Volpert O.V., Tainsky M.A., Bouck N. Control of angiogenesis in fibroblasts by p53 regulation of thrombospondin-1. Science, 1994, 265, 1582-1584.

Deb S., Jackson C. T., SublerM.A., Martin D. W. Modulation of cellular and viral promoters by mutant human p53 proteins found in tumor cells. J.Virol., 1992, 66, 6164-6170.

Deb S.P., Munoz R.M., Brown D.R., SublerM.A., Deb S. Wild-type human p53 activates the human epidermal growth factor receptor promoter. Oncogene, 1994, 9, 1341-1349.

DebbasM. and White E. Wild-type p53 mediates apoptosis by El A, which is inhibited by E1B. Gene Dev., 1993, 7, 546-554.

Delia D., Goi K, Mizutani S., Yamada T., Aiello A., Fontanella E., Lamorte G., Iwata S., Ishioka C., Krajewski S., ReedJ.C., PierottiM.A. Dissotiation between cell cycle arrest and apoptosis can occur in Li-Fraumeni cells heterozygous for p53 gene mutations. Oncogene, 1997, 14,2137-2147.

Demers G.W., Foster C.L., HalbertD.A., Galloway D.A. Growth arrast by induction of p53 in DNA damaged keratinocytes is bypassed by human papillomavirus 16 E7. Proc. Natl. Acad. Sci., 1994, 91, 4382-4386.

Denko, N.C., Giaccia, A.J., Stringer, J.R., and P.J.Stambrook. The human Ha-ras oncogene induces genomic instability in murine fibroblasts within one cell cycle. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, 91, 5124-5128.

Deppert W. p53: Oncogene, Tumor Suppressor, or Both? Molecular Diagnostics of Cancer, 1993, p.27 - 39.

Diar-Meco M. T., Lozano J., Municio M.M., Berra E., Frutos S., Sanz L., Moscat J. Evidence for the in vitro and in vivo interaction of ras with protein kinase C C,. J. Biol. Chem., 1994, 269, 31706-31710.

Diller L., Kassel J., Nelson C.E., Gryka M.A., Litwak G., Gebhardt M., Bressak B., Ozturk M., Baker S.J., Vogelstein B., Friend S.H. p53 suppresses the growth of osteosarcoma cells and blocks cell cycle progression. Mol. Cell Biol., 1990

DittmerD., Pati S., Zambetti G., Chu S., Teresky A.K., Moore M., Finlay C., Levine A.J. Gain of function mutations in p53. Nat. Genet., 1993, 4, 42-46.

Donehower L.A., Harvey M., Slagle B.L., Mcarthur M.J., Montgomery C.A., Butel J.S., Bradley A. Mice deficient for p53 are developmental^ nirmal but susceptible to spontaneous tumours. Nature (London), 1992, 356, 215-221.

Donehower L.A., Bradley A. The tumor suppressor p53. Biochem.Biophys. Acta. 1993, v.1155, p.181-205.

Downward J. Control of ras activation. Cacer Surv., 1996, 27, 87-100.

Dulic V., Kaufmann W.K., Wilson S.J., Tlsty T.D., LeesM., Harper W., Elledge S.J., Reed S.I. p53-dependent inhibition of cyclin-dependent kinase activities in human fibroblasts during radiation-induced G1 arrest. Cell, 1994, 76, 1013-1023.

Dutta A., Ruppert J.M., Aster J. C., Winchester E. Inhibition of DNA replication factor RPA by p53. Nature, 1993, 365, 79-82.

Dyson N. and Harlow E. Adenovirus El A targets key regulators of cell proliferation. Cancer Surveys, 1992, 12, 161-195.

Ehinger M., Nilsson E., Persson A.M., Olsson I., Gullberg U. Involvement of the tumor suppressor gene p53 in tumor necrosis factor-induced differentiation of the leukemic cell line K562. Cell Growth Differ., 1995, 6, 9-17.

El Diery W.S., Kern S.E., Pietenpol J.A., Kinzler K.W., Vogelstein B. Definition of a consensus binding site for p53. Nat. Genet., 1992, 1, 45-49.

ElDeiry W.S., Tokino T., Velculescu P.M., Levy D.B., Parsons B., Trent J.M., LinD., Mercer W.E., Kinzler K.W., Vogelstein B. WAF1, a potential mediator of p53 tumor suppression. Cell, 1993, 75, 817-825.

El Deiry W.S., Harper J.W., O'Connor P.M., Velculescu P.M., Canman C.E., Jackman J., Pietenpol J.A., Burrel M., Hill D.E., Whang J., Kinzler K.W., Vogelstein B. Wafl/cipl is induced in p53-mediated Gi arrest and apoptosis. Science, 1994, 262, 1644-1645.

El-Deiry, W.S., Tokino, T., Waldman, T., Oliner, J.D., Velculescu, V.E., Burrell, M., Hill, D.E., Healy, E., Rees, J.L., and Hamilton, S.R. Topological control of p21WAFl/CIPl expression in normal and neoplastic tissues. Cancer Res. 55:2910-2919, 1995.

Eliyahu D., RazA., GrussP., Givol D., OrenM. Participation of p53 cellular tumor antigen in transformation of normal embryonic cells. Nature, 1984, v.312, p.646 - 649.

Eliyahu D., Goldfinger N., Pinhasi-Kimhi 0., Shaulsky O., Skurnic Y., Arai N., Rotter V., Oren M. Meth A fibrosarcoma cells express two transforming mutant p53 species. Oncogene, 1988, 3, 313-321.

Eliyahi D., Michalovitz D., Eliyahi S., Pinhasi-Kimhi O., Oren M. Wild-type p53 can inhibit oncogene-mediated focus formation. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 1989, 86, 8763-8767.

Elkind, N.B., Goldfinger, N., and Rotter, V. Spot-1, a novel NLS-binding protein that interacts with p53 through a domain encoded by p(CA)n repeats. Oncogene 11:841-851, 1995.

Fan J. and Bertino J.R. K-ras modulates the cell cycle via both positive and negative regulatory pathways. Oncogene, 1997, 14, 2595-2607.

Fields S. and Jang S.K. Presence of a potent transcription activating sequence in the p53 protein. Science, 1990, 249, 1046-1049.

Filmus J., Robles A.I., Shi W., Wong M. J., Colombo L.L. Conti C.J. Induction of cyclin D1 overexpression by activated ras. Oncogene, 1994, 9, 3627-3633.

Finlay C.A., Hinds P.W., Levine A.J. The p53 protooncogene can act as a suppressor of transformation. Cell, 1989, 57, 1083-1093.

Finlay, C.A. The mdm-2 oncogene can overcome wild-type p53 suppression of transformed cell growth. Mol. Cell Biol. 13:301-306, 1993.

Flores-Rozas H., Kelman Z., Dean F.B., Pan Z.-Q., Harper J.W., Elledge S.J., O'Donnell M., Hurwitz J. Cdk-interacting protein 1 directly binds with proliferating cell nuclear antigen and inhibits DNA replication catalyzed by the DNA polymerase d holoenzyme. Proc. Natl. Acad. Sci., 1994, 91, 8655-8659.

Ford J.M.cmd Hanawalt P.C. Li-Fraumeni syndrome fibroblasts homozygous for p53 mutations are deficient in global DNA repair but exhibit normal transcription-coupled repair and enhanced UV resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, 92, 8876-8880.

Forrester K, Lupoid S.E., Ott V.L., Chay C.H., Band V., Wang X.W., Harris C.C. Effects of p53 mutants on wild-type p53-mediated transactivation are cell type dependent. Oncogene, 1995, 10,2103-2111.

Franza B.R., Maruyama K, Garrels J.I, Ruley H.E. In vitro establishment is not a sufficient prerequisite for transformation by activated Ras oncogenes. Cell, 1986, 44, 409-418.

Fritsche M., Haessler C., Brandner G. Induction of nuclear accumulation of the tumor-suppressor protein p53 by DNA-damaging agents. Oncogene, 1993, 8, 307-318.

Fu L., Minden M.D., Benchimol S. Translational regulation of human p53 gene expression. EMBO, 1996, 15, 4392-4401.

Fukasawa K, Choi T., Kuriyama R., Rulong S., Vande Wounde G.F. Abnormal centrosome amplification in the absence of p53. Science, 1996, v.271, p. 1744-1747.

Fukasawa K., Wiener F., Woud G.F.V., Mai S. Genomic instability and apoptosis are frequent inp53 deficient young mice. Oncogene, 1997, 15, 1295-1302.

Funk W.D.,Pak D.T., Karas R.H., Wright W.E., Shay J.W. A transcriptionally active DNA-binding site from human p53 protein complexes. Mol. and Cell. Biol., 1992, 12, 2866-2871.

Gabrielli B.G., Clark J.M., McCormack A.K., Ellem K.A.O. Ultraviolet light-induced G2 phase cell cycle checkpoint blocks cdc25-dependent progression into mitosis. Oncogene, 1997, 15, 749-758.

Galaktionov K, Lee A.K., Eckstein E., Draetta G., Mecklet J., Loda M., Beach D. CDC25 phosphatases as potential human oncogenes. Science, 1995, 269, 1575-1577.

Ginsberg, D., Or en, M., Yaniv, M. and Piette J. Protein-binding elements in the promoter region of the mouse p53 gene. Oncogene, 1990, 5, 1285-1290.

GogaA., LiuX., Hambuch T.M., Senechal K., Major E., Berk A. J., Witte O.N., Sawyers C.L. p53 dependent growth suppression by the c-Abl nuclear tyrosine kinase. Oncogene, 1995, 11, 791-799.

Gottlieb E., Haffner R., von Ruden T., Wagner E.F., OrenM. Down-regulation of wild-type p53 activity interferes with apoptosis of IL-3-dependent hematopoietic cells following IL-3 withdrawal. EMBO J., 1994, 13, 1368-1374.

Gottlieb T.M. and Oren M. p53 in growth control and neoplasia. Biochim. Biophys. Acta, 1996, 1287, 77-102.

Graeber T.g., Osmanian C., Jacks T., Housman D.E., Koch C.J., Lowe S. W, Giaccia A.J. Hypoxia-mediated selection of cells with diminished apoptotic potential in solid tumors. Nature, 1996, 379, 88-91.

GrandR. J.A. and Owen D. The biochemistry of ras p21. Biochem. J., 1991, 279, 609-631.

Greenblatt M.S., Bennet W.P., Hollstein M., Harris C.C. Mutations in p53 tumor suppressor gene due to cancer etiology and molecular pathogenesis. Cancer Res., 1994, v.54, p.4855-4878.

Griffits S.D., Clarke A.R., Healy L.E., ross G., Ford A.M., Hooper M.L., Wyllie A.H., Greaves M. Absence of p53 permits propagation of mutant cells following genotoxic damage. Oncogene, 1997, 14, 523-531.

Guenal I., Sitodi-de Fraisse C., Gaumer S., Mignotte B. Bcl-2 and Hsp27 acts at different levels to suppress programmed cell death. Oncogene, 1997, 15, 347-360.

Guidos C.J., Williams C.J., Grandal I., Knowles G., Huang M.T.F., Danska J.S. V(D)J recombination activates a p53-dependent DNA damage checkpoint in scid lymphocyte precursors. Genes Dev., 1996, 10, 2038-2054.

Haines, D.S., Landers, J.E., Engle, L.J., and George, D.L. Physical and functional interaction between wild-type p53 andmdm2 proteins. Mol. Cell Biol., 1994, 14, 1171-1178.

Halazonetis T.D., Davis L.J., Kandil A.N. Wild-type p53 adopts a «mutant»-like conformation when bound to DNA. EMBO J., 1993, 12, 1021-1028.

Hall P.A., Kearsey J.M., CoatesP.J., Norman D.G., Warbrick E., CoxL.S. Characterisation of the interaction between PCNA and Gadd45. Oncogene, 1995, v. 10, p.2427-2433.

Hallberg B., Rayter S.L., Downward J. Interaction of Ras and Raf in intact mammalian cells upon extracellular stimulation. J. Biol. Chem., 1994, 269, 3913-3916.

Harper J.W., Adami G.R., Wei N., Keyomarsi K., Elledge S.J. The p21 Cdk-interacting protein Cipl is a potent inhibitor of G1 cyclin-dependent kinases. Cell, 1993, 75, 805-816.

Harvey M., Sands A. T., Weiss R.S., HegiM.E., Wiseman R.W., Pantazis P., Giovanella B.C., Tainsky M.A., Bradley A., Donehower L.A. In vitro growth characteristics of embryo fibroblasts isolated from p53-deficient mice. Oncogene, 1993, 8, 2457-2467.

Haubruck H. and McCormic F. Ras p21: effects and regulation. Biochim. Biophys. Acta, 1991, 1072, 215-229.

Haupt K, Rowan S., Oren M. p53-mediated apoptosis in HeLa cells can be overcome by excess pRb. Oncogene, 1995, 10, 1563-1571.

Havre P.A., YuanJ.,HedrickL., Cho K.R., Glazer P.M. p53 inactivation by HPV16 results in increased mutagenesis in human cells. Cancer Res., 1995, 55, 4420-4424.

Hawkins P.T., Eguinoa A., Qiu R.G., Stokoe D., Cooke F.T., Walters R., Wennstrom S., Claesson W.L., Evans T., Symons M. PDGF stimulates an increase in GTP-Rac via activation of phosphoinositide 3-kinase. Curr. Biol., 1995, 5, 393-403.

He Z., Brinton B.T., Greenblatt J., Hassell J.A., Ingels C.J. The transactivator proteins VP 16 and GAL4 bind replication factor A. Cell, 1993, 73, 1223-1232.

Hecker D., Page G., Lohrum M., Weiland S., Scheidtmann K.H. Complex regulation of the DNA-binding activity of p53 by phosphorylation sites on the interaction with different binding motifs. Oncogene, 1996, 12, 953-961.

HermekingH. andEickD. Mediation of c-Myc-induced apoptosis by p53. Science, 1994, 265, 2091-2093.

Herrman C., Martin G.A., Wittinghofer A. Quantitative analysis of the complex between p21ras and the Ras-binding domain of the human Raf-1 protein kinase. J. Biol. Chem., 1995, 270, 2901-2905.

Hicks G.G., Egan S.E., Greenberg A.M., Mowat M. Mutant p53 tumor suppressor alleles release ras-induced cell cycle growth arrest. Mol. Cell Biol., 1991, 11, 1344-1352.

Hinds P.W., Finlay C.A., Quartin R.S., Baker S.J., Fearon E.R., Vogelstein B., Levine A.J. Mutant p53 DNA clones from human colorectal carcinomas cooperates with ras in transforming primary rat cells: a comparison of the «hot spot» mutant phenotypes. Cell. Growth. Differ., 1990, 1, 571-580.

Hirakawa T. and Ruley H.E. Rescue of cells from ras oncogene-induced growth arrest by a second complementing oncogene. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988, 85, 1519-1523.

Hirano Y., Yamato K., Tsuchida N. A temperature sensitive mutant of the human p53, Vall38, arrests rat cell growth without induced expression of cipl/wafl/sdil after temperature shift-down. Oncogene, 1995, 10, 1879-1885.

Hockenbery D.M., Oltvai Z.N., Yin X.M., Milliman C.L., Korsmeyer S.J. Bcl-2 function in an antioxidant pathway to prevent apoptosis. Cell, 1993, 75, 241-251.

Hofer F., Fields S., Schneider C., Martin G.S. Activated Ras interacts with the Ral guanine nucleotide dissciation stimulator. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, 91, 11089-11093.

Hollstein M., MetcalfR.A., Welsh J., Montesano R., Harris C.C. Frequent mutation of the p53 gene in human esophageal cancer. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, 87, 9958-9961.

Hollstein M., Sidransky D., Vogelstein B., Harris C.C. p53 Mutations in human cancers. Science, 1991, v.253, p.49 - 53.

Hollstein M., Rice K., Greenblatt M.S., Soussi T., Fuchs R., Sorlie T., Hovig E., Smith-Sorensen B., Montesano R., Harris C.C. Database of p53 gene somatic mutations in human tumors and cell lines. Nucleic Acids Res., 1994, v.22, p.3551 - 3555.

Huang L.-C., Clarkin K.C., Wahl G.M. Senssitivity and selectivity of the DNA damage sensor responsible for activating p53-dependent G1 arrest. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, 93,4827-4832.

Hudson J.M., Frade R., Bar-Eli M. Wild-type p53 regulates its own transcription in a celltype specific manner. DNA Cell Biol., 1995, 14, 759-766.

Hundley J.E., Koester S.K., Troyer D.A., Hilsenbeck S.G., Subler M.A., Windle J.J. Increased tumor proliferation and genomic instability without decreased apoptosis in MMTV-ras mice deficient in p53. Mol. Cell Biol., 1997, 17, 723-731.

Hunter T. and Pines J. Cyclins and cancer II: cyclin D and CDK inhibitors come of age. Cell, 1994, 79, 573-583.

Hunter T. Oncoprotein networks. Cell, 1997, 88, 333-346.

Hupp T.R., Meek D.W., Midgley C.A., Lane D.P. Regulation of the specific DNA binding function of p53. Cell, 1992, 71, 875-886.

Hupp T.R. and Lane D.P. Allosteric activation of latent p53 tetramers. Curr. Biol., 1994, 4, 865-875.

Isaacs, W.B., Carter, B.S., and Ewing, C.M. Wild-type p53 suppresses growth of human prostate cancer cells containing mutant p53 alleles. Cancer Res. 51:4716-4720, 1991.

Ishizaka Y., Chernov M.V., Burns C.M., Stark G.R. p53-dependent growth arrest of REF52 cells containing newly amplified DNA. Proc. Natl. Acad. Sci., U.S.A., 1995, v.92, p.3224-3228.

Ishisaki K., Ejima Y., Matsunaga T., HaraR., Sakamoto A., IkenagaM., Ikawa Y., Aizawa S.I. Increased UV-induced SCEs but normal repair of DNA damage in p53-deficient mouse cells. Int. J. Cancer, 1994, 57, 254-257.

Ivanov A., Kondratov R., Komarova E., Ossovskaya V., Kopnin P., Kuznetsov N., KopninB., Gudkov A., Chumakov P. Activation of p53 tumor supressor in responce to ras oncogene. Abatracts of Cancer Genetics and Tumor Suppressor Gene Conference, Frederick, Maryland, 1997, p.626.

Jacks T. and WeinbergR.A. Cell-cycle control and its watchman. Nature, 1996, 381, 643-644.

Jackson P., Bos E., Braithwaite A.W. Wild-type p53 down-regulates transcription from different virus enhancer/promoters. Oncogene, 1993, 8, 589-597.

Jamal S. and Ziff E.B. Raf phosphorylates p53 in vitro and potentiates p53 -dependent transcriptional transactivation in vivo. Oncogene, 1996, 10, 2095-2101.

Jeffrey P.D., Gorina S., Pavletich N.P. Crystal structure of the tetramerization domain of the p53 tumor suppressor at 1.7 angstroms. Science, 1995, 267, 1498-1502.

Jenkins J.R., Rudge K., Redmond S., Wade-Evans A. Cloning and expression analysis of full length mouse cDNA sequences encoding the transformation associated protein p53. Nucl. Acids Res., 1984, 12, 5609-5626.

Jenkins J.R., Rudge K., Chumakov P., Currie G.A. The cellular oncogene p53 can be activated by mutagenesis. Nature, 1985, 317, 816-818.

Jiang, H., Luo J.-Q., Urano T., Frankel P., Lu Z., Foster D.A. Involvement of Ral GTPase in v-Src-induced phospholipase D activation. Nature, 1995, 378, 409-412.

Johnson P., Chung S., Benchimol S. Growth suppression of Friend virus-transformed erythroleukemia cells by p53 protein is accompained by hemoglobin production and is sensitive to erythropoetin. Mol. Cell Biol., 1993, 13, 1456-1463.

Johnson, C.R., Morin, P.E., Arrowsmith, C.H., and Freire, E. Thermodynamic analysis of the structural stability of the tetrameric oligomerization domain of p53 tumor suppressor. Biochemistry, 1995, 34, 5309-5316.

Joneson T., McDonough M., Bar-Sagi D., Aelst L.V. RAC regulation of actin polymerization and proliferation by a pathway distinct from Jun kinase. Science, 1996, 274, 1374-1376.

Jost C.A., Marin M.C., Kaelin Jr W.G. p73 is a human p53-related protein that can induce apoptosis. Nature, 1997, 389, 191-194.

Kaghad M. et al. Monoallelically expressed gene related to p53 at the neuroblastoma supressor-1 locus. Cell, 1997.

Kastan M.B., Onyekwere O., Sidransky D., Vogelstein B., Craig R.W. Participation of p53 protein in the cellular response to DNA damage. Cancer. Res., 1991, 51, 6304-6311.

Kastan M.B., Zhan Q., El-Deiry W.S., Carrier T., Jacks W.V., Walsh B.S., Plunkett B., Vogelstein B., Fornace A.J. A mammalian cell cycle checkpoint pathway utilizing p53 and GADD45 is defective in ataxia-telangiectasia. Cell, 1992, 71, 587-597.

Kawada M., Yamagoe S., Murakami Y, Suzuki K., Mizuno S., Uehara Y. Induction of p27/kipl degradation and anchorage independence by Ras through the MAP kinase signaling pathway. Oncogene, 1997, 15, 629-637.

Kazantsev A., Sancar A., Kearsey J.M., Shivji M.K.K., Hall P.A., Wood R.D. Does the p53 up-regulated Gadd45 protein have a role in excision repair? Science, 1995, 270, 1003-1005.

Kearsey, J.M., Shivji, M.K., Hall, P.A., and Wood, R.D. Does the p53 up-regulated Gadd45 protein have a role in excision repair? [letter]. Science, 1995, 270,1004-1005.

Kelman Z. PCNA: structure, functions and interactions. Oncogene, 1997, 14, 629-640.

Khosravi-Far R., Solski P.A., Clark G.J., KinchM.S., Der C.J. Activation ofRacl, RhoA, and mitogen-activated protein kinases is required for Ras transformation. Mol. Cell Biol., 1995, 15, 6443-6453.

Khosravi-Far R., White M.A., Westwick J.K., Solski P.A., Chrzanowska-Wodnicka M., Van Aelst L., Wigler M.H., Der C.J. Oncogenic Ras activation of Raf/mitogen-activated protein kinase-independent pathway is sufficient to cause tumorigenic transformation. Mol. Cell Biol., 1996, 16, 3923-3933.

Kieser A., Weich H.A., Brander G., Marme D., Kolch W. Mutant p53 potentiates protein kinase C induction of vascular endothelial growth factor expression. Oncogene, 1994, 9, 963-969.

Kikushi A., WilliamsL.T. The post-translational modification of ras p21 is important for Raf-1 activation. J. Biol. Chem., 1994, 269, 20054-20059.

Kikuchi-Yanoshita R., Tanaka K., Muraoka M., Konishi M., Kawashima I., Takamoto S., Hirai H., Miyaki M. Malignant transformation of rat embryo fibroblasts by cotransfection with eleven human mutant p53 cDNAs and activated H-ras gene. Oncogene, 1995, 11, 1339-1345.

Kinzler A. and Vogelstein B. Gateceepers and caretakers. Nature, 1997, 386, 761-762.

Knippschild U., OrenM., Depprt W. Abrogation of wild-type p53 mediated growth-inhibition by nuclear exclusion. Oncogene, 1996, 12, 1755-1765.

KoL.G. andPrives C. p53: puzzle and paradigm. Genes Dev., 1996, 10, 1054-1072.

KopninB. P., Stromskaya T.P., Kondratov R.V., Ossovskaya V.S., Pugacheva E.N., Rybalkina E.Y., Khokhlova O.A., Chumakov P.M. Influence of exogenous ras and p53 on P-glycoprotein function in immortalized rodent fibroblasts. Oncol. Research., 1995, 7, 299306.

Kremenetskaya O.S., Logacheva N.I., Baryshnikov A.Y., Chumakov P.M., Kopnin B.P. Distinct effects of various p53 mutants on differentiation and viability of human K562 leukemia cells. Oncol. Res., 1997, 9, 155-166.

Kuerbitz S.J., Plumkett B.S., Walsh W.V., Kastan M.B. Wild-type p53 is a cell cycle checkpoint determinant following irradiation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992, 89, 74917495.

Lam M., Dubyak G., Chen L., Nunez G., MiesfeldR.L., Distelhorst C. W. Evidence that BCL-2 represses apoptosis by regulating endoplasmic reticulum-associated Ca2+ fluxes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994, 91, 6569-6573.

Land H., Parada L.F., Weinberg R.A. Tumoric conversion of primary embryo fibroblasts requires at least two cooperating oncogenes. Nature, 1983, 304, 596-602.

Lane D.P. Benchimol S. p53: oncogene or anti-oncogene? Genes Dev., 1990, 4, 1-8.

Lane D.P. p53, guardian of the genome. Nature, 1992, 358, 15-16.

Lane D.P. and Hall P.A. MDM2 - arbiter of p53's destruction. TIBS, 1997, 22, 372-374.

Lavigueur A., Maltby V., Mock D., Rossant J., Pawson T., Bernstein A. High incidence of lung, bone, and lymphoid tumors in transgenic mice overexpressing mutant alleles of the p53 oncogene. Mol. Cell. Biol., 1989, 9, 3982-3991.

Le Rhun L., Duthu A., Ehrhart J.C., Michiels F., May E., May P. Directional selection associated with clonal expansion of p53 mutant cells during neoplastic development of carcinogen-treated rat embryo lung epithelial cells. Oncogene, 1994, v.9, p.263-271.

Lee S., Elenbaas B., Levine A., Griffith J. P53 and its 14 kDa C-terminal domain recognize primary DNA damage in the form of incertion/deletion mismatches. Cell, 1995, 81, 10131020.

Leevers S.J., Pater son H.F., Marshall C.J. Requirement for Ras in Raf activation is overcome by targeting Raf to the plasma membrane. Nature, 1994, 369, 411-414.

Legros Y., Meyer A., Ory K., Soussi T. Mutations in p53 produce a common conformational effect that can be detected with a pannel of monoclonal antibodies directed toward the central part of the p53 protein. Oncogene, 1994, 9, 3689-3694.

Lehman T.A., Bennett W.P., Metcalf R.A., Welsh J. A., Ecker J., Modali R.V., Ullrich S., Romano J.W., AppellaE., Testa JR., Gerwin B.I., Harris C.C. p53 mutation, ras mutation, and p53-heat shock 70 protein complexes in human lung carcinoma cell lines. Cancer Res., 1991, v.51, p.4090-4096.

Leveillard T., Andera L., Bissonnette N., Schaeffer L., Bracco L., Egly J.-M., Wasylyk B. Functional interactions between p53 and the TFIIH complex are affected by tumor-associated mutations. EMBO J., 1996, 15, 1615-1624.

Levine A.J, Momand J., Finlay C.A. The p53 tumor suppressor gene. Nature, 1991, v.351, p.453 - 456.

Levine A. J. The tumour suppressor genes. Annu. Rev. Biochem., 1993, 62, 623-651.

Levine A.J., Perry M.E., Chang A., Silver A., Dittmer D., WuM., Welsh D. The 1993 Walter Hubert Lecture: The role of the p53 tumor-suppressor gene in tumorigenesis. Br. J. Cancer, 1994, v.69, p.404 - 416.

Levine A.J. p53, the celular gatekeeper for growth and division. Cell, 1997, v.88, p.323 - 331.

Li R. and Botcham M.R. The acidic transcriptional activation domains of VP 16 and p53 bind the cellular replication protein A and stimulate in vitro BPV-1 DNA replication. Cell, 1993, 73, 1207-1221.

Li R., Waga S., Hannon G.L., Beach D., Stillman B. Differential effects by the p21 CDK inhibitor on PCNA-dependent DNA replication and repair. Nature, 1994, 371, 534-537.

Li J.L., Teresky A.K., Levine A.J. Two critical hydrophobic amino acids in the amino-terminal domain of the p53 protein are required for the gain of function phenotypes of human p53 mutants. Oncogene, 1995, 10, 2387-2390.

Lin J., Chen J., Elenbaas B., Levine A.J. Several hydrophobic amino acids in the p53 amino-terminal domain are required for transcriptional activation, binding to mdm-2 and adenovirus 5 E1B 55-kD protein. Genes Dev., 1994, 8, 1235-1246.

Lin Y., Benchimol S. Cytokines inhibit p53-mediated apoptosis but not p53-mediated G1 arrest. Mol. Cell. Biol., 1995, 15, 6045-6054.

Linke S.P., Clarkin K.S., DiLeonardo A., Tsou A., Wahl G.M. A reversible p53-dependent G0/G1 cell cycle arrest induced by ribonucleotide depletion in the absence of detectable DNA damage. Genes Dev., 1996, 10, 934-947.

Liu, X., Miller, C. W., Koeffler, P.H., and Berk, A.J. The p53 activation domain binds the TATA box-binding polypeptide in Holo-TFIID, and a neighboring p53 domain inhibits transcription. Mol.Cell Biol., 1993, 13,3291-3300.

Liu J.-J., Chao J.R., Jiang M.G., Ng S.Y., Yan J.J.Y., Yang-Yen H.F. Ras transformation results in an elevated level of cyclin D1 and acceleration of G1 progression in NIH 3T3 cells. Mol. Cell Biol., 1995, 15, 3654-3663.

Livingstone, L.R., A.White, J.Sprouse, E.Livanos, TJacks, and T.D.Tlsty. Altered cell cycle arrest and gene amplification potential accompany loss of wild-type p53. Cell, 1992, 70, 923-935.

Lotem J., Sachs L. Interpheron-gamma inhibits apoptosis induced by wild-type p53, cytotoxic anti-cancer agents, and viability factor deprivation in myeloid cells. Leukemia, 1995, 9, 685692.

Lowe S. and Ruley H.E. Stabilization of the p53 tumor suppressor is induced by adenovirus 5 El A and accompanies apoptosis. Genes & Dev., 1993, 7, 535-545.

Lowe S.W., Schmitt E.M., Smith S.W., Osborne B.A., Jacks T. p53 is required for radiation-induced apoptosis in mouse thymocytes. Nature (London), 1993, 362, 847-849.

Lozzio C.B., Lozzio R.B. Human chronic myelogenous leukaemia cell line with positive Philadelphia chromosome. Blood, 1975, v.45, p.321-334.

Lu, S.J., Rowan, S., Bani, M.R., and Ben David, Y. Retroviral integration within the Fli-2 locus results in inactivation of the erythroid transcription factor NF-E2 in Friend erythroleukemias: evidence that NF-E2 is essential for globin expression. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A., 1994, 91, 8398-8402.

Lu H. And Levine A.J. Human TAF31 protein is a trascriptional coactivator of the p53 protein. Proc. Natl. Acad. Sei., 1995, 92, 5154-5158.

Lubbert M., Miller C.W., Kahan J., Koefer H.P. Expression, methylation and chromatin structure of the p53 gene in untransformed and human T-cell leukemia virus type I-transformed human T-lymphocytes. Oncogene, 1989, 4, 643-651.

Luo Y., Hurwitz J., Massague J. Cell-cycle inhibition by independent CDK and PCNA binding domain in p21/Cipl. Nature, 1995, 374, 159-161.

Luria S.E., Delbrück M. Imutation of bacteria from virus sensetivity to virus resistance. Genetics, 1941, v.28, p.491-511.

Machelsky L.M. and Hall A. Rho: a connection between receptor signalling and the cytoskeleton. Cell Biol., 1996, 6, 304-310.

MalkinD., Li F.P., Strong L.C., Fraumeni J.F., Nelson C.E., Kim D.H., Kassel J., GrykaM., Bishoff F.Z., Tainsky M.A., Friend S.H. Germ line p53 mutations in a familial syndrome of breast cancer, sarcomas, and other neoplasms. Science, 1990, 250, 1233-1238.

Maltzman W. and Czyzyk L. UV irradiation stimulates levels of p53 cellular tumor antigen in nontransformed mouse cells. Mol. Cell Biol., 1984, 4, 1689-1694.

Momberg D., Haas K., Moroy 71, Niedenthai R., Hegemann J.H., Funk M., Muller R. Uncoupling of DNA replication and cell cycle progression by human cyclin E. Oncogene, 1996, 13, 2493-2497.

Manne V., Bekesi E., KungH.F. Ha-ras proteins exhibit GTPase activity: point mutations that activate Ha-ras gene products result in decreased GTPase activity. Proc., Natl., Acad. Sei., 1985, 82, 376-380.

Mansour S.J., Matten W.T., Hermann A.S., Candia J.M., Rong S., Fukasawa K, Vande Woud G.F., Ahn N.G. Transformation of mammalian cells by constitutively active MAP kinase kinase. Science, 1994, 265, 966-970.

MaraisR., Light Y., Pater son H.F., Marshall C.J. Ras recruits Raf-1 to the plasma membrane for activation by tyrosine phosphorylation. EMBO, 1995, 14,3136-3145.

MarinM.C., Fernandes A., BickRJ., Brisbay S., BujaL.M., SnuggsM., McConkey D.J., von Eschenbach A.C., Keating M.J., McDonnell T.J. Apoptosis suppression by bcl-2 is correlated with the regulation of nuclear and cytosolic Ca2+. Oncogene, 1996, 12, 22592266.

Marks, J.R., Davidoff, A.M., Kerns, B.J., Humphrey, P.A., Pence, J.C., Dodge, R.K, Clarke Pearson, D.L., Iglehart, J.D., Bast, R.C.,Jr., and Berchuck, A. Overexpression and mutation of p53 in epithelial ovarian cancer. Cancer Res. 51:2979-2984, 1991.

Marshall C.J. Specificity of receptor tyrosine kinase signalling: transient versus sustained extracellular signal-regulated kinase activation. Cell, 1995, 80, 179-185.

Marshall C.J. Ras effectors. Curr. Opin. Cell Biol, 1996, 8, 197-204.

Martinez J., Georgoffl, Martinez J., Levine A.J. Cellular localization and cell cycle regulation by a temperature-sensitive p53 protein. Gen. Development, 1991, 5, 151-159.

MasudaH., Miller C., Koefer H.P., Battifora H., ClineM.J. Rearrangement of the p53 gene in human osteogenic sarcomas. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987, 84, 7716-7719.

Matlashevski G., Lamb P., Pim D., Peacock J., Crawford L., Benchimol S. Isolation and characterization of a human p53 cDNA clone: expression of the human p53 gene. EMBO, 1984, 3, 3257-3262.

McKay I.A., Marshall C.J., Cales C., Hall A. Transformation and stimulation of DNA synthesis in NIH-3T3 cells are a titratable function of normal p21N"ras expression. EMBO J., 1986, v.5, p.2617-2621.

McGrath J.P., Capon D.J., Smith D.H. Structure and organization of the human Ki-ras proto-oncogene and a related processed pseudogene. Nature, 1983, 304, 501-506.

MeekD. Post-translational modification of p53. Semin. Cancer Biol., 1994, 5, 203-210.

MekeelK.L., Tang W., Kachnic L.A., Luo C-M., DeFrank J.S., Powel S.N. Inactivation of p53 results in high rates of homologous recombination. Oncogene, 1997, 14, 1847-1857.

Mercer W. E., Shields M.T., Amin M., Sauve G.J., Appella E., Romano J.W., Ullrich S.J. Negative growth regulation in a glioblastoma tumor cell line that conditionally expresses human wild-type p53. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, 87, 6166-6170.

Miller S.D., Farmer G., Prives C. p53 inhibits DNA replication in vitro in a DNA-binding-dependent manner. Mol. Cell Biol., 1995, 15, 6554-6560.

Milne D.M., Campbell D.G., Caudwell F.B., Meek D.W. Phosphorylation of the tumor suppressor protein p53 by mitogen-activated protein kinases. J. Biol. Chem., 1994, 269, 9253-9260.

Milne DM., CampbellL.E., CampbellD.G., MeekD. W. p53 is a phosphorylated in vitro by an ultraviolet radiation-induced protein kinase characteristic of the c-jun kinase, JNK1. J. Biol. Chem., 1995, 270, 5511-5518.

Mitsudomi T., Steinberg S.M., Nau M.M., Carbone D., D'Amico D., Bodner S., Oie H.K., Linnoila R.I., Mulshine J.L., Minna J.D., Gazdar A.F. p53 gene mutation in non-small-cell lung and their correlation with the presence of ras mutations and clinical features. Oncogene, 1992, v.7, p.171-180.

Miyashita T., Harigai M., HanadaM., Reed J.C. Identification of a p53-dependent negative response element in the bcl-2 gene. Cancer Res., 1994a, 54, 3131-3135.

Miyashita T., Krajewsky S., Krajewska M., Wang H.G., Lin H.K., Lieberman D.A., Hoffman B., Reed J.C. Tumor suppressor p53 is a regulator of bcl-2 and bax gene expression in vitro and in vivo. Oncogene, 1994b, 9, 1799-1805.

Miyashita T. and Reed J.C. Tumor suppressor p53 is a direct transcriptional activator of the human bax gene. Cell, 1995, 80, 293-299.

Molinari M., Okorokov A.L., Milner J. Interaction with damaged DNA induces selective proteolytic cleavage of p53 to yield 40 kDa and 35 kDa fragments competent for sequence-specific DNA binding. Oncogene, 1996, v. 13, p.2077-2086.

Moll U.M., Riou G., Levine A.J. Two distinct mechanisms alter p53 in breast cancer: Mutation and nuclear exclusion. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992, v.89, p.7262-7266.

Moll U.M., LaQuaglia M., Benard J., Riou G. Wild-type protein undergoes cytoplasmic sequestration in undifferentiated neuroblastomas but not in differentiated tumors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995, v.92, p.4407-4411.

MomandJ., Zambetti G.P., OlsonD.C., George D., Levine A.J. The mdm-2 oncogene product forms a complex with the p53 protein and inhibits p53 mediated transactivation. Cell, 1992, v.69, p. 1237- 1245.

Mosner J., Mummenbrauer T., Bauer C., Sczakiel G., Grosse F., Deppert W. Negative feedback regulation of wild-type p53 biosynthesis. EMBOJ., 1995, 14, 4442-4449.

Mumberg D., Haas K., Moroy T., Niedenthal R., Hegemann J.H.H., Funk M., Muller R. Uncoupling of DNA replication and cell cycle progression by human cyclin E. Oncogene, 1996, 13, 2493-2497.

Naumovski L. and Cleary M.L. The p53-binding protein 53BP2 also interacts with Bcl2 and impedes cell cycle progression at G2/M. Mol. Cell Biol., 1996, 16, 3884-3892.

Nelson W.G. andKastan M.B. DNA srtand breaks: the DNA template alterations that trigger p53-dependent DNA damage response pathways. Moll. Cell. Biol., 1994, 14, 1815-1823.

Newcomb E. W. p53 gene mutation in lymphoid disease and their possible relevance to drug resistance. Leuk. Lymphoma, 1995, 17, 211-221.

Niewolik D., VojtesekB., Kovaric J. p53 derived from human tumour cell lines and containing distinct point mutations can be activated to bind its consensus target sequence. Oncogene, 1995, 10, 881-890.

Nigro J.M., Baker S.J., Preisinger A.C., Hostetter R., Cleary K., Bigner S.H., Davidson N., Baylin S., Devi lee P., Glover T., Collins F.S., Weston A., Modali R, Harris C.C., Vogelstein B. Mutations in the p53 gene occur in diverse human tumor types. Nature, 1989, v.342, p.705 - 708.

Nikiforov M.A., HagenK., Ossovskaya VS., Connor T.M.F., Lowe S., Deichman G.I., Gudkov A.V. p53 modulation of anchorage independent growth and experimental metastasis. Oncogene, 1996, 13, 1709-1719.

NikiforovM.A., KwekS.S.S., MehtaR., Artwohl J.E., Lowe S.W., Gupta T.D., Deichman G.I., Gudkov A. V. Suppression of apoptosis by bcl-2 does not prevent p53-mediated control of experimental metastasis and anchorage dependence. Oncogene, 1997, 15, 3007-3012.

Noguchi K., Nakajima M., NaitoM., Turuo T. Inhibition by differentiation-inducing agents of wild-type p53-dependent apoptosis inHL-60 cells. Jpn. J. Cancer Res., 1995, 86, 217-223.

Okamoto K., and Beach D. Cyclin G is a transcriptional target of the p53 tumor suppressor protein. EMBO J., 1994, 13, 4816-4822.

Okasaki K. and Sagata N. MAP kinase activation is essential for oncogenic transformation of NIH3T3 cells by Mos. Oncogene, 1995, 10, 1149-1157.

Okorokov A.L., Ponchel F., Milner J. Induced N- and C-terminal cleavage of p53: a core fragment of p53, generated by interection with damaged DNA, promotes cleavage of the N-terminus of full-length p53, whereas ssDNA induces C-terminal cleavage of p53. EMBO, 1997, v. 16, p.6008-6017.

Oliner J.D., Kinzler K.W., Mettrer P.S., George D.L., Vogelstein B. Amplification of a gene encoding a p53-assosiated protein in human sarcomas. Nature, 1992, 358, 80-83.

Olson D.C., Marechal V, Momand J., Chen J., Romocki C., Levine A.J. Identification and characterization of multiple mdm-2 proteins and mdm-2-p53 protein complexes. Oncogene, 1993, 8, 2353-2360.

Oltvai Z.N., Milliman C.L., Korsmeyer S.J. Bcl-2 heterodimerizes in vivo with a coserved homolog, Bax, that accelerates programmed cell death. Cell, 1993, 74, 609-619.

Ossovskaya VS., Mazo I.A., Chernov M.V., Chernova O.B., Strezovska Z., Kondratov R., Stark G.R., Chumakov P.M., Gudkov A.V. Use of genetic suppressor elements to dissect

distinct biological effects of separate p53 domains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, 93, 10309-10314.

Owen-Shaub L.B., Zhang W., Cusack J.C., Angelo L.S., Santee S.M., Fujiwara T., RothJ.A., Deisseroth A.B., Zhang W.-W., Kruzel E., Radinsky R. Wild-type human p53 and a temperature-sensitive mutant induce fas/APO-1 expression. Mol. Cell Biol., 1995, 15, 3032-3040.

Ozkinay C., Mitelman F. A simple trypsin-Giemsa technique producing simultaneous G- and C-banding in human chromosomes. Hereditas, 1979, v. 90, p. 1-4.

Parada L.F., LandH., Weinberg R.A., WolfD., Rotter D. Cooperation between gene encoding p53 tumor antigen and ras in cellular transformation. Nature, 1984, v.312, p.649 - 651.

Park D. J., NakamuraH., Chumakov A.M., .SaidJ.N., Miller C.W., Chen D.L., Koeffler H.P. Transactivational and DNA binding abilities of endogenous p53 in p53 mutant cell lines. Oncogene, 1994, 9, 1899-1906.

Pavletich N.P., ChambersK.A., Pabo C.O. The DNA-binding domain of p53 contains the four conserved regions and the major mutation hot spots. Genes Dev., 1993, 7, 2556-2564.

Peng C.-Y., Graves P.R., ThomaRS., Wu Z., Shaw A.S., Piwnica-Worms H. Mitotic and G2 checkpoint control: regulatio of 14-3-3 protein binding by phosphorylation of Cdc25C on serine-216. Science, 1997, 277, 1501-1505.

Perry M.E., Piette J., Zawadzki J.A., Harvey D., Levine A.J. The mdm-2 gene is induced in response to UV light in a p53-dependent manner. Proc. Natl. Acad. Sci., 1993, 90, 1162311627.

Peeper D.S., Upton T.M., Ladha M.H., Neuman E., Zalvide J., Bernards r., DeCaprio J.A., Ewen M.E. Ras signalling linked to the cell-cycle machineiy by the retinoblastoma protein. Nature, 1997,386, 177-181.

PocardM., Chevillard S., VillaudyJ., Poupon M.F., Dutrillaux B., Remvikos Y. Different p53 mutations produce distinct effects on the ability of colon carcinoma cells to become blocked at the Gl/S boundary after irradiation. Oncogene, 1996, 12, 875-882.

Polyak K., Xia Y., Zweier J.L., Kinzler K.W., Vogelstein B. A model for p53-induced apoptosis. Nature, 1997, v.389, p.300-305.

Powell S.N., DeFrank J.S., Cornell P., Eogan M., Preffer F, Dombkowski D., Tang W., Friend S. Differential sensitivity of p53(-) and p53(+) cells to caffeine-induced radiosensitization and override ofG2 delay. Cancer Res., 1995, v.55, p. 1643-1648.

Prives C. andManfredi I.J. The p53 tumour suppressor protein: meeting review. Genes Dev., 1993, 7, 529-534.

Prives C. How loops, P sheets, and a helices help us to understand p53. Cell, 1994, 78, 543546.

Purdie C.A., Harrison D.J., Peter A., Dobbie L., White S., Howie S.E.M., Salter D.M., Bird C.C., Wyllie A.H., Hooper M.L., Clarke A.R. Tumour incidence, spectrum and ploidy in mice with a large deletion in the p53 gene. Oncogene, 1994, 9, 603-609.

Qiu R.-G., Chen J., Kirn D., McCormick F., Symons M. An essential role for Rac in Ras transformation. Nature, 1995, 374, 457-459.

Ray croft L., Wu II., Lozano G. Transcriptional activation by wild-type but not transforming mutants of the p53 anti-oncogene. Science, 1990, 249, 1049-1051.

Reddy E.P., Reynolds R.K., Santos E., Barbacid M. A pointmutation is responsible for the acquisition of transforming propeties by the T24 human bladder carcinoma oncogene. Nature, 1982, 300, 149-152.

Reed M., Woelker B., Wang P., Wang Y, Anderson M.E., Tegtmeyer P. The C-terminal domain of p53 recognizes DNA damaged by ionizing radiation. Proc. Natl. Acad. Sci., 1995, 92, 9455-9459.

Reisman D., Greenberg M., Rotter V. Human p53 oncogene contains one promoter upstream of exon 1 and second stronger promoter within intron 1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988, 85, 5146-5150.

Reisman D. and Rotter V. Two promoters that map to 5'-sequences of the human p53 gene are differentially regulated during terminal differentiation of human myeloid leukemic cells. Oncogene, 1989, 4, 945-953.

Ribeiro J.C.C., Hanley JR., Russell P.J. Studies of X-irradiated bladder cancer cell lines showing differences in p53 status: absence of a p53-dependent cell cycle checkpoint pathway. Oncogene, 1996, 13, 1269-1278.

RodenhuisM. ras and human tumors. Semin. Cancer Biol., 1992, 3, 241-247.

Rodrigues-Viciana P., Warne P.H., Dhand R., Vanhaesebroeck b., Gout I., Fry M.J., Waterfield M.D., Downward J. Phosphatidylinositol-3-OH kinase as a direct target of Ras. Nature, 1994, 370 527-532.

Rommel C, Rctdziwill G, Lovric J, Noeldeke J, Heinicke T., Jones D, Aitken A andMoelling K. Negative regulation of Raf activity by binding of 14-3-3 to the amino terminus of Raf in vivo. Oncogene, 1996, 12, 609-619.

Rovinsky B. and Benchimol S. Immortalization of rat embryo fibroblasts by the cellular p53 oncogene. Oncogene, 1988, 2, 445-452.

Ruley H.E. Adenovirus early region 1A enables viral and cellular transforming genes to transform primary cells in culture. Nature, 1983, 304, 602-606.

Ruley H.E. Transforming collaborations between ras and nuclear oncogenes. Cancer Cells, 1990, 2, 258-268.

RusselKJ., Wiens L.W., Demers G.W., Galloway D. A., PlonS.E., GrudineM. Abrogation of the G2 checkpoint-deficient and G1 checkpoint-competent cells. Cancer Res., 1995, v.55, p.1639-1642.

Ryan J.J., Danish R., Gottlieb C.A., Clarke M.F. Cell cycle analysis of p53 induced cell death in murine erythroleukemia cells. Mol. Cell Biol., 1993, 13, 711-719.

Sabbatini P., Chiou S.K., Rao L., White E. Modulation of p53-mediated transcriptional repression and apoptosis by the adenovirus E1B 19K protein. Mol. Cell Biol., 1995, 15, 1060-1070.

Sabbatini P., Lin J., Levine A.J., White E. Essential role for p53-mediated transcription in ElA-induced apoptosis. Genes Dev., 1995, 9, 2184-2192.

Sablina A.A., Ilyinskaya G.V., Rubtsova S.N., Agapova L.S., Chumakov P.M., Kopnin B.P. Activation of p53 mediated cell cycle checkpoint in response to micronuclei formation. J. Cell Sci., 1998.

Sakamuro d., Sabbatini P., White E., Prendergast G.C. The polyproline region of 53 is required to activate apoptosis but not growth arrest. Oncogene, 1997, 15, 887-898.

Sands A.T., Suraokar M.B., Sancher A., Marth J.E., Donehower L.A., Bradley A. p53 deficiency does not affect the accumulation of point mutations in a transgene target. Proc. Natl. Acad. Sci., 1995, 92, 8517-8521.

Satoh T., Endo M., NakaffukuM., Akiyama T., Yamamoto T., Kaziro Y. Accumulation of p21ras.GTP in response to stimulation with epidermal growth factor and oncogene products with tyrosine kinase activity. Proc. Natl. Acad. Sci., 1990, 87, 7926-7929.

Satoh T., Endo M., Nakafuku M., Nakamura S., Kaziro Y. Plateled-derived growth factor stimulates formation of active p21ras.GTP complex in Swiss mouse 3T3 cells. Proc. Natl. Acad. Sci., 1990, 87, 5993-5997.

Satoh T., Nakaffuku M, Miyajima A., Kaziro Y. Involvement of ras p21 protein in signal-transduction pathways from interleukin-2, interleukin-3 and granulocyte/macrophage colony-stimulating factor, but not from interleukine-4. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, 88, 3314-3318.

Serrano M., Gomez-Lahoz E., DePinho R.A., Beach D., Bar-Sagi D. Inhibition of ras-induced proliferation and cellular transformation by pl6/INK4. Science, 1995, 267, 249-252.

Serrano M., Lin A.W., McCurrach M.E., Beach D., Lowe S.W. Oncogenic ras provokes premature cell senescence associated with accumulation of p53 and pl6/inkl4a. Cell, 1997, 88, 593-602.

Shaulsky G., Goldfinger N., ToskyM.S., Levine A.J., Rotter V. Nuclear localization is essential for the activity of p53 protein. Oncogene, 1991, 6, 2055-2065.

Shaulian E., Zauberman A., Ginsberg D., Oren M. Identification of a minimal transforming domain of p53: negative dominance through abrogation of sequence-specific DNA binding. Mol. Cell Biol, 1992, 12, 5581-5592.

Shaulian E., Resnitzky D., Shijman 0., Blandino G., Amsterdam A., Yayon A., Oren M. Induction of Mdm2 and enhancement of cell survival by bFGF. Oncogene, 1997, 15, 27172725.

Shaw P., Tardy S., Benito E., ObradorA., Costa G. Occurrence ofKi-ras and p53 mutations in primary colorectal tumors. Oncogene, 1991, v.6, p.2121-2128.

ShefnerM., Werness B., Huibregtse J., Levine A., Howley P. The E6 oncoprotein encoded by human papillomavirus types 16 and 18 promotes the degradation of p53. Cell, 1991, 63, 1129-1136.

Sheikh M.S., Chen Y.Q., Smith M.L., Fornace Jr A.J. Role of p21/wafl/cipl in cell death and repair as studied using a tetracycline-inducible system in p53-deficient cells. Oncogene, 1997, 14,1875-1882.

Sherr C.J. and Roberts J.M. Inhibitors of mammalian G1 cyclin-dependent kinases. Genes Dev., 1995, 9, 1149-1163.

Sherr C.J. Cancer cell cycles. Science, 1996, 274, 1672-1677.

Shigesada K., Stark G.R., Maley J. A., Niswander L.A., Davidson J.N. Construction of a cDNA to the hamster CAD gene and its application toward defining the domain for aspartate transcarbamilase. Mol. Cell Biol., 1985, 5, 1735-1742.

Shin K-H. Tannyhill R.J., Liu X., Park N-H. Oncogenic transformation of HPV-immortalized human oral keratinocytes is associated with the genetic instability of cells. Oncogene, 1996, 12, 1089-1096.

Shivji M.K.K., Kenny M.K., Wood R.D. Proliferating cell nuclear antigen is required for DNA excision repair. Cell, 1992, 69, 367-374.

Slebos R.J.C., Lee M.H., Plunkett B.S., Kessis T.D., Williams B.O., Jacks T., Hedrick L., Kastan M.B., Cho K.R. p53- dependent G1 arrest involves pRB-related proteins and is disrupted by the human papillomavirus 16 E7 oncoprotein. Proc. Natl. Acad. Sci., 1994, 91, 5320-5324.

Smith M.R., DeGubicus S.J., Stacey D.W. Requirement for c-ras proteins during viral oncogene transformation. Nature, 1986, 320, 540-543.

Smith M.L., Chen I.-T., Zhan Q., Bae I., Chen C.-Y., Gilmer T.M., Kastan M.B., O'Connor P.M., Fornace A.J. Interaction of the p53-regulsted protein Gadd45 with proliferating cell nuclear antigen. Science, 1994, 266, 1376-1380.

Smith M.L., Chen I.T., Zhan Q., O'Connor P.M., Fornace A.J.J. Involvement of the p53 tumor suppressor in repair of u.v.-type DNA damage. Oncogene, 1995, v. 10, p. 1053-1059.

SodduS., Blandino G., Scardigli R., Martinelli R., RizzoM.G., CrescenziM., Sacchi A. Wildtype p53 induces diverse effect in 32D cells expressing different oncogenes. Mol. Cell Biol, 1996, 16, 487-495.

Soussi T., Car on de Formental C., Mechali M., May P., Kress M. Cloning and characterization of a cDNA from Xenopus laevis coding for a protein homologous to human and murine p53. Oncogene, 1987, v.l, p.71 - 78.

Soussi T., Car on de Formental C., May P. Structural aspects of the p53 protein in relation to gene evolution. Oncogene, 1990, 5, 945-952.

Soussi T, Legros Y., Lubin R., Ory K, Schlichtholz B. Multifactorial analysis of p53 alteration in human cancer: a review. Int. J.Cancer, 1994, 57, 1-9.

Srinivasan, R., Roth, J.A., and Maxwell, S.A. Sequence-specific interaction of a conformational domain of p53 with DNA. Cancer Res., 1993, 53, 5361-5364.

Stark G.R. Regulation and mechanisms of mammalian gene amplification. Adv. Cancer Res., 1993, v.61, p.87-113.

Stewart N, Hicks GG, Paraskevas F and Mowat M. Evidence for a second cell cycle block at G2/M by p53. Oncogene, 1995, 10, 109-115.

Stenger J.E., Mayr G.A., Mann K., Tegtmeyer P. Formation of stable p53 homotetramers and multiples of tetramers. Mol. Carcinogen., 1992, 5, 102-106.

StokoeD., Macdonald S.G., Cadwallader K., SymonsM., Hancock J.F. Activation ofRas as a result of recruitment to the plasma membrane. Science, 1994, 264, 1463-1467.

Strauss, B.E., Shivakumar, C., Deb, S.P., Deb, S., and Haas, M. The MDR1 downstream promoter contains sequence-specific binding sites for wild-type p53. Biochem.Biophys.Res.Commun. 217:825-831, 1995.

Stromskaya T.P., Grigorian I.A., Ossovskaya V.S., Rybalkina E.Y., Chumakov P.M., Kopnin B.P. Cell specific effects of ras oncogene and proteine kinase C agonist TPA on P-glycoprotein function. FEBSLett., 1995, 368, 373-376.

Sturzbecher H.-W., Donzelmann B., Henning W., Knippchild U., Buchhop S. p53 is linked directly to homologous recombination processes via RAD51/RecA protein interaction. EMBO, 1996, 15, 1992-2002.

Sun H., Tonks N.K., Bar-Sagi D. Inhibition of Ras-induced DNA synthesis by expression of the phosphatase MKP-1. Science, 1994, 266, 285-288.

Sun X. -F., Johannsson O., Hakansson S., Sellberg G., Nordenskjold B., Olsson H., Borg A. A novel p53 germline alteration identified in a late onset breast cancer kindred. Oncogene, 1996, 13,407-411.

Sun Y., Bian J., Wang Y., Jacobs C. Activation of p53 transcriptional activity by 1,10-phenanthroline, a metal chelator and redox sensitive compaund. Oncogene, 1997, 14, 385393.

TanakaN., IshiharaM., KitagawaM., HaradaH., Kimura T., Matsuyama T., Lamphier M.S., Aizawa S., Mak T.W., Taniguchi T. Cellular commitment to oncogene-induced transformation or apoptosis is dependent on the transcription factor IRF-1. Cell, 1994, 77, 829-839.

Takenaka I., Morin F, Seizinger B.R., Kley N. Regulation of the sequence-specific DNA binding function of p53 by protein kinase C and protein phosphatases. J. Biol. Chem., 1995, 270, 5405-5411.

Tamura, G., Kihana, T., Nomura, K., Terada, M., Sugimura, T., and Hirohashi, S. Detection of frequent p53 gene mutations in primary gastric cancer by cell sorting and polymerase chain reaction single-strand conformation polymorphism analysis. Cancer Res., 1991, 51, 3056-3058.

Thut C., Chen J.L., Klemm R., Tjian R. p53 transcriptional activation mediated by coactivators TAFII40 and TAFII60. Science, 1995, 267, 100-104.

Thut C.J., Goodrich J. A., Tjian R. Repression of p53-mediated transcription by MDM2: a dual mechanism. Genes Dev., 1997, 11, 1974-1986.

Tishler, R.B., Calderwood, S.K., Coleman, C.N., and Price, B.D. Increases in sequence specific DNA binding by p53 following treatment with chemotherapeutic and DNA damaging agents. Cancer Res., 1993, 53, 2212-2216.

Traverse S., Cohen P., Paterson H., Marshall C.J., Rapp U., Grand R.J.A. Specific assotiation of activated MAP kinase kinase kinase (Raf) with the plasma membranes of ras-transformed retinal cells. Oncogene, 1993, 8, 3175-3181.

Tsang N.-M., Nagasawa H., Li C., Little J. Abrogation of p53 function by transfection of HPV16 E6 gene enhances the resistance of human diploid fibroblasts to ionizing radiation. Oncogene, 1995, 10, 2403-2408.

Tsukada T., Tomooka Y., Takai S., Ueda Y., Nishikawa S., Yagi T., Tokunaga T., Takeda N., Suda Y, Abe S., Matsuo I., Ikawa Y., Aizawa S. Enhanced proliferative potential in culture of cells from p53-deficient mice. Oncogene, 1993, v.8, p.3313-3322.

Unger T., Nau M.M., Segal S., Minna J.D. p53: a transdominant regulator of transcription whose function is ablated by mutations occurring in human cancer. EMBO J., 1992, 11, 1383-1390.

Van den Heuvel S. and Harlow E. Distinct role for cycline-dependent kinases in cell cycle control. Science, 1993, 262, 2050-2054.

Vaziri H., West M.D., Allsopp R.S., Davison T.S., Wu Y.-S., Arrowsmith C.H., Poirier G.G., Benchimol S. ATM-dependent telomere loss in aging human diploid fibroblasts and DNA damage lead to the post-translational activation of p53 protein involving poly(ADP-ribose) polymerase. EMBO, 1997, v.16, p.6018-6033.

Vogel U.S., Dixon R.A.F., Schaber M.D., Diehl R.E., Marshall M.S., Scolnick E.M., Sigal I.S., Gibbs J.B. Cloning of bovine GAP and its interaction with oncogenic ras p21. Nature (Lond.), 1988, 335, 90-93.

VogelsteinB., KinzlerK.W. p53 function and disfunction. Cell, 1992, 70, 523-526.

Vogelstein, B. and Kinzler, K. W. Tumour-suppressor genes. X-rays strike p53 again [news; comment]. Nature, 1994, 370, 174-175.

Waga S., Hannon G.J., Beach D., Stillman B. The p21 inhibitor of cyclin-dependent kinases controls DNA replication by interaction with PCNA. Nature, 1994, 369,574-578.

Wagner A. J., Kokontis J.M., Hay. Myc-mediated apoptosis requires wild-type p53 in a manner independent of cell cycle arrest and ability of p53 to induce p21/wafl/cipl. Genes Dev.,

1994, 8, 2817-2830.

Waldman T, Lengauer C, Kinzler K and Vogelstein B. Uncoupling of S phase and mitosis induced by anticancer agents in cells lacking p21. Nature, 1996, 381, 713-716.

Walker K.K. andLevine A.J. Identification of a novel p53 functional domain wich is necessary for efficient growth suppression. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, 93, 15335-15340.

WangY., ReedM., Wang P., Stenger J.E., Mayr G.,Anderson M.E., Schwedes J.F., Tegtmeyer P. p53 domains: identification and cherecterization of two autonomous DNA-binding regions. Genes & Development, 1993, 7, 2575-2586.

WangX.W., Forrester K., Yeh H., FeitelsonM.A., Gu J.-R., Harris C.C. Hepatitis B virus X protein inhibits p53 sequence-specific DNA binding, transcriptional activity, and assotiation with transcription factor ERCC3. Proc. Natl. Acad. Sci., 1994, 91, 2230-2234.

Wang Y. and Prives C. Increased and altered DNA binding of human p53 by S and G2/M but not G1 cyclin-dependent kinase. Natnre, 1995, 376, 88-91.

WangX.W., YehH., SchaefferL., Roy R., Moncollin V., EglyJ.-M., Wang Z., FriedbergE.C., Evans M.K., Taffe B.G., Bohr V.A., Weeda G., Hoeijmakers J.H.J., Forrester K., Harris C.C. p53 modulation of TFIIH-assotiated nucleotide excision repair activity. Nature Genet.,

1995, 10, 188-193.

Wang H.-G., Rapp U.R., Reed J.C. Bcl-2 targets the protein kinase Raf-1 to mitochondria. Cell, 1996, 87, 629-638.

Wartmann M, Davis R.J. The native structure of the activated raf protein kinase is a membrane-bound multi-subunit complex. J. Biol., Chem., 1994, 269, 6695-6701.

Waterman J.L., ShenkJ.L., Halazonetis T.D. The dihedral symmetry of the p53 tetramerization domain mandates a conformational switch upon DNA binding. EMBO J., 1995, 14, 512519.

Weinberg R.A. Oncogenes, antioncogenes, and the molecular bases of multistep carcinogenesis. Cancer Res., 1989, 49, 3713-3721.

WeintraubH., Hauschka S., Tapscott S.J. The MCK enhancer contains a p53 responsive element. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, 88, 4570-4571.

Wennstrom S., Hawkins P., Cooke F., Hara K., Yonezawa K., Kasuda M., Jackson T., Claesson W.L., Stephens L. Activation of phosphoinositide 3-kinase is required for PDGF-stimulated membrane ruffling. Curr. Biol., 1994, 4, 385-393.

Werness B.A., Levine A.J., Howlay P.M. Association of human papillomavirus types 16 and 18 E6 proteins with p53. Science (Washington DC), 1990, 248, 76-79.

White A.E., Livanos E.M., Tlsty T.D. Differential disruption of genomic integrity and cell cycle regulation in human fibroblasts by the HPV oncoproteins. Genes. Dev., 1994, v.8, p.667-677.

White E. Life, death, and the pursuit of apoptosis. Genes Dev., 1996, 10, 1-15.

Winston J.T., Coats S.R., Wang Y.-Z., Pledger W.J. Regulation of the cell cycle machinery by oncogenic Ras. Oncogene, 1996, 12, 127-134.

Whitehead R.H., Macrae F.A., St. John D.J.B., Ma J. A colon cancer cell line (LIM1215) derived from a patient with inherited nonpolyposis colorectal cancer. J. Natl. Cancer Inst., 1985, 74, 759-765.

Wright E.C., Goldgar D.E., Fain P.R. A genetic map of human chromosome 17p. Genomics, 1990, 7, 103-109.

Wyllie, F.S., Haughton, M.F., Blaydes, J.P., Schlumberger, M., and Wynford-Thomas, D. Evasion of p53-mediated growth control occurs by three alternative mechanisms in transformed thyroid epithelial cells. Oncogene 10:49-59, 1995.

Wyllie A. Clues in the p53 murder mystery. Nature, 1997, v.389, p.237-238.

Wu X., Bayle J.H., Olson D., Levine A.J. The p53-mdm-2 autoregulatory feedback loop. Genes&Development, 1993, 7, 1126-1132.

Wu H. and Lozano G. NF-kappa B activation of p53. A potential mechanism for suppressing cell growth in response to stress. J.Biol.Chem., 1994, 269, 20067-20074.

Wu X. and Levine A.J. p53 and E2F-1 cooperate to mediate apoptosis. Proc. Natl. Acad. Sci., U.S.A., 1994, v.91, p.3602-3606.

Wu L., Bayle J.H., Elenbaas B., Pavletich N.P., Levine A.J. Alernatively spliced forms in the carboxy-terminal domain of the p53 protein regulate its ability to promote annealing of complementary single strands of nucleic acids. Mol. Cell Biol., 1995, 15, 497-504.

Xiao H., Pearson A., Coulombe B., Truant R., Zhang S., Regier J.L., Triezenberg S.J., Reinberg D., Flores O., Ingless C.J., Greenblatt J. Binding of basal transcription factor TFIM to the acidic activation domains of VP16 and p53. Mol. Cell Biol, 1994, 14, 70137024.

Xiong Y., Hannon G. J., Zhang H., Casso D., Kobayashi R., Beach D. p21 is a universal inhibitor of cyclin kinases. Nature, 1993, 366, 701-704.

Xiong Y, Zhang H., Beach D. Subunit rearrangement of the cyclin-dependent kinases is associated with cellular transformation. Genes Dev., 1°"*, 7, 1572-1583.

Yamamori B., Kuroda S., Shimizu K, Fukui K, Ohtsuku Takai Y. Purification of a Ras-dependent mitogen-activated protein kinase kinase ki. from brain cytosol and its identification as a complex ofB-Raf and 14-3-3 proteins. J. Chem., 1995, 270, 1172311726.

Yamaizumi, M. and Sugano, T. U.v.-induced nuclear accumulation ' p53 is evoked through DNA damage of actively transcribed genes independent of the cell 'e. Oncogene 9:27752784, 1994.

Yew, P.R. and Berk, A.J. Inhibition of p53 transactivation required fc ansformation by adenovirus early IB protein. Nature, 1992, 357, 82-85.

Yew P.R, Liu X., Berk A.J. Adenovirus Elb oncoprotein tethers a transcripi ' repression domain to p53. Genes Dev., 1994, 8, 190-202.

Yin Y, Tainsky M.A., BishoffF.Z., Strong L.C., Wahl G.M. Wild-type p53 restore H cycle control and inhibits gene amplification in cells with mutant p53 alleles. Cell, 1992, 937948.

Yonish Rouach E., Resnitzky D., Lote M.J., Sachs L., Kimchi A., Oren M. Wild-type t induces apoptosis of myeloid leukaemic cells that is inhibited by interleukin-6. Nature, 199. 352, 345-347.

Yonish-Rouach E., GrunwaldD., Wilder S., Kimchi A., May E., Lawrence J. J., May P., Oren M. p53 mediated cell death: relationship to cell cycle control. Mol. Cell Biol., 1993, 13, 1415-1423.

Yu Y., Li C.-Y., Little J.B. Abrogation of p53 function by HPV16 E6 gene delays apoptosis and enhances mutagenesis but does not alter radiosensitivity in TK6 human lymphoblast cells. Oncogene, 1997, 14, 1661-1667.

Yuan Z.-M., Huang Y., Whang Y, Sawyers C., Weichselbaum R, Kharbanda S., Kufe D. Role for c-Abl tyrosine kinase in growth arrest response to DNA damage. Nature, 1996, 382, 272-274.

Zaichuk, T.A., N.V.Kuznetsov, V.S.Ossovskaya, B.P.Kopnin, and P.M.Chumakov. Specific DNA-binding properties of p53 oncoprotein from human tumor cell lines. Proc. Russian Acad. Sci., 1993, 330, 386-389.

Zambetti G.P., Olson D., Labow M., Levine A.J. A mutant p53 protein is required for maintenance of the transformed phenotype in cells transformed with p53 plus ras cDNAs. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992, 89, 3952-3956.

Zambetti G.P., Bargonetti J., Walker K., Prives C., Levine A.J. Wild-type p53 mediates positive regulation of gene expression through a specific DNA-sequence element. Genes Dev., 1992, 6, 1143-1152.

Zambetti G.P., Levine A.J. A comparison of the biological activities of wild type and mutant p53. FASEBJ, 1993, v.7, p.855-865.

Zamzami N.. Marchetti P., Castedo M., Hirsch T., Susin S.A., Masse B., Kroemer G. Inhibitors of permeability transition interfere with the disruption of the mitochondrial transmembrane potentialduring apoptosis. FEBSLett., 1996, 384, 53-57.

Zauberman, A., Barak, Y., Ragimov, N., Levy, N., and Oren, M. Sequence-specific DNA binding by p53: identification of target sites and lack of binding to p53 - MDM2 complexes. EMBOJ., 1993, 12, 2799-2808.

Zauberman A., Lubp A., Oren M. Identification of p53 target genes through immune selection of genomic DNA: The cyclin G gene contains two distinct p53 binding sites. Oncogene, 1995, 10, 2361-2366.

Zhan Q., Carrier F., Fornace A.J. Induction of cellular p53 activity by DNA-damaging agents and growth arrest. Mol. Cell. Biol., 1993, 4242-4250.

Zhan Q., Fan S., Bae I., Guillouf C., Liebermann D.A., O'Connor P.M., Fornace A.J. Induction of bax by genotoxic srtress in human cells correlates with normal p53 status and apoptosis. Oncogene, 1994, 9, 3743-3751.

Zigmond S.H. Signal tranduction and actin filament organization. Curr. Opin. Cell Biol., 1996 8, 66-73.

Zhang W., Funk W.D., Wright W.E., Shay J. W., Deisseroth A.B. Novel DNA-binding of p53 mutants and their role in transcriptional activation. Oncogene, 1993, 8, 2555-2559.

Zhang W, Guo X.-Y., Hu G.-Y., Liu W.-B., Shay J.W., Deisseroth A.B. A temperature-sensitive mutant of human p53. EMBOJ., 1994, 13, 2535-2544.